WO2011149013A1 - 癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の薬剤または放射線感受性評価方法 - Google Patents
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Abstract
Description
(ヒト大腸癌マウス移植腫瘍からの癌組織由来細胞塊の調製)
ヒト大腸癌マウス移植腫瘍を、以下のように異種移植法にて作製した。
(ヒト大腸癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
大腸癌手術検体を用いた以外は、実施例1と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト卵巣癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
卵巣癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒトすい臓癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
すい臓癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト小細胞癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
肺癌の一種である小細胞癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト腎癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
腎癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト膀胱癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
膀胱癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト乳癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
乳癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト前立腺癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
前立腺癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして組織由来細胞塊を取得した。培養培地に、10-8モル/L濃度のジヒドロテストステロン(DHT)を添加し、実施例1と同様に培養した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(ヒト咽頭癌手術検体からの癌組織由来細胞塊の調製)
咽頭癌手術検体を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、図7に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた。
(乳癌由来癌組織由来細胞塊のホルモン感受性試験)
実施例8と同じ培地条件で、エストラジオールの有無で、複数の患者から得られた乳癌組織由来細胞塊の状態がどのように異なるかを調べた。その結果、図8に示す通り、 は、エストラジオールの添加で増殖が促進する症例と、エストラジオールに反応しない症例とがあることがわかった。由来する患者のホルモン療法を行う際の感受性試験として応用できることがわかった。
(マウス膵島腫瘍からの癌組織由来細胞塊の調製)
RipTagはラットインスリンプロモーターの支配下にSV40-T antigenを強制発現させたトランスジェニックマウスで、膵島に腫瘍が発生する。RipTagマウスの膵島腫瘍を用いた以外は、実施例2と同様にして癌組織由来細胞塊を取得した。この結果、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌組織由来細胞塊が得られた(図9)。
実施例2で得られ、図7に示す培養中の癌組織由来細胞塊を培養後24時間で、培地と共に5ml取り出し、1000rpm、4℃にて遠心分離し、上清を捨てた。回収した癌組織由来細胞塊をセルバンカー(BLC-1、三菱化学メディスン社製)に懸濁し、さらに、10μMのY27632(和光純薬工業社製)を加え、冷凍保存チューブ(Cryogenic vials 2.0 ml、Nalge Nunc社製)に移して、-80℃ディープフリーザーで保存した。
(癌組織由来細胞塊からの癌細胞凝集塊の調製)
実施例2と同様の方法で得られた癌組織由来細胞塊を、用いて以下の処理を行った。まず、24 ウェルプレート(未処理のディッシュ)中央にコラーゲンゲル(Cell Matrix type I-A : 5x DMEM : ゲル再構成用緩衝液 = 7 : 2 : 1) 50 μL / wellを敷いた。37℃、30分静置してコラーゲンゲルを固化した。浮遊培養の癌組織由来細胞塊を(ウエルあたり100個)、1.5 mLチューブに回収する。これを5秒程度遠心分離し、上清を除去した。癌組織由来細胞塊を、コラゲナーゼゲル(ウエルあたり30μL)で懸濁し、予め固化したゲルの上に30μLずつ乗せた。37℃、30分静置して固化させ、 StemPro(EGF 50 ng/mL) 600μL /ウェルずつ入れた。2~3日に一度培地を交換しながら、10日間培養した。
次に、培地を、1 mL / wellのDMEM(Gibco; 11965-092、コラゲナーゼIV 200 mg/mL含む)に交換し、37℃、5時間程度培養した。
培養後、1.5 mLエッペンチューブに移し、遠心分離(約5秒)し、上清を除去して、1 mLのPBSを加えて懸濁し、遠心分離(チビタン、約5秒)後上清除去を2回繰り返した。Trypsin / EDTA (0.05%)を1 mL加えて懸濁し、37℃で8分静置した。数回懸濁して、癌組織由来細胞塊様の大きな塊がなくなったことを確認した。これを、15 mLチューブに移し、2 mLのDMEM(Gibco; 11965-092)を加えて懸濁した。
次に、懸濁液を、遠心分離(1000 rpm、5分)し、上清を除去した。2 mL のStemPro(EGF 50 ng/mL、Y-27632 10μM)で懸濁し、φ35mm non-treated dish (Iwaki: 1000-035)に移した。これを、37℃で一晩培養した。
12時間経過後、直径40μm程度の癌組織由来細胞塊形成を確認した。培地をStemPro(EGF 50 ng/mL)に交換した。
(ヒト大腸癌手術検体からの癌細胞凝集塊の調製)
大腸癌手術検体を用いた以外は、実施例14と同様にして癌細胞凝集塊を取得した。この結果、図12に示す通り、少なくとも12時間後には図1と同様のほぼ球形状の癌細胞凝集塊が得られた。
実施例2と同様の方法で得られた癌組織由来細胞塊の細胞保存を行った。癌組織由来細胞塊を実施例14と同様の方法で、トリプシン処理して単細胞化処理を行った。凍結保存液はセルバンカー1(十慈フィールド)にY-27632を添加したものを用いた。
ヒト大腸癌手術検体を用いて、文献記載の方法(Todaro Mら(2007)Colon cancer stem cells dictate tumor growth and resist cell death by production of interleukin-4. Cell Stem Cell 1:389-402)に従い単細胞にまで処理した試料を調製した。しかしながら、単細胞処理して選別したCD133陽性細胞は、インビトロでの増殖が見出せなかった。
実施例1で得られた癌組織由来細胞塊を温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccで3日間培養を行った。これをホルマリン固定後パラフィン包埋し、薄切して抗ラミニン抗体染色(シグマ-アルドリッチ社製、マウスラミニン由来ラビット抗体)を、製造元の指示書に従って行ったところ、癌組織由来細胞塊の外周および、外周に近い細胞の細胞質内にラミニンの抗原性が観察された。これによって、本発明の癌組織由来細胞塊は、癌細胞の集合体の周辺をラミニンが取り囲んでいることが判明した。一方、手術検体処理後24時間ではラミニンの発現は確認できなかった。
ピモニダゾールを用いた低酸素の検知の例
ニトロイミダゾール系化合物ピモニダゾールは酸素非存在下では蛋白や核酸とAdductを形成する特性を持つ。低酸素下でピモニダゾール処理された組織の低酸素領域は、ピモニダゾールを特異的に認識する抗体を用いて認識することができる。癌組織では血管から約100マイクロメーター離れると低酸素領域が出現するが、実施例1で得られた癌組織由来細胞塊でも外縁より約100マイクロメーターを境にして内部は低酸素領域で、広範な細胞死が観察された。
インビトロにおける癌組織由来細胞塊の増殖能は、以下のようにして検証した。実施例1で得られた癌組織由来細胞塊をコラーゲンゲル(CellMatrix typeIA(Nitta Gelatin):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に×10個ずつ包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccで培養を行った。定期的に細胞の状態を観察し、CCDカメラを装着した位相差顕微鏡(倍率40倍)で大きさを測定した。その結果、図3に示すように、機械的分割なしに、少なくとも13日間増殖能を保持することができた。さらに、13日目に機械的分割を行ったところ、さらに少なくとも13日間増殖能を保持していることが確認された。なお、機械的分割は、直径500マイクロメーターの癌組織由来細胞塊を眼科尖刀で4分割することで行った。
実施例1と同様の方法で、100から250μmの癌組織由来細胞塊をトリプシン0. 25%、EDTA2.6mMで3分間処理し、約30回ピペッティングで機械的に分解した。これを96ウェル培養プレート1ウェルに1個の割合で細胞が入るように希釈して分注した。単細胞化されていない細胞塊については構成する細胞数をカウントして記録した。その後培養(同上の条件)をおこない、各ウェルの細胞数の増加を記録し、30日間培養観察をおこなった。その結果、3個の細胞があれば、細胞塊にまで成長できるものもあることが確認された。
DNA合成に必要な代謝過程であるチミジル酸合成酵素と結合しDNA合成を阻害することが知られている5-FUを用いて、実施例2の試料による薬剤感受性試験を行った。試験は、癌組織由来細胞塊をコラーゲンゲル(CellMatrix typeIA(Nitta Gelatin):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に×10個ずつ包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccで培養を行った。さらに5-FUを0.01μg/ml、0.1μg/ml、1μg/ml、10μg/ml、100μg/mlの濃度で適用し、それぞれ培養0日目と8日目の状態を比較評価した。その結果を、図4に示す。癌組織由来細胞塊の面積に関する増大率について、薬剤非適用培養での面積に関する増大率を1として相対的に表記した。図4において、5-FUの濃度依存的に、培養8日目における癌細胞増殖が抑制されており、本発明の癌組織由来細胞塊が、薬剤感受性試験で有用であることが実際に証明された。
実施例2で得られた本発明の3日間培養した直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊 ×10個をMatrigel(BD社)に懸濁して、NOD-SCIDマウスの背部皮下に投与移植した。腫瘍形成の評価は、経時的に腫瘍のサイズを計測することにより行なった。その結果、本発明の実施例2の癌組織由来細胞塊を移植したマウス個体には顕著な腫瘍形成が認められ、本発明の癌組織由来細胞塊が高い腫瘍形成能を有することが確認された。この組織を解析すると、マウスに移植して形成された腫瘍と、生体内に存在していた腫瘍とで類似した組織型が得られていることがわかった(図5)。
実施例2で得られた本発明の使用した直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊をコラーゲンゲル(CellMatrix typeIA(Nitta Gelatin):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccに×10個ずつ接種し、培養を行った。これにコバルトの放射性同位体を線源とするγ線を照射して、塊の状況を確認した。その結果を、図6に示す。図6において、照射線量依依存的に、培養8日目までにおける癌細胞増殖が抑制されており、本発明の癌組織由来細胞塊が、放射線照射試験で有用であることが実際に証明された。
腫瘍細胞のDNAの塩基対間に挿入し、DNAポリメラーゼ、RNAポリメラーゼ、トポイソメラーゼII反応を阻害し、DNA、RNA双方の生合成を抑制することによって抗腫瘍効果を発揮することが知られているドキソルビシンを用いて、実施例12の試料による薬剤感受性試験を行った。試験は、癌細胞凝集塊をコラーゲンゲル(CellMatrix typeIA(Nitta Gelatin):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に×10個ずつ包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccで培養を行った。さらにドキソルビシンを0.1μM、1μM、10μMの濃度で適用し、それぞれ培養0日目と8日目の状態を比較評価した。その結果を、図14に示す。癌細胞凝集塊の面積に関する増大率について、薬剤非適用培養での面積に関する増大率を1として相対的に表記した。図14において、ドキソルビシンの濃度依存的に、培養8日目における癌細胞増殖が抑制されており、本発明の癌細胞凝集塊が、薬剤感受性試験で有用であることが実際に証明された。
実施例7で得られた本発明の使用した直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊を、DNA架橋により細胞死を誘導する白金系抗癌剤シスプラチンを用いて、薬剤感受性試験を行った。試験は、癌組織由来細胞塊をマトリゲル(Matrigel(BD):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に×5個ずつ包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccで48時間培養を行った。その後、位相差顕微鏡、propidium iodide (PI), Calcein, Hoechst33342で染色し、CTOSの形状、細胞死、細胞の代謝活動、核を調べた。その結果を、図15に示す。表記した。図15において、培養48時間後における濃度依存的なシスプラチンによる癌細胞死が確認された。本発明の癌組織由来細胞塊が、薬剤感受性試験で薬剤特異的に反応し、PI染色を用いた短時間での細胞死の検出に非常に有用であることが実際に証明された。
実施例2と同様にして、複数の患者から得られた直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊を、EGFおよびセツキシマブへの細胞応答評価に用いた。セツキシマブは、上皮成長因子受容体 (EGFR) に結合して、EGFRの働きを阻害するモノクローナル抗体である。抗がん剤として臨床的に使用されている。癌組織由来細胞塊を、1%のBSAを添加したDMEM/F12で一晩培養し、次に、10ng/mlのEGF(Sigma Aldlich社製)または10μg/mlセツキシマブ(アービタックス、ブリストル・マイヤーズ株式会社製)、またはその両方を培地に添加して、15分間培養した。次に、このように培養した癌組織由来細胞塊を、それぞれRIPA バッファーにて溶解し、溶解処理物をウェスタンブロット法分析に供して、AktおよびERK1/2のリン酸化の状況を調べた。その結果、EGF刺激による細胞内シグナルの活性化は各腫瘍間で異なることがあきらかになった。(図16)。セツキシマブによりリン酸化が抑制されたサンプルの患者については、セツキシマブの効果が予想される。
実施例2と同様にして、複数の患者から得られた直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊を、IGFおよびαIR3への細胞応答評価に用いた。αIR3は、インスリン様成長因子受容体(IGF-IR) に結合して、IGF-IRの働きを阻害するモノクローナル抗体である。癌組織由来細胞塊を、1%のBSAを添加したDMEM/F12で一晩培養し、次に、1 μg/mlのαIR3(メルク社製)の存在または不存在下で1時間処理し、100 ng/mlのIGF-I(R&D社製)の存在または不存在にて15分間培養した。次に、このように培養した癌組織由来細胞塊を、それぞれRIPA バッファーにて溶解し、溶解処理物をウェスタンブロット法分析に供して、AktおよびERK1/2のリン酸化の状況を調べた。その結果、AKTの活性化のパターンとして、3つのカテゴリーに分けることができることがわかった。感受性パターン(IGF刺激に反応しリン酸化され、αIR3によって脱リン酸の結果が得られる)、抵抗性パターン(IGF刺激に反応しリン酸化されるが、αIR3によって脱リン酸の結果が得られない)、および独立パターン(IGF刺激にもαIR3にも反応しない)の3つである。 (図17)。この3つのパターンと対応する癌組織由来細胞塊の成長とが関連していることがわかった。
実施例5と同様にして、複数の肺癌患者から得られた直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊を、薬剤への細胞応答評価に用いた。それぞれの試料のエルロチニブへの細胞応答について、調べた。エルロチニブは、上皮成長因子受容体 (EGFR)の作用を阻害するEGFR阻害剤である。抗がん剤として臨床的に使用されている。それぞれの癌組織由来細胞塊を、1%のBSAを添加したDMEM/F12で一晩培養し、次に、10ng/mlのEGF(Sigma Aldlich社製)または10μg/mlエルロチニブ(中外製薬社製)、またはその両方を培地に添加して、24時間培養した後、培地で2回洗浄し、さらに10ng/mlのEGF(Sigma Aldlich社製)または10μg/mlエルロチニブ(中外製薬社製)を入れて7日間培養した。次に、このように培養した癌組織由来細胞塊を、それぞれRIPA バッファーにて溶解し、溶解処理物をウェスタンブロット法分析に供して、EGFRの発現やリン酸化の状況、Aktやそのリン酸化の状況およびERK1/2のリン酸化の状況を調べた。その結果、EGF刺激による細胞内シグナルの活性化は各腫瘍間で異なることがあきらかになった(図18)。エルロチニブ感受性の患者の場合には、EGFの刺激なしにEGFRのリン酸化とそれに伴う経路の下流の活性化が起こっている場合が多い。また、エルロチニブによるAKTのリン酸化が阻害されている(図18上段A)。一方、エルロチニブに耐性の患者においては、EGF刺激なしでは過剰な経路の活性化が起こっていないか、エルロチニブの存在によってもAKTのリン酸化阻害が起こりにくい状態であることが示唆された(図18下段B)。
実施例7と同様の方法で得られた膀胱扁平上皮癌(BC44)と膀胱移行上皮癌(BC45)について、シスプラチン(CDDP)とアドリアマイシン(DXR)のインビトロ CTOS感受性試験を行った。試験は、癌組織由来細胞塊をマトリゲル(Matrigel(GFR):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に×5個ずつ包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccでシスプラチンまたはアドリアマイシンの存在下にて、24時間培養を行った。その後、シスプラチンまたはアドリアマイシンの存在下にて、2度培地で洗浄し、7日間培養した。7日目に癌組織由来細胞塊の生存の状況を、取り込んだ画像の面積で検出した。細胞のATP量は、Celltiter-Glo(登録商標)ルミネセント細胞生存率アッセイ(Promega, G7570)を用いて、製造者の指示に従い測定した。CellTiter-Glo試薬の添加の前に、マトリゲルGFRを0.2mg/mLコラゲナーゼタイプ4溶液 (Worthington, CLS4)によって消化し、癌組織由来細胞塊を放出させた。図19にこの結果を示す。図19において、横軸は薬剤濃度を示し、縦軸は、癌組織由来細胞塊の面積に関する増大率について、薬剤非適用培養での面積に関する増大率を1として相対的に表記した面積である。BC45(移行上皮癌)が両剤に感受性であるのに対し、BC44(扁平上皮癌)は抵抗性である。この傾向は臨床における両組織型の薬剤感受性を反映している。
実施例2と同様にして得られた本発明の肺癌の癌組織由来細胞塊(8例)および子宮頸癌(2例)を使用した直径約100マイクロメーターの癌組織由来細胞塊をコラーゲンゲル(CellMatrix typeIA(Nitta Gelatin):5x DMEM (Gibco;12100-038):ゲル再構成用緩衝液(50mM NaOH, 260mM NaHCO3, 200mM HEPES)=7:2:1)に包埋し、温度37℃、5%CO2インキュベーターの培養条件下で、STEMPROヒトES細胞用無血清培地(Gibco)1ccに×10個ずつ接種し、培養を行った。これにコバルトの放射性同位体を線源とするγ線を照射して、塊の状況を、放射線非照射での面積に関する増大率を1として相対的に表記した面積と相対的ATP量で検出した。細胞のATP量は、Celltiter-Glo(登録商標)ルミネセント細胞生存率アッセイ(Promega, G7570)を用いて、製造者の指示に従い測定した。CellTiter-Glo試薬の添加の前に、マトリゲルGFRを0.2mg/mLコラゲナーゼタイプ4溶液 (Worthington, CLS4)によって消化し、癌組織由来細胞塊を放出させた。図20にこの結果を示す。図20の横軸は放射線量。縦軸は相対的なCTOS面積(A、C)あるいは照射前の面積で補正した相対的なATP量 (B)。症例によって感受性に差があることがわかる。CはAの中のLC10(感受性)とmLC5(耐性)を抜き出したもの。下のパネルは5Gy照射時のgH2AXタンパク量をウエスタンブロッティングでタイムコースを観察したものを示す。耐性のmLC5は感受性のLC10と比較して早期にgH2AXが消失している。耐性例では放射線によるDNAの損傷が速やかに修復されることを反映していると考えられる。gH2AXのタイムコースによる効果予測は短期間で結果が出るので、臨床応用において有用である。
Claims (23)
- 患者由来の癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に、インビトロで薬剤を作用させ、該薬剤の癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に対する作用を評価する工程を含む、薬剤の影響の評価方法。
- 前記作用を評価することが、異なる濃度の薬剤存在下または不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の増殖状態を比較することを含む、請求項1記載の評価方法。
- 前記作用を評価することが、異なる濃度の薬剤の存在下または不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊中の細胞の生死判定を行うことを含む、請求項1記載の評価方法。
- 前記作用を評価することが、薬剤の存在下または不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊中の細胞における細胞内シグナル伝達の分析を行うことを含む、請求項1記載の評価方法。
- 前記薬剤が、EGFまたはIGFであり、前記細胞内シグナル伝達の分析が、Aktおよび/またはERK1/2のリン酸化の分析である、請求項4の評価方法。
- 前記薬剤が、EGFRに対する抗体、EGFR阻害剤、HER2に対する抗体、HER2阻害剤、αIR3、およびIGF-IR阻害剤からなる群より選択され、前記細胞内シグナル伝達の分析が、Aktおよび/またはERK1/2のリン酸化の分析である、請求項4の評価方法。
- 前記評価方法が、前記由来する患者への薬剤の影響を予め評価することである、請求項1から6までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の遺伝子を予め評価して遺伝子情報を得ておき、該遺伝子情報に基づいて作用させる薬剤を選択する、請求項1から7までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊が、冷凍による保存状態を経たものである、請求項1から8までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 患者由来の癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に、インビトロで放射線を作用させ、該放射線の癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に対する作用を評価する工程を含む、放射線の影響の評価方法。
- 前記作用を評価することが、異なる強度での放射線下での増殖状態あるいは放射線不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の増殖状態を比較することを含む、請求項10記載の評価方法。
- 前記作用を評価することが、異なる強度での放射線下あるいは放射線不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊中の細胞の生死判定を行うことを含む、請求項10記載の評価方法。
- 前記評価方法が、前記由来する患者への放射線の影響を予め評価することである、請求項10から12までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の遺伝子を予め評価して遺伝子情報を得ておき、該遺伝子情報に基づいて放射線照射を選択する、請求項10から13までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊が、冷凍による保存状態を経たものである、請求項10から14までのいずれか1項に記載の評価方法。
- 癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に、インビトロで薬剤候補化合物を作用させ、該薬剤候補化合物の癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊に対する作用を評価する工程を含む、薬剤のスクリーニング方法。
- 前記作用を評価することが、該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の薬剤候補化合物存在下での増殖状態を薬剤候補化合物の不存在下での増殖状態と比較することを含む、請求項16記載のスクリーニング方法。
- 前記作用を評価することが、薬剤候補化合物の存在と不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊中の細胞の生死判定を行うことを含む、請求項16記載のスクリーニング方法。
- 前記作用を評価することが、薬剤候補化合物の存在と不存在下での該癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊中の細胞の細胞内シグナル伝達の分析を行うことを含む、請求項16記載のスクリーニング方法。
- 前記薬剤が、EGFまたはIGFであり、前記細胞内シグナル伝達の分析が、Aktおよび/またはERK1/2のリン酸化の分析である、請求項19のスクリーニング方法。
- 前記薬剤が、EGFRに対する抗体、EGFR阻害剤、HER2に対する抗体、HER2阻害剤、αIR3、およびIGF-IR阻害剤からなる群より選択され、前記細胞内シグナル伝達の分析が、Aktおよび/またはERK1/2のリン酸化の分析である、請求項19のスクリーニング方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊の遺伝子を予め評価して遺伝子情報を得ておき、該遺伝子情報に基づいて作用させる薬剤候補化合物を選択する、請求項16から21までのいずれか1項に記載のスクリーニング方法。
- 前記癌組織由来細胞塊または癌細胞凝集塊が、冷凍による保存状態を経たものである、請求項16から22までのいずれか1項に記載のスクリーニング方法。
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