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Diese
Erfindung betrifft ein Tumor-Nekrose-Faktor(TNF)-inhibierendes Protein,
Salze, funktionelle Derivate und aktive Fraktionen davon, mit Ausnahme
von Vorläufern,
die die Bindung von TNF an seine Rezeptoren und den cytotoxischen
Effekt von TNF inhibieren und gegen nachteilige Effekte von TNF
verwendet werden können.
Die Erfindung betrifft ferner ein Verfahren zur Reinigung dieses
TNF-inhibierenden Proteins und ein im wesentlichen aufgereinigtes
Protein, seine Clonierung und Produktion durch DNA-Rekombinationsverfahren.
Sie betrifft außerdem
zum Schutz vor den nachteiligen Effekten von TNF verwendete Arzneimittel,
die ein derartiges Protein oder Salze, funktionelle Derivate oder
aktive Fraktionen davon enthalten.
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Der
Tumor-Nekrose-Faktor-alpha (TNF-alpha) und Lymphotoxin oder TNF-beta
(hier nachstehend bezeichnet die Abkürzung TNF sowohl TNF-alpha
als auch TNF-beta) sind Cytokine, die in vielfältiger Weise auf Zellen wirken
(D. Wallach, in: Interferon 7 (1986), 83–122, (Hrsg.: Ion Gresser),
Academic Press, London, und B. Beutler und A. Cerami, New England
J. Med. 316 (1987), 379–385).
Die Wirkung von TNF-alpha sowie TNF-beta beginnt damit, daß sie an
spezifische Zelloberflächenrezeptoren
binden. Einige Effekte sind für
den Organismus wahrscheinlich vorteilhaft: Sie können beispielsweise Tumorzellen
oder Virus-infizierte Zellen zerstören und die antibakteriellen
Wirkungen von Granulocyten erhöhen.
Sowohl TNF-alpha als auch TNF-beta weisen allerdings ziemlich eindeutig
auch sehr nachteilige Effekte auf. Es gibt Befunde, die bestätigen, daß TNF-alpha
ein Hauptpathogen bei mehreren Krankheiten sein kann, wenn es in
zu großen
Mengen produziert wird. Es ist bekannt, daß TNF- alpha durch seine primäre Wirkung
auf Gefäße eine
Hauptursache für
die Symptome eines septischen Schocks ist (K. J. Tracey et al.,
Science 234 (1986), 470–474).
Bei einigen Krankheiten kann TNF einen starken Gewichtsverlust (Cachexia)
bewirken, indem er die Aktivität
von Fettzellen hemmt und eine Appetitlosigkeit bewirkt, und daher
erhielt TNF-alpha
die Bezeichnung Cachectin. Er wurde ferner als Mediator bei Gewebeschädigungen
im Zusammenhang mit rheumatischen Krankheiten beschrieben (Beutler,
s. o.) und als ein Hauptmediator bei Schädigungen, die im Zusammenhang
mit Transplantatabstoßungsreaktionen
beobachtet werden.
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Es
ist daher erforderlich, Möglichkeiten
zu finden, um endogen gebildetes oder exogen verabreichtes TNF zu
entfernen oder diesem durch einen Antagonisten entgegenzuwirken.
Ein erster Versuch in diesem Zusammenhang war die Entwicklung von
monoclonalen Antikörpern,
die die cytotoxische Aktivität
von TNF-alpha neutralisieren konnten und von denen gezeigt werden
konnte, daß sie
Mäuse vor
der tödlichen
Wirkung von TNF-alpha unter Bedingungen, die einen septischen Schock
auslösen,
schützen
konnten (vgl. die am 9. Juli 1986 veröffentlichte europäische Patentanmeldung
EP 0 186 833 ). Besonders
eine wiederholte therapeutische Verabreichung von monoclonalen Maus-Antikörpern ist
jedoch für
Menschen nicht immer empfehlenswert. Daher mußten biologische Wirkstoffe
entwickelt werden, die als Antagonisten in ähnlicher Weise den nachteiligen Effekten
von TNF entgegenzuwirken können.
Vor der Einreichung der Prioritätsanmeldung
der vorliegenden Anmeldung waren keine biologischen Wirkstoffe bekannt,
die als Antagonisten der cytotoxischen Aktivität von TNF entgegenwirken konnten.
Es gab Veröffentlichungen über Uromodulin,
einem immunsuppressiven 85 kD-Glycoprotein, das aus dem Urin von
schwangeren Frauen isoliert worden war (Andrew V. Muchmare und Jean
M. Decker, Science 229 (1985), 479–481) und nachweislich ein
Ligand mit einer hohen Affinität
für und ein
potenter Inhibitor von Interleukin 1 (IL-1) war (Andrew V. Muchmore und Jean
M. Decker, J. Biol. Chem. 261 (1986), 13404–13407, K. M. Brown et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 83 (1986), 9119–9123). Später wurde nachgewiesen, daß Uromodulin
mit dem Tamm-Horsfall-Glycoprotein, dem häufigsten Protein der Niere
im normalen Urin, identisch war (Diane Pennica et al., Science 236
(1987), 83–88).
Ein weiterer im Urin von Patienten mit Fieber festgestellter Inhibitor
von IL-1 wurde in einigen Veröffentlichungen
beschrieben (Zenghua Liao et al., J. Exp. Med. 159 (1984), 126–136, und
Phillippe Seckinger et al., J. Immunol. 139 (1987), 1546–1549).
Es wurde gezeigt, daß dieser
IL-1-Inhibitor aus
Urin zahlreiche biologische Aktivitäten von beiden rekombinanten
IL-1-Formen, IL-1-alpha und IL-1-beta, gleichermaßen beeinflußt. Obwohl
menschliches TNF-alpha und IL-1 einige gemeinsame biologische Aktivitäten aufweisen,
inhibierte dieser IL-1-Inhibitor die biologischen Aktivitäten von
TNF-alpha nicht (Phillippe Seckinger et al., J. Immunol. 139 (1987),
1541–1545).
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Nach
dem Einreichungsdatum der Prioritätsanmeldung der vorliegenden
Anmeldung wurde berichtet, daß Uromodulin
und das Tamm-Horsfall-Glycoprotein rekombinantes IL-1-alpha, IL-1-beta
und TNF-alpha in einer Lectin-artigen Interaktion binden, und es
wurde davon ausgegangen, daß es
eine wichtige Rolle bei der Regulierung der zirkulierenden Mengen
dieser Lymphokine spielt (Catherine Hession et al., Science 237 (1987),
1479–1484).
Obwohl Uromodulin die cytotoxische Aktivität von TNF-alpha nicht inhibierte,
wie durch eine Lyse von Tumorzielzellen ermittelt werden konnte,
interagiert es mit rekombinantem TNF-alpha über Kohlehydratketten, und
diese Interaktion kann für
eine verbesserte Beseitigung und/oder Reduktion der Toxizität von TNF
und anderer Lymphokine in vivo kritisch sein (Anne P. Sherblom,
J. Biol. Chem. 263 (1988), 5418–5424).
In einer kürzlichen
Veröffentlichung
von Seckinger et al. (J. Exp. Med. 167 (1988), 1511–1516) wurde
ein aus dem Urin von Patienten mit Fieber erhaltener menschlicher
Inhibitor von TNF-alpha als ein 40 bis 60 kD-Protein charakterisiert,
das die cytotoxische Aktivität
von TNF-alpha inhibiert. Es wurde ge zeigt, daß es sich von Uromodulin und
dem vorstehend beschriebenen IL-1-Inhibitor unterscheidet.
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Die
vorliegende Erfindung liefert ein Tumornekrosefaktor (TNF)-inhibierendes
Protein mit den folgenden Merkmalen:
- (a) es
inhibiert die Bindung von TNF an seine Rezeptoren und den cytotoxischen
Effekt von TNF;
- (b) wenn Urinrohpräparationen
davon über
eine Ultrogel AcA 44-Filtrationssäule chromatographiert
werden, eluiert der Hauptpeak mit TNF-inhibierender Aktivität kurz vor
der Hauptmenge an Protein und zeigt ein relatives Molekulargewicht
von etwa 40 bis 80 kDa; und
- (c) wenn Urinrohpräparationen
davon analysiert werden, liegt der isoelektrische Punkt des aktiven
Proteins zwischen pH 6 und 8.
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In
einer Ausführungsform
ist das TNF-inhibierende Protein aus menschlichem Urin erhältlich durch
- (a) Lectinaffinitätschromatographie mit der Fraktion,
die nicht durch eine Membran mit einem molekularen Ausschlußvolumen
von 10 kDa dialysierbar ist;
- (b) Elution des an das Lectin adsorbierten Proteins;
- (c) Gelfiltration oder Ionenaustauschchromatographie mit dem
eluierten Protein; und
- (d) Gewinnung derjenigen Fraktionen, die die Bindung von TNF
an seine Rezeptoren und den cytotoxischen Effekt von TNF inhibieren.
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Die
Erfindung betrifft ferner das TNF-inhibierende Protein in im wesentlichen
aufgereinigter Form, das die folgende Aminosäuresequenz in seinem N-terminalen
Bereich enthält:
worin X ein nicht-identifizierter
Aminosäurerest
ist, oder ein Salz, funktionelles Derivat oder ein aktiver Bestandteil
davon mit Ausnahme von Vorläufern,
wobei der aktive Bestandteil die Bindung von TNF an seine Rezeptoren
und den cytotoxischen Effekt von TNF inhibieren kann.
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Die
Erfindung betrifft ferner ein Verfahren zur Reinigung des TNF-inhibierenden
Proteins.
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Die
Erfindung betrifft ferner rekombinante DNA-Moleküle, die die dieses Protein
codierende Nucleotidsequenz enthalten, die sie enthaltenden Expressionsvehikel
und damit transformierte Wirtszellen und ein Verfahren zur Produktion
des TNF-inhibierenden Proteins durch Züchtung dieser transformierten
Zellen in einem geeigneten Kulturmedium.
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Das
erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein und Salze, funktionellen Derivate oder aktive Fraktionen
davon können
als Wirkstoffe in Arzneimitteln zum Schutz von Säugern vor den nachteiligen
Wirkungen von TNF verwendet werden.
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Beschreibung
der Figuren
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1A zeigt
das Elutionsprofil des TNF-inhibierenden Proteins in einer Ultrogel
ACA 44-Gelfiltrationssäule.
Zwei (2) ml-Fraktionen wurden gesammelt, und der Proteingehalt wurde
durch Messung der Absorption bei 258 nm ermittelt
die
Interferenz mit
125I-TNF-alpha, das an dessen Zelloberflächenrezeptoren
binden kann, bestimmt
und
die Hemmung der cytotoxischen Aktivität von TNF-alpha
gemessen.
Der Hauptpeak mit TNF-inhibierender Aktivität eluierte kurz vor der Hauptmenge an
Protein.
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1B zeigt
das Elutionsprofil des TNF-inhibierenden Proteins, wenn es vor dem
Auftragen auf eine Ultrogel ACA 44-Gelfiltrationssäule gegen
Wasser dialysiert wurde. 2 ml-Fraktionen wurden gesammelt und wie
in 1A getestet. Die Dialyse gegen Wasser änderte das
Elutionsprofil im Vergleich zu 1A nicht.
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2 zeigt
die Morphologie von Maus-A9-Zellen, die mit Cycloheximid (CHI) (a),
TNF-alpha-CHI (b) und TNF-alpha-CHI
zusammen mit TNF-inhibierendem Protein (c) behandelt wurden.
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3 zeigt
die Ergebnisse des zweiten Reinigungsschritts des TNF-inhibierenden
Proteins. Carboxymethyl(CM)-Sepharose-gereinigtes TNF-inhibierendes
Protein wurde in 8 × 2
ml-Portionen auf eine S 5/5-Kationenaustauchersäule geladen und mit einem linearen
NaCl-Gradienten von 0 bis 350 mM (– – – –) in einem Puffer, der 10
mM Zitronensäure
und 0,02% Natriumazid, pH 5,0, enthielt, eluiert. Mit einer Fließgeschwindigkeit
von 0,5 ml/Minute wurden 0,5 ml-Fraktionen gesammelt und auf eine
Hemmung der TNF-Toxizität
für Maus-A9-Zellen
getestet. Bei einer Salzkonzentration von 180 bis 200 mM NaCl eluierte
die Hauptmenge an TNF-inhibierendem Protein
Der
Proteingehalt wurde durch Absorption bei 280 nm gemessen
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4 zeigt
die Ergebnisse des dritten Reinigungsschritts des TNF-inhibierenden
Proteins. Das durch eine Reinigung auf CM-Sepharose und Mono S erhaltene
aktive Protein wurde gegen einen Puffer, der 5 mM Natriumborat und
0,02% Natriumazid, pH 9,0, enthielt, dialysiert und auf eine Mono
Q 5/5-Anionenaustauschersäule
geladen. Die gebundenen Proteine wurden mit einer Fließgeschwindigkeit
von 0,5 ml/Minute mit einem linearen Salzgradienten von 0 bis 60
mM NaCl und anschließend
von 60 bis 300 mM NaCl eluiert (– – – –). 0,5 ml-Fraktionen wurden
gesammelt und auf eine Hemmung der TNF-Cytotoxizität für Maus-A9-Zellen getestet
Der
Proteingehalt wurde während
der Elution durch Messung der Absorption bei 280 nm gemessen
Wie
dargestellt, eluierte die Hauptmenge der Aktivität bei einer Salzkonzentration
von 30 bis 40 mM.
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5 zeigt
die Trennung des TNF-inhibierenden Proteins durch eine Umkehrphasen-HPLC.
1,6 ml des aus Mono Q 5/5 eluierten aktiven Proteins wurden auf
eine Aquapore RP-300-HPLC-Säule (Brownlee Labs),
die mit wäßrigem 0,3%
TFA (Puffer F) in Wasser mit einer Fließgeschwindigkeit von 0,5 ml/Minute
betrieben wurde, injiziert. Die Säule wurde anschließend mit
einem linearen Acetonitril-Gradienten von 0 bis 20% in F-Puffer
5 Minuten, anschließend
mit einem linearen Gradienten von 20 bis 50% 60 Minuten und dann
mit einem linearen Gradienten von 50 bis 80% 5 Minuten (– – – –) eluiert.
0,5 ml-Fraktionen wurden gesammelt und auf eine Hemmung der TNF-Cytotoxizität für Maus-A9-Zellen
getestet. Der Proteingehalt wurde bei der Elution durch Messung
der relativen Fluoreszenz von Vergleichsproben jeder Fraktion nach
einer automatischen Umsetzung mit Fluorescamin ermittelt
Die
TNF-inhibierende Aktivität
eluierte als scharfer Peak zusammen mit einem isolierten Proteinpeak.
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6:
Proben des aktiven Materials von jedem Reinigungsschritt.
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Das
erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein kann aus menschlichem Urin erhalten werden. Wenn aus menschlichem
Urinkonzentrat stammende Rohpräparate
auf einer Ultrogel ACA 44-Gelfiltrationssäule chromatographiert wurden,
zeigten sie ein relatives Molekulargewicht von 40 bis 80 kD. Das
im wesentlichen von Proteinverunreinigungen freie, aufgereinigte
Protein wies bei einer Analyse durch SDS-PAGE unter reduzierenden
Bedingungen ein Molekulargewicht von etwa 26 bis 28 kD auf, und
es wanderte als einzelner Peak in einer Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie
(HPLC). Der durch isoelektrische Fokussierung bestimmte isoelektrische
Punkt des aktiven Proteins war zwischen pH 6 und 8. Seine Aktivität wurde
durch seine Fähigkeit
zur Hemmung der Bindung von TNF-alpha an seine Zelloberflächen-Rezeptoren
auf menschlichen HeLa- und FS11-Fibroblastenzellen und/oder durch
seine Fähigkeit
zur Hemmung des cytotoxischen Effekts von TNF-alpha auf Maus-A9-Zellen
gemessen.
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Das
Protein ist ferner dadurch gekennzeichnet, daß es die nachstehend beschriebene
Aminosäuresequenz
am N-Terminus enthält:
in der
die mit X abgekürzte
Aminosäure
in Position 14 nicht identifiziert wurde und das Cystein (Cys) in
Position 4 theoretisch ist, da PTH (Phenylthiohydantoin)-Cys als
solches nicht identifiziert werden kann und kein anderer Rest in
dieser Position nachgewiesen wurde.
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Der
hier verwendete Begriff "Salze" betrifft sowohl
Salze der Carboxylgruppen als auch saure Anlagerungssalze von Aminogruppen
des Proteinmoleküls,
die die Bindung von TNF an seine Rezeptoren und den cytotoxischen
Effekt von TNF auf Zellen inhibieren können. Salze einer Carboxylgruppe
können
durch im Stand der Technik bekannte Verfahren hergestellt werden
und schließen
anorganische Salze, beispielsweise Natrium-, Calcium-, Ammonium-,
Eisen-, Zinksalze etc., und Salze mit organischen Basen, die beispielsweise mit
Aminen, beispielsweise Triethanolamin, Arginin, Lysin, Piperidin,
Procain, etc. gebildet werden, ein. Saure Anlagerungssalze beinhalten
beispielsweise Salze mit Mineralsäuren, beispielsweise mit Chlorwasserstoffsäure oder
Schwefelsäure,
und Salze mit organischen Säuren,
beispielsweise mit Essigsäure
oder Oxalsäure.
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Der
hier verwendete Begriff "funktionelle
Derivate" betrifft
Derivate, die die Bindung von TNF an seine Rezeptoren und den cytotoxischen
Effekt von TNF auf Zellen inhibieren und durch im Stand der Technik
bekannte Verfahren mit den als Seitenketten auf den Resten vorhandenen
funktionellen Gruppen oder den N- oder C-terminalen Resten hergestellt
werden können,
und sie sind dann in die Erfindung mit eingeschlossen, wenn sie
ihre pharmazeutische Verträg 1ichkeit
behalten, d. h., wenn sie die Aktivität des Proteins nicht zerstören und
auch keine toxischen Eigenschaften auf sie enthaltende Zusammensetzungen übertragen.
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Beispiele
für diese
Derivate sind aliphatische Ester der Carboxylgruppen, Amide der
Carboxylgruppen durch Umsetzung mit Ammoniak oder mit primären oder
sekundären
Aminen, N-Acyl-Derivate der freien Aminogruppen der Aminosäurereste,
die mit Acyleinheiten (z. B. Alkanoyl- oder carbocyclischen Aroyl-Gruppen) gebildet
werden, oder O-Acyl-Derivate einer freien Hydroxylgruppe (beispielsweise
von Seryl- oder Threonylresten), die mit Acyl-Einheiten gebildet
werden.
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Der
Begriff "aktive
Fraktionen" des
TNF-inhibierenden Proteins betrifft erfindungsgemäß jedes
Fragment der Polypeptidkette des Proteinmoleküls allein oder zusammen mit
assoziierten Molekülen
oder daran gebundenen Resten, z. B. Zucker- oder Phosphatresten,
oder Aggregate aus Proteinmoleküle
oder Zuckerresten, die mit sich selber Aggregate bilden, vorausgesetzt,
daß diese
Fraktion die Bindung von TNF an seine Rezeptoren und den cytotoxischen
Effekt von TNF auf Zellen inhibieren kann.
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Die
vorliegende Erfindung betrifft außerdem Gemische der vorstehend
beschriebenen Substanzen.
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1. Erste Charakterisierung
und Vorreinigunq des TNF-inhibierenden Proteins
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Eine
erste Charakterisierung im Rohzustand zeigte, daß das Protein die nachstehend
beschriebenen Eigenschaften und Aktivitäten aufwies.
- a)
Die TNF-inhibierende Aktivität
konnte im Urin von gesunden und kranken Spendern festgestellt werden.
- b) Das aktive Protein konnte nicht durch Membranen mit einer
molekularen Ausschlußgrenze
von 10 kD dialysiert werden.
- c) Es wurde festgestellt, daß das relative Mole- kulargewicht
des aktiven TNF-inhibierenden Proteins bei einer Chromatographie
auf einer Ultrogel ACA 44-Gelfil trationssäule zwischen 40 und 80 kD lag.
Eine ausgedehnte Dialyse gegen Wasser veränderte das Verhalten des Proteins
in diesem Verfahren nicht (1A und 1B).
- d) Der isoelektrische Punkt des aktiven Proteins lag gemäß einer
Bestimmung durch präparative
isoelektrische Fokussierung zwischen pH 6 und 8.
- e) Das aktive Protein konnte teilweise an Concanavalin A-Sepharose
gebunden und mit Methyl-alpha-D-mannopyranosid spezifisch eluiert
werden, was den Schluß nahelegt,
daß das
Protein glycosyliert ist.
- f) Die TNF-inhibierende Aktivität war Hitze-labil.
- g) Einige Protease-Inhibitoren hemmten die biologische Aktivität des TNF-inhibierenden
Proteins nicht, was den Schluß nahelegt,
daß der
der TNF-Hemmung zugrundeliegende Mechanismus durch im ungereinigten Urin
vorhandene proteolytische Aktivitäten nicht erklärt werden
kann.
- h) Die Bindung von TNF-alpha an seine Zelloberflächenrezeptoren
wurde nur gehemmt, wenn das das TNF-inhibierende Protein enthaltende
Proteinrohgemisch gleichzeitig mit TNF aufgetragen wurde (Tabelle 1).
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Das
erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein unterscheidet sich daher von Uromodulin durch einige der
vorstehend beschriebenen Eigenschaften, beispielsweise durch (a)
sein durch Gelfiltration bestimmtes relatives Molekulargewicht,
(b) seinen isoelektrischen Punkt und (c) die Tatsache, daß keine
starke Aggregation des Proteins bei einer Dialyse gegen Wasser beobachtet
werden konnte.
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Teilweise
gereinigte TNF-inhibierende Proteinpräparate wurden erhalten, indem
die Urinproteine durch Gelfiltration gemäß dem nachstehend beschriebenen
Verfahren fraktioniert wurden: Urin wurde durch Ultrafiltration
durch eine Membran mit einer molekularen Ausschlußgrenze
von 10 kD konzentriert und anschließend durch Ultrafiltration
durch eine Membran mit einer molekularen Ausschlußgrenze
von 5 000 kD (Amicon YM5-Membran) weiter konzentriert. Das Konzentrat
wurde gegen PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung), die 1 mM Mg2+ und
1 mM Ca2+ enthielt, dialysiert und anschließend auf
eine mit dem gleichen Puffer äquilibrierte
Concanavalin A-Sepharosesäule
aufgetragen. Die Säule
wurde gewaschen und die spezifisch an die Säule gebundenen Proteine wurden
mit 0,5 M Methyl-alpha-D-Mannopyranosid eluiert. Es wurde festgestellt,
daß die
Hauptmenge, jedoch nicht die gesamte Aktivität, die die Bindung von TNF-alpha
an seine Rezeptoren hemmt, spezifisch an Lectin adsorbierte und
mit Methyl-alpha-D-Mannopyranosid
eluiert werden konnte.
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Eine
Probe von 3,5 mg der von Concanavalin A eluierten Proteine wurde
gegen PBS dialysiert und durch Gelfiltrationschromatographie auf
einer 2 × 45
cm-Ultrogel ACA 44-Säule
(LKB, Schweden) fraktioniert. Die Absorption der eluierten Proteine
bei 258 nm wurde ermittelt
Die
2 ml-Fraktionen wurden gesammelt, 1 : 20 verdünnt und durch die nachstehend
in 2.1
und
2.2 beschriebenen Verfahren daraufhin untersucht, ob sie vor TNF-alpha
schützen
können,
wobei der letzte Test so modifiziert wurde, daß TNF-alpha in einer Konzentration
von 75 E/ml verwendet wurde, und BALB/c-CL.7-Zellen im Test verwendet wurden.
Die Lebensfähigkeit
der Zellen wurde nach 12 Stunden durch Bestimmung der Aufnahme von
Neutralrot
(
1A)
untersucht.
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Eine
identische Probe der von Concanavalin A eluierten Proteine wurde
48 Stunden gegen destilliertes Wasser dialysiert und anschließend zur
Entfernung unlöslicher
Proteine zentrifugiert. Sie wurde gefriergetrocknet, anschließend in
PBS rekonstituiert und, wie vorstehend beschrieben, auf der Ultrogel
ACA 44-Säule
chromatographiert.
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Die
Fraktionen wurden gesammelt und, wie vorstehend beschrieben, getestet.
Es gibt keine signifikante Veränderung
im Fraktionierungsmuster der schützenden
Aktivität
(
1B). Ein Vergleich mit der Retentionszeit von
Molekulargewichtsmarkern (Rinderserumalbumin 67 kD, Ovalbumin 43
kD, Sojabohnen-Trypsin-Inhibitor 20,1 kD und Cytochrom C 12,3 kD)
zeigte, daß die
Aktivität
etwas vor dem Hauptproteinpeak mit maximaler Aktivität bei einem
relativen Molekulargewicht von etwa 50 bis 70 kD eluierte. Tabelle
I Untersuchung
des Effekts des das TNF-inhibierende Protein enthaltenden Urinkonzentrats
durch eine Verabreichung an Zellen vor der Zugabe von oder zusammen
mit TNF-alpha Bindung
von
125I-TNF-alpha an Zellen. Effekt des
verwendeten TNF-inhibierenden Proteins
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Eine
Abnahme der Bindung von 125I-TNF-alpha an
Zellen aufgrund des im Urinkonzentrat vorhandenen TNF-inhibierenden
Proteins wird nur beobachtet, wenn 125I-TNF-alpha
und das Protein zusammen den Zellen verabreicht werden und nicht,
wenn das Protein zuerst den Zellen verabreicht und anschließend vor
der Verabreichung von TNF-alpha entfernt wird. Dies zeigt, daß die Hemmung
der Bindung von TNF-alpha an Zellen weder durch eine Wirkung des
TNF-inhibierenden Proteins auf die Zellen, noch durch die Gegenwart
des TNF-alpha selbst
im Urin bewirkt wird, sondern es zeigt, daß das erfindungsgemäße Protein
und TNF-alpha irgendwie in Wechselwirkung treten.
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2. Tests des erfindungsgemäßen TNF-inhibierenden
Proteins
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Zwei
Testverfahren wurden verwendet, um die Aktivität des TNF-inhibierenden Proteins
in den verschiedenen Fraktionen während des Reinigungsverfahrens
zu messen.
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2.1 Hemmung der Bindung
von TNF-alpha an seine Rezeptoren
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Das
Testverfahren zur quantitativen Bestimmung der TNF-Bindung an Zellen
wurde, wie beschrieben, durchgeführt
(S. Israel et al., Immunol. Letters 12 (1986), 217–224, und
H. Holtmann und D. Wallach, J. Immunol. 139 (1987), 1161–1167).
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Zellen
(HeLa- oder FS11-Vorhaut-Fibroblastenzellen) wurden in ein DMEM-Medium
(essentielles Dulbecco's
Modified Eagle's
Minimal Medium"),
das sich in den 15 mm-Vertiefungen von Trägerplatten befand, mit einer
Dichte von 2,5 × 105 Zellen/Vertiefung gesät. Nach einer Inkubation von
24 Stunden bei 37°C
in 5% CO2 wurden die Platten auf Eis transferiert,
das Wachstumsmedium wurde entfernt, Aliquots der das TNF-inhibierende
Protein enthaltenden Proben wurden mit 10 Einheiten von markiertem 125I-TNF-alpha (105 cpm)
in 0,15 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), der 1 mM Ca2+, 1 mM Mg2+, 0,5
mg/ml Rinderserumalbumin (BSA) und 0,1 Natriumazid (PBS/BSA) zugesetzt
wurde, vermischt, auf die Zellen aufgetragen und 2 Stunden bei 4°C inkubiert.
Die Zellen wurden anschließend
mit PBS/BSA gespült,
in Gefäße zur radioaktiven
Messung überführt und
der gebundene Marker in einem Gammazähler quantitativ bestimmt.
Die unspezifische Bindung wurde durch Zugabe eines Überschusses
an nicht markiertem TNF zum Test ermittelt und der Wert jedesmal subtrahiert.
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2.2 Hemmung der cytytoxischen
Aktivität
von TNF-alpha
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Die
Entwicklung dieses biologischen Tests beruhte auf dem cytotoxischen
Effekt von TNF auf mit Cycloheximid (CHI)-sensibilisierte Zellen und deren quantitativer
Bestimmung durch das Neutralrot-Aufnahmeverfahren, wie von D. Wallach,
J. Immunol. 132 (1984), 2464–2469,
beschrieben.
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– Mit den
Proben, die auf die Gegenwart des Proteins getestet werden sollten,
wurde bei 4°C
durch Verdünnung
mit DMEM auf das doppelte Volumen eine Verdünnungsreihe hergestellt und
ein gleiches Volumen des gleichen Mediums, das außerdem 40
E/ml TNF-alpha und 400 μg/ml
Cycloheximid (CHI) enthielt, zugesetzt.
- – Maus-A9-Zellen
wurden in Mikrotiterplatten gesät,
die 96 Vertiefungen mit flachem Boden aufwiesen und 100 μl DMEM-CS
(DMEM mit 5% fötalem
Kälberserum
und 5% Kälberserum)
enthielten (1,5 × 104 Zellen/Vertiefung).
- – 100 μl-Aliquots
der Protein-TNF-alpha-CHI-Gemische der Verdünnungsreihe wurden in jede
Vertiefung gegeben und die Inkubation der Zellen 14 Stunden fortgesetzt.
- – Die
Lebensfähigkeit
der Zellen wurde durch 2-stündige
Inkubation mit Neutralrot, Abwaschen von überschüssigem Farbstoff, Extraktion
von Neutralrot, das von den Zellen aufgenommen worden war, mit einem Sorenson-Zitratpuffer-Ethanolgemisch und
seine kolorimetrische quantitative Bestimmung bei 570 nm mit einem "Microelisa Auto-reader" ermittelt.
- – 1
E/ml TNF-Inhibitor-Aktivität
wurde als Verdünnungsfaktor
definiert, der einen statistisch signifikanten Schutz vor einer
tödlichen
Wirkung von TNF (p < 0,05)
liefert.
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Der
biologische Test wird in der vorliegenden Erfindung vorzugsweise
zur Bestimmung der Aktivität des
Proteins während
der Reinigung verwendet, da er weniger arbeitsaufwendig ist und
kein radioaktiv markiertes Material verwendet werden muß. Es ist
nicht erforderlich, die Zellen aus den einzelnen Vertiefungen in Zählgefäße zu überführen, und
viele Tests können
unter Verwendung des "Microelisa
Auto-readers" ziemlich schnell
durchgeführt
werden.
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Die
Morphologie der Maus-A9-Zellen, die unter den Bedingungen dieses
biologischen Tests behandelt wurden, ist in 2 dargestellt.
(a) stellt Zellen dar, die lediglich mit CHI inkubiert wurden, (b)
Zellen, die mit einem TNF-alpha-CHI-Gemisch inkubiert wurden, und
(c) Zellen, die mit einem TNF-alpha-CHI-Gemisch zusammen mit einer
Probe des TNF-inhibierenden Proteins (im Anschluß an eine Reinigung über CM-Sepharose,
wie nachstehend beschrieben) inkubiert wurden. Die Schutzwirkung
des TNF-inhibierenden Proteins vor dem cytotoxischen Effekt von
TNF-alpha ist in (c) sehr deutlich zu erkennen.
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3. Reinigung des TNF-inhibierenden
Proteins
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In
der bevorzugten erfindungsgemäßen Ausführungsform
wird das im wesentlichen aufgereinigte erfindungsgemäße Protein
durch ein Verfahren produziert, das
- a) die
Gewinnung der Proteinrohfraktion aus einem dialysierten menschlichen
Urinkonzentrat,
- b) die Durchführung
einer Ionenaustauschchromatographie mit dieser in Schritt (a) erhaltenen
Proteinrohfraktion, um teilweise gereinigte aktive Fraktionen des
TNF-inhibierenden
Proteins zu erhalten, die durch ihre Fähigkeit zur Hemmung sowohl
der Bindung von TNF an seine Rezeptoren als auch des cytotoxischen Effekts
von TNF definiert sind,
- c) die Durchführung
einer Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)
mit diesen in Schritt (b) erhaltenen, teilweise gereinigten Fraktionen
des TNF-inhibierenden Proteins, um im wesentlichen aufgereinigte
aktive Fraktionen des TNF-inhibierenden Proteins zu erhalten, das
durch seine Fähigkeit
zur Hemmung sowohl der Bindung von TNF an seine Rezeptoren als auch
des cytotoxischen Effekts von TNF definiert sind, und
- d) die Gewinnung des im wesentlichen aufgereinigten Proteins
aus Schritt (c), das als ein einzelner Peak bei der Umkehrphasen-HPLC
wandert, umfaßt.
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In
einer bevorzugten Ausführungsform
dieses Verfahrens wies das im wesentlichen aufgereinigte Protein
auf einer SDS-PAGE unter reduzierenden Bedingungen ein Molekulargewicht
von etwa 26 bis 28 kD auf.
-
Die
Ionenaustauschchromatographie von Schritt (b) wird vorzugsweise
in 3 Schritten durchgeführt
und schließt
eine chromatographische Reinigung an Carboxymethyl-Sepharose-, Mono
S HR 5/5 FPLC- und Mono Q HR 5/5 FPLC-Säulen, vorzugsweise in dieser
Reihenfolge, ein. Die Umkehrphasen-HPLC wird vorzugsweise in einer Aquapore-RP300-Säule durchgeführt.
-
In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
wurden alle Reinigungsschritte des Verfahrens durch Messung der
Proteinkonzentration (Absorption bei 280 nm oder relative Fluoreszenz,
nach einer automatischen Umsetzung der jeweiligen Aliquots mit Fluorescamin)
und der Hemmung der cytotoxischen Aktivität von TNF-alpha gemäß dem in
2.2 vorstehend beschriebenen biologischen Test überwacht.
-
3.1 Herstellung des Urinkonzentrats
-
Ein
200 ml-Pool aus männlichem
Urin von gesunden Spendern wurde einer Mikrofiltration durch eine Pellicon-Membran mit einem
Porendurchmesser von 0,45 μm
unterzogen. Das Filtrat wurde durch Ultrafiltration unter Verwendung
einer Pellicon-Membran mit einer molekularen Ausschlußgrenze
von 10 kD auf ein Endvolumen von 500 ml konzentriert. Das Konzentrat
wurde gegen eine phosphatgepufferte Kochsalzlösung, die 1 mM Benzamidin und
0,1% Natriumazid enthielt, dialysiert.
-
3.2 Carboxymethyl (CM)-Sepharose-Chromatographie
-
Eine
CM-Sepharose-Kationenaustauschersäule mit einer Abmessung von
2,7 × 10
cm (Pharmacia) wurde mit 1 M NaCl und 10 mM Zitronensäurepuffer,
pH 5,0, der 0,02% Natriumazid enthielt, (Puffer C) vorgewaschen
und mit 10 mM Zitronensäurepuffer,
pH 5,0, der 0,02% Natriumazid enthielt, (Puffer A) äquilibriert. Das
Urinkonzentrat aus dem vorstehend beschriebenen Schritt 3.1 wurde
gegen das zweimal ausgetauschte 100fache Probenvolumen an Puffer
A dialysiert und 15 Minuten mit 8 000 Upm zentrifugiert. Der Überstand wurde
bei 4°C
mit einer Fließgeschwindigkeit
von 2 ml/Minute auf eine CM-Sepharosesäule aufgetragen, und es wurden
50 ml-Fraktionen
gesammelt. Die Säule
wurde mit Puffer A gewaschen bis kein Protein mehr nachgewiesen
werden konnte (etwa 1500 ml) und anschließend mit dem 5fachen Säulenvolumen
aus 200 mM NaCl und 10 mM Zitronensäurepuffer, pH 5,0, der 0,02
Natriumazid enthielt, (Puffer B) (5 Fraktionen) und anschließend mit
dem 3fachen Säulenvolumen
an Puffer C (3 Fraktionen) eluiert. Die Fraktionen wurden gesammelt und,
wie beschrieben, getestet. Der Hauptteil mit der biologischen Aktivität des TNF-inhibierenden
Proteins wurde in der zweiten mit dem Puffer B eluierten Fraktion
festgestellt.
-
3.3 Kationenaustauschchromatographie
auf einer Mono S HR 5-FPLC-Säule
-
Die
Mono S HR 5/5-Säule
(Pharmacia) wurde mit einem 10 mM Zitronensäurepuffer, pH 5,0, der 0,02%
Natriumazid enthielt, (Puffer A) vorgewaschen, bis sich eine stabile
Basislinie zeigte (die bei 280 nm durch einen W-Detektor kontrolliert
wurde). Die aus der CM-Sepharosesäule eluierten aktiven Fraktionen
wurden vereinigt und gegen das zweimal ausgetauschte 100fache Probenvolumen
an Puffer A dialysiert. Die Probe wurde in 8 × 2 ml Portionen auf die Säule inji ziert,
bis die maximale Bindungskapazität
der Säule
(28 mg) erreicht war. Die Säule
wurde mit Puffer A gewaschen, bis eine flache Basislinie zu sehen
war. Die gebundenen Proteine wurden mit einem linearen NaCl-Gradienten
(0 bis 350 mM) in Puffer A eluiert. Mit dem Gradienten wurde 40
Minuten mit einer Fließgeschwindigkeit
von 0,5 ml/Minute eluiert. Anschließend wurde die Säule 10 Minuten
mit 350 mM NaCl in Puffer A (Puffer D) gewaschen. Die Proteine,
die mit einer NaCl-Konzentration von 350 mM nicht eluiert werden
konnten, wurden anschließend
mit Puffer C aus der Säule
eluiert. 0,5 ml-Fraktionen wurden gesammelt und, wie beschrieben,
getestet. Die Ergebnisse sind in 3 dargestellt.
Es wurde festgestellt, daß der
Hauptteil der Aktivität
in den Fraktionen 20 bis 23, die den NaCl-Konzentrationen von 180 bis
220 mM entsprachen, eluierte.
-
3.4 Anionenaustauscherchromatographie
an einer Mono Q HR 5/5 FPLC-Säule
-
Die
Mono Q HR 5/5-Säule
(Pharmacia) wurde mit einem 5 mM Natriumboratpuffer, pH 9,0, der
0,02% Natriumazid enthielt, (Puffer E) vorgewaschen, bis eine stabile
Basislinie erhalten wurde. Die aus der Mono S-Säule eluierten aktiven Fraktionen
wurden vereinigt und gegen das zweimal ausgetauschte 100fache Probenvolumen
an Puffer E dialysiert. Die Probe wurde in 2 ml-Portionen auf die
Säule injiziert,
und die Säule
mit Puffer E bis zum Erreichen einer flachen Basislinie eluiert.
Die gebundenen Proteine wurden mit einem linearen 30 mM NaCl-Gradienten
(0 bis 60 mM) in Puffer E und anschließend 30 Minuten mit einem linearen
Gradienten von 60 bis 300 mM NaCl in Puffer E. eluiert. Die Säule wurde
anschließend
10 Minuten mit 300 mM NaCl in Puffer E und 4 Minuten mit 1 M NaCl
in Puffer E mit einer Fließgeschwindigkeit
von 0,5 ml/Minute gewaschen. 0,5 ml-Fraktionen wurden gesammelt und auf
Aktivität
und Proteingehalt getestet. Wie in 4 dargestellt,
eluierte der Hauptteil der Aktivität in den Fraktionen 15 bis
18 bei einer NaCl-Konzentration von etwa 40 mM.
-
3.5 Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie
HPLC
-
Die
Umkehrphasen-HPLC-Säule
Aquapore RP 300 4,6 × 30
mm (Brownlee Labs) wurde mit wäßriger 0,3%
Trifluoressigsäure
(TFA) (Puffer F) vorgewaschen, bis das Fluorescamin-Nachweissystem
eine stabile Basislinie zeigte. Die aus der Mono Q-Säule eluierten
aktiven Fraktionen wurden vereinigt und 1,6 ml davon auf die Säule injiziert.
Die Säule
wurde mit Puffer F mit einer Fließgeschwindigkeit von 0,5 ml/Minute
betrieben, bis das Fluorimeter kein Protein mehr nachwies. Die Säule wurde
anschließend
mit einer Fließgeschwindigkeit von
0,5 ml/Minute 5 Minuten mit einem linearen Gradienten von 0 bis
20% Acetonitril in Puffer F, anschließend 60 Minuten mit einem linearen
Gradienten von 20 bis 50% Acetonitril und schließlich 5 Minuten mit einem linearen
Gradienten von 50 bis 80% Acetonitril eluiert. Die Säule wurde
anschließend
15 Minuten mit 80% Acetonitril gewaschen. 0,5 ml-Fraktionen wurden
gesammelt und auf Proteingehalt und Aktivität getestet. Wie in 4 dargestellt
ist, eluierte die Aktivität
der Fraktionen 21 bis 23 mit einem scharfen Peak (Fraktion 22 zeigte den
größten Peak)
zusammen mit einem isolierten Proteinpeak. Diese Fraktionen wurden
bei 27% Acetonitril eluiert.
-
3.6 SDS-PAGE
-
Zur Überwachung
des Reinigungsergebnisses wurde gemäß dem Verfahren von U. K. Laemmli
et al., Nature 227 (1970), 680, eine Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese
(SDS-PAGE) durchgeführt
(6). Eine Probe der aktiven Fraktionen, die aus
der Ionenaustauschersäule
der Schritte 3.2, 3.3 und 3.4 eluierten und 5 μg Protein enthielten (Bahn B:
aktive Fraktion, die aus der CM-Sepha rosesäule eluierte, Bahn C: aktive
Fraktionen, die aus einer Mono S-Säule eluierten, und Bahn D:
aktive Fraktionen, die aus der Mono Q-Säule eluierten), oder eine 40 μl-Probe der
von der Umkehrphasen-HPLC stammenden Fraktionen 21 bis 23 (Bahnen
E bis G) wurde mit 3fach konzentriertem Probenpuffer, der 6% (Gew./Vol.)
SDS und 15% (Vol./Vol.) beta-Mercaptoethanol
enthielt, vermischt und auf ein 15% Acrylamidgel geladen. Zur Ermittlung
des Molekulargewichts wurde ein Gemisch von Molekulargewichtsmarkern
(alpha-Lactalbumin 14,4 kD, Sojabohnen-Trypsin-Inhibitor 20,1 kD,
Kohlenstoffanhydrase 30 kD, Ovalbumin 43 kD, Rinderserumalbumin
67 kD und Phosphorylase b. 94 kD) wie vorstehend beschrieben behandelt
und auf Bahn A aufgetragen. Eine Kontrolle, die lediglich Probenpuffer
enthielt, wanderte auf Bahn H. Das Gel wurde mit 160 Volt betrieben
und die Proteinbanden wurden durch Färbung mit Silber sichtbar gemacht
(B. R. Oakley et al., Anal. Biochem. 105, S. 361). Wie in 6 dargestellt,
wanderte das gereinigte TNF-inhibierende Protein als eine einzelne
Bande mit einem relativen Molekulargewicht von 26 bis 28 kD (Bahnen
E bis G).
-
3.7 Automatisierte Proteinsequenz-Mikroanalyse
-
Proben
des im wesentlichen aufgereinigten erfindungsgemäßen TNF-inhibierenden Proteins
(jeweils 1 bis 5 μg
bzw. 50 bis 200 pmol) wurden auf vorbehandelte, Biobren-beschichtete
Glasfaserscheiben aufgetragen. Mit den getrockneten Scheiben wurde
ein Edman-Abbau mit sich wiederholenden Arbeitsabläufen in einem
automatisierten, pulsierenden Protein-Mikrosequenzierer im Flüssig/Gas-Phasenbetrieb
(Modell 475) mit einem HPLC-PTH-Aminosäureanalysator im "On-line"-Betrieb (Modell 120) und einer Datenaufnahme-
und Verarbeitungseinheit Modell 900, alle von Applied Biosystems
Inc. Foster City, CA, USA, durchgeführt. Die vom Computer erhaltene
Sequenz wurde mit den experimentellen Ursprungsdaten verglichen
und gegebenenfalls korrigiert. Insgesamt wurden drei getrennte Analysen
zur Bestätigung
der Sequenz ergebnisse durchgeführt. Die
anfängliche
Ausbeute war mehr als 40%, wodurch angezeigt wird, daß das Hauptprotein
im Präparat
(27 kD-Bande) mit der erhaltenen Sequenz in Bezug steht.
-
Die
Sequenzierung des N-Terminus des TNF-inhibierenden Proteins lieferte
die nachstehend beschriebene Aminosäuresequenz:
-
Die
Aminosäure
an Position 14 wurde nicht identifiziert. Die Gegenwart des Cysteinrestes
in Position 4 ist theoretisch, da PTH (Phenylthiohydantoin)-Cys
als solches nicht identifiziert werden kann und kein anderer Aminosäurerest
in dieser Position nachgewiesen wurde. Eine mit Computerhilfe durchgeführte. Suche
in der Proteinbank der National Biomedical Research Foundation (Update
Nr. 16) mit dem FASTP-Verfahren zeigte keine signifikante Homologie
zu irgendeinem bekannten Protein.
-
4. Gentechnische
Herstellung des TNF-inhibierenden Proteins
-
Diese
Erfindung betrifft ferner DNA-Moleküle, die die das erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein codierende Nucleotidsequenz enthalten, diese DNA-Moleküle enthaltende,
replizierbare Expressionsvehikel, damit transformierte Wirte und
das durch Expression in so transformierten Wirten produzierte TNF-inhibierende
Protein. Der Begriff "DNA-Moleküle" schließt genomische
DNA, cDNA, synthetische DNA und Kombinationen davon ein.
-
Die
Clonierung des TNF-inhibierenden Proteins kann mit verschiedenen
Verfahren durchgeführt
werden. Gemäß einer
Vorgehensweise werden spezifische Antikörper (polyclonale oder monoclonale)
gegen das TNF-inhibierende Protein produziert und zur Clonierung
der cDNA des TNF-inhibierenden Proteins verwendet. Diese Vorgehensweise
umfaßt
die drei nachstehend beschriebenen Schritte:
-
a) Herstellung der Antikörper
-
Die
Antikörper
gegen das TNF-inhibierende Protein können produziert werden, indem
entweder das erfindungsgemäße, im wesentlichen
aufgereinigte TNF-inhibierende Protein oder ein oder mehrere synthetische
Peptide, deren Sequenz mit der des bekannten Proteins identisch
ist, z. B. mit der Proteinsequenz des N-Terminus, verwendet werden
oder indem eine der Nucleotidsequenzen, die von der Aminosäuresequenz des
TNF-inhibierenden Proteins abgeleitet werden können, an das das Protein A
codierende Gen fusioniert und das fusionierte Protein aus Protein
A - TNF-inhibierendem Protein in E. coli exprimiert wird. Um polyclonale Antikörper zu
erhalten, werden das im wesentlichen aufgereinigte TNF-inhibierende Protein
oder die an ein Trägerprotein
gebundenen synthetischen Peptide in Kaninchen injiziert. Zur Produktion
von monoclonalen Antikörpern
wird das synthetische Gen des Fusionsproteins aus Protein A - TNF-inhibierendem Protein
in E. coli exprimiert, das erhaltene Fusionsprotein durch Affinitätschromatographie
an einer IgG-Sepharosesäule gereinigt
und in Mäuse
injiziert. Alternativ wird das aufgereinigte erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein in Mäuse
injiziert.
-
b) Absuchen von das TNF-inhibierende
Protein produzierenden Zellen
-
Die
Antikörper
gegen das TNF-inhibierende Protein werden im Immunofluoreszenz-
oder Western-Blot-Verfahren zur Suche nach Zellen, die das TNF-inhibierende
Protein produzieren, verwendet.
-
c) Herstellung von cDNA
aus produzierenden Zellen
-
mRNA
wird aus den das TNF-inhibierende Protein produzierenden Zellen
extrahiert und aus ihr unter Verwendung von Reverser Transkriptase
cDNA hergestellt. Die cDNA wird in einen Expressionvektor, beispielsweise λgt11, cloniert
und unter Verwendung der Antikörper
abgesucht. Der λgt11-Expressionsvektor kann
zur Insertion von DNA mit einer Länge von bis zu 7 kb in die
einzige EcoRI-Stelle 53 Basen stromaufwärts des beta-Galactosidase-Terminationscodons
verwendet werden. Daher können
Fremd-DNA-Sequenzen in diese Stelle inseriert und unter geeigneten
Bedingungen als Fusionsproteine exprimiert werden. Der λgt11-Expressionsvektor
kann besonders zur Konstruktion von cDNA-Banken, die mit Antikörpersonden
abgesucht werden, wie hier beschrieben, verwendet werden (T. V.
Huynh et al., in: DNA Cloning Techniques: A Practical Approach,
David Glover (Hrsg.), IRL Press, Oxford (1984), S. 49–78).
-
In
einer anderen Ausführungsform
wird ein synthetisches Oligonucleotid oder ein Gemisch von synthetischen
Oligonucleotiden, deren Sequenz von der Sequenz eines Fragments
des Proteins, z. B. der N-terminalen Aminosäuresequenz des TNF-inhibierenden
Proteins, abgeleitet ist, produziert, und dieses Oligonucleotid
oder das Gemisch von Oligonucleotiden werden als Sonde zur Clonierung
der das TNF-inhibierende Protein
codierenden cDNA oder genomischen DNA verwendet.
-
Die
genomische DNA kann gegebenenfalls natürlich vorkommende Introns enthalten.
Sie kann beispielsweise durch Extraktion aus geeigneten Zellen und
Reinigung durch im Stand der Technik bekannte Verfahren erhalten
werden. Geeignete DNA-Präparate,
beispielsweise menschliche genomische DNA, werden durch Restriktionsenzyme
enzymatisch oder durch Scherkräfte
unspezifisch gespalten und die Fragmente zur Konstruktion einer
Genbank in geeignete rekombinante Vektoren inseriert. Derartige
Vektoren können
anschließend mit
synthetischen Oligonucleotidsonden abgesucht werden, um eine das
erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein codierende Sequenz zu identifizieren.
-
Alternativ
wird mRNA aus einer das erfindungsgemäße Protein exprimierenden Zelle
isoliert und zur Herstellung von cDNA durch im Stand der Technik übliche Verfahren
verwendet. Diese cDNA kann nach ihrer Umwandlung in die doppelsträngige Form
cloniert werden und der erhaltene Clon mit einer geeigneten Sonde für die die
gewünschten
Sequenzen codierende cDNA abgesucht werden. Nach der Isolierung
des gewünschten
Clons kann die cDNA im wesentlichen so wie die genomische DNA behandelt
werden. cDNA enthält
jedoch keine Introns oder intervenierende Sequenzen.
-
Zur
Synthese der als Sonden verwendeten Oligonucleotide kann entweder
eine Sequenzanalyse des intakten TNF-inhibierenden Proteins durchgeführt werden,
oder es können
Peptidfragmente davon gewonnen und deren Aminosäuresequenz ermittelt werden.
Zur Gewinnung von Peptidfragmenten werden gereinigte Proteinpräparate durch
im Stand der Technik übliche
Verfahren fragmentiert, z. B. durch Spaltung mit Proteasen, beispielsweise
Trypsin, Chymotrypsin oder Papain (Y. Oike et al., J. Biol. Chem.
257 (1982), 9751–9758). Die
durch Spaltung produzierten Peptidfragmente werden durch Umkehrphasen-HPLC
getrennt und durch automatische Aminosäuresequenzierungsverfahren
sequenziert.
-
Wie
vorstehend beschrieben, wurde die den ersten 16 Aminosäuren am
N-Terminus des Proteins entsprechende Sequenz durch Analyse des
im wesentlichen aufgereinigten TNF-inhibierenden Proteins in einem automatischen
Sequenzierer ermittelt und die nachstehend beschriebene Aminosäuresequenz
erhalten:
-
Nach
der Sequenzierung eines oder mehrerer geeigneter Peptidfragmente
oder der Bestimmung einer partiellen Sequenz des Proteins werden
die sie codierenden DNA-Sequenzen untersucht. Aufgrund der Degeneration
des genetischen Codes kann mehr als ein Codon zur Codierung einer
bestimmten Aminosäure
verwendet werden, und es können
ein oder mehrere verschiedene Oligonucleotide produziert werden,
die alle Peptidfragmente des TNF-inhibierenden Proteins codieren
können
(J. D. Watson, in: Molecular Biology of the Gene, 3. Aufl. (1977),
356–357,
W. A. Benjamin, Inc., Menlo Park, CA). Jedoch nur ein Oligonucleotid
dieses Sets enthält
die Nucleotidsequenz, die mit der Nucleotidsequenz des Gens identisch
ist. Seine Gegenwart im Set und seine Fähigkeit zur Hybridisierung
an die DNA selbst in Gegenwart der anderen Oligonucleotide des Sets
ermöglichen
die Verwendung des nichtfraktionierten Sets von Oligonucleotiden
in der gleichen Weise, in der ein einzelnes Oligonucleotid zur Clonierung
des das Peptid codierenden Gens verwendet wird. Die Verwendung eines
derartigen Oligonucleotids oder dieses Sets von Oligonucleotiden,
die die Sequenz enthalten, die die Genfragmente des TNF-inhibierenden
Proteins mit der theoretisch höchsten
Wahrscheinlichkeit codieren können
(gemäß den "Gesetzmäßigkeiten
der Codonverwendung",
die von R. Lathe et al., J. Mol. Biol. 183 (1985), 1–12, beschrieben
werden), ermöglicht
die Identifizierung der Sequenz eines komplementären Oligonucleotids oder Sets
von Oligonucleotiden, die an die Sequenz mit der höchsten Wahrscheinlichkeit
hybridisieren können,
die das TNF-inhibierende Protein oder an mindestens einen Teil davon
oder ein Set derartiger Sequenzen codieren können. Dieses eine komplementäre Sequenz
enthaltende Oligonucleotid kann anschließend synthetisiert und als
Sonde zur Identifizierung und Isolierung des Gens des erfindungsgemäßen TNF-inhibierenden
Proteins verwendet werden (T. Maniatis et al., Molecular Cloning:
A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Press, Cold Spring Harbor,
NY (1982)).
-
Ein
geeignetes Oligonucleotid oder Set von Oligonucleotiden, die ein
Genfragment des TNF-inhibierenden Proteins codieren können (oder
das zu einem derartigen Oligo nucleotid oder Set von Oligonucleotiden komplementär ist),
wird nach der durch das vorstehend beschriebene Verfahren durchgeführten Identifizierung synthetisiert
und an eine DNA oder vorzugsweise ein cDNA-Präparat hybridisiert, die von
Zellen stammen, die das gewünschte
Gen exprimieren können,
vorzugsweise nachdem die gewünschten
Sequenzen in der cDNA-Quelle
angereichert wurden, z. B. durch Extraktion von RNA aus Zellen,
die große
Mengen des gewünschten
Gens produzieren, und anschließende
Umwandlung in die entsprechende cDNA unter Verwendung des Enzyms
Reverse Transkriptase.
-
Verfahren
zur Hybridisierung von Nucleinsäuren
sind bekannt und werden beispielsweise von T. Maniatis, Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, s. o., und von B. T. Haymes et al.,
Nucleic Acid Hybridization: A Practical Approach, IRL Press, Oxford,
England (1985), beschrieben. Durch Hybridisierung mit der vorstehend
beschriebenen Nucleotidsonde oder mit einem Set von Nucleotidsonden
können
in einer cDNA-Bank oder Genombank die hybridisierenden DNA-Sequenzen
identifiziert und anschließend
analysiert werden, um festzustellen, in welchem Umfang sie das erfindungsgemäße TNF-inhibierende Protein
codierende Sequenzen enthalten.
-
Durch
gleiche oder ähnliche
Verfahren konnten die Gene für
mehrere menschliche Proteine, beispielsweise für den Gewebe-Plasminogenaktivator,
erfolgreich cloniert werden (D. Pennica et al., Nature 301 (1983), 214–221).
-
Die
DNA-Moleküle,
die das erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein codieren und durch die vorstehend beschriebenen Verfahren
erhalten wurden, werden anschließend durch im Stand der Technik übliche Verfahren
in passend konstruierte Expressionsvektoren inseriert (vgl. Maniatis
et al., s. o.). Doppelsträngige cDNA
wird nach Versehen mit homopolymeren Enden oder Restriktionsverknüpfung, wobei
synthetische DNA-Linker oder Ligierungsverfahren mit glatten Enden
verwendet werden, in Plasmidvektoren ligiert. DNA-Ligasen werden
zur Ligierung der DNA-Moleküle
verwendet und durch Behandlung mit alkalischer Phosphatase eine
unerwünschtes
Zusammenlagern verhindert.
-
Damit
ein Expressionsvektor ein gewünschtes
Protein exprimieren kann, muß er
auch spezifische Nucleotidsequenzen enthalten, die für die Regulation
von Transkription und Translation wichtige Informationen enthalten
und so mit der das gewünschte
Protein codierenden DNA verknüpft
sind, daß eine
Genexpression und Produktion des Proteins möglich sind. Zur Transkription
des Gens muß sich
vor ihm zunächst
ein von einer RNA-Polymerase erkennbarer Promotor befinden, an den
die Polymerase binden kann, um dadurch die Transkription zu initiieren.
Es können
mehrere dieser unterschiedlich effizienten Promotoren (starke und
schwache Promotoren) verwendet werden. Es gibt Unterschiede zwischen
Promotoren von prokaryotischen und eukaryotischen Zellen.
-
Die
in der vorliegenden Erfindung verwendbaren Promotoren können entweder
konstitutiv, beispielsweise der int-Promotor des Bacteriophagen λ, der bla-Promotor
des beta-Lactamasegens
von pBR322 und der CAT-Promotor des Chloramphenicol-Acetyl-Transferasegens
von pPR325 etc., oder induzierbar sein, beispielsweise prokaryotische
Promotoren, wobei die rechten und linken Hauptpromotoren des Bacteriophagen λ (PL und PR), die trp-,
recA-, lacZ-, lacI-, ompF und gal-Promotoren von E. coli oder der
trp-lac-Hybridpromotor etc.
eingeschlossen sind ( B. R. Glick, J. Ind. Microbiol. 1 (1987),
277–282).
-
Außer der
Verwendung von starken Promotoren zur Erzeugung großer Mengen
mRNA für
ein hohes Genexpressionsniveau in prokaryotischen Zellen müssen auch
Ribosomenbindungsstellen verwendet werden, um eine effiziente Translation
der mRNA sicherzustellen. Ein Beispiel dafür ist die Shine-Dalgarno-Sequenz
(SD-Sequenz), die vor dem Initiationscodon richtig positioniert
werden muß und
zu der 3'-terminalen Sequenz
der 16S RNA komplementär
ist.
-
In
eukaryotischen Wirten können
in Abhängigkeit
von der Natur des Wirts unterschiedliche transkriptionale und translationale
Regulationssequenzen verwendet werden. Sie können von Viren stammen, beispielsweise
Adenovirus, Rinder-Papillomavirus,
Simianvirus etc., in denen die regulatori schen Signale mit einem
bestimmten Gen mit einem hohen Expressionsniveau assoziiert sind.
Beispiele dafür
sind der TK-Promotor des Herpesvirus, der frühe SV40-Promotor, der Hefe-gal4-Genpromotor
etc. Es können
regulierende Signale zur Initiation der Transkription gewählt werden,
die eine Repression und Aktivierung ermöglichen, so daß die Expression
der Gene moduliert werden kann.
-
Die
DNA-Moleküle,
die die das erfindungsgemäße TNF-inhibierende Protein
codierende Nucleotidsequenz und die funktionell verbundenen regulatorischen
Signale für
Transkription und Translation enthalten, werden in einen Vektor
inseriert, der die gewünschten
Gensequenzen in das Wirtszellchromosom integrieren kann. Die Zellen,
die die eingeführte
DNA stabil in ihr Chromosom integriert haben, können selektiert werden, indem
zusätzlich
ein oder mehrere Marker, die die Selektion der den Expressionsvektor
enthaltenden Wirtszellen ermöglichen,
eingeführt
werden. Der Marker kann einem auxotrophen Wirt eine Prototrophie
und eine biozide Resistenz, z. B. gegen Antibiotika oder Schwermetalle,
beispielsweise Kupfer, etc. verleihen. Das selektierbare Markergen
kann entweder direkt mit den exprimierenden DNA-Gensequenzen verknüpft sein oder durch Cotransfektion
in die gleiche Zelle eingeführt
werden. Weitere Elemente können
ebenfalls für
eine optimale Synthese der einzelsträngigen mRNA eines Bindungsproteins
erforderlich sein. Diese Elemente können Spleißsignale, sowie Transkriptionspromotoren,
Enhancer und Terminationssignale einschließen. cDNA-Expressionsvektoren,
die derartige Elemente enthalten, schließen auch die von H. Okayama,
Mol. Cel. Biol. 3 (1983), 280, beschriebenen ein.
-
In
einer bevorzugten Ausführungsform
wird das eingeführte
DNA-Molekül
in ein Plasmid oder einen Virusvektor, die im Wirt autonom replizieren
können,
eingeschlossen. Beispiele für
wichtige Faktoren bei der Wahl eines bestimmten Plasmids oder Virusvektors
sind: Die Einfachheit, mit der Vektor-enthaltende Rezipientenzellen
erkannt und von den Rezipientenzellen ohne Vektor unterschieden
werden können, die
in einem bestimmten Wirt gewünschte
Kopienzahl des Vektors, und die Möglichkeit den Vektor in Wirtszellen
unterschiedlicher Arten zu verwenden.
-
Beispiele
für bevorzugte
prokaryotische Vektoren sind beispielsweise in E. coli replizierende
Plasmide, beispielsweise pBR322, ColE1, pSC101, pACYC 184 etc. (vgl.
Maniatis et al., Molecular Cloning: A Laboratory Manual, s. o.),
Bacillus-Plasmide, beispielsweise pC194, pC221, pT127 etc. (T. Gryczan,
The Molecular Biology of the Bacilli, Academic Press, NY, (1982),
S. 307–329),
Streptomyces-Plasmide, beispielsweise pIJ101 (K. J. Kendall et al.,
J. Bacteriol. 169 (1987), 4177–4183),
Streptomyces-Bacteriophagen, beispielsweise ϕC31 (K. F.
Chater et al., in: Sixth International Symposium on Actinomycetales
Biology, Akademiai Kaido, Budapest, Ungarn (1986), S. 45–54) und
Pseudomonas-Plasmide
(J. F. John et al., Rev. Infect. Dis. 8 (1986), 693–704, und
K. Izaki, Jpn. J. Bacteriol. 33 (1978), 729–742).
-
Beispiele
für bevorzugte
eukaryotische Plasmide sind PBV, Vaccinia, SV40, 2-Micron-Plasmid
etc. oder deren Derivate. Derartige Plasmide sind im Stand der Technik
gut bekannt (D. Botstein et al., Miami Wint. Symp. 19 (1982), 265–274, J.
R. Broach, in: The Molecular Biology Of the Yeast Saccharomyces:
Life Cycle and Inheritance, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold
Spring Harbor, NY, (1981), S. 445–470, J. R. Broach, Cell 28
(1982), 203–204,
D. P. Bollon et al., J. Clin. Hematol. Oncol. 10 (1980), 39–48, und
T. Maniatis, in: Cell Biology: A Comprehensive Treatise, Bd. 3:
Gene Expression, Academic Press, N. Y., (1980), S. 563–608).
-
Nach
der Herstellung des Vektors oder der DNA-Sequenz, die das (die)
Konstrukt(e) enthalten, kann (können)
das (die) Konstrukt(e) durch verschiedene Verfahren, beispielsweise
durch Transformation, Transfektion, Konjugation, Protoplastenfusion,
Elektroporation, Calciumphosphatfällung, direkte Mikroinjektion
etc. in eine geeignete Wirtszelle eingeführt werden.
-
In
dieser Erfindung können
prokaryotische oder eukaryotische Wirtszellen verwendet werden.
Beispiele für
bevorzugte prokaryotische Wirte sind Bakterien, beispielsweise E.
coli, Bacillus, Streptomyces, Pseudomonas, Salmonella, Serratia
etc. Der am meisten bevorzugte prokaryotische Wirt ist E. coli.
Beispiele für
bakterielle Wirte von besonderem Interesse sind die E. coli-Stämme K12
294 (ATCC 31446), x1776 (ATCC 31537), W3110 (F–,
lambda–,
prototroph (ATCC 27325)) und weitere Enterobakterien, beispielsweise
Salmonella typhimurium oder Serratia marcescens und verschiedene
Pseudomonas-Arten. Unter derartigen Bedingungen wird das Protein
nicht glycosyliert. Der prokaryotische Wirt muß mit dem Replikon und den
Kontrollsequenzen im Expressionsplasmid kompatibel sein.
-
Bevorzugte
eukaryotische Wirte sind Säugerzellen,
z. B. menschliche Zellen, Affenzellen, Mauszellen und Ovarialzellen
des chinesischen Hamsters (CHO-Zellen), da sie Proteinmoleküle posttranslational
modifizieren, wozu eine korrekte Faltung oder eine Glycosylierung
an den richtigen Stellen gehören.
Hefezellen können
ebenfalls posttranslationale Peptidmodifikationen, einschließlich einer
Glycosylierung, durchführen.
Es gibt einige DNA-Rekombinationsverfahren, in denen zur Produktion
der gewünschten
Proteine in Hefe starke Promotorsequenzen und Plasmide mit hoher
Kopienzahl verwendet werden. Die Hefe erkennt Leadersequenzen auf
clonierten Säuger-Genprodukten
und sezerniert Leadersequenzen tragende Peptide (d. h. Präpeptide).
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Nach
der Einführung
des Vektors werden die Wirtszellen in einem selektiven Medium, das
auf das Wachstum von Vektor-enthaltenden Zellen selektiert, gezüchtet. Die
Expression der clonierten Gensequenz(en) bewirkt die Produktion
des gewünschten
TNF-inhibierenden Proteins oder eines Fragments davon. Das exprimierte
Protein wird anschließend
isoliert und durch in der vorliegenden Anmeldung beschriebene Reinigungsverfahren
(Abschnitt 3, s. o.) oder jedes andere übliche Verfahren, das eine
Extraktion, Aus fällung, Chromatographie,
Elektrophorese etc. einschließt,
gereinigt.
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Ein
weiteres Reinigungsverfahren, das bevorzugt zur Reinigung des erfindungsgemäßen Proteins
verwendet werden kann, ist die Affinitätschromatographie. Zu diesem
Zweck werden monoclonale Antikörper
gegen das TNF-inhibierende Protein produziert und auf einer Gelmatrix
innerhalb einer Säule
immobilisiert. Ungereinigte Präparate,
die das rekombinante Protein enthalten, werden durch die Säule geleitet.
Das Protein wird durch den spezifischen Antikörper an die Säule gebunden,
während
Unreinheiten durchlaufen. Nach dem Waschen wird das Protein durch
eine Veränderung
des pH-Werts oder der Ionenstärke
aus dem Gel eluiert.
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Die
in der vorliegenden Erfindung verwendeten monoclonalen Antikörper können unter
Verwendung von üblichen
Hybridom-Verfahren (Köhler
et al., Nature 256 (1975), 495, und Köhler et al., Eur. J. Immunol.
6 (1976), 511) produziert werden. Üblicherweise wird in diesen
Verfahren ein Tier mit dem gewünschten
gereinigten Proteinantigen oder einem synthetischen Peptid, das
die an einen geeigneten Träger,
beispielsweise Rinderserumalbumin, konjugierte N-terminale Sequenz des gewünschten
Proteins aufweist, immunisiert. Milzzellen derartiger Tiere werden
isoliert und mit einer geeigneten Myelomzellinie fusioniert. Nach
der Fusion werden die erhaltenen Hybridomzellen in einem HAT-Selektionsmedium
gezüchtet
und anschließend
cloniert. Die durch eine derartige Selektion erhaltenen Hybridomzellen
werden anschließend
untersucht, um Clone zu identifizieren, die das TNF-inhibierende
Protein bindende Antikörper
sezernieren. Nach der Identifizierung kann der gewünschte Clon
in großen
Mengen entweder in einer Suspensionskultur oder in Aszitesflüssigkeit
durch Injektion der Zellen in das Peritoneum von geeigneten Wirtsmäusen gezüchtet werden.
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Mit
diesen von diesen Hybridomen produzierten, gereinigten und immobilisierten
monoclonalen Antikörpern
kann das TNF-inhibierende Protein in einem Affinitätsreinigungs verfahren
unter Verwendung einer Immunadsorbtionssäule sehr effizient gereinigt
werden.
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5. Verwendbarkeit
und Zusammensetzungen
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Das
TNF-inhibierende Protein, Salze, funktionelle Derivate oder aktive
Fraktionen, mit Ausnahme von Vorläufern, und Gemische davon können zur
Bekämpfung
der schädlichen
Wirkungen von TNF in Säugern verwendet
werden, d. h., zur Behandlung von Zuständen, in denen ein TNF-Überschuß endogen
gebildet oder exogen verabreicht wird.
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Die
vorliegende Erfindung betrifft ferner Arzneimittel, die einen pharmazeutisch
verträglichen
Träger und
das erfindungsgemäße TNF-inhibierende
Protein oder Salze, funktionelle Derivate oder aktive Fraktionen, mit
Ausnahme von Vorläufern,
oder Gemische davon als aktive(n) Bestandteil(e) enthalten. Diese
Zusammensetzungen können
für alle
Zustände
verwendet werden, in denen eine Überproduktion
von endogenem TNF erfolgt, beispielsweise bei einem septischen Schock,
Kachexie, Transplantat-Abstoßungsreaktionen,
Autoimmunkrankheiten wie rheumatische Arthritis etc. Der Verabreichungsweg
kann einer der üblichen
Verabreichungswege für ähnliche
Wirkstoffe sein und vom zu behandelnden Zustand abhängen, z.
B. eine intravenöse Injektion
bei einem septischen Schock oder eine lokale Injektion bei rheumatischer
Arthritis (beispielsweise in das Knie) oder kontinuierlich durch
Infusion etc. Die Zusammensetzungen können außerdem bei einer durch exogene
Verabreichung von großen
TNF-Mengen (Überdosen)
bewirkten TNF-Intoxikation verwendet werden.
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Die
erfindungsgemäßen Arzneimittel
werden zur Verabreichung durch Vermischen des Proteins oder seiner
Derivate mit physiologisch verträglichen
Trägern,
Stabilisatoren und Excipienten und in Dosierungsform, z. B. durch
Gefriertrocknung in Dosierungsgefäßen, hergestellt. Die Menge
des zu verabreichenden aktiven Bestandteils hängt vom Verabreichungsweg,
der zu behandelnden Krankheit und dem Zustand des Patienten ab.
Das TNF-inhibierende Protein muß dem Körpergewicht
entsprechend verabreicht werden, wenn eine lokale Injektion bei
akuter rheumatischer Athritis oder eine intravenöse Infusion bei einem septischen Schock
behandelt werden soll.
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Schließlich betrifft
die vorliegende Erfindung die Verwendung des oben beschriebenen
Antikörpers
gegen das TNF-inhibierende Protein zur Aufreinigung dieses Proteins.
In einer bevorzugten Ausführungsform
ist der Antikörper
ein monoclonaler Antikörper.