DE69126410T2

DE69126410T2 - Vorrichtung zur automatischen Behandlung von magnetischen Feststoffreagenzien

Info

Publication number: DE69126410T2
Application number: DE69126410T
Authority: DE
Inventors: Robert Thomas Mckeever; Marshall L Salyers; Chi-Chi Wang
Original assignee: Dade Chemistry Systems Inc
Current assignee: Dade Behring Inc
Priority date: 1990-12-14
Filing date: 1991-12-11
Publication date: 1997-10-09
Anticipated expiration: 2011-12-12
Also published as: EP0490358A2; EP0490358B1; NO914917D0; DE69126410D1; JPH04341356A; IE913944A1; CA2056076A1; US5128103A; ES2104652T3; JP3381934B2; ATE154136T1; NO914917L; EP0490358A3

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft ein automatisches Gerät zur Materialientrennung und -konzentration komplexer Flüssigkeitsmischungen in kleinen Mengen.
Trennung, Isolierung und Konzentration sind bei einer chemischen Analyse übliche Verfahrensschritte. Oft werden diese Schritte unternommen, um storende Stoffe zu entfernen, derart, daß eine nachfolgende chemische Analyse durchgeführt werden kann. Dieser Schritt der "Trennung" kann auf verschiedene Arten durchgeführt werden, darunter Lösungsmittelextraktion, Lösungsmittelverdampfung und Harzaustausch. Magnetische Trennung, eine weitere Technik zur Entfernung storender Stoffe, ist ein Verfahren zur Trennung, Isolierung und Konzentration, bei dem der gewünschte Stoff an Magnetpartikeln anhaftet oder mit ihnen verbunden wird. Die Magnetpartikel bieten Bearbeitungsvorteile, darunter Geschwindigkeit, Bequemlichkeit und geringe Energiezufuhr. Es ist besonders zur Behandlung kleiner Proben geeignet. Advanced Magnetics Inc. in Cambridge, MA, ist auf diesem Feld der Anwendung ihrer Superparamagnetpartikel bei Trenntechniken sehr aktiv. Ihre Verwendung und Eigenschaften sind in einem Produktbericht mit dem Titel Magnetic Affinity Chromatography Starter Kit M4001 and Magnetic Affinity Chromatography Support Biomag M4100 vom Juli 1984 beschrieben.
Magnetpartikel sind insbesondere bei heterogenen Immunoassays als feste Trägersubstanz nützlich. Um als feste Trägersubstanz nützlich zu sein, müssen die Partikel so derivatisiert sein, daß sie die Anlagerung bioaktiven Proteins ermöglichen. US-A-3,953,997 beschreibt die Verwendung magnetisch ansprechender Partikel zu diesem Zweck, wobei funktionalisierte Silane als Zwischenprodukt zwischen den Partikeln und dem bioaktiven Protein verwendet werden.
Im wesentlichen gibt es zwei Arten heterogener Immunoassays. Dabei handelt es sich um kompetitive und Sandwich-Immunoassays. Bei einem kompetitiven Assay wird ein Antikörper zu einem in einem ersten Reagens enthaltenen Antigen an den derivatisierten Magnetpartikeln derart angelagert, daß eine feste Phase hervorgerufen wird. Das zweite Reagens, das ein an eine Markierung (eine meßbare Einheit, darunter radioaktive Moleküle, fluoreszierende Moleküle oder Enzyme) angelagertes Antigen aufweist, und Patientenproben werden mit der festen Phase in einem Reagenzglas vermischt. Bei Nichtvorhandensein eines Patientenantigens verbinden sich etwa 50% der Antigenmarkierung mit dem Antikörper der magnetischen festen Phase. Bei Vorhandensein eines Patientenantigens werden einige der Antikörper mit Patientenantigen aufgefüllt und stehen für das Markierungsantigen nicht zur Verfügung. So führt eine wachsende Menge von Patientenantigen zu einer abnehmenden Menge Markierungsantigen. Somit kann man eine Kalibrierungstabelle erstellen, die die Menge des Patientenantigens mit der Menge der Markierungsstoffe in Bezug setzt. Die Stufe der Trennung ergibt sich aus der Notwendigkeit, die freien Markierungsstoffe oder die gebundenen Markierungsstoffe zu messen und nicht die Gesamtmarkierungsstoffe zusammengenommen. Das Magnetpartikel erleichtert die Trennung, indem es die Partikel mit der gebundenen Markierung in ein Pellet an der Glasseite formt. Die freien Markierungsstoffe können anschließend etwa durch Ansaugen entfernt werden. Nach der Trennung und der Entfernung der freien Markierungsstoffe wird ein weiteres Reagens zugesetzt, derart, daß die Menge des gebundenen Markierungsstoffes gemessen werden kann. Bei einem typischen Fall wird Enzym als Markierung verwendet, derart, daß das zugesetzte Reagens ein "Substrat" für das Enzym ist, das es ermöglicht, die Menge der Markierungsstoffe, die mit dem Antikörper verbunden war, zu messen.
Bei einem typischen Sandwich-Immunoassay wird ein Antikörper an ein Antigen an das Magnetpartikel angelagert. Dieses ist, relativ zu der Menge des Patientenantigens in einer Probe, hoch konzentriert. Patientenantigen wird durch den Antikörper an den Magnetpartikeln eingefangen, und anschließend werden die Partikel (und das eingefangene Patientenantigen) von störenden Stoffen in der Probe getrennt. Dafür wird ein zweites Reagens mit einem zweiten Antikörper mit einer angelagerten Markierung zugefügt. Der zweite Antikörper lagert sich an das Patientenantigen an, das von dem ersten Antikörper an dem Magnetpartikel eingefangen wurde, und führt zur Bildung eines Sandwiches, derart, daß die zweite Antikörpermarkierung durch das Antigen fest an den ersten Antikörper an dem Magnetpartikel gehalten wird. An diesem Punkt ermöglicht eine magnetische Trennung, die der beschriebenen gleicht, die Bestimmung des gebundenen Markierungsstoffes, der proportional zu dem Patientenantigen vorhanden ist, wobei überschüssiger Markierungsstoff des zweiten Reagens durch Ansaugen entfernt wurde.
Magnetpartikel sind insbesondere als feste Trägersubstanz in heterogenen Immunoassays nützlich, da sie leicht die freien von den gebundenen Markierungsstoffen trennen können. Derartige Immunoassays, die Magnetpartikel als feste Trägersubstanz verwenden, werden z. B. in US-A-4,661,408, US-A-4,628,037, US-A-4,672,040 und US-A-4,698,302 beschrieben. Die in allen diesen Patenten beschriebenen Verfahren betreffen manuelle Verfahren, die von manuellen magnetischen Trennungseinheiten Gebrauch machen, wie sie etwa bei Corning Medical, Corning Glass Works, Medfield, MA erhältlich sind. Derartige manuelle Techniken sind relativ langsam, erfordern relativ starke, teure Magnete, erfordern hohes manuelles Geschick und benötigen zur Durchführung der Trennung bei der erforderlichen Reinheit, vor allem bei einem heterogenen Immunoassay des Sandwich-Typs, einen hohen Zeitaufwand.
Die Technicon Corporation bietet seit einigen Jahren ein automatisches magnetisches Immunoassay-System an. Bei diesem System werden die Reagenzien in einem kontinuierlichen Flußverfahren verbunden. Nach erfolgter Reaktion der Reagenzien bewegt das Verfahren den Fluß durch ein Magnetfeld, in dem die Magnetpartikel eingefangen und die gebundenen Markierungsstoffe gemessen werden. Das Problem bei diesem Verfahren ist das allgemeine Problem kontinuierlicher Flußsysteme. Verschleppen von einer Probe in die nächste ruft häufig fehlerhafte Resultate hervor, wobei dieser Fehler reduziert wird, indem die Anzahl der pro Stunde analysierten Proben reduziert wird.
Die von Dupont patentierte ACMIA-Technologie für Digoxin (DGN- Verfahren) wird bei dem aca Discrete Analyzer unter Verwendung eines Säulen-Headers auf Harzbasis als festem Trennungsmedium eingesetzt. Dieses Assay ist geeignet, bei dem Dimension Clinical Chemistry System bei Verwendung von Chromdioxidmagnetpartikeln als fester Trägersubstanz eingesetzt zu werden. Leider ist bei beiden Analysatoren die manuelle Behandlung der Proben mit Antikörperkonjugatreagenzien (ABC) erforderlich. Das Dlmension -Assay umfaßt auch die Behandlung mit Chromdioxidpartikelreagens (CPR), die magnetische Trennung und den Transfer des Überstands an das Instrument zur photometrischen Messung. Dieser erforderliche manuelle Schritt benötigt nicht nur viel Zeit, sondern ist, wegen des manuellen Aspekts, auch fehleranfällig.
Ein automatisches Untersuchungsgerät nach dem Oberbegriff des Anspruchs 1 ist aus WO88/02866 bekannt. Das Gerät umfaßt eine Transportvorrichtung, um die Behälter sequentiell an Bearbeitungspositionen vorbei zu bewegen, die eine magnetische Trennungsstation und eine Überwachungsstation aufweisen. Das Gerät umfaßt ferner eine Transfervorrichtung, die Proben und magnetische Trägerpartikel in fester Phase an die Behälter transferiert und die Zuführung der Reagenzien durchführt.
EP-A-0 172 540 beschreibt ein Analyseinstrument zur Analyse von in mehreren Reaktionsbehältern vorgesehenen Analyseproben. Die Reaktionsbehälter sind auf einem drehbaren Transportrad vorgesehen. Eine auf einem drehbaren Zuführungsarm vorgesehene Transfervorrichtung dient dazu, Proben und Reagenzien an die Reaktionsbehälter zu transferieren. Eine Überwachungsvorrichtung zur Analyse einer Probe wird von einem getrennten drehbaren Trägerarm getragen.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, ein automatisches Untersuchungsgerät, das Magnetträgerpartikel in fester Phase verwendet, mit verringerter Analysezeit und großer Vielseitigkeit vorzusehen.
Diese Aufgabe wird erfindungsgemäß durch die Merkmale des Anspruchs 1 gelöst.
Die Erfindung ist besonders bei Systemen nützlich, die in Verbindung mit einem Assay-Rad betriebene Roboterarme als Transportvorrichtung für Reaktionsbehälter oder Küvetten verwenden. Die Erfindung ermöglicht es, daß Magnetpartikel bei verschiedenen Analysetechniken und auf automatisierte Weise als trennbare feste Trägersubstanz verwendet werde können. Dies trifft vor allem auf heterogene Assays zu und ist bei diesen besonders nützlich, bei denen es erforderlich ist, daß die feste Trägersubstanz während des Assay-Vorgangs entfernt und/oder ausgewaschen wird.
Erfindungsgemäß ist ein automatisches Gerät zur Trennung von Partikeln von in mehreren Reaktionsbehältern vorgesehenen wäßrigen Partikeldispersionen vorgesehen, wobei das Partikel, wie im unabhängigen Anspruch 1 definiert, auf ein Magnetfeld anspricht.
Bei der bevorzugten Ausführungsform der Erfindung schaltet die Transportvorrichtung die Behälter schrittweise an Bearbeitungspositionen vorbei weiter, und die Reaktionsbehälter haben jeweils Wände und eine Längsachse, die im wesentlichen vertikal angeordnet ist, während das Einwirkungsvorrichtungsfeld im wesentlichen quer zu der Längsachse der Reaktionsbehälter verläuft, wodurch die Partikel zu einer Wand des Behälters gezogen werden. Die Einwirkungsvorrichtung weist ein permanentes Magnetfeld auf, das relativ zu der Küvette derart positioniert ist, daß die Flußachse des Magneten sich mit dem unteren mittleren Bereich der Küvette überschneidet. Die Einwirkvorrichtung ist an dem Roboterarm selbst positioniert, derart, daß die richtigen Küvetten unabhängig von der Position des Arms automatisch angesprochen werden.
Gemäß einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der Erfindung setzt die Einwirkungsvorrichtung einen Reaktionsbehälter, der entweder vor oder hinter (in der Richtung des Weiterschaltens) der Position des Roboterarms relativ zu einem Reaktionsbehälter positioniert ist, einem Magnetfeld aus. Bei einer weiteren Ausführungsform setzt die Einwirkungsvorrichtung simultan drei hintereinander positionierte Reaktionsbehälter dem Magnetfeld aus, derart, daß ein eine magnetisierbare Dispersion enthaltender Behälter bis zu dreimal durch das Magnetfeld weitergeschaltet werden und ihm ausgesetzt werden kann.
Die Erfindung weist vorzugsweise ein automatisches Gerät zur Verwendung bei Assays zur Trennung von Magnetpartikeln von einer flüssigen Phase auf, mit: mehreren Reaktionsbehältern, die geeignet sind, in einer flüssigen Phase dispergierte Magnetpartikel zu enthalten, ein Reaktionsbehälter aufweisendes Rad, das geeignet ist, die Reaktionsbehälter sequentiell an wenigstens einer Bearbeitungsposition vorbei weiterzuschalten, einer Sondenvorrichtung, um Flüssigkeit in die Behälter zu geben und aus ihnen zu entfernen, einen Reaktionsüberwachungsarm, der geeignet ist, in bezug auf das Rad relativ bewegt zu werden und derart positioniert zu werden, daß seine Peripherie an einen der Reaktionsbehälter angrenzt, einem auf dem Arm radial außerhalb der Reaktionsbehälter positionierten Detektor, wobei der Überwachungsarm derart betreibbar ist, daß er einen Strahl einer Analysestrahlung durch jeden der Behälter zu dem Detektor sendet, und einer Verbindungsvorrichtung, die mit dem Arm derart verbunden ist, daß sie einen ersten Magneten positioniert, der neben dem Ort des Strahls der Analysestrahlung vorgesehen, aber davon um die Distanz zwischen benachbarten Behältern auf dem Rad entfernt ist.
Das erfindungsgemäße Gerät beseitigt die Notwendigkeit, Assays im Zusammenhang mit magnetischen festen Trägersubstanzen vorzubehandeln. Es ermöglicht es, alle erforderlichen Reagenzien direkt einem Reaktionsbehälter zuzuführen, derart, daß die erforderlichen Inkubationendurchgeführt werden, die Magnetpartikel (CPR) von der Lösung getrennt werden und das reagierte Material aus dem Reaktionsbehälter entfernt und zur photometrischen Messung einem zweiten Reaktionsbehälter zugeführt wird. Die Erfindung vereinfacht in hohem Maße die Automatisierung des Assays, da das Magnetmodul von der Software gesteuert wird, die bei der Steuerung des automatischen klinischen Chemiesystems selbst eingesetzt wird. Sie erleichtert die Durchführung vieler heterogener Assays bei automatischen klinischen Chemiesystemen wie dem Affinitätschromatographiemedienimmunoassay (ACMIA), das magnetische Chromdioxidpartikel als feste Trägersubstanz verwendet. Obwohl dieses Assay keine Auswaschung benötigt, ermöglicht das erfindungsgemäße Gerät es dem klinischen Chemiesystem, die feste Trägersubstanz falls erforderlich aus zuwaschen.
Die Erfindung ist bei Bezug auf die verschiedenen Zeichnungen besser zu verstehen, bei denen gleiche Bezugszeichen verwendet werden, um gleiche Teile zu bezeichnen, und wobei:
Fig. 1 eine Draufsicht eines automatischen klinischen Chemiesystems zeigt, bei dem die Erfindung anwendbar ist;
Fig. 2 eine bildliche Darstellung des Probenrades, der Armanordnungen, des Reagensarms, der Sonde und der Transportvorrichtung des klinischen Analysesystems nach Fig. 1 zeigt;
Fig. 3 eine Teilansicht des Reaktionsüberwachungsarms nach Fig. 2 zeigt, der einen Magneten der Erfindung aufweist, der die Entfernung des CPR aus den Reaktionsbehältern durchführt;
Fig. 4 eine bildliche Darstellung des Magnethalters nach Fig. 3 zeigt;
Fig. 5 eine Vorderansicht des Magnethalters nach Fig. 4 zeigt;
Fig. 6 eine Vorderansicht der Abdeckung des Photodetektors zeigt, an dem der Magnet nach Fig. 4 und 5 befestigt ist; und
Fig. 6 eine bildliche Ansicht einer alternativen Ausführungsform der Erfindung zeigt, bei der an dem Überwachungsarm drei Magnete angebracht sind.
Fig. 1 zeigt ein automatisiertes klinisches Chemiesystem, bei dem diese Erfindung verwendet wird. Bei diesem speziellen klinischen Chemiesystem handelt es sich um einen Analysator namens Dimension , der von E. I. du Pont de Nemours and Company, Wilmington, Delaware erhältlich ist. Das System weist einen Computer 10 mit entsprechendem Display und entsprechender Tastatur auf. Es weist auch einen Probenkarussell oder ein Rad 12 zusammen mit einem Probenarm 14 und einer Sonde (nicht abgebildet) zum Transferieren der Proben in eine Küvette oder einen Reaktionsbehälter 17 (Fig. 2) auf einem Küvettenrad oder einer Transportvorrichtung 16 auf.
Das klinische Chemiesystem Dimension verwendet eine Flex -Reagenskassette 18 (Fig. 2). Die Kassette weist einen Strichcode auf, der von einem Strichcodeleser 20 (Fig. 1) gelesen wird, wenn die Kassetten über ein Reagens-Shuttle 22 auf die Transportvorrichtung 16 befördert werden. Ein Reagensarm 24 mit einer Sonde 26 entnimmt aus dem entsprechenden Reagenskassettengefäß in einer der Flex - Einheiten 18 Reagens und gibt es anschließend in einen zugewiesenen Reaktionsbehälter 17. Die Flex -Kassetten 18 weisen jeweils mehrere Gefäße auf, die die verschiedenen benötigten Reagenzien entweder in flüssiger oder in Tablettenform aufweisen. Der Reagensarm 24 positioniert die Reagenssonde 26 zum Hydratisieren, Mischen und Transferieren von in photometrischen Versuchen verwendeten Reagenzien. Schrittmotoren (nicht abgebildet) drehen den Arm und positionieren die Sonde zum Ansaugen und Zuführen der Reagenzien. Die Reagenssonde 26 ist ein zum Hydratisieren, Ansaugen, Zuführen und Mischen von Reagenzien verwendeter Mechanismus. Sie kann in einer Position auf Reagenskassetten zugreifen und die Reaktionsbehälter 17 zu jeder der aktiven Positionen um die Transportvorrichtung 16 bewegen. Das Hydratisieren und Mischen ist bei bestehenden, im Handel erhältlichen Systemen vorgesehen und braucht nicht näher beschrieben zu werden.
Wie beim klinischen Chemiesystem Dimension bekannt, werden Küvetten gebildet, indem zwei verschiedene Formungsbänder aus durchsichtigem Film aus der Küvettenfilm-Kassette 30 auf die Peripherie der Transportvorrichtung 16 gezogen werden. Die Transportvorrichtung in Form eines Küvettenrades weist 100 verschiedene Küvettenhohlräume auf. Die innere Wand jedes Hohlraums verfügt über eine derartige innere Wand, daß Licht hindurchfällt. In einer Küvettenformungsstation 32 wird ein Ionomer-Filmband unter Hitze erweicht und an die innere Wand der Küvette oder des Reaktionsbehälters und dessen optisches Fenster geformt. Die Transportvorrichtung wird anschließend derart gedreht, daß sie das äußere Ionomer-Nylon- Filmband über den ausgeformten inneren Film dehnt, und die zwei Filme werden miteinander hitzeverbondet. An der Oberseite der Küvette verbleibt eine kleine Öffnung, die die Zusetzung von Reagens und Probe ermöglicht. Eine Antriebswinde 40 zieht den Küvettenfilm, der die Küvetten im Uhrzeigersinn um das Küvettenrad, d. h. die Transportvorrichtung 16, bewegt.
Nach Ausformung der Küvetten entnimmt der Probenarm 14 eine Probe aus einem Probengefäß in dem Probenrad 12 und führt sie dem Reaktionsbehälter oder der Küvette 17 zu. Die Proben werden von der Probensonde durch Ultraschall gemischt. Der Reagensarm/die Sonde 24/26 hydratisiert die Reagenzien automatisch, wenn sie benötigt werden. Die Reagenssonde führt anschließend der Küvette hydratisiertes Reagens zu und vermischt die Probe und die Reagenzien miteinander. Ein unterhalb des Reagensarms 24 und unter der Transportvorrichtung 16 vorgesehenes Photometer 42 mißt die Lichtabsorption durch die Küvette auf verschiedenen Wellenlängen. Eine Quellenlampe 44 emittiert einen Lichtstrahl, der durch verschiedene in einem drehbaren Detektorarm 45 vorgesehene Linsen fällt, zu einem Photodetektor 46, der am äußeren Ende des Detektorarms 45 angrenzend an die äußere Peripherie der Küvetten 17 vorgesehen ist und sich um die Transportvorrichtung 16 dreht. Der Photodetektor überträgt die Absorbanzmeßergebnisse über den Computer, wo die Meßergebnisse in Konzentrationseinheiten umgewandelt werden.
Erfindungsgemäß ist ein Magnet 56, der in einem Befestigungsblock 50 (Fig. 4) vorgesehen ist, an dem Photodetektor 46 befestigt, dessen innere Seite, die den Küvetten gegenüberliegt, in Fig. 6 am besten zu sehen ist. Die innere Seite oder Abdeckung des Photodetektors in Fig. 6 weist Schraubenlöcher auf, die Schraubenlochpositionen in dem Befestigungsblock 50 entsprechen. Das Zugangsfenster für den Photodetektor 46 ist als 48 abgebildet (Fig. 6). Der Befestigungsblock so ist mit einer Öffnung 54 ausgebildet, die den Lichtdurchlaß durch den Halter ermöglicht. Der Block 50 positioniert einen Dauermagneten 56 derart, daß er von der Öffnung 54 in einer Distanz, die dem Abstand zwischen zwei beieinander liegenden Küvettenpositionen entspricht, beabstandet ist. Der Magnet 56 ist so positioniert, daß die Flußachse des Magnetzylinders etwa durch die untere Mitte jeder Küvette geht, derart, daß die Magnetpartikel von der Küvette zu dem Boden und der Seitenwand gezogen werden.
Der Magnet 56 ist in einer solchen Position angebracht, daß er eine flache kreisförmige Fläche 58 aufweist, die parallel zu und etwa um 5/32 cm von der Wand der Küvetten 17, der sie gegenüberliegt, entfernt liegt. Die Mitte des Magneten liegt auf derselben horizontalen Ebene wie der Boden der Küvette.
Der Dauermagnet 56 weist bei einer bevorzugten Ausführungsform eine zylindrische Form mit einem Durchmesser von etwa 1,3 cm, einer Höhe von etwa 0,6 cm und einer auf der Oberfläche des Magneten gemessenen magnetischen Feldstärke von etwa 2500 bis 3000 Gauss auf. Es können auch andere Größen, Formen und Stärken verwendet werden.
Bei Betrieb wird der Magnet positioniert, indem er auf dem Detektorarm 45 eine Küvette rechts von der optischen Achse des Photometers 45 (Küvette +1) angebracht ist, wenn der Photometerarm 45 durch Programminstruktionen angewiesen wird, sich zu einer ausgewählten Küvettenposition, die als Küvette Null bezeichnet wird, zu bewegen. So zieht der Magnet 56, wenn die Magnetpartikel in fester Phase sich in der Positionsbeziehung "Küvette +1" zu dem Photometerarm befinden, die Partikel aus der Suspension und gegen die Seiten-/Unterseitenwand der Küvette. Dies ermöglicht es der Reagenssonde, den Überstand aus der Position Küvette +1 "abzusaugen" und bei einer bevorzugten Ausführungsform in die Position Küvette Null zu transferieren, wo er durch das Photometer untersucht werden kann. Die Aufnahmeküvette kann sich an irgendeiner Position an der Transportvorrichtung 16 befinden, die der Reagenssonde 26 und dem Reagensarm 24 zugänglich ist. Dies wird durch die Software des Computers 10 erreicht.
Obwohl der Computer des Chemiesystems auf jede gewünschte Weise programmiert werden kann, wird zur Verdeutlichung ein Verfahren zur Durchführung eines Digoxin-Assays durch folgende Pseudocode- Bezeichnungen bei Verwendung des Dimension -Systems beschrieben:
Photometrisches Verfahren: "DIG"
Eingabe=0xe4
Erste Küvette: {* Vorbehandlungsküvette *}
-108,2 sek: QC Küvettenbezeichnung "r1c1"
-94,0 sek: 80 µl R1 hinzufügen {* erstes Reagens [Konjugat] *}
gefolgt von 20 µl Wasser
Ultraschallstärke=0
0,0 sek: 80 µl Probe gefolgt von 19 µl Wasser hinzufügen
Ultraschallstärke = 2
Ultraschalleinsatzdauer = 0,5 sek
Ultraschalltastverhältnis = 30 %
Ultraschalltaktzeit = 105 msek
Ultraschallfehlerrate = 40 %
240,0 sek: 80 µl R2 {* zweites Reagens [Chrom] *} hinzufügen
gefolgt von 40 µl Wasser
R2 bei Stärke 7 für 5,0 sek wieder vermischen
Ultraschallstärke = 8
Ultraschalleinsatzdauer = 0,5 sek
Ultraschalltastverhältnis = 50 %
Ultraschalltaktzeit = 105 msek
Ultraschallfehlerrate = 40 %
425,0 sek: Magnetfeld für 20,0 sek anlegen Hinweis: Zeit 0,0 von Küvette 2 liegt um 20,0 sek hinter der von Küvette 1; 430,0 sek 450,0 sek von Küvette 1
Zweite Küvette: {* Probenrate *}
-125,0 sek: QC Küvettenbezeichnung = "r1"
0,0 sek: Küvette bilden {* in Abwesenheit einer Probenzuführung muß ausdrücklich um Küvette nachgesucht werden *}
320,0 sek: 275 µl R4 gefolgt von 20 µl Wasser hinzufügen
Ultraschallstärke = 0
420,0 sek: 60 µl der ersten Küvette (Höhe = 5,0 mm) gefolgt von 30 µl Wasser hinzufügen
Ultraschallstärke = 8
Ultraschalleinsatzdauer = 0,5 sek
Ultraschalltastverhältnis = 50 %
Ultraschalltaktzeit = 105 msek
Ultraschallfehlerrate = 40 %
430,0 sek: Küvettenbezeichnung = "rA" untersuchen
550,0 sek: Küvettenbezeichnung = "rA" untersuchen
Berechnung:
Float mauA = rA[405] - rA[510];
Float maub=B = rB[405] - rA[510];
Legende[0] = "RDIG"; polished[0] = mauB - mauA;
endcalc
Flex-Spezifizierung: Konjugat Chrom onpg

Interpretation

Um die Interpretation zu vereinfachen, werden die Zeitpunkte, zu denen Vorgänge stattfinden, mit Bezug auf den Zeitpunkt der Zuführung des ersten Reagens in die erste Küvette bezeichnet. Vorgänge, die in der Spezifikation unter einer Küvette zusammengefaßt sind, sind in zeitlicher Reihenfolge angegeben.
Vorgänge, die für die Durchführung des Assays nicht relevant sind, werden nicht beschrieben.
Die in eckigen Klammern aufgeführten Zeitangaben können zum Rückbezug auf die Assay-Spezifikation verwendet werden.
0,0 sek: [Küvette 1, -94,0 sek] Unter Verwendung der Reagenssonde werden der ersten Küvette 80 µl Konjugatreagens gefolgt von 20 µl Wasser zugeführt.
94,0 sek: [Küvette 1, 0,0 sek] Unter Verwendung der Reagenssonde werden der ersten Küvette 80 µl Probe gefolgt von 19 µl Wasser zugeführt. Die erste Küvette wird mit der Ultraschallmischfähigkeit der Probensonde durchmischt.
334,0 sek: [Küvette 1, 240,0 sekl Unter Verwendung der Reagenssonde wird das Partikelreagens in dem Reagensbehälter wieder suspendiert, wobei die Ultraschallmischfähigkeit der Reagenssonde eingesetzt werden. Es werden der ersten Küvette 80 µl dieses Partikelreagens gefolgt von 40 µl Wasser zugeführt. Die erste Küvette wird mit der Ultraschallmischfähigkeit der Reagenssonde durchmischt.
434,0 sek: [Küvette 2, 320,0 sek] Unter Verwendung der Reagenssonde werden der zweiten Küvette 275 µl ONDG-Reagens gefolgt von 20 µl Wasser zugeführt.
519,0 sek: [Küvette 1, 425,0 sek] Unter Verwendung des Photometers werden alle Partikel in der ersten Küvette maskiert, indem der an dem Photometerarm befestigte Magnet neben die Küvette positioniert wird. Diese Position wird 20,0 Sekunden lang beibehalten.
534,0 sek: [Küvette 2, 420,0 sek] Unter Verwendung der Reagenssonde werden aus der ersten Küvette 60 µl Überstand angesaugt. Diese Menge wird der zweiten Küvette zugeführt, unmittelbar gefolgt von 30 µl Wasser. Die zweite Küvette wird mit der Ultraschallmischfähigkeit der Reagenssonde durchmischt.
544,0 sek: [Küvette 2, 430,0 sek] Unter Verwendung des Photometers wird eine anfängliche Untersuchung der zweiten Küvette durchgeführt.
664,0 sek: [Küvette 2, 550,0 sek] Unter Verwendung des Photometers wird eine abschließende Untersuchung der zweiten Küvette durchgeführt.
Eine alternative Ausführungsform der Erfindung ist in Fig. 7 abgebildet, die einen Tragarm 70 zeigt, der an dem Photometerarm 45 derart befestigt sein kann, daß er sich entlang der äußeren Peripherie der Reaktionsbehälter, d. h. Küvetten 17, erstreckt. Der Tragarm 70 ist L-förmig und weist an einem Ende einen Magnethalter 72 auf, der aus geeignetem technischem Plastik oder einem anderen nicht eisenhaltigen Material ausgebildet sein kann. Drei Magnete 74, die die gleichen wie die in Verbindung mit der Ausführungsform, die in Verbindung mit Fig. 3 bis 6 beschrieben ist, verwendeten sein können, sind derart angeordnet, daß die innere Fläche 78 flach und kreisförmig ist, derart, daß sie parallel zu und etwa um 5/32 cm von der Wand der Küvetten 17, der sie gegenüberliegt, entfernt liegt. Die Magnete sind vertikal derart angeordnet, daß der Magnet auf derselben horizontalen Ebene wie der Boden der Küvette liegt, wie im Zusammenhang mit der Ausführungsform der Fig. 3 bis 6 beschrieben.
Die Programmbefehle gleichen den im Zusammenhang mit der ersten Ausführungsform der Erfindung beschriebenen, und bei dieser Anordnung wird der Magnet automatisch derart positioniert, daß, wenn der Photometerarm 45 durch einen Programmbefehl angewiesen wird, sich zu irgendeiner Küvettenposition, genannt Küvette 0, zu bewegen, der Magnet durch den Tragarm 70 automatisch vier (und sequentiell darüber hinaus, wenn mehrere Magnete verwendet werden) Küvetten rechts von dem Photometerarm 45 positioniert wird. So werden die Magneten angrenzend an die Küvetten 4, 5 und 6 positioniert. Eine magnetische Untersuchung in den Positionen 4, 5 oder 6 könnte durch an den Küvetten in den Positionen 0, +1 oder +2 zu einem Zeitpunkt, zu dem keine magnetische Trennung gewünscht ist, stattfindende photometrische Messungen wegen der Magnete an dem Tragarm 70 behindert werden. So stehen die Küvettenpositionen 0, +1 und +2 für solche nichtmagnetischen Untersuchungen nicht zur Verfügung, derart, daß eine vorzeitige magnetische Trennung bei der magnetischen Untersuchung nicht auftritt. Bei dieser Ausführungsform kann eine Küvette an einer bestimmten Position unter Verwendung des Tragarms 70 dem Einfluß eines Magnetfeldes zur Trennung des CPR durch drei Zyklen von jeweils typischerweise 20 Sekunden ausgesetzt werden, derart, daß eine Gesamtzeit von 1 Minute verwendet wird, um das gewünschte CPR zu trennen. Abgesehen davon ist der Vorgang derselbe wie der oben beschriebene.
Welche Ausführungsform auch verwendet wird, verschiedene heterogene Assays können ohne den Einsatz einer Vorbehandlung durchgeführt werden. Wenn diese Vorgänge z. B. bei dem klinischen Analysatorsystem Dimension durchgeführt werden: (a) Zuführung von ABC-Reagens (bestehend aus Anti-Digoxin-Antikörpern zum β-Galactosidase-Konjugat) in Küvette A. (b) Zuführung einer Probe in Küvette A. Inkubation für 1 bis 5 Minuten. (c) Zuführung von CPR (Ouabain-BSA- ummantelte CrO&sub2;-Partikel). Inkubation für 1 bis 5 Minuten. (d) Magnetische Trennung für 15-30 Sekunden. (e) Transfer eines aliquoten Teils eines Überstandes zu Küvette B, die o-Nitrophenyl- Galactosid-Substratlösung (OPNG) enthält. (f) Photometrische Messung an Küvette B.
Kurz gefaßt ist dadurch, daß die vorliegende Erfindung ein softwaresteuerbares "intelligentes" Magnetmodul aufweist, ein automatisches System mit einem Minimum an manueller Bedienung vorgesehen. Bei einer bevorzugten Ausführungsform befindet sich der Magnet eine Küvettenposition (Position +1) hinter der Küvette, die mit dem photometrischen Detektor (Position 0) des Photometerarms 45 direkt eine Reihe bildet. Es wird daran erinnert, wo bei der Ausführungsform der Magnet an der Abdeckung des photometrischen Detektors 46 angebracht ist. Hierdurch ist ein System vorgesehen, das geeignet ist, heterogene Immunoassays durchzuführen. Das System ist geeignet, mit oder ohne Auswaschung der Partikel als Teil des Assay-Verfahrens betrieben zu werden. Zusätzlich zu herkömmlichen ACMIA-Assays ist es ebenfalls in der Lage, Enzymimmunoassays (EIA) unter Anwendung entweder eines Sandwich- oder eines kompetitiven Modus bei Verwendung magnetisierbarer Partikel als fester Trägersubstanz durchzuführen. Die EIA-Assays machen das Auswaschen der festen Trägersubstanz erforderlich, und es werden Empfindlichkeiten von 10-12 Mol/Liter erzielt.

Beispiel 1 Enzymometrisches Immunoassay für Digoxin

Reagenzien:
Die im folgenden beschriebenen Reagenzien sind im Handel unter dem Markennamen DIG Flex -Reagenskassette (Teil Nr. 717035.901) erhältlich, die zur Detektion von Digoxin in menschlichen Proben bei Verwendung des klinischen Chemiesystems Dimension von Du Pont gedacht ist.
1. ANTIKÖRPER-β-GALACTOSIDASE-KONJUGAT-REAGENS, im folgenden Konjugat genannt, ist ein kovalent vernetztes Aggregat aus Anti-Digoxin-Antikörper und β-Galactosidase, das in einer Natriumbiphosphat/Natriummonophosphat-Pufferlösung, pH 7,4, aufgebaut ist. Die Konjugatlösung ist in den Gefäßen Nr. 1 und 2 der Flex -Reagenskassette 18 (Fig. 2) enthalten.
2. CHROMDIOXID-PARTIKEL-REAGENS, im folgenden CPR genannt, ist eine Suspension magnetisierbarer Chromdioxidpartikel, denen vorher eine kovalente Ummantelung aus Ouabain-Rinderserumalbumin-Molekülen (Ouabain-BSA) zugegeben wurde. Eine entsprechende Menge CPR ist in einer Natriumbiphosphat/Natriummonophosphat-Pufferlösung, pH 7,4, aufgebaut und in den Gefäßen 3 und 4 der Flex -Reagenskassette 18 enthalten.
3. o-NITROPHENYL-GALACTOSID-REAGENS, im folgenden ONPG genannt, ist eine Lösung aus o-Nitrophenyl-Galactosid in einer Pufferlösung, die aus N-2-Hydroxyethylpiperazin-N'-2-Ethansulfonsäure (HEPES-Pufferlösung), pH 7,8, besteht und in Gefäßen 7 und 8 der Flex -Reagenskassette 18 enthalten ist. ONPG wird als kolorimetrisches Substrat für β-Galactosidase verwendet. Daher ist es möglich, ONPG durch ein weiteres Substrat für das Enzym zu substituieren und für das Assay gleiche Ergebnisse zu erzielen.
Folgendes Verfahren kann verwendet werden, um ein Digoxin-Assay unter Verwendung des erfindungsgemäßen Gerätes in dem klinischen Chemiesystem Dimension bei der Ausführungsform aus Fig. 2 durchzuführen.
Verfahren:
1. Das klinische Chemiesystem Dimension wird nach der mitgelieferten Gebrauchsanweisung (Teil Nr. 715813.901) vorbereitet.
2. Vor Untersuchung der Proben, die unbekannte Mengen Digoxin enthalten, werden fünf Kalibrierungsproben normal im "Kalibrierungs"-Modus des klinischen Chemiesystems Dimension untersucht. Die "zugewiesenen Werte" jedes Kalibrators werden vor den Untersuchungen manuell in den Computer eingegeben. Dem System werden entsprechende Kalibratoren und eine DIG Flex -Reagenskassette zugeführt. Nach Abschluß der Untersuchungen führt der eingebaute Computer automatisch eine mathematische Regression unter Verwendung der Signale und zugewiesenen Werte aller fünf Proben durch. Die Regression verwendet einen im allgemeinen als "LOGIT-Funktion" bekannten Algorithmus und berechnet eine Reihe von "Linearisierungskoeffizienten". Die Koeffizienten werden im Speicher des Computers abgelegt.
3. Über den eingebauten Computer wird eine Digoxin-Untersuchung angesetzt. Die Proben und eine DIG Flex -Reagenskassette, die die gleichen Reagenzienreihen aufweist, wie sie im Kalibrierungsschritt verwendet werden, werden zugeführt. Das Magneten aufweisende klinische Chemiesystem Dimension führt die gesamte Untersuchung automatisch durch und verwendet die gespeicherten Linearisierungskoeffizienten dazu, die Konzentration des Digoxins durch umgekehrte Anwendung der LOGIT- Funktion zu berechnen. Es folgt die Reihenfolge der Vorgänge, nach denen das System die Digoxin-Untersuchung durchführt.
4. Nach Erhalt der Befehle zur Durchführung einer Digoxin-Untersuchung bildet das klinische Chemiesystem Dimension zwei Küvetten (A und B). Die Küvetten befinden sich in einer kettenartigen Formation um den Umkreis des Küvettenrades 16 (Fig. 2). Das Küvettenrad ist in einer Kammer enthalten, die auf einer konstanten Temperatur von 37ºC gehalten wird.
5. Ein aliquoter Teil Konjugat (80 µl) wird automatisch durch die Reagenssonde 26 des Systems aus der Reagenskassette entnommen und in Küvette A gegeben.
6. Nach 90 Sekunden wird ein Teil der Probe (80 µl) aus dem auf dem Probenrad 12 angeordneten Probengefäß entnommen und durch die Probensonde 14 des Systems in Küvette A gegeben. Die Probensonde weist eine Ultraschallvorrichtung auf. Nach Zuführung der Probe wird die Sonde 2 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert, während sie in der Lösung eingetaucht ist. Dies führt zu Erschütterungen, die ein gründliches Vermischen der Probe mit dem Konjugat ermöglichen.
7. Nach der Inkubationsperiode von 180 bis 360 Sekunden wird ein aliquoter Teil CPR-Suspension (80 µl) durch die Reagenssonde aus der Reagenskassette entnommen und der Küvette A zugegeben. Die Reagenssonde weist ebenfalls eine Ultraschallvorrichtung auf. Vor Entnahme der CPR-Suspension aus der Reagenskassette wird die Sonde 5 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert, während sie in der Flüssigkeit eingetaucht ist, um eine durchgangige erneute Suspension der CPR-Partikel zu gewährleisten. Nach Abgabe der Suspension in Küvette A wird die Sonde weitere 2 Sekunden lang vibriert, während sie in der Lösung eingetaucht ist. Dies führt zu Erschütterungen, wodurch eine konsistente Suspension des CPR in der Mischung erzielt wird.
8. Die Mischung wird 2 Minuten lang inkubiert. Dabei bleiben die mit den in der Probe vorgesehenen Digoxinmolekülen stöchiometrisch verbundenen Konjugatmoleküle gelöst, während überschüssiges Konjugat durch die Ouabain-BSA-Ummantelung von CPR-Partikeln gebunden wird.
9. Während der Inkubation von Küvette A wird ein aliquoter Teil OPNG (275 µl) durch die Reagenssonde aus der Reagenskassette entnommen und Küvette B zugeführt.
10. Etwa 2 Minuten nach Zuführung des CPR weist ein Befehl den Photometerarm 45 an, sich derart in eine Position zu bewegen, daß der Dauermagnet direkt Küvette A gegenüberliegt.
11. Der Photometerarm wird 20 Sekunden lang stationär gehalten. Dadurch wird das CPR magnetisiert und als Folge davon am Boden und an einer Seite der Küvette gehalten.
12. Die Reagenssonde wird angewiesen, 60 µl eines aliquoten Teils Flüssigkeit, die zu diesem Zeitpunkt keine CPR-Partikel mehr enthält, aus Küvette A zu entnehmen und Küvette B zuzuführen. Während die Sonde in Küvette B getaucht ist, wird sie 2 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert. Dieser Schritt isoliert die digoxingebundenen Konjugatmoleküle, die sich in einem stöchiometrischen Verhältnis zu der unbekannten Digoxin-Konzentration befinden, zur Enzymmessung in Küvette B. Alle überschüssigen Konjugatmoleküle sind an das CPR gebunden und verbleiben in Küvette A.
13. Nach 10 Sekunden wird der Photometerarm so bewegt, daß er es der Öffnung 54 des Detektors 46 (Fig. 3) ermöglicht, gegenüber von Küvette B zu liegen. Es werden Absorbanzen auf 10 Wellenlängen gemessen. Die Differenz der Absorbanz zwischen 405 nm und 510 nm werden von dem Computer berechnet und als rA (anfängliche Untersuchung) gespeichert.
14. Einhundertzwanzig (120) Sekunden nach der anfänglichen Untersuchung wird das Photometer angewiesen, die Absorbanz der Küvette B erneut zu messen. Die Differenz der Absorbanz zwischen 405 nm und 510 nm werden von dem Computer berechnet und als rB (zweite Untersuchung) gespeichert.
15. Die Differenz zwischen rB und rA wird berechnet und als photometrisches Signal der Untersuchung gespeichert. Das Signal wird anschließend verwendet, um, wie in Schritt 3 beschrieben, die Digoxin-Konzentration in der Probe zu berechnen.
Ergebnisse: Tabelle 1: Digoxin-Assay-Kalibrierungsergebnisse
# SD: Standardabweichung
* CV: Varianzkoeffizient. Wird durch Division von SD durch das Durchschnittssignal berechnet.
Bei Verwendung dieses Verfahrens wurden mit Digoxin-Proben Untersuchungen mit folgenden Ergebnissen durchgeführt:
Tabelle 1 zeigt eine Reihe von Ergebnissen, die von den fünf Kalibratoren erzielt wurden. Die "zugewiesenen Werte" (in ng/ml) und das Durchschnittssignal (in milli-Absorbanzeinheiten, mA) werden von dem eingebauten Computer verwendet, um eine Regressionsanalyse durch die LOGIT-Funktion durchzuführen.
Tabelle 2 zeigt Untersuchungsergebnisse von zehn Serumsproben. Die Ergebnisse, in ng/ml Digoxin-Konzentration, werden automatisch durch den Computer berechnet. Die Daten zeigen an, daß die Untersuchungsergebnisse eng mit den durch das Stratus -System erzielten übereinstimmen.
Tabelle 2: Digoxin-Untersuchungsergebnisse im Vergleich zu den Ergebnissen einer im Handel erhältlichen Untersuchung (Stratus)
* Stratus Immunoassay System, hergestellt von Baxter Healthcare Co., Dade Division, Miami, FL 33152

Beispiel 2 Verfahren für enzymometrisches Assay für Vitamin B12

Reagenzien:
1. Trennreaganzlen:
Diese Reagenzien sind in Glasviolen vorgesehen. Sie haben die Funktion, die Serumsprobe derart zu behandeln, daß die darin enthaltenen Vitamin-B12-Moleküle freigesetzt werden und für die enzymometrische Detektion zur Verfügung stehen.
1. DENATURIERUNGSREAGENZIEN: Zwei Reagenzien, eine 0,1-N-Natriumhydroxid-Lösung (NaOH) und eine 20-mM-Dithiothriotol-Lösung (DTE) sind in verschiedenen Violen vorgesehen.
2. NEUTRALISIERUNGSREAGENS: Eine Natriumphosphat/N-2-Hydroxyethylpiperazin-N'-2-Ethansulfonsäure-Pufferlösung (Phosphat/HEPES), pH 5,0.
II. Von Flex -Reagenskassette gelieferte Reagenzien:
Die im folgenden beschriebenen Reagenzien werden dem klinischen Chemiesystem Dimension in einer B12-Flex -Reagenskassette zugeführt. Beide Ausführungsformen der Erfindung können verwendet werden.
1. INTRINSIC FACTOR ZU β-GALACTOSIDASE-KONJUGAT-REAGENS, im folgenden IFC genannt, ist ein kovalent vernetztes Aggregat aus β-Galactosidase und aus Kalbsinnereien gewonnenem Intrinsic Factor. Intrinsic Factor ist ein Protein, das eine hohe Affinität zu Vitamin B12 besitzt und dessen natürliche Funktion es ist, Vitamin-B12-Moleküle durch biologische Systeme zu transportieren. Bei diesem Assay wird eine hochreine Form dieses Proteins verwendet, um Vitamin B12 in menschlichem Serum mit hoher Sensitivität und Spezifität zu detektieren. Das IFC ist in einer Natriumbiphosphat/Natriummonophosphat- Pufferlösung, pH 7,8 aufgebaut und in Gefäßen 1 und 2 der B12-Flex -Reagenskassetten 18 (Fig. 2) enthalten.
2. VITAMIN-B12-UMMANTELTES CHROMDIOXID-PARTIKEL-REAGENS, im folgenden B12-CPR genannt, ist eine Suspension von Chromdioxid- Partikeln, die kovalent mit einer Schicht aus Vitamin-B12- Avidin-Konjugat ummantelt sind. Das Reagens ist in einer Natriumbiphosphat/Natriummonophosphat-Pufferlösung, pH 7,4 aufgebaut und in Gefäßen 3 und 4 der B12-Flex -Reagenskassetten 18 enthalten.
3. CHLORPHENOLROT-β-D-GALACTOPYRANOSID-REAGENS, im folgenden CPRG genannt, ist eine Lösung aus Chlorphenolrot-β-Galaktopyranosid in einer Pufferlösung aus N-2-Hydroxyethylpiperazin-N'-2-Ethansulfonsäure (HEPES-Pufferlösung), pH 7,8, und ist in Gefäßen 7 und 8 der Flex -Reagenskassetten 18 enthalten. CPRG wird als kolometrisches Substrat für β-Galactosidase verwendet.
Verfahren:
1. Das klinische Chemiesystem Dimension wird nach der mitgelieferten Gebrauchsanweisung vorbereitet.
2. Es werden 200 µl Serumsprobe oder Kalibrator, 20 µl NaOH- Lösung und 20 µl DTE-Lösung in ein Reagenzgefäß aus Glas oder Plastik gegeben. Die Mischung steht 5 Minuten lang bei Zimmertemperatur. Dieser Schritt erhöht den pH-Wert der Probe auf über 12, wodurch die meisten oder alle Serumsproteine denaturiert werden, darunter endogener Intrinsic Factor, derart, daß alle Vitamin-B12-Moleküle in die Lösung freigesetzt werden. Das DTE-Reagens liefert Unterstützung beim Blockieren der denaturierten Proteine und verhindert somit jedes Wiedereinfangen der Vitamin-B12-Moleküle.
3. Es werden in das Reagenzgefäß 60 µl Neutralisations-Reagens zugesetzt. Durch Verwirbelung werden die Lösungen vermischt. Der pH-Wert wird bei diesem Schritt auf 7,4 bis 7,8 reduziert. Dieser Schritt bereitet die Probe auf die nachfolgende enzymometrische Untersuchung vor.
4. Vor Untersuchung der unbekannte Konzentrationen an Vitamin B12 enthaltenden Proben werden im "Kalibrierungs"-Modus des klinischen Chemiesystems Dimension fünf Kalibratorproben untersucht. Die "zugewiesenen Werte" jedes Kalibrators werden vor den Untersuchungen manuell in den Computer eingegeben. Dem System werden entsprechende Kalibratoren und eine B12- Flex -Reagenskassette zugeführt. Nach Abschluß der Untersuchungen berechnet und speichert der Computer eine Reihe von Linearisierungskoeffizienten, ähnlich wie bei Beispiel 1 beschrieben.
5. Über den eingebauten Computer wird eine Vitamin-B12-Untersuchung angesetzt. Es werden die bei Schritt 2 bis 3 bearbeiteten Proben und eine dieselbe Reagenzienreihe wie beim Kalibrierungsschritt enthaltende B12-Flex -Reagenskassette zugeführt. Das Magneten aufweisende klinische Chemiesystem Dimension führt die gesamte Untersuchung automatisch durch und verwendet die gespeicherten Linearisierungskoeffizienten dazu, die Konzentration des Vitamins B12 durch umgekehrte Anwendung der LOGIT-Funktion zu berechnen. Es folgt die Reihenfolge der Vorgänge, nach denen das System die Vitamin-B12- Untersuchung durchführt.
6. Das klinische Chemiesystem Dimension bildet zwei Küvetten (A und B). Das gesamte Küvettenrad ist in einer Kammer enthalten, die auf etwa 37ºC gehalten wird.
7. Ein aliquoter Teil IFC (100 µl) wird automatisch durch die Reagenssonde des Systems aus der Reagenskassette entnommen und in Küvette A gegeben.
8. Nach 90 Sekunden wird ein Teil der Probe (50 µl) durch die Probensonde des Systems aus dem Probengefäß entnommen und in Küvette A gegeben. Die Sonde wird 2 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert.
9. Nach einer Inkubationsperiode von 180 bis 360 Sekunden wird ein aliquoter Teil B12-CPR-Suspension (80 µl) durch die Reagenssonde aus der Reagenskassette entnommen und in Küvette A gegeben. Die Sonde wird 5 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert, während sie in der B12-CPR-Suspension in der Reagenskassette 18 eingetaucht ist, und wird 2 Sekunden lang nach Zuführung der Suspension in Küvette 17 vibriert.
10. Die Mischung wird etwa 2 Minuten lang inkubiert.
11. Während der Inkubation von Küvette A wird ein aliquoter Teil CPRG (275 µl) durch die Reagenssonde aus der Reagenskassette entnommen und in Küvette B gegeben.
12. Etwa 2 Minuten nach der Zuführung von B12-CPR wird der Photometerarm so bewegt, daß er es dem Dauermagneten ermöglicht, direkt auf Küvette A einzuwirken.
13. Der Photometerarm wird 20 Sekunden lang stationär gehalten. Die magnetisierten B12-CPR-Partikel werden am Boden und an einer Seite der Küvette gehalten.
14. Die Reagenssonde entnimmt 50 µl eines aliquoten Teils des Überstands, der zu diesem Zeitpunkt keine CPR-Partikel mehr enthält, aus Küvette A und gibt ihn in Küvette B. Nach Zuführung der Flüssigkeit wird die Sonde 2 Sekunden lang durch Ultraschall vibriert.
15. Absorbanzmessungen an Küvette B finden sowohl 10 Sekunden als auch 100 Sekunden nach Abschluß von Schritt 14 statt. Die Differenz in der Absorbanz zwischen 577 nm und 700 nm beider Messungen wird berechnet. Die Ergebnisse jeder Messung werden als rA bzw. rB gespeichert.
16. Die Differenz zwischen rB und rA wird berechnet und als photometrisches Signal gespeichert. Das Signal wird verwendet, um die Vitamin-B12-Konzentration unter Verwendung der gespeicherten Linearisierungskoeffizienten durch umgekehrte Anwendung der LOGIT-Funktion zu berechnen.
Ergebnisse: Tabelle 3: Vitamin-B12-Assay-Kalibrierungsergebnisse
# SD: Standardabweichung
* CV: Varianzkoeffizient. Wird durch Division von SD durch das Durchschnittssignal berechnet.
Tabelle 3 zeigt die Ergebnisse der nach den oben beschriebenen Verfahren untersuchten Vitamin-B12-Kalibratoren. Der Kalibrator mit 400 pg/ml wurde mit einem gleichen Volumen des Kalibrators mit 0 pg/ml verdünnt und von dem System untersucht. Die Probe weist eine theoretische Vitamin-B12-Konzentration von 200 pg/ml auf. Das Dimension -System erbrachte ein Ergebnis von 220 pg/ml. Dieses Ergebnis liegt nahe genug an dem theoretischen Wert, um klinisch verwertbar zu sein.

Beispiel 3 Enzym-Immunoassays

Es ist denkbar, daß das mit dem Magnetmodul der Erfindung ausgestattete Dimension -System verwendet wird, um eine andere Art heterogenes Immunoassay, im allgemeinen als Enzym-Immunoassay (EIA) bekannt, durchzuführen. Das modifizierte System kann wenigstens zwei Arten von EIA, Sandwich-Immunoassay und kompetitives Immunoassay, durchführen, indem es entsprechende Programmbefehle anwendet. Es folgt die Reihenfolge der Vorgänge, die für diese beiden Untersuchungsarten erforderlich sind.
SANDWICH-IMMUNOASSAYS: Bei dieser Untersuchungsart werden magnetisierbare Chromdioxid-Partikel (CrO&sub2;) als feste Trägersubstanz verwendet, auf die ein Antikörper (einfangender Ak) zu einem interessierenden Analyten kovalent ummantelt ist. Ein aliquoter Teil der Suspension aus CrO&sub2; und einer Probe, die den interessierenden Analyten aufweist, werden kurz hintereinander in eine Küvette (Küvette A) des Dimension -Systems gegeben. Entweder unmittelbar danach oder nach einer Inkubationsperiode wird eine ein Detektor- Antikörper-Enzym-Konjugat enthaltende Lösung in dieselbe Küvette gegeben. Nach einer zweiten Inkubationsperiode wird der Magnet neben Küvette A bewegt, wodurch eine magnetische Trennung des CrO&sub2; von der Flüssigkeit erzielt wird. Die Reagenssonde wird angewiesen, den gesamten Flüssiginhalt aus der Küvette zu entfernen.
Danach wird eine entweder aus Wasser oder aus einer angemessenen Pufferlösung bestehende Reinigungslösung in Küvette A gegeben. Die Sonde wird eine vorprogrammierte Zeit lang durch Ultraschall vibriert, um die Mischung der Partikel in der Reinigungslösung zu verstärken. Der Magnet wird neben der Küvette gehalten, derart, daß, sobald die Ultraschallvibration nachläßt, die Partikel zu einer Seite von der Flüssigkeit weg angezogen werden. Der Partikelauswaschungsvorgang, der aus Entfernung verunreinigter Flüssigkeit, Zuführung neuer Reinigungslösung, Mischung durch Ultraschall und Trennung von CrO&sub2; besteht, wird danach zweimal durchgeführt.
Diese Schritte, von denen denkbar ist, daß sie automatisch von dem Dimension -System durchgeführt werden, führen zu einem CrO&sub2;-gebundenen "Sandwich", das, hintereinander, aus dem einfangenden Ak, dem interessierenden Analyten und dem Detektor-Antikörper-Enzym- Konjugat besteht. Das in fester Phase gebundene Sandwich-Konglomerat ist aufgrund des dreifachen Auswaschungsvorgangs im wesentlichen frei von verunreinigenden Serumskomponenten und überschüssigen Detektor-Antikörper-Enzym-Konjugat-Molekülen.
Nach Abschluß des Partikelauswaschungsvorgangs wird der Magnet von Küvette A weg bewegt. Eine das entsprechende Substrat des Enzyms enthaltende Lösung wird auf die zu diesem Zeitpunkt im wesentlichen flüssigkeitsfreien CrO&sub2;-Partikel gegeben. Die Reagenssonde wird durch Ultraschall vibriert, um eine Mischung der Partikel zu erzielen. Die Enzym-Moleküle des in fester Phase gebundenen Sandwiches reagieren mit dem Substrat eine vorprogrammierte Zeit lang.
Während der Reaktionsperiode wird eine Löschlösung, die geeignet ist, die Enzymreaktion zu stoppen, in eine zweite Küvette (Küvette B) gegeben, die gewöhnlich hinter Küvette A vorgesehen ist. Nach Abschluß der Enzym-zu-Substrat-Reaktion wird der Magnet neben Küvette A bewegt, wodurch wieder das CrO&sub2; von der Flüssigkeit getrennt wird. Die Reagenssonde entfernt einen Teil der Flüssigkeit aus Küvette A und gibt diesen in Küvette B. Nach Mischung mit der Löschlösung wird jede Restenzymreaktion gestoppt. Zwei photometrische Messungen werden bei Küvette B durchgeführt, eine vor und eine nach dem Flüssigkeitstransfer. Die Differenz zwischen den beiden Messungen, die proportional zur Konzentration des Analyten ist, wird berechnet und als Signal gespeichert.
Ähnlich wie bei dem bei Beispiel 1 beschriebenen Kalibrierungsverfahren wird eine Reihe von Kalibratoren mit bekannten Konzentrationen des Analyten vor jeder unbekannten Probe untersucht. Die sich aus der Untersuchung der Kalibratoren ergebenden Signale werden durch eine Regressionsfunktion berechnet, um eine Reihe Regressionskoeffizienten herzuleiten. Diese Koeffizienten werden im Speicher des Computers abgelegt und zur Berechnung der Konzentration des Analyten in einer nachfolgend untersuchten, unbekannten Probe verwendet.
KOMPETITIVE IMUUNOASSAYS: Diese Art von Untersuchung weicht von dem Sandwich-Immunoassay darin ab, daß eine gereinigte Form des Analyten oder seines chemischen Derivats kovalent um die feste Trägersubstanz, die Chromdioxidpartikel (Ag-CrO&sub2;), ummantelt ist.
Ein aliquoter Teil Ag-CrO&sub2;-Suspension, eine das interessierende Analyt enthaltende Probe und eine Detektor-Antikörper-Enzym-Konjugat-Lösung werden in ähnlicher Weise wie bei den Sandwich-Immunoassays beschrieben in Küvette A gegeben. Es gibt ähnliche Inkubationsperioden.
Der Partikelauswaschvorgang wird, wie bei den Sandwich-Immunoassays beschrieben, dreimal angewandt, um die Partikel zu säubern. Bei dieser Art von Untersuchung stehen die CrO&sub2;-gebundene Analytmoleküle mit den in der Probe vorgesehenen Analytmoleküle um die Bindungsstellen der Detektor-Antikörper-Moleküle im Wettbewerb. Die kompetitive Reaktion führt zu einer Verbindung von CrO&sub2;-Analyt mit dem Detektor-Antikörper-Enzym-Konjugat. Die Konzentration einer solchen Verbindung steht in umgekehrter Beziehung zu der Konzentration des Analyten in der Probe.
Die Zuführung der Substratlösung, das Ultraschallmischen und die Inkubation in Küvette A werden alle auf ähnliche Weise wie bei den Sandwich-Immunoassays durchgeführt. Nachfolgende Zuführung von Löschlösung in Küvette B, magnetische Trennung in Küvette A, Flüssigkeitstransfer, photometrische Messungen und Berechnungen der Untersuchungsergebnisse werden alle auf ähnliche Weise wie bei den Sandwich-Immunoassays durchgeführt.

Claims

1. Automatisches Untersuchungsgerät zur Untersuchung von Proben in biologischen Flüssigkeiten in Reaktionsbehältern (17), wobei die Untersuchung das Trennen von Partikeln von wäßrigen Partikelmischungen, die in mehreren Reaktionsbehältern (17) enthalten sind, umfaßt, wobei die Partikel auf ein Magnetfeld ansprechen, und das Gerät aufweist:

eine Transportvorrichtung (16), um die Behälter (17) nacheinander an mindestens einer Bearbeitungsposition vorbei zu bewegen,

eine Transfervorrichtung (26), um Proben und magnetische Trägerpartikel in fester Form zu den Behältern (17) zu transferieren und die Zuführung der Reagenzien durchzuführen,

eine Einwirkungsvorrichtung (56), um die Behälter selektiv einem Magnetfeld auszusetzen, und

eine Überwachungsvorrichtung (44, 46), um die Reaktion der Proben und der Reagenzien zu messen,

gekennzeichnet durch

einen Roboterarm (45), der die Überwachungsvorrichtung (46) trägt, um die Behälter (17) selektiv zu bearbeiten, und der die Einwirkungsvorrichtung (56), mit der die Behälter einem Magnetfeld ausgesetzt werden, trägt,

wobei der Roboterarm (45) die Überwachungsvorrichtung (46) relativ zur Transportvorrichtung (16) bewegt.

2. Automatisches Gerät nach Anspruch 1, wobei die Transportvorrichtung die Behälter schrittweise an Bearbeitungspositionen vorbei weiterschaltet.

3. Automatisches Gerät nach Anspruch 1 oder 2, wobei die Reaktionsbehälter (17) jeweils Wände und eine Längsachse haben, die generell vertikal angeordnet ist, und die Einwirkungsvorrichtung (56) derart positioniert ist, daß sie ein Feld bereitstellt, das im allgemeinen quer zu der Längsachse verläuft, wobei die Partikel zu den Wänden des Behälters (17) gezogen werden.

4. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-3, wobei die Einwirkungsvorrichtung (56) an dem Roboterarm (45) mit einem Abstand von der Überwachungsvorrichtung (44, 46) positioniert ist, der der Distanz zwischen benachbarten Behältern (17) entspricht.

5. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-4, wobei die Transportvorrichtung (16) radartig ausgebildet ist und sich die Einwirkungsvorrichtung (56) außerhalb des Umfangs der Transportvorrichtung (16) befindet.

6. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-5, wobei die Einwirkungsvorrichtung (56) auf einen Reaktionsbehälter (17) einwirkt, der in der Sequenz der Position des Roboterarms relativ zum Behälter (17) voreilend oder nachlaufend angeordnet ist.

7. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-6, wobei die Einwirkungsvorrichtung (56) gleichzeitig zwei aufeinanderfolgende Behälter (17) dem Magnetfeld aussetzt.

8. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-7, wobei der Detektor (46) der Überwachungsvorrichtung an dem Roboterarm (45) radial außerhalb des Reaktionsbehälters (17) positioniert ist, wobei der Roboterarm (45) in der Lage ist, einen Strahl einer Analysestrahlung durch jeden der Behälter (17) zum Detektor (46) zu senden.

9. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-8, das zwei zusätzliche Magnete aufweist, die sich auf einer Verbindungsvorrichtung befinden, die nahe dem ersten Magneten sowie den nächsten beiden Behälterpositionen auf dem Rad ist.

10. Automatisches Gerät nach Anspruch 9, wobei die Verbindungsvorrichtung ein Tragarm (70) ist, der an der Peripherie des Roboterarms (45) befestigt ist.

11. Automatisches Gerät nach einem der Ansprüche 1-10, wobei die Transfervorrichtung eine Sondenvorrichtung aufweist, die geeignet ist, Flüssigkeit in einem Behälter (17), der dem Magnetfeld ausgesetzt ist, in einen anderen Behälter (17), der frei von magnetischen Partikeln ist, zu transferieren.