DE3713873A1 - Enkastine: neue glycopeptide mit enkephalinase-hemmender wirkung, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung als pharmazeutische praeparate - Google Patents
Enkastine: neue glycopeptide mit enkephalinase-hemmender wirkung, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung als pharmazeutische praeparateInfo
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Description
Die Erfindung betrifft neue, biologisch aktive Glycopeptide.
Sie besitzen Enkephalinase-hemmende Eigenschaften und
können daher z. B. als Analgetika in der Human- und
Tiermedizin verwendet werden. Es werden Verfahren zu
ihrer Herstellung beschrieben.
Enkastine sind Verbindungen, in denen ein Monosaccharid über
einen Aminstickstoff mit einem Dipeptid verknüpft ist.
Verbindungen wie N-(1-Desoxy-b-D-fructopyranos-1-yl)-Gly-
Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D-fructopyranos-1-yl)-Gly-Ser-OH
sind bereits aus B.N. Stepanenko und N.N. Borodina, Prikl.
Biokhim. Mikrobio. 12 (1) (1976) 5-13 [C.A. 85: 143 425 h]
bekannt.
Als analgetisch wirksame Enkephalinase-Inhibitoren sind
verschiedene Verbindungsklassen beschrieben worden.
Gemeinsam ist ihnen eine funktionelle Gruppe in
Nachbarstellung zu einer lipophilen Aminosäure, die mit
dem an der Katalyse essentiell beteiligten Zn2+ dieses
Metallo-Enzyms eine Koordinations-Verbindung eingehen
können. Zu diesen funktionellen Gruppen zählen z. B. -SH,
HO-NH-CO-, -P(=O)OH-R und -COOH (R.E. Chipkin, Drugs of the
Future 11 (7) (1986), 593-606). Es ist ferner bekannt, daß
solche Verbindungen nicht nur Enkephalinase hemmen, sondern
auch das aus Bakterien isolierbare Enzym Thermolysin (M.
Pozsgay, C. Michaud, M. Liebmann und M. Orlowski,
BIOCHEMISTRY 25 (1986) 1292-1299).
Der Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde,
Verbindungen zu finden, die spezifisch Enkephalinase hemmen.
Diese Aufgabe wird erfindungsgemäß gelöst durch die
Verbindungen der allgemeinen Formel I,
Sacch - A - B - R (I)
in welcher
Sacchfür einen Monosaccharid-Rest,
Afür den Rest einer neutralen Aminosäure,
Bfür den Rest einer neutralen Aminosäure oder einer
gegebenenfalls ω-substituierten bifunktionellen
sauren oder basischen Aminosäure und
Rfür Hydroxyl, (C₁-C₈)-Alkoxy einen Amin-Rest, der
gegebenenfalls durch ein oder zwei gleiche oder
verschiedene Reste aus der Reihe (C₁-C₈)-Alkyl,
(C₅-C₈)-Cycloalkyl, (C₅-C₈)-Heteroalkyl oder
(C₅-C₈)-Heteroaryl substituiert ist, oder ein
anderes Säurederivat stehen,
oder deren physiologisch verträgliche Salze, mit der
Maßgabe, das die Verbindungen N-(1-Desoxy-β-D-
fructopyranos-1-yl)-Gly-Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D-
fructopyranos-1-yl)-Gly-Ser-OH ausgenommen sind.
Als Salze kommen insbesondere Alkali- und Erdalkalisalze,
Salze mit physiologisch verträglichen Aminen und Salze mit
anorganischen und organischen Säuren wie z. B. HCl, HBr,
H₂SO₄, H₃PO₄, Maleinsäure, Fumarsäure, Citronensäure,
Weinsäure, Essigsäure in Frage.
Falls im Einzelfall nicht anders angegeben, können Alkyl
und Alkoxy geradkettig oder verzweigt sein.
Bevorzugt sind solche Reste A und B, die sich von natürlich
vorkommenden α-Aminosäuren - insbesondere L-Aminosäuren -
(s. z. B. Schröder, Lübke, "The Peptides", Volume I, New
York 1965, Seiten 137-270), deren Antipoden oder deren
einfachen Metaboliten ableiten. Die Chiralitätszentren in
den Peptiden können jeweils die R-, S- oder R,S-Konfiguration
besitzen.
Im folgenden werden die Aminosäuren durch Symbole
beschrieben, wie sie in L. Styrer, "Biochemistry" (W.H.
Freeman & Company, San Francisco, 1972, Seite 14ff.)
verwendet werden. Diesen Symbolen wird das Symbol "D"
vorangestellt, wenn es sich um den Rest einer D-Aminosäure
handelt; Reste ohne Konfigurationssymbol sind L-konfiguriert.
Sacch. kann beispielsweise eine Triose, Tetrose oder ein
Furanosyl- oder Pyranosyl-Rest sein, der sich von
Aldopentosen, Aldohexosen, Ketopentosen, Ketohexosen,
Desoxyaldosen und Aminoaldosen sowie den Stereoisomeren
ableitet, insbesondere von D- oder L-Monosacchariden wie
Ribose (Rib), Arabinose (Ara), Xylose (Xyl), Lyxose (Lyx),
Allose (All), Altrose (Alt), Glucose (Glc), Mannose (Man),
Gulose (Gul), Idose (Ido), Galactose (Gal), Talose (Tal),
Erythrose (Ery), Threose (Thr), Psicose (Psi), Fructose
(Fru), Sorbose (Sor), Tagatose (Tag), Xylulose (Xyu),
Fucose (Fuc), Rhamnose (Rha), Olivose (Oli), Oliose (Olo),
Mycarose (Myc), Rhodosamin (RN), N-Acetylglucosamin
(GlcNac), N-Acetyl-Galactosamin (GalNAc), N-Acetyl
mannosamin (ManNAc) sowie deren synthetischen Derivate
wie 2-Desoxy-, 2-Amino-, 2-Acetamido- oder 2-Halogeno-,
bevorzugt Bromo- oder Jodo-Zucker; oder ein Inosit. Sacch.
kann in der α- oder β-Form bevorzugt jedoch in der β-Form,
und auch als Monosaccharid-Derivat vorliegen.
Bevorzugt sind Glycopeptide der Formel I in welcher
Sacchder Rest einer Aldohexose oder Ketohexose,
AIle, Phe, Leu, Val, Thr, Ser, Gly oder Ala,
BAsp, Asx, Glu, Glx, Ser, Thr oder Gly und
wobei die Verbindungen N-(1-Desoxy-β-D-fructopyranos-1-yl)-
Gly-Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D-fructopyranos-1-yl)-Gly-
Ser-OH ausgenommen sind.
Glycopeptide der Formel I in welcher
SacchFructosyl,
AIle, Phe, Val oder Ala
BAsp, Glu oder Ser und
RHydroxy bedeuten,
sind besonders bevorzugt.
Folgende Glycopeptide seien insbesondere genannt:
Enkastin ID
Enkastin ID
N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl) - Ile - Asp - OH
Enkastin VD
Enkastin VD
N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl) - Val - Asp -OH
Enkastin AD
Enkastin AD
N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl) - Ala - Asp - OH
Enkastin IE
Enkastin IE
N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl) - Ile - Glu - OH
Enkastin VE
Enkastin VE
N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl) - Val - Glu - OH
Enkastin AE
Enkastin AE
1-Desoxyfructopyranosyl - Ala - Glu - OH
Die Erfindung betrifft ferner ein Verfahren zur Herstellung
der Verbindungen der Formel I, das dadurch gekennzeichnet
ist, daß
- a) Streptomyces albus (ATCC 21838), sowie seine Varianten und Mutanten in einem Nährmedium kultiviert werden bis sich die Verbindung der Formel I, in der Sacch. für einen N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl)-Rest, A für Ala, Val oder Ile, B für Asp oder Glu und R für Hydroxyl stehen, in der Kultur anhäuft, und diese gegebenenfalls
- b) isoliert, gereinigt und derivatisiert wird.
In einer Nährlösung, die eine Kohlenstoffquelle und eine
Stickstoffquelle sowie die üblichen anorganischen Salze
enthält, produziert Streptomyces albus, ATCC 21838, unter
anderem Enkastin ID, Enkastin VD, Enkastin AD, Enkastin IE,
Enkastin VE sowie Enkastin AE.
Anstelle des Stammes ATCC 21838 können natürlich auch
seine Mutanten und Varianten eingesetzt werden, soweit
sie mindestens eine dieser Verbindungen synthetisieren.
Solche Mutanten können in an sich bekannter Weise durch
physikalische Mittel, beispielsweise Bestrahlung, wie mit
Ultraviolett- oder Röntgenstrahlen oder chemische
Mutagene, wie beispielsweise Ethansulfonsäuremethylester
(Ethylmethylsulfonat, EMS) oder 2-Hydroxy-4-
methoxybenzophenon (MOB), erzeugt werden.
Als bevorzugte Kohlenstoffquellen für die aerobe
Fermentation eignen sich assimilierbare Kohlenhydrate und
Zuckeralkohole, wie Glukose, Laktose oder D-Mannit sowie
kohlenhydrathaltige Naturprodukte, wie Malzextrakt sowie
Öle und Fette. Als stickstoffhaltige Nährstoffe kommen in
Betracht: Aminosäuren, Peptide und Proteine sowie deren
Abbauprodukte, wie Peptone oder Tryptone, ferner
Fleischextrakte, gemahlene Samen, beispielsweise von Mais,
Weizen, Bohnen, Soja oder der Baumwollpflanze,
Destillationsrückstände der Alkoholherstellung,
Fleischmehle oder Hefeextrakte, aber auch Ammoniumsalze und
Nitrate. An anderen anorganischen Salzen kann die
Nährlösung beispielsweise Chloride, Carbonate, Sulfate oder
Phosphate der Alkali- oder Erdalkalimetalle oder
Spurenelemente wie z. B. Eisen, Zink, Kobalt und Mangan
enthalten.
Die Bildung der Enkastine verläuft besonders gut in einer
Nährlösung, die 0,1 bis 15% Nährstoffbestandteile, wie
Sojamehl, Sojaöl und Mannit, insbesondere jeweils 0,1 bis
3% bezogen auf das Gewicht der gesamten Nährlösung
enthält. Die Fermentation erfolgt aerob, also
beispielsweise submers unter Schütteln oder Rühren in
Schüttelkolben oder Fermentern, gegebenenfalls unter
Einführen von Luft oder Sauerstoff. Die Fermentation kann
in einem Temperaturbereich von etwa 18 bis 35°C,
vorzugsweise bei etwa 25 bis 30°C, insbesondere bei 28 bis
30°C erfolgen. Der pH-Bereich sollte zwischen 6 und 8
liegen, vorteilhaft zwischen 6,5 und 7,5. Unter diesen
Bedingungen zeigt die Kulturbrühe im allgemeinen nach 6 bis
15 Tagen eine nennenswerte enkephalinasehemmende Wirkung.
Vorteilhaft kultiviert man in mehreren Stufen, d. h. man
stellt zunächst eine oder mehrere Vorkulturen in einem
flüssigen Nährmedium her, die dann in das eigentliche
Produktionsmedium, die Hauptkultur, beispielsweise im
Volumenverhältnis 1 : 10, überimpft werden. Die Vorkultur
erhält man z. B., indem man ein versportes Mycel in eine
Nährlösung überimpft und etwa 80 bis 400 Stunden wachsen
läßt. Das versporte Mycel kann erhalten werden, indem man
den Stamm etwa 12 Tage auf einem festen oder flüssigen
Nährboden, beispielsweise Hefe-Malz-Agar, wachsen läßt.
Der Fermentationsverlauf kann anhand des pH-Wertes der
Kultur oder dem Mycelvolumen, durch Ausprüfen der
biologischen Aktivität überwacht werden. Die Enkastine
sind sowohl im Mycel als auch im Kulturfiltrat enthalten.
Die Hauptmenge der Enkastine ist jedoch im allgemeinen im
Kulturfiltrat zu finden.
Die Isolierung der genannten Verbindungen aus dem
Kulturmedium erfolgt nach bekannten Methoden unter
Berücksichtigung der chemischen, physikalischen und
biologischen Eigenschaften der Produkte, wie beispielsweise
Chromatographie an Ionenaustauschern, Molekularsieben,
Adsorptionsharzen und Reversed-Phase-Trägern, durch
Lösungsmittelfällungen, Reversosmose und andere.
Vorteilhaft ist es auch, die wäßrige Phase vom Mycel,
beispielsweise durch Filtration oder Zentrifugation zu
trennen, und die Enkastine aus den jeweiligen Phasen zu
isolieren und zu reinigen.
Ein bevorzugtes Verfahren besteht darin, daß das
Kulturfiltrat zur Entfettung mit Butanol extrahiert und die
wäßrige Phase im Vakuum eingeengt wird. Das mit der 2- bis
5fachen Menge Methanol verdünnte wäßrige Konzentrat wird
durch Zentrifugation von den ausgefallenen hochmolekularen
Stoffen befreit. Aus dem wäßrig-methanolischen Überstand
werden dann mit stark sauren Ionenaustauschern wie z. B.
Dowex® 50 WX 2 zunächst die basischen, und daraus
anschließend mit einem Anionenaustauscher wie z. B.
Amberlite ® IRA-68 die amphoteren Substanzen isoliert. Diese
Fraktion enthält die Enkastine. Nach Entsalzung mit Hilfe
eines Molekularsiebes wie z. B. Sephadex® G-15 werden durch
präparative HPLC z. B. an Reversed-Phase RP-18 die einzelnen
Enkastin-Komponenten gewonnen.
Es ist jedoch auch möglich, die Enkastine auf anderem Wege
(synthetisch) herzustellen. Die Erfindung betrifft daher
ein weiteres Verfahren zur Herstellung der Verbindungen der
Formel I, das dadurch gekennzeichnet ist, daß man
- a) eine Aminosäure mit N-terminaler freier Aminogruppe mit einer Aminosäure mit C-terminaler freier Carboxylgruppe kondensiert, gegebenenfalls eine oder mehrere zum Schutz funktioneller Gruppen gegebenenfalls temporär eingeführte Schutzgruppen abspaltet,
- b) das Dipeptid mit N-terminaler freier Aminosäure mit einem Monosaccharid mit freier Hydroxygruppe des anomeren Zentrums kondensiert, gegebenenfalls eine oder mehrere zum Schutz funktioneller Gruppen gegebenenfalls temporär eingeführte Schutzgruppen abspaltet,
- c) das so erhaltene N-Glycosid gegebenenfalls mittels Amadori-Umlagerung in die N-substituierten Iso- Zuckeramine überführt,
und das so erhaltene Enkastin gegebenenfalls in sein
physiologisch verträgliches Salz oder sein Derivat
überführt, wobei es auch möglich ist, die Reihenfolge
dieser Reaktionen zu vertauschen.
Geeignet sind aber auch andere, an sich bekannte Reaktionen
zur Bildung der Zucker-NH-Peptidbindung.
Die Amadori-Umlagerung (vgl. Weygand/Hilgetag, "Organisch-
chemische Experimentierkunst", J.A. Barth-Verlag Leipzig
(1964) 980) erfolgt durch 10minütiges bis 10tägiges
Stehenlassen des N-Glycosids - bevorzugt 0,5 bis 3 Tage -
bei einer Temperatur von 0 bis 200°C - insbesondere bei
40 bis 70°C -, anschließende Wasserentfernung -
gegebenenfalls durch azeotrope Destillation - erneutes
Stehenlassen und anschließende Trocknung des N-substituierten
Iso-Zuckeramins.
Die Auswahl der Schutzgruppen und die Synthesestrategie
wird von der Art und Konfiguration der Aminosäuren sowie
die Art der Kupplungsbedingungen bestimmt.
Die Kondensation nach dem erfindungsgemäßen Verfahren
erfolgt nach den allgemeinen Methoden der Peptidchemie,
bevorzugt nach der Methode der gemischten Anhydride, über
Aktivester, Azide oder nach der Carbodiimid-Methode,
insbesondere unter Zusatz reaktionsbeschleunigender und
racemisierungsverhindernder Substanzen wie z. B. 1-Hydroxy
benzotriazol, N-Hydroxysuccinimid, 3-Hydroxy-4-oxo-3.4-
dihydro-1.2.3-benzotriazin, N-Hydroxy-5-norbornen-2.3-
dicarboximid, ferner unter Verwendung aktivierter Derivate
des 1-Hydroxybenzotriazols oder Anhydriden von Phosphor-,
Phosphon- und Phosphinsäuren bei einer Reaktionstemperatur
zwischen -10°C und dem Siedepunkt des Reaktionsgemisches,
vorzugsweise zwischen -5°C und 40°C.
Geeignete Lösungsmittel dafür sind Dimethylformamid,
Dimethylacetamid, Hexamethylphosphorsäuretriamid,
N-Methylpyrrolidon oder Dimethylsulfoxid. Sofern die
Löslichkeit der Komponenten es erlaubt, können auch
Lösungsmittel wie Methylenchlorid oder Chloroform
eingesetzt werden.Die genannten Methoden sind z. B. in
Meienhofer-Gross: "The Peptides", Academic Press, Vol. I,
(1979) beschrieben.
Um den Glycosylrest an die Aminosäure bzw. das Dipeptid zu
kondensieren, muß vorher die Carboxylgruppe bzw. weitere an
der Reaktion nicht beteiligte funktionelle Gruppen, geeignet
geschützt sein. Als besonders günstig erwiesen sich hierbei
Schutzgruppen, die durch katalytische Hydrierung,
abspaltbar sind, wie z. B. der Benzyl-(-OBzl) oder
p-Nitrobenzylester (-ONbzl). Weitere geeignete
Schutzgruppen sind z. B. in Hubbuch, Kontakte Merck 3 (1979)
Seite 14 bis 23 und Büllesbach, Kontakte Merck 1 (1980)
Seite 23 bis 25 beschrieben.
Unter den in der Kohlenhydratchemie üblichen Schutzgruppen
versteht man z. B. die (C₁-C₁₀)-Acylschutzgruppen wie
(C₁-C₆)-Alkanoyl (z. B. Acetyl-, Trichloracetyl-,
Trifluoracetyl-), Benzoyl- oder p-Nitrobenzoyl-, sowie
gegebenenfalls modifizierte Methyl-, Methyloxymethyl-,
Benzyl-, Tetrahydropyranyl-, Benzyliden-, Isopropyliden-
oder Trityl-Gruppe, wobei hier die Acylschutzgruppen,
insbesondere die Acetyl-(Ac-)Gruppe, bevorzugt sind.
Bei der Synthese der Enkastine sind zwei polyfunktionelle
Reaktionspartner (Kohlenhydrat und Aminosäure bzw. Dipeptid)
zu verknüpfen. Beide müssen sich selektiv blockieren und
deblockieren lassen. In der Glycosylkomponente muß das
anomere Zentrum freisetzbar und funktionalisierbar sein
und in der Aminosäurekomponente darf nur die für die
Verknüpfung notwendige Aminogruppe deblockiert sein. Je
nach dem Typ der angestrebten glycosidischen Bindung
(1.2-cis- oder 1.2-trans-Glycoside) ist es notwendig,
geeignete Schutzgruppen für die Blockierung der Hydroxy-
oder Aminogruppen in der Glycosylkomponente einzuführen
und gegebenenfalls Reaktionsbedingungen für den
Verknüpfungsschritt auszuarbeiten, der stereoselektiv zu
nur einem der beiden möglichen Anomeren führt.
Die erfindungsgemäßen Inhibitoren der Enkephalinase sind
von großem Interesse, insbesondere für die Behandlung von
schmerzhaften Zuständen wie z. B. Zahnschmerzen, Schmerzen
im Zusammenhang mit Koliken, durch Hitze oder Säuren
induzierte Schmerzen, durch Streß erzeugte Schmerzen sowie
Schmerzen im finalen Krebsstadium. Darüber hinaus kommen
Enkephalinase-Inhibitoren der Formel I auch für die
Behandlung von Angstzuständen in Frage.
Es ist bekannt, daß z. B. Schmerzempfindungen und
Angstzustände zu einer schnellen Ausschüttung endogener
Enkephaline führen, die durch Wechselwirkung mit
sogenannten Opiat-Rezeptoren die Wirkung dieser Reize
unterdrücken. Allerdings werden Enkephaline, entsprechend
ihrer Rolle als Neurotransmitter, durch Enkephalin-
spezifische Peptidasen, insbesondere aber durch das Enzym
Enkephalinase [EC 3.4.24.11], rasch zu inaktiven Peptiden
abgebaut. Eine Hemmung dieses Abbaus durch Enkephalinase-
Inhibitoren der Formel I hat daher zur Folge, daß endogen
ausgeschüttete Enkephaline ihre Wirkung auf Opiat-Rezeptoren
und damit ihre Schmerz- bzw. Angst-supprimierende Wirkung
über eine längere Zeit entfalten können.
Die speziellen Eigenschaften der dieser Erfindung zugrunde
liegenden Verbindungen können ferner dadurch charakterisiert
werden, daß sie nicht nur den Abbau von Enkephalinen durch
Enkephalinase hemmen, sondern auch eigen-analgetische
Wirkung besitzen. Es erscheint daher auch möglich, daß die
durch Formel I charakterisierten Enkephalinase-Inhibitoren
auch eine direkte Wirkung auf Opiat-Rezeptoren ausüben.
Die Enkephalinase-inhibierenden Eigenschaften der Enkastine
wurden nach Literatur-bekannten Methoden ermittelt, wie sie
z. B. von Roques, B.P. et al. beschrieben wurden [Life
Sciences (1982), Seite 1949 bis 1752]. Als Enzym wurde eine
nach an sich bekannten Methoden [Mumford, R.A. et al. 1982,
Biochem. Biophys. Res. Commun. 109, Seite 1303 bis 1309]
aus Ratten-Nieren solubilisierte Enkephalinase-Präparation
verwendet. Die 50%ige Hemmung der Enkephalinase durch die
erfindungsgemäßen Verbindungen, d. h. der IC₅₀-Wert, wurde
in bekannter Weise mit Hilfe einer Konzentrations-Reihe
ermittelt, wobei die Inhibitoren, die Gegenstand der
Erfindung sind, 60 Minuten lang mit dem Enzym bei
Raumtemperatur vorinkubiert wurden, bevor die enzymatische
Reaktion durch Zugabe des Substrats gestartet wurde.
Geeignete Kontrollen für die ungehemmte Reaktion wurden in
Abwesenheit eines Inhibitors durchgeführt.
IC₅₀ [µg/l]
1. Enkastin ID< 2
2. Enkastin ND∼ 4
3. Enkastin IN∼ 12
4. Enkastin FD∼ 20
Die Enkastine können einzeln oder in Kombination parenteral
(i.v., s.c., i.m.) oder oral in einem physiologisch
verträglichen Medium verabreicht werden. Die zu
verabreichende Dosis liegt in der Regel bei 0,1 bis 10 mg/kg.
Zur fermentativen Gewinnung der erfindungsgemäßen
Enkephalinase-Inhibitoren erfolgte die Anzucht des
produzierenden Mikroorganismus Streptomyces albus
ATCC 21838 - wie in der Mikrobiologie üblich - aus einer
gefriergetrockneten Dauerform dieses Stammes. Die Anzucht
erfolgte zunächst auf einem festen Nährboden in sterilen
Petri-Schalen. Vereinzelte Kolonien wurden anschließend in
Schrägröhrchen weiter kultiviert und von diesen Kulturen
die für die Fermentation notwendige Massenproduktion von
Sporen in Roux-Flaschen durchgeführt.
Dextrin15,0 g/l
Rohrzucker2,0 g/l
Fleischextrakt1,0 g/l
Hefeextrakt2,0 g/l
Kochsalz0,5 g/l
K₂HPO₄0,5 g/l
FeSO₄·7H₂O0,01 g/l
Agar-Agar2,0 g/l
pH-Wert 7,3
Sterilisation bei 120°C, 20 Minuten
Inkubation bei 30°C, 9 Tage.
Sterilisation bei 120°C, 20 Minuten
Inkubation bei 30°C, 9 Tage.
Die Sporenabschwemmung einer Rouxflasche wurde in 100 ml
sterilem Wasser aufgenommen und diente als Inokulum für die
Herstellung der ersten submersen vegetativen Fermentations-
Vorstufe (Arbeitsvolumen 1,2 l).
lösliche Stärke4,0 g/l
Glucose1,0 g/l
Casein-Pepton1,0 g/l
Cornsteep flüssig0,4 g/l
Sojamehl0,4 g/l
(NH₄)₂SO₄0,8 g/l
pH-Wert 8,3
Sterilisation bei 120°C, 20 Minuten
Inkubation bei 18°C, 2 Tage, Schüttelmaschine mit 150 UpM und 5 cm Amplitude.
Sterilisation bei 120°C, 20 Minuten
Inkubation bei 18°C, 2 Tage, Schüttelmaschine mit 150 UpM und 5 cm Amplitude.
Nach 48 Stunden wurde der Inhalt einer Fernbachflasche mit
der so erhaltenen ersten Vorkultur (s. o.) als Inokulum für
die 200 l betragende zweite Vorkultur eingesetzt, wobei
auch hier das Vorstufen-Medium (s. o.) verwendet wurde. Die
Sterilisationszeit betrug 30 Minuten. Die Inkubation
erfolgte 48 Stunden lang bei 28°C unter Rühren mit einer
Umfangsgeschwindigkeit von 5 m/sec und einer Belüftungsrate
von 0,1 vvm.
Der Inhalt der zweiten Vorkultur diente als Inokulum für
2000 l Haupt-Fermentationsmedium.
Erdnußmehl30,0 g/l
Cornsteep, fest10,0 g/l
Maisstärke20,0 g/l
Dextrin40,0 g/l
(NH₄)₂SO₄5,0 g/l
MgSO₄·7H₂O5,0 g/l
CaCO₃8,0 g/l
pH-Wert 6,8
Sterilisation bei 120°C, 50 Minuten.
Sterilisation bei 120°C, 50 Minuten.
Die Hauptfermentation wurde bei 28°C unter Rühren mit
einer Umfangsgeschwindigkeit von 4 m/sec und einer
Belüftungsrate von 0,6 vvm durchgeführt. Die Bildung der
erfindungsgemäßen Inhibitoren begann nach 4 Tagen und
erreichte ihr Maximum nach 10 bis 12 Tagen. Nach Erreichen
des Fermentations-Maximums wurde der Fermenter abgeerntet.
Die Ausbeute an Enkastin-Komplex der Formel I betrug
zwischen 5 und 10 µg/l Kulturlösung.
2000 l Fermentationslösung gemäß Beispiel 1 wurden mit
Hilfe einer Filterpresse von der Zellmasse befreit und die
klare Flüssigkeit zweimal mit je 600 l n-Butanol extrahiert.
Anschließend konzentrierte man die entfettete wäßrige Phase
im Vakuum in einen Fallstromverdampfer auf 150 l und
verdünnte dann dieses Konzentrat mit 600 l Methanol.
Hierbei entstand ein heller, flockiger Niederschlag, der
durch Zentrifugieren abgeschieden und verworfen wurden. Der
wäßrig-methanolische Überstand wurde erneut im Vakuum
eingeengt und zu 18 kg einer braunen klebrigen Masse
getrocknet. Anschließend adsorbierte man im wäßrigen Medium
auf 70 l Kationenaustauscher Dowex® 50 WX 2 (Säureform),
wusch den beladenen Austauscher mit reinem Wasser und
desorbierte die Inhibitoren mit 0,5 M
Ammoniumhydroxidlösung. Die Enkephalinase-hemmenden Eluate
wurden gesammelt und gefriergetrocknet (3,5 kg). Hieraus
wurden durch analoge Arbeitsweise an 70 l Anionenaustauscher
Amberlite® IRA-68 die amphoteren Verbindungen abgetrennt.
Die Elution der Enkastine geschah in diesem Fall mit 0,5 M
Essigsäure. Die Gefriertrocknung der inhibitorisch hemmaktiven
Eluate erbrachte 320 g Trockenprodukt. Die
Gelchromatographie an Sephadex® G-15 sowie die
Gefriertrocknung des aktiven Materials ergab 30 g
Enkastin-Rohkomplex.
150 mg des nach Beispiel 2 gewonnenen Materials wurden in
1 ml Wasser gelöst und auf eine Stahlsäule (mit den
Innenmaßen 3,2 × 25 cm²) aufgetragen, die mit Reversed-
Phase-Kieselgel RP-18 gefüllt war. Die Elution geschah
zunächst mit 0,05%iger Trifluoressigsäure (TFA), der nach
40 Minuten Laufzeit ein linearer Acetonitrilgradient in
0,05%iger TFA folgte. Den Säulenausfluß kontrollierte man
durch Bestimmen der Ultraviolettabsorption bei 200 nm. Im
Verlauf der Elution wurden zahlreiche scharfgetrennte
Substanzen von der Säule eluiert, die jeweils separat
gesammelt wurden. Sie wurden gefriergetrocknet und
untersucht. Die Peaks 2, 3, 4, 5, 7, 8, 11, 13, 16, 18
und 21 erwiesen sich hemmaktiv gegen die Enkephalinase.
Peak 3 (Retentionszeit 5 Minuten 8 Sekunden) enthielt das
Enkastin AD. Die Aminosäureanalyse ergab äquimolare Mengen
Alanin und Asparaginsäure. Das, durch FAB-Massenspektrum
bestimmte Molekulargewicht, betrug 366, entsprechend der
Summenformel C₁₃H₂₂N₂O₁₀. Durch ²D-NMR Experimente wurde
die o.a. Struktur ermittelt. Fig. 1 ergibt das 270 MHz¹H-NMR-
Spektrum des Enkastins AD wieder.
Peak 4 (Retentionszeit 5 Minuten 21 Sekunden) ergab geringe
Mengen des Enkastin VD mit dem Molekulargewicht 394
entsprechend der Summenformel C₁₅H₂₆N₂O₁₀. Die Fig. 2
zeigt das 270 MHz-¹H-NMR-Spektrum, des Enkastin VD.
Peak 7 (Retentionszeit 7 Minuten 20 Sekunden) enthielt das
Enkastin AE, Molekulargewicht 380, Summenformel C₁₄H₂₄N₂O₁₀.
Peak 11 (Retentionszeit 8 Minuten 10 Sekunden) ergab das
Enkastin VE, Molekulargewicht 408, C₁₆H₂₈N₂O₁₀, mit den
Aminosäuren Val und Glu sowie Peak 13 (Retentionszeit
18 Minuten 40 Sekunden) das Enkastin ID, Molekulargewicht
408, C₁₅H₂₈N₂O₁₀, mit Ile und Asp als Aminosäuren.
Peak 16 (Retentionszeit 22 Minuten) beinhaltete das
Enkastin IE, Molekulargewicht 422, C₁₇H₃₀N₂O₁₀.
30 g Glucose, wasserfrei, wurden zusammen mit 3 g
Isoleucyl-Asparaginsäure in 1,2 l Methanol gelöst und mit
200 mg NaHCO₃ versetzt. Anschließend erhitzte man 2 Stunden
unter Rückfluß. Danach wurde das gebildete Wasser mit
Butanol abdestilliert und die mit Methanol verdünnte
Reaktionsmischung nochmals 2 Stunden erwärmt. Die fertige
Reaktionslösung wurde im Vakuum vom Lösungsmittel befreit
und in 300 ml Wasser auf eine, mit QAE-Sephadex® A-25
gefüllte Trennsäule von 600 ml Inhalt (Durchmesser 5 cm)
gegeben. Während sich im Durchlauf die überschüssige
Glucose befand, konnte mit einem Essigsäuregradienten (0 bis
0,5 Molar) selektiv die N-1-Desoxyfructopyranos-1-yl-
isoleucyl-asparaginsäure, gewonnen werden. Diese
Säuleneluate wurden gesammelt und gefriergetrocknet.
Ausbeute: 720 mg eines weißen, amorphen Pulvers.
Ausbeute: 720 mg eines weißen, amorphen Pulvers.
¹H-NMR-Spektrum [ppm]: 4,43; 2,69; 2,48; 3,84; 1,93; 1,50;
1,26; 0,93 und 0,89, verursacht vom Peptidteil des Moleküls;
3,93; 3,91; 3,79; 3,66; 3,65; 3,17; sowie 3,14 vom
Glycanteil des Inhibitors entsprechend den Signalen
der natürlichen Verbindung des Enkastin ID.
¹³C-NMR-Spektrum [ppm]: 54,63; 40,49; 66,79; 37,13; 26,12;
14,61 und 11,75 (Peptidteil) sowie bei 96,55; 70,91; 70,40;
69,96; 64,87 und 53,43 (Glycanteil).
Das Infra-Rot-Absorptionsspektrum zeigt Banden bei 3400,
2920, 2960, 1595, 1400 und 1080 cm-1.
200 mg Phenylalanyl-asparaginsäure wurden mit 1,5 g
D-Glucose in 100 ml Methanol aufgeschlämmt, 20 mg NaHCO₃
hinzugesetzt und 2 Stunden zum Sieden erhitzt. Danach wurde
die Reaktionsmischung, wie in Beispiel 4 beschrieben,
weiter bearbeitet und auf einer QAE Sephadexsäule® A 25
(1,8 cm × 23 cm, 60 ml) gereinigt, anschließend entsalzt.
Man erhielt 26 mg N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl)-phenylalanyl-
asparaginsäure.
Das in D₂O gemessene 270 MHz-¹H-NMR-Spektrum des Enkastin
FD ist in Fig. 3 wiedergegeben: 3,03; 2.96; 3,65; 3,81;
3,94; 3,99; 3,67; 3,84; 3,17; 3,08; 7,36; 4,43; 2,71;
2,51 ppm.
200 mg Isoleucyl-serin wurden mit 1,5 g D-Glucose wie im
Beispiel 5 beschrieben umgesetzt und das Reaktionsprodukt
gereinigt. Es entstanden 12 mg N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl)-
Ile-Ser-OH. Die Struktur wurde durch chemische und
spektroskopische Untersuchungen bestätigt. Fig. 4 zeigt
das 270 MHz-¹H-NMR-Spektrum der Enkastin IS:
3,38; 3,34; 3,85; 3,98; 4,15; 4,09; 3,82; 4,45; 4,00; 3,95; 3,97; 2,15; 1,08; 1,79; 1,43; 1,06 ppm.
3,38; 3,34; 3,85; 3,98; 4,15; 4,09; 3,82; 4,45; 4,00; 3,95; 3,97; 2,15; 1,08; 1,79; 1,43; 1,06 ppm.
300 mg Isoleucyl-asparagin wurden mit 1,5 g D-Glucose wie
im Beispiel 5 beschrieben umgesetzt und das Reaktionsprodukt
gereinigt. Es entstanden 90 mg N-(1-Desoxyfructopyranos-1-yl)-
Ile-Asn.
Das 270-MHZ-¹H-NMR-Spektrum zeigt folgende charakteristische
Signale des Enkastin IN:
3,05; 4,07; 3,95; 3,79; 4,08 und 3,78 ppm sowie 3,60; 1,89; 1,53; 1,28; 0,97 und 0,93 ppm darüber hinaus 4,54; 2,84 und 2,69 ppm.
3,05; 4,07; 3,95; 3,79; 4,08 und 3,78 ppm sowie 3,60; 1,89; 1,53; 1,28; 0,97 und 0,93 ppm darüber hinaus 4,54; 2,84 und 2,69 ppm.
150 mg Valyl-asparaginsäure werden mit 1 g Galactose wie im
Beispiel 5 beschrieben umgesetzt und gereinigt. Es
resultierten 22 mg N-(1-Desoxytagatopyranos-1-yl)-valyl-
asparaginsäure.
Das in D₂O gemessene 270 MHZ-¹H-NMR-Spektrum weist folgende
Signale auf:
3,16; 3,17; 4,02; 3,91; 2,68; 3,66 und 3,86 ppm sowie 2,63; 2,22; 1,09 und 1,05 ppm, darüber hinaus 4,56; 2,81 und 2,60 ppm.
3,16; 3,17; 4,02; 3,91; 2,68; 3,66 und 3,86 ppm sowie 2,63; 2,22; 1,09 und 1,05 ppm, darüber hinaus 4,56; 2,81 und 2,60 ppm.
Claims (10)
1. Verbindung der Formel I
Sacch - A - B - R (I)in welcher
Sacchfür einen Monosaccharid-Rest, Afür den Rest einer neutralen Aminosäure, Bfür den Rest einer neutralen Aminosäure oder einer gegebenenfalls ω-substituierten bifunktionellen sauren oder basischen Aminosäure und Rfür Hydroxyl, (C₁-C₈)-Alkoxy einen Amin-Rest, der gegebenenfalls durch ein oder zwei gleiche oder verschiedene Reste aus der Reihe (C₁-C₈)-Alkyl, (C₅-C₈)-Cycloalkyl, (C₅-C₈)-Heteroalkyl oder (C₅-C₈)-Heteroaryl substituiert ist, oder ein anderes Säurederivat stehenoder deren physiologisch verträgliche Salze, mit der Maßgabe, das die Verbindungen N-(1-Desoxy-β-D- fructopyranos-1-yl)-Gly-Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D- fructopyranos-1-yl)-Gly-Ser-OH ausgenommen sind.
Sacchfür einen Monosaccharid-Rest, Afür den Rest einer neutralen Aminosäure, Bfür den Rest einer neutralen Aminosäure oder einer gegebenenfalls ω-substituierten bifunktionellen sauren oder basischen Aminosäure und Rfür Hydroxyl, (C₁-C₈)-Alkoxy einen Amin-Rest, der gegebenenfalls durch ein oder zwei gleiche oder verschiedene Reste aus der Reihe (C₁-C₈)-Alkyl, (C₅-C₈)-Cycloalkyl, (C₅-C₈)-Heteroalkyl oder (C₅-C₈)-Heteroaryl substituiert ist, oder ein anderes Säurederivat stehenoder deren physiologisch verträgliche Salze, mit der Maßgabe, das die Verbindungen N-(1-Desoxy-β-D- fructopyranos-1-yl)-Gly-Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D- fructopyranos-1-yl)-Gly-Ser-OH ausgenommen sind.
2. Verbindung der Formel I gemäß Anspruch 1, in welcher
Sacchder Rest einer Aldohexose oder Ketohexose,
AIle, Phe, Leu, Val, Thr, Ser, Gly oder Ala,
BAsp, Asx, Glu, Glx, Ser, Thr oder Gly und
oder deren physiologisch verträgliches Salz, wobei die
Verbindungen N-(1-Desoxy-β-D-fructopyranos-1-yl)-Gly-
Gly-OH und N-(1-Desoxy-β-D-fructopyranos-1-yl)-Gly-Ser-OH
ausgenommen sind.
3. Verbindungen der Formel I gemäß einem oder mehreren
der Ansprüche 1 und 2, in welcher
SacchFructosyl
AIle, Phe, Val oder Ala,
BAsp, Glu oder Ser und
RHydroxy bedeuten,oder dessen physiologisch verträgliche Salze.
4. Verfahren zur Herstellung einer Verbindung der Formel I,
dadurch gekennzeichnet, daß
- a) Streptomyces albus (ATCC 21838), sowie seine Varianten und Mutanten in einem Nährmedium kultiviert werden bis sich die Verbindungen der Formel I, in der Sacch. für einen N-(1- Desoxyfructopyranos-1-yl)-Rest, A für Ala, Val oder Ile, B für Asp oder Glu und R für Hydroxyl stehen, in der Kultur anhäuft, und diese gegebenenfalls
- b) isoliert, gereinigt und derivatisiert wird.
5. Verfahren zur Herstellung einer Verbindung der Formel I,
gemäß einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 3, dadurch
gekennzeichnet, daß man
- a) eine Aminosäure mit N-terminaler freier Aminogruppe mit einer Aminosäure mit C-terminaler freier Carboxylgruppe kondensiert, gegebenenfalls eine oder mehrere zum Schutz funktioneller Gruppen gegebenenfalls temporär eingeführte Schutzgruppen abspaltet,
- b) das Dipeptid mit N-terminaler freier Aminosäure mit einem Monosaccharid mit freier Hydroxygruppe des anomeren Zentrums kondensiert, gegebenenfalls eine oder mehrere zum Schutz funktioneller Gruppen gegebenenfalls temporär eingeführte Schutzgruppen abspaltet,
- c) das so erhaltene N-Glycosid gegebenenfalls mittels Amadori-Umlagerung in die N-substituierte Iso- Zuckeramine überführt,
und das so erhaltene Enkastin gegebenenfalls in sein
physiologisch verträgliches Salz oder sein Derivat
überführt, wobei es auch möglich ist, die Reihenfolge
dieser Reaktion zu vertauschen.
6. Verbindung der Formel I gemäß einem oder mehreren der
Ansprüche 1 bis 3 zur Anwendung als Heilmittel.
7. Verbindung der Formel I gemäß einem oder mehreren der
Ansprüche 1 bis 3 zur Anwendung als Heilmittel bei der
Behandlung von schmerzhaften Zuständen.
8. Pharmazeutische Zubereitung enthaltend eine Verbindung
der Formel I gemäß einem oder mehreren der Ansprüche
1 bis 3 oder dessen physiologisch verträgliches Salz.
9. Verfahren zur Herstellung einer Zubereitung gemäß
Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß man eine
Verbindung der allgemeinen Formel I, oder dessen
physiologisch verträgliches Salz zusammen mit einem
physiologisch annehmbaren Träger und gegebenenfalls
weiteren Zusatz-, Hilfs- und/oder Konservierungsstoffen
in eine geeignete Darreichungsform bringt.
Priority Applications (19)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19873713873 DE3713873A1 (de) | 1987-04-25 | 1987-04-25 | Enkastine: neue glycopeptide mit enkephalinase-hemmender wirkung, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung als pharmazeutische praeparate |
FI881869A FI881869A (fi) | 1987-04-25 | 1988-04-21 | Enkastiner: nya glykopeptider med enkefalinashindrande verkan, foerfaranden foer deras framstaellning och deras anvaendning saosom farmaceutiska produkter. |
ES88106354T ES2058169T3 (es) | 1987-04-25 | 1988-04-21 | Enkastinas: nuevas glicopeptidos con efecto inhibidor de la encefalinasa, procedimiento para su preparacion y su empleo como preparados farmaceuticos. |
AT88106354T ATE92936T1 (de) | 1987-04-25 | 1988-04-21 | Enkastine: neue glycopeptide mit enkephalinasehemmender wirkung, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung als pharmazeutische praeparate. |
DE8888106354T DE3883055D1 (de) | 1987-04-25 | 1988-04-21 | Enkastine: neue glycopeptide mit enkephalinase-hemmender wirkung, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung als pharmazeutische praeparate. |
EP88106354A EP0288897B1 (de) | 1987-04-25 | 1988-04-21 | Enkastine: Neue Glycopeptide mit Enkephalinase-hemmender Wirkung, Verfahren zu ihrer Herstellung und ihre Verwendung als pharmazeutische Präparate |
PT87306A PT87306B (pt) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Processo para a preparacao de encastinas, novos glicopeptidos de accao inibidora de encefalinase, e de composicoes farmaceuticas que os contem |
NO881778A NO172351C (no) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Fremgangsmaate for fremstilling av glykopeptider |
NZ224341A NZ224341A (en) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Glycopeptides having enkephalinase inhibiting properties (enkastins) |
DK222488A DK222488A (da) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Glycopeptider med enkephalinase-haemmende virkning,deres fremstilling og anvendelse |
AU15098/88A AU607486B2 (en) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Enkastins : new glyopeptides which act to inhibit enkephalinase processes for their preparation, and their use as pharmaceutical products |
ZA882855A ZA882855B (en) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Enkastins:new glycopeptides which act to inhibit enkephalinase,processes for their preparation,and their use as pharmaceutical products |
JP63098469A JP2610646B2 (ja) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | 生物活性グリコペプチド |
HU882061A HU198953B (en) | 1987-04-25 | 1988-04-22 | Process for producing glycopeptides and amino acid derivatives having enkephalinase inhibition, as well as pharmaceutical compositions comprising same |
CN88102457A CN1030766A (zh) | 1987-04-25 | 1988-04-23 | 恩卡斯丁:一类具有抑制脑啡肽酶作用的新的糖肽它们的制备方法以及作为药物的应用 |
IL86168A IL86168A (en) | 1987-04-25 | 1988-04-25 | Enkastins: glycopeptides which act to inhibit enkephalinase, processes for their preparation and pharmaceutical compositions containing them |
KR1019880004690A KR880012643A (ko) | 1987-04-25 | 1988-04-25 | 엔카스틴, 이의 제조방법 및 약제로서의 이의 용도 |
US07/727,388 US5302582A (en) | 1987-04-25 | 1991-07-05 | Enkastins: new glycopeptides which act to inhibit enkephlinase, processes for their preparation, and their use as pharmaceutical products |
NO924242A NO924242D0 (no) | 1987-04-25 | 1992-11-04 | Fremgangsmaate for fremstilling av nye glykopeptider med enkefalinase-hemmende virkning |
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ZA (1) | ZA882855B (de) |
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- 1987-04-25 DE DE19873713873 patent/DE3713873A1/de not_active Withdrawn
-
1988
- 1988-04-22 ZA ZA882855A patent/ZA882855B/xx unknown
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ZA882855B (en) | 1988-12-28 |
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