DE69918159T2

DE69918159T2 - Verfahren und vorrichtung zur steuerung der gewebeimplantat-interaktionen

Info

Publication number: DE69918159T2
Application number: DE69918159T
Authority: DE
Inventors: Francis Moussy; Donald Kreutzer; Diane Burgess; Jeff Koberstein; Fotios Papadimitrakopoulos; Samuel Huang
Original assignee: University of Connecticut
Current assignee: University of Connecticut
Priority date: 1998-11-20
Filing date: 1999-11-19
Publication date: 2005-03-17
Anticipated expiration: 2019-11-20
Also published as: DE69918159D1; EP1130996A1; CA2351734A1; US6366794B1; EP1131114A1; DE69924749T2; US6497729B1; EP1130996B1; EP1131114B1; DE69924749D1; ATE292931T1; WO2000030698A1; ATE269114T1; CA2354060C; CA2354060A1; WO2000030532A1

Description

Hintergrund der Erfindung
1. Gebiet der Erfindung
Die Erfindung betrifft im allgemeinen das Gebiet der Implantate für menschliche und tierische Körper. Insbesondere betrifft die Erfindung Vorrichtungen und Methoden zur Kontrolle der Gewebs-/Implantat-Interaktionen, wobei eine bessere Integration, Funktionalität und erhöhte Lebensdauer der Implantate im Körper erreicht wird.
2. Beschreibung des Standes der Technik
Implantierbare künstliche Materialien und Vorrichtungen wie z. B. Arzneiversorgungssysteme, Herzschrittmacher, künstliche Gelenke und Organe spielen eine wichtige Rolle in der heutigen Gesundheitsfürsorge. Zusätzlich zu diesen Vorrichtungen besitzen implantierbare Beobachtungssysteme oder „Biosensoren" ein großes Potential zur Verbesserung sowohl der Pflegequalität als auch der Lebensqualität von Patienten und Tieren. Eine beispielhafte Beobachtungsvorrichtung, die die Lebensqualität von Diabetespatienten und Tieren deutlich erhöhen würde, ist beispielsweise ein implantierbarer Glukosemonitor zur schmerzfreien, kontinuierlichen, sicheren Bestimmung des Blutglukosespiegels. Diabetespatienten bestimmen heutzutage ihren eigenen Glukoseblutspielgel durch Aufnahme von Kapillarblutproben aus wiederholten Fingereinstichen. Da diese Tests schmerzvoll, zeitaufwendig und mehrmals an einem Tag wiederholt werden müssen, führen Diabetespatienten oftmals keine ausreichende Zahl an täglichen Tests durch. Die mangelnde Einhaltung erschwert die intrinsisch bedingte diskontinuierliche Natur der Beobachtung und führt letztendlich zu extensiven pathologischen Auswirkungen bei Diabetespatienten.
Eins der größten Probleme in Verbindung mit allen Typen von Implantaten ist die Biokompatibilität des Implantats mit dem Körper und insbesondere mit der Gewebe, das mit dem Implantat in Kontakt tritt. Siehe auch Mercacto und Moussy (1998) in Biosensors & Bioelectronics, Vol. 13, Nr. 2, 133–145. Trotz intensiver Bemühungen zur Entwicklung von beispielsweise implantierbaren Biosensoren zur Glukosebestimmung und Bestimmung anderer Funktionen ermöglicht keine Entwicklung heutzutage eine schmerzfreie, zuverlässige und kontinuierliche Beobachtung. Ein Grund hierfür ist, daß die momentan implantierbaren Sensoren unter einem progressiven Verlust an Funktionalität nach einer relativ kurzen Zeit in vivo leiden. Dieser Verlust an Funktionalität beruht auf unterschiedlichen Faktoren, wobei einige der wichtigsten die Proteinabsorption, Entzündungsbildung und die Fibrose (Einkapselung) hervorgehend aus dem Gewebstrauma um das Implantat sind. Diese Fibrose führt zu einem Verlust an Blutgefäßen in der Implantatsumgebung und somit zu einem behinderten Zugang zum Blutglukosespiegel. Dieser Faktor kann ebenfalls mit der Funktionalität anderer Implantate und implantierbarer Vorrichtungen wie z. B. Insulinpumpen, Herzschrittmachern, künstlichen Gelenken und künstlichen Organen in Verbindung gebracht werden.
Ein Ansatz zur Kontrolle der durch das Gewebstrauma an der Implantationsstelle hervorgerufenen Entzündung und Fibrose war die Verwendung von inerten Materialien wie beispielsweise Titan oder monokristallinem Aluminium, wie veröffentlicht in US Patent Nr. 4,122,605 von Hirabayashi et al. Obwohl geeignet für Knochen und Zahnimplantate ist dieser Ansatz nicht hilfreich bei komplexeren prothetischen Bauteilen oder Biosensoren, welche die Verwendung einer Vielzahl von Materialien benötigen. Ein weiterer Ansatz war die Verwendung von porösen äußeren Ummantelungen aus DACRON oder TEFLON, wie veröffentlicht in US Patent Nr. 4,648,880 von Brauman et al., oder mit Polytetrafluorethylen, wie veröffentlicht in US Patent Nr. 5,779,734. Obwohl geeignet für Prothesen wie z. B. Brustimplantate, sind solche Beschichtungen nicht praktikabel für prothetische Vorrichtungen und Biosensoren mit komplexeren Geometrien. Der häufigst genutzte Ansatz zur Kontrolle der Gewebsreaktionen, insbesondere der Entzündung, war die systematische Verabreichung von Arzneimitteln wie Corticosteroide. Diese systematische Verabreichung kann zu Nebenwirkungen wie einer allgemeinen Immunsuppression, Blutungen und psychischen Problemen, insbesondere über lange Zeit, führen. Dementsprechend besteht ein Bedarf an Vorrichtungen und Methoden zur Kontrolle der Gewebs/Implantat-Interaktionen, insbesondere für implantierbare Materialien, Prothesen und Vorrichtungen wie Biosensoren.
Zusammenfassung der Erfindung
Die oben diskutierten und anderen Nachteile und Defizite des Standes der Technik werden überwunden oder geschwächt durch eine verbesserte Gewebe/Implantatschnittstelle, aufweisend ein Implantat mit einer äußeren Oberfläche und einer bioaktiven Polymerschicht angrenzend an zumindest einem Teil der äußeren Oberfläche des Implantats. In einem bevorzugten Ausführungsbeispiel weist die Polymerschicht mindestens einen Gewebereaktionsmodifikator auf, welcher kovalent an die Polymerschicht gebunden ist oder in der Polymerschicht eingebunden ist, in einer zur Kontrolle der Gewebsreaktion an der Implantationsstelle effektiven Menge. Die bioaktive Polymerschicht kann ein synthetisches organisches Polymer wie beispielsweise ein Hydrogel oder ein natürliches Polymer wie beispielsweise ein Protein sein. Das Polymer kann gleichfalls selbst aufbauend sein. Vorzugsweise kontrolliert der mindestens eine Gewebsreaktionsmodifikator die Entzündungsbildung, Fibrose, Zellmigration, Zellproliferation, Leukozytenaktivierung, Leukozytenanhaftung, Lymphozytenaktivierung, Lymphozytenanhaftung, Makrophagenaktivierung, Makrophagenanhaftung, den Zelltod und/oder die Neovaskularisation. Beispielhafte Gewebereaktionsmodifikatoren können unter anderem ein steroidales oder nicht-steroidales entzündungshemmendes Reagenz, ein antifibrotisches Reagenz, ein Antiproliferationsreagenz, ein Cytokin, ein Cytokininhibitor, neutralisierte Antikörper, anhaftende Liganden, Metabolite oder metabolische Zwischenstufen, DNA, RNA, cytotoxische Reagenzien und Kombinationen dieser sein. Der Gewebereaktionsmodifikator kann kovalent an die Polymerschicht gebunden oder in der Polymerschicht eingeschlossen sein.
In einem weiteren Ausführungsbeispiel ist der Gewebereaktionsmodifikator kovalent an den Polymerfilm gebunden oder in einer langsam freisetzenden Form in dem Polymerfilm eingeschlossen, wie beispielsweise in Form von biologisch abbaubaren Polymeren, Nanopartikeln, Liposomen, Emulsionen und Mikrosphären zur Bereitstellung der Langzeitversorgung des Gewebereaktionsmodifikators an der Implantationsstelle.
Die Verbindung der unterschiedlichen Kombinationen von Gewebereaktionsmodifikatoren mit bioaktiven Polymeren stellt ein extrem einfaches, flexibles und effektives Mittel zur Kontrolle der Implantat/Gewebe-Interphasen zur Verfügung, welches die Lebenszeit des Implantats und dessen Funktion verbessert. Die oben diskutierten und anderen Merkmale und Vorteile können vom Fachmann aus den folgenden detaillierten Beschreibungen und Zeichnungen entnommen werden.
Kurze Beschreibung der Zeichnungen
Bezugnehmend auf die Zeichnungen sind die einzelnen Elemente durchnummeriert, wie in den unterschiedlichen Figuren gezeigt:
1 ist eine schematische Darstellung eines Implantats und einer Gewebswechselwirkungsmodifizierungs-Hydrogelkombination.
2 ist eine schematische Darstellung eines Implantats und einer Gewebswechselwirkungsmodifizierungs-MAP-poly(anion/polycation) Kombination.
3 ist eine schematische Darstellung eines hydrogenperoxidbasierenden amperometrischen Sensors zur Beobachtung des subkutanen Glukosespiegels und einer bioaktiven Schichtenschnittstelle.
4 ist ein Detail aus 3.
5 ist eine Grafik, welche die Glukosepermeabilitätsdaten als Funktion einer sukzessiven NAFION^TM/Fe³⁺ selbstaufbauenden Monoschicht auf einer 0,1 μm Glasfibermembran zeigt.
6 zeigt quartzkristalline Mikrobalance (QCM) Frequenzshifts (welche in direkter Relation zu der Massenabscheidung auf dem QCM-Sensor stehen) gegen den Dipkreislauf für Huminsäure/Fe³⁺ Anordnungen, als Funktion des pH-Wertes und der Ionenstärke der Huminsäurelösung.
7 ist eine grafische Darstellung der ellipsometrischen Bestimmung der Dicke versus dem Tauchzyklus für Huminsäure/Fe³⁺ Anordnungen, als Funktion des pH-Wertes und der Ionenstärke der Huminsäurelösung.
Ausführliche Beschreibung der bevorzugten Ausführungsbeispiele
Wie hierin verwendet, bezieht sich der Begriff „Implantat" weitestgehend auf jedes Material oder jede Vorrichtung, welche invasiv in den Körper eines Wirbeltieres wie z. B. eines Vogels, eines Reptils, einer Amphibie oder eines Menschen eingebracht wird. Die verbesserte Gewebe/Implantatschnittstelle der vorliegenden Erfindung weist in einem ersten Ausführungsbeispiel ein Implantat auf, welches eine äußere Oberfläche und eine bioaktive Polymerschicht anhaftend an zumindestens einem Teil der äußeren Oberfläche des Implantates aufweist, wobei die Polymerschicht mindestens einen Gewebereaktionsmodifikator kovalent an die Polymerschicht oder in der Polymerschicht eingeschlossen aufweist, in einer Quantität, welche effektiv zur Kontrolle der Gewebereaktions an der Implantationsstelle ist. Der mindestens Gewebereaktionsmodifikator dient zur Modifizierung der Gewebereaktion gegenüber dem Implantat an der Implantationsstelle durch Steuerung oder Verhinderung der Gewebereaktion, welche zu einer Implantatsabstoßung, Beeinträchtigung oder zum Verlust der Funktion führt.
„Gewebereaktionsmodifikatoren" wie hierin verwendet, sind Faktoren, die die Reaktion des Gewebes an der Implantationsstelle kontrollieren. Ein Aspekt dieser Reaktion kann weitestgehend in einem Zweischrittprozeß unterteilt werden, die Entzündung und die Wundheilung. Eine unkontrollierte Entzündungsreaktion (akut oder chronisch) resultiert in einer extensiven Gewebszerstörung und letztendlich in einer Gewebsfribrose. Wundheilung schließt die Regeneration des verletzten Gewebes, die Reparatur (Fibrose) und das Einwachsen von neuen Blutgefäßen (Neovaskularisation und Angiogenesis) ein. Für die Fibrose verwendet der Körper Kollagen aus den aktivierten Fibroblasten zum „Stopfen und Füllen" der noch nicht regenerierten Bereiche, die aus einem Trauma oder einer Entzündung resultieren. Das Einwachsen der neuen Blutgefäße ist kritisch und letztendlich das Ergebnis der Wundheilung. Eine Anzahl anderer Wechselwirkungen sind gleichfalls in diese Kategorie eingeschlossen, wie z. B. die Fibroblastbildung und Funktion, die Leukozytenaktivierung, die Leukozytenanhaftung, die Lymphozytenaktivierung, die Lymphozytenanhaftung, die Makrophagenaktivierung, die Makrophagenanhaftung, die Thrombose, die Zellmigration, die Zellproliferation einschließlich des unkontrollierten Wachstums, Neoplasie und Zellverletzung und Zelltod. Nachteilige Gewebsreaktionen auf Implantationen können auch aus genetischer Funktionsstörung, Immunerkrankungen, infektiösen Störungen, umweltbedingte Toxinaufnahmen, Ernährungsstörungen und Störungen im Baby- oder Kindesalter hervorgerufen werden.
Gewebereaktionsmodifikatoren sind daher eine breite Kategorie von organischen und inorganischen, synthetischen und natürlichen Materialien und Derivaten dieser, welche die oben genannten Gewebereaktionen durch Verletzungen aufgrund von Implantationen beeinflussen. Solche Materialien schließen nicht abschließend mit ein synthetische organische Verbindungen (Arzneimittel), Peptide, Polypeptide, Proteine, Lipide, Zucker, Kohlenhydrate, bestimmte RNA und DNA und Fettsäuren, sowie Metaboliten und Derivate dieser. Gewebereaktionsmodifikatoren können auch die Form von genetischem Material, Viren, prokaryotischen oder eukaryotischen Zellen haben oder von diesen abgeleitet sein. Die Gewebereaktionsmodifikatoren können auch in unterschiedlichen Formen wie z. B. ungeladenen Molekülen, Teilen von molekularen Komplexen von pharmakologisch akzeptablen Salzen oder simplen Derivaten wie Estern, Ethern oder Amiden sein. Gewebereaktionsmodifikatoren können viral, mikrobiotisch, durch Pilzpflanzen, Insekten, Fische oder andere Wirbeltierquellen hergestellt werden.
Beispiele für Gewebereaktionsmodifikatoren schließen nicht abschließend ein, entzündungshemmende Reagenzien wie steroidale Medikamente wie z. B. corticosteroide wie Dexamethason, ein wirksames Breitbandsteroidal entzündungshemmendes Mittel und antifibrotische Medikamente mit bekannter Effizienz in diabetischen Rattenmodellen, und Methyl Prednisone, Triamcinolone, Hydrokortison und Analoge davon; und nicht steroidale Medikamente wie beispielsweise Ketoprofen, Cyclosporin, Naproxen und Ibuprofin.
Andere beispielhafte Gewebereaktionsmodifikatoren schließen Neovaskularisationsreagenzien wie Cytokine ein. Cytokine sind Wachstumsfaktoren wie beispielsweise der Transformierungswachstumsfaktor Alpha (TGFA), der epidermale Wachstumsfaktor (EGF), der Vaskularendothelialwachstumsfaktor (VEGF) und der Antitransformationswachstumsfaktor Beta (TGFB). TGFA unterdrückt die Kollagensynthese und stimuliert die Angiogenesis. Es konnte gezeigt werden, daß der epidermale Wachstumsfaktor angebunden an ein festes Substrat signifikant Mobilität und die aktive Konformation beibehält. VEGF stimuliert die Angiogenesis und ist vorteilhaft, da es selektiv die Proliferation der Endothelialzellen und nicht der Fibroblasten oder die Kollagensynthese unterstützt, im Gegensatz zu anderen angiogenen Faktoren. Zusätzlich zur Unterstützung der Wundheilung unterstützt der verbesserte Blutfluß, hervorgerufen durch die Anwesenheit von Neovaskularisationsreagenzien, die Genauigkeit der Sensormessungen.
Ein anderer Typ der Gewebereaktionsmodifikatoren sind neutralisierte Antikörper einschließlich beispielsweise der Antitransformierungswachstumsfaktor Beta Antikörper (Anti-TGFB); Anti-TGFB Rezeptor Antikörper; und Anti-Fibroblastantikörper (Anti-CD44). Anti-TGFB Antikörper zeigten eine Unterdrückung der Fibroblastproliferation und unterdrückten somit die Fibrose. Aufgrund der Wichtigkeit des TGFB in der Fibrose unterbinden Anti-TGFB Rezeptorantikörper die Fibrose durch Blockierung der TGFB Aktivierung der Fibroblasten. Einige Studien haben gezeigt, daß Anti-CD44 Antikörper den programmierten Zelltod (Apoptosis) in Fibroblasten in vitro induzieren. Daher ist die Verwendung von Anti-CD44 Antikörpern ein neuer Ansatz zur Unterdrückung der Fibroblastenbildung und somit der Fibrose. Ein anderes Antiproliferationsreagenz schließt Mitomicyin C ein, welches die Fibroblastproliferation unter bestimmten Umständen, wie z. B. nach Auftreten der Vaskularisation, unterdrückt.
Anbindende Liganden („bindende Molekülteile") können gleichfalls als Gewebereaktionsmodifikatoren genutzt werden, wobei die adhesiven Liganden in die Polymerschicht eingearbeitet werden, um direkt die Anhaftung von Endothelialzellen an die implantierte Oberfläche zu ermöglichen. Eine solche Anhaftung unterstützt die Neovaskularisation an der Implantat/Gewebeschnittstelle. Hierbei hat die Oberflächendichte des bindenden Molekülteils einen Einfluß auf die Zellreaktion und die Variation der Dichte der Bindungsstellen erlaubt die Kontrolle der Reaktion. Beispielhafte anlagernde Liganden sind nicht abschließend Arginin-Glycin-Asparaginsäure (RGD) Molekülteile und Arginin-Glutaminsäure-Asparaginsäure-Valin-Molekülteile (REDV), ein Fibronoinpolypeptid. Der REDV Ligand zeigte eine selektive Bindung an menschliche Endothelialzellen, aber keine Bindung an weiche Muskelzellen, Fibroblasten oder Blutplättchen, wenn in geeigneten Mengen eingesetzt.
Der mindestens eine Gewebereaktionsmodifikator ist kovalent an eine bioaktive Polymerschicht gebunden oder in dieser eingeschlossen. Wie hierin verwendet, bedeutet eine „bioaktive" Polymerschicht eine, welche die Gewebereaktion gegenüber implantierten Materialien kontrollieren kann (verstärken oder unterdrücken).
Bioaktive Polymere sind allgemein biologisch verträglich, das heißt physiologisch tolerierbar und führen nicht zu einer gegensätzlichen lokalen oder systematischen Reaktion. Der Begriff „Schicht" wie hierin verwendet schließt Blöcke, Flicken, Halbkreise und andere Geometrien ohne Limitierung ein. Während synthetische Polymere wie Poly(tetrafluorethylen), Silikone, Poly(acrylate), Poly(methacrylat), Hydrogele und Derivate davon weitestgehend allgemein eingesetzt werden, werden natürliche Polymere wie Proteine und Kohlenhydrate gleichfalls im Bereich der vorliegenden Erfindung eingesetzt. Die bioaktiven Polymerschichtfunktionen dienen zum Schutz der Implantate und stellen dessen Funktion sicher, minimieren die Proteinabadsorption auf dem Implantat und dienen als eine Stelle zur Bereitstellung von Gewebereaktionsmodifikatoren oder Medikamentenverabreichungsvorrichtungen.
In einem Ausführungsbeispiel ist der Gewebereaktionsmodifikator kovalent an ein Hydrogel gebunden oder in diesem eingeschlossen. Hydrogele werden durch Polymerisation von hydrophilen und hydrophoben Monomeren gebildet und formen ein Gel, wie beschrieben in US Patent Nr. 4,983,181 und Nr. 4,994,081. Sie bestehen weitestgehend aus Wasser und sind ggf. durch chemische oder physikalische Methoden kreuzvernetzt. Die chemische Verbindung ist durch die freien Radikale einschließlich der Kreuzvernetzung von Diänen wie beispielsweise Ethylenglykoldimethacrylat (EGDMA) und dergleichen verstärkt. Physikalische Kreuzvernetzungen werden durch Copolymerisation eines hydrophoben Co-Monomers mit einem wasserlöslichen Monomer gebildet und durch Kontaktierung des copolymerisierten Gels mit Wasser gebildet. Die physikalische Assoziation der hydrophoben Regionen des Gels resultiert in der Bildung von physikalischen Kreuzvernetzungen. Die Kontrolle der Rate von hydrophilen zu hydrophoben Monomeren erlaubt die Kontrolle der finalen Eigenschaften des Gels. Hoch wassergequollene Hydrogele sind bioaktiv und haben minimalen Einfluß auf die Diffusionsrate von kleinen Molekülen. Hydrogele sind gleichfalls intrinsisch mobil und haben deshalb einen minimalen Effekt auf die assoziierten Peptid Gewebereaktionsmodifikatoren.
Hydrogele können durch Polymerisation von Monomeren wie 2-Hydroxyethylmethacrylat, 2-Hydroxyethylmethacrylat, fluorinierte Acrylate, Acrylsäure und Methacrylsäure und Kombinationen dieser gebildet werden. Bevorzugte Hydrogele sind Copolymere von 2-Hydroxyethylmethacrylat, wobei das Comonomer ausgewählt wird um die mechanische Festigkeit, die Hydrolysestabilität oder andere mechanische oder chemische Eigenschaften zu verbessern. Bevorzugte Comonomere schließen nicht abschließend 3-Hydroxypropylmethacrylat, N-Vinylpyrrolidon, 2-Hydroxyethylacrylat, Glycerinmethacrylat, n-Isopropylacrylamid, N,N-Dimethylacrylamid, Glycidylmethacrylat und Kombinationen dieser ein. Besonders bevorzugte Hydrogele sind Terpolymere von 2-Hydroxyethylmethacrylat (HEMA), N-Vinylpyrrolidon (NVP) und 2-N-Ethylperfluoroktansulfamidoethylacrylat (FOSA) mit angebundenem EGDMA zur Kontrolle der Kreuzvernetzung. HEMA ist hydrophil und quillt in der Gegenwart von Wasser. Die Hydroxylgruppe des HEMA bietet gleichzeitig eine potentielle Stelle zur kovalenten Anbindung von Gewebereaktionsmodifikatoren, langsamen Freisetzungssystemen und dergleichen. Acrylsäure, Methacrylsäure und andere funktionalisierte Vinylmonomere können gleichfalls eingesetzt werden, um diese Anbindungsseiten zur Verfügung zu stellen. NVP ist ampholytisch, wobei der Rückratring Hydrophobizität und die polare Amidgruppe Hydrophilizität liefert. Poly(vinylpyrrolidon) ist wasserlöslich, physiologisch inaktiv und bildet Komplexe mit einer Zahl von kleinen Molekülen wie Jod und Chlorhexidin. Die Verwendung von NVP verbessert die Festigkeit von polymerisierten HEMA und liefert eine verbesserte Löslichkeit der anderen Monomere unter Bulkpolymerisationsbedingungen.
Im Stand der Technik bekannte Polymerisationsmethoden können in Abhängigkeit des Implantates genutzt werden. Demgemäß kann für Implantate, die höhere Temperaturen tolerieren, die Polymerisation ggf. durch Wärme in Anwesenheit eines Initiators wie z. B. Azoisobutyronitril (AIBN) initiiert werden. Photoinitiierung durch UV-Licht kann in Anwesentheit eines Initiators wie z. B. Benzoin oder Benzil oder durch sichtbares Licht in Anwesenheit von Initiatoren wie Eosin initiiert werden. Die Anbindung des Hydrogels an das Implantat kann durch mechanische Kraft geschehen, da die Schicht um das Implantat, die während der Herstellung des Hydrogels gebildet wird, deutlich durch die Polymerisation schrumpft.
In einem weiteren bevorzugten Ausführungsbeispiel sind die Gewebereaktionsmodifikatoren mit einer bioaktiven Polymerschicht assoziiert, welche durch supramolekularen Selbstaufbau hergestellt wird. Die Herstellung von Materialien durch Selbstaufbau führte zu signifikanten Vorteilen in dem Bereich von dünnen Filmen, z. B. da wo die sequentielle Beschichtung von (Poly)kation/(Poly)anion die Einbindung von molekularen Farbstoffen, Nanokristallen, Mikrosphären, geladenen Proteinen und Zellwachstumsfaktoren in größere Strukturen erlaubte. Solch ein Schicht-nach-Schicht – Wachstum von kleinen und großen molekulargewichtigen Komponenten eröffnet einen hohen Grad an Flexibilität in der Herstellung dieser komplexeren Strukturen.
Elektrostatische Selbstorganisation basiert auf der Wechselwirkung von gegensätzlich geladenen Spezies, die den „Komplex" unlöslich lassen werden gegenüber der Mutterlösung. Diese Technik bietet ein wirkungsvolles Werkzeug zur Herstellung einer Vielzahl von Schicht und Multischichtstrukturen aus Poly(anionen) und Poly(kationen). Diese „fuzzy" Nanoanordnungen zeigen eine signifikante Mischung der gegensätzlich geladenen Polyionenketten. Die starken Metalligandkräfte, die die Selbstorganisation stabilisieren, geben einen Hinweis auf physikalisch kreuzvernetzte Strukturen. Diese Systeme sind auch bei niedrigen pH-Werten und in polaren Lösungsmitteln sehr stabil, und eliminieren die Notwendigkeit der chemischen Kreuzvernetzung zur Erzeugung von räumlicher Stabilität. Die Anordnungen können direkt auf dem Implantat erzeugt werden oder an eine Hydrogelmembran angelagert werden, wodurch eine größere Zahl an Möglichkeiten zur Entwicklung der Membran und der interaktiven Oberflächenhydrogele ermöglicht wird. Die Schichtdicke und andere mikrostrukturellen Charakteristika dieser Anordnung hängen von dem Typ der geladenen Spezies ab, deren Konzentration, pH-Wert, Molekulargewicht, Ionenstärke und dergleichen.
Ein Beispiel einer bioaktiven Schicht, die durch Selbstorganisation gebildet wurde, ist die Bildung von NAFION^TM/Fe³⁺ Multischichtfilmen. NAFION^TM ist ein perfluorierter Elektrolyt mit einer Sulphonsäurefunktionalität, welche bisher als semipermeable Membran für elektrochemische Sensoren genutzt wurde. Wie auch immer führt die starke Ionenaustauscheigenschaft von NAFION^TM zur Calcifikation in vitro und in vivo. Die Sulfon(R-SO₃)-Gruppen in den hydrophilen Domänen der Membran dienen als Nukleierungspunkt zur Ablagerung von Calciumphosphat. Diese Kristalle scheinen den Metabolitentransport durch die Membran zu unterdrücken und die Membran zu verspröden, was zu rissen führt.
Elektrostatische Verbindungen von NAFION^TM und Fe³⁺ aus verdünnten Lösungen von Eisencitrat bei einem pH-Wert in dem Bereich von ungefähr 2 bis ungefähr 6 kann zur Verhinderung der Calciumablagerung eingesetzt werden. Schicht nach Schichtaufbau erlaubt graduelle Spannungsrelaxation und die vollständige Substitution der NAFION-Protonen durch Fe³⁺, wodurch alle Kalzifikationsstellen deaktiviert werden. Die Verwendung von Eisencitratlösungen bei mildem pH (das heißt bei ungefähr 6) erlaubt die Bildung der Membranen ohne die Deaktivierung der Proteine, Enzyme oder anderen Gewebereaktionsmodifikatoren. Dementsprechend, durch Eintauchen in eine saure NAFION^TM-Lösung (pH ungefähr 3), werden die Substraghydroxalgruppen, das heißt Silanolgruppen (SiOH) partiell protoniert, wodurch starke elektrostatische Kräfte erzeugt werden, die negativ geladene NAFiON^TM mit Zellen anziehen. Nach dem Spülen im Wasser zur Entfernung von lose gebundenen Spezies wird das Substrat in eine Eisenchloridlösung getaucht. Die Eisenionen, die durch die Sulfongruppen angezogen werden, kehren die Oberflächenladung um und stellen somit die ursprüngliche Oberflächenladung wieder her. Der ganze Prozeß wird so oft wiederholt, bis die gewünschte Dicke erhalten wird.
Ein weiterer Polymer (Ligand), der zur Selbstorganisation geeignet ist, ist das Muschelanhaftungsprotein (MAP). Die Selbstorganisation von biologischen Materialien wie dem Muschelanhaftungsprotein erlaubt die Einarbeitung von Materialien, die die Implantatsbiokompatibilität erhöhen. MAP wird durch Blausiegelmuscheln (Mytilus edulis) produziert und weist allgemein 75 bis 85 dekamerische Einheiten mit einer primären Sequenz von KPSY-Hyp-Hyp-T-DOPA auf, wobei Hyp Hydroxyproline und DOPA 3,4-Dihydroxyphenylalanin sind. DOPA ist ein starkes Metallchelatisierungsreagenz, insbesondere mit Ca²⁺ und Fe³⁺ und die starke Selbstaggregation von DOPA in der Anwesenheit von Kationen führt zu einer supramolekularen Selbstorganisation. Demgemäß wird ein Substrat, welches Metallchelatisierungsgruppen aufweist, zum Beispiel freie Aminogruppen, hintereinander erst in eine Lösung mit Metallionen (das heißt Ca²⁺ und Fe³⁺) getaucht (gefolgt von einem optionalen Waschschritt in frischen Solvenz); und zweitens in eine Lösung aufweisend einen Poly(liganden) (das heißt das MAP-Protein) getaucht, (gefolgt von einem optionalen Waschschritt in frischen Solvent). Die Dicke der Membran ist direkt proportional zu der Zahl der aufeinander gefolgten Tauchzyklen. Die Organisation der Membran kann mit der variablen winkelspektroskopischen Ellipsometrie (VASE), der UV-VIS und der Quartzkristallmikrobalance bestimmt werden. Die starke Chelatisierung zwischen Ca²⁺ und DOPA in der MAP-Membran führt zu einer wesentlichen Abnahme der Porosität, wodurch kleinen Molekülen wie z. B. Glukose oder Sauerstoff die Permeation ermöglicht wird, wohingegen die Permeation größerer Moleküle unterdrückt wird. Zusätzlich kann die Einführung von geringen Mengen an Kreuzvernetzungen durch die Michael-Addition von benachbarten Lysineinheiten durch leichte Erhöhung des pH-Wertes über 8,5 zur weiteren Feinabstimmung der Permeabilität solcher Anordnungen dienen.
Der Hauptvorteil von MAP ist, daß man davon ausgeht, daß dieses nicht kalziniert, wie sich am Mangel der starken ionischen Kräfte (das heißt die schwache Acidität der DOPA-Molekülteile) und von Nukleierungsoberflächen in diesen Anordnungen das Wachstum von Phosphatablagerungen in Seewasser verhindern, wodurch dem MAP ermöglicht wird, seine start adhesive Natur zu behalten (niedrige Glasübergangstemperatur). Zusätzlich trägt der Einsatz von Ca²⁺-Ionen in den Anordnungen des Muschelanhaftungsproteins zur Umkehr der Ca²⁺-Konzentrationsgradienten in der Implantat/Gewebeinterphase bei. Die Umkehr des Ca²⁺-Konzentrationsgradienten, gemeinsam mit der schwachen Acidität der DOPA-Molekülteile, sollen als weiteres Abwehrmittel für die Ca₃(PO₄)₂ Bildung in der MAP-Membran dienen. Der Widerstand gegenüber der Calcifikation wurde in vitro (in DMEM Kulturmedium) und in vivo (subkutan in Ratten) evaluiert.
Huminsäure kann gleichfalls polymerisiert oder selbstorganisierend bioaktive Schichten bilden. Huminsäure oder „Huminsubstanzen" sind heterogene, hoch molekulargewichtige organische Säuren mit einer großen Menge an DOPA und sind widerstandsfähig gegen mikrobischen Abbau. Die bekannte Eigenschaft der Huminsäure, Elektronen von einer Vielzahl von Metallen und organischen Molekülen aufzunehmen und abzugeben, erklärt die Eigenschaft Elektronen zwischen den Humin reduzierenden Mikroorganismen und den Fe(III)-Fe(II)-Oxiden zu transportieren. Es wird davon ausgegangen, daß Huminsäure am biologischen Elektronentransfer als Ergebnis der Elektronenaufnahmefähigkeit der Chinonmolekülteile teilnimmt, wenn diese zum Hydrochinon und zurück reduziert werden. Dies macht die Fe³⁺/Huminsäure aufgebauten Membranen zu einem attraktiven Bindemittel zur Anbindung von unterschiedlichen Arten von Zellen an die bioaktive Schicht.
Supramolekulare Hydrogelarchitekturen hoher Ordnung können an der Spitze des MAP oder der Huminsäureschichten unter Verwendung der ausführlich studierten Poly(anionen)/Poly(kationen) Technologie gebunden werden. Geeignete Poly(anionen) schließen Salze der Poly(glutaminsäure) und deren Copolymere mit anderen Aminosäuren ein. Geeignete Poly(kationen) schließen Salze des Polylysin und deren Copolymere mit anderen Aminosäuren ein.
In einem weiteren Ausführungsbeispiel weist die Gewebeimplantatschnittstelle mehr als eine bioaktive Polymerschicht auf. Beispielsweise wird zuerst eine Muschelanhaftungsproteinschicht selbstorganisierend auf der äußeren Oberfläche des Implantats aufgebracht, gefolgt von einem selbstorganisierten (Poly)anionen/(Poly)kationen-Film. Alternativ kann eine NAFION^TM Schicht zwischen dem Sensor und einem Hydrogel aufgebracht werden. NAFION^TM ist ein Polymer mit niedriger Oberflächenenergie und haftet allgemein nicht in wässriger Umgebung an anderen synthetischen organischen Polymeren. Standardverfahren zur Modifizierung der Oberfläche von Fluoropolymeren wie Poly(tetrafluorethylen) werden entsprechend eingesetzt, um eine funktionale NAFION^TM-Oberfläche zu erhalten, die kovalent andere Polymerschichten binden kann. Das bekannteste eingesetzte Modifizierungsreagenz ist Natrium (kommerziell erhältlich als Tetra-Etch), welches ungesättigte Kohlenwasserstoffketten auf der NAFION^TM-Oberfläche erzeugen. Tropfenfreie Radikalpolymerisation von ungesättigten funktionellen Gruppen mit Hydrogelmonomeren kann beispielsweise zur Adhäsion an NAFION^TM-Oberflächen führen.
Andere Komponenten wie Poly(ethylenoxid) (PEG), können gleichfalls in die bioaktive Polymerschicht eingebracht werden, um die Proteinabsorption zu minimieren. Poly(ethylenoxid) ist meistens bereits im Hydrogel enthalten, beispielsweise durch Copolymerisation von Vinylmonomeren, welche Poly(ethylenoxid)-Seitenketten haben, wie z. B. Poly(ethylenglykol)methacrylat (welches kommerziell von der Firma Aldrich Chemical Co. bezogen werden kann), oder ein Divinyl-terminiertes Poly(ethylenglykol)makromonomer. Die Copolymerisation von HEMA und Poly(ethylenglykol)methacrylat in der Gegenwart von AIBN führt zu flexibleren, unhydrierten Copolymeren. Das optimale Molekulargewicht und der Gehalt an Poly(ethylenoxid) kann für jede Anwendung durch Proteinabsorptionsstudien bestimmt werden.
Um weitere chemische Funktionalitäten auf den bioaktiven Polymerschichten bereitzustellen, insbesondere eine Hydrogelschicht, können sowohl Polyvinylalkohol oder Polyethylenimin als makromolekulare oberflächenaktive Substanzen eingesetzt werden. Wenn Hydroxylfunktionalitäten zur Verfügung stehen, wird die Verbindung durch Tresylation gefördert. Poly(ethylenoxid) kann auch an Hydroxylgruppen auf der Oberfläche der Polymerschicht durch Tresylationskupplung mit Jeff-Aminen, einem Amin terminierten Poly(ethylenoxid), welches kommerziell von Huntsmann zu beziehen ist, gegraftet werden.
Ein weiteres Beispiel für die vorliegende Erfindung ist eine Gewebe/Implantatschnittstelle, die aus einem Implantat besteht, welches eine äußere Oberfläche und ein bioaktives Polymer, insbesondere eines der oben beschriebenen Hydrogele, MAP-Schichten, oder Poly(anionen)/Poly(kationen) Schichten auf der äußeren Oberfläche aufweist, wobei die Anwesentheit der bioaktiven Polymere eine effektive Veränderung der Gewebereaktion ohne Verwendung weiterer Gewebereaktionsmodifikatoren liefert. Insbesondere die Verwendung von einem oder mehrerer dieser Schichten scheint die Biokompatibilität dieser Schichten, die Lebenszeit und/oder die Funktion des Implantats zur erhöhen.
Da, wo sie eingesetzt werden, können Verbindungen von Gewebereaktionsmodifikatoren mit bioaktiven Polymerschichten zum Beispiel durch physikalische Mittel, das heißt eingeschlossen in die Polymerschicht, oder durch kovalente Anbindung an die bioaktive Polymerschicht und/oder die Oberfläche der bioaktiven Polymerschicht gebunden werden. Einschließung tritt zum Zeitpunkt der Schichtbildung oder zu einem späteren Zeitpunkt, das heißt durch Absorption des Gewebereaktionsmodifikators in die gebildete Schicht, auf. Durch Einstellung des Grades der Kreuzvernetzung der Schicht kann die Diffusionsrate der Schicht zu der Stelle der Implantation kontrolliert werden.
Kovalente Kupplung, z. B. an Hydrofunktionalitäten der HEMA-Monomere in dem Hydrogel oder der Hydroxylmolekülteile in dem MAP-Protein, kann vorteilhaft dahingehend sein, daß der Bindungsfaktor weiterhin an Zelloberflächenrezeptoren binden kann und so zur Signalübertragung beitragen kann, ohne aus dem Hydrogel auszutreten oder endozytisiert zu werden. Die Kupplung von Peptiden an Hydroxylfunktionalitäten kann durch die bekannten Methoden wie z. B. durch Aktivierung der Hydroxylgruppe im HEMA mit Tresylchlorid in der Gegenwart von Triethylamin, gefolgt durch eine Reaktion mit dem N-Ende eines Peptides, erfolgen. Für die Anhaftungsliganden REDV wird das GREDVY-Molekülteil (Glycin-Arginin-Glutaminsäure-Asparaginsäure-Valin-Tyrosin) verwendet. Der Glycinabschnitt dient als Abstandshalter, während der Tyrosinabschnitt die Anbindung von radioaktiven Jodproben zur Bestimmung der Kupplungseffizienz ermöglicht. Da die Quellraten der Hydrogele stark von dem eingesetzten Lösungsmittel abhängen, erlaubt die Wahl eines passenden Lösungsmittels die Kontrolle der räumlichen Verteilung der gekuppelten Faktoren. Die Verwendung von hoch quellenden Lösungsmitteln wie Dimethylsulfoxid erlaubt eine homogene Verteilung der Faktoren über das Hydrogel, wohingegen die Verwendung von niedrig quellenden Lösungsmitteln wie Dioxan dazu führen, daß die Faktoren weniger abgegrenzt an der Oberfläche des Hydrogels verteilt sind.
In einem weiteren Ausführungsbeispiel ist der Gewebereaktionsmodifikator in der bioaktiven Polymerschicht als Teil eines kontrollierten Abgabesystems enthalten. Die Verwendung von kontrollierten Abgabesystemen erlaubt kontrollierte, ortsspezifische Bereitstellung von Gewebereaktionsmodifikatoren an der Implantationsstelle, wodurch der biologische Abbau limitiert und die systemischen Nebeneffekte reduziert oder eliminiert werden, und wodurch die therapeutische Reaktion erhöht wird. Die Dauer der Einwirkung und der Dosisspiegel können gleichfalls eingestellt werden, was wichtig zur Kontrolle von Entzündungen und Fibrosen ist. Niedrigere Dosisspiegel sind notwendig für zielgerichtete Bereitstellung (im Gegensatz zur systemischen Verabreichung), wodurch die Kosten der Behandlung verringert werden.
Mittel zur kontrollierten Freisetzung sind im Stand der Technik bekannt und weisen allgemein biologisch abbaubare Verknüpfungen oder Formen auf, welche das aktive Reagenz durch Abbau an der Implantationsstelle freisetzen. Beispiele für Mittel zur kontrollierten Freisetzung schließen nicht abschließend bioabbaubare Polymere, Nanopartikel und kontrolliert freisetzende Vissikel wie Liposome und Mikrosphären ein. Da viele kontrolliert freisetzende Bereitstellungssysteme hergestellt werden können, um unterschiedliche Freisetzungsraten unter gleichen Bedingungen zu erhalten, kann in einem Beispiel ein einzelner Gewebereaktionsmodifikator mit unterschiedlichen Freisetzungsraten bereitgestellt werden, um ein spezifisches Freisetzungsprofil zu erhalten. In einem weiteren Ausführungsbeispiel wird die Zugängigkeit einer Vielzahl von Gewebereaktionsmodifikatoren durch unterschiedliche Freisetzungsraten der Bereitstellungssysteme reguliert.
Mikrosphären sind besonders geeignet. Mikrosphären sind mikrometergroße sphärische Artikel, die typischerweise unter Verwendung von natürlichen oder synthetischen Polymeren hergestellt werden und eine effektive Freisetzung einer Vielzahl von Medikamenten einschließlich Dexamethason und einiger Proteine zeigten. Um die Kontrolle über die diversen und dynamischen Prozesse einschließlich der Entzündung, der Reparatur und der Neovaskularisation zu maximieren, können Mischungen von Mikrosphären, welche unterschiedliche Gewebereaktionsmodifikatoren aufweisen, in Kombination eingesetzt werden. Zusätzlich können die Mikrosphären so hergestellt werden, daß die unterschiedlichen Gewebereaktionsmodifikatoren unterschiedliche Freisetzungsraten zeigen, um die unterschiedlichen Phasen der Gewebereaktion zu kontrollieren. Mikrosphären mit einem Durchmesser größer 10 μm werden aktuell bevorzugt. Die Mikrosphären können kovalent an das Implantat oder das Hydrogel gebunden sein oder physikalisch in Hydrogel eingebracht sein. Die Kupplung der Mikrosphären an die interaktiven Hydrogele erfolgt durch Einbringung unterschiedlicher Funktionalitäten in die Oberfläche der Mikrosphären.
Mikrosphärenbereitstellungssysteme können gekapselt sein, wobei das aktive Reagenz in der Mitte eingebracht ist oder das aktive Reagenz ist in der Polymermatrix dispergiert. Jede Mikrosphäre ist für die Herstellungsmethode, Freisetzungsrate und Dosis des spezifischen Gewebereaktionsmodifikators optimiert. Die Copolymerisationsraten, Partikelgrößen und Arzneimittelbeladungen werden variiert, um die gewünschte Freisetzungsrate des Gewebereaktionsmodifikators zu erhalten. Da kleine Mikrosphären gewöhnlich phagocytisiert und somit von der Einbringungsstelle entfernt werden, besitzen die bevorzugten Mikrosphären einen Durchmesser in der Größenordnung von ungefähr 10 bis ungefähr 100 μm. Die von M. Tsung und D. J. Burgess in J. Pharm., Vol 86, p. 603 (1997) beschriebenen Methoden zur Partikelgrößeneinstellung können eingesetzt werden. SEM, TEM und optische Mikroskopie können zur Bestimmung der Mikrosphärengröße, Schärfe, Oberflächencharakteristik und internen Struktur eingesetzt werden.
Eine Anzahl von Polymeren zur Verwendung in langsam freisetzenden Mikrosphären schließen nicht abschließend Proteine, wie im US Patent Nr. 5,271,961 offenbart, Polyorthoester, Poly(Milchsäure), Poly(Glycolsäure) Polyanhydride, Polyphosphazene, Polycaprolactone, Polyhydroxybutyrate und Kombinationen dieser ein. Ein bevorzugtes Polymer ist Poly(Milchsäure-Glycolsäure) („PLGA"). PLGA ist bioaktiv, führt selbst nicht zu signifikanten Entzündungsreaktionen, kann mit unterschiedlichen Freisetzungsraten hergestellt werden und ist sowohl für wasserlösliche als auch wasserunlösliche Medikamente geeignet. PLGA Mikrosphärenpreparationen sind kommerziell unter dem Handelsnamen LUPRON-DEPOT^® erhältlich und von der Federal Drug Administration (FDA) zur parenteralen Verabreichung freigegeben. Das Verhältnis der Glycolsäure zum Milchsäure, die Partikelgröße, das Molekulargewicht des Polymers und die Medikamentenbeladung können variiert werden, um die gewünschten Freisetzungsraten des Gewebereaktionsmodifikators zu erreichen.
Modifikationen der PLGA Mikrosphärenoberfläche durch Tresylation erlauben die kovalente Anlagerung von Mikrosphären an Hydroxylgruppen der Hydrogele. Die Anlagerung von Polyethylenamin oder Polyvinylalkohol an die Mikrosphärenoberfläche erfolgt durch die Zugabe dieser Elemente während der Mikrosphärenherstellung. Diese Elemente erlauben die Anbindung an interaktive Oberflächen von Hydrogelen. Kopolymerisation von PLGA mit kleinen Mengen von Glutaminsäure (ungefähr 5%) erlaubt gleichfalls die Kupplung der Mikrosphären an die Hydrogele.
Die Beschichtung oder Modifizierung der PLGA Mikrosphärenoberfläche erlaubt auch die Einstellung der Biokompatibilität, des biologischen Abbaus und der Freisetzungsrate. Glutaminsäure erzeugt eine negative Ladung auf der Oberfläche der Mikrosphären, wodurch eine Selbstorganisation der Polypeptide ermöglicht wird. Als eine Alternative können Polyethylenamin, Phosphatidsäure oder Phosphatidylinositol an der Oberflächen der Mikrosphären angebracht werden und positive und negative Ladungen hervorrufen. Diese Elemente können an die Mikrosphärenoberflächen durch Einbringung während der Mikrosphärenherstellung angelagert werden.
Die Herstellung von wasserunlöslichen Gewebereaktionsmodifikatoren wie Dexamethason ist auf die Hydrophobicität dieser Moleküle angewiesen. Eine einfache Öl/Wasseremulsionstechnik wird angewendet, wobei beispielsweise Dexamethason in der internen Ölphase (PLGA/Methylenchlorid) der Emulsion eingeschlossen ist und daher auch nach dem nachfolgenden Abdampfen des Lösungsmittels in den Mikrosphären, wie bei C. Grandfils, et al., in J. Biomedical Materials Research, Vol. 26, p. 467 (1992) beschrieben, enthalten ist. In der Absicht, den Dexamethasongehalt in den Mikrosphären zu erhöhen, wird die Dexamethasonauftragung in die wässrige Phase durch den Wechsel der Ölphase zum Beispiel gegen eine Methylenchlorid/Acetonmischung anstelle des Methylenchlorides reduziert.
Für hydrophile Gewebereaktionsmodifikatoren wie VEGF und andere Polypeptide wird eine Modifikation der Multiemulsionstechnik wie sie durch Toguchi et al. in J. Pharm. Sci., Vol. 83, p. 636 (1994) beschrieben wird, verwendet, da Polypeptide im allgemeinen wasserlöslich sind und daher in der internen Wasserphase der Wasser/Öl/Wasser-Emulsion eingeschlossen werden müssen. Diese Methode stellt den Polypeptideinschluß in den PLGA Mikrosphären nach anschließender Lösungsmittelentfernung sicher. Während des Einschlusses von VEGF führt die Zugabe von Phosphatidylcholin (PC) als oberflächenaktive Substanz und die Verringerung der Reaktionstemperatur auf 30°C zu einer erhöhten Emulsionsstabilität und führt zu höheren VEGF-Konzentrationen und Aktivität bei dem anschließenden Einschluß in die Mikrosphären. Sucralfat, ein Proteaseinhibitor, kann zur Sicherstellung der Polypeptidaktivität in vivo zugegeben werden. Rattenserum Albumin kann ebenfalls zur Erleichterung der Freisetzungsrate zugegeben werden.
Zusätzlich zu den oben beschriebenen Methoden hängen allgemeine Methoden zur Herstellung der vorliegenden Gewebe/Implantatschnittstellen von der Natur des Implantats, der Natur der bioaktiven Polymerschichten und der Natur des Gewebereaktionsmodifikators ab. Der Teil des Implantats, der beschichtet werden soll, kann gegossen oder beschichtet werden, oder getränkt oder eingetaucht in eine Monomerlösung werden, gefolgt von der Polymerisation auf dem Implantat. Alternativ kann das Implantat durch Schmelzen, Eintauchen, Abgießen oder Beschichten mit einem polymerisierten Monomer, gefolgt von der Entfernung des Lösungsmittels (wenn anwesend), beschichtet werden. Selbstorganisierende Typen von Polymerbeschichtungen werden allgemein direkt auf der Oberfläche des Implantats ausgebaut. Die Monomer- oder Polymerlösung kann den Gewebereaktionsmodifikator enthalten; hierdurch wird der Modifikator während der Ablagerung eingebaut oder der Gewebereaktionsmodifikator kann von der Schicht nach Abscheidung adsorbiert werden. Die Menge des Gewebereaktionsmodifikators der in die Gewebereaktionsmodifikatorbereitstellungsvorrichtung eingebracht wird, variiert in Abhängigkeit des jeweiligen Gewebereaktionsmodifikators, dem gewünschten therapeutischen Effekt und der Zeitspanne, über welche der Gewebereaktionsmodifikator abgegeben werden soll. Da eine Vielzahl von Vorrichtungen in einer Vielzahl von Größen und Formen zur Kontrolle einer Vielzahl von Gewebereaktionen geeignet ist, hängt das obere und untere Limit von der Aktivität des Gewebereaktionsmodifikators und der Zeitspanne der Freisetzung aus der Vorrichtung in einer bestimmten Anwendung ab. Daher ist es nicht praktikabel, einen Bereich der therapeutisch effektiven Mengen an Gewebereaktionsmodifikatoren anzugeben. Während bioaktive Polymere nahezu alle Geometrien annehmen können, werden Schichten im allgemeinen bevorzugt, welche eine Schichtdicke von ungefähr 0,05 bis ungefähr 5 mm, bevorzugt von ungefähr 0,1 bis ungefähr 1 mm aufweisen.
Die Bestimmung der präzisen Gewebe/Implantatkonfiguration und die Quantität und Form des Gewebereaktionsmodifikators zur effektiven Kontrolle der Gewebereaktion an der Implantationsstelle liegt im Bereich der Fähigkeiten eines Fachmanns auf dem Gebiet und hängt von der jeweiligen Implantationsstelle, der Zeit, die das Implantat im Körper verbringen soll und dem Implantat an sich ab. Beispielhafte Implantationsstellen umfassen nicht abschließend Teile unterschiedlicher Systeme wie den Gastrointestinaltrakt, einschließlich des Gallentrakts, des Harntrakts, des Genitaltrakts, des zentralen Nervensystems und des endokrinen Systems und Stellen wie Blutgefäße, Knochen und Gelenke, Sehnen, Nerven, Muskeln, den Kopf und Nacken und Organe wie das Herz, die Lunge, die Haut, die Leber, den Magen, Augen, Blut, Blutstammzellen und Knochenmark.
Beispielhafte Implantate umfassen nicht abschließend Prothesen wie künstliche Gelenke, künstliche Sehnen und Bänder, Zahnimplantate, Blutgefäßprothesen, Herzklappen, Innenohrprothesen, intraokulare Linsen, Brustprothesen, Penis- und Hodenprothesen, und Tracheal-, Laryngeal- und Esophagealprothesen; künstliche Organe wie Herz, Leber, Magen, Niere und Nebenschilddrüsen; und Reparaturmaterialien und Vorrichtungen wie Knochenzement, Knochendefektreparaturen, Knochenplatten zur Fixierung von Frakturen, Herzklappen, Katheter, Nervenregenerationskanäle, Hornhautbandagen, Hautreparaturschablonen und Gerüste zur Gewebsreparatur und Regeneration; und Vorrichtungen wie Herzschrittmacher, implantierbare Medikamentenapplikationssysteme (z. B. für Medikamente, menschliche Wachstumshormone, Insulin, Knochenwachstumsfaktoren und andere Hormone) und Biosensoren. Implantierbare Medikamentenapplikationssysteme sind im US Patent Nr. 3,773,919, Nr. 4,155,992, Nr. 4,379,138, Nr. 4,130,639, Nr. 4,900,556, Nr. 4,186,189, Nr. 5,593,697 und Nr. 5,342,622 offenbart. Biosensoren zur Beobachtung von Werten wie dem Blut pH, der Ionenkonzentration, dem Metabolitenspiegel, klinisch-chemischer Analyte, der Sauerstoffkonzentration, der Kohlendioxidkonzentration, dem Druck und dem Glukosespiegel sind bekannt. Blutglukosespiegel können beispielsweise durch optische Sensoren und elektrochemische Sensoren bestimmt werden. Unterschiedliche UV, HPLC und proteinaktive Untersuchungen sind bekannt oder können zur Quantifizierung der Freisetzungsraten, Konzentration und Aktivitäten der Gewebereaktionsmodifikatoren in vitro und in vivo modifiziert werden.
Die oben beschriebenen Ausführungsbeispiele allein oder in unterschiedlichen Kombinationen fallen alle in den Bereich der vorliegenden Erfindung. Ein schematisches Diagramm einer beispielhaften Gewebe/Implantatschnittstelle 10 weist ein Implanatat 12 und ein Hydrogel 14, wie in 1 gezeigt, auf. Der Gewebereaktionsmodifikator 16 ist im Hydrogel 14 eingeschlossen, wohingegen der Gewebereaktionsmodifikator 18 kovalent an das Hydrogel 14 gebunden ist. Die kovalente Anlagerung kann permanent oder hydrolisierbar sein. Der Gewebereaktionsmodifikator 19 ist mit der Oberfläche des Hydrogels 14 verbunden, z. B. durch ionische hydrophile oder hydrophobe Wechselwirkungen. Der Gewebereaktionsmodifikator 20 ist in den Mikrosphären 22 enthalten, welche im Hydrogel 14 eingeschlossen sind; der Gewebereaktionsmodifikator 24 ist in den Mikrosphären 26 enthalten, welche kovalent an das Hydrogel 14 gebunden sind; und der Gewebereaktionsmodifikator 28 ist in den Mikrosphären 30 enthalten, welche mit dem Hydrogel 14 verbunden sind (durch ionische oder hydrophobe Wechselwirkungen). Der Gewebereaktionsmodifikator 32 ist in den Nanopartikeln 34 enthalten, welche im Hydrogel 14 eingeschlossen sind. PEO-Ketten 40 und PC-Ketten 42 sind kovalent an die äußere Oberfläche des Hydrogels 14 gebunden. Adhäsive Liganden 44 sind kovalent an eine Vielzahl von PEO-Ketten 40 gebunden. In einem weiteren Ausführungsbeispiel sind eine oder mehrere Membranschichten zwischen dem Implantat 12 und dem Hydrogel 14 (nicht gezeigt) eingebracht. Die Membranschichten können vorteilhafterweise semipermeabel sein und die Diffusion von ausgewählten Molekülen an die Implantatoberfläche zulassen. Der Einschluß anderer bioaktiver Reagenzien in die Gewebe/Implantatschnittstelle hat lokale oder systemische Effekte (z. B. Antibiotika, Sedative, Hormone, entzündungshemmende Mittel, Antimykoside, Analgetika, DNA, RNA und dergleichen) und liegen gleichfalls im Bereich der vorliegenden Erfindung.
Eine schematische Darstellung einer beispielhaften Gewebe/Implantatschnittstelle 100 weist ein Implantat 110, eine Muschelanhaftungsproteinschicht 112 und einen abwechselnden Polykation-/Polyanionfilm 114, wie in 2 gezeigt, auf. Der Der Polykation-/Polyanionfilm 114 weist den Gewebereaktionsmodifikator 116 eingeschlossen in Mikrosphären 118 auf, welche im Film 114 eingelagert sind. Der Gewebereaktionsmodifikator 120 (z. B. VEGF) und die Anhaftungsliganden 122 sind außerhalb des Polykation-/Polyanionfilms 114 anwesend. PEO kann der Anordnung zur Kontrolle der Proteinadhäsion zugegeben werden (nicht gezeigt).
Eine exemplarische Anwendung der vorliegenden Erfindung ist ein Stent, welches zur Offenhaltung eines Blutgefäßes nach einer Ballonangioplastie benutzt wird, wobei zumindest ein Teil der äußeren Oberfläche des Stents eine bioaktive Polymerschicht aufweist, welche mikrosphärengekapselte Medikamente wie z. B. Dexamethason zur Verhinderung der Entzündungsreaktion und zur Verbesserung der Gewebsregeneration (Restinosis) aufweist. Wenn solche Mikrosphären intravenös verabreicht werden, würden sie durch den schnellen Blutfluß weggespült.
Ein weiteres Beispiel für die Anwendung der oben beschriebenen Gewebs/Implantatschnittstellen weist einen implantierbaren elektrochemischen Blutglukosesensor auf. Vorzugsweise mißt der elektrochemisiche Sensor die Glukosekonzentration im subkutanen Gewebe unter Verwendung der wasserstoffperoxidbasierenden amperomerischen Bestimmung. Diese Sensoren sind hoch spezifisch für Glukose, haben eine kurze Antwortzeit und sind bereits miniaturisiert. Wie in 3 gezeigt, hat ein bevorzugter Sensor 330 eine Glukose anzeigende (arbeitende) Elektrode 332, (die Glukose anzeigende Elektrode) und eine Referenzgegenelektrode 336. Die Arbeitselektrode 332 kann einen ausgespulten Palladiumdraht 334 und die Referenzelektrode 336 einen aufgespulten Silber/Silberchloriddraht 337 aufweisen. Die Glukoseoxidase ist in der Matrix 338 immobilisiert und kann z. B. bovines Serum Albumin/Glutaraldehyd sein. In Anwesenheit von Sauerstoff wird die Glukose durch Enzyme oxidiert und produziert Wasserstoffperoxid (H₂O₂). Das Wasserstoffperoxid wird anschließend an der Oberfläche der Arbeitselektrode 334 oxidiert und produziert einen meßbaren elektrischen Strom, wobei die Strommenge proportional zu der Menge an Glukose an der Elektrode ist. Der Sensor 330 hat eine lineare Kennung von 0 bis mindestens 20 millimol (mM) Glukose in vitro mit einer hohen Empfindlichkeit. Sensor 330 ist ungefähr 0,5 mm im Durchmesser und kann in Abhängigkeit der Anwendung größer oder kleiner sein.
Wie in 4 im Detail gezeigt, ist zumindest ein Teil des Sensors 330 vor der Wechselwirkung mit dem umgebenden Gewebe durch eine selektiv permeable Membran geschützt. Der Platindraht 334 beispielsweise ist zumindest mit einer selektiv permeablen Membran 320 zum Schutz oder zur Minimierung der Gewebswechselwirkungen beschichtet. Eine beispielhafte selektiv permeable Membran ist ein elektroabgeschiedener Poly(o-phenyldiamin) (PPD) Film, welcher permeabel für Wasserstoffperoxid, jedoch undurchlässig für größere, wechselwirkende und/oder abbauende Moleküle wie Ascorbinsäure, Harnsäure, Proteine und dergleichen ist.
Der gesamte Sensor 330 weist des weiteren eine erste bioaktive Polymerschicht 322 auf, welche den Sensor weiter vor wechselwirkenden und/oder beschädigenden Substanzen im Gewebe, wie z. B. Proteine schützt. Wie zuvor beschrieben, ist ein beispielhaftes Material eine perfluorierte ionomere Membran, beispielsweise NAFION^TM, welche vor der Kalzifikation und anderen unerwünschten Wechselwirkungen durch geeignete Modifizierung geschützt ist. Eine zweite bioaktive Polymerschicht 344, z. B. ein Hydrogel, ist direkt auf die Schicht 322 aufgebracht. Der Gewebereaktionsmodifikator 350 ist kovalent an diese permeable Membran 320, die erste Schicht 322 und die zweite Schicht 344 gebunden. Der Gewebereaktionsmodifikator 352 ist gleichfalls mit der zweiten Schicht 344 in einer langsam freisetzenden Form verbunden und ermöglicht eine Langzeitabgabe des Gewebereaktionsmodifikators an der Implantationsstelle. Weitere Glukosesensoren sind im US Patent Nr. 4,703,756 offenbart.
Die Erfindung ist des weiteren durch die nachfolgenden, nicht limitierten Beispiele beschrieben.
Beispiele
Beispiel 1 Hydrogelsynthese
Hydrogele des HEMA, FOSA und NVP (mit unterschiedlichen Monomerverhältnissen) werden unter Verwendung von 0,1 mol AIBN als freier Radikalinitiator als Masse bei 70°C und in Wasser/Dioxan bei 60°C polymerisiert. Nach 12 bis 24 Stunden wird ein kreuzvernetztes Material erhalten, welches in Wasser, Aceton und einer Vielzahl anderer organischer Lösungsmittel unlöslich ist. Das zurückbleibende Monomer wurde durch Quellen in Wasser/Aceton gefolgt vom wiederholten Waschen entfernt. Der Grad der Quellung hängt von den relativen Gewichtsprozenten (Gew.-%) der einzelnen im Gel verwendeten Monomere ab. Die Auswirkung der Hydrogelzusammensetzung (Gew.-% basierend auf der Gesamtmenge an Monomeren) auf das Quellverhalten wurde bestimmt und ist in Tabelle 1 dargestellt.
Tabelle 1
Diese Daten zeigen, daß schon ein Anteil von 5% von FOSA Monomer die Quellung in destilliertem Wasser um 10% erniedrigt. Die Zugabe von NVP Monomeren kann die Quellrate in Abhängigkeit des Ladungsverhältnisses des Monomers unterschiedlich stark erhöhen. Die Einbringung von PEG Acrylatmonomeren kann ebenfalls die Quelleigenschaften beeinflussen und gleichzeitig die potentielle Proteinadsorption verringern. Die Daten lassen darauf schließen, daß die vorgeschlagenen Materialien erfolgreich mit bis zu 4 Comonomeren hergestellt werden können und, daß die erhaltenen, gewünschten Hydrogeleigenschaften gut kontrolliert werden können. Diese Hydrogele enthalten gleichfalls restliche Hydroxyfunktionalitäten, die zur kovalenten Anbindung von Gewebereaktionsmodifikatoren und/oder langsame Applikationssysteme unter Verwendung bekannter Methoden dienen können.
Beispiel 2 Herstellung von HEMA-FOSA Hydrogelen
Zur Herstellung dieses Gels werden 2,45 g HEMA (Aldrich, eingesetzt wie erhalten), 15 g FOSA („FX-13" von 3M, 3 mal umkristallisiert in Methanol), 0,007 g AIBN (Aldrich, umkristallisiert in Methanol) unter Zugabe von 1,5 ml Dioxan (Aldrich, eingesetzt wie erhalten) gemischt. Die erhaltene Lösung wurde in eine Teflonform gegossen und anschließend bei 70°C für 12 Stunden in den Ofen gegeben. Das Gel wurde anschließend in Wasser und einer Wasser/Acetonmischung gequollen, um das nicht reagierte Monomer und lineare (nicht kreuzvernetzte) Polymere auszuwaschen. Das resultierende Gel quoll bis zum Gleichgewicht in deionisiertem Wasser und hatte eine Dicke von 1 mm. Für die Permeabilitätsmessung wurde ein Kreis von geeigneter Größe (1,5 cm Durchmesser) aus dem Gel ausgestampft.
Beispiel 3 Bestimmung der Permeabilität von HEMA-FOSA Hydrogelen in vitro
Zur Bestimmung der Permeabilität der neuen HEMA-FOSA Hydrogele gegenüber Glukose wurde ein freistehender Hydrogelfilm mit einer 1,5 cm großen Polycarbonatmembran mit 10 μm Porengröße unterstützt. Die Permeabilität der HEMA-FOSA Hydrogele gegenüber Glukose wurde unter Verwendung eines einseiten magnetischen Biodialysers (Sialomed Corp.) Diese Vorrichtung besteht aus einer Probenkammer mit einer Öffnung, welche mit dem gestützten HEMA-FOSA Hydrogel verschlossen wird. Wenn der Kammerdeckel aufgeschraubt ist, hält dieser die Membran an der Stelle ohne diese jedoch zu bedecken. Der komplette Apparat wird nun in ein Becherglas mit Dialysepuffer gegeben und es wird bei einer fixen Umdrehungszahl und Temperatur (37°C) gerührt. Über die Zeit diffundiert der Inhalt der Probenkammer in den Puffer. Der Innenraum der Kammer ist mit 1 ml 1 M/l Glukose in einer Phosphatpufferlösung (PBS) gefüllt, in PBS mit physiologisch relevanten Proteinen (Albumin, Alexin, Fibrogen, Fibrin und Fibronektin) in Zellkulturmedien, und in Zellkulturmedien mit Zellen (Vascularendothelialzellen und Fibroblasten). Der Dialysepuffer (B) besteht aus 50 ml derselben Lösung, jedoch ohne Glukose. Diese hohen Probe zu Puffer-Verhältnisse stellen sicher, daß die Änderung in der Glukosekonzentration im Dialysepuffer über die Zeit meßbar ist. Proben (50 μl) des Dialysepuffers werden alle 20 Minuten innerhalb von 2 Stunden gesammelt. Die Konzentration der Glukose in den Dialysepufferproben wird durch einen Beckman Glukoseanalysator II quantifiziert. Unter Verwendung dieses Protokolls werden die Permeabilität der Polycarbonatmembran (als Referenz) von NAFION und HEMA-FOSA Hydrogel bestimmt. Basierend auf diesen Daten sollte die Verwendung von Hydrogelen die Permeabilität gegenüber Glukose aufgrund des hohen Wassergehaltes des Materials nur geringfügig reduzieren.
Beispiel 4 Herstellung von VEGF-Poly(HEMA)
VEGF wurde in Hydrogele eingebracht, aufweisend Poly(HEMA) und Sucralfat (als Proteaseinhibitor), durch Inkubation des Hydrogels mit 0,075 μg/μl VEGF. Die Proben wurden für ungefähr 2 Stunden bei Raumtemperatur getrocknet.
Eine ELISA Prüfung (R&D Systems, Minneapolis, MD) wurde zur Quantifizierung des VEGF während der Herstellung der bioaktiven Schicht oder des langsamen Applikationssystems eingesetzt. Zur Einsparung von VEGF (oder anderer teurer Gewebereaktionsmodifikatoren) wurden Freisetzungsstudien unter Verwendung einer miniaturisierten, Hochdurchflußmethode durchgeführt, wobei Gewebereaktionsmodifikator-Mikrosphärenproben in 12 Bohrlochplatten mit einem Phosphatpuffer (pH 7,4, 37°C) eingebracht wurden und die Volumina zur Aufrechterhaltung der Abgleitbedingungen eingestellt wurden. Zu geeigneten Zeitpunkten wurden die Proben entnommen und auf ihren Gewebereaktionsmodifikatorgehalt untersucht. Zusätzlich wurden die in vitro – Freisetzungsstudien unter Anwesenheit von 1. Protein und 2. Zellen (Leukozyten, vasculare Endothelialzellen und Fibroblasten) durchgeführt, in der Absicht, die in vivo-Umgebung an der Implantat/Gewebeschnittstelle nachzustellen. Die VEGF Aktivität wurde durch Zellproliferationsprüfung in vitro, wie von J. U. Muhlhauser et al., in Circulation Research, Vol. 77, p. 1077 (1995) beschrieben und durch Radioaktivitätsbeobachtung unter Verwendung von ¹²⁵I-VEGF (New England Nuclear, Boston, MA) in vivo durchgeführt. Ultraviolett (UV) Analysen und Hochdruckflüssigkeitschromatographie (HPLC) Prüfungen sind für die Quantifizierung der Dexamethasonkonzentration in vitro und in vivo erhältlich. Teilkoeffizientendaten können gleichfalls zur Bestimmung der Verteilung des Gewebereaktionsmodifikators während der Herstellung eingesetzt werden.
Beispiel 5 VEGF – induzierte Neovascularisation in Ratten
Ein einfaches Hydrogelmodell der lokalen Medikamentenapplikation wurde zur Demonstration eingesetzt, daß die Anwesenheit von VEGF an der Implantat/Gewebeschnittstelle die Neovascularisation in Ratten induziert. Dementsprechend wurde das zuvor beschriebene VEGF-Poly(HEMA) mit Sucralfat subkutan in Sprague-Dawley-Ratten implantiert. Zur Kontrolle von nicht spezifischen Effekten wurden Hydrogele, welche Poly(HEMA) und Sucralfat (ohne VEGF) aufweisen, gleichfalls in Sprague-Dawley-Ratten implantiert. Zwei Wochen nach der Implantation wurden die Tiere getöten und die Implantationsstellen auf Neovascularisation untersucht. Ein Implantat, welches Poly(HEMA) und Sucralfat aufwies, jedoch kein VEGF, zeigte keine nachweisbare Induzierung der Vascularisation. Im Gegensatz dazu Implantate eines Hydrogels, aufweisend Poly(HEMA), Sucralfat und VEGF induzierte massive Neovascularisation im subkutanen Rattengewebe. Diese Daten zeigen klar, daß die Verwendung von angiogenen Faktoren die Vascularisation um das Implantat verbessern.
Beispiel 6 Herstellung und Charakterisierung eines NAFION^TM-Fe³⁺ Selbstaufbaus
NAFION^TM, ein perfluoriertes Ionenaustauschharz (5% w/v in niedrig aliphatischen Alkoholmischungen und Wasser; Gleichgewichtsgewicht von 1100 g Polymer pro Mol SO₃H) und Eisenchloridhexahydrat (FeCl₃*6H₂O) und Eisencitrat wurden von Aldrich bezogen. A. C. S. zertifizierte KCl wurde von Fischer ohne weitere Reinigung bezogen. 28 bis 30 Gew.-% einer wässrigen NH₄OH Lösung (Acros) und 35 bis 38% Salzsäure (J. T. Baker) wurden als 1%ige Verdünnung zur Einstellung des pH-Wertes genutzt. Millipor deionisiertes Wasser (Widerstand > 18 M Ω) wurde in allen Experimenten eingesetzt.
Siliconwafer mit natürlichen Oxiden (100 Orientierung) und Mikroskopiergläser (Fischer) wurden als Substrate für den Selbstaufbau genutzt. Diese wurden in einer Piranha-Lösung (H₂SO₄/H₂O₂ (7 : 3)) gereinigt, mit deionisiertem Wasser und Methanol gespült und in deionisiertem Wasser über Nacht aufbewahrt bevor sie im selbstaufbauenden Wachstum ohne weitere Oberflächenmodifikation eingesetzt wurden. 1 mg/ml (9,09*10^–4 M), basierend auf dem Molekulargewicht der Wiederholungseinheit NAFION^TM-Lösung wurden durch Verdünnung der erhaltenen Lösung in einer (9 : 1) Methanol/Wassermischung hergestellt und für alle Experimente genutzt. Der pH dieser Lösung wurde durch wässrige NH₄OH Lösung eingestellt. Zusätzlich wurde die Ionenstärke der NAFION^TM mit KCl modifiziert. 0,5 g FeCl₃*6H₂O wurden in 100 ml Wasser gelöst, um eine 5 mg/ml (18,5 10^–3 M) Lösung zu ergeben. Gleichzeitig wurde eine Eisencitratlösung hergestellt, wobei der pH dieser Lösung zwischen 2 und 6 durch langsames Zugeben von Base variiert wurde. Hierdurch wurden größtenteils die durch Fe³⁺ hervorgerufenen Schäden am Glukoseoxidaseenzym minimiert.
Ein HMS^TM Serie programmierbarer Slide Stainer (Carl Zeiss, Inc.) wurde für den Schicht nach Schicht Aufbau von NAFION^TM mit Fe³⁺ eingesetzt. Der Probenhalter in dem HMS^TM Serien Slide Stainer wurde abgedeckt, um die Solvenzverdunstung zu reduzieren, die insbesondere an den Substratecken auftritt, um somit die Qualität des Films zu erhöhen. Jeder Tauchzyklus bestand aus 8 Schritten. Zuerst wurde das Substrat in die NAFION^TM Lösung 15 Minuten eingetaucht, gefolgt von 3 aufeinanderfolgenden Waschschritten, jeweils 1 Minute in Millipor deionisiertem Wasser. Anschließend wurde das Substrat in die Eisenchloridlösung 15 Minuten eingetaucht, wie zuvor gefolgt von 3 Waschschritten. 12 aufeinanderfolgende Tauchzyklen wurden in dieser Studie gewöhnlich eingesetzt. Das Substrat wurde kontinuierlich während des Eintauchzyklusses bewegt, um die Filmqualität zu erhöhen. Nach Beendigung der gewünschten Anzahl von Tauchzyklen wurde das Substrat entfernt und in Millipor Wasser und Methanol gewaschen und mit warmer Luft getrocknet.
Löslichkeitsstudien in einer Reihe von Lösungsmitteln führten zu dem Schluß, daß abhängig von der dielektrischen Konstante des Lösungsmittels oder der Lösungsmittelmischung NAFION^TM entweder homogene Mischungen, Kolloide oder Ausfällungen bilden. Basierend auf dem 9/1 Methanol/Wasser Solventverhältnis in dieser Studie (ε~38), scheint NAFION^TM eine mizellare Konformation zu erreichen mit einem hydrophoben Fluorcarbonrückgrat auf der Innenseite und polaren Sulfonatgruppen auf der Oberfläche.
Die alte 6 zeigt die ellipsometrisch bestimmte Filmdicke als Funktion der Anzahl der Tauchzyklen. Unter Beibehaltung des pH's der FeCl₃ Lösung und der Waschlösung scheint der pH-Wert der NAFION^TM Lösung einen deutlichen Einfluß auf das Filmwachstum zu haben. Die schnellste Wachstumsrate wurde bei einem pH-Wert von 3 beobachtet, was ca. 40 nm pro Tauchzyklus entspricht. Ein abrupter Übergang im Filmwachstum wurde bei einem pH-Wert über 4 beobachtet, der zu einer signifikant niedrigeren Abscheidungsrate führte (d. h. 6,7 und 6,3 nm/Tauchzyklus für pH 4,5 bzw. 5,5).
Tabelle 2 zeigt den hydrodynamischen Radius R_H und den Diffusionskoeffizienten D_H von NAFION^TM Lösung bestimmt durch dynamic light scattering (DLS).
Tabelle 2
Der Einfluß des pH auf den hydrodynamischen Radius von NAFION^TM scheint für einen pH von 3 und 5,5 vernachlässigbar. Dies steht im Widerspruch zum streng sauren Charakter der Sulfonatgruppen (die N-Acidität von 12 in Hammett Acidität des NAFIONs^TM ist vergleichbar mit der von 100%iger Schwefelsäure) und implementiert einen nahezu vollständigen Ionisationsgrad sowohl für pH 3 als auch pH 5,5. Auf der anderen Seite beginnt die Tendenz von Eisenionen unlösliche Hydroxide zu bilden bei einem pH ≥ 4,3 basierend auf dem Löslichkeitsprodukt von Fe(OH)₃(K_spungefähr 6 × 10^–39). Diese Transformierung des absorbierten Fe³⁺ zu Fe(RSO₃)_x(OH)_1–x führt zu einer Erhöhung der Basizität des Substrats. Auf Basis dieser Beobachtung kann der abrupte Übergang zu niedrigen Wachstumsraten der NAFION^TM/Fe³⁺ Aufbauten im Zusammenhang stehen mit neutralisationsinduzierter NAFION^TM Streuung.
Die alte 7 zeigt die Filmdicke dieser Anordnungen als Funktions des pH und der Ionenstärke der NAFION^TM Lösung. Die Zugabe 0,01 M KCl zeigte einen deutlichen Einfluß auf die Filmwachstumsrate. Auch der Einfluß der Salzkonzentration auf die Dicke des abgeschiedenen Filmes wurde untersucht, wobei die oberen Werte als optimale Ionenstärke in Abhängigkeit der Filmqualität bestimmt wurden. Bei KCl-Konzentrationen, das heißt 0,1 M, wurde keine Filmabscheidung beobachtet und das Salz wurde vorwiegend auf der Oberfläche abgeschieden.
Der gut dokumentierte Ladungsabschirmungseffekt in Polyelektrolyten als Ergebnis der abnehmenden repulsiven Wechselwirkungen zwischen den negativ geladenen Sulfonatgruppen durch Zugabe von positiv geladenen Ionen (d. h. K⁺), erlaubt es dem NAFION^TM eine kompaktere Konformation einzunehmen. Dies führt zu einer nahezu 60%igen Reduktion des hydrodynamischen Volumens im Vergleich zur salzfreien Lösung (siehe Tabelle 2). Ein vergleichbarer Anstieg des Diffusionskoeffizienten der NAFION^TM Mizellen impliziert eine größere Diffusionsrate auf der Anordnungsoberfläche. Überraschenderweise korrespondiert die mittlere Wachstumsrate in 2a (pH 3, 0,01 M KCl), welche ca. 47 nm/Tauchzyklus beträgt, annähernd mit dem hydrodynamischen Radius in Tabelle 1. Dies impliziert, daß die Oberflächenadsorption einhergeht mit einer minimalen NAFION^TM Oberflächenverteilung, relativ gesehen zum Nichtsalzfall, wobei eine ungefähr 65%ige Verteilung zu einer Wachstumsrate von 40 nm/Tauchzyklus führt. Der Einfluß des Salzes scheint für unterschiedliche pH-Werte basierend auf der relativen Ionenstärke der oberflächeninduzierten Wechselwirkung, die die Mizellen abflachen und den Ladungsabschirmungskräften, die diese zusammen halten, äquivalent zu sein. Es scheint, daß bei einem pH von 3 der zweite der dominante Effekt zu sein scheint, wobei der Fall sich für ein pH von 4,5 umdreht, wenn die Basizität des Fe(RSO₃)_x(OH)_1–x die Ladungsabschirmungskräfte überragt. Dieses thermodynamisch basierende Modul kann bestimmten kinetisch bedingten Restriktionen unter Berücksichtigung der Mizellenrate an der Oberfläche unterliegen, wie es durch die großen Diffusionskoeffizienten in der Gegenwart von Salz beeinflußt wird. EDAX oder selbstaufbauende NAFION^TM/Fe³⁺ Filme, behandelt mit einer DMEM Nährstoftlösung, zeigen eine um mehr als zwei Größenordnungen verringerte Intensität der Calciumlinie verglichen mit NAFION^TM, die durch Tauchbeschichtung abgeschieden wurden.
Die alte 8 zeigt die Glukosepermeabilitätsdaten, die mit diesen Anordnungen auf 0,1 μm Glasfasermembranen erhalten wurden.
Beispiel 7 Herstellung und Charakterisierung von Huminsäureselbstaufbauten
Huminsäurelösungen (1 mg/mL Konzentration) wurden durch Lösung von 1 g Huminsäure (HA, eingesetzt wie erhalten), Natriumsalz (bezogen von Aldrich) in 1 l deionisiertem Wasser erstellt. Der pH-Wert der so erhaltenen Lösung betrug 9,3.
Der pH-Wert der HA-Lösung kann durch Zugabe von Säure (z. B. HCl) variiert werden, was weitestgehend den Ionisationsgrad der Carboxylgruppe in HA beeinflußt und signifant die molekulare Konformation des Polymers in Lösung verändert. Die erhaltene Nettodicke der abgeschiedenen Filme stieg mit absteigendem pH aufgrund des natürlichen Aufspulens der polyionischen Moleküle als Grad der Ionisationsabnahme. Ein sehr ähnlicher Effekt wird in der Anwesentheit von Salz beobachtet. Salzinduzierte Ladungsabschirmungseffekte erlauben eine kompaktere Spulenkonformation bei gleichem pH und führen daher konsequenterweise zu dickeren Filmen. Quartzkristallmikrobalance/QCM) (4) und ellipsometrische Daten (7) unterstützen diese Beobachtung.
Beispiel 8 In vitro Ansprechverhalten gegenüber einem Glukosesensor mit bioaktiver Schicht (voraussichtlich)
Die Funktion eines Glukosesensors mit bioaktiver Schicht alleine wurde durch Inkubation des Sensors bei 37°C in PBS mit und ohne physiologisch relevante Proteine (Albumin, Alexin, Fibrinogen, Fibrin und Fibroneptin und dergleichen) und in Kulturmedien mit oder ohne physiologisch relevante Zellen (vasculäre Endothelialzellen, Fibroblasten und dergleichen) untersucht. Alle Testpuffer und Kulturmedien enthielten 5,6 mM Glukose. Der Sensor wurde kontinuierlich bei + 0,7 V polarisiert. Um den Sensor zu testen, wurden höhere Mengen steriler Glukoselösung zugesetzt und die Sensitivität (in nA/mM) die Hintergrundspannung und die Antwortzeit des Sensors bestimmt. Die Auswirkung von Verbindungen wir Ascorbinsäure, Harnsäure, Acetaminophen, von denen bekannt ist, daß diese mit Glukosesensoren Wechselwirken, wurden gleichfalls evaluiert, um eine Sensorkonfiguration zu bestimmen, die den besten Schutz gegen elektrochemische Wechselwirkungen bietet.
Beispiel 9 In vitro Verhalten eines Glukosesensors mit bioaktiver Schicht und Gewebereaktionsmodifikatoren (voraussichtlich)
Die Adsorption von Schlüsselplasma und Gewebsproteinen an die Implantatsoberfläche und/oder die bioaktive Schicht wurde unter Verwendung von radioaktiv markierten Proteinen, wie z. B. Albumin, der dritten Komponente des Alexin (C3) und Fibrinogen/Fibrin, und Fibronectin, untersucht. Nachdem die allgemeinen Bindungscharakteristika dieser Proteine bestimmt waren, wurde die Fähigkeit der Materialien zur Aktivierung des Alexin und deren Koagulationspfade im Plasma bestimmt.
Die in vitro Bestimmung, welche Implantat/bioaktive Schicht/Gewebereaktionsmodifikator-Konfiguration die Fibroblastemmigration, Proliferation und Kollagensynthese minimiert und die vasculäre Endothelialzellprofliferation und Migration maximiert, erlaubt die Entwicklung von Implantatkonfigurationen, die die Implantatslebenszeit in vivo optimal erhöhen. Der Einfluß auf die Fibroblasten und vasculäre Endothelialzellproliferation wurde unter Verwendung eines Standard H³ Thymidintests bestimmt. Die Fibroblastensynthese des Kollagens (Typ III und Typ I) wurde unter Hydroxyprolinaufnahme und Verwendung eines ELISA-Tests bestimmt. Die Fibroblast und Vasculärendothelialzellmigration wurden mittels computerunterstützter Videomikroskopie und Mikroträger Fleckenproben bestimmt.
Beispiel 10 In vivo Gewebsreaktion auf einen Glukosesensor (Kontrolle)
Zur Charakterisierung der Grundlinie der Gewebsreaktion wurde ein Glukosesensor ohne Gewebereaktionsmodifikator, wie in 1 10 gezeigt, konstruiert, aufweisend eine Glukose-anzeigende (Arbeits) Elektrode 12 und eine Referenzgegenelektrode 16. Die Glukoseoxidase wurde in einer Bovin Serum Albumin/Glutaraldehydmatrix 18 immobilisiert. Der Sensor 10 weist des weiteren eine äußere Membran aus NAFION, welche thermisch bei 120° oder höher zur Verhinderung des in vivo Abbaus konditioniert wurde. Der thermisch behandelte Sensor zeigte eine lineare Empfindlichkeit bis mindestens 20 mM Glukose und eine Flankensteilheit von 3,2 nA/nM mit einem Achsabschnitt von 5,7 nA. Die Antwortzeit des Sensors betrug ungefähr 30 Sekunden und die Zeit zum Abklingen der Hintergrundsspannung und zum Erreichen des stationären Zustands nach der erstmaligen Polarisation betrugt ungefähr 35 Minuten. Der Sensor zeigte eine hohe Selektivität gegenüber Glukose und ein geringer O₂ Partialdruck beeinflußte die Empfindlichkeit des Sensors nur für Werte unter 8 mm Hg.
Der Sensor wurde in den Rücken von Hunden implantiert und regelmäßig innerhalb von 10 Tagen getestet. Ca. 45 Minuten wurden zur Spannungsstabilisierung nach der Polarisation in vivo nötig. Nach dieser Zeit wurde ein Bolus mit Glukose intravenös injiziert und der Sensor Output beobachtet. Das Blut wurde periodisch aus einem Dauerkatheter zur Bestimmung des Blutglukosespiegels geprobt. Eine 5 bis 10 minütige Verzögerung wurde zwischen dem Maximum der Blutglukose und dem Sensorsignal beobachtet, was mit der bekannten Verzögerungszeit zwischen Blut und subkutanem Glukosespiegel korrespondiert. Auch die Experimente mit Hunden zeigten, daß die Empfindlichkeit einiger Sensoren für mindestens 10 Tage stabil blieben, wobei andere ausfielen. Diese Unzuverlässigkeit, die alle implantierbaren Glukosesensoren weltweit gemein haben, wird auf die Gewebereaktion gegenüber dem Sensor zurückgeführt.
Zusätzlich wurden die Sensoren in Sprague-Dawley-Ratten implantiert und Gewebeproben nach einem Tag und einem Monat nach der Implantation entnommen. Die Proben wurden einer traditionellen histopathologischen Untersuchung unter Verwendung eines H und E – Stainings (wie auch eines Trichrom-Stainings) (Fibrin und Kollagenablagerung) untersucht. Einen Tag nach der Implantation wurden massive Entzündungsreaktionen am Gewebe ringum des Sensors beobachtet. Die Entzündungsreaktion wies hauptsächlich polymorphonukleare (PMN) und mononukleare Leukozyten sowie Fibrinablagerungen auf. Einen Monat nach der Implantation waren signifikante chronische Entzündungen und Fibrosen im Gewebe um den Sensor zu beobachten, zusammen mit altem Kollagen und Fibroblasten und einem Verlust an Vasculation. Die chronischen Entzündungen, die nach einem Monat beobachtet wurden, schienen lymphozytischer Natur zu sein.
Beispiel 11 In vivo Reaktion auf die Implantation eines Glukosesensors mit bioaktiver Schicht und Gewebereaktionsmodifikator (voraussichtlich)
Diabetes wurde in Ratten durch intraperitoneale Injektion von Streptozotocin (75 mg/kg) 10 Tage vor der Implantation hervorgerufen und mittels Teststreifen beobachtet. Die Tiere wurden des weiteren täglich auf klinische Symptome von Erkrankungen untersucht und Tiere, welche signifikante klinische Erkrankungen zeigten, wurden getötet. Sensoren mit einer semipermeablen Membran und einer bioaktiven Schicht wurden in das interscapulare subkutane Gewebe von betäubten normalen und Diabetesratten implantiert (250 bis 300 g Körpergewicht). Zwei Sensoren pro Ratte wurden implantiert. Zur Minimierung der Gewebsverletzung wurden die Sensoren durch eine Dünnwandnadel (18 bis 20 Gauge) implantiert und die Nadel entfernt, wobei der Sensor verblieb und die Verbindungsdrähte aus der Haut herausragten. Die Drähte wurden an der Haut gesichert, um einen Entfernen der Sensoren zu verhindern. Das Ansprechverhalten der Sensoren wurde an den Tagen 0, 3, 7, 14, 21 und 28 getestet. Während jedem Test wurden die Ratten betäubt und die Sensoren vor der Verabreichung von Glukose an kleine Potentiostaten (Petit Ampere, BAS) angeschlossen und mit 0,7 V beaufschlagt. Der Strom, der durch die Sensoren erzeugt wurde, wurde entweder direkt am Digitaldisplay der Potentiostaten abgelesen oder auf einem Schmalstreifenrecorder aufgenommen. Nach einem Vorlauf von ungefähr 1 Stunde zur Beobachtung eines stabilen Signals wurde eine Glukoselösung (30%ige Lösung, 1 g/kg Körpergewicht) intraperitoneal (I. P.) injiziert. Die Plasmaglukosekonzentration wurde durch Blutproben aus den Hüftvenen mit heparinisierten Pasteur-Pipetten bestimmt. Die Konzentration der Glukose in den Blutproben wurde mittels eines Beckman Glukose Analysators II bestimmt. Das Glycemin der Ratten korreliert mit dem vom Sensor erzeugten Strom. In vivo Studien haben gezeigt, daß der Plasmaglukosespiegel auf ein Plateau ansteigt, das mindestens 10 Minuten hält. Dieses Zeitintervall ist lang genug, um ein Gleichgewicht zwischen dem Plasma und den subkutanen Glukosekonzentrationen herzustellen. Durch Verwendung des Plasmaglukosespiegels und dem korrespondierenden Strom sowohl im Basalstadium als auch in der Spitze, wurde ein in vivo Empfindlichkeitskoeffizient (in nA/mM) und ein extrapolierter Hintergrundsstrom bestimmt.
Zur besseren Abschätzung der Antwortzeit des Sensors wurde ein intravenöser Glukosetoleranztest (IVGTT) an einigen Tieren vorgenommen. Für diesen Test wurde, vor der Tötung der Tiere am Ende der jeweils 4-wöchigen Studie, ein Katheter in eine Vene der betäubten Ratten eingeführt und Glukose schnell intravenös (I. V.) injiziert. Die I. V. Injektion der Glukose erlaubt eine bessere Bestimmung der Antwortzeit des Sensors, da der Wechsel des Glukosespiegels schneller erfolgt als bei der IP Injektion der Glukose. Das Glycemin der Ratte und der vom Sensor erzeugte Strom wurden gemessen und wie oben korreliert.
Zusätzlich beeinflußt der Gewebereaktionsmodifikator in vivo teilweise die pharmakokinetischen Daten (PK). Intravenöse und subkutane Lösungs PK Daten im normalen und behandelten Tiermodell (z. B. Ratten) wurden zur Bestimmung der lokal effektiven Konzentration zur Kontrolle von Entzündungen, Fibrosen und der Neovascularisation genutzt und als Ausgangspunkt zur Berechnung der Mikrosphären Arzneimittelbeladung und der Freisetzungsrate verwendet. Lösungs PK Daten sind zur Dekonvolution (mathematische Separation) der Mikrosphären PK Daten notwendig, da Gewebereaktionsmodifikator PKs oftmals in Mikrosphären alternieren.
Zusätzlich wurde das Objekt und das verbundene Hydrogel in normalen und behandelten Ratten implantiert. Eine Dekonvolution, ein modell-unabhängiger Ansatz und die Wagner-Nelson-Methode wurden zur Analyse des Plasmakonzentrationzeitprofils benutzt. Die Reaktion von normalen Tieren auf die subkutane Implantation mit Hydrogel und angelagertem Gewebereaktionsmodifikator wurde unter Verwendung standardhistologischer Protokolle untersucht.
Sensoren, die ihre Funktion in vivo verloren, wurden explantiert und das umgebende Gewebe entfernt. Zur Bestimmung der Fehlergründe wurden die explantierten Sensoren in vitro getestet und ihr in vitro Verhalten bestimmt. Einige Sensoren wurden auch zur Oberflächenanalyse zur Bestimmung der chemischen und physikalischen Wechselwirkungen zwischen Sensormembran und interaktivem Hydrogel genutzt.
Der Zusatz unterschiedlicher Kombinationen von Polymer/Gewebereaktionsmodifikatoren zu Implantaten erlaubt eine extrem einfache, flexible und effektive Möglichkeit zur Kontrolle der Implantat/Gewebeschnittstellen, es verbessert die Implantatlebenszeit und Funktion. Die enge Verbindung der Gewebereaktionsmodifikatoren überwindet die Nachteile der einfachen Injektion dieser Reagenzien an der Implantationsstelle, wo der Blutfluß oder die Muskelbewegung allein schon die Migration der Reagenzien weg von der Implantationsstelle bewirken kann. Für proteinische Reagenzien, die insbesondere dem biologischen Abbau unterliegen, kann die Anbindung des therapeutischen Reagenz an das Implantat einen signifikanten Verlust an Effizienz verhindern.

Claims

Implantat mit einer Gewebe/Implantatschnittstelle, aufweisend ein Implantat mit einer äußeren Oberfläche und einer sich selbst aufbauenden Polymerschicht mit Metallkationen, wobei die sich selbst aufbauende Polymerschicht mindestens an einem Teil der äußeren Oberfläche angrenzt und wobei die sich selbst aufbauende bioaktive Polymerschicht mindestens einen Gewebereaktionsmodifikator in einer Menge an der Stelle der Implantation bereitstellt, die hinreichend ist, um die Gewebereaktion an der Stelle der Implantation zu kontrollieren.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die bioaktive Polymerschicht einen Poly(anion)/Poly(kation)film aufweist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die bioaktive Polymerschicht ein perfluoriertes Harz mit Sulfonsäurefunktionalitäten aufweist.
Implantat gemäß der Ansprüche 1 bis 3, wobei der Gewebereaktionsmodifikator in einer kontrollierten Freisetzungsform durch Nanopartikel, Emulsionen, Liposome oder Mikrosphären bereitgestellt wird.
Implantat gemäß Anspruch 2, wobei der Gewebereaktionsmodifikator in einer Mikrosphäre gekapselt ist, physikalisch von einer Mikrosphäre mitgerissen wird oder kovalent an eine Mikrosphäre gebunden ist.
Implantat gemäß der Ansprüche 1 bis 5, wobei die Gewebereaktion eine Entzündung, eine Fibrose, eine Fibroblastenbildung, eine Fibroblastenfunktion, eine Zellproliferation, eine Neovaskularisation, eine Zellverletzung, Zelltod, eine Leukozytenaktivierung, eine Leukozytenanhaftung, eine Lymphozytenaktivierung, eine Lymphozytenanhaftung, eine Makrophargenaktivierung, eine Makrophargenanhaftung, eine Thrombose, ein Geschwulst, eine Proteinanhaftung an das Implantat oder eine Kombination mit zumindest einer der zuvor beschriebenen Reaktionen ist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 5, wobei der Gewebereaktionsmodifikator ein Antifibrosereagenz, ein steroidales entzündungshemmendes Reagenz, ein nicht steroidales entzündungshemmendes Reagenz, ein Antiproliferationsreagenz, ein Zytokin, ein Zytokininhibitor, ein Wachstumsfaktor, ein vaskulärer Wachstumsfaktor, ein neutralisierter Antikörper, ein anhaftender Ligand, ein Hormon, ein zytotoxisches Reagenz oder eine Kombination mit mindestens einem der zuvor genannten ist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 5, aufweisend einen Gewebereaktionsmodifikator, der Entzündungen beeinflußt.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 5, aufweisend einen Gewebereaktionsmodifikator, der die Neovaskularisation beeinflußt.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, erstens aufweisend einen Gewebereaktionsmodifikator, der Entzündungen beeinflußt und zweitens einen Gewebereaktonsmodifikator, der die Neovaskularisation beeinflußt.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei der Gewebereaktionsmodifikator Ketoprofen, Dexamethason, Methylprednison, Triameinolon, Hydrocortison, Cyclosporin, Naproxen, Ibuprofin, Mitomicyin C, Umwandlungswachstumsfaktor Alpha, Antiumwandlungsfaktor Beta, Epidermalwachstumsfaktor, Vaskulärendothelialwachstumsfaktor, Antiumwandlungsfaktor Beta Antikörper, Antifibroblasten Antikörper, Antiumwandlungsfaktor Beta Rezeptor Antikörper, Argininglycinasparaginsäure, REDV oder eine Kombination dieser ist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei der Gewebereaktionsmodifikator kovalent an die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht gebunden ist, in die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht eingeschlossen ist, mit der äußeren Oberfläche der selbstaufbauenden bioaktiven Polymerschicht verbunden ist oder eine Kombination dieser Möglichkeiten aufweist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht ein synthetisches Polymer ist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht des weiteren kovalent gebundenes Poly(ethlyenoxid), Phosphatidylcholin, Polyvinylalkohol, Polyethylenimin, einen anhaftenden Liganden oder eine Kombination dieser aufweist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht ein Muschelanhaftungsprotein ist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht aus Huminsäure aufgebaut ist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die selbstaufbauende bioaktive Polymerschicht aus Glutaminsäure aufgebaut ist.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei die Metallkationen Fe³⁺ oder Ca²⁺ sind.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei die Stelle der Implantation der Gastrointestinaltrakt, der Gallentrakt, der Harntrakt, der Genitaltrakt, das zentrale Nervensystem oder das endokrine System ist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei die Stelle der Implantation Blutgefäße, Knochen, Gelenke, Sehnen, Nerven, Muskeln, der Kopf und der Nacken oder Organe sind.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei das Implantat ein Material ist, eine Prothese, ein künstliches Organ, ein Reparaturapparat, ein implantierbares Arzneiversorgungssystem oder ein Biosensor ist.
Implantat gemäß Anspruch 1 bis 3, wobei das Implantat des weiteren eine zusätzliche bioaktive Polymerschicht aufweist.
Implantat gemäß Anspruch 22, wobei die zusätzliche bioaktive Polymerschicht ein Hydrogel ist.
Implantat gemäß Anspruch 1, zusätzlich aufweisend eine bioaktive Polymerschicht gebildet durch die Polymerisation von 2-Hydroxyethylmethacrylat, 2-Hydroxyethylmethacrylat, fluorierten Acrylaten, Acrylsäure und Methacrylsäure und einer Kombination dieser mit im wesentlichen ungesättigten Co-Monomeren.
Implantat gemäß Anspruch 24, wobei die bioaktive Polymerschicht durch Copolymerisation von 2-Hydroxyethylmethacrylat mit Hydroxypropylmethacrylat, N-Vinylpyrrolidon, 2-Hydroxyethylacrylat, Glycerolmethacrylat, N-Isopropylacrylamid, N,N-Dimethylacrylamid, Glycidylmethacrylat und einer Kombination dieser gebildet wird.
Implantat gemäß Anspruch 24, wobei die bioaktive Polymerschicht durch Copolymerisation von 2-Hydroxyethylmethacrylat, N-Vinylpyrrolidon und 2-N-Ethylperfluorooktansulfamidoethylacrylat in Gegenwart von EGDMA gebildet wird.
Implantat gemäß Anspruch 1, wobei der Biosensor den Blut pH-Wert, die Ionenkonzentration, den Metabolitenspiegel, die Sauerstoffkonzentration, die Kohlendioxidkonzentration, den Druck, einen klinisch-chemischen Analyt oder den Glykosespiegel registriert.