DE4020028A1 - Charakterisierung von viren - Google Patents

Description

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Charakterisierung von Viren sowie dessen Verwendung zur Typisierung.

Über 100 Serotypen humaner Rhinoviren (HRV), die Hauptverantwortlichen für Erkältungskrankheiten, sind mittlerweile beschrieben worden (Stott & Killington, 1972; Cooney et al., 1982; Hamparian et al., 1987). Obwohl die durch rhinovirale Infektionen verursachten Krankheiten normalerweise selbst nicht ernsthafter Natur sind, kann es zu Sekundärinfektionen des geschwächten Organismus kommen; diese Sekundär­ infektionen sind von ökonomischer und sozialer Bedeutung. Trotz der beachtlichen Fortschritte in dem Verständnis dieser Virusgruppe, ist eine effektive Impfung bisher aufgrund der Anzahl an Serotypen noch immer ausgeschlossen. Die Diagnose eines Rhinovirus sowie die Bestimmung des Serotyps, der innerhalb einer Population zirkuliert, kann zur Zeit nur durch aufwendige serologische Typisierung erreicht werden (Cooney et al., 1982; Kellner et al., 1988).

Eine Aufgabe der vorliegenden Erfindung bestand darin, eine vereinfachte Typisierungsmethode für Viren, insbesondere für Rhinoviren zu entwickeln.

Bisher sind die Nukleotidsequenzen der RNA-Genome von 4 HRV-Stämmen bestimmt worden: HRV1B (Hughes et al., 1988), HRV2 (Skern et al., 1985), HRV14 (Stanway et al., 1984; Callahan et al., 1985) und HRV89 (Duechler et al., 1987). Eine Analyse der Sequenzen ergab, daß es signifikante Bereiche von Sequenzidentitäten innerhalb der 5′-nicht-kodierenden Regionen dieser und anderer picornaviraler Genome gibt (Rivera et al., 1988). Zwei solcher Blocks (Klammersequenzen) sind in den vier bisher sequenzierten Rhinovirus-Serotypen konserviert.

Diese Blocks weisen einmal 23 identische Nukleotide auf, nämlich zwischen den Nukleotiden 531 bis 553 (1. Klammersequenz) sowie einmal 21 identische Nukleotide zwischen 161 bis 181 (2. Klammersequenz). Die Positionsangaben beziehen sich, soweit nicht anders angegeben, auf die Numerierung des HRV2 (Skern et al. 1985).

Erfindungsgemäß wurden Oligonukleotide aus diesen Bereichen verwendet, um mit Hilfe der kürzlich entwickelten "Polymerase Chain Reaction" (PCR; Saiki et al., 1988) Sequenzen von rhinoviralen Serotypen zu amplifizieren. Die "Polymerase Chain Reaction" ermöglicht die enzymatische Amplifizierung auch unbekannter DNA-Sequenzen in vitro. Eingesetzt werden hierzu zwei Oligonukleotid-Primer, die das zu amplifizierende DNA-Fragment flankieren. Diese Primer sind so konstruiert, daß der eine an den (+) -Strang, der andere an den (-)-Strang bindet, und so orientiert, daß die DNA Synthese durch die DNA-Polymerase über die zwischen den Primern liegende Region erfolgt. Durch die mehrfache, vorzugsweise bis zu dreißigfache Wiederholung eines Zyklus von drei Stufen: 1.) Hitzedenaturierung der DNA; 2.) Binden der Primer an die komplementären Sequenzen; 3.) Verlängerung mit DNA-Polymerase (in jedem Zyklus wird die Menge des DNA-Fragmentes verdoppelt), kommt es zu einer exponentiellen Anhäufung des von den Primern flankierten DNA-Fragments. Durch den vorzugsweisen Einsatz einer thermostabilen DNA-Polymerase, beispielsweise aus dem Bakterium Thermus aquaticus kann die PCR automatisiert werden.

Wie gezeigt werden konnte, erstreckt sich die Konservierung dieser Regionen nicht nur auf die bereits strukturell aufgeklärten Rhinovirus Serotypen sondern zumindest auch auf drei bisher strukturell unbekannte Serotypen. Überraschenderweise war es möglich, mit Hilfe der PCR und spezifischen Primern 1 und 2 ein DNA-Fragment der Rhinoviren HRV1A, HRV49 und HRV70 zu generieren (Fig. 1).

Zwei aus den konservierten Regionen abgeleitete Primer bieten daher die Möglichkeit, sie universell zur Amplifikation auch unbekannter DNA-Sequenzen einzusetzen. Diese Primer, insbesondere ein 18- und ein 14-mer, vorzugsweise der Oligonukleotid-Primer 1 (Sequenz 161 bis 178) und der Oligonukleotid-Primer 2 (komplementär zur Sequenz 531 bis 544), die nach bekannten Oligonukleotidsyntheseverfahren hergestellt worden waren, bilden daher die Grundlage der erfindungsgemäßen Typisierungsmethode.

Zur Typisierung von Viren bzw. Serotypen von Viren ist es erforderlich, charakteristische Unterschiede zwischen den einzelnen Vertretern aufzuzeigen. Bisher wurden zur Typisierung, wie bereits erwähnt, die Reaktion mit Antikörpern herangezogen und die Kreuzreaktivitäten bestimmt. Eine andere Möglichkeit ist die Aufdeckung struktureller Unterschiede; eine Methode, die sich normalerweise kaum als schnelles und einfaches diagnostisches Mittel verwenden läßt, ist die Strukturaufklärung in der Regel doch sehr aufwendig. Andererseits ist eine Typisierung aufgrund struktureller Unterscheidungsmerkmale als ausgesprochen sicher anzusehen.

Die Aufgabe der vorliegenden Erfindung bestand daher darin, eine Typisierungsmethode zu entwickeln, die sich strukturelle Unterscheidungen zwischen verschiedenen Viren zunutze macht.

Gelöst wurde diese Aufgabe dadurch, daß man erfindungsgemäß bestimmte "Indikatoren" für strukturelle Unterschiede ausnutzte.

Diese "Indikatoren" können im Falle von DNA bzw. RNA spezielle Restriktionsenzymerkennungsstellen sein. (Die Methode ist insofern allgemein auf Nukleinsäuresequenzen anwendbar als RNA durch reverse Transkription in DNA umgeschrieben werden kann.) Wie dem Fachmann bekannt, sind Restriktionsenzyme im allgemeinen äußerst spezifisch. So kann bereits in vielen Fällen schon die Anderung einer Base innerhalb einer speziellen Erkennungssequenz dazu führen, daß das spezielle Restriktionsenzym die Sequenz nicht mehr erkennt.

Um diese spezifischen "Indikatoren" beispielsweise für die Rhinoviren zu ermitteln, wurden die amplifizierten Fragmente sowohl der strukturell bekannten Rhinovirus-Serotypen als auch der bisher strukturell unbekannten Rhinovirus-Serotypen miteinander verglichen.

Überraschenderweise weisen die vier strukturell bekannten Serotypen trotz des hohen Konservierungsgrades untereinander signifikante Unterschiede zwischen den Regionen identischer Klammersequenzen auf. Die sich hieraus ergebenden charakteristischen Unterschiede im Restriktionsmuster jedes Serotyps, die auch in den von diesen Regionen ausgehenden amplifizierten Fragmenten vorhanden sind, werden erfindungsgemäß verwendet, um die der Erfindung zugrunde liegende Aufgabe zu lösen.

Da keine Sequenzinformationen zum HRV1A, HRV49 und HRV70 zur Verfügung standen, wurde die DNA-Sequenz aus den amplifizierten Fragmenten von HRV1A und HRV49 bestimmt, um zu ermitteln, ob charakteristische Restriktionsstellen präsent sind. Dies Ergebnis korrelliert gut mit dem Grad an Kreuzreaktivität zwischen diesen Paaren (Cooney et al., 1982). Die Unterschiede zwischen den Sequenzen von HRV2 und HRV49 und zwischen denen von HRV1A und HRV1B sind in den Fig. 2a bzw. 2b dargestellt. lnsgesamt konnten 15 Basenaustausche und 2 Deletionen zwischen HRV2 und HRV49 innerhalb der 241 sequenzierten Basenpaare beobachtet werden. Bei den 210 bp, die von HRV1A und HRV1B analysiert wurden, konnten 9 Basenaustausche und 1 Insertion beobachtet werden. Diese Veränderungen führten in beiden Fällen zur Bildung oder zum Verlust von einer oder mehr Restriktionsschnittstellen (s. Fig. 2). Mit Hilfe dieses Amplifikationsexperimentes konnte also gezeigt werden, daß für jeden Serotyp charakteristische Schnittstellen ausgewählt werden können.

Um die erfindungsgemäße Aufgabe zu lösen, wurden solche Restriktionsenzyme ausgewählt, mit denen die Serotypen zweifelsfrei identifiziert werden können; Tabelle 1 zeigt die ausgewählten Enzyme zusammen mit den Fragmentstellen für das rhinovirale System. Ein Vergleich der DNA-Fragmente zeigte, daß die Fragmente von HRV2, HRV49 und HRV89 für das Enzym BanII eine Schnittstelle aufweisen (Fig. 3a), die Fragmente von HRV1A, HRV1B und HRV14 jedoch nicht (Fig. 3b). Vorzugsweise lassen sich durch die Verwendung dieses Enzyms die Serotypen daher in zwei Gruppen aufteilen und erleichtern damit die Identifizierung der Serotypen: die amplifizierten Fragmente jedes Serotyps wurden mit BanII geschnitten und die Produkte auf Polyacrylamidgelen analysiert. Auch die unterschiedlichen Fragmentlängen, die bei HRV2 und HRV89 erhalten wurden, erlauben die Identifizierung dieser Serotypen wie in Fig. 3a gezeigt ist. Die charakteristische HindIII-Stelle des HRV2 sowie die RsaI-Stelle des HRV89 bestätigten diese Identifizierung. HRV2 konnte durch die Abwesenheit der HindIII-Stelle im HRV49 von diesem unterschieden werden.

Die Serotypen, die keine BanII-Stelle aufweisen (Fig. 3b), wurden folgendermaßen identifiziert: HRV14 wurde über die EcoRl-Stelle identifiziert. HRV1B und HRV1A weisen beide eine BglII-Stelle an derselben Position auf; hier erlaubte die Präsenz einer HinPI-Stelle im HRV1A die eindeutige Unterscheidung der beiden Serotypen.

Erfindungsgemäß ist es daher überraschenderweise möglich, auch unbekannte Viren zu typisieren. So hätten beispielsweise bei Anwesenheit der 6 Serotypen in einem Blindversuch durch Verdau mit BanII und anschließend mit HindIII HRV2, HRV49 und HRV89 eindeutig identifiziert werden können.

Eine Überprüfung der Datenbanken ergab zwar, daß die erfindungsgemäßen Primer ebenfalls zur Amplifikation von RNA sämtlicher Stämme Poliovirus Typ 1 und 2, jedoch nur des Stammes 23 127 des Typs 3 (Cameron 1988) geeignet sind. Außerdem ist bekannt, daß Poliovirus aus Nasalmembranen von Patienten sezerniert wird, die das Sabin-Vaccin erhalten haben; RNA der Typen 1 und 2 würde daher bei einem erfindungsgemäßen Typisierungsversuch ebenfalls amplifiziert werden. Berücksichtigt man jedoch den beachtlichen Grad an Unterschieden zwischen Rhinovirus und Poliovirus, so gibt es charakteristische Restriktionsstellen für Poliovirus, mit denen jedwede Mißinterpretation auszuschließen ist. Die Primer können andererseits aber auch vorteilhaft verwendet werden, um die Schnelligkeit des U/C-Wechsel an Position 472 von Poliovirus zu überprüfen, ein Wechsel, von dem gezeigt worden war, daß er für die Virulenz verantworlich ist und daß er bei der Passage der Sabin-Stämme im Menschen auftritt (Cann et al., 1984). Unter stringenten Amplifikationsbedingungen ist eine Amplifikation der Coxsackie-Viren mit diesen Primern nicht zu erwarten.

Die Verfügbarkeit dieser schnellen, erfindungsgemäßen Methode zur Typisierung von Viren wird die Identifizierung beispielsweise der zirkulierenden Rhinovirus-Serotypen innerhalb einer Population ermöglichen und damit epidemiologische Studien erleichtern. Um die Anwesenheit irgendeines Virus zu bestimmen, werden stets nasale Sekretspülungen routinemäßig in HeLa-Zellen eingebracht, was notwendig ist, um ausreichende Mengen für weitere Analysen zu erhalten. Die in den hier beschriebenen Experimenten benötigte Menge an Material für ein Amplifikationsexperiment ist ähnlich der, die man nach einer einmaligen Passage erhält; empfehlenswert ist es aber, mit den nasalen Sekretspülungen direkt zu arbeiten, wie dies durch Gama et al. (1988) beschrieben wurde. Es war sogar möglich, die cDNA von einer RNA, die aus einem einzigen Plaque isoliert worden war, mit den hier verwendeten Primern zu amplifizieren. Kürzlich wurde berichtet, daß Oligonukleotide, die zu Sequenzen aus den 5′-nicht kodierenden Regionen von Rhinoviren komplementär waren, verwendet werden konnten, um Rhinovirus RNA von über 50 Serotypen in nasalen Sekretspülungen nachzuweisen (Bruce et al., 1988). Es ist möglich, daß die hier beschriebenen Primer in Verbindung mit einem ähnlichen Hybridisierungsassay verwendet werden können, um die Empfindlichkeit zu verbessern und um zwischen verschiedenen Serotypen unterscheiden zu können.

Zusammengefaßt bleibt festzuhalten: es konnte gezeigt werden, daß die PCR in Verbindung mit zwei Primern verwendet werden kann, um ein DNA-Fragment von verschiedenen Rhinovirus-Serotypen zu amplifizieren. Durch den Einsatz verschiedener spezifischer Restriktionsenzyme auf diese amplifizierten Fragmente konnte dann zwischen den verschiedenen Serotypen unterschieden werden.

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist eine Methode, mit der man Viren, die ein Arrangement konservierter Sequenzblocks zwischen verschiedenen Serotypen aufweisen, insbesondere Rhinoviren typisieren kann.

Anfänglich wird es noch nötig sein , die amplifizierte DNA von solchen Viren, die kein bekanntes Restriktionsenzymmuster besitzen, zu sequenzieren und den Serotyp mit Antikörpern zu identifizieren. Auf diese Weise wird es möglich sein, einen Katalog von Restriktionsenzymmustern beispielsweise aller Rhinovirus-Serotypen zu erstellen, ein Katalog, der regelmäßig kontinuierlich auf den neuesten Stand gebracht werden kann und der auf Dauer eine Antikörper-Typisierung überflüssig werden läßt. Viren, die auf diese Weise charakterisiert werden können sind beispielsweise: HIV, Maul- und Klauenseuche-Virus, Echoviren, Coxsackieviren.

Mit Hilfe dieser Kataloge und des erfindungsgemäßen Verfahrens ist es daher möglich, Viren auf schnelle Art zu charakterisieren und zu typisieren.

Die vorliegende Erfindung betrifft daher ein Verfahren zur Charakterisierung von Viren, dadurch gekennzeichnet, daß

• a) die RNA des Virus in die cDNA überführt wird,
• b) die cDNA in Gegenwart der Primer 1 und 2 aus dem Bereich der Sequenzidentitäten mit Hilfe der "Polymerase Chain Reaction" amplifiziert wird,
• c) die amplifizierte DNA mit Hilfe verschiedener Restriktionsenzyme analysiert wird und
• d) das erhaltene Restriktionsmuster mit dem Restriktionsmuster bekannter Viren verglichen wird.

Der Primer 1 kann vorzugsweise aus der 1. Klammersequenz der Rhinoviren, der Primer 2 vorzugsweise aus der 2. Klammersequenz der Rhinoviren abgeleitet sein. Vorzugsweise wird bei dem erfindungsgemäßen Verfahren in der Stufe a) der Primer 2 verwendet.

Das erfindungsgemäße Verfahren ist besonders geeignet, Rhinoviren, vorzugsweise humane Rhinoviren zu charakterisieren. Hierbei sind als Primer 1 die Oligonukleotide der Sequenz 161 bis 178 des HRV2 und als Primer 2 die Oligonukleotide komplementär zur Sequenz 531 bis 544 des HRV2 vorzugsweise zu verwenden.

Als besonders geeignete Restriktionsenzyme für die Charakterisierung von Rhinoviren haben sich BanII, HindIII, RsaI, EcoRI, BglII, PvuII, DraIII und HinPI herausgestellt.

Das erfindungsgemäße Verfahren läßt sich zur Typisierung von Viren, insbesondere von Rhinoviren, besonders bevorzugt von humanen Rhinoviren verwenden.

Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist weiterhin ein Kit zur Charakterisierung von Viren, dadurch gekennzeichnet, daß er Primer aus dem Bereich der Sequenzidentitäten sowie spezifische Restriktionsenzyme enthält, wobei vorzugsweise der Primer 1 aus der 1. Klammersequenz der Rhinoviren und der Primer 2 aus der 2. Klammersequenz der Rhinoviren abgeleitet ist.

Besonders bevorzugt ist ein Kit, der als Primer 1 ein Oligonukleotid der Sequenz 161 bis 178 und als Primer 2 ein Oligonukleotid der Sequenz komplementär zur Sequenz 531 bis 544 des HRV2 und die Restriktionsenzyme BanII, HindIII, RsaI, EcoRI, BglII, PvuII, DraIII und HinPI enthält.

Legende zu den Figuren

Fig. 1 Polyacrylamidgelanalyse der PCR-Produkte. Aliquote amplifizierter cDNA, die von einer RNA erhalten wurde, die aus Rohlysat- Präparationen (Serotypen 1B, 2, 49, 70 und 89) oder aus mit Rhinovirus infizierten HeLa-Lysaten (Serotypen 1A und 14) isoliert worden war. Die Serotypen sind am Kopf der Banden angegeben; m: Marker-DNA; c: Kontrolle mit aus nicht-infizierten HeLa-Zellen isolierter RNA. Die Größen (in Basenpaaren) sowohl von drei Markerfragmenten als auch vom amplifizierten Fragment sind angegeben.

Fig. 2 Verwandtschaft zwischen humanen Rhinovirus- Serotypen in der 5′-nicht-kodierenden Region.

a) HRV2 und HRV49

Die HRV2 Sequenz von Nukleotid 241 bis 490 ist dargestellt. Unterschiede zwischen dieser und der HRV49 Sequenz (bestimmt aus den Nukleotiden korrespondierend zu 241 bis 482) sind unterhalb angegeben.

b) HRV1A und HRV1B

Die HRV1B Sequenz von Nukleotid 203 bis 412 ist dargestellt. Unterschiede zwischen dieser und der HRV1A Sequenz (aus der entsprechenden Region bestimmt) sind unterhalb angegeben.

Ein Strich markiert Deletion eines Nukleotids. Restriktionsstellen, die verwendet wurden, sind angegeben.

Fig. 3 Polyacrylamidgelanalyse der durch Restriktionsenzymverdau der amplifizierten DNA erhaltenen Fragmente.

A) BanII positive Serotypen. B) BanII negative Serotypen.

Die amplifizierten DNA Fragmente wurden mit den in Tabelle 1 angegebenen Enzymen verdaut. Die Serotypen und Enzyme sind oberhalb der einzelnen Banden angegeben.

Abkürzungen : Ba: BanII, Bg: BglII; Dr: DraIII; Ec: EcoRI,; Hi: HinPI; Hd: HindIII; Pv: PvuII; Rs: RsaI; m: Marker. Die Größen der Marker sind in Basenpaaren angegeben.

Materialien und Methoden Produktion von Rohlysat-Präparationen der HRV-Stämme

Sämtliche Virus Serotypen wurden von der ATCC erhalten und plaque-gereinigt. HeLa Zellen (Stamm Ohio) wurden in 150 cm² T-Kolben kultiviert und bei einer MOI von ungefähr 1 wie bei Skern et al. (1984) beschrieben mit den HRV-Stämmen infiziert. Die Menge an Virus betrug üblicherweise 10⁹ PFU in 3 jml Medium. Nach zwei Zyklen Frieren/Tauen zur Zellyse wurde das Medium von Zelltrümmern durch niedrigtourige Zentrifugation geklärt. Das Virus wurde mit Polyethylenglykol 6000 (PEG) aus dem Medium konzentriert und in 1 ml Phosphat­ gepufferter Salzlösung resuspendiert. Bei Verwendung von infizierten HeLa-Lysaten wurde auf die PEG-Präzipitation verzichtet.

Reverse Transkription der viralen RNA

Die RNA wurde durch Behandeln von 0,1-0,5 ml der viralen, PEG konzentrierten Suspension oder von 0,5 ml nicht-konzentrierter Suspension mit 1% SDS und 10 mM EDTA hergestellt. Nach der Extraktion mit Phenol/Chloroform wurden 2 µg der Carrier tRNA zugegeben und die RNA mit Ethanol präzipitiert. Die cDNA wurde hergestellt, indem die gesamte RNA-Präparation, 10 pmol des Primer 2 und 10 Einheiten Reverse Transkriptase (Super RT, Anglian Biotechnology) in 20 µl Endvolumen entsprechend der Vorschriften des Herstellers eingesetzt wurde. Anfänglich wurde die cDNA durch Extraktion mit Phenol/Chloroform und Ethanol-Präzipitation gereinigt; in späteren Experimenten wurde die cDNA-Mischung direkt für die "Polymerase Chain Reaction" verwendet.

Polymerase Chain Reaction"

Die "Polymerase Chain Reaction" (PCR) wurde in einem Gesamtvolumen von 50 µl mit 10 µl der cDNA-Präparation, jeweils 100 pmol Primer 1 und Primer 2, 0,4 mM aller vier dNTPs, 2 Einheiten von Thermus aquaticus DNA Polymerase (Cetus) im Puffer der Firma Cetus Corp., unter Verwendung des von Torgersen et al. (1989) beschriebenen Apparates für 30 Zyklen bei einer Einstellung von 92°C (2 Min.), 40°C (3 Min.) und 70°C (3 Min.) durchgeführt. 10 µl der Reaktionsmischung wurden direkt auf einem 6% Polyacrylamid-Gel (Maniatis et al., 1982) analysiert. Restriktionsanalysen wurden an Aliquoten der amplifizierten DNA, unter Verwendung der in Tabelle 1 gezeigten Enzyme durchgeführt; die Produkte wurden auf 6% Polyacrylamid-Gel analysiert.

Zur Sequenzierung wurde die Dideoxy Sequenzierungs­ methode nach Sanger verwendet (Sanger et al., 1977). Die nach der PCR erhaltene doppelsträngige DNA wurde von dem Polyacrylamid-Gel elektroeluiert und unter Verwendung der Primer 1 und 2 und der modifizierten T7 Polymerase (Pharmacia) entsprechend der Herstellungsvorschriften sequenziert. Die Computeranalyse der DNA-Sequenzen wurde unter Verwendung der von Isono modifizierten Staden-Programme durchgeführt (Isono, 1982).

Ergebnisse

Ein Vergleich der Nukleotidsequenzen von HRVlB (Hughes et al., 1988), HRV2 (Skern et al., 1985) und HRV89 (Duechler et al., 1987) zeigte Identität der Regionen zwischen den Nukleotiden 161 und 181 bzw. 531 und 553 (die Numerierung erfolgte gemäß HRV2, Skern et al., 1985). Überraschenderweise weisen die vier Serotypen untereinander signifikante Unterschiede zwischen diesen Regionen identischer Klammersequenzen auf. Die sich hieraus ergebenden charakteristischen Unterschiede im Restriktionsmuster jedes Serotyps, die auch in den von diesen Regionen ausgehenden amplifizierten Fragmenten vorhanden sind, werden erfindungsgemäß verwendet, um die der Erfindung zugrunde liegende Aufgabe zu lösen. Hierzu wurden zwei Primer synthetisiert: Oligonukleotid-Primer 1 (Sequenz 161 bis 178: CAAGCACTTCTGTTTCCC) und Oligonukleotid-Primer 2 (komplementär zu 531 bis 544: ACTACTTTGGGTGT). Die cDNA wurde aus viraler RNA hergestellt und unter Verwendung der Primer 1 und 2 wie oben beschrieben amplifiziert.

Fig. 1 zeigt die Polyacrylamidgelanalyse eines Amplifikationsexperiments, bei dem 7 verschiedene HRV- Serotypen verwendet wurden. In allen Fällen wurde ein DNA-Fragment von annähernd 380 bp generiert (das entspricht dem Abstand zwischen den beiden Primern). Damit konnte gezeigt werden, daß die Primer in der Lage sind, auch an die cDNA sowohl des HRV1A, als auch HRV49 und HRV70 zu binden, implizierend, daß die entsprechenden Sequenzen auch in diesen Serotypen präsent sind. Da keine Sequenzinformationen von HRV1A, HRV49 und HRV70 zur Verfügung standen, wurde die DNA-Sequenz aus den amplifizierten Fragmenten von HRV1A und HRV49 bestimmt, um zu ermitteln, ob charakteristische Restriktionsstellen präsent sind. 241 bp der Sequenz für HRV49 und 210 bp für HRV1A wurden erhalten. Eine Computer-Analyse ergab, daß die Sequenz des HRV49 der des HRV2 und die Sequenz des HRV1A der des HRV1B eng verwandt ist (um die Genauigkeit der HRV49 Sequenz zu verbessern, wurden die Sequenzierungsreaktionen unter Verwendung der Primer 1 und 2 an einem Plasmid durchgeführt, das die HRV2 5′-nicht kodierende Region enthielt, so daß die Unterschiede eindeutig feststellbar waren). Die Unterschiede zwischen den Sequenzen von HRV2 und HRV49 und zwischen denen von HRV1A und HRV1B sind in den Fig. 2a bzw. 2b dargestellt. Insgesamt konnten 15 Basenaustausche und 2 Deletionen zwischen HRV2 und HRV49 innerhalb der 241 sequenzierten Basenpaare beobachtet werden. Bei den 210 bp, die von HRV1A und HRV1B analysiert wurden, konnten 9 Basenaustausche und 1 Insertion beobachtet werden. Diese Veränderungen führten in beiden Fällen zur Bildung oder zum Verlust einer Restriktionsschnittstelle (wie in Fig. 2 dargestellt, ging bezogen auf HRV2 im HRV49 eine HindIII-Stelle verloren und eine DraIII-Stelle wurde geschaffen). Mit Hilfe dieses Amplifikationsexperimentes konnte also gezeigt werden, daß für jeden Serotyp charakteristische Schnittstellen ausgewählt werden können.

Um die erfindungsgemäße Aufgabe zu lösen, wurden solche Restriktionsenzyme ausgewählt, mit denen die Serotypen zweifelsfrei identifiziert werden können; Tabelle 1 zeigt die ausgewählten Enzyme zusammen mit den Fragmentstellen. Für HRV1A und HRV49 wurde unterstellt, daß in dem unbekannten Bereich keine weiteren Stellen für die entsprechenden Enzyme vorliegen. Ein Vergleich der DNA-Fragmente zeigte, daß die Fragmente von HRV2, HRV49 und HRV89 für das Enzym BanII eine Schnittstelle aufweisen (Fig. 3a), die Fragmente von HRV1A, HRV1B und HRV14 jedoch nicht (Fig. 3b). Vorzugsweise lassen sich durch die Verwendung dieses Enzyms die Serotypen in zwei Gruppen aufteilen: Um die Identifizierung der Serotypen zu vereinfachen, wurden die amplifizierten Fragmente jedes Serotyps mit BanII geschnitten und die Produkte auf Polyacrylamidgelen analysiert. Auch die unterschiedlichen Fragmentlängen, die bei HRV2 und HRV89 erhalten wurden, erlauben die Identifizierung dieser Serotypen wie in Fig. 3a gezeigt ist. Die charakteristische HindIII-Stelle des HRV2 sowie die Rsa-Stelle des HRV89 bestätigten die Identifizierung (das 96 bp RsaI-Fragment war zu schwach, um auf diesem Gel gesehen zu werden). HRV2 und HRV49 konnten durch die Abwesenheit der HindIII-Stelle im HRV49 unterschieden werden.

Die Serotypen, die keine BanII-Stelle aufweisen (Fig. 3b), wurden folgendermaßen identifiziert: HRV14 wurde über die EcoRI-Stelle identifiziert (der Verdau erfolgte teilweise). HRV1B und HRV1A haben beide eine BglII-Stelle an derselben Position; hier erlaubte die Präsenz einer HinPI-Stelle im HRV1A die eindeutige Unterscheidung der beiden Serotypen. Da nur zwei Fragmente mit HinPI erhalten wurden, muß die in Fig. 2 markierte Stelle tatsächlich die einzige in dem amplifizierten Fragment sein.

Literaturverzeichnis

Bruce, C.B., Al-Nakib W. Tyrell, D.A.J. and Almond, J.W. (1988). Synthetic oligonucleotides as diagnostic probes. Lancet, 8601, 53.

Callahan, P.L., Mizutani, S., and Colonno, R.J. (1985). Molecular cloning and complete sequence determination of RNA sequence of human rhinovirus type 14. Rroc. Natl. Acad. Sci, U.S.A., 82, 732-736.

Cameron, G.N. (1988). The EMBL data library. Nucleic Acids Res., 16, 1865-1867.

Cann, A., Stanway, G., Hughes, P.J., Evans, D.M.A., Schild, C.C. and Almond, J.W. (1984). Reversion to neurovirulence of the live-attenuated Sabin type 3 oral poliovirus vaccine. Nucleic Acids Res., 12, 7787-7792.

Cooney, M.K., Fox, J.P. and Kenney, G.E. (1982). Antigenic groupings of 90 rhinovirus serotypes. Infect. Imm., 37, 642-647.

Duechler, M., Skern, T., Sommergruber, W., Neubauer, Ch., Gruendler, P., Fogy, I., Blaas, D. and Kuechler, E. (1987). Evolutionary relationships within the human rhinovirus genus; comparison of serotypes 89, 2 and 14. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 1605-2609.

Gama, R.E., Hughes, P.J., Bruce, C.B. and Stanway, G. (1988). Polymerase chain reaction amplification of rhinovirus nucleic acids from clinical material. Nucleic Acids Res., 16, 9346.

Hamparian, V.V., Colonno, R.J., Cooney, M.K., Dick, E.C., Gwaltney J.M., Jr. Hughes, J.H., Jordan, W.S., Kapikian, A.Z., Mogabgab, W.J., Monto, A., Philips, C.A., Rückert, R.R., Schieble, J.H., Stott, E.J. and Tyrell, D.A.J. (1987). A collaborative report: Rhinoviruses - Extension of the numbering system from 89 to 100. Virology, 159, 191-192.

Hughes, P.J., North, C., Jellis, C.H., Minor, P.D. and Stanway, G. (1988). The nucleotide sequence of human rhinovirus 1B: molecular relationships within the rhinovirus genus. J. Gen. Virol., 69, 49-58.

Isono, K. (1982). Computer programs to analyse DNA and amino acid sequence data. Nucleic Acids Res., 10, 85-89.

Kellner, G., Popow-Kraupp, T., Kundi, M., Binder, C., Mallner H. and Kunz, C. (1988). Contribution of rhinoviruses respiratory infections in childhood: a prospective study in a mainly hospitalized infant population. J. Med. Virol., 25, 455-469.

Maniatis, T., Fritsch, F. and Sambrook, J. (1982). Molecular cloning, a laboratory manual. Cold Spring Harbour Laboratory, Cold Spring Harbour, New York.

Rivera, V.M., Welsh, J.D. and Maizel, J.V. (1988). Comparative sequence analysis of the 5′non-coding region of enteroviruses and rhinoviruses. Virology 165, 42-50.

Saiki, R.K., Gelfand, D.H., Stoffel, S., Scharf, St.J., Higuchi, R., Horn, G.T., Mullis, K.B. and Erliche, H.A. (1988). Primer directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. Science 239, 487-491.

Sanger, F., Nickley, S. and Coulson, A.R. (1977). DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 74, 5463-5467.

Skern, T., Sommergruber, W., Blaas, D., Pieler, Ch. and Kuechler, D. (1984). Relationship of human rhinovirus strain 2 and poliovirus as indicated by comparison of the polymerase gene regions. Virology 136, 125-132.

Skern, T., Sommergruber, W., Blaas, D., Gruendler, P., Fraundorfer, F., Pieler, C., Fogy, I. and Kuechler, B. (1985). Human Rhinovirus 2: complete nucleotide sequence and proteolytic processing signals in the capsid protein region. Nucleic Acids Res., 13, 2111-2126.

Stanway, G., Hughes, P.J., Mountford, R.C., Minor, P.D. and Almond, J.W. (1984). The complete nucleotide sequence of a common cold virus: human rhinovirus 14. Nuc. Acids. Res., 12, 7859-7875.

Stott, E.J. and Killington, R.A. (1972). Rhinoviruses.

Ann. Rev. Microbiol., 26, 503-525.

Torgersen, H., Blaas, D. and Skern, T. (1989). Low cost apparatus for primer-directed DNA amplification. Anal. Biochem., 176, 33-35.

Tabelle 1

Bei der Identifizierung der Rhinovirus- Serotypen verwendete Restriktionsstellen. Die Zahlen geben Basenpaare an. Ein Strich bedeutet, daß keine Restriktionsstelle für das spezielle Enzym vorhanden ist. NU gibt an, daß zwar eine Restriktionsstelle vorhanden ist, doch nicht verwendet wurde

Claims (10)

1. Verfahren zur Charakterisierung von Viren, dadurch gekennzeichnet, daß

• a) die RNA des Virus in die cDNA überführt wird,
• b) die cDNA in Gegenwart der Primer 1 und 2 aus dem Bereich der Sequenzidentitäten mit Hilfe der "Polymerase Chain Reaction" amplifiziert wird,
• c) die amplifizierte DNA mit Hilfe verschiedener Restriktionsenzyme kartiert wird und
• d) das erhaltene Restriktionsmuster mit dem Restriktionsmuster bekannter Viren verglichen wird.

2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der Primer 1 aus der 1. Klammersequenz der Rhinoviren und der Primer 2 aus der 2. Klammersequenz der Rhinoviren abgeleitet ist.

3. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß der Primer 1 die Sequenz 161 bis 178 des HRV2 und der Primer 2 eine Sequenz komplementär zur Sequenz 531 bis 544 des HRV2 aufweist.

4. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß in der Stufe a) der Primer 2 verwendet wird.

5. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die zu charakterisierenden Viren Rhinoviren, vorzugsweise humane Rhinoviren sind.

6. Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß die Restriktionsenzyme BanII, HindIII, RsaI, EcoRI, BglII, PvuII, DraIII und HinPI verwendet werden.

7. Verwendung des Verfahrens gemäß einem der Ansprüche 1 bis 6 zur Typisierung von Viren, insbesondere von Rhinoviren, besonders bevorzugt von humanen Rhinoviren.

8. Kit zur Charakterisierung von Viren, dadurch gekennzeichnet, daß er Primer aus dem Bereich der Sequenzidentitäten sowie spezifische Restriktionsenzyme enthält.

9. Kit nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß der Primer 1 aus der 1. Klammersequenz der Rhinoviren und der Primer 2 aus der 2. Klammersequenz der Rhinoviren abgeleitet ist.

10. Kit nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß er als Primer 1 ein Oligonukleotid der Sequenz 161 bis 178 und als Primer 2 ein Oligonukleotid der Sequenz komplementär zur Sequenz 531 bis 544 des HRV2 und die Restriktionsenzyme BanII, HindIII, RsaI, EcoRI, BglII, PvuII, DraIII und HinPI enthält.