DE4234109C1 - Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen - Google Patents
Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von ZellenInfo
- Publication number
- DE4234109C1 DE4234109C1 DE4234109A DE4234109A DE4234109C1 DE 4234109 C1 DE4234109 C1 DE 4234109C1 DE 4234109 A DE4234109 A DE 4234109A DE 4234109 A DE4234109 A DE 4234109A DE 4234109 C1 DE4234109 C1 DE 4234109C1
- Authority
- DE
- Germany
- Prior art keywords
- microporous
- supply line
- cells
- gas
- cultivation
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Expired - Lifetime
Links
Classifications
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
- C12M23/00—Constructional details, e.g. recesses, hinges
- C12M23/34—Internal compartments or partitions
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
- C12M29/00—Means for introduction, extraction or recirculation of materials, e.g. pumps
- C12M29/16—Hollow fibers
Description
Die Erfindung betrifft das in den Ansprüchen 1 und 2 angegebene Verfahren
zur Kultivierung von Zellen höherer Organismen in kommunizierenden
Kammersystemen
sowie eine Vorrichtung zur Züchtung von
Zellen höherer Organismen im Labor- und technischen Maßstab, nach den Ansprüchen 3 bis 6.
Die rasche Entwicklung der Biotechnologie erfordert möglichst einfache, aber
wirtschaftliche Verfahren zur Kultivierung von Zellen höherer Organismen für die
Gewinnung spezieller Zellkulturprodukte. Beispiele für derartige Produkte sind
therapeutisch und diagnostisch bedeutsame Substanzen wie Interferon, TPA, Insulin,
monoklonale Antikörper etc. Diese Substanzen finden heute bereits eine breite Anwendung
in Therapie und Diagnostik.
Für die Kultivierung dieser die Substanzen produzierenden Zellen gibt es verschiedene
Techniken. Neben Suspensions- und Mikroträgerkulturen im Bioreaktor kommt
konventionellen Techniken mit sogenannten stationären Kulturen eine besondere Bedeutung
zu. Dabei hat sich gezeigt, daß im Vergleich zu einfachen T- oder Rollerflaschen,
Kammersysteme, die über mehrere gemeinsam zu befüllende oder entleerende
Kompartimente verfügen, eine vorteilhafte Weiterentwicklung darstellen. Mit diesen
Systemen kann insbesondere für oberflächenadhärent wachsende Zellinien auf technisch
einfache Weise eine große Wachstumsfläche bereitgestellt werden. Durch ihre einfache
Konstruktion und Handhabbarkeit bilden diese Systeme innerhalb bestimmter
Maßstabsgrenzen auch eine Alternative zu den wesentlich komplexeren und teureren
Bioreaktoren. Ein derartiges System ist zum Beispiel aus der DE-PS 26 24 047 bekannt.
Diese Systeme sind aufgrund der rationelleren Handhabung ökonomischer als die
vorhergenannten T- oder Rollerflaschen.
Ein Nachteil derartiger Kammersysteme besteht allerdings darin, daß die Kultivierungs
bedingungen nur in sehr engen Grenzen gesteuert werden können und damit die
Produktausbeute an den gewünschen Substanzen gering sein kann.
Insbesondere bei schnellwachsenden und stark metabolisierenden Kulturen besteht das
Hauptproblem in der Versorgung mit Sauerstoff und in der Übersäuerung des Nährmediums
durch Kohlensäure, die aus dem Kohlendioxid des Zellstoffwechsels gebildet wird.
In der Praxis hat sich gezeigt, daß das Wachstum und die Proteinsynthese in derartigen
Kammersystemen durch den verfügbaren, über die Flüssigkeitsoberfläche in das
Nährmedium diffundierenden Sauerstoff limitiert ist. Einfache Vorrichtungen zur
Verbesserung der Sauerstoffversorgung durch Einpumpen eines geeigneten Gasgemisches
haben den Nachteil, daß die einzelnen Kultivierungskammern nicht gleichmäßig mit
Sauerstoff versorgt werden, was zu ungleichmäßigem Zellwachstum und in der Folge zu
niedrigeren Ausbeuten führt. Dabei können auch geringerwertige Produkte gebildet werden,
die für eine weitere wirtschaftliche Verwertung nicht geeignet sind.
Die Anmelderin hat nun gefunden, daß sich die vorgenannten Nachteile beseitigen lassen,
indem man in derartige Kammersysteme eine das Zellwachstum optimal ermöglichende
Gasmischung mittels einer mikroporösen Versorgungsleitung einbringt. Diese
Versorgungsleitung kann beispielsweise eine Hohlmembran in Form eines Schlauches oder
Stabes sein. Wesentlich für die Versorgungsleitung ist lediglich, daß sie bei Anlegen von
Druck über die gesamte Länge im Kammersystem das Gasgemisch gleichmäßig abgibt. Als
Versorgungsleitung geeignete und im Handel erhältliche Materialien sind z. B. mikroporöse
Membranschläuche aus dem Material "Accurel®" oder die
"Gore-Tex-Tubes". Es ist lediglich von Bedeutung, daß durch das mikroporöse
Membranmaterial dem freien Gasaustausch zwischen dem inneren der Versorgungsleitung
und dem Kammersystem ein Widerstand entgegengesetzt wird, der durch Erhöhung des
Innendruckes der Versorgungsleitung teilweise überwunden werden kann. Das in das
Kammersystem übertretende Gasvolumen kann dabei durch Wahl der Porengröße, des
Schlauchdurchmessers und des Druckgefälles eingestellt werden.
Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Züchtung von Zellen höherer
Organismen in kommunizierenden Kammersystemen, bei dem man die zu kultivie
renden Zellen in das Kammersystem einbringt und die Züchtung durchführt,
dadurch gekennzeichnet, daß man die erforderlichen Kulturbedingungen durch
gleichmäßige Oberflächenbegasung mittels einer in das Kammersystem einge
brachten mikroporösen Gasversorgungsleitung erzielt.
Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist weiterhin eine Vor
richtung zur Kultivierung von Zellen höherer Organismen in kommunizieren
den Kammersystemen, dadurch gekennzeichnet, daß die Vorrichtung eine mikro
poröse Gasversorgungsleitung aufweist.
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren kann der durch den Zellstoffwechsel be
dingte Sauerstoffverbrauch und die Übersäuerung des Nährmediums durch das
von den Zellen abgegebene Kohlendioxid kompensiert werden. Dafür wird vor
zugsweise ein Gasgemisch verwendet, das zwischen 10 und 50 Vol.% Kohlendioxid
enthält. Der verbleibende Volumenanteil wird mit dem physiologisch weitgehend
inerten Stickstoffgas aufgefüllt.
Das Konzentrationsgefälle zwischen Flüssigkeits- und Gasphase führt zu
Diffusionsvorgängen, bei denen die Moleküle von einem Ort mit höherer
Teilchenkonzentration zu einem Ort mit niederer Konzentration bewegt werden. Die
Transportarbeit entstammt dabei der Bewegungsenergie der Moleküle. So tritt
beispielsweise ein Teil der gelösten Kohlensäure dem Konzentrationsgradienten folgend in
Form von Kohlendioxid in die Gasphase über. Umgekehrt wandern Sauerstoffmoleküle aus
dem Bereich der höheren Konzentration, der Gasphase, in den Bereich der niedrigeren
Konzentration, die Flüssigphase. Durch genaue Dosierung des Kohlendioxid- und des
Sauerstoffanteiles in der Gasmischung kann damit der Säuregrad (pH) und die
Sauerstoffsättigung (pO2) des Kulturmediums in dem für die Zellen günstigsten Bereich
gehalten werden. Dabei gehen als weitere Parameter auch die jeweiligen
Diffusionskoeffizienten, und die vom Gas zurückzulegende Wegstrecke ein. Während die
Diffusion als Transportmechanismus in erster Linie im Bereich des Phasenüberganges von
Bedeutung ist, wird der weitere Transport der Gase im wesentlichen durch thermische
Konvektionsvorgänge bewirkt. Im Grenzflächenbereich von Gas und Flüssigkeit können
sich Mikrogradienten aufbauen, die das Konzentrationsgefälle und auf diese Weise auch den
Gasaustausch reduzieren. Eine Erhöhung des Gasvolumenstromes und damit auch der
Konvektion kann bei Bedarf den Aufbau solcher Gradienten verhindern und so zu einer
Verbesserung des Gasaustausches an der Grenzfläche führen.
Die jeweils zu übertragenden Gasmengen sind darüberhinaus spezifisch von den
Stoffwechselleistungen der jeweils kultivierten Zellinie abhängig und liegen beispielsweise
bei diploiden Fibroblasten in der Größenordnung von 0,05 mmol O2/(109 Zellen·h), bei
transformierten Zellen jedoch auch erheblich darüber.
Zur Erreichung eines optimal konfigurierten Systems muß daher die Porenweite und der
Durchmesser des mikroporösen Schlauches so gewählt werden, daß einerseits ein
genügender Gasvolumendurchsatz gewährleistet ist und sich andererseits der auf der
Schlauchinnenseite erforderliche Gegendruck aufbaut. In der Praxis haben sich Porenweiten
zwischen 0,2 µm und 4,0 µm und Schlauchdurchmesser zwischen 2 mm und 10 mm
bewährt. Je nach Anwendungssystem und Schlauchmaterial können jedoch auch andere
Porenweiten und Durchmesser vorteilhaft sein. Die Druckdifferenz zwischen dem
Schlauchinneren und dem Kammersystem kann im Prinzip beliebig hoch eingestellt werden,
wobei sich in der Praxis allerdings eine niedrige Differenz von 0, 1 bis 0,5 bar bewährt hat.
Der Zusammenhang zwischen Innendruck und Gasdurchsatz bei einem handelsüblichen
Schlauch ist in Fig. 2 dargestellt.
Als besonders vorteilhaft in Bezug auf die Feinregulierung von Sauerstoffsättigung und
Säuregrad im Nährmedium, sowie zur Einsparung von Prozeßgasen hat sich die
Konstruktion eines geschlossenen Systems erwiesen. Dabei wird das Gasgemisch zirkuliert
und über eine entsprechende Meß- und Regeleinheit nur der verbrauchte Sauerstoff ersetzt
bzw. das überschüssige Kohlendioxid ausgetragen. Ein derartiges geschlossenes System ist
beispielsweise in Fig. 3 schematisch dargestellt. Durch Einbringung von Meßsonden z. B.
zur Messung des gelösten Sauerstoffes und des Säuregrades (pH-Wertes) im
Zellkulturmedium einer oder mehrerer repräsentativer Kammern des Systems können
Grenzwerte definiert und gemessen werden, bei deren Über- oder Unterschreitung die
Zusammensetzung des Gasgemisches und bei Bedarf auch der Volumenstrom den
Erfordernissen entsprechend geregelt werden können. Typische Meßdiagramme eines
unbegasten sowie eines begasten und geregelten Kammersystems werden in Beispiel 4,
Fig. 4 und 5, gezeigt.
Wird das Begasungssystem erst nachträglich in ein handelsübliches Mehrkammersystem
eingebracht, so kann die Montage eines mikroporösen Schlauches durch eine makroporöse
oder halbschalenartige Ummantelung, die zur Versteifung des flexiblen Schlauches dient,
deutlich erleichtert werden. Bei Verwendung eines mikroporösen Hohlstabes entfällt wegen
dessen Eigensteifigkeit dieses Erfordernis.
Es hat sich gezeigt, daß im Vergleich mit einem herkömmlichen Kammersystem
die Zellproduktausbeute durch ein Kammersystem mit der erfindungsgemäßen
Vorrichtung wesentlich gesteigert werden kann, wie im folgenden Beispiel
Nr. 1 und in Fig. 1 erläutert wird.
Die Erfindung wird anschließend anhand von Beispielen näher erläutert, ohne
jedoch darauf beschränkt zu sein.
Dieses Beispiel zeigt anhand eines Vergleiches die Ausbeute an erwünschtem Protein bei
Verwendung eines herkömmlichen Kammersystems, eines Kammersystems mit einfacher
Begasung und eines Kammersystems mit der erfindungsgemäßen Vorrichtung.
In einem kommerziell erhältlichen Wannenstapel, der
über 40 miteinander kommunizierende Kammern verfügt, wurde in einen der beiden
Befüllungskanäle ein einseitig verschlossener, mikroporöser Schlauch eingebracht und über
das offene Ende an eine Gasmischvorrichtung angeschlossen ("A"). Über eine geeignete
Pumpe wurde eine definierte Menge Gas durch den Schlauch in das Kultivierungssystem
gepumpt. Der Gasaustritt erfolgte über den zweiten Befüllungskanal des Wannenstapels. In
einem zweiten Ansatz wurde ein mit dem vorhin beschriebenen identischer Wannenstapel
ohne die erfindungsgemäße Vorrichtung eingesetzt. Die Begasung wurde hier lediglich
durch Einpumpen des Gasgemisches in die Befüllungsöffnung bewirkt ("B"). Ein dritter,
unbegaster Wannenstapel diente als Kontrolle ("C"). In allen drei Wannenstapeln wurde
eine Kultur von gentechnisch veränderten Zellen kultiviert und die Menge des
synthetisierten Proteins in definierten Abständen gemessen. Die Ergebnisse sind in Fig. 1
dargestellt.
Wie die Ergebnisse zeigen, produziert der Wannenstapel ("A") mit der erfindungsgemäßen
Vorrichtung im gleichen Zeitraum eine um ca. 2-fach höhere Menge an Protein als ein
begaster Wannenstapel ohne die erfindungsgemäße Vorrichtung ("B"). Gegenüber einem
unbegasten Wannenstapel ("C") betrug die Ausbeute etwa das 3-fache.
Für dieses Beispiel wurde ein handelsüblicher mikroporöser Schlauch mit
einem Innendurchmesser von 2 mm, einer Wandstärke von 0,4 mm und einer Porenweite
von etwa 1,2 µm an einem Ende verschlossen und am anderen Ende an eine
Luftdruckquelle angeschlossen. Die über die Poren des Schlauches austretende Luftmenge
wurde mit Gasdurchflußmessern quantifiziert und in Fig. 2 graphisch dargestellt.
In Fig. 3 ist der schematische Aufbau eines geschlossenen Begasungssystems dargestellt, bei
dem das über eine Meß- und Regeleinheit überwachte und eingestellte Gasgemisch durch
das Kammersystem zirkuliert und nur der verbrauchte Sauerstoff ersetzt, sowie das
überschüssige Kohlendioxid ausgetragen wird.
Dafür ist das Kammersystem mit zwei Meßsonden für den im Medium gelösten Sauerstoff
(2) und den Säuregrad (1) versehen. Die Meßdaten werden an eine handelsübliche
Steuerungseinheit übermittelt, die aufgrund vorprogrammierter Grenzwerte über
Magnetventile (3, 4, 5) eine Zudosierung von Sauerstoff (O2), Stickstoff (N2) und
Kohlendioxid (CO2) vornimmt. Im Falle eines sehr hohen Sauerstoffverbrauchs oder bei
besonders starker Ansäuerung der Kulturen kann die Regeleinheit durch Erhöhung des
Gasflusses, der über einen Meßfühler (6) registriert wird, die Leistung der
Membranpumpe (9) erhöhen und so eine Verbesserung des Gasaustausches erzielen. Der
erfindungsgemäße mikroporöse Schlauch ist in einen der beiden Befüllungskanäle
eingeschoben und direkt mit dem Zirkulationssystem verbunden. Der durch die Zudosierung
entstehende Systemüberdruck wird durch ein entsprechend eingestelltes Überdruckventil
(10) auf 0,2 bar begrenzt. Da bei der raschen Entleerung und Befüllung des
Kammersystems mit Zellkulturmedium ein wesentlich schnellerer Druckausgleich
erforderlich ist, als er über das mikroporöse Schlauchsystem erfolgen kann, wurde
zusätzlich ein Bypass (7) vorgesehen, der über ein Dreiwegeventil (8) bei Bedarf auch einen
schnellen Druckausgleich erlaubt.
Mit dem beschriebenen Aufbau konnte sowohl die Sauerstoffkonzentration wie auch der
Säuregrad des Mediums bei der Kultivierung verschiedener Zellinien in engen Grenzen
konstant gehalten werden, wie im Beispiel 4 näher ausgeführt.
Bei dem in Beispiel 3 beschriebenen, geschlossenen System wurde über die Meßsonden 1
und 2 die Konzentration von gelöstem Sauerstoff und der Säuregrad (pH-Wert) im
Nährmedium kontinuierlich gemessen und aufgezeichnet. In Fig. 4 wird dem Verlauf der
Sauerstoffsättigung in dem geschlossenen und begasten System jener in einem
vergleichbaren offenen und unbegasten System gegenübergestellt. Fig. 5 zeigt den
entsprechenden Verlauf der pH-Werte. Es kann deutlich abgelesen werden, daß bei dem
erfindungsgemäßen Verfahren eine hohe Gleichmäßigkeit der Sauerstoffkonzentration,
sowie ein Anheben des pH-Wertes in den gewünschten Bereich erzielt wird, während bei
dem unbegasten, offenen System ein ungünstiger Verlauf der Sauerstoffkonzentration und
des pH-Wertes zu erkennen ist.
In einen Wannenstapel mit 40 Kultivierungskammern und dem erfindungsgemäßen
Begasungssystem wurde ein mit dem pH-Indikator Phenolrot versetztes, säureneutrales
Zellkulturmedium eingebracht und mit reinem Kohlendioxid begast. Parallel dazu wurde ein
zweiter Wannenstapel ohne die erfindungsgemäße Vorrichtung mit der gleichen Menge von
Kohlendioxidgas durchströmt. Durch den partiellen Übertritt des Kohlendioxides in das
Medium ergibt sich eine zunehmende Ansäuerung, damit eine Verfärbung des Indikators von
rot nach gelb. Während in dem Wannenstapel ohne erfindungsgemäße Vorrichtung nach 20-
minütiger Durchströmung eine Gelbfärbung nur in den oberen beiden Kammern beobachtet
werden konnte, zeigte der Wannenstapel mit der erfindungsgemäßen Vorrichtung eine
gleichmäßige Verfärbung aller Kammern.
Claims (6)
1. Verfahren zur Kultivierung von Zellen höherer Organismen in kommunizierenden
Kammersystemen, bei dem man die zu kultivierenden Zellen in das Kammersystem
einbringt und die Züchtung durchführt, dadurch gekennzeichnet, daß man die erforderlichen
Kulturbedingungen durch gleichmäßige Oberflächenbegasung mittels einer in das
Kammersystem eingebrachten mikroporösen Gasversorgungsleitung erzielt.
2. Verfahren nach Anspruch 1, bei dem man die Begasung in einem geschlossenen System
bewirkt, in dem das Gasgemisch zirkuliert wird.
3. Vorrichtung zur Kultivierung von Zellen höherer Organismen in kommunizierenden
Kammersystemen, dadurch gekennzeichnet, daß die Vorrichtung eine mikroporöse
Gasversorgungsleitung aufweist.
4. Vorrichtung nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, daß die mikroporöse
Gasversorgungsleitung eine Hohlmembran in Form eines Schlauches oder Stabes ist.
5. Vorrichtung nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, daß diese mikroporöse
Gasversorgungsleitung eine mikroporöse Polypropylen- oder Teflonmembran ist.
6. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 1 und 5, dadurch gekennzeichnet, daß die
mikroporöse Gasversorgungsleitung durch eine Umgehungsleitung (Bypass) für den
Druckausgleich zur schnellen Entleerung oder Befüllung des Kammersystems versehen ist.
Priority Applications (4)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE4234109A DE4234109C1 (de) | 1992-10-09 | 1992-10-09 | Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen |
EP93116165A EP0592936A1 (de) | 1992-10-09 | 1993-10-06 | Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen |
IL10721293A IL107212A (en) | 1992-10-09 | 1993-10-08 | Method and device for cell culture |
CA002108055A CA2108055A1 (en) | 1992-10-09 | 1993-10-08 | Method and device for the cultivation of cells |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE4234109A DE4234109C1 (de) | 1992-10-09 | 1992-10-09 | Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE4234109C1 true DE4234109C1 (de) | 1993-12-16 |
Family
ID=6470102
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
DE4234109A Expired - Lifetime DE4234109C1 (de) | 1992-10-09 | 1992-10-09 | Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen |
Country Status (4)
Country | Link |
---|---|
EP (1) | EP0592936A1 (de) |
CA (1) | CA2108055A1 (de) |
DE (1) | DE4234109C1 (de) |
IL (1) | IL107212A (de) |
Cited By (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE9413575U1 (de) * | 1994-08-24 | 1994-11-03 | Forschungszentrum Juelich Gmbh | Reaktor für die Zellkulturtechnik mit blasenfreier Begasung |
DE19953137A1 (de) * | 1999-11-04 | 2001-05-10 | Biotechnologie Ges Mittelhesse | Durchmischbares Gefäß zur Durchführung von Reaktionen oder biologischen Prozessen in flüssiger Phase und Verfahren zu deren Durchführung unter Benutzung des durchmischbaren Gefäßes |
DE10208311A1 (de) * | 2002-02-27 | 2003-09-11 | Tuhh Tech Gmbh | Vorrichtung und Verfahren zur Kultivierung von Gewebezellen |
Families Citing this family (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DK1599571T3 (da) | 2003-02-28 | 2013-05-21 | Nunc As | Stabel af bakker, der er tilpasset til aktiv gasdannelse |
EP1599571B1 (de) * | 2003-02-28 | 2013-04-10 | Nunc A/S | Kommunizierendes kammersystem adaptiert für aktive begasung |
Citations (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE2624047C3 (de) * | 1976-05-28 | 1980-07-03 | Dr. Rentschler Arzneimittel Gmbh & Co, 7958 Laupheim | Massenzüchtung von Zellen und Kammer-System zu ihrer Durchführung |
Family Cites Families (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE2726313C3 (de) * | 1977-06-10 | 1980-02-07 | Battelle-Institut E.V., 6000 Frankfurt | Verfahren zur in-vitro-Biosynthese von Hormonen, insbesondere von Insulin |
AU2232683A (en) * | 1982-12-15 | 1984-06-21 | Bio-Response Inc. | Method and apparatus for cell propagation |
-
1992
- 1992-10-09 DE DE4234109A patent/DE4234109C1/de not_active Expired - Lifetime
-
1993
- 1993-10-06 EP EP93116165A patent/EP0592936A1/de not_active Withdrawn
- 1993-10-08 IL IL10721293A patent/IL107212A/en not_active IP Right Cessation
- 1993-10-08 CA CA002108055A patent/CA2108055A1/en not_active Abandoned
Patent Citations (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE2624047C3 (de) * | 1976-05-28 | 1980-07-03 | Dr. Rentschler Arzneimittel Gmbh & Co, 7958 Laupheim | Massenzüchtung von Zellen und Kammer-System zu ihrer Durchführung |
Cited By (4)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE9413575U1 (de) * | 1994-08-24 | 1994-11-03 | Forschungszentrum Juelich Gmbh | Reaktor für die Zellkulturtechnik mit blasenfreier Begasung |
DE19953137A1 (de) * | 1999-11-04 | 2001-05-10 | Biotechnologie Ges Mittelhesse | Durchmischbares Gefäß zur Durchführung von Reaktionen oder biologischen Prozessen in flüssiger Phase und Verfahren zu deren Durchführung unter Benutzung des durchmischbaren Gefäßes |
DE10208311A1 (de) * | 2002-02-27 | 2003-09-11 | Tuhh Tech Gmbh | Vorrichtung und Verfahren zur Kultivierung von Gewebezellen |
DE10208311B4 (de) * | 2002-02-27 | 2005-01-13 | Tuhh-Technologie-Gmbh | Vorrichtung und Verfahren zur Kultivierung von Gewebezellen |
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
EP0592936A1 (de) | 1994-04-20 |
IL107212A0 (en) | 1994-01-25 |
IL107212A (en) | 1996-11-14 |
CA2108055A1 (en) | 1994-04-10 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
DE2319120C2 (de) | Züchten von Zellkulturen in vitro | |
DE2940446C2 (de) | Züchtung von tierischen Zellen in Suspensions- und Monolayerkulturen in Fermentationsgefäßen | |
DE2431450C2 (de) | Verfahren zur in vitro-Fortpflanzung oder in vitro-Erhaltung von Zellen | |
DE3606449C2 (de) | Fermenter-Steuersystem | |
EP0052252A2 (de) | Verfahren und Vorrichtung zur submersen Züchtung von Zellkulturen | |
DE2726313B2 (de) | Verfahren zur in-vitro-Biosynthese von Hormonen, insbesondere von Insulin | |
DE3409501A1 (de) | Verfahren zur kultivierung von zellen | |
DE2338546C2 (de) | Vorrichtung für die Propagation von Gewebskulturzellen | |
DE2556290A1 (de) | Verfahren und anordnung zur optimalen versorgung autotropher organismen | |
DE3031671A1 (de) | Verfahren zum zuechten von tierischen zellen und mit einem plattenstapel versehene zellzuechtungsapparatur | |
AT394576B (de) | Reaktor zur durchfuehrung biologischer reaktionen mittels biokatalysatoren | |
DE3809163A1 (de) | Belueftungsvorrichtung fuer die zucht von saeugetierzellen | |
DE4229334A1 (de) | Kulturgefäß für Zellkulturen | |
DE4234109C1 (de) | Verfahren und Vorrichtung zur Züchtung von Zellen | |
DE3541738A1 (de) | Verfahren und vorrichtung zum kultivieren von zellen | |
EP1226227B1 (de) | Verfahren zur kultivierung von zellen, membranmodul, verwendung eines membranmoduls und reaktionssystem zur kultivierung von zellen | |
DE60013592T2 (de) | Zellkulturvorrichtung und -verfahren mit mehrfachanwendungen | |
DE2202445C3 (de) | Gärung und Entwicklung von Mikroorganismen und Gärbehälter dafür | |
DE3504748A1 (de) | Verfahren zur kultivierung von zellen in hoher dichte | |
EP0200226A1 (de) | Verfahren zur Bestimmung der Wirkung von Chemotherapeutika auf das Wachstum von Mikroorganismen und/oder Zellen | |
WO2009013066A1 (de) | Verfahren zur fermentation von zellkulturen | |
EP0021257A1 (de) | Verfahren zur Oberflächenzüchtung kernhaltiger Zellen und Gewinnung von Zellkultur-abhängigen Stoffen | |
DE3150749C2 (de) | ||
DD143792A1 (de) | Vorrichtung zur automatischen qualitaetskontrolle von luft und wasser durch mikroalgen | |
WO2003029444A2 (de) | Verfahren und vorrichtung zur gewinnung von sekundären pflanzeninhaltsstoffen |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
8100 | Publication of patent without earlier publication of application | ||
D1 | Grant (no unexamined application published) patent law 81 | ||
8364 | No opposition during term of opposition | ||
8327 | Change in the person/name/address of the patent owner |
Owner name: DR. RENTSCHLER BIOTECHNOLOGIE GMBH, 88471 LAUPHEIM |
|
R071 | Expiry of right | ||
R071 | Expiry of right |