DE3640550C2 - - Google Patents
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Description
Die Erfindung betrifft die im Anspruch 1 angegebene DNA-Sequenz.
Anspruch 2 betrifft die Verwendung einer rekombinanten DNA,
die sie zusammen mit einem Vektor umfaßt, zur Herstellung
von menschlichem Gewebe-Plasminogen-Aktivator.
Bei der Behandlung von Thrombose werden gegenwärtig Urokinase
und Streptokinase aus Gründen der Bequemlichkeit
verwendet. Diese werfen jedoch Probleme bezüglich Blutung
und Antigenwirkung auf, und sie besitzen eine schwache
Affinität für Fibrin.
Weiterhin wird Urokinase hauptsächlich durch Extrahieren
von Roh-Urokinase aus menschlichem Urin und nachfolgende
Reinigung hergestellt. Dieses Herstellungsverfahren
hat den Nachteil, daß es schwierig ist, eine konstante
Versorgung mit menschlichem Urin sicherzustellen, und
daß die Verfahrensschritte nicht hygienisch sind.
Dementsprechend sind verschiedene Versuche unternommen
worden, um Ersatz-Arzneimittel zu entwickeln. In der
gegenwärtigen Situation kann jedoch kein thrombolytisches
Mittel die vorstehend beschriebenen Probleme lösen
und ist vom Standpunkt der Sicherheit und der Massenherstellung
für praktische Zwecke verfügbar.
Als Ersatz für herkömmliche thrombolytische Mittel wie
Urokinase und dergleichen fand Gewebe-Plasminogenaktivator
(hier im folgenden als t-PA von englisch: "tissue
plasminogen activator" bezeichnet) Beachtung, der eine
bedeutende Rolle bei der in vivo Fibrinolysereaktion
spielt und eine hohe Affinität für Fibrin besitzt.
Es gibt eine Anzahl gut bekannter Verfahren für die Herstellung
von t-PA. Sie umfassen ein Zellkulturverfahren,
bei dem Bowes-Melanom verwendet wird, das von malignen
Melanosarkom-Zellen, einer Art Krebs, abgeleitet wird,
und ein Verfahren, das die folgenden Verfahrensschritte
umfaßt: Isolieren eines DNA-Fragmentes, das die DNA-Sequenzkodierung
für t-PA von Bowes-Melanom enthält, Inkorporieren
dieses DNA-Fragmentes in einen Expressionsvektor,
um eine rekombinante DNA zu bilden, Transformieren von
Wirtszellen mit dieser rekombinanten DNA und Kultivieren
oder Züchten der transformierten Wirtszellen, um sie
zum Erzeugen von t-PA zu bringen.
Der Mechanismus der Karzinogenese ist jedoch vom wissenschaftlichen
Standpunkt aus noch nicht genügend geklärt
worden, deshalb ist auch noch keine endgültige Antwort
über die Sicherheit der Verfahrensschritte in den vorstehend
beschriebenen Verfahren, bei denen Krebszellen
verwendet werden, und in bezug auf die Sicherheit des
entstehenden t-PA für die Verwendung als ein Arzneimittel
gegeben worden. Aus diesen Gründen ist noch eine sorgfältige
und völlige Prüfung erforderlich, wenn die vorstehend
beschriebenen Verfahren praktisch durchgeführt
werden und wenn der dadurch erzeugte t-PA verwendet
wird.
Zur Klärung der vorstehend beschriebenen Probleme, die
beim Stand der Technik auftreten, haben die Erfinder der
vorliegenden Erfindung ausgedehnte Untersuchungen durchgeführt,
wobei normalen menschlichen Zellen besondere
Aufmerksamkeit gewidmet wurde, die das mit der Anwendung
von von Krebs abgeleiteten Zellinien wie Bowes-Melanom
verbundene Risiko eliminieren können, und haben nach
normalen menschlichen Zellen gesucht, die verwendet werden
können, um die DNA-Kodierung für t-PA zu erhalten.
Als ein Ergebnis haben die Erfindung gefunden, daß eine
Zellinie, die aus menschlichen normalen Zellen besteht,
die in hohem Maße produktionsfähig für t-PA sind, von
menschlichen normalen Zellen abgeleitet werden kann und
daß entsprechend einem Verfahren für rekombinante DNA
unter Verwendung dieser Zellinie eine neue DNA-Sequenz
aufgebaut werden kann, die die DNA-Sequenzkodierung für
t-PA enthält, daß diese DNA-Sequenz in einen replizierenden
Vektor inkorporiert werden kann, der die Expression
von t-PA gestattet, und die so gebildete rekombinante
DNA verwendet werden kann, um transformierte Wirtszellen
zu erhalten, die bei der Herstellung von t-PA brauchbar
sind. Die vorliegende Erfindung beruht auf der Grundlage
dieser Ergebnisse.
Dementsprechend ist es Aufgabe der Erfindung, eine DNA-Sequenz
zu schaffen, die die DNA-Sequenzkodierung für Gewebe-Plasminogen-
Aktivator enthält und mit der die vorstehend beschriebenen
Probleme von herkömmlichen Arzneimitteln wie Urokinase und dergleichen
gelöst werden können und außerdem auch das Risiko vermieden
werden kann, das mit der Anwendung von von Krebszellen
(z. B. Bowes Melanom) abgeleiteten Zellen verbunden ist, und die
bei der Großherstellung von Gewebe-Plasminogen-Aktivator einsetzbar
ist.
Diese Aufgabe wird gemäß der Erfindung durch eine DNA-Sequenz
gelöst, wie sie im Anspruch 1 angegeben ist.
Menschlicher Gewebe-Plasminogen-Aktivator wird gemäß der Erfindung
hergestellt, indem eine rekombinante DNA, die einen Vektor
mit einem Abschnitt, der zur Selbst-Replikation in Säuretierzellen
fähig ist, und die damit verbundene DNA-Sequenz gemäß
der Erfindung umfaßt, verwendet wird und die Säugetierzellen
gezüchtet werden.
Die Erfindung wird im folgenden näher beschrieben, wobei auch
auf die beigefügten Zeichnungen bezug genommen wird.
In den Zeichnungen zeigt
Fig. 1 eine DNA-Basensequenz, die die DNA-Basensequenzkodierung
für menschlichen Gewebe-Plasminogenaktivator
enthält, der durch menschliche
normale Zellen in Übereinstimmung mit der Erfindung
hergestellt worden ist, und zeigt, daß diese
DNA-Basensequenz eine 5′ nicht-translatierte
Region, eine Signalsequenz, die DNA-Sequenzkodierung
für t-PA und eine 3′ nicht-translatierte
Region enthält,
Fig. 2 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des Plasmids pMT-1 darstellt, das in Beispiel 2
beschrieben ist,
Fig. 3 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des Plasmids phT-1 darstellt, das in Beispiel 3
beschrieben ist,
Fig. 4 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des Plasmids pIg-1 darstellt, das in Beispiel 4
beschrieben ist,
Fig. 5 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des Plasmids pSV-2 darstellt, das in Beispiel 5
beschrieben ist,
Fig. 6 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des t-PA Expressions-Plasmids darstellt, das in
Beispiel 6 beschrieben ist, wobei der Promotor
eines menschlichen Cytomegalo-Virus verwendet
wird, und
Fig. 7 ein Diagramm, das das Verfahren zur Herstellung
des t-PA Expressions-Plasmids darstellt, das in
Beispiel 7 beschrieben ist, wobei der LTR von
Ha-MSV als Promotor verwendet wird.
Es folgt eine Beschreibung der Erfindung und die Beschreibung
bevorzugter Ausführungsformen.
Gemäß der vorliegenden Erfindung kann eine DNA-Sequenz,
die die DNA-Sequenzkodierung für menschlichen t-PA enthält,
die durch menschliche normale Zellen hergestellt
worden ist, durch Verwendung von irgendwelchen verschiedenartigen
von menschlichen normalen Zellen abgeleiteten
Zellstämmen, die aus menschlichen normalen Zellen bestehen
und die Fähigkeit haben, t-PA zu erzeugen, erhalten
werden.
Derartige Zellstämme können durch Züchten verschiedener
Typen menschlicher normaler Zellen (vorzugsweise menschlicher
fötaler epidermaler Zellen, fötaler Lungenzellen,
fötaler Nierenzellen und dergleichen) und nachfolgendes
Screening derselben auf die Fähigkeit, t-PA zu erzeugen,
erhalten werden. Unter anderem können vorzugsweise Zellstämme
verwendet werden, die größere Fähigkeit haben,
t-PA zu erzeugen, und aus menschlichen normalen Diploid-
Zellen mit der Diploid-Nummer (2n = 46) von Chromosomen
bestehen und eine endliche Anzahl von Subkulturen durchlaufen
haben.
Ein beispielhaftes Screening-Verfahren ist das Verfahren
von A. Granelli-Piperno und E. Reich (J. Exp. Med., 148, 223,
1978), wie es in den Beispielen verwendet wird, die später
angegeben werden. Dieses Verfahren ist dadurch gekennzeichnet,
daß die fibrinolytische Aktivität auf einer
Fibrinplatte als ein Index für die Fähigkeit, t-PA zu
erzeugen, verwendet wird.
Um die DNA-Sequenz der vorliegenden Erfindung von einem
Zellstamm mit der Fähigkeit, t-PA zu erzeugen, zu erhalten,
können beliebige verschiedenartige genetische Verfahrenstechniken
angewendet werden. Das Verfahren, das
von den Erfindern geschaffen worden ist und das später
noch spezieller beschrieben wird, ist jedoch besonders
gut brauchbar.
Die gesamte RNA wird zuerst von Zellen mit der Fähigkeit,
menschlichen t-PA zu erzeugen, extrahiert. Dann wird
Oligo(dT)-Zellulose verwendet, um Poly(A) plus mRNA von
der gesamten RNA abzutrennen und zu gewinnen. Die entstehende
mRNA wird der Agarose-Gel-Elektrophorese unterworfen
und dadurch entsprechend der Größe fraktioniert.
Die entstehenden Fraktionen werden getrennt in Oocyten
von Xenopus laevis mikroinjiziert, die getrennt in
Barthschem Medium kultiviert worden sind (J. B. Gurdon,
The Control of Gene Expression in Animal Development,
Oxford University Press, 1974).
Nach Abschluß der Kultivierung wird die Fraktion, die die
gewünschte mRNA mit einem Anteil entsprechend der DNA-
Sequenzkodierung für menschlichen t-PA enthält, durch
Prüfen der menschlichen t-PA-Aktivität jedes einzelnen
Kulturmediums nach dem vorstehend genannten Verfahren
unter Verwendung einer Fibrinplatte selektiert. Das Vorhandensein
der gewünschten mRNA in dieser Fraktion kann
zum Beispiel durch die Tatsache bestätigt werden, daß,
wenn sowohl eine Probe des Kulturmediums von dem Oocyt,
in dem die Fraktion eingeführt worden ist, als auch ein
anti-humanes t-PA-Serum auf eine Fibrinplatte gebracht
werden, die Fibrinolyse-Reaktion auf der Fibrinplatte
durch das anti-humane t-PA-Serum gehemmt wird.
Dann wird die gewünschte DNA-Sequenz erhalten, indem die
ausgewählte Fraktion, die die mRNA mit einem Abschnitt
entsprechend der gewünschten DNA-Sequenzkodierung für
t-PA enthält, verwendet wird. Zu diesem Zweck wird die
vorgenannte Fraktion dazu verwendet, um cDNAs entsprechend
der mRNAs, die in der Fraktion vorhanden sind, zu
synthetisieren, und die cDNA, die die gewünschte DNA-
Sequenz enthält, wird aus jenen cDNAs mit Hilfe einer
DNA-Probe ausgewählt. Dieses Verfahren wird nachfolgend
näher beschrieben.
Die mRNA-Fraktion, die Human-t-PA-Aktivität zeigt und
auf die vorstehend beschriebene Weise ausgewählt worden
ist, wird zum Synthetisieren von cDNAs entsprechend den
in der Fraktion vorhandenen mRNAs verwendet. Dies kann
beispielsweise durch das Verfahren von Gubler und Hoffman
durchgeführt werden (U. Gubler und B. J. Hoffman, Gene, 25,
263, 1983). Die so erhaltenen cDNAs werden in das Plasmid
pUC13 eingesetzt.
Dann wird das Gemisch von dem Plasmid pUC13, in das verschiedene
cDNAs eingeschoben sind, in E. coli HB101
(ATCC 33694) eingeführt. Auf diese Weise werden ampicillinresistente
Kolonien erhalten.
Als das Plasmid (Vektor), in das cDNAs eingeschoben werden,
und das Wirtsbakterium, in das das Plasmid eingeführt
wird, können irgendein anderes Plasmid (Vektor)
und Wirtsbakterium entsprechend den Notwendigkeiten gewählt
werden, vorausgesetzt, daß sie einen gewünschten
cDNA-Klon liefern können, der die DNA-Sequenzkodierung
für humanes t-PA enthält.
Von jeder der so erhaltenen Kolonien wird ein Teil der
Zellen zu einem Whatman 541 Filter übergeführt. Dann wird
nach dem Verfahren von Gergen et al. (J. P. Gergen et al.,
Nucleic Acids Res., 7, 2115, 1979) die von jeder einzelnen
Kolonie abgeleitete DNA auf dem Filter fixiert, um
eine cDNA-Bibliothek zu erhalten.
Zuerst werden die vorher ausgewählten menschlichen normalen
Zellen, die t-PA erzeugen können, in Kultur gezüchtet.
Dann wird nach dem Verfahren, das in der
DE-PS 33 90 272 beschrieben ist,
der so hergestellte menschliche t-PA aus dem Kulturmedium
gewonnen und für die Verwendung bei der Zubereitung einer
DNA-Probe gereinigt.
Um eine Probe herzustellen, werden dann Partial-Aminosäure-
Sequenzen dieses humanen t-PA bestimmt, indem das
humane t-PA-Protein mit Trypsin teilweise hydrolysiert
wird, die Hydrolysate abgetrennt und gereinigt werden
und ihre Aminosäure-Sequenzen von dem Aminoende analysiert
werden. Danach wird die optimale Region für die
Zubereitung einer Probe aus den Aminosäure-Sequenzen
ausgewählt, die in der vorstehend beschriebenen Weise
bestimmt wurden. Als die optimale Region haben die Erfinder
den Sequenzabschnitt von Tyr-Cys-Trp-Cys-Asn ausgewählt.
Als nächstes werden acht Typen von 14-Nukleotid-Oligomeren
(14 mere), die komplementär zu der DNA-Sequenzkodierung
für die obige Aminosäure-Sequenz sind, d. h. 5′-dTT
nach dem Phosphotriester-Verfahren
in fester Phase synthetisiert (Crea et al., Nucleic Acids
Res., 8, 2331, 1980).
Ein Gemisch von den acht Typen von 14-Nukleotid-Oligomeren
(14 mere), die auf die vorstehend beschriebene Weise
erhalten worden sind, wird mit T4-Polynukleotidkinase
behandelt, um ihre 5′-Enden mit ³²P zu markieren. Dieses
Gemisch, das als eine Probe dient, wird zu der vorher
präparierten cDNA-Bibliothek hybridisiert.
Dann wird nach dem Verfahren von Birnboim und Doly (Nucleic
Acid Res., 7, 1513, 1979) Plasmid-DNA von den Kolonien
isoliert, die die Quellen von DNA bilden, das eine
positive Hybridisierungsreaktion zeigt. Die Basensequenz
von seiner cDNA-Insertion wird durch das Verfahren von
Maxam und Gilbert bestimmt (Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 74,
560, 1977). Das Vorhandensein der gewünschten DNA-Sequenz in
der cDNA-Insertion von dieser isolierten Plasmid-DNA kann
bestätigt werden, indem die Aminosäure-Sequenz, die von
der oben bestimmten Basen-Sequenz der cDNA-Insertion abgeleitet
worden ist, mit der vorher bestimmten Aminosäure-
Sequenz von gereinigtem humanen t-PA verglichen wird.
Die auf die vorstehend beschriebene Weise isolierte und
identifizierte cDNA enthält die DNA-Sequenzkodierung für
menschlichen t-PA und ist zum ersten Mal von den Erfindern
aufgebaut worden. Die Schaffung einer solchen neuen DNA-
Sequenz durch die Erfinder hat es ermöglicht, menschlichen
t-PA durch Verwendung von Wirtszellen, die mit einer
rekombinanten DNA transformiert worden sind, die die DNA-
Sequenzkodierung für menschlichen t-PA enthält, herzustellen,
und dies kann die vorstehend beschriebenen verschiedenartigen
Probleme des Standes der Technik lösen. Dieses
Verfahren zum Herstellen von menschlichem t-PA wird im
folgenden näher beschrieben.
Auf der Basis der folgenden Ergebnisse, die von den Erfindern
gefunden worden sind, umfassen die Wirtszellen, die
bei dem vorliegenden Verfahren zum Herstellen von menschlichem
t-PA verwendet werden, vorzugsweise Säuretierzellen.
Spezieller gesagt, die gesamte Aminosäure-Sequenz von
menschlichem t-PA, die von menschlichen normalen Zellen
herrührt, wurde von der vorher bestimmten DNA-Sequenz von
menschlichem t-PA abgeleitet. Durch Prüfen dieser Aminosäure-
Sequenz ist angenommen worden, daß das menschliche
t-PA-Molekül vier Plätze hat, an die Zuckerketten hinzugegeben
werden können. Tatsächlich wird das Molekulargewicht
von menschlichem t-PA auf etwa 50 000 reduziert, wenn
ein Zellstamm, der menschlichen t-PA erzeugen
kann, in Anwesenheit von Tunicamycin gezüchtet wird, welches
eine antibiotische Substanz ist, die den Zusatz von
Zuckerketten verhindert. Dementsprechend nimmt man an,
daß Zucker etwa 30% des Molekulargewichtes ausmacht. Unter
der Annahme, daß die Zugabe von Zuckerketten an dem stabilen
in vivo Funktionieren des Enzyms teilnehmen kann und
das Enzym, das keine Zuckerketten hat, Antigenwirkung in
vivo zeigen kann, haben die Erfindung gefolgert, daß es
besser wäre zu bewirken, daß das geklonte menschliche t-PA-
Gen in Säugetierzellen exprimiert
wird und dadurch die natürliche Form von menschlichem
t-PA mit hinzugefügten Zuckerketten produziert. Aus
diesem Grund wird es als wünschenswert angesehen, Säugetierzellen
als Wirte zu verwenden.
Die als Wirte verwendeten Säugetierzellen können aus einer
Vielzahl von gegenwärtig verfügbaren geschaffenen Zellinien
von Säugetier-Ursprung ausgewählt werden.
Bevorzugte Beispiele dafür umfassen Mäuse-L-Zellen;
Thymidin-Kinase-negative L-Zellen;
dihydrofolatreduktasearme Eierstockzellen
von chinesischem Hamster;
Mäuse C127I-Zellen (ATCC CRL1616); Mäuse NIH3T3-Zellen
(ATCC CRL1658); Mäuse FM3A-Zellen; menschliche HeLa-Zellen
(ATCC CCL2); COS1-Zellen vom afrikanischen Grünaffen
(ATCC CCL1650);
verschiedene Typen von Mäuse- und menschlichen Myelom-
Zellen wie Mäuse P3/NS1/1-Ag4-1 (NS-1) Zellen (ATCC
TIB18), Mäuse P3X63Ag8-Zellen (ATCC TIB9) und Mäuse
J558-Zellen (ATCC TIB6) und dergleichen. Es wird bemerkt,
daß die vorstehend aufgeführten Zellen nur als Beispiele
angegeben werden und daß andere Typen von Säugetierzellen
auch verwendet werden können.
Als der Expressionsvektor, in den die DNA-Sequenzkodierung
für menschlichen t-PA inkorporiert wird, kann irgendein
Vektor verwendet werden, der sich innerhalb der verwendeten
Wirtszellen replizieren kann und die Wirtszellen
so transformieren kann, daß die Expession der Gen-Kodierung
für menschlichen t-PA möglich wird. Unter anderem
können vorzugsweise Vektoren verwendet werden, die eine
Promotor-Region, eine Ribosomen-Bindungsstelle, eine
Terminations-Sequenz, eine polyadenylierte Stelle, einen
Replikationsursprung und ein Gen, das als ein selektierbarer
Marker dient, wenn Wirtszellen mit dem Vektor transfektiert
werden, enthalten.
Als die Promotor-Region und die Ribosomen-Bindungsstelle,
die in den vorstehend aufgeführten Expressions-Vektoren
vorhanden sind, können allgemein solche verwendet werden,
die von Viren vom Säugetier-Ursprung abgeleitet sind.
Brauchbar sind z. B. die Promotor-Regionen und Ribosomen-
Bindungsstellen, die von Papova-Viren, Adeno-Viren,
Retroviren, menschlichen Cytomegalo-Viren und dergleichen
eingenommen werden. Weiterhin kann auch die Promotor-Region
und die Ribosomen-Bindungsstelle, die in einem "stromaufwärts"
liegenden Abschnitt von
Genen, die von Säugetierzellen abgeleitet sind, verwendet
werden. In diesem Falle ist es vorteilhaft, die Promotor-
Region eines stark exprimierten Gens zu verwenden, weil
im allgemeinen angenommen iwrd, daß solch ein Promotor
auch als ein starker Promotor für andere Gene dient. Es
scheint zum Beispiel vorteilhaft zu sein, die Promotor-
Regionen und Ribosomen-Bindungsstellen von Mäuse-,
menschlichen und anderen Säugetier-Genen für Metallothionein,
Immunglobuline, Insulin, Albumin und dergleichen
zu verwenden.
Als die Terminationssequenz und polyadenylierte Stelle
können in gleicher Weise solche verwendet werden, die
von Viren und verschiedenen Genen abgeleitet sind.
Was den Replikationsursprung anbelangt, so kann der Vektor
so aufgebaut sein, daß er einen exogenen Ursprung
enthält, der von einem Virus abgeleitet sein kann, wie
vorstehend beschrieben wurde, insbesondere von Rinder-
Papillom-Virus (hier im folgenden als BPV bezeichnet)
oder von Simian-Virus 40 (hier im folgenden als SV 40
bezeichnet). Alternativ dazu kann der gewünschte Expressions-
Vektor als ein Fragment in ein Chromosom der Wirtszelle
inkorporiert werden, um so den Replikationsmechanismus
des Chromosoms auszunutzen.
Das Gen, das als ein selektierbarer Marker dient, wenn
Wirtszellen mit dem Vektor transfektiert werden, ist
nicht immer erforderlich. Seine Anwesenheit ist jedoch
insofern vorteilhaft, als die transformierten Zellen
schnell und genau selektiert werden können.
Die für diesen Zweck brauchbaren Gene umfassen z. B. das
Thymidin-Kinase-Gen (TK) von Herpes-Simplex-Virus (HSV)
und das Dihydrofolat-Reduktase-Gen (DHFR) von Mäusen.
In diesen Fällen sollte ein Thymidin-Kinase-negativer
(tk-) Stamm oder ein Dihydrofolat-Reduktase-negativer
(dhfr-) Stamm als Wirtszellen verwendet werden.
Zusätzlich können auch das Xanthin-guanin-phosphoribosyl-
transferase-Gen (Ecogpt) von Escherichia coli, das Resistenz
gegen Mycophenolsäure in Säugetierzellen zeigt,
und das Neomycin-Resistenz-Gen (neo), das von Transposon 5
abgeleitet ist, das Resistenz gegen die antibiotische
Substanz G418 in Säugetierzellen zeigt, verwendet werden.
Der Expressions-Vektor, der vorzugsweise die oben beschriebenen
verschiedenen Regionen enthält, kann nach
an sich gut bekannten genetischen Rekombinationstechniken
aufgebaut werden.
Um Wirtszellen mit dem Vektor der vorliegenden Erfindung,
der die DNA-Sequenzkodierung für menschlichen t-PA enthält,
zu transfektieren, kann irgendeine von verschiedenen
Verfahren verwendet werden, wie z. B. Behandlung mit
Calciumphosphat (F. L. Graham und A. J. Van der Eb, Virology,
52, 546, 1978), Injektion in den Nucleus oder Kern
(A. Graessman et al., Methods in Enzymology, 65, 816,
1980, Academic Press, New York), Protoplastfusion (W.
Schaffner, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 77, 2163, 1980),
Einführen durch einen elektrischen Schock (H. Potter et
al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81, 7161, 1984), Behandlung
mit DEAE-Dextran (P. Sheldrick et al., Proc.
Natl. Acad. Sci. USA, 70, 3621, 1973) und dergleichen.
Nachdem die Transfektion nach irgendeinem der vorstehend
angegebenen Verfahren durchgeführt worden ist, werden die
entstehenden transformierten Zellen getrennt gezüchtet.
Ihre Erzeugung von menschlichem t-PA, der von menschlichen
normalen Zellen herrührt, kann durch Prüfen der
Human-t-PA-Aktivität der überstehenden Flüssigkeit derartiger
Kulturen bestätigt werden.
Auf diese Weise kann menschlicher t-PA, der von menschlichen
normalen Zellen herrührt, auf Massenbasis produziert
werden, indem die transformierten Zellen gezüchtet
werden und dadurch bewirkt wird, daß sie menschlichen
t-PA in das Kulturmedium sekretieren. Einige typische
Ausführungsformen dieses Verfahrens zur Erzeugung von
menschlichem t-PA werden in den folgenden Beispielen
spezieller beschrieben.
Die verschiedenen Typen von menschlichen normalen Zellen,
die in Tabelle 1 zusammengestellt sind, wurden einem
Screening-Verfahren unterworfen. Die von den Erfindern
geschaffenen Zellinien wurden folgendermaßen erhalten:
Ein Stück des Quellen- oder Ursprungsgewebes wurde mit
einer Schere oder dergleichen zerkleinert und dann mit
Trypsin, Kollagenase, Dispase und dergleichen verdaut,
um dispergierte und freigesetzte Zellen zu erhalten.
Diese Zellen wurden in einem Kulturmedium suspendiert
und plattiert. Dann wurden Klone,
die aktives Wachstum zeigten, isoliert und wiederholt
in Sekundär-Kulturen gezüchtet. Schließlich wurden Stämme,
die stabil in Sekundär-Kulturen gezüchtet werden
konnten, selektiert und als normale Zellinien für
Screening-Zwecke verwendet. Die Zellinien, die dem
Screening unterworfen werden sollten, wurden gezüchtet,
bis der Zusammenfließzustand
erreicht worden war. Unter Verwendung von 15 µl der
überstehenden Flüssigkeit jeder Kultur wurde die Human-t-
PA-Aktivität der überstehenden Flüssigkeit geprüft. Bei
dieser Prüfung wurden 15 µl der überstehenden Flüssigkeit
auf eine Fibrinplatte gegeben, die nach dem vorstehend
genannten Verfahren von Granelli-Piperno und
Reich präpariert worden war. Nachdem diese Fibrinplatte
bei 37°C 16 Stunden stehengelassen worden war, wurde die
entstandene Lösungszone gemessen. Zur gleichen Zeit wurden
eine Probe von der überstehenden Flüssigkeit, gemischt
mit einem Anti-Urokinase-Serum und eine Probe der
überstehenden Flüssigkeit, gemischt mit einem Anti-Human-
t-PA-Serum, ebenfalls hergestellt. Die von diesen Proben
erzeugten Lösungszonen wurden auch gemessen und mit der
Lösungszone, die von der kein Anti-Serum enthaltenden
Probe erzeugt worden war, verglichen.
Es wurde eine Standard- oder Referenzkurve aufgebaut,
indem gereinigte Uronkinase als eine Referenz verwendet
wurde und die Lösungszonen gemessen wurden, die durch
ihre verdünnten Lösungen erzeugt wurden. Unter Verwendung
dieser Referenzkurve wurde die fibrinolytische Aktivität
in Werten internationaler Urokinase-Einheiten ausgedrückt.
Einige der dem Screening unterworfenen Zellen
und ihre Human-t-PA-Aktivitäten und Urokinase-Aktivitäten
sind in Tabelle 1 angegeben. Es wurde so gefunden,
daß die Zellinie MTC017 Human-t-PA in relativ großen
Mengen erzeugt und sekretiert, so daß diese Zellinie als
das Quellen- oder Ursprungsmaterial für die Isolation
des Human-t-PA-Gens ausgewählt wurde. Dieser Zellstamm
war von menschlichem fötalem Epithel abgeleitet und bestand
aus normalen Diploid-Zellen mit der Diploid-Nummer
(2n = 46) von Chromosomen und hatte etwa 80 Zweitkulturen
oder Subkulturen durchlaufen.
Unter Verwendung von "Eagle's minimal essential Medium",
das 10% FCS enthielt, wurde die Zellinie MTC017 in großen
Mengen gezüchtet, um 5×10⁸ Zellen aufzusammeln. Die gewonnenen
Zellen wurden mit 200 ml phosphat-gepufferter
Saline (PBS) gewaschen und dann in 20 ml einer 10 mM
Tris-HCl-Pufferlösung (pH 8,6), die 10 mM KCl, 1,5 mM
MgCl₂ und 3 mM Dithiothreitol enthielt, zurück suspendiert.
Nachdem die Zellen durch Zugabe von Nonidet P-40
zu der Suspension (um so eine Endkonzentration von 0,5%
zu erhalten) lysiert oder aufgelöst worden waren, wurde
die entstandene Lösung zentrifugiert und die überstehende
Flüssigkeit, die die gesamte RNA enthielt, weiter durch
Extraktion mit Phenol-Chloroform gereinigt.
Dann wurde Natriumacetat zu der wäßrigen Phase hinzugegeben,
so daß eine Konzentration von 0,3 M entstand, und
die ganze RNA wurde durch Zugabe von 2 Volumen Äthanol
zu der Lösung ausgefällt. Nach dem Verfahren von T. Maniatis
et al. (T. Maniatis et al., Molecular Cloning, 197-198,
Cold Spring Harbor Laboratory, New York, 1982) wurde der
so gebildete Niederschlag mit Oligo(dT)-Zellulose behandelt,
um mRNA von der gesamten RNA zu trennen. Auf die
oben beschriebene Weise wurden 4 bis 5 mg gesamte RNA
und 100 bis 150 µg Poly(A) plus mRNA von 5×10⁸ gezüchteten
Zellern erhalten.
Nach dem Verfahren von T. Maniatis et al. (T. Maniatis et
al., Molecular Cloning, 204-205, Cold Spring Harbor Laboratory,
New York, 1982) wurde das auf die oben beschriebene
Weise erhaltene Poly(A) plus mRNA in niedrig-schmelzendem
Agarosegel fraktioniert. Diese Fraktionierung wurde
durchgeführt, indem das Poly(A) plus mRNA mit Methylquecksilberhydroxid
behandelt wurde und dann der Elektrophorese
in einer flachen Platte Gel unterworfen wurde,
das 1,5% niedrig-schmelzende Agarose, 50 mM Borsäure,
5 mM Natriumborat und 10 mM Natriumsulfat enthielt. Nach
Beendigung der Elektrophorese wurde das Gel in eine 0,1 M
Dithiothreitol-Lösung über 30 Minuten eingetaucht und
dann entsprechend der Größe des Molekulargewichtes geschnitten.
Vier Volumen 0,5 M Ammoniumacetat wurden zu
jeder Scheibe hinzugegeben und sie wurde auf 65°C erhitzt,
bis das Gel gelöst war. Danach wurde die entstandene Lösung
wiederholt mit Phenol und mit Chloroform extrahiert,
um die Agarose-Bestandteile zu entfernen. Schließlich wurde
die mRNA-Fraktion durch Ausfällen mit Äthanol zurückgewonnen.
Dann wurden nach dem oben angegebenen Verfahren von J. B.
Gurdon 50 ng von jeder mRNA-Fraktion in ein Oocyt von
Xenopus laevis mikroinjiziert. Die Oocyten, in die mRNA
eingeführt worden war, wurden in Barthsches Medium gebracht
und 24 Stunden bei 20°C stehengelassen. Daraufhin
wurde eine Probe von jedem Medium auf eine Fibrinplatte
gebracht, die durch das vorgenannte Verfahren von Granelli-
Piperno und Reich präpariert worden war. Diese Fibrinplatte
wurde 16 Stunden bei 37°C inkubiert, und die entstandene
Lösungszone wurde gemessen. Gleichzeitig wurde
auch eine Probe des Mediums, gemischt mit einem Anti-
Human-t-PA-Serum gebrütet. Auf diese Weise wurde die
mRNA-Fraktion selektiert, die die größte Lösungszone lieferte
und eine Unterdrückung der fibrinolytischen Aktivität
in Anwesenheit des Anti-Human-t-PA-Serums durchlief.
Nach dem vorstehend genannten Verfahren von Gubler und
Hoffman wurden 5 µg der auf die vorstehend beschriebene
Weise selektierten Fraktion, die die mRNA-Kodierung für
t-PA enthielt, verwendet, um doppel-strängige cDNAs herzustellen.
Nachdem Deoxy(C)-Reste an jede cDNA gebunden
worden waren, wurden die entstandenen cDNAs mit 1 µg des
Plasmids pUC13 mit an der PstI-Stelle gebundenen Deoxy(G)-
Resten getempert. Unter Verwendung der getemperten Mischung
wurde E. coli HB101 (ATCC 33694) transformiert,
wodurch 5000 ampicillinresistente Kolonien erhalten wurden.
Nach dem Verfahren von Gergen et al. wurde ein Anteil
jeder Kolonie zu einem Whatman 541-Filter übertragen.
Danach wurde die DNA jeder Kolonie an dem Filter fixiert,
indem sie einer Reihe von Behandlungen, einschließlich
Alkalibehandlung, Neutralisation, Waschen und Trocknen,
unterworfen wurde.
Menschlicher t-PA wurde von menschlichem normalen Zellstamm
MTC017 nach dem Verfahren isoliert, das in der
DE-PS 33 90 272 beschrieben ist
und eine Kombination von Ionenaustauschchromatographie,
Affinitätschromatographie, Gelfiltrierung und dergleichen
umfaßt. Zum Zweck der Herstellung einer DNA-Probe wurden
partielle Aminosäure-Sequenzen von menschlichen t-PA auf
die folgende Weise bestimmt.
1 mg gereinigter menschlicher t-PA wurde in 3 ml 0,1 M
Ammoniumbicarbonat (pH 7,5) gelöst. Zu der entstandenen
Lösung wurde Trypsin (behandelt mit L-1-Tosylamido-2-
phenyläthylchlormethylketon (TPCK)) in einem molaren Verhältnis
von 100 000 : 1 hinzugegeben. Dann wurde partielle
Hydrolyse bei Raumtemperatur 2 Stunden durchgeführt. Die
Reaktion wurde abgestoppt, indem Diisopropylfluorphosphat
(DFP) in einer Menge hinzugegeben wurde, die gleich der
bis 10 000mal so groß wie die Anzahl der Mole von hinzugegebenem
Trypsin war. Das Reaktionsprodukt wurde gegen
5 mM Ameisensäure dialysiert und dann gefriergetrocknet.
Dann wurde das gefriergetrocknete Protein in 5 ml einer
Lösung gelöst, die 0,56 M Tris-HCl (pH 8,6), 8 M Harnstoff
und 5 mM EDTA enthielt. Zu der entstandenen Lösung
wurden 0,1 ml β-Mercaptoäthanol hinzugegeben, um die
Disulfid-Bindungen zu reduzieren. Die Reaktion wurde 2
Stunden bei 45°C unter einer Atmosphäre von Stickstoff
durchgeführt. Dann wurden die reduzierten Disulfid-Bindungen
durch Zugabe von 1,0 ml einer Lösung, die 1,4 M
Jodessigsäure und 1 N NaOH enthielt, carboxymethyliert.
Nachdem die Reaktionsmischung 20 Minuten bei Raumtemperatur
gestanden hatte, wurde sie bei Raumtemperatur gegen
Wasser, das 0,01% Tween 80 enthielt, dialysiert und dann
gefriergetrocknet.
Das gefriergetrocknete carboxymethylierte Protein wurde
in 5 ml einer 0,1 M Ammoniumbicarbonat-Pufferlösung
(pH 7,2) gelöst, die 0,1 M Ammoniumthiocyanat enthielt.
Die entstandene Lösung wurde durch eine "Red-Sepharose"-
Säule geleitet, die mit der gleichen Pufferlösung äquilibriert
worden war. Nachdem die Säule mit der gleichen
Pufferlösung gewaschen worden war, wurde das adsorbierte
Protein eluiert, indem die Konzentration von Ammoniumthiocyanat
linear auf 1,0 M erhöht wurde. Als Ergebnis wurden Protein-
Peaks (Protein-Spitzen) in der nicht adsorbierten
Fraktion und in der adsorbierten Fraktion erhalten. Bei
Analyse durch SDS-Acrylamid-Gel-Elektrophorese lieferte jeder
Protein-Peak ein einziges Proteinband mit einem Molekulargewicht
von etwa 35 000.
Jeder der Protein-Peaks wurde aufgesammelt, gegen 0,1 M
Ammoniumbicarbonat (pH 7,5) dialysiert und dann gefriergetrocknet.
Die Aminosäure-Sequenzen des gereinigten menschlichen
t-PA, der von einer Kultur vom Zellstamm MTC017 erhalten
worden war und die Proteine, die davon auf die vorstehend
beschriebene Weise erhalten worden waren, wurden mittels
eines Gasphasen-Protein-Sequenzers
bestimmt.
Für den gereinigten menschlichen t-PA wurde die Sequenz
von N-Terminal 38-Aminosäuren-Resten bestimmt, und es wurde
gefunden, daß sie Gly-Ala-Arg-Ser-Tyr-Gln- in der N-Terminal-
Region einschließen. Die Aminosäure-Sequenz der nicht
adsorbierten Proteinfraktion begann mit Ile-Lys-Gly-Gly-
leu-, und die adsorbierte Proteinfraktion hatte die Aminosäure-
Sequenz von Ser-Asn-Arg-Val-Glu-Tyr-Cys-Trp-Cys-Asn-
Ser-Gly-Arg-. Es wurde gefunden, daß das N-Terminal-Ser
von dieser adsorbierten Proteinfraktion bei Stellung 31,
gezählt von dem N-Terminus des gereinigten menschlichen
t-PA, gelegen war.
Als Ergebnis wurde die Aminosäure-Sequenz von Tyr-Cys-Trp-
Cys-Asn als die optimale Region für die Zubereitung einer
Probe ausgewählt.
Auf diese Weise wurden acht Typen von 14-Nucleotid-Oligomeren
(14 mere), die komplementär zu der DNA-Sequenzkodierung
für die obige Aminosäure-Sequenz waren, d. h.
nach dem bereits genannten Phosphotriester-Verfahren
in fester Phase chemisch synthetisiert.
Ein Gemisch der acht Typen von 14-Nucleotid-Oligomeren
(14-meren), die auf die vorstehend beschriebene Weise
synthetisiert worden waren, wurde mit T4-Polynucleotid-
Kinase behandelt, um ihr 5′-Ende mit ³²P zu markieren.
Andererseits wurden die vorher präparierten Filter, die
eine cDNA-Bibliothek enthielten, in eine Lösung gebracht,
die 6 × SSC (1 × SSC; 0,15 M NaCl, 0,015 M Natriumsuccinat,
pH 7,0), 10 × Denhardt'sche Lösung (1 × Denhardt'sche
Lösung; 0,02% Rinder-Serum-Albumin (Fraktion V), 0,02%
Polyvinylpyrrolidon (3,6 × 10³ - 4 × 10⁴ Dalton), 0,02%
Ficoll (4 × 10⁵ Dalton), 0,1% SDS und 100 µg/ml ultraschallbehandelte
Lachs-Sperma-DNA enthielt, und bei Raumtemperatur
2 Stunden vorhybridisiert. Dann wurden sie in
eine Lösung gebracht, die 6 × SSC, 10 × Denhard'sche
Lösung und eine markierte Probe mit
einer Konzentration von 5 × 10⁶ Zählimpulsen/min/ml oder
Counts/min/ml enthielt, und bei Raumtemperatur über Nacht
hybridisiert. Danach wurden die Filter dreimal bei Raumtemperatur
5 Minuten in einer Lösung, die 6 × SSC und
0,1% SDS enthielt, gewaschen und dann dreimal 5 Minuten
bei 30°C in der gleichen Lösung gewaschen.
Nachdem die gewaschenen Filter luftgetrocknet worden waren,
wurden sie dazu verwendet, Kodak XR-5 Röntgenfilm
16 Stunden mit Hilfe von Dupont Kronex Lightening Plus
Verstärkerfolien zu belichten.
Von 14 Kolonien, die eine positive Hybridisierungsreaktion
zeigten, wurde das Plasmid DNA gemäß einer Modifikation
des vorstehend erwähnten Verfahrens von Birnboim und Doly
isoliert. Unter Verwendung dieser Plasmid DNA wurde die
Basen-Sequenz ihrer cDNA-Insertion gemäß dem vorstehend
erwähnten Verfahren von Maxam und Gilbert bestimmt.
Durch Vergleich der Aminosäure-Sequenz, die von der DNA-
Basen-Sequenz von Klon T-1 (der einer der 14 Kolonien
war) bestimmt worden war, mit der vorstehend bestimmten
Aminosäure-Sequenz von gereinigtem menschlichem t-PA wurde
gefunden, daß dieser Klon die cDNA-Kodierung für menschlichen
t-PA enthielt. Fig. 1 stellt die Basen-Sequenz
dieser cDNA-Insertion dar. Diese Insertion besaß eine
Größe von 2170 bp und enthielt einen offenen Leserahmen
oder "reading frame" von 1686 bp, eine 5′ nicht-translatierte
Region von 76 bp und eine 3′ nicht-translatierte
Region von 408 bp. Als diese DNA-Sequenz mit der DNA-
Sequenzkodierung für menschlichen t-PA, der von Bowes-
Melanom isoliert worden war, verglichen wurde, waren diese
an drei Stellen oder Punkten in der 5′ nicht-translatierten
Region, an einer Stelle oder einem Punkt in der
Region der Kodierung für menschlichen t-PA und an fünf
Stellen oder Punkten in der 3′ nicht-translatierten Region
voneinander verschieden.
Entsprechend dem Verfahren, das in Fig. 2 dargestellt
ist, wurde eine Anzahl Plasmide, die in die Säugetierzellen
eingeführt werden sollten, auf folgende Weise hergestellt.
Zuerst wurde das Plasmid pT-1 von dem in Beispiel 1 erhaltenen
Klon T-1 isoliert. Um den Doppelstrang von GC-Basenpaaren,
der während der cDNA-Synthese gebildet worden
war, zu entfernen, wurden 25 µg von dem PT-1 mit HindIII
gespleißt und dann mit 0,4U von Bal31
2 Stunden bei 37°C behandelt. Unter Verwendung von T4 DNA-
Ligase wurde ein HindIII-Linker an das entstehende DNA-
Fragment gebunden, woraufhin Spleißen
mit HindIII und BamHI folgte. Von dem entstandenen DNA-
Fragment-Gemisch wurde ein DNA-Fragment, das das t-PA-
Gen enthielt, abgetrennt und durch Polyacrylamid-Gel-
Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurde pUC13 mit HindIII und BamHI gespleißt.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde ein DNA-
Fragment von etwa 2700 bp abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das oben angegebene
DNA-Fragment (von etwa 2700 bp) und das vorher hergestellte
DNA-Fragment, das das t-PA-Gen enthielt, miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA wurde
dazu verwendet, E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie
es in Beispiel 1 beschrieben ist, zu transformieren.
Es wurden Plasmide von zehn der entstandenen ampicillinresistenten
Kolonien hergestellt und dann dazu verwendet,
um die DNA-Basensequenz der 5′ nicht-translatierten Region
des t-PA-Gens zu bestimmen.
Das von dem Klon T-406 hergestellte Plasmid pT406, wobei dieser
einer der vorstehend genannten zehn Kolonien war, enthielt
eine 5′ nicht-translatierte Region von 39 bp. 20 µg pT406
wurden mit HindIII und BamHI gespleißt. Von der entstandenen
DNA-Fragment-Mischung wurde ein DNA-Fragment von
etwa 2200 bp, das das t-PA-Gen enthielt, abgetrennt und
durch Polyacrylamid-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurden 10 µg des Plasmids pSV2-dhfr (ATCC
37 146) mit HindIII und BamHI gespleißt. Von der entstandenen
DNA-Fragment-Mischung wurde ein DNA-Fragment von
etwa 4200 bp, das von dem dhfr-Gen befreit war, abgetrennt
und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden 0,2 µg des vorstehenden
DNA-Fragments (von etwa 4200 bp) und 0,1 µg
des vorher isolierten Fragmentes von etwa 2200 bp, das
das menschliche t-PA-Gen enthielt, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorstehend beschrieben
wurde, zu transformieren und dadurch ampicillinresistente
Kolonien zu erhalten. Kleine Mengen von Plasmiden
wurden von diesen Kolonien isoliert und mit Restriktions-
Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer Spleißmuster
wurden die Klone mit dem
gewünschten Plasmid pMT-1 identifiziert, und das Plasmid
pMT-1 wurde davon isoliert.
10 µg des Plasmids pMT-1, das gemäß dem vorhergehenden
Abschnitt 1 hergestellt worden war, wurden mit HindIII und
BamHI gespleißt. Von der entstandenen DNA-Fragment-Mischung
wurde ein DNA-Fragment von etwa 3 kbp, das das t-PA-Gen
und das Poly(A)-Signal von SV40 enthielt, abgetrennt und
durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurde ein DNA-Fragment, das pML (M. Lusky und
M. Botchan, Nature, 293, 79, 1981) und den MMT-Promotor
enthielt, von dem Plasmid pdBPV-MMTneo (342-12) (M. Law
et al., Molecular and Cellular Biology, 3, 2110, 1983)
hergestellt. Spezieller gesagt, es wurden 10 µg pdBPV-
MMTneo (342-12) mit BglII gespleißt. Nach dieser Behandlung
wurden 5 Einheiten des Klenow-Fragmentes von DNA-
Polymerase I und 0,1 mM jeweils von dATP, dCTP, dGTP und
TTp zu dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch hinzugegeben.
Dieses Reaktionsgemisch wurde 10 Minuten bei 37°C inkubiert,
um die kohäsiven Enden, die durch Spleißen mit BglII
erzeugt worden waren, in stumpfe Enden überzuführen. Nach
Beendigung der Reaktion wurde das Reaktionsprodukt durch
Extraktion mit Phenol, Behandlung mit Chloroform und Ausfällung
mit Äthanol gereinigt. Unter Verwendung von T4
DNA-Ligase wurden 0,05 µg eines HindIII-Linkers mit dem
gereinigten Produkt verbunden, woraufhin Spleißen mit
BamHI und dann partielles Spleißen mit HindIII folgten.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde ein Fragment,
das pML und den MMT-Promotor enthielt, abgetrennt
und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden 0,05 µg des
obigen DNA-Fragmentes und 0,04 µg des vorher hergestellten
DNA-Fragmentes von 3 kbp, das das menschliche t-PA-Gen
und das Poly(A)-Signal von SV40 enthielt, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorstehend
beschrieben wurde, zu transformieren und dadurch
ampicillinresistente Kolonien zu erhalten.
Es wurden kleine Mengen Plasmide von diesen Kolonien isoliert
und mit Restriktions-Enzymen behandelt. Auf der Basis
ihrer Spleiß-Muster wurde
das Klon mit dem gewünschten Plasmid pMT-2 identifiziert,
und das Plasmid pMT-2 wurde davon isoliert.
Das nach der Beschreibung in dem vorstehenden Abschnitt 2
hergestellte Plasmid pMT-2 wurde mit BamHI gespleißt. Das
entstandene DNA-Fragment wurde mit Kalb-intestinal-alkalischer
Phosphatase (im folgenden als CIP bezeichnet) behandelt,
um Dephosphorylierung des 5′-Endes (5′-Terminus) zu
bewirken.
Andererseits wurde pdBPV-1 (142-6) (ATCC 37 134) mit BamHI
gespleißt. Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein BPV100TDNA-Fragment von etwa 8 kbp abgetrennt und
durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden 0,05 µg des
BPV100TDNA-Fragmentes und 0,02 µg des vorher BamHI-gespleißten
und CIP-behandelten pMT-2 miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie vorstehend beschrieben
wurde, zu transformieren und dadurch ampicillinresistente
Kolonien zu erhalten. Kleine Mengen Plasmide
wurden von diesen Kolonien isoliert und mit Restriktions-
Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer Spleiß-Muster wurde
das Klon mit dem gewünschten Plasmid pMT-3 identifiziert,
und das Plasmid pMT-3 wurde davon isoliert.
Das Plasmid pMT-2, das gemäß dem vorstehenden Abschnitt 2
hergestellt worden war, wurde mit SalI partiell gespleißt,
mit CIP behandelt und dann mit dem Klenow-Fragment behandelt,
um seine kohäsiven Enden in stumpfe Enden umzuwandeln.
Dieses DNA-Fragment wurde als ein Vektor verwendet.
Andererseits wurde pdBPV-MMTneo (342-12) mit EcoRI und
BamHI gespleißt und dann mit dem Klenow-Fragment von DNA-
Polymerase I behandelt, um die kohäsiven Enden, die durch
das Spleißen erzeugt worden waren, in stumpfe Enden umzuwandeln.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein DNA-Fragment von etwa 4 kbp, das das neor-Gen enthielt,
abgetrennt und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden 0,05 µg des vorstehenden
DNA-Fragmentes (mit etwa 4 kbp) und 0,05 µg des
vorher hergestellten Vektors miteinander verbunden. Die
so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet, E. coli
HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorher beschrieben worden
war, zu transformieren. Danach wurde das gleiche Verfahren,
das in dem vorhergehenden Abschnitt 3 beschrieben
worden ist, wiederholt, um den Klon mit dem gewünschten
Plasmid pMT-4 zu identifizieren und das Plasmid pMT-4
davon zu isolieren.
Das Plasmid pMT-4, das gemäß dem vorhergehenden Abschnitt
4 hergestellt worden war, wurde mit BamHI gespleißt und
dann mit CIP behandelt. Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase
wurden 0,05 µg des entstandenen DNA-Fragments und 0,05 µg
des BPV100TDNA-Fragments, das gemäß dem vorhergehenden
Abschnitt 3 hergestellt worden war, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorstehend
beschrieben wurde, zu transformieren. Danach wurde
das gleiche Verfahren, das in dem vorhergehenden Abschnitt
4 beschrieben worden war, wiederholt, um den Klon
mit dem gewünschten Plasmid pMT-5 zu identifizieren und
das Plasmid pMT-5 davon zu isolieren.
Die MMT Promotor tragenden Plasmide pMT-2 bis -5 für die
Expression des t-PA-Gens, die gemäß den vorhergehenden
Abschnitten 2 bis 5 hergestellt worden waren, wurden getrennt
in Säugetierzellen eingesetzt.
Das Einsetzen wurde gemäß einer Modifikation des Calciumphosphat-
Ausfällungsverfahrens durchgeführt, das von Graham
und Van der Eb entwickelt worden war. Spezieller gesagt,
es wurde eine Lösung hergestellt, die 2 × HBS (50 mM Hepes
(pH 7,1), 280 mM NaCl), 1,4 mM NaH₂PO₄ und 1,4 mM Na₂HPO₄
enthielt. Während sterile Luft durch die Lösung gesaugt
wurde, wurde ein gleiches Volumen einer Lösung, die eines
der Plasmide für die Expression des t-PA-Gens und 250 mM
CaCl₂ enthielt, tropfenweise dort hinzugegeben, um so
einen Plasmid-CaPO₄-Niederschlag zu bilden. Nach Beendigung
der Zugabe wurde die Lösung 20 Minuten stehengelassen.
Dann wurde der Niederschlag mit einer Pipette suspendiert,
und die entstandene Suspension wurde tropfenweise
zu Wirtszellen hinzugegeben, die in einem Kolben
gezüchtet wurden. Nachdem die Wirtszellen bei 37°C einige
Stunden in einem CO₂-Brutapparat (Inkubator) gewachsen
waren, wurde das Medium entfernt und eine Lösung, die
15% Glycerol und 2 × HBS enthielt, hinzugegeben, woraufhin
Stehenlassen 3 Minuten bei 37°C folgte. Danach wurde
diese Lösung entfernt, ein frisches Medium wurde hinzugegeben,
und die Wirtszellen wurden 2 Tage in einem
CO₂-Brutapparat wachsengelassen. Dann wurden die Wirtszellen
auf eine Platte übertragen, die ein frisches Medium
enthielt und eine Woche wachsengelassen. In diesem Falle
wurde ein Medium verwendet, das die antibiotische Substanz
G418 enthielt, weil das neo-Resistenz-Gen als ein
Marker für die Selektion von Transformanden verwendet
wurde.
Danach wurde das Medium von der Platte entfernt. In Übereinstimmung
mit Jones et al. (P. Jones et al., Cell, 5,
323, 1975) wurde eine Casein-Agar-Schicht (anstelle von
Fibrin) über die Wirtszellen gelegt, und die Platte wurde
über Nacht gebrütet. Die t-PA erzeugenden Klone, die eine
transparente Lösungszone in der Casein-Agar-Schicht zeigten,
wurden selektiert. Dann wurden Klone, die hoch-produktiv
für t-PA waren, erhalten, indem jeder Klon gezüchtet
wurde und die Human-t-PA-Aktivität der überstehenden
Flüssigkeit der entstandenen Kultur geprüft wurde. Die
so erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 2 angegeben.
Diese in hohem Maße produktionsfähigen Klone wurden auch
in einem Medium, das 1 µM Cd++ oder 50 µM Zn++ enthielt,
gezüchtet, und die Human-t-PA-Aktivität der überstehenden
Flüssigkeit der entstandenen Kultur wurde geprüft. Die
so erhaltenen Ergebnisse sind auch in Tabelle 2 angegeben.
Als Ergebnis zeigte der Klon MT-325 die höchste Human-t-
PA-Aktivität. Spezieller gesagt, dieser Klon erzeugte
110 Einheiten/ml/Tag menschlichen t-PA in Abwesenheit
von Cd++ oder Zn++ und 305 oder 310 Einheiten/ml/Tag
Human-t-PA in Anwesenheit von Cd++ oder Zn++ entsprechend.
Gemäß dem in Fig. 3 dargestellten Verfahren wurde eine
Anzahl von Plasmiden mit dem hMT-Promotor auf die folgende
Weise hergestellt.
Zuerst wurde das Plasmid pMTSVPA (erhalten von Dr. M. Karin,
School of Medicine, University of Southern California,
U.S.A.) mit XbaI gespleißt und dann mit dem Klenow-Fragment
von DNA-Polymerase I behandelt, um die kohäsiven
Enden, die durch das Spleißen erzeugt worden waren, in
stumpfe Enden umzuwandeln.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurde ein HindIII-Linker
an das entstandene DNA-Fragment gebunden, woraufhin Spleißen
mit HindIII folgte. Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch
wurde ein DNA-Fragment von etwa 840 bp entsprechend
dem hMT-Promotor abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurde das Plasmid pMT-2, das gemäß Abschnitt
2 von Beispiel 2 erhalten worden war, mit HindIII gespleißt
und dann mit CIP behandelt. Von dem entstandenen
DNA-Fragment-Gemisch wurde ein DNA-Fragment von etwa 5,5
kbp, das das Plasmid pMT-2 umfaßte, das frei von dem MMT-
Promotor war, abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehend
angegebene DNA-Fragment (von etwa 5,5 kbp) und das vorher
hergestellte DNA-Fragment mit dem hMT-Promotor miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA wurde
dazu verwendet, E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie
es vorstehend beschrieben worden war, zu transformieren.
Es wurden kleine Mengen Plasmide von den entstandenen
ampicillinresistenten Kolonien isoliert und mit Restriktions-
Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer Spleiß-Muster
wurde das Klon mit dem gewünschten Plasmid phT-1 identifiziert,
und das Plasmid phT-1 wurde davon isoliert.
Das Plasmid phT-2 wurde auf die gleiche Weise, wie es in
dem vorhergehenden Abschnitt 1 beschrieben ist, mit der
Ausnahme isoliert, daß das gemäß Abschnitt 4 des Beispiels
1 erhaltene Plasmid pMT-4 anstelle des Plasmids pMT-2 verwendet
wurde.
Das gemäß dem vorhergehenden Abschnitt 1 hergestellte
Plasmid phT-1 wurde mit BamHI gespleißt und dann mit CIP
behandelt. Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das
entstandene DNA-Fragment und das BPV100TDNA-Fragment von
etwa 8 kbp, das bei der Herstellung des Plasmids pMT-3
erhalten worden war, miteinander verbunden. Die so gebildete
rekombinante DNA wurde dazu verwendet, um E. coli
HB101 auf die gleiche Weise, wie vorstehend beschrieben
worden war, zu transformieren. Danach wurde das gleiche
Verfahren, das in dem vorstehenden Abschnitt 2 beschrieben
worden ist, wiederholt, um das Plasmid phT-3 zu isolieren.
Das Plasmid phT-4 wurde auf die gleiche Weise isoliert,
wie es in dem vorhergehenden Abschnitt 3 beschrieben worden
ist, mit der Ausnahme, daß das in dem vorhergehenden
Abschnitt 2 erhaltene Plasmid phT-2 anstelle des Plasmids
phT-1 verwendet wurde.
Die hMT-Promotor tragenden Plasmide phT-1 bis -4 für die
Expression des t-PA-Gens, die in den vorhergehenden Abschnitten
1 bis 4 hergestellt worden waren, wurden getrennt
in Säugetierzellen eingesetzt. Das Einsetzen und
das Screening von Klonen, die hoch-produktiv für t-PA
sind wurde auf die gleiche Weise durchgeführt, wie es
in Abschnitt 6 von Beispiel 2 beschrieben ist. Die so
erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 3 dargestellt. Die
hoch-produktiven Klone wurden auch in einem Medium, das
1 µM Cd++, 50 µM Zn++ oder 1 µM Dexamethason enthielt,
gezüchtet, und die Human-t-PA-Aktivität der überstehenden
Flüssigkeit der entstandenen Kultur wurde geprüft. Die
so erhaltenen Ergebnisse sind auch in Tabelle 3 angegeben.
Ein Ergebnis war, daß Klon hT-382 die höchste Human-t-PA-
Aktivität zeigte. Spezieller gesagt, dieser Klon erzeugte
105 Einheiten/ml/Tag menschlichen t-PA in Abwesenheit von
Cd++, Zn++ oder Dexamethason und 330 bis 340 Einheiten/ml/
Tag menschlichen t-PA in Anwesenheit von Cd++, Zn++ oder
Dexamethason.
Entsprechend dem in Fig. 4 dargestellten Verfahren wurde
eine Anzahl Plasmide mit dem Igγ₁-Promotor auf die folgende
Weise hergestellt.
Zuerst wurde das Plasmid p1Bg1II (das von Dr. Honjo, School
of Medicine, Kyoto University, Japan, erhalten worden war)
mit HindIII gespleißt und dann partiell gespleißt mit
AccI. Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein DNA-Fragment von etwa 3 kbp, das die Enhancer-Region
enthielt, abgetrennt und durch niedrigschmelzende Agarose-
Gel-Elektrophorese gewonnen. In ähnlicher Weise wurde ein
AccI-AluI DNA-Fragment von etwa 180 bp, das die Promotor-
Region enthielt, abgetrennt und von dem Plasmid p1BglII
gewonnen. Weiterhin wurde ein DNA-Fragment von 53 bp mit
einer DNA-Basen-Sequenz, das sich von der AluI-Stelle
bis zu der Stelle, die vor dem Initiierungs-Codon
(ATG) des Igγ₁-Gens liegt und
eine HindIII-Stelle am Ende hat, nach dem Phosphotriester-
Verfahren in fester Phase synthetisiert.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden die drei DNA-
Fragmente, die wie vorstehend angegeben hergestellt wurden
(d. h. das HindIII-AccI-Fragment, das AccI-A1uI-Fragment
und das AluI-HindIII-Fragment) in der angegebenen
Reihenfolge miteinander verbunden. Dann wurden unter Verwendung
von T4 DNA-Ligase das entstandene DNA-Fragment
und das DNA-Fragment von etwa 5,5 kbp, das von pMT-2
(durch Spleißen mit HindIII und Behandlung mit CIP) in
Abschnitt 1 von Beispiel 3 hergestellt worden war, miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA wurde
dazu verwendet, E. coli HB101 auf die Weise, die oben
beschrieben worden war, zu transformieren.
Kleine Mengen Plasmide wurden von den entstandenen ampicillinresistenten
Kolonien isoliert und mit Restriktions-
Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer Spleiß-Muster wurde
das Klon mit dem gewünschten Plasmid pIg-1 identifiziert,
und das Plasmid pIg-1 wurde davon isoliert.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das DNA-Fragment
von etwa 9,7 kbp, das von dem Plasmid pMT-4 (durch
Spleißen mit HindIII und Behandlung mit CIP) in Abschnitt
2 von Beispiel 3 hergestellt worden war, und
die DNA, die in dem vorhergehenden Abschnitt 1 hergestellt
worden war und die Enhancer- und Promotor-Regionen
von dem Igγ₁-Gen enthielt, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorstehend
beschrieben worden war, zu transformieren. Danach wurde
das gleiche Verfahren, das in dem vorhergehenden Abschnitt
1 beschrieben worden war, wiederholt, um das
Plasmid pIg-2 zu isolieren.
Das in dem vorhergehenden Abschnitt 1 hergestellte Plasmid
pIg-1 wurde mit BamHI gespleißt und dann mit CIP behandelt.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das
entstandene DNA-Fragment und das BPV100T-DNA-Fragment
von etwa 8 kbp, das bei der Herstellung des Plasmids
pMT-3 erhalten worden war, wie es in Abschnitt 3 von Beispiel
2 beschrieben worden ist, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es oben beschrieben
wurde, zu transformieren. Danach wurde das
gleiche Verfahren, das in dem vorhergehenden Abschnitt 1
beschrieben worden war, wiederholt, um das Plasmid pIg-3
zu isolieren.
Das Plasmid pIg-4 wurde auf die gleiche Weise, wie es
in dem vorhergehenden Abschnitt 3 beschrieben wurde,
isoliert mit der Ausnahme, daß das in dem vorhergehenden
Abschnitt 2 erhaltene Plasmid pIg-2 anstelle des
Plasmids pIg-1 verwendet wurde.
Die Igγ₁-Promotor tragenden Plasmide pIg-1 bis -4 für
die Expression des t-PA-Gens, die in den vorhergehenden
Abschnitten 1 bis 4 hergestellt worden waren, wurden
getrennt in Säugetierzellen eingesetzt.
Das Einsetzen wurde nach dem bereits genannten
elektrischen Schock-Verfahren durchgeführt, das von
Potter et al. entwickelt wurde.
Spezieller gesagt, es wurden Wirtszellen gezüchtet und
in Phosphat-gepufferte Saline bei 0°C suspendiert. Die
entstandene Zellsuspension wurde in eine 1,5-ml-Küvette
mit einer positiven und einer negativen Aluminiumfolien-
Elektrode gegeben und auf 0°C abgekühlt. Nachdem eine
Lösung, die eines der Plasmide für die Expression des
t-PA-Gens hinzugegeben worden war, wurde sofort eine
Spannung von 2000 Volt bei 0°C angelegt. Nachdem diese
Zellsuspension 10 Minuten bei 0°C stehengelassen worden
war, wurde sie auf eine Platte übertragen, die ein frisches
Medium enthielt, und 2 Tage in einem CO₂-Brutapparat
oder Inkubator gezüchtet. Dann wurde das Medium
durch ein frisches ersetzt, und die Wirtszellen wurden
2 Wochen wachsengelassen. Auch in diesem Falle wurde ein
Medium verwendet, das die antibiotische Substanz G418
enthielt, weil das neo-Resistenz-Gen als ein Marker für
die Selektion von Transformanden verwendet wurde.
Die entstandene Kultur wurde zentrifugiert, um die Zellen
aufzusammeln. Entsprechend dem Verfahren von Jones
et al., wie es in Beispiel 2 verwendet worden war, wurden
die Zellen in Casein-Agar suspendiert, und diese Suspension
wurde in einer Platte ausgebreitet, um eine Casein-
Agar-Schicht zu bilden. Nachdem diese Platte in einem
CO₂-Brutapparat oder Inkubator bebrütet oder inkubiert
worden war, wurden menschliche t-PA erzeugende Klone,
die eine transparente Lösungszone in der Casein-Agar-
Schicht zeigten, selektiert. Dann wurden Klone, die hochproduktiv
für menschlichen t-PA waren, durch Kultivieren
jedes Klons und Prüfen der Human-t-PA-Aktivität der überstehenden
Flüssigkeit der entstandenen Kultur erhalten.
Die so erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 4 angegeben.
Ein Ergebnis war, daß Klon Ig-2P45 die höchste Human-t-
PA-Aktivität zeigte und 215 Einheiten/ml/Tag menschlichen
t-PA erzeugte.
Gemäß dem in Fig. 5 dargestellten Verfahren wurde eine
Anzahl von Plasmiden mit dem "frühen"
Promotor von SV40 auf die folgende Weise hergestellt.
Um eine pBR322-abgeleitete DNA-Sequenz, die die Replikation
des Plasmids pSV2-dhfr in Affenzellen hemmte, zu
entfernen, wurde pBR322-abgeleitete DNA-Sequenz durch
pML ersetzt.
Spezieller gesagt, das Plasmid pSV2-dhfr wurde mit PvuII
und BamHI gespleißt. Von dem entstandenen DNA-Fragment-
Gemisch wurde ein DNA-Fragment, das das dhfr-Gen enthielt,
abgetrennt und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Andererseits wurde das Plasmid pMT-2, das gemäß Abschnitt
2 von Beispiel 2 erhalten worden war, mit EcoRI gespleißt
und dann mit dem Klenow-Fragment von DNA-Polymerase
I behandelt, um die kohäsiven Enden, die durch das
Spleißen entstanden waren, in stumpfe Enden umzuwandeln.
Das entstandene DNA-Fragment wurde weiter mit BamHI gespleißt.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein pML-DNA-Fragment von etwa 2,6 kbp abgetrennt und
durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment (von etwa 2,6 kbp) und das vorher hergestellte
DNA-Fragment, das das dhfr-Gen enthielt, miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA wurde
dazu verwendet, um E. coli HB101 auf die gleiche Weise,
wie es vorstehend beschrieben worden war, zu transformieren.
Es wurden kleine Mengen Plasmide von den entstandenen
ampicillinresistenten Kolonien isoliert und mit
Restriktions-Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer
Spleiß-Muster wurde der Klon mit dem gewünschten Plasmid
pSV210-dhfr identifiziert, und das Plasmid pSV210-dhfr
wurde davon isoliert.
Das gemäß dem vorhergehenden Abschnitt 1 hergestellte
Plasmid pSV210-dhfr wurde mit HindIII und BglII gespleißt.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein DNA-Fragment, das frei von dem dhfr-Gen war, abgetrennt
und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Andererseits wurde das gemäß Abschnitt 1 von Beispiel 2
erhaltene Plasmid pT406 mit HindIII und BamH1 gespleißt.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde ein DNA-
Fragment, das das t-PA-Gen enthielt, abgetrennt und durch
niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment und das vorher hergestellte DNA-Fragment,
das frei von dem dhfr-Gen war, miteinander verbunden.
Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet,
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es vorstehend
beschrieben worden war, zu transformieren. Danach wurde
das gleiche Verfahren, das in dem vorhergehenden Abschnitt
1 beschrieben worden war, wiederholt, um das Plasmid pSV-1
zu isolieren.
Das Plasmid pSV2-dhfr wurde mit PvuII gespleißt. Unter
Verwendung von T4 DNA-Ligase wurde ein BamHI-Linker an
das entstandene DNA-Fragment gebunden, woraufhin Spleißen
mit BamHI folgte. Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch
wurde ein DNA-Fragment, das das dhfr-Gen enthielt,
abgetrennt und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Andererseits wurde das Plasmid pSV-1, das gemäß dem vorhergehenden
Abschnitt 2 erhalten worden war, mit BamHI
gespleißt und dann mit CIP behandelt, um Dephosphorylierung
des 5′-Endes (5′-Terminus) zu bewirken.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment und das vorher hergestellte DNA-Fragment,
das das dhfr-Gen enthielt, miteinander verbunden. Die so
gebildete rekombinante DNA wurde dazu verwendet, um
E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es beschrieben
worden war, zu transformieren. Danach wurde das gleiche
Verfahren, das in dem vorstehenden Abschnitt 1 beschrieben
worden war, wiederholt, um das Plasmid pSV-2 zu isolieren.
Das SV40 "frühen" Promotor tragende Plasmid pSV-2 für
die Expression des t-PA-Gens, das gemäß dem vorhergehenden
Abschnitt 3 hergestellt worden war, wurde in Dihydrofolat-
Reduktase-arme oder -freie Eierstockzellen vom
chinesischen Hamster (CHO-dhfr-; erhalten von D. Chasin,
Department of Biological Sciences, Columbia, University,
U.S.A.) eingeführt.
Das Einführen wurde nach einer Modifikation des Calciumphosphat-
Ausfällungs-Verfahrens durchgeführt, wie es
in Abschnitt 6 von Beispiel 2 beschrieben ist. Danach
wurden die Wirtszellen in einem Medium, das kein Adenosin,
Deoxyadenosin oder Thymidin enthielt und für die Selektion
von Transformanden brauchbar war, wachsen gelassen.
Dann wurden Klone, die menschlichen t-PA erzeugen konnten,
auf die gleiche Weise, wie es in Abschnitt 6 von
Beispiel 2 beschrieben ist, dem Screening unterworfen.
Die so erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 5 angegeben.
Die chinesischer Hamster-CHO-dhfr--Zelle wurde als Wirt
verwendet, und pSV-2 wurde als das Plasmid für die Expression
des menschlichen t-PA-Gens verwendet.
Ein Ergebnis war, daß Klon SV-21 die höchste Human-t-PA-
Aktivität zeigte und 30 Einheiten/ml/Tag menschliches
t-PA erzeugte. Um den Expressionsbetrag weiter zu erhöhen,
wurde Klon SV-21 in einem Medium wachsen gelassen, das
50 nM Methotrexat (MTX) als einen DHFR-Inhibitor enthielt.
Klone mit erworbener Resistenz gegen MTX wurden isoliert
und auf Human-t-PA-Aktivität geprüft.
Als ein Ergebnis wurde gefunden, daß Klon SV-21-M506
110 Einheiten/ml/Tag menschlichen t-PA erzeugte. Dieser
Klon wurde weiter in Anwesenheit von 1 µM MTX gezüchtet,
und die entstandenen MTX-resistenten Klone wurden auf
Human-t-PA-Aktivität geprüft.
Als ein Ergebnis wurde gefunden, daß der Klon SV-21-M1K12
250 Einheiten/ml/Tag menschlichen t-PA erzeugte. Als dieser
Klon weiterhin einer ähnlichen Verstärkungsbehandlung
unter Verwendung von 2,5 µM MTX unterworfen wurde,
wurde gefunden, daß der Klon SV-21-M2.5K7 330 Einheiten/
ml/Tag menschlichen t-PA erzeugte.
Gemäß dem Verfahren, das in Fig. 6 dargestellt ist, wurde
eine Anzahl von Plasmiden mit dem Promotor eines menschlichen
Cytomegalovirus auf die folgende Weise hergestellt.
Zuerst wurde das Plasmid pRR23 (das von Dr. B. Fleckenstein,
Institut für Klinische Virologie der Universität Erlangen,
Nürnberg, West Deutschland, erhalten worden war) mit
XamIII gespleißt und dann mit dem Klenow-Fragment von
DNA-Polymerase I behandelt, um die kohäsiven Enden, die
durch das Spleißen erzeugt worden waren, in stumpfe Enden
umzuwandeln.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurde ein HindIII-Linker
an das entstandene DNA-Fragment gebunden, woraufhin
Spleißen mit HindIII folgte. Von dem entstandenen DNA-
Fragment-Gemisch wurde ein DNA-Fragment von etwa 750 bp,
das die Promotor- und Enhancer-Regionen von hCMV enthielt,
abgetrennt und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Andererseits wurde das gemäß Abschnitt 2 von Beispiel 2
erhaltene Plasmid pMT-2 mit HindIII gespleißt und dann
mit CIP behandelt. Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch
wurde ein DNA-Fragment von etwa 5,5 kbp abgetrennt
und durch niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese
gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment (von etwa 5,5 kbp) und das vorher hergestellte
DNA-Fragment mit der hCMV-Promotor-Region miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA
wurde dazu verwendet, um E. coli HB101 auf die gleiche
Weise, wie es vorstehend beschrieben worden war, zu
transformieren. Es wurden kleine Mengen Plasmide von den
entstandenen ampicillinresistenten Kolonien isoliert und
mit Restriktions-Enzymen behandelt. Auf der Basis ihrer
Spleiß-Muster wurde der Klon mit dem gewünschten Plasmid
phC-1 identifiziert, und das Plasmid phC-1 wurde davon
isoliert.
Das Plasmid phC-2 wurde auf die gleiche Weise hergestellt,
wie es für das Plasmid phC-1 beschrieben ist, mit der
Ausnahme, daß pMT-4 anstelle von pMT-2 verwendet wurde.
Die Plasmide phC-3 und phC-4 wurden durch Einfügen oder
Insertieren eines DNA-Fragments von BPV100T in phC-1
bzw. phC-2 auf die gleiche Weise hergestellt, wie es entsprechend
in den Abschnitten 3 bzw. 4 von Beispiel 3 beschrieben
ist.
Die hCMV-Enhancer und Promotor tragenden Plasmide phC-1,
phC-3 und phC-4 für die Expression des menschlichen t-PA-
Gens, die nach den vorstehenden Abschnitten 1 und 2 hergestellt
worden waren, wurden in Säugetierzellen eingesetzt.
Das Einsetzen und das Screening von Klonen, die menschlichen
t-PA erzeugen konnten, wurde auf die gleiche
Weise durchgeführt, wie es in Abschnitt 6 von Beispiel 2
beschrieben ist. Die so erhaltenen Ergebnisse sind in
Tabelle 6 angegeben. Klon hc-372 zeigte die höchste
Human-t-PA-Aktivität und erzeugte 120 Einheiten/ml/Tag
menschlichen t-PA.
Gemäß dem in Fig. 7 dargestellten Verfahren wurde eine
Anzahl Plasmide mit dem LTR (long terminal repeat) Promotor
vom Harvey mäuse- oder rattenartigen Sarcoma-Virus
und brauchbar für die Expression
des menschlichen t-PA-Gens auf die folgende Weise
hergestellt.
Zuerst wurde das Plasmid pDVXR (das von Dr. M. Botchan,
Department of Molecular Biology and Virus Laboratory, University
of California, Berkeley, U.S.A. erhalten worden
war) mit BamHI gespleißt und dann mit dem Klenow-Fragment
von DNA-Polymerase I behandelt, um die kohäsiven Enden,
die durch das Spleißen erzeugt worden waren, in stumpfe
Enden umzuwandeln. Das entstandene DNA-Fragment wurde
mit BalI gespleißt. Von dem entstandenen DNA-Fragment-
Gemisch wurde ein DNA-Fragment, das die LTR-Region von
Ha-MSV enthielt, abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurde das Plasmid pMT-2, das gemäß Abschnitt
2 von Beispiel 2 erhalten worden war, mit HindIII gespleißt
und dann mit dem Klenow-Fragment von DNA-Polymerase
I behandelt, um die kohäsiven Enden, die durch das
Spleißen erzeugt worden waren, in stumpfe Enden umzuwandeln.
Das entstandene DNA-Fragment wurde mit CIP behandelt.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde
ein DNA-Fragment von etwa 5,5 kbp abgetrennt und durch
niedrigschmelzende Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment (von etwa 5,5 kbp) und das vorher hergestellte
DNA-Fragment, das die LTR-Promotor-Region von
Ha-MSV enthielt, miteinander verbunden. Die so gebildete
rekombinante DNA wurde dazu verwendet, E. coli HB101
auf die gleiche Weise, wie es vorstehend beschrieben worden
war, zu transformieren. Es wurden kleine Mengen Plasmide
von den entstandenen ampicillinresistenten Kolonien
isoliert und mit Restriktions-Enzymen behandelt. Auf der
Basis ihrer Spleiß-Muster wurde der Klon mit dem gewünschten
Plasmid pLTR-1 identifiziert, und das Plasmid pLTR-1
wurde davon isoliert.
Das Plasmid pLTR-1, das gemäß dem vorstehenden Abschnitt 1
hergestellt worden war, wurde mit BamHI gespleißt und dann
mit CIP behandelt.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment und das BPV100T-DNA-Fragment von etwa
8 kbp, das gemäß Abschnitt 3 von Beispiel 2 hergestellt
worden war, miteinander verbunden. Die so gebildete rekombinante
DNA wurde dazu verwendet, E. coli HB101 auf
die gleiche Weise, wie es beschrieben worden war, zu
transformieren. Danach wurde das gleiche Verfahren, das
in dem vorstehenden Abschnitt 1 beschrieben worden ist,
wiederholt, um das Plasmid pLTR-2 zu isolieren.
Das Plasmid pSV2-dhfr wurde mit BamHI gespleißt und dann
mit dem Klenow-Fragment von DNA-Polymerase I behandelt,
um die kohäsiven Enden, die während des Spleißens erzeugt
worden waren, in stumpfe Enden umzuwandeln. Das entstandene
DNA-Fragment wurde mit PvuII behandelt. Von dem
entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde ein DNA-Fragment,
das das dhfr-Gen enthielt, abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Andererseits wurde das Plasmid pLTR-1, das gemäß dem vorhergehenden
Abschnitt 1 erhalten worden war, mit ClaI
gespleißt und dann mit Klenow-Fragment von DNA-Polymerase
I behandelt, um die kohäsiven Enden, die durch das Spleißen
erzeugt worden waren, in stumpfe Enden umzuwandeln.
Von dem entstandenen DNA-Fragment-Gemisch wurde ein DNA-
Fragment von etwa 6,8 kbp abgetrennt und durch niedrigschmelzende
Agarose-Gel-Elektrophorese gewonnen.
Unter Verwendung von T4 DNA-Ligase wurden das vorstehende
DNA-Fragment (von etwa 6,8 kbp) und das vorher hergestellte
DNA-Fragment, das das dhfr-Gen enthielt, miteinander
verbunden. Die so gebildete rekombinante DNA wurde dazu
verwendet, E. coli HB101 auf die gleiche Weise, wie es
beschrieben worden war, zu transformieren. Danach wurde
das gleiche Verfahren, das in dem vorstehenden Abschnitt
1 beschrieben worden war, wiederholt, um das Plasmid
pLTR-3 zu isolieren.
Das Plasmid pLTR-4 wurde auf die gleiche Weise, wie es
in dem vorstehenden Abschnitt 2 beschrieben ist, mit der
Ausnahme isoliert, daß das Plasmid pLTR-3, das gemäß dem
vorstehenden Abschnitt 3 hergestellt worden war, anstelle
des Plasmids pLTR-1 verwendet wurde.
Die LTR-Promotor tragenden Plasmide pLTR-2 bis -4 für die
Expression des menschlichen t-PA-Gens, die gemäß den vorhergehenden
Abschnitten 2 bis 4 hergestellt worden waren,
wurden getrennt in Säugetierzellen eingesetzt. Das Einsetzen
und das Screening von Klonen, die t-PA produzieren
konnten, wurde auf die gleiche Weise durchgeführt, wie
es in Abschnitt 6 von Beispiel 2 beschrieben ist.
Es wurde versucht, bei den Klonen mit dem eingesetzten
pLTR-3 oder pLTR-4 den Expressionsbetrag durch Behandlung
mit MTX zu erhöhen. Die so erhaltenen Ergebnisse sind in
Tabelle 7 angegeben.
Ein Ergebnis ist, daß 340 Einheiten/ml/Tag menschlicher
t-PA von Klon LTR-M2008-M1K19 mit eingesetztem pLTR-3
und behandelt mit MTX zur Erhöhung des Expressionsbetrages
erzeugt wurden. Weiterhin wurden 355 Einheiten/ml/
Tag menschlicher t-PA von Klon LTR-459-M1K3 mit eingesetztem
pLTR-4 und behandelt mit MTX zur Erhöhung des
Expressionsbetrages erzeugt.
Zu bemerken ist, daß dann, wenn keine spezifischen Arbeitsbedingungen
in den vorstehenden Beispielen angegeben
wurden, übliche Arbeitsbedingungen, die dem Fachmann geläufig
sind, nach der Eignung ausgewählt und angewendet
wurden.
Claims (2)
1. Eine DNA-Sequenz, die die DNA-Sequenzkodierung für menschlichen
Gewebe-Plasminogen-Aktivator enthält, die durch menschliche
normale Zellen erhalten worden ist, wobei ein Strang dieser
DNA-Sequenzkodierung die folgende Basen-Sequenz besitzt:
2. Verwendung einer rekombinanten DNA, die einen Vektor mit
einem Abschnitt, der zur Selbst-Replikation in Säugetierzellen
fähig ist, und die damit verbundene DNA-Sequenz
nach Anspruch 1 umfaßt, zur Herstellung von menschlichem
Gewebe-Plasminogen-Aktivator durch Züchten dieser Säugetierzellen.
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