EP1315822A2 - Vecteurs d'expression comprenant un fragment modifie de l'operon tryptophane - Google Patents

Vecteurs d'expression comprenant un fragment modifie de l'operon tryptophane

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Publication number
EP1315822A2
EP1315822A2 EP01947565A EP01947565A EP1315822A2 EP 1315822 A2 EP1315822 A2 EP 1315822A2 EP 01947565 A EP01947565 A EP 01947565A EP 01947565 A EP01947565 A EP 01947565A EP 1315822 A2 EP1315822 A2 EP 1315822A2
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
recombinant protein
sequence
interest
mutated
sequence seq
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Withdrawn
Application number
EP01947565A
Other languages
German (de)
English (en)
Inventor
Laurent Chevalet
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Pierre Fabre Medicament SA
Original Assignee
Pierre Fabre Medicament SA
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Pierre Fabre Medicament SA filed Critical Pierre Fabre Medicament SA
Publication of EP1315822A2 publication Critical patent/EP1315822A2/fr
Withdrawn legal-status Critical Current

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Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09—Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63—Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/70—Vectors or expression systems specially adapted for E. coli
    • C12N15/71—Expression systems using regulatory sequences derived from the trp-operon

Definitions

  • the invention relates to a construct for the expression of a gene coding for a recombinant protein of interest placed under the control of the tryptophan Ptrp operon in a prokaryotic host cell, which comprises directly downstream of the initiation codon a sequence nucleic acid with sequence SEQ ID No. 1 and downstream of this sequence a multiple cloning cassette intended to receive the gene coding for said recombinant protein of interest, at least one of the nucleotides of the sequence SEQ ID No. 1 being mutated or deleted so as to allow an overexpression of said recombinant protein.
  • the subject of the invention is also a vector containing such a construct, a prokaryotic host cell transformed by said vector, as is a method for producing a recombinant protein of interest using a construct according to the invention.
  • Bacterial cells are privileged hosts for the expression of recombinant proteins because they have limited nutritional requirements while being able to reach high growth densities, but also because they have been the subject of in the past. numerous investigations which have led to the generation of mutants of interest and various plasmid expression systems.
  • Escherichia coli E. coli
  • E. coli is the most used and best characterized organism if we judge by the abundant literature relating to the expression of proteins of prokaryotic or eukaryotic origin.
  • a messenger RNA must contain a sequence specifying the binding of the bacterial ribosome and allowing the initiation of translation. This sequence, called the Ribosome Binding Site (RBS), is located in an area covering the initiator codon.
  • RBS Ribosome Binding Site
  • Adenine-rich motifs immediately downstream of the initiation codon are favorable for the initiation of translation (Scherer, GFE, et al., Nucleic Acids Research, 8, 3895-3907, 1980; Chen, H., et al ., Journal of Molecular Biology, 240, 20-27, 1994b).
  • the AAA and GCU codons which are most frequent in the position of second codons Gold, L., 1988
  • GUIG or UUG sub-optimal
  • the present invention demonstrates the advantage in terms of translational efficiency of new nucleotide sequences carried by an expression vector, in the region of the "Ribosome Binding Site" (RBS), downstream of the tryptophan promoter (Ptrp).
  • RBS Ribosome Binding Site
  • Ptrp tryptophan promoter
  • CAT chloramphemcol acetyl transferase
  • a subject of the present invention is thus a construction for the expression of a gene coding for a recombinant protein of interest placed under the control of the promoter of the tryptophan Ptrp operon in a prokaryotic host cell comprising directly downstream of the codon of initiation of a nucleic sequence of sequence SEQ ID No. 1, and downstream of this sequence a multiple cloning cassette intended to receive the gene coding for said recombinant protein of interest, characterized in that at least one of the nucleotides of the sequence SEQ ID No. 1 is mutated or deleted so as to allow an overexpression of said recombinant protein.
  • recombinant protein of interest is intended to denote any protein, polypeptide or peptide obtained by genetic recombination, and capable of being used in fields such as that of human or animal health, cosmetology, animal nutrition, agro-industry or the chemical industry.
  • proteins of interest there may be mentioned in particular, but not limited to: - a cytokine and in particular an interleukin, an interferon, a tissue necrosis factor and a growth factor and in particular hematopoietic (G-CSF, GM - CSF), a human growth hormone or insulin, a neuropeptide;
  • a factor or cofactor involved in coagulation and in particular the NUI factor, von Willebrand factor, antithrombin III, protein C, thrombin and hirudin; - an enzyme and in particular trypsin, a ribonuclease and ⁇ -galactosidase;
  • an enzyme inhibitor such as ⁇ 1 antitrypsin and viral protease inhibitors
  • - a protein capable of inhibiting the initiation or progression of cancers, such as the expression products of tumor suppressor genes, for example the P53 gene; - a protein capable of stimulating an immune response or an antigen, such as for example the proteins, or their active fragments, of the membrane of bacteria Gram negative, in particular OmpA proteins from Klebsellia or protein G from human respiratory syncytial virus;
  • a protein capable of inhibiting a viral infection or its development for example the antigenic epitopes of the virus in question or altered variants of viral proteins capable of entering into competition with the native viral proteins;
  • - a protein capable of being contained in a cosmetic composition such as substance P or a superoxide dismutase; - a food protein and in particular a food;
  • nucleic sequence of sequence SEQ ID ⁇ ° 1 in which at least one of the nucleic acids is mutated or deleted so as to allow an overexpression of said recombinant protein is meant any sequence which comprises a deletion or a mutation of at least one nucleotide of the sequence SEQ ID N ° 1 which allows an overexpression of the recombinant protein, compared to the expression of said recombinant protein obtained using the sequence SEQ ID N ° 1 unmodified.
  • deletion is meant the elimination of one or more nucleotides at one or more nucleotide sites of the sequence SEQ ID No. 1.
  • the resulting sequence is shortened compared to that of origin.
  • mutation is meant the replacement of one nucleotide by another (A by C, G or T; C by A, G or T; G by A, C or T; T by A, C or G).
  • the resulting sequence is the same size as the original.
  • the overexpression that is to say the fact of obtaining an expression greater than that obtained without the modification downstream of the initiation codon can be determined in particular by using one of the following methods: i) migration by SDS-PAGE of the total proteins of the bacterium and revelation of the recombinant protein by staining with Comassie Blue or by Western blot; ii) assaying the recombinant protein by a method involving a specific antibody (Elisa); iii) enzymatic assay if the recombinant protein has a catalytic activity.
  • method ii) is used, detailed in Example III.
  • multiple cloning cassette is meant a nucleotide sequence containing one or more restriction sites, which sites can be used during steps of cloning the gene of interest downstream of the start codon.
  • said at least nucleotide of the sequence SEQ ID No. 1 is deleted so as to allow overexpression of said recombinant protein.
  • the invention also relates to a construction according to the invention in which said at least mutated or deleted nucleotide, preferably deleted, is located on the fragment of sequence SEQ ID No. 2 of the sequence SEQ ID No. 1. Another object of the invention The invention relates to the constructions in which said at least mutated or deleted nucleotide, preferably mutated, is located on the codon GTA and / or on the codon GCA and / or on the codon CTG of the sequence SEQ ID No. 1.
  • said sequence SEQ ID No. 1 of which at least one of the nucleotides is mutated or deleted has at least in position 1, 2 and 3, the nucleotide A.
  • At least one of the nucleotides, and preferably all the nucleotides, located between the nucleic sequence of sequence SEQ ID No 1 and the multiple cloning cassette intended to receive the gene coding for said protein recombinant of interest are deleted.
  • said sequence SEQ ID No. 1 of which at least one of the nucleic acids is mutated or deleted and all the nucleotides located between the nucleic sequence of sequence SEQ ID No. 1 and the multiple cloning cassette are completely deleted, so that the initiation codon is directly upstream of the multiple cloning cassette.
  • the constructs contain a nucleic sequence directly upstream of the chosen initiation codon among the sequences of sequence SEQ ID N ° 3, SEQ ID N ° 4, SEQ ID N ° 5, SEQ ID N ° 6, SEQ ID N ° 7, SEQ ID N ° 8, SEQ ID N ° 9 and SEQ ID N ° 10.
  • the invention comprises a construction according to the invention, characterized in that the prokaryotic host cell is a gram negative bacterium, preferably belonging to the species E. coli.
  • Another object of the invention relates to a vector containing a construct as defined above, just like a prokaryotic host cell, preferably belonging to the species E. coli, transformed by such a vector.
  • the present invention also relates to a process for the production of a recombinant protein of interest in a host cell using a construct as defined above.
  • the present invention also relates to a process for the production of a recombinant protein of interest according to the invention, in which said construct is introduced into a prokaryotic host cell, preferably by a vector as defined above.
  • a process for the production of a recombinant protein of interest according to the invention is preferred, characterized in that it comprises the following steps: a) cloning of a gene of interest in a vector according to the invention; b) transformation of a prokaryotic cell with a vector containing a gene coding for said recombinant protein of interest; c) culturing said transformed cell in a culture medium allowing expression of the recombinant protein; and d) recovering the recombinant protein from the culture medium or said transformed cell.
  • the invention further comprises a use of a prokaryotic construct, vector or host cell according to the present invention, for the production of a recombinant protein.
  • the invention relates to a use of a recombinant protein for the preparation of a medicament intended for administration to a patient in need of such treatment, characterized in that said recombinant protein is produced by a process for the production of a protein recombinant of interest according to the invention.
  • Figure 1 Map of the plasmid vector pTEXmpl ⁇ and sequence SEQ ID N ° 39 of the region 1-450 comprising the promoter / operator Ptrp, the region of the leader TrpL, the multiple cloning site mpl8 and the terminator of transcription.
  • Figure 2 Restriction map of the RBS region (Ribosome Binding Site) on the vector pTEXmpl 8 (SEQ ID No. 40).
  • Figure 3 Estimation on SDS-PAGE gel of CAT expression in bacteria transformed by the pTEXCAT or pTEXCAT4 vectors.
  • Figure 4 Comparative study of the expression of ⁇ -galactosidase from the vectors pTEX- ⁇ GAL and pTEX4- ⁇ GAL (kinetics in fermenter).
  • This example illustrates one of the aspects which led to the invention, and in particular the way in which the library of plasmid vectors carrying the tryptophan Ptrp promoter and randomly mutated upstream of the initiation codon is constructed.
  • the original vector is described in FIG. 1. It is a plasmid derived from pBR322 (Bolivar, F., et al., Gene, 2, 95-113, 1977) in which the promoter / operator Ptrp (1-298), followed by the sequence coding for the first 7 amino acids of the leader TrpL from E.
  • the reporter gene for chloramphenicol acetyl transferase is cloned at the ⁇ coRI and PstI sites of pTEXmpl 8.
  • the coding sequence of the cat gene is amplified by PCR at 1 using CATfor and CATrev oligonucleotides whose sequences are: CATfor: 5 '-CCGGAATTCATGGAGAAAAAAATCACTGG-3' (SEQ ID N ° 11)
  • SK (Stratagene, La Jolla, CA, USA).
  • the amplification product is deposited on agarose gel and purified according to the GeneClean method (BiolOl, La Jolla, CA).
  • the cloning of the insert in pTEXmpl 8 is verified after transformation in E. coli by the appearance of colonies developing on boxes of LB agar medium (Sambrook J., et al., Molecular cloning. A laboratory manual, 2 nd edition Plainview, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) in the presence of 30 ⁇ g / ml of chloramphenicol.
  • the sequence of the insert is confirmed by automatic sequencing using the “Dye Terminator” kit and the DNA sequencer 373A (Perkin ⁇ lmer Applied Biosystems, Foster City, CA).
  • the vector obtained is named pT ⁇ XCAT.
  • the insertion of RBS having a degenerate sequence upstream of the initiation codon is carried out by ligation of synthetic oligonucleotides at the Spel and ⁇ coRI sites of the vector pT ⁇ XCAT.
  • the region going from the Spel site to the ⁇ coRI site respectively in positions - 49 and + 28 (see FIG. 2) is deleted by enzymatic digestion and replaced by a heteroduplex formed by two partially degenerate synthetic oligonucleotides, hybrids between them.
  • oligonucleotides RanSDl / RanSD2 and RanSD3 / RanSD4 Two pairs of oligonucleotides are used, involving respectively the oligonucleotides RanSDl / RanSD2 and RanSD3 / RanSD4 whose sequences are: RanSDl: 5'CTAGTTAACTAGTACGCAAGTTCACGTAAANNNNNNNNNNNNNÎWNNNATG AAAGCAATTTTCGTACTGAATGCGG-3 '(S ⁇ Q ID NO: 13) RanSD2:
  • the four oligonucleotides were synthesized by MWG Biotech (Ebersberg, D) under conditions ensuring an equimolar distribution of the bases for each degeneration.
  • the number of combinations (4 16 or approximately 4.3 10 9 ) allows the screening of RBS which are optimized both from the point of view of their Shine-Dalgarno (SD) sequence, of the sequence located between the SD region and the d codon. initiation as well as in SD-ATG spacing. This library will be named (N 16 ) in the remainder of the text.
  • the RanSD3 / RanSD4 pair provides complete degeneration on 6 nucleotides preceding PATG and partial degeneration on the 7 nucleotides upstream.
  • This second library is named (RN 6 ).
  • the linearization of the vector pTEXCAT and its purification on gel, the hybridization of the oligonucleotides in pairs, the ligation of the heteroduplexes to the linearized pTEXCAT vector and the transformation in E. coli of the library thus constituted are carried out according to the conditions described by Sambrook J., et al. (1989). Conventionally, 100 fmol of vector and 1000 fmol of insert are used in a ligation reaction in the presence of T4 ligase in a final volume of 15 ⁇ l. The reaction is carried out overnight at 16 ° C.
  • Electrocompetent TOP 10 bacteria (50 ⁇ l) are then transformed by electroporation with 3 ⁇ l of the ligation mixture under the conditions recommended by the supplier (Invitrogen, CarIsbad, CA).
  • the transformation mixture is spread on LB agar dishes containing 200 ⁇ g / ml of ampicillin, giving rise after 16 hours of incubation at 37 ° C. to the appearance of transformed colonies.
  • Example II
  • the figures (upper row) indicate the number of colonies counted after 18 h of incubation at 37 ° C., each medium having been seeded with approximately 100 cells.
  • CA transformed by the vector pTEXCAT and spread on dishes containing different concentrations of chloramphenicol have, between 300 and 600 ⁇ g / ml of chloramphenicol, a stronger development in the presence of 3- ⁇ indole acrylic acid (LAA), an analogue of tryptophan acting as an inducer by a Ptrp derepressure effect (Marmorstein, RQ and Sigler, PB, The Journal of Biological Chemistry, 264, 9149-9154, 1989).
  • LAA 3- ⁇ indole acrylic acid
  • Ptrp derepressure effect Marmorstein, RQ and Sigler, PB, The Journal of Biological Chemistry, 264, 9149-9154, 1989.
  • This example illustrates the selection of clones from the libraries constructed according to the description of Example 1.
  • the libraries obtained in the form of colony mats on boxes of LB agar + ampicillin are taken up in sterile water so as to reconstitute a suspension whose Optical Density (OD) at 580 nm is close to 1.
  • this suspension is spread on LB agar dishes containing lethal doses of chloramphenicol (600, 700, 800 and 900 ⁇ g / ml) at a rate of 100 ⁇ l of suspension per Petri dish. The dishes are incubated at 37 ° C.
  • the clones selected at this stage are then subjected to a series of analyzes: (i) extraction of the plasmid (Qiagen kit, Hilden, D) and sequencing of the region covering the RBS, (ii) culture in Erlenmeyers with induction by 1TAA then estimation of the level of expression of CAT by ELISA assay, (iii) SDS-PAGE electrophoresis of the total proteins extracted from the previous cultures and staining with Coomassie blue making it possible to visualize the total intracellular proteins.
  • the sequencing of the clones is carried out using the Dye Terminator kit on an ABI 373A sequencer (Perkin Elmer Applied Biosystems, Foster City, CA).
  • Erlenmeyer cultures are produced by inoculating 25 ml of TSBY medium (Tryptic Soy Broth (DIFCO) 30 g / 1 + Yeast Extract (Difco) 5 g / 1) + tetracycline 8 mg / 1 by a colony on a dish or by a suspension bacterial stored at - 80 ° C. Each preculture is incubated on a plate stirred at 200 rpm and 37 ° C overnight. A fraction is transferred into 50 ml of the same medium so as to reach an initial optical density equal to 1. For the induction of the CAT protein, the medium is added with 25 mg / 1 of IAA and then stirred in the same conditions for 5 hours.
  • TSBY medium Traptic Soy Broth (DIFCO) 30 g / 1 + Yeast Extract (Difco) 5 g / 1) + tetracycline 8 mg / 1 by a colony on a dish or by a suspension bacterial stored at - 80
  • a fraction of the suspension (3 x 1 ml diluted to OD 0.1) is centrifuged and the cells stored at ⁇ 20 ° C. for the CAT assay by ELISA (CAT ELISA kit, Roche Diagnostics, Basel, CH). The rest of the biomass is recovered by centrifugation at 10,000 g, 4 ° C for 15 minutes. The biomass is taken up in a TEL buffer (25 mM Tris, 1 mM EDTA, Lysozyme 500 ⁇ g / ml, pH 8) at a rate of 5 ml per 1 g of wet biomass.
  • TEL buffer 25 mM Tris, 1 mM EDTA, Lysozyme 500 ⁇ g / ml, pH 8
  • the cells are lysed by sonication (NibraCell sonicator equipped with a micro-probe, Sonics & Materials, Danbury, CT).
  • sonication NebraCell sonicator equipped with a micro-probe, Sonics & Materials, Danbury, CT.
  • One ml of the resulting suspension is centrifuged for 5 min at 12,000 rpm.
  • the pellet is taken up in 200 ⁇ l of TEL to give the insoluble fraction (I).
  • the supernatant is noted “S”.
  • the total proteins contained in fractions I and S are analyzed by electrophoresis under denaturing conditions (SDS-PAGE) and staining with Coomassie blue.
  • Table 2 below indicates the different RBS sequences obtained after screening the two libraries (N 16 ) and (R 7 N 6 ). Following alignment in the GenBank and EMBL nucleotide databases, we can conclude that none of the sequences of 16 nucleotides (strategy (N 16 )) or 13 nucleotides (strategy (R 7 N 6 )) located immediately upstream of the AUG codon in the various isolated clones has not been described to date.
  • Each nucleotide sequence (messenger RNA) comprises the mutated region downstream of the initiation codon.
  • the reference sequence of the pTEXCAT vector is shown in the first line of the table.
  • Nucleic sequences upstream and downstream of the codon initiation vectors are shown in this table after transcription as RNA. At the 3 'end of these sequences, only the first two codons of the multiple cloning site are represented, namely GAAUUC.
  • the clones described in Table 2 have mutations in the region of RBS situated immediately downstream of the codon AUG.
  • the clones pTEXCAT4, pTEXCATl 'and pTEXCAT3' carry a point mutation affecting an amino acid of the N-terminal part of the encoded protein (respectively Leu7Pro, Ala3Pro and Val ⁇ Ala).
  • the other clones carry larger rearrangements: pTEXCAT2 ', pTEXCAT5' and pTEXCAT9 'have deletions inducing the loss of the regions Ala3Leu7, Ile4Leu7 and Ile4Asn8 respectively.
  • the vector pTEXCAT4 was reconstructed in vitro from pTEXCAT by Spel-EcoRI digestion and ligation of a duplex formed by the two.
  • the resulting vector noted pTEXCAT-SD4 was then transformed into E. coli TOP 10 and compared to pT ⁇ XCAT4 in terms of potential for expression of the CAT enzyme.
  • the results obtained indicate that the expression levels of pT ⁇ XCAT4 and pT ⁇ XCAT-SD4 are comparable to each other and significantly higher than pT ⁇ XCAT. This supports the hypothesis that the improvement in expression observed with the clones claimed in this patent application is indeed caused specifically by the sequences located between the Spel and ⁇ coRI sites.
  • the two vectors were transformed into the E. coli ICONE 200 strain (French patent application FR 2 777 292 published on October 15, 1999) with a view to culturing in a fermenter with kinetic monitoring of the expression of ⁇ -galactosidase .
  • the recombinant bacteria ICONE 200 x pTEX- ⁇ GAL and ICONE 200 x pTEX4- ⁇ GAL were cultured in 200 ml of complete medium (Tryptic Soy Broth (DIFCO) 30 g / 1, Yeast Extract (DIFCO) 5 g / 1) for overnight at 37 ° C.
  • the cell suspension obtained was transferred sterile to a fermenter (CF3000 model from Chemap, capacity 3.5 1) containing 1.8 liters of the following medium (concentrations for 2 liters of final culture): glycerol 90 g / 1, (NH_ ⁇ ) 2S04 5 g / 1, KH2PO4 6 g / 1, K2HPO4 4 g / 1, Na3-citrate 2H2O 9 g / 1, MgS 4 7H2O 2 g / 1, yeast extract 1 g / 1, trace elements, defoamer 0.06% , tetracycline 8 mg / 1, tryptophan 200 mg / 1.
  • the pH is adjusted to 7.0 by adding ammonia.
  • the dissolved oxygen rate is maintained at 30% of saturation by slaving the stirring speed and then the aeration rate to measure dissolved PO2.
  • the induction is carried out by adding 25 mg / 1 of IAA (Sigma, St Louis, MO).
  • Kinetic analysis of the optical density of the culture (OD to 580 nm) and intracellular ⁇ -galactosidase activity was performed.
  • the level of ⁇ -galactosidase activity is estimated by a colorimetric assay by mixing 30 ⁇ l of sample (fraction “S”, see example 3), 204 ⁇ l of buffer (Tris-HCl 50 mM pH 7.5 - MgCl 2 1 mM) and 66 ⁇ l of ONPG (4 mg / ml in 50 mM Tris-HCl pH 7.5). The reaction mixture is incubated at 37 ° C. The reaction is stopped by the addition of 500 ⁇ l of Na 2 CO 3 1 M. The OD at 420 nm relative to the incubation time is proportional to the ⁇ -galactosidase activity present in the sample. Knowing that E.
  • coli ICONE 200 has a complete deletion of Lac Popon, the ⁇ -galactosidase activity measured is only due to the expression of the lacZ plasmid gene.
  • the results of this comparative study indicate that in two independent experiments, the vector pTEX4- ⁇ GAL gives a level of ⁇ -galactosidase activity approximately 50 times higher than pTEX- ⁇ GAL ( Figure 4).
  • Figure 4 We deduce that the original sequence isolated in the RBS area of the vector pTEXCAT4 potentiates the expression, not only of the CAT protein, but also of other proteins such as, for example, ⁇ -galactosidase.
  • the vectors pTEXIO ', pTEXl P and pTEX12' originate from the vector pTEX9 but also include additional mutations, as indicated in table 4 below: Table 4. Comparison between the expression levels given by the vectors pTEXwt, pTEX9 *, pTEXIO ', pTEXl P and pTEX12'.
  • Each nucleotide sequence (messenger RNA) comprises the mutated region downstream of the initiation codon.
  • the reference sequence of the pTEXCAT vector is shown in the first line of the table.
  • the nucleic acid sequences upstream and downstream of the vector initiation codon are represented in this table after transcription in the form of RNA. At the 3 'end of these sequences, only the first two codons of the multiple cloning site are represented, namely GAAUUC.

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Abstract

L'invention concerne une construction pour l'expression d'un gène codant pour une protéine recombinante d'intérêt placé sous le contrôle de l'opéron tryptophane Ptrp dans une cellule hôte procaryote, qui comprend directement en aval du codon d'initiation une séquence nucléique SEQ ID N DEG 1 et en aval de cette séquence une cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, au moins un des acides nucléiques de la séquence nucléique SEQ ID N DEG 1 étant muté ou délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante. L'invention a encore pour objet un vecteur contenant une telle construction, une cellule hôte procaryote transformée par ledit vecteur, tout comme un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt utilisant une construction selon l'invention.

Description

CONSTRUCTION MODIFIEE EN AVAL DU CODON D'INITIATION POUR LA SUREXPRESSION DE PROTEINES RECOMBINANTES.
L'invention concerne une construction pour l'expression d'un gène codant pour une protéine recombinante d'intérêt placé sous le contrôle de l'opéron tryptophane Ptrp dans une cellule hôte procaryote, qui comprend directement en aval du codon d'initiation une séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1 et en aval de cette séquence une cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, au moins un des nucléotides de la séquence SEQ ID N° 1 étant muté ou délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante. L'invention a encore pour objet un vecteur contenant une telle construction, une cellule hôte procaryote transformée par ledit vecteur, tout comme un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt utilisant une construction selon l'invention.
La capacité des biotechnologistes à cloner un gène dans des délais réduits, à l'exprimer sous la forme d'une protéine biologiquement active puis à en créer des variants pour établir des relations séquence/fonction a permis de proposer un large éventail de protéines recombinantes à usage médical ou de recherche. De nombreuses maladies humaines sont désormais traitées ou évitées grâce à la disponibilité de molécules issues des biotechnologies sous forme pure et à un coût acceptable (Koths K., Current Opinion in Biotechnology, 6, 681-687, 1995).
Les cellules bactériennes sont des hôtes privilégiés pour l'expression de protéines recombinantes car elles ont des exigences nutritives limitées tout en étant capables d'atteindre des densités de croissance élevées, mais aussi parce qu'elles ont fait l'objet dans le passé d'investigations nombreuses qui ont conduit à la génération de mutants d'intérêt et de systèmes d'expression plasmidiques variés. Parmi les bactéries, Escherichia coli (E. colî) est l'organisme le plus utilisé et le mieux caractérisé si l'on en juge par l'abondante littérature y relatant l'expression de protéines d'origine procaryote ou eucaryote. Cependant, toutes les protéines n'y sont pas exprimées avec la même efficacité en raison de difficultés pouvant intervenir à différents niveaux : transcription du gène d'intérêt, traduction, événements post-traductionnels affectant le devenir de la molécule dans l'environnement cytoplasmique ou périplasmique de la bactérie (Makrides, S.C., Microbiological Reviews, 60, 512-538, 1996).
Pour être traduit efficacement, un ARN messager doit contenir une séquence spécifiant la fixation du ribosome bactérien et permettant l'initiation de la traduction. Cette séquence, appelée site de fixation au ribosome « Ribosome Binding Site » (RBS) est située dans une zone recouvrant le codon initiateur. L'analyse statistique des domaines d'initiation des ARNm bactériens révèle l'existence d'une fenêtre de 34 nucléotides dont la séquence diffère d'une distribution aléatoire (Gold, L., Annual Revue of Biochemistry, 57, 199-233, 1988). Cette séquence, allant de la position - 20 à la position + 13 de l'ARNm si l'on affecte la position + 1 au premier nucléotide du codon initiateur, joue le rôle de RBS en aidant le ribosome à distinguer les vrais domaines d'initiation parmi l'ensemble des séquences « RBS-li e ». De nombreuses investigations ont permis d'affiner la connaissance du RBS pour en définir quelques éléments caractéristiques : i) La séquence Shine-Dalgarno (SD) :
Depuis le séquençage de l'extrémité 3' de l'AR ribosomal 16S (Shine, J. et Dalgarno, L., Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 71, 1342-1346, 1974), la séquence dite de Shine-Dalgarno a été définie comme la région des ARNm en 5' du codon d'initiation possédant une complémentarité avec la séquence 5'-CCUCCUUA-3' de l'extrémité 3' de l'ARNr 16S. L'existence d'une interaction entre l'ARNr 16S et le RBS médiée par la séquence de Shine-Dalgarno est confirmée par la forte représentation des bases puriques A et G dans la région [-12 ; -7] des RBS naturels d'ARNm d'E. coll. Ce biais est retrouvé dans une collection de 158 RBS randomisés et sélectionnés pour leur capacité à promouvoir l'expression d'un gène rapporteur (Barrick, D., et al., Nucleic. Acids. Res., 22, 1287-1295, 1994). ii) Le codon d'initiation :
C'est le codon AUG qui est utilisé préférentiellement comme codon d'initiation, même si GUG et dans une moindre mesure UUG peuvent être trouvés occasionnellement (Ringquist, S., et al., Molecular Microbiology, 6, 1219-1229, 1992). iii) La distance entre la séquence SD et le codon d'initiation : Une étude exhaustive de Chen H., et al. (Nucleic Acids Research, 22, 4953-4957, 1994a) a montré l'existence d'une distance optimale séparant l'extrémité 3' de la séquence Shine-Dalgarno et le codon d'initiation. En prenant la séquence consensus 5'- UAAGGAGGU-3' comme séquence SD de référence, l'espacement donnant le niveau d'expression maximal est de 5 nucléotides. Un espacement compris entre 1 et 9 nucléotides demeure favorable en assurant un niveau d'expression au moins égal à 50 % du niveau maximal. iv) Autres séquences primaires :
Deux appariements sont connus pour intervenir dans l'initiation de la traduction : Pappariement entre codon d'initiation de l'ARNm et ARNt-fMet d'une part et Pappariement entre séquence SD et extrémité 3' de l'ARNr 16S d'autre part. Des études de mutagénèse et l'analyse d'ARNm atypiques (notamment des ARNm dépourvus de séquence leader) ont permis d'identifier de nouveaux éléments de séquences dans l'environnement du codon AUG pouvant contribuer à l'efficacité globale du domaine d'initiation. Des motifs riches en adénines immédiatement en aval du codon d'initiation sont favorables à l'initiation de la traduction (Scherer, G.F.E., et al., Nucleic Acids Research, 8, 3895-3907, 1980 ; Chen, H., et al., Journal ofMolecular Biology, 240, 20-27, 1994b). De même, les codons AAA et GCU qui sont les plus fréquents en position de seconds codons (Gold, L., 1988) ont un effet positif sur la traduction, surtout lorsque le codon d'initiation est sub-optimal (GUG ou UUG) (Ringquist, S., et al., 1992). Une séquence identifiée sur l'ARNm du gène 0.3 du phage T7 et nommée « Downstream Box » (DB) en raison de sa position avale par rapport au codon d'initiation est un autre élément favorisant la traduction (Sprengart, M ., et al., Nucleic Acids Research, 18, 1719-1723, 1990). Cette séquence de 12 nucléotides possède une complémentarité avec les nucléotides 1469-1483 de l'ARNr 16S et elle est retrouvée sous des formes semblables sur des domaines d'initiation de la traduction de plusieurs gènes d'E. coli et de bactériophages fortement exprimés (Sprengart, M.L., et al., 1990). Cette «Downstream Box » permet l'initiation de la traduction même en l'absence de séquence SD (Sprengart, M.L., et al., The EMBO Journal, 15, 665-674, 1996). Des résultats récents indiquent que, contrairement à l'hypothèse initialement émise, la séquence DB agirait par un mécanisme autre qu'un appariement avec la région 1469-1483 de l'ARNr 16S (O'Connor, M., et al., Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 96, 8973-8978, 1999). v) Les structures secondaires :
La séquence de l'ARNm à proximité de la région SD peut influencer l'efficacité traductionnelle par le biais de la formation de structures secondaires. De Smit, M.H., et van Duin, J. (Journal of Molecular Biology, 235, 173-184, 1994) montrent que des appariements intramoléculaires sur l'ARNm peuvent nuire à une bonne traduction en entrant en compétition avec Pappariement ARNm / ARNr, et ce d'autant plus que la complémentarité de la région SD avec l'ARNr 16S est faible. De la même manière, il a été montré que l'expression de prochymosine dans E. coli était dépendante de la composition de la région reliant SD au codon d'initiation : une séquence limitant les structures secondaires favorise l'accessibilité du RBS au ribosome et entraîne une efficacité traductionnelle forte (Wang, G., et al., Protein Expression and Purification, 6, 284-290, 1995). Etant donné l'importance de l'étape d'initiation de la traduction sur le rendement d'expression des protéines recombinantes, de nombreuses études ont été menées dans le but d'optimiser la région RBS de vecteurs d'expression bactériens. Une approche intuitive a d'abord consisté à placer la région SD consensus complète (UAAGGAGGU) en amont de gènes d'intérêt (Jay, G., et al., Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 78, 5543-5548, 1981). De manière plus systématique, Marquis D.M., et al. (Gène, 42, 175-183, 1986) ont placé cette séquence en aval de différents promoteurs et à une distance variable (5 à 9 nucléotides) du codon d'initiation. Avec le gène de PIL-2 comme modèle, les résultats indiquent qu'un espacement SD / AUG de 6 nucléotides est optimal pour presque tous les promoteurs testés. Dans une étude comparative entre la séquence SD consensus et la séquence SD du gène lacZ, Mandecki, W., et al. (Gène, 43, 131-13, 1986) ont cependant noté que la séquence SD consensus donnait une expression supérieure in vitro mais 2 à 2,5 fois plus faible que celle de lacL in vivo. Des régions RBS entières issues de gènes de phages avec leur propre séquence SD se sont révélées elles aussi supérieures à la séquence SD consensus pour l'expression de protéines de différentes origines (plantes, cellules de mammifères, bactéries) (Olins, P.O., et al., Gène, 73, 227-235, 1988). Utilisant le promoteur tryptophane, Curry, K. et Tomich, C.S.C. (DNA, 1, 173-179, 1988) ont comparé l'efficacité de la séquence SD consensus avec celle présente naturellement dans Ptrp. Leurs résultats indiquent une dépendance très forte vis-à-vis du gène d'intérêt étudié, pour conclure à une impossibilité de construire un vecteur optimal fonctionnant pour tous les gènes hétérologues. Travaillant eux aussi à partir du promoteur tryptophane et de la séquence SD consensus, Olsen M.K., et al. (Journal of Biotechnology, 9, 179-190, 1989) ont obtenu des niveaux d'expression très élevés (20 à 30 % des protéines totales) pour différentes protéines hétérologues (hormones de croissance, TNF) en enrichissant les séquences flanquantes de la région SD en nucléotides A et T. Des résultats similaires avaient été décrits auparavant par De Boer H.A., et al. (DNA, 2, 231-235, 1983) qui notaient l'effet positif des bases A et T placées en aval de la région SD dans le contexte du promoteur hybride Ptrp / PlacUN5 exprimant Pinterféron α.
Tous ces résultats ont été obtenus dans le cadre d'expériences où un nombre limité de paramètres étaient pris en compte. Conscients du nombre important des facteurs, connus ou non, influents dans l'initiation de la traduction, et surtout du rôle a priori non négligeable des interactions entre facteurs qui ne sont pas prises en compte lors d'approches itératives, des auteurs ont par la suite essayé de sélectionner in vivo des RBS synthétiques optimaux à partir de librairies aléatoires de grande taille. Wilson B.S., et al. (BioTechniques, 17, 944-952, 1994) ont ainsi criblé un répertoire de séquences dégénérées sur 16 positions en amont du codon d'initiation, au sein d'une cassette d'expression contenant le gène de la β-lactamase sous le contrôle du promoteur/opérateur lac. Une telle approche a permis d'identifier des séquences originales exprimant la β-lactamase avec une efficacité 3 fois supérieure. Avec un autre gène codant pour un scFv, le niveau de surexpression par rapport au RBS d'origine est d'environ 2 fois.
Il est établi au vu de ces résultats que des régions RBS décrites comme optimales le sont toujours dans un contexte particulier où interviennent à la fois la séquence du gène d'intérêt et la séquence de la région leader de l'AR m qui dépend elle-même du type de promoteur utilisé. Le promoteur tryptophane (Nichols, B.P. et Yanofsky, C. Methods in Enzymology, 101, 155-164, 1983) est un des systèmes majeurs utilisés en expression de protéines recombinantes (Yansura, D.G. and Henner, D.J., Methods in Enzymology (Anonymous Académie Press, Inc., San Diego, CA.) 54-60, 1990 ; Yansura, D.G. and Bass, S.H. Methods in Molecular Biology, 62, 55-62, 1997) mais son RBS n'a jamais fait l'objet d'une optimisation systématique par une approche basée sur le criblage de séquences aléatoires. L'intérêt du biotechnologiste désireux de développer des procédés à échelle industrielle est de disposer d'outils garantissant une expression maximale, quelle que soit la protéine d'intérêt. Il existe dès lors un fort intérêt pour toute amélioration permettant d'optimiser l'expression de protéines recombinantes, que les améliorations soient apportées par la souche hôte, par le vecteur d'expression, par le procédé de culture et d'expression ou par toute combinaison entre ces facteurs.
Plus particulièrement, la présente invention démontre l'avantage en termes d'efficacité traductionnelle de nouvelles séquences nucléotidiques portées par un vecteur d'expression, dans la région du « Ribosome Binding Site » (RBS), en aval du promoteur tryptophane (Ptrp). Par l'utilisation d'oligonucléotides dégénérés introduits en amont du codon d'initiation puis par sélection de clones surexprimant le gène rapporteur de la chloramphémcol acétyl-transférase (CAT), la demanderesse a recherché de nouvelles séquences RBS optimisées. En recherchant des séquences optimisées en amont du codon d'initiation, il a été découvert de manière tout à fait surprenante que la séquence nucléique située directement en aval du codon d'initiation pouvait être mutée ou délétée de façon à surexprimer des protéines recombinantes. Les séquences ainsi obtenues présentent un caractère d'amélioration vis-à-vis de l'expression de différents gènes d'intérêt de diverses origines.
De plus, un problème actuel majeur au regard des contraintes actuelles de qualité est d'obtenir une protéine recombinante la plus pure possible, c'est-à-dire avec un minimum d'acides aminés greffés en amont ou en aval de la protéine recombinante, acides aminés provenant de la construction utilisée. Lorsque la séquence nucléique située entre le codon d'initiation et le premier site de clonage présente des délétions de façon à surexprimer des protéines recombinantes, ce problème est aussi résolu par la présente invention. La présente invention a ainsi pour objet une construction pour l'expression d'un gène codant pour une protéine recombinante d'intérêt placé sous le contrôle du promoteur de l'opéron tryptophane Ptrp dans une cellule hôte procaryote comprenant directement en aval du codon d'initiation une séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1, et en aval de cette séquence une cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, caractérisée en ce qu'au moins un des nucléotides de la séquence SEQ ID N° 1 est muté ou délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante.
Il est d'autant plus surprenant d'obtenir une surexpression grâce à l'objet de l'invention, alors que l'art antérieur enseigne d'utiliser cette séquence SEQ ID N° 1 telle qu'elle. On peut notamment citer à cet effet les brevets US 5,714,589, US 5,468,845, US 5,418,135, US 4,891,310, US 4,789,702, WO 88/09344, US 4,738,921 et EP 0 212 532 qui enseignent l'utilisation de la séquence SEQ ID N° 1 en aval du codon d'initiation pour l'expression de protéines d'intérêt. Par protéine recombinante d'intérêt, on entend désigner toutes protéines, polypeptides ou peptides obtenus par recombinaison génétique, et susceptibles d'être utilisés dans des domaines tels que celui de la santé humaine ou animale, de la cosmétologie, de la nutrition animale, de l'agro-industrie ou de l'industrie chimique. Parmi ces protéines d'intérêt, on peut citer en particulier, mais sans s'y limiter : - une cytokine et notamment une interleukine, un interféron, un facteur de nécrose tissulaire et un facteur de croissance et notamment hématopoïétique (G-CSF, GM- CSF), une hormone de croissance humaine ou l'insuline, un neuropeptide ;
- un facteur ou cofacteur impliqué dans la coagulation et notamment le facteur NUI, le facteur von Willebrand, l'antithrombine III, la protéine C, la thrombine etl'hirudine ; - une enzyme et notamment la trypsine, une ribonucléase et la β-galactosidase ;
- un inhibiteur d'enzyme tel que l'αl antitrypsine et les inhibiteurs de protéases virales ;
- une protéine capable d'inhiber l'initiation ou la progression de cancers, telle que les produits d'expression de gènes supresseurs de tumeurs, par exemple le gène P53 ; - une protéine capable de stimuler une réponse immunitaire ou un antigène, telle que par exemple les protéines, ou leurs fragments actifs, de la membrane de bactérie Gram négatif, en particulier les protéines OmpA de Klebsellia ou la protéine G du virus respiratoire syncytial humain ;
- un anticorps monoclonal humanisé ou non ou un fragment d'anticorps tel qu'un scFv ;
- une protéine capable d'inhiber une infection virale ou son développement, par exemple les épitopes antigéniques du virus en cause ou des variants altérés de protéines virales susceptibles d'entrer en compétition avec les protéines virales natives ;
- une protéine susceptible d'être contenue dans une composition cosmétique telle que la substance P ou une superoxyde dismutase ; - une protéine alimentaire et notamment un alicament ;
- une enzyme capable de diriger la synthèse de composés chimiques ou biologiques, ou capable de dégrader certains composés chimiques toxiques ; ou encore
- toute protéine ayant une toxicité vis-à-vis du micro-organisme qui la produit, en particulier si ce micro-organisme est la bactérie E. coli, comme par exemple la protéase du virus NIH-1, la protéine ECP "Eosinophil Cationic Protein" ou les protéines 2B et 3 A du poliovirus.
Par séquence nucléique de séquence SEQ ID Ν° 1 dont au moins un des acides nucléiques est muté ou délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante, on entend toute séquence qui comporte une délétion ou une mutation d'au moins un nucléotide de la séquence SEQ ID N° 1 qui permet une surexpression de la protéine recombinante, par rapport à l'expression de ladite protéine recombinante obtenue en utilisant la séquence SEQ ID N° 1 non modifiée.
Par délétion, on entend l'élimination d'un ou plusieurs nucléotides à un ou différents sites nucléotidiques de la séquence SEQ ID N° 1. La séquence résultante se trouve raccourcie par rapport à celle d'origine.
Par mutation, on entend le remplacement d'un nucléotide par un autre (A par C, G ou T ; C par A, G ou T ; G par A, C ou T ; T par A, C ou G). La séquence résultante a la même taille que celle d'origine.
La surexpression, c'est-à-dire le fait d'obtenir une expression supérieure à celle obtenue sans la modification en aval du codon d'initiation peut être déterminée notamment en utilisant une des méthodes suivantes : i) migration par SDS-PAGE des protéines totales de la bactérie et révélation de la protéine recombinante par coloration au Bleu de Comassie ou par Western-blot ; ii) dosage de la protéine recombinante par une méthode mettant en jeu un anticorps spécifique (Elisa) ; iii) dosage enzymatique si la protéine recombinante est dotée d'une activité catalytique. Préférentiellement, on utilise la méthode ii), détaillée dans l'exemple III. Par cassette de clonage multiple, on entend une séquence nucléotidique contenant un ou plusieurs sites de restriction, lesquels sites peuvent être utilisés lors d'étapes de clonage du gène d'intérêt en aval du codon d'initiation. Préférentiellement, ledit au moins nucléotide de la séquence SEQ ID N° 1 est délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante.
L'invention concerne également une construction selon l'invention dans laquelle ledit au moins nucléotide muté ou délété, préférentiellement délété, est situé sur le fragment de séquence SEQ ID N° 2 de la séquence SEQ ID N° 1. Un autre objet de l'invention concerne les constructions dans lesquelles ledit au moins nucléotide muté ou délété, préférentiellement muté, est situé sur le codon GTA et/ou sur le codon GCA et/ou sur le codon CTG de la séquence SEQ ID N° 1.
Dans un mode de réalisation préféré de l'invention, ladite séquence SEQ ID N° 1 dont au moins un des nucléotides est muté ou délété, présente au moins en position 1, 2 et 3, le nucléotide A.
Dans un mode de réalisation préféré de l'invention, au moins un des nucléotides, et préférentiellement tous les nucléotides, situés entre la séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1 et la cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, sont délétés. Dans un autre mode de réalisation encore plus préféré de l'invention, ladite séquence SEQ ID N° 1 dont au moins un des acides nucléiques est muté ou délété et tous les nucléotides situés entre la séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1 et la cassette de clonage multiple sont totalement délétés, de façon à ce que le codon d'initiation se trouve directement en amont de la cassette de clonage multiple. Dans une forme de réalisation préférée de l'invention, les constructions contiennent une séquence nucléique directement en amont du codon d'initiation choisie parmi les séquences de séquence SEQ ID N° 3, SEQ ID N° 4, SEQ ID N° 5, SEQ ID N° 6, SEQ ID N° 7, SEQ ID N° 8, SEQ ID N° 9 et SEQ ID N° 10.
L'invention comprend une construction selon l'invention, caractérisée en ce que la cellule hôte procaryote est une bactérie gram négative, de préférence appartenant à l'espèce E. coli.
Un autre objet de l'invention concerne un vecteur contenant une construction telle que définie ci-avant, tout comme une cellule hôte procaryote, de préférence appartenant à l'espèce E. coli, transformée par un tel vecteur.
La présente invention a aussi pour objet un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt dans une cellule hôte utilisant une construction telle que définie ci-avant.
La présente invention a encore pour objet un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon l'invention, dans lequel ladite construction est introduite dans une cellule hôte procaryote, préférentiellement par un vecteur tel que défini ci-avant.
On préfère un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon l'invention, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) le clonage d'un gène d'intérêt dans un vecteur selon l'invention ; b) la transformation d'une cellule procaryote par un vecteur contenant un gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt ; c) la culture de ladite cellule transformée dans un milieu de culture permettant l'expression de la protéine recombinante ; et d) la récupération de la protéine recombinante à partir du milieu de culture ou de ladite cellule transformée. L'invention comprend en outre une utilisation d'une construction, d'un vecteur ou d'une cellule hôte procaryote selon la présente invention, pour la production d'une protéine recombinante.
Enfin, l'invention concerne une utilisation d'une protéine recombinante pour la préparation d'un médicament destiné à être administré à un patient nécessitant un tel traitement, caractérisée en ce que ladite protéine recombinante est produite par un procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon l'invention. Les exemples et figures qui suivent sont destinés à illustrer l'invention sans aucunement en limiter la portée.
Légende des figures et des tableaux : Figure 1 : Carte du vecteur plasmidique pTEXmplδ et séquence SEQ ID N° 39 de la région 1-450 comprenant le promoteur/opérateur Ptrp, la région du leader TrpL, le site de clonage multiple mpl8 et le terminateur de transcription.
Figure 2 : Carte de restriction de la région du RBS (Ribosome Binding Site) sur le vecteur pTEXmpl 8 (SEQ ID N° 40). Figure 3 : Estimation sur gel SDS-PAGE de l'expression de CAT dans des bactéries transformées par les vecteurs pTEXCAT ou pTEXCAT4.
Figure 4 : Etude comparative de l'expression de la β-galactosidase à partir des vecteurs pTEX-βGAL et pTEX4-βGAL (cinétiques en fermenteur).
Exemple I
Cet exemple illustre un des aspects ayant conduit à l'invention, et notamment la manière dont est construite la librairie de vecteurs plasmidiques porteurs du promoteur tryptophane Ptrp et mutés de manière aléatoire en amont du codon d'initiation. Le vecteur d'origine est décrit en figure 1. Il s'agit d'un plasmide dérivé de pBR322 (Bolivar, F., et al., Gène, 2, 95-113, 1977) dans lequel a été clone le promoteur/opérateur Ptrp (1-298), suivi de la séquence codant pour les 7 premiers acides aminés du leader TrpL d'E. coli (Yanofsky, C, et al., Nucleic Acids Research, 9, 6647-6668, 1981), d'un site de clonage multiple et du terminateur de transcription trpt d'E. coli (Yanofsky, C, et al., 1981). La partie 3' de Ptrp dans pTΕXmplδ diffère de la séquence naturelle par la présence d'un site de clonage Xbal en amont du codon d'initiation ATG (voir figure 2) et par un espacement plus grand entre SD et codon d'initiation.
Pour permettre la sélection de vecteurs modifiés dans leur partie RBS, le gène rapporteur de la chloramphénicol acétyl-transférase (CAT) est clone aux sites ΕcoRI et PstI de pTEXmpl 8. Pour cela, la séquence codante du gène cat est amplifiée par PCR à l'aide des oligonucléotides CATfor et CATrev dont les séquences sont : CATfor : 5 '-CCGGAATTCATGGAGAAAAAAATCACTGG-3 ' (SEQ ID N° 11)
EcoRI CATrev : 5 '-AAACTGCAGTTACGCCCCGCCCTG-3 ' (SEQ ID N° 12) PstI La réaction de PCR est effectuée en utilisant comme matrice le phagemide pBC-
SK (Stratagene, La Jolla, CA, USA). Le produit d'amplification est déposé sur gel d'agarose et purifié selon la méthode GeneClean (BiolOl, La Jolla, CA). Le clonage de l'insert dans pTEXmpl 8 est vérifié après transformation dans E. coli par l'apparition de colonies se développant sur boîtes de milieu LB agar (Sambrook J., et al., Molecular cloning. A laboratory manual, 2nd édition. Plainview, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) en présence de 30 μg/ml de chloramphénicol. La séquence de l'insert est confirmée par séquençage automatique à l'aide du kit « Dye Terminator » et du séquenceur d'ADN 373A (Perkin Εlmer Applied Biosystems, Foster City, CA). Le vecteur obtenu est nommé pTΕXCAT. L'insertion de RBS ayant une séquence dégénérée en amont du codon d'initiation est effectuée par ligation d'oligonucléotides de synthèse aux sites Spel et ΕcoRI du vecteur pTΕXCAT. La région allant du site Spel au site ΕcoRI respectivement en positions - 49 et + 28 (voir figure 2) est délétée par digestion enzymatique et remplacée par un hétéroduplex formé par deux oligonucléotides de synthèse partiellement dégénérés, hybrides entre eux. Deux couples d'oligonucléotides sont utilisés, mettant en jeu respectivement les oligonucléotides RanSDl/RanSD2 et RanSD3/RanSD4 dont les séquences sont : RanSDl : 5'CTAGTTAACTAGTACGCAAGTTCACGTAAANNNNNNNNNNNÎWNNNATG AAAGCAATTTTCGTACTGAATGCGG-3 ' (SΕQ ID N° 13) RanSD2 :
5 ' AATTCCGCATTCAGTACGAAAATTGCTTTCATNNNN NNNNNNNNNNNTT TACGTGAACTTGCGTACTAGTTAA-3' (SΕQ ID N° 14) RanSD3 : 5 'CTAGTTAACTAGTACGCAAGTTCACGTAAATRRRRRRRNNNNNNATGAAA GCAATTTTCGTACTGAATGCGG-3' (SΕQ ID N° 15) RanSD4 :
5'AATTCCGCATTCAGTACGAAAATTGCTTTCATNNNNNNYYYYYYYATTTA CGTGAACTTGCGTACTAGTTAA-3' (SEQ ID N° 16).
Les quatre oligonucléotides ont été synthétisés par MWG Biotech (Ebersberg, D) dans des conditions assurant une répartition équimolaire des bases pour chaque dégénérescence. Le couple RanSDl / RanSD2 apporte une dégénérescence complète (N = mélange des 4 nucléotides A, C, T, G) sur les 16 nucléotides précédant le codon ATG. Le nombre de combinaisons (416 soit environ 4,3 109) autorise le criblage de RBS qui soient optimisés tant du point de vue de leur séquence Shine-Dalgarno (SD), de la séquence située entre la région SD et le codon d'initiation ainsi que dans l'espacement SD-ATG. Cette librairie sera nommée (N16) dans la suite du texte. Le couple RanSD3 / RanSD4 apporte une dégénérescence complète sur 6 nucléotides précédant PATG et une dégénérescence partielle sur les 7 nucléotides en amont. L'utilisation exclusive des purines (R = A ou G) sur le brin positif et de pyrimidines sur le brin complémentaire (Y = C ou T) favorise la représentation de séquences de type Shine-Dalgarno à une distance optimale (6 nucléotides) du codon ATG. Cette seconde librairie est nommée (R N6).
La linéarisation du vecteur pTEXCAT et sa purification sur gel, l'hybridation des oligonucléotides par paires, la ligation des hétéroduplex au vecteur pTEXCAT linéarisé et la transformation dans E. coli de la librairie ainsi constituée sont réalisées selon les conditions décrites par Sambrook J., et al. (1989). Classiquement, 100 fmol de vecteur et 1000 fmol d 'insert sont engagés dans une réaction de ligation en présence de T4 ligase dans un volume final de 15 μl. La réaction est conduite pendant une nuit à 16°C. Des bactéries TOP 10 électrocompétentes (50 μl) sont ensuite transformées par électroporation avec 3 μl du mélange de ligation dans les conditions recommandées par le fournisseur (Invitrogen, CarIsbad, CA). Le mélange de transformation est étalé sur boîtes de LB agar contenant 200 μg/ml d'ampicilline, donnant lieu après 16 heures d'incubation à 37°C à l'apparition de colonies transformées. Exemple II
Le criblage des librairies est effectué en partant de l'hypothèse que les clones surexprimant l'enzyme CAT auront une résistance accrue au chloramphénicol. Ceci est validé par l'expérience dont les résultats sont présentés dans le tableau 1 ci-dessous. Tableau 1. Résistance au chloramphénicol de bactéries TOP 10 x pTEXCAT en présence ou absence d'IAA.
Les chiffres (rangée supérieure) indiquent le nombre de colonies comptées après 18 h d'incubation à 37°C, chaque milieu ayant été ensemencé avec environ 100 cellules.
L'index de la rangée inférieure est un critère qualitatif de croissance des colonies (- = absence de croissance à -H-+ = croissance maximale).
Ces résultats montrent que des bactéries E. coli TOP 10 (Invitrogen, CarIsbad,
CA) transformées par le vecteur pTEXCAT et étalées sur boîtes contenant différentes concentrations de chloramphénicol ont, entre 300 et 600 μg/ml de chloramphénicol, un développement plus fort en présence d'acide 3-β indole acrylique (LAA), un analogue du tryptophane agissant comme inducteur par un effet de dérépression de Ptrp (Marmorstein, R.Q. et Sigler, P.B., The Journal of Biological Chemistry, 264, 9149- 9154, 1989). Ceci laisse supposer que des clones surproducteurs de CAT du fait d'une région RBS optimisée pourront soit se développer plus rapidement que la population sauvage à une concentration en chloramphénicol inférieure à la CMI (concentration minimale inhibitrice), soit se développer en présence de concentrations en chloramphénicol létales pour la population sauvage. Exemple III
Cet exemple illustre la sélection de clones parmi les librairies construites selon la description de l'exemple 1. Les librairies obtenues sous forme de tapis de colonies sur boîtes de LB agar + ampicilline sont reprises dans de Peau stérile de manière à reconstituer une suspension dont la Densité Optique (DO) à 580 nm est voisine de 1. Conformément aux résultats de l'exemple 2, cette suspension est étalée sur boîtes de LB agar contenant des doses létales de chloramphénicol (600, 700, 800 et 900 μg/ml) à raison de 100 μl de suspension par boîte de Pétri. Les boîtes sont mises en incubation à 37°C et l'on observe l'apparition de colonies résistantes en vérifiant dans le même temps que des boîtes ensemencées à partir d'une suspension de bactéries TOP 10 transformées par le vecteur sauvage pTEXCAT ne donnent lieu à aucune croissance. Les colonies résistantes sont isolées et repiquées plusieurs fois sur le milieu de sélection pour confirmer leur phénotype de résistance. Les clones retenus à cette étape sont ensuite soumis à une série d'analyses : (i) extraction du plasmide (kit Qiagen, Hilden, D) et séquençage de la région recouvrant le RBS, (ii) culture en Erlenmeyers avec induction par 1TAA puis estimation du niveau d'expression de CAT par dosage ELISA, (iii) électrophorèse par SDS-PAGE des protéines totales extraites des cultures précédentes et coloration au bleu de Coomassie permettant de visualiser les protéines totales intracellulaires. Le séquençage des clones est réalisé à l'aide du kit Dye Terminator sur séquenceur ABI 373A (Perkin Elmer Applied Biosystems, Foster City, CA). Les cultures en erlens sont réalisées en ensemençant 25 ml de milieu TSBY (Tryptic Soy Broth (DIFCO) 30 g/1 + Yeast Extract (Difco) 5 g/1) + tetracycline 8 mg/1 par une colonie sur boîte ou par une suspension bactérienne conservée à - 80 °C. Chaque préculture est mise en incubation sur un plateau agité à 200 rpm et 37°C pendant une nuit. Une fraction est transférée dans 50 ml du même milieu de manière à atteindre une densité optique initiale égale à 1. Pour l'induction de la protéine CAT, le milieu est additionné par 25 mg/1 d'IAA puis placé en agitation dans les mêmes conditions pendant 5 heures. Une fraction de la suspension (3 x 1 ml dilués à DO = 0,1) est centrifugée et les cellules conservées à - 20°C pour le dosage de la CAT par ELISA (kit CAT ELISA, Roche Diagnostics, Bâle, CH). Le reste de la biomasse est récupéré par centrifugation à 10000 g, 4°C pendant 15 minutes. La biomasse est reprise dans un tampon TEL (Tris 25 mM, EDTA 1 mM, Lysozyme 500 μg/ml, pH 8) à raison de 5 ml pour 1 g de biomasse humide. Les cellules sont lysées par sonication (sonicateur NibraCell muni d'une micro-sonde, Sonics & Materials, Danbury, CT). Un ml de la suspension résultante est centrifugé 5 min à 12 000 rpm. Le culot est repris par 200 μl de TEL pour donner la fraction insoluble (I). Le surnageant est noté « S ». Les protéines totales contenues dans les fractions I et S sont analysées par électrophorèse en conditions dénaturantes (SDS-PAGE) et coloration au bleu de Coomassie.
Le tableau 2 ci-après indique les différentes séquences RBS obtenues après criblage des deux librairies (N16) et (R7N6). A la suite de l'alignement dans les bases de données nucléotidiques GenBank et EMBL, nous pouvons conclure qu'aucune des séquences de 16 nucléotides (stratégie (N16)) ou de 13 nucléotides (stratégie (R7N6)) situées immédiatement en amont du codon AUG dans les différents clones isolés n'a été décrite à ce jour.
Tableau 2. Nouvelles séquences RBS isolées par l'une des stratégies (N16) ou (R7N6).
(*) Chaque séquence nucléotidique (ARN messager) comprend la région mutée en aval du codon d'initiation. La séquence de référence du vecteur pTEXCAT figure en première ligne du tableau. Les séquences nucléiques en amont et en aval du codon d'initiation des vecteurs sont représentées dans ce tableau après transcription sous forme d'ARN. A l'extrémité 3' de ces séquences, seuls les deux premiers codons du site de clonage multiple sont représentés, à savoir GAAUUC.
C'est ainsi qu'il a été observé de manière tout à fait surprenante que les clones décrits dans le tableau 2 possèdent des mutations dans la région du RBS située immédiatement en aval du codon AUG. Les clones pTEXCAT4, pTEXCATl' et pTEXCAT3' sont porteurs d'une mutation ponctuelle affectant un acide aminé de la partie N-terminale de la protéine codée (respectivement Leu7Pro, Ala3Pro et ValόAla). Les autres clones sont porteurs de réarrangements plus importants : pTEXCAT2', pTEXCAT5' et pTEXCAT9' ont des délétions induisant respectivement la perte des régions Ala3Leu7, Ile4Leu7 et Ile4Asn8. Etant donné que l'analyse au hasard de 10 clones de la librairie (N16) sélectionnés sur ampicilline (c'est-à-dire sans pression de sélection au chloramphénicol) ne montre aucune modification dans la région codant pour le peptide TrpL (données non présentées), il en est déduit que les mutations dans TrpL observées sur les clones sélectionnés pour leur capacité d'expression de CAT jouent un rôle dans l'expression. Ainsi, nous démontrons la propriété originale suivante : P expression de protéines recombinantes est affectée positivement par des mutations en aval du codon d'initiation. La figure 3 présente une analyse par SDS-PAGE des protéines totales de bactéries transformées par pTEXCAT ou pTEXCAT4. On y voit la confirmation du caractère surproducteur du vecteur pTEXCAT4 puisqu'une protéine majoritaire migrant à la position attendue pour CAT (28 kDa) est nettement mise en évidence dans des extraits induits par 1TAA tandis que les extraits du vecteur pTEXCAT obtenus dans les mêmes conditions d'induction ne font apparaître qu'une bande de faible intensité.
Pour écarter la possibilité que la surproduction soit causée par des modifications du vecteur en dehors de la partie Spel-EcoRI, le vecteur pTEXCAT4 a été reconstruit in vitro à partir de pTEXCAT par digestion Spel-EcoRI et ligation d'un duplex formé par les deux oligonucléotides phosphorylés suivants : SDopt4-f :
5'CTAGTTAACTAGTACGCAAGTTCACGTAAAACGGAGAAACCCCCCAATGA AAGCAATTTTCGTACCGAATGCGG-3' (SEQ ID N° 17) SDopt4-r :
5'AATTCCGCATTCGGTACGAAAATTGCTTTCATTGGGGGGTTTCTCCGTTTT ACGTGAACTTGCGTACTAGTTAA-3' (SEQ ID N° 18).
Le vecteur résultant noté pTEXCAT-SD4 a ensuite été transformé dans E. coli TOP 10 et comparé à pTΕXCAT4 en termes de potentiel d'expression de l'enzyme CAT. Les résultats obtenus indiquent que les niveaux d'expression de pTΕXCAT4 et pTΕXCAT-SD4 sont comparables entre eux et significativement supérieurs à pTΕXCAT. Ceci accrédite l'hypothèse que l'amélioration de l'expression observée avec les clones revendiqués dans cette demande de brevet est bien causée spécifiquement par les séquences situées entre les sites Spel et ΕcoRI.
Afin de démontrer la spécificité des séquences mutées ou délétées situées directement en aval du codon d'initiation, la leucine CTG en septième position du vecteur sauvage pTΕXCAT a été remplacée par une proline CCG pour donner le vecteur pTΕXCAT-L7P. La proline CCG en septième position du vecteur pTΕXCAT4 a été remplacée par une leucine CTG pour donner le vecteur pTΕXCAT4-P7L. Les résultats de cette expérience figurent dans le tableau 3 ci-dessous.
Tableau 3. Comparaison entre les niveaux d'expression donnés par les vecteurs pTΕXCAT, pTΕXCAT4, pTΕXCAT-L7P et pTΕXCAT4-P7L.
Les résultats (moyenne ± écart-type) ont été obtenus sur deux expériences indépendantes. Le niveau 1 est affecté arbitrairement au vecteur pTEXCAT.
Ces résultats démontrent que la mutation en aval du codon d'initiation est responsable à elle seule de la surexpression, puisque cette mutation réintroduite dans le vecteur sauvage permet d'obtenir la même surexpression. Exemple IV
Cet exemple montre que l'effet de surexpression des nouvelles séquences décrites n'est pas limité au gène rapporteur utilisé pour les sélectionner mais se transpose à d'autres gènes dès lors que ces gènes leur sont liés fonctionnellement sur le même vecteur. A cet effet, le gène CAT des vecteurs pTEXCAT et pTEXCAT4 a été remplacé par la séquence du gène lacZ codant pour la β-galactosidase d'E. coli. Le clonage a été réalisé en amplifiant la séquence lacZ par PCR à partir du vecteur pβGAL- basic (Clontech, Palo Alto, CA) puis en insérant cette séquence en aval de trpL aux sites uniques Bsml et HindIII, pour donner respectivement les vecteurs pTΕX-βGAL et pTΕX4-bGAL.
Les deux vecteurs ont été transformés dans la souche E. coli ICONE 200 (demande de brevet français FR 2 777 292 publiée le 15 Octobre 1999) en vue d'une culture en fermenteur avec suivi en cinétique de l'expression de la β-galactosidase. Classiquement, les bactéries recombinantes ICONE 200 x pTEX-βGAL et ICONE 200 x pTEX4-βGAL ont été cultivées dans 200 ml de milieu complet (Tryptic Soy Broth (DIFCO) 30 g/1, Yeast Extract (DIFCO) 5 g/1) pendant une nuit à 37°C. La suspension cellulaire obtenue a été transférée stérilement dans un fermenteur (modèle CF3000 de Chemap, capacité 3,5 1) contenant 1,8 litres du milieu suivant (concentrations pour 2 litres de culture finale) : glycérol 90 g/1, (NH_ι)2S04 5 g/1, KH2PO4 6 g/1, K2HPO4 4 g/1, Na3-citrate 2H2O 9 g/1, MgS 4 7H2O 2 g/1, extrait de levure 1 g/1, oligoéléments, antimousse 0,06 %, tétracycline 8 mg/1, tryptophane 200 mg/1. Le pH est régulé à 7,0 par ajout d'ammoniaque. Le taux d'oxygène dissous est maintenu à 30 % de la saturation par asservissement de la vitesse d'agitation puis du débit d'aération à la mesure de PO2 dissous. Lorsque la Densité Optique de la culture atteint une valeur comprise entre 30 et 40, on procède à l'induction par l'ajout de 25 mg/1 d'IAA (Sigma, St Louis, MO). Une analyse en cinétique de la densité optique de la culture (DO à 580 nm) et de l'activité β-galactosidase intracellulaire a été effectuée. Le niveau d'activité β-galactosidase est estimé par un dosage colorimétrique en mélangeant 30 μl d'échantillon (fraction « S », voir exemple 3), 204 μl de tampon (Tris-HCl 50 mM pH 7,5 - MgCl2 1 mM) et 66 μl d'ONPG (4 mg/ml dans Tris-HCl 50 mM pH 7,5). Le mélange réactionnel est placé en incubation à 37°C. La réaction est stoppée par l'ajout de 500 μl de Na2CO3 1 M. La DO à 420 nm rapportée au temps d'incubation est proportionnelle à l'activité β-galactosidase présente dans l'échantillon. Sachant que E. coli ICONE 200 a une délétion complète de Popéron lac, l'activité β-galactosidase mesurée est uniquement due à l'expression du gène lacZ plasmidique. Les résultats de cette étude comparative indiquent que dans deux expériences indépendantes, le vecteur pTEX4-βGAL donne un niveau d'activité β-galactosidase environ 50 fois supérieur à pTEX-βGAL (figure 4). Nous en déduisons que la séquence originale isolée dans la zone RBS du vecteur pTEXCAT4 potentialise l'expression, non seulement de la protéine CAT, mais aussi d'autres protéines telles que, à titre d'exemple, la β-galactosidase. A partir de cet exemple, nous pouvons conclure que d'autres protéines d'intérêt biotechnologique pourront être avantageusement exprimées à partir d'un des vecteurs selon l'invention en introduisant leur séquence codante en aval des séquences mutées ou délétées selon l'invention. Exemple V Comparaison entre les niveaux d'expression donnés par les vecteurs pTEXwt (ne fait pas partie de l'invention) et les vecteurs pTEX9*, pTEXIO', pTEXl P et pTEX12'.
Les vecteurs pTEXIO', pTEXl P et pTEX12' sont issus du vecteur pTEX9 mais comprennent en outre des mutations supplémentaires, telles qu'indiquées dans le tableau 4 ci-dessous : Tableau 4. Comparaison entre les niveaux d'expression donnés par les vecteur pTEXwt, pTEX9*, pTEXIO', pTEXl P et pTEX12'.
(*) : Chaque séquence nucléotidique (ARN messager) comprend la région mutée en aval du codon d'initiation. La séquence de référence du vecteur pTEXCAT figure en première ligne du tableau. Les séquences nucléiques en amont et en aval du codon d'initiation des vecteurs sont représentées dans ce tableau après transcription sous forme d'ARN. A l'extrémité 3' de ces séquences, seuls les deux premiers codons du site de clonage multiple sont représentés, à savoir GAAUUC.
Les méthodes de détermination de l'expression sont celles utilisées dans les exemples ci-dessus.
Ces résultats démontrent que les délétions en aval du codon d'initiation permettent d'obtenir une surexpression jusqu'à plus de 250 fois supérieure à l'expression observée en utilisant le vecteur sauvage.

Claims

REVENDICATIONS
1. Construction pour l'expression d'un gène codant pour une protéine recombinante d'intérêt placé sous le contrôle de l'opéron tryptophane Ptrp dans une cellule hôte procaryote comprenant directement en aval du codon d'initiation une séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1 et en aval de cette séquence une cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, caractérisée en ce qu'au moins un des nucléotides de la séquence SEQ ID N° 1 est muté ou délété de façon à permettre une surexpression de ladite protéine recombinante.
2. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce qu'au moins un des nucléotides de la séquence SEQ ID N° 1 est délété.
3. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce que ledit au moins nucléotide muté ou délété est situé sur le fragment de séquence S>EQ ID N° 2 de la séquence SEQ ID N° 1.
4. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce que ledit au moins nucléotide muté ou délété, préférentiellement muté, est situé sur le codon GTA de la séquence SEQ ID N° 1.
5. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce ledit au moins nucléotide muté ou délété, préférentiellement muté, est situé sur le codon GCA de la séquence SEQ ID N° 1.
6. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce ledit au moins nucléotide muté ou délété, préférentiellement muté, est situé sur le codon CTG de la séquence SEQ ID N° 1.
7. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite séquence SEQ ID N° 1 dont au moins un des acides nucléiques est muté ou délété, présente au moins en position 1, 2 et 3 le nucléotide A.
8. Construction selon la revendication 1, caractérisée en ce que ladite séquence SEQ ID N° 1 est totalement délétée.
9. Construction selon l'une des revendications 1 à 8, caractérisée en ce qu'au moins un des nucléotides, et préférentiellement tous les nucléotides, situés entre la séquence nucléique de séquence SEQ ID N° 1 et la cassette de clonage multiple destinée à recevoir le gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt, sont délétés.
10. Construction selon l'une quelconque des revendications 1 à 9, caractérisée en ce que la séquence nucléique directement en amont du codon d'initiation est choisie parmi les séquences SEQ ID N° 3 à SEQ ID N° 10.
11. Construction selon l'une quelconque des revendications 1 à 10, caractérisée en ce que la cellule hôte procaryote est une bactérie gram négative.
12. Construction selon l'une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisée en ce que la cellule hôte procaryote est E. coli.
13. Vecteur contenant une construction selon l'une quelconque des revendications 1 à 12.
14. Cellule hôte procaryote transformée par un vecteur selon la revendication 13.
15. Cellule hôte procaryote selon la revendication 14, caractérisée en ce qu'il s'agit d' E. coli.
16. Procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt dans une cellule hôte utilisant une construction selon l'une quelconque des revendications 1 à 12.
17. Procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon la revendication 16, dans lequel ladite construction est introduite dans une cellule hôte procaryote.
18. Procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon la revendication 16 ou 17, dans lequel ladite construction est introduite dans une cellule hôte procaryote par un vecteur selon la revendication 13.
19. Procédé de production d'une protéine recombinante d'intérêt selon l'une des revendications 16 à 18, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) le clonage d'un gène d'intérêt dans un vecteur selon la revendication 13 ; b) la transformation d'une cellule procaryote par un vecteur contenant un gène codant pour ladite protéine recombinante d'intérêt ; c) la culture de ladite cellule transformée dans un milieu de culture permettant l'expression de la protéine recombinante ; et d) la récupération de la protéine recombinante à partir du milieu de culture ou de ladite cellule transformée.
20. Utilisation d'une construction selon l'une des revendications 1 à 12, d'un vecteur selon la revendication 13 ou d'une cellule selon la revendication 14 ou 15, pour la production d'une protéine recombinante.
21. Utilisation d'une protéine recombinante pour la préparation d'un médicament destiné à être administré à un patient nécessitant un tel traitement, caractérisée en ce que ladite protéine recombinante est produite par un procédé selon l'une des revendications 16 à 19.
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Families Citing this family (8)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
NZ556635A (en) * 2004-12-22 2010-11-26 Genentech Inc Method for producing soluble multi-membrane-spanning proteins
WO2009020899A1 (fr) * 2007-08-03 2009-02-12 Dow Global Technologies Inc. Séquences de régions d'initiation de la traduction pour une expression optimale de protéines hétérologues
KR100961565B1 (ko) * 2008-03-10 2010-06-07 충남대학교산학협력단 목적하는 단백질 발현 수준을 제공하는 초기 코돈의발굴방법, 및 이를 이용한 재조합 단백질의 발현 조절 방법및 생산 방법
WO2009135056A2 (fr) * 2008-04-30 2009-11-05 Monsanto Technology Llc Vecteurs d’adn recombiné destinés à l’expression d’antagonistes de la prolactine humaine
CA2729839A1 (fr) * 2008-07-03 2010-01-07 Diane Retallack Procede de criblage a haut debit et son utilisation pour identifier une plateforme de production d'une proteine de liaison multifonctionnelle
CN110491447B (zh) * 2019-08-05 2021-08-17 浙江省农业科学院 一种用于异源基因体外表达的密码子优化方法及应用
CN115960934A (zh) * 2022-08-24 2023-04-14 深圳柏垠生物科技有限公司 大肠杆菌表达外源基因优化方法及其序列
CN118440969B (zh) * 2024-07-08 2024-10-15 天津凯莱英生物科技有限公司 可溶性表达质粒突变体库的构建方法及其应用

Family Cites Families (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US4738921A (en) * 1984-09-27 1988-04-19 Eli Lilly And Company Derivative of the tryptophan operon for expression of fused gene products
US4772555A (en) * 1985-03-27 1988-09-20 Genentech, Inc. Dedicated ribosomes and their use
US5149792A (en) * 1989-12-19 1992-09-22 Amgen Inc. Platelet-derived growth factor B chain analogs
US6121416A (en) * 1997-04-04 2000-09-19 Genentech, Inc. Insulin-like growth factor agonist molecules
GB9716790D0 (en) * 1997-08-07 1997-10-15 Creative Peptides Sweden Ab Recombinant DNA molecules comprising multimeric copies of a gene sequence and expression thereof

Non-Patent Citations (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
See references of WO0198453A3 *

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