WO1999005262A2 - Verfahren zur gewinnung eines epithelialen zellverbandes - Google Patents

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August Bernd
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August Bernd
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    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N5/00—Undifferentiated human, animal or plant cells, e.g. cell lines; Tissues; Cultivation or maintenance thereof; Culture media therefor
    • C12N5/06—Animal cells or tissues; Human cells or tissues
    • C12N5/0602—Vertebrate cells
    • C12N5/0625—Epidermal cells, skin cells; Cells of the oral mucosa
    • C12N5/0629—Keratinocytes; Whole skin
    • A—HUMAN NECESSITIES
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    • A61L—METHODS OR APPARATUS FOR STERILISING MATERIALS OR OBJECTS IN GENERAL; DISINFECTION, STERILISATION OR DEODORISATION OF AIR; CHEMICAL ASPECTS OF BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES; MATERIALS FOR BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES
    • A61L27/00—Materials for grafts or prostheses or for coating grafts or prostheses
    • A61L27/50—Materials characterised by their function or physical properties, e.g. injectable or lubricating compositions, shape-memory materials, surface modified materials
    • A61L27/60—Materials for use in artificial skin

Definitions

  • the invention relates to a method for obtaining an epithelial cell assembly which considerably reduces the time required for the cultivation of human skin and epidermal grafts.
  • Adhesion is a determining factor for the speed of cell proliferation and is a prerequisite for successful transfer of the cells from the culture to a wound surface. Adhesion can be improved by using "feeder-layer fibroblasts", but these increase the risk of rejection of the graft, so that they are not used if possible.
  • Difficulties in transplantation can also arise from the fact that the epithelial cell assembly grown on an artificial substrate, after its enzymatic detachment from the substrate, shows changes in the cell surfaces which impair the adhesion of the transplant to the wound tissue.
  • the task therefore was to improve and, in particular, to accelerate the previously known methods for obtaining transplantable cells of human skin.
  • an epithelial cell assembly in which a cell culture of human skin tissue after several days of treatment in a culture medium is transferred to a biodegradable matrix, which contains fibroblasts, and is subjected to mechanical stress until the matrix surface coexists a coherent, epithelial cell structure is covered.
  • the human skin tissue used for cell culture consists of epithelial cells of the epidermis, that is to say of keratinocytes, melanocytes and fibroblasts, which are removed from the epidermis or the skin of the patient and multiplied under cell culture conditions.
  • the growth of the cell structure is considerably accelerated by the action of mechanical stimuli such as pressure, stretching, compression or the action of shear forces. Particularly favorable results are achieved if the mechanical stress is caused by shear forces which are generated when culture media flow over the cell cultures.
  • the action of mechanical forces on the cell culture not only increases the proliferation activity of the cells but also increases the mechanical strength of the cell layers and stimulates their differentiation. This enables the formation of multilayer epithelia. If there is no mechanical stimulus, predominantly one- or two-layer epithelia develop and the time between the sowing of the cells and their growth to a transplantable cell lawn is significantly longer.
  • epithelial cell groups are always used in dermatological wound treatment, the promotion of proliferation speed and tissue differentiation that can be achieved by mechanical stress can also be demonstrated in the human epidermal cell line (HaCaT) that is frequently used in research laboratories.
  • FIG. 1 shows how, under these conditions, the number of cells which characterize keratinocyte growth increases without mechanical irritation and with mechanical irritation over a period of three weeks.
  • the decrease in the number of cells that occurs between the ninth and twelfth days can be explained by the fact that a phase differentiation surge takes place in this phase, by means of which the number of cells is reduced.
  • keratinocytes melanocytes and / or fibroblasts
  • a suspension of keratinocytes, melanocytes and / or fibroblasts is obtained therefrom by methods known per se. These are either sown in plastic cell culture dishes or on a deformable matrix, covered with a commercially available culture medium suitable for epidermal cells and thus propagated. The cultures are then subjected to cyclic movements of the culture medium over a period of 4 to 6 days, then resuspended and transferred to a biodegradable matrix which contains fibroblasts.
  • the matrix is then again subjected to mechanical stimulation, which further stimulates the growth of the cells and to a confluence of the cells, ie to a complete one Covering the matrix surface with keratinocytes leads.
  • the resulting cell structure is suitable for transplantation to the recipient.
  • a particularly advantageous method for obtaining transplantable epithelial cell groups is based on a biodegradable material on which the keratinocytes and / or melanocytes grow.
  • This material contains dermal fibroblasts, which in turn promote the growth and differentiation of the epidermis and begin to replace the artificial matrix with natural extracellular material even before the transplant.
  • dermal fibroblasts which in turn promote the growth and differentiation of the epidermis and begin to replace the artificial matrix with natural extracellular material even before the transplant.
  • Such a co-culture leads to a significant stimulation of growth and to the complexity of the epidermal cells even without mechanical irritation. However, if such a coculture is exposed to mechanical stress, this leads to an activation of the fibroblasts and thus to a considerable acceleration of the growth of the cell structure.
  • Various substrates can be used as biodegradable materials, including layers or networks of artificially produced and crosslinked polymers such as hyaluronic acid, polylactic acid or polyurethane.
  • the epithelial cell assembly can be obtained in the following way:
  • the fibroblasts obtained from the skin samples taken are sown in a 6-well multi-dish and treated in the same way as the keratinocytes.
  • the fibroblasts are then removed from the shell by trypsinization or by the action of an ethylene-diaminetetraacetic acid solution (to bind the calcium ions) and into a biodegradable matrix, e.g. a collagen gel or another matrix structure.
  • a biodegradable matrix e.g. a collagen gel or another matrix structure.
  • the gel is poured together with the fibroblasts into a silicone rubber chamber about 1 to 2 mm high. After the gel has solidified, the silicone rubber chamber is subjected to cyclical stretching. The extensions are 5 to 10% of the original length of the silicone chamber. The duration of each stretch cycle is 2 to 10 seconds.
  • the culture of keratinocytes treated on a seesaw for 4 to 6 days is then applied to the gel.
  • the keratinocytes then form a homogeneous cell layer and do not penetrate the gel.
  • the entire system consisting of a matrix with fibroblasts and the resulting, in some cases, multi-layered keratinocyte covering can be transplanted.

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Abstract

Es wird ein Verfahren zur Gewinnung eines epithelialen Zellverbandes beschrieben, bei dem eine Zellkultur von humanem Hautgewebe in einem Kulturmedium einer mechanischen Beanspruchung ausgesetzt wird.

Description

Verfahren zur Gewinnung eines epithelialen Zellverbandes
Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Gewinnung eines epithelialen Zellverbandes, das den Zeitaufwand für die Züchtung humaner Haut- und Epidermistransplantate erheblich vermindert .
Es ist bekannt, daß bei ausgedehnten Hautdefekten oder schwer heilenden Wunden, z.B. großflächigen Verbrennungen oder chronischen Ulcera gute Behandlungserfolge mit autologen Transplantaten erzielt werden können. Hierbei werden dem Patienten gesunde Hautareale entnommen und auf das Wundgebiet desselben Patienten verpflanzt. Diese Verfahrensweise hat den Vorteil, daß die übertragene Hautfläche vom Organismus nicht abgestoßen wird. Die dem Patienten entnommenen gesunden Hautstücke sind allerdings in der Regel viel zu klein, um die defekten Hautpartien vollständig überdecken zu können.
Es sind deshalb auch schon Verfahren entwickelt worden, mit denen die dem Patienten entnommenen Hautstücke und die in ihnen enthaltenen Keratinozyten, Melanozyten und Fibroblasten in einer Zellkultur vermehrt werden können. Dieser als Expansion der Zellen bezeichnete Vorgang wird zweckmäßigerweise so durchgeführt, daß die in der Kultur gezüchteten Epidermiszellen anschließend auf ein Trägermaterial aufgebracht werden, dort anwachsen und mit diesem Trägermaterial entweder transplantiert oder nach enzymatischer Ablösung von dem Trägermaterial als mehrschichtiger, konfluenter Zellrasen auf die Wunden aufgetragen werden.
So ist es aus dem Jpn. J. Cancer Res . 82, 1991, S. 553-558 bekannt, Epithelzellen in Kollagengelen zu kultivieren. Dabei werden die Zellen zunächst als Monolayer-Kulturen gehalten und dann in eine Kollagen-Kultur übertragen, die mit einem serumfreien Medium überströmt wird. Insbesondere unter dem Einfluß lactogener Hormone wird dann eine morphologische Ausgestaltung des Zellverbandes festgestellt.
Der derzeitige Stand der Technik auf dem Gebiet der Hautkulturen zur Erzeugung von transplantationsfähigem Gewebe wird in der Veröffentlichung von H.O. Rennekampff, V. Kiessig, J.F. Hansbrough: Current concepts in the development of cultured skin replacements . Journal of Surgical Research 62:288-295 (1996) zusammenfassend beschrieben. Auch in Römpp Lexikon Biotechnologie, Georg Thieme Verlag Stuttgart, New York, 1992 wird im Abschnitt "Tierzellkulturen" beschrieben, daß zur Gewinnung von Gewebekulturen zunächst eine Primärkultur in Rollerflaschen gezüchtet und dann zur Vergrößerung der Aufwuchsfläche auf Mikrocarriern kultiviert wird, um zusammenhängende Zellverbände zu erhalten.
Die bisher entwickelten Verfahren sind jedoch noch mit erheblichen Nachteilen verbunden. Vor allem ist die Wachstumsgeschwindigkeit der Keratinozyten und auch die der Fibrobla- sten noch recht gering. Die Zeitdauer zwischen der Entnahme des Zellmaterials und der Transplantation der autologen, expandierten Zellen sollte natürlich so kurz als möglich sein, weil erst nach erfolgter Transplantation der Heilungsprozess beginnen kann.
Ein weiteres Problem besteht darin, eine ausreichende Adhäsion der Zellen an einem artifiziellen Substrat zu erreichen. Die Adhäsion ist mitbestimmend für die Proliferationsgeschwindig- keit der Zellen und ist eine Voraussetzung für eine erfolgreiche Übertragung der Zellen aus der Kultur auf eine Wundfläche. Die Adhäsion kann zwar durch die Verwendung von "Feeder-layer- Fibroblasten" verbessert werden, jedoch erhöhen diese die Gefahr einer Abstoßung des Transplantats, so daß sie nach Möglichkeit nicht eingesetzt werden.
Schwierigkeiten bei der Transplantation können auch dadurch entstehen, daß der auf einem artifiziellen Substrat gezüchtete epitheliale Zellverband nach seinem enzymatischen Ablösen von dem Substrat Veränderungen der Zelloberflächen zeigt, durch die die Haftung des Transplantats auf dem Wundgewebe beeinträchtigt wird.
Schließlich besteht auch die Gefahr, daß der auf dem Substrat herangewachsene epitheliale Zellverband nach Ablösung von seiner festen Grundlage schrumpft. Dieses Problem kann derzeit nur durch Aussäen von Zellsuspensionen auf biologisch abbaubaren Trägermaterialien gelöst werden.
Es stellte sich deshalb die Aufgabe, die bisher bekannten Verfahren zur Gewinnung von transplantationsfähigen Zellen menschlicher Haut zu verbessern und insbesondere zu be- schleunigen.
Gelöst wird diese Aufgabe durch ein Verfahren zur Gewinnung eines epithelialen Zellverbandes, bei dem eine Zellkultur von humanem Hautgewebe nach mehrtägiger Behandlung in einem Kulturmedium auf eine biologisch abbaubare Matrix, in der Fibroblasten enthalten sind, übertragen und einer mechanischen Beanspruchung ausgesetzt wird, bis die Matrixoberfläche mit einem zusammenhängenden, epithelialen Zellverband bedeckt ist. Das für die Zellkultur verwendete humane Hautgewebe besteht aus Epithelzellen der Epidermis, also aus Keratinozyten, Melanozyten und Fibroblasten, die der Epidermis oder der Haut des Patienten entnommen und unter Zellkulturbedingungen vermehrt werden. Erfindungsgemäß wird das Wachstum des Zellverbandes durch das Einwirken mechanischer Reize wie Druck, Streckung, Stauchung oder das Einwirken von Scherkräften erheblich beschleunigt. Besonders günstige Ergebnisse werden erzielt, wenn die mechanische Beanspruchung durch Scherkräfte hervorgerufen wird, die beim Überströmen der Zellkulturen mit Kulturmedium erzeugt werden.
Die Einwirkung mechanischer Kräfte auf die Zellkultur erhöht nicht nur die Proliferationsaktivität der Zellen sondern steigert auch die mechanische Festigkeit der Zellschichten und stimuliert deren Differenzierung. Dadurch wird die Ausbildung mehrschichtiger Epithelien ermöglicht. Fehlt es an dem mechanischen Reiz, entwickeln sich vorwiegend ein- oder zweischichtige Epithelien und die Zeitdauer zwischen dem Aussäen der Zellen und deren Heranwachsen zu einem transplantationsfähigen Zellrasen ist deutlich länger. Obwohl bei der dermatologischen Wundbehandlung stets mit autologen, epithelialen Zellverbänden gearbeitet wird, kann die durch eine mechanische Beanspruchung erzielbare Förderung der Proliferationsgeschwindigkeit und der Gewebedifferenzierung auch an der in Forschungslaboratorien häufig eingesetzten humanen Epidermiszellinie (HaCaT) gezeigt werden. Setzt man eine Kultur derartiger menschlicher Epidermiszellen durch Überströmen mit einem Kulturmedium einem Scherstress von etwa 0,5 bis 3 dyn.cπf2 aus, dann beschleunigt sich innerhalb der ersten Tage der Behandlung die Proliferationsgeschwindigkeit etwa um das Vierfache gegenüber Kulturen auf demselben Substrat oder in demselben Medium, die in einer Plastikschale keiner mechanischen Beanspruchung ausgesetzt sind. Die einzige beigefügte Zeichnung (Fig. 1) zeigt, wie sich unter diesen Bedingungen die das Keratinozytenwachstum kennzeichnende Zellzahl ohne mechanische Reizung und mit mechanischer Reizung über einen Zeitraum von drei Wochen erhöht. Die dabei zwischen dem neunten und zwölften Tag eintretende Zellzahlverringerung ist dadurch zu erklären, daß in dieser Phase ein Zeildifferenzierungsschub stattfindet, durch den die Anzahl der Zellen reduziert wird.
Gleichzeitig mit dem Wachstum des Zellverbandes wird auch die Menge der Adhäsionsmoleküle signifikant erhöht. Die Erhöhung der Proliferationsgeschwindigkeit und die Vermehrung der Adhäsionsmoleküle verlaufen also parallel. Beide Effekte werden durch die Einwirkung der Scherkräfte hervorgerufen. Neben den Scherkräften ist hierfür aber auch die Vermeidung von Diffusionsschichten und damit eine verbesserte Nährstoffversorgung als Folge der ständigen Bewegung verantwortlich zu machen. Ähnliche Ergebnisse werden durch das zyklische Strecken der Kulturen erreicht.
In der dermatologischen Praxis werden zur Gewinnung von transplantationsfähigen Zellverbänden zunächst kleine Hautareale einem Patienten entnommen und hieraus nach an sich bekannten Verfahren eine Suspension von Keratinozyten, Melanozyten und/oder Fibroblasten gewonnen. Diese werden entweder in Plastikzellkulturschalen oder auf einer verformbaren Matrix ausgesät, mit einem handelsüblichen, für Epidermiszellen geeigneten Kulturmedium überschichtet und so zur Vermehrung gebracht. Die Kulturen werden dann über einen Zeitraum von 4 bis 6 Tagen zyklischen Bewegungen des Kulturmediums ausgesetzt, dann erneut suspendiert und auf eine biologisch abbaubare Matrix übertragen, in der Fibroblasten enthalten sind. Die Matrix wird dann erneut einer mechanischen Reizung ausgesetzt, die das Wachstum der Zellen weiter anregt und zu einer Konfluenz der Zellen, d.h. zu einer vollständigen Bedeckung der Matrixoberfläche mit Keratinozyten führt. Der dann entstandene Zellverband ist zur Transplantation auf den Empfänger geeignet.
Für die Gewinnung eines zur Transplantation geeigneten Zellverbandes reicht eine bloße Stimulierung der Zell- proliferation nicht aus. Es muß auch dafür gesorgt werden, daß sich die gebildeten Zellen hinreichend differenzieren. Überraschenderweise konnte nun gezeigt werden, daß die Art der mechanischen Beanspruchung Einfluß darauf hat, ob die Zeilproliferation oder die Differenzierung der Zellen überwiegt. Es konnte beobachtet werden, daß unter dem Einfluß von mechanischem Druck die Zelldifferenzierung gegenüber der Zeilproliferation begünstigt ist.
Ein besonders vorteilhaftes Verfahren zur Gewinnung von transplantationfähigen epithelialen Zellverbänden geht von einem biologisch abbaufähigen Material aus, auf dem die Keratinozyten und/oder Melanozyten wachsen. In dieses Material sind dermale Fibroblasten eingebracht, die ihrerseits das Wachstum und die Differenzierung der Epidermis fördern und bereits vor der Transplantation beginnen, die künstliche Matrix durch natürliches extrazelluläres Material zu ersetzen. Eine derartige Kokultur führt bereits ohne mechanische Reizung zu einer deutlichen Stimulierung des Wachstums und zur Vielschichtigkeit der Epidermiszellen. Wird eine derartige Kokultur jedoch einer mechanischen Beanspruchung ausgesetzt, so führt das zu einer Aktivierung der Fibroblasten und damit zu einer erheblichen Beschleunigung des Wachstums des Zellverbandes.
Als biologisch abbaubare Materialien können unterschiedliche Substrate eingesetzt werden, u.a. auch Schichten oder Netzwerke aus künstlich hergestellten und vernetzten Polymeren wie Hyaluronsäure, Poly-Milchsäure oder Polyurethan. Die Gewinnung des epithelialen Zellverbandes kann in folgender Weise erfolgen:
Beispiele
Es werden zunächst kleine Hautproben aus unverletzten Hautbereichen des Patienten entnommen. Sodann werden nach üblichen Methoden die Keratinozyten und die Fibroblasten des Gewebes voneinander getrennt, die Keratinozyten in eine 6-Well Multischale übertragen und ihnen etwa sechs Stunden Zeit zur Anheftung gegeben. Die Kulturen werden dann vier bis sechs Tage auf einer Wippe behandelt.
Gleichzeitig werden die aus den entnommenen Hautproben gewonnenen Fibrobasten in einer 6-Well Multischale ausgesät und in gleicher Weise behandelt wie die Keratinozyten. Anschließend werden die Fibroblasten aus der Schale durch Trypsinisieren oder durch Einwirkung einer Ethylen-diamin- tetraessigsäure-Lösung (zur Bindung der Calciumionen) herausgelöst und in eine biologisch abbaubare Matrix, z.B. ein Kollagengel oder eine andere Matrixstruktur, eingebracht. Das Gel wird zusammen mit den Fibroblasten in eine Silikongummikammer etwa 1 bis 2 mm hoch gegossen. Nach Verfestigung des Gels wird die Silikongummikammer zyklischen Streckungen ausgesetzt. Die Streckungen betragen 5 bis 10% der ursprünglichen Länge der Silikonkammer. Die Dauer jedes Dehnzyklus beträgt 2 bis 10 Sekunden.
Anschließend wird die 4 bis 6 Tage auf einer Wippe behandelte Kultur von Keratinozyten auf das Gel aufgebracht. Die Keratinozyten bilden dann eine homogene Zellage und dringen nicht in das Gel ein. Nach weiteren 5 bis 10 Tagen ist das Gesamtsystem bestehend aus Matrix mit Fibroblasten und dem darauf entstandenen, teilweise mehrschichtigen Keratinozyten- belag transplantierfähig.

Claims

Patentansprüche:
1. Verfahren zur Gewinnung eines epithelialen Zellverbandes, dadurch gekennzeichnet, daß eine Zellkultur von humanem Hautgewebe nach mehrtägiger Behandlung in einem Kulturmedium auf eine biologisch abbaubare Matrix, in der Fibroblasten enthalten sind, übertragen und einer mechanischen Beanspru- chung ausgesetzt wird, bis die Matrixoberfläche mit einem zusammenhängenden, epithelialen Zellverband bedeckt ist.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die mechanische Beanspruchung durch Druck, Streckung, Stauchung oder das Einwirken von Scherkräften erfolgt.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die mechanische Beanspruchung durch überströmen der Zellkultur mit dem Kulturmedium erfolgt.
4. Verfahren nach den Ansprüchen 1 bis 3 , dadurch gekennzeichnet, daß als biologisch abbaubare Matrix Schichten oder Netzwerke künstlich hergestellter und vernetzter Polymerer von Hyaluronsäure, Polymilchsäure oder Polyurethan eingesetzt werden.
5. Kokultur, dadurch gekennzeichnet, daß sie aus einer Fibroblasten enthaltenden, biologisch abbaubaren Matrix besteht, auf deren Oberfläche Keratinozyten und/oder Melanozy- ten kultiviert werden.
6. Epithelialer Zellverband, dadurch gekennzeichnet, daß er nach einem Verfahren der Ansprüche 1 bis 4 erhältlich ist.
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Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2004007699A2 (en) * 2002-07-16 2004-01-22 Biogentis Inc. Method for preparing engineered tissue

Non-Patent Citations (17)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
C.J.M. NOLTE ET AL.: "Ultrastructural features of composite skin cultures grafted onto athymic mice" J. ANAT, Bd. 185 , Nr. Pt.2, 1994, Seiten 325-333, XP002091903 *
F.E. G\RMAR ET AL.: "A new model of epidermal differentiation: induction by mechanical stimulation" ARCH. DERM.RES., Bd. 282, 1990, Seiten 22-32, XP002091909 *
G.A. TANNER ET AL.: "An in vitro test of the cell stretch-proliferation hypothesis of renal cyst enlargement" J. AM. SOC. NEPHROL., Bd. 6, 1995, Seiten 1230-1241, XP002091907 *
G.J. BEUMER ET AL.: "The use of gas plasms treatment to improve the cell substrate properties of a skin substitute made of poly(ether)/poly(ester) copolymers" JOURNAL OF MATERIAL SCIENCE: MATERIAL IN MEDICINE, Bd. 5, 1994, Seiten 1-6, XP002091901 *
I.A. SCHAFER ET AL.: "The interaction of human papillary and reticular fibroblasts and human keratinocytes in the contraction of the three dimensional floating collagen lattices" EXPREIMENTAL CELL RESEARCH, Bd. 183, 1989, Seiten 112-125, XP002091896 *
J. ZOLLER ET AL.: "An easy-to-use device for the application of mechanical stress on cells in tissue culture" EUROPEAN JOURNAL OF CELL BIOLOGY, Bd. 69, Nr. suppl. 42, 1996, Seite 158 XP002091911 *
J.E.M. SOUREN ET AL.: "Contraction of collagen by human fibroblasts ande keratinocytes" IN VITRO CELLULAR AND DEVELOPMENTAL BIOLOGY, Bd. 25, Nr. 11, 1989, Seiten 1039-1045, XP002091897 *
J.F. HANSBROUGH ET AL.: "Composite grafts of human keratinocytes grown on a polyglactin mesh-cultured fibroblast dermal substitute function as a bilayer skin replacement in full-thickness wounds on athymic mice" J. BURN CARE REHABIL., Bd. 14, 1993, Seiten 485-494, XP002091904 *
L. SHAHABEDDIN ET AL.: "Characterization of skin reconstructed on a chitosan-linked collagen-glycosaminoglycan matrix" SKIN PHARMACOLOGY, Bd. 3, 1990, Seiten 107-114, XP000673928 *
M. LACROIX ET AL.: "Keratinocytes modulate the biosynthetic phenotype of dermal fibroblasts at a pretranslational level in a human skin equivalent" ARCH. DERMATOL. RES., Bd. 287, 1995, Seiten 659-664, XP002091898 *
M.K. JAIN ET AL.: "Mechanical stress and cellular metabolism in living soft tissue composites" BIOMATERIALS, Bd. 11, 1990, Seiten 465-472, XP002091908 *
N. YASU ET AL.: "Mechanical stress regulates the proliferation and differentiation of HPLF" J. DENT. RES., Bd. 70, Nr. Spec. isssue ApriL, 1991, Seiten 589-abstract 2589, XP002091906 *
N.L. PARENTEAU ET AL.: "The organotypic culture of human skin keratinocytes and fibroblasts to achieve form and function" CYTOTECHNOLOGY, Bd. 9, 1992, Seiten 163-171, XP002091900 *
S. KIPPENBERGER ET AL.: "Transcription of melanogenesis enzymes in melanocytes: dependence upon culture conditions and co-cultivation with keratinocytes" PIGMENT CELL RES., Bd. 9, 1996, Seiten 179-184, XP002091905 *
T. MARUGUCHI ET AL.: "A new skin equivalent: keratinocytes proliferated and differentiated on collagen sponge containing fibroblasts" PLAST. RECONSTR. SURG., Bd. 93, 1994, Seiten 537-544, XP002091902 *
Y. KUROYANAGI ET AL.: "A cultureed skin substitute composed of fibroblasts and keratinocytes with a collagen matrix: preliminary results of clinical trials" ANN. PLAST. SURG., Bd. 31, 1993, Seiten 340-351, XP002091899 *
Y-C. LIN ET AL.: "Decreased level of PDGF-stimulated receptor autophosphorylation by fibroblasts in mechanically relaxed collagen matrices" JOURNAL OF CELL BIOLOGY, Bd. 122, Nr. 3, 1993, Seiten 663-672, XP002091910 *

Cited By (3)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2004007699A2 (en) * 2002-07-16 2004-01-22 Biogentis Inc. Method for preparing engineered tissue
WO2004007699A3 (en) * 2002-07-16 2004-04-08 Altertek Bio Inc Method for preparing engineered tissue
US7521231B2 (en) 2002-07-16 2009-04-21 Organogenesis, Inc. Method for preparing engineered tissue

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