JP7430202B2 - プラスミドの組合せおよび改変免疫細胞の調製におけるその適用 - Google Patents
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Description
(1)高発現レベルでの免疫細胞(T細胞など)表面での安定した発現、
(2)CD19陽性標的細胞を殺傷する強い能力、
(3)免疫細胞がサイトカインを分泌するのを促進する能力、例えば、T細胞がサイトカイン(INF-γまたはIL-6)を少なくとも1回、2回または3回分泌する能力を増強する能力、
(4)非溶血性で、溶血または赤血球の凝集を誘発しにくいこと、
(5)血管刺激性がなく、投与後に局所的または全身的な異常を生じないこと、
(6)発がん性がなく、in vivoまたはin vitroで非発がん性であること、
(7)がん患者の生存期間を延長する能力、
(8)がん(成人の急性リンパ芽球性白血病、小児の急性リンパ芽球性白血病および/または非ホジキンリンパ腫など)の重症度を効果的に改善する能力、および
(9)副作用(例えば、サイトカイン放出症候群またはCAR-T細胞関連脳症症候群)を誘発するリスクが低く、より高い安全性性能を示す能力。
本開示の1つの態様は、プラスミドの組合せを提供し、前記プラスミドの組合せは、プラスミドSeq1、PMD2.G、pMDLg-pRREおよびpRSV-Revを含む。
本開示のプラスミドSeq1は、配列番号1に示されるアミノ酸配列を含むキメラ抗原受容体を発現できる。本開示は、さらに、配列番号1に示されるアミノ酸配列と少なくとも80%(例えば、少なくとも80%、少なくとも85%、少なくとも90%、少なくとも91%、少なくとも92%、少なくとも93%、少なくとも94%、少なくとも95%、少なくとも96%、少なくとも97%、少なくとも98%、または少なくとも99%)の配列同一性を有するアミノ酸配列を含むキメラ抗原受容体を提供する。
本開示の別の態様は、本明細書に記載のプラスミドまたはベクターを免疫エフェクター細胞に形質導入する工程を含む免疫エフェクター細胞を調製する方法をさらに提供する。
[実施例1]レンチウイルスベクターの構築と調製
本開示に記載のCAR構造を含む断片(そのアミノ酸配列およびヌクレオチド配列をそれぞれ配列番号1および配列番号2に示す)を人工的に合成し、改変空ベクター(製造元:SBI Corporation、カタログ番号:CD500-CD800)に構築した。3つのヘルパープラスミドをパッケージングに用いてレンチウイルスベクターを得て、得られたレンチウイルスベクターを発現ベクターCNCT19と命名した。以下、具体的なステップについて説明する。
本開示では、標的プラスミド(Seq1)、PMD2.G、pMDLg-pRREおよびpRSV-Revを含む4プラスミドシステムを使用した。
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比1は、11.8:3.53:6.33:2.3であり、
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比2は、13.8:3.48:5.31:2.54であり、
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比3は、14:4.67:4.67:4.67であり、
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比4は、2:1:1:1であり、
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比5は、7:3:5:5であり、
Seq1:PMD2.G:pMDLg-pRRE:pRSV-Revの比6は、9:3:4:6であり、
比較例におけるSeq1:PsPAX2:PMD2.Gの比は、14:10.5:3.5であった。
(1)細胞の回収:凍結保存した293T/17細胞を回収し、回収した細胞を37℃、5%CO2で培養した。
(2)細胞の継代培養:細胞増殖密度がフラスコの底面の85~95%に達するまで、回収した細胞をT175培養フラスコ中で継代培養した。
(3)細胞前処理:細胞を5×106細胞/シャーレで10cm培養シャーレに添加し、37℃、5%CO2で培養した。
(4)パッケージングシステムの調製:2mlのDMEMを採取し、標的プラスミドおよび3つのヘルパープラスミドを特定の比で添加して4プラスミドシステムを形成し、28μlのPEIを添加し、混合物を十分に混合し、室温で15分間放置した。
(5)プラスミドトランスフェクション:細胞増殖密度がシャーレの底部の60~90%に達するまで細胞を前処理および培養し、パッケージングシステムの調製液をトランスフェクションのために培養シャーレに移し、トランスフェクションを37℃、5%CO2で行った。
(6)ウイルスの収集:トランスフェクションの16~18時間後、培地を10%のFBSを含む等量のDMEMで交換し、インキュベーションを24時間継続した後、1回目のウイルス液の収集を行い、次に培地を交換し、10%のFBSを含む等量のDMEMを添加し、さらに24時間インキュベートした後、2回目のウイルス液の収集を行い、37℃、5%CO2でインキュベートした。
(7)ウイルス液体の清澄化:レンチウイルスベクター液体を19℃、3000rpmで15分間遠心分離し、沈殿を捨て、上清を得た。
(8)ウイルスの濃度:上清を0.45μmフィルターで高速遠心管に濾過し、50,000gの高速で4℃で90分間遠心分離し、上清を廃棄し、沈殿物をリンパ球培養培地に溶解した後、後の使用のために-80℃の低温冷蔵庫に保存し、4プラスミドシステムによりパッケージされたレンチウイルスベクターを得て、CNCT19レンチウイルスベクターと命名した。
濃縮ウイルス溶液を210μl/チューブで採取し、ELISAを用いて物理的力価を判定し、フローサイトメーターを用いてトランスフェクション力価を検出した。物理的力価は、レンチウイルス粒子の数を示す。前記トランスフェクション力価は、有効レンチウイルス粒子の数を表す。
感染実験を当業者に公知の従来の方法に従って行った。感染ステップを以下に簡単に説明する。
被験者のアフェレーシス細胞から末梢血単核細胞(PBMC)を単離し、次にPBMC細胞からT細胞を選別した。
単離されたT細胞を、完全リンパ球培養培地(Xvivo15培地+5%FBS+100IU/mLのIL-2またはXvivo15培地+5%FBS+20ng/mLのIL-21+10ng/mLのIL-7)と(1~2)×106細胞/mLの最終濃度となるように再懸濁し、5~10μLのCD3/CD28刺激磁気ビーズを添加した。混合物をよく混合し、37℃+5%CO2の培養条件下で少なくとも24時間培養用インキュベーターに入れた。
感染活性化した培養T細胞を取り出し、最終濃度8μg/mLのポリブレンを加え、よく混合した。実施例1で得たCNCT19レンチウイルスベクターを、MOI=2でゆっくり添加した。十分に混合した後、混合物を遠心分離機に入れ、1500rpmで1.5時間遠心分離した。その後、37℃+5%CO2の培養条件下、少なくとも24時間培養用インキュベーターに入れた。
感染細胞を取り出し、細胞密度をモニターし、それを(0.5~1)×106細胞/mLに保ち、その後の実施例で使用した。得られた感染T細胞をCNCT19細胞(すなわち、本明細書に記載の免疫エフェクター細胞)と命名した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
(1)CNCT19細胞懸濁液を300gで5分間遠心分離し、上清を廃棄し、鞘液を添加して、生細胞密度が(0.5~1)×107細胞/mLに達するまで再懸濁した。
(2)2本のフローサイトメトリーチューブでそれぞれの試料について採取し、チューブ1およびチューブ2と標識した。チューブ1はブランクコントロールであり、抗体を添加する必要はなく、チューブ2には10μLのAlexa Fluor(商標) 647-ヤギ抗マウスIgG F(ab’)2抗体(製造元:Jackson、カタログ番号:115-605-072)を10倍希釈して添加した。
(3)各チューブに100μLの細胞懸濁液を加え、暗所、室温で15~20分間反応させた。
(4)各チューブに2mLの洗浄用シース液を加え、300gで5分間遠心分離した。
(5)上清を廃棄し、20μLのFITC-CD3(製造元:Tongsheng Shidai、カタログ番号:Z6410047-100T)をチューブ2に添加し、暗所、室温で15~20分間インキュベートした。
(6)各チューブに2mLの洗浄用シース液を加え、300gで5分間遠心分離し、上清を廃棄し、洗浄用に各チューブに更に2mLのシース液を加え、300gで5分間遠心分離した。
(7)上清を廃棄し、各チューブに300μLのシース液を加えて再懸濁した後、フローサイトメトリーにより検出を行った。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)CD19陽性ヒト白血病細胞株Nalm-6(Shanghai Enzyme Research Bioscience Co.,Ltd.から購入、カタログ番号:CH179)およびCD19陰性ヒト白血病細胞株KG-1a(Shanghai Enzyme Research Bioscience Co.,Ltd.から購入、カタログ番号:CC-Y1305)をそれぞれ腫瘍細胞(すなわち標的細胞)として選択し、CD19CAR-T細胞(すなわち実施例2で得られたCNCT19細胞)および非トランスフェクトT細胞(NTDで示す)をそれぞれエフェクター細胞として選択した。
2)前記標的細胞およびエフェクター細胞を、それぞれ1:2および2:1のエフェクター/標的比で混合し、24ウェルプレートに播種した。各ウェルで共培養した細胞の総数は約1×106/ウェルとし、各条件について3つの並行ウェルを設定した。各ウェルに培養液を1mL補充し、プレートを37℃、5%CO2のインキュベーターに入れて培養し、時間を記録した。
3)共培養の24時間後、各ウェル中の細胞懸濁液を回収し、1.5mLのEPチューブに移し、それぞれ標識した。さらに、遠心分離後、各サンプルチューブからの上清を新たな1.5mLのEPチューブに吸引し、その後のサイトカイン検出のために-20℃で凍結保存した(詳細については実施例6を参照のこと)。
4)腫瘍細胞の種類に応じて、対応する検出量の抗体を各ウェルの混合細胞にそれぞれ添加して標識し、抗体説明書に従って操作を行った。PE-CD10抗体を用いてNalm-6細胞を標識し、Percp-cy5.5-CD45抗体を用いてKG-1a細胞を標識した。
5)フローサイトメトリーを用いて、各サンプル中の異なる標的腫瘍細胞の割合の変化を検出した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
(1)標的細胞CHO-CD19を取り出し、培養フラスコ内の培養液を吸引廃棄し、培養フラスコを生理食塩液で1回洗浄し、EDTAを含むトリプシン液1mLを加え、37℃のインキュベーター内で2~6分間インキュベートした後、消化を停止した。なお、CHO細胞は、Shanghai Enzyme Research Bioscience Co.,Ltd.よりCC-Y2110のカタログ番号のものを購入した。CD19細胞の分子配列はNCBI由来であり、CD19の分子配列は分子生物学的手法によりCHO細胞に構築し、スクリーニングにより標的細胞CHO-CD19細胞株を得た。
(2)培養フラスコに適量の培養培地を加えて細胞懸濁液から標的細胞を作成し、ピペッティングにより細胞を均一化した。細胞懸濁液の濃度を計数板で計数した後、前記細胞懸濁液を、実験に必要とされる1×105細胞/mLの細胞濃度にした。
(3)50μLの培養培地を、RTCA DPシステムのEプレート16のウェルに添加した。Eプレート16をRTCAステーション上に置いた。前記RTCAシステムは自動的にスキャン(「スキャンプレート」)して、接触が良好であったかどうかをチェックする(「接続OK」が「メッセージ」ページに表示された)ベースライン(バックグラウンド)の検出を開始し、選択したウェルが正常に接触していることを確認した。
(4)Eプレート16を取り出し、100μLの十分に混合された標的細胞懸濁液をウェルに1×104細胞/ウェルで添加した。Eプレート16を、室温で30分間、スーパークリーンベンチに置き、次いで、インキュベーター中のRTCAステーション上に置いた。前記システムが自動的にスキャン(「スキャンプレート」)した後、ステップ2を開始して、細胞増殖曲線をリアルタイムで動的に検出した。
(5)Eプレート16を取り出し、前記標的細胞懸濁液およびCNCT19細胞懸濁液をいくつかのウェルに添加し、前記標的細胞懸濁液および非トランスフェクトT細胞(すなわち、NTD)懸濁液を(コントロールとして)他のウェルに添加した。エフェクター/標的比(すなわち、標的細胞に対するエフェクター細胞の比、すなわち、CNCT19細胞:標的細胞、およびNTD:標的細胞)は1:1であり、標的細胞懸濁液の体積は50μLとした。Eプレート16検出プレートをRTCA DP検出プラットフォーム上に60時間リアルタイムモニタリングのために置き、標的細胞に対するCNCT19細胞の効果を観察した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)実施例4の各ウェルにおける混合培養物からの上清サンプル(すなわち、ステップ3で得られたサンプル)を-20℃の冷蔵庫から取り出し、室温で溶融した、
2)LEGENDplex(商標)キット(製造業者:Biolegned Co.,Ltd.、カタログ番号:740013)を使用して、説明書に従って各サンプルを処理した。
3)各サンプル中の異なるサイトカインのレベルを、フローサイトメトリーによって検出した。
7.1.CNCT19細胞のin vitro溶血試験
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)合計7本のガラス試験管を使用し、1~7の番号を付け、各試験管に2.5mLの2%のウサギ赤血球懸濁液(ニュージーランドウサギから採取し、品質承認番号:11400500032425として国家食品医薬品監督管理局によって製造された)を添加した。
2)異なる用量(0.5~0.1mL)のCNCT19細胞を、1×107細胞/mL(T細胞の総数に基づく)の濃度で、すでに異なる用量(2.0~2.4mL)の塩化ナトリウム注射薬を含む試験管1~5に添加した。一方、2.5mLの塩化ナトリウム注射薬(ネガティブコントロール)および2.5mLの注射用滅菌水(ポジティブコントロール)を、それぞれ試験管6および試験管7に加えた。
3)各試験管の総容積は5.0mLであった。試験管を37℃±0.5℃のインキュベーターに入れ、3時間インキュベートした。試験管をインキュベーターに入れてから15分後、30分後、45分後、1時間後、2時間後および3時間後に赤血球が溶解または凝集したかどうかについて観察した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)検疫検査に合格し注射部位に異常がなかったニュージーランドウサギ6匹(雄3匹、雌3匹)を選抜した。自己コントロール法を使用し、凍結保存したCAR-T細胞(すなわち、CNCT19細胞)およびネガティブコントロール(塩化ナトリウム注射)を、それぞれ、各動物の右耳および左耳に静脈内注入した。
2)右耳辺縁静脈から注入したCAR-T細胞は1×107細胞/mLであり、1×107細胞/kg(T細胞の総数に基づく)の投与量であった。左耳辺縁静脈から感染させた塩化ナトリウム注射薬を、ネガティブコントロールとして用いた。静脈内投与量は、左右耳縁静脈ともに1mL/kgとした。
3)静脈内投与後、一般観察、注射部位の観察、動物の病理学的検査を行った。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)2人のドナーからのCAR-T細胞(すなわち、CNCT19細胞)を、それぞれ軟寒天培地中でインキュベートした。2人のドナーは、それぞれドナー1(健康なヒトドナーT細胞、ロット番号:TC20180613015)およびドナー2(健康なヒトドナーT細胞、ロット番号:TC20180613016)であった。また、ネガティブコントロールとしてヒト胚性肺線維芽細胞株MRC-5、ポジティブコントロールとしてヒト子宮頸がん細胞株Helaを設定した。
2)6ウェル培養プレートを実験に使用した。各ウェル中の細胞数は約1×103であり、各群について3つの並行ウェルを設定した。培養プレートをCO2インキュベーターに入れ、3週間観察した。
3)培養プレートを1週間毎に取り出し、クローンの形成の有無を顕微鏡で観察し、写真を撮った。実験は、ポジティブコントロール群において明らかなクローンが形成されるまで停止した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)BALB/cヌードマウスに、2人のドナーからの凍結保存されたCAR-T細胞(すなわち、CNCT19細胞)および対応する非トランスフェクトT細胞(すなわち、NTD)をそれぞれ皮下接種した。2人のドナーは、ドナー2(健康なヒトドナーT細胞、ロット番号:TC20180613016)およびドナー3(健康なヒトドナーT細胞、ロット番号:TC20180808019)であった。
2)CAR-T細胞の接種は、1×107細胞/マウス(T細胞の総数に基づく)で行った。ネガティブコントロール群にはマウスあたり1×107のヒト胚肺線維芽細胞系MRC-5細胞を接種し、ポジティブコントロール群にはマウスあたり1×106のヒト子宮頸がん細胞系Hela細胞を接種した。
3)体重の変化の有無、結節の発生の有無、結節が誘発されて腫瘍性結節となるか否かを検出するため、連続観察を16週間実施した。その結果を陰性細胞群、陽性細胞群と比較した。
4)観察後、肉眼解剖を行った。各器官を秤量し、器官係数を計算した。接種部位および症状の疑いのある組織または器官を病理組織学的検査に供した。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)6~8週齢のNCGマウス(その半分は雄)を使用した。投与の3日前に、Nalm-6細胞懸濁液を尾静脈に2.5×106細胞/mLの濃度および10mL/kgの投与量で注射した。
2)スクリーニングした動物を、それらの体重に応じて4つの性別バランスのとれた群(すなわち、第2群~第5群)に無作為に分割した。第2群~第5群は溶媒コントロール群、T細胞コントロール群、CAR-T細胞低用量群およびCAR-T細胞高用量群であり、各群40動物(雄20、雌20)が設定された。非担がんコントロール群(すなわち、第1群)および溶媒コントロール群(すなわち、第2群)の両方に、溶媒コントロール(すなわち、4%(W/V)ヒトアルブミンを含む生理食塩水)を与えた。T細胞コントロール群(すなわち、第3群)には、非トランスフェクトT細胞(すなわち、NTD)を1×109細胞/kg(T細胞の総数に基づく、以下同様)の投与量で与えた。CAR-T細胞低用量群(第4群)に1×108細胞/kgを接種し、CAR-T細胞高用量群(第5群)に1×109細胞/kgを接種した。
3)各動物に対する投与量は25mL/kgとし、投与は単回静脈内注射で行い、投与速度は約1mL/分とした。
4)投与後、投与当日4時間観察を継続した。試験中、一般臨床観察は毎日朝1回、午後1回行った。詳細な臨床観察と体重および摂餌量の測定を週1回実施した。試験中、体温、臨床病理学的指標(血球数および血液生化学的指標)および免疫学的指標(Tリンパ球サブセット、サイトカインおよびC反応性タンパク質)が検出された。
5)第1群~第5群では、10匹の動物/性別/群を2日目に安楽死させ、5匹の動物/性別/群を第15日に安楽死させた。それらの器官を秤量し、肉眼的解剖学的観察を行った。第1群および第5群の動物の主な器官を病理組織学的検査に供した。
11.1.Nalm-6異種移植腫瘍NCGマウスに対するCNCT19細胞の治療効果
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)6~8週齢の雌NCGマウスを用いた。投与3日前に、5×105のNalm-6細胞を尾静脈に注射したが、Nalm-6細胞を2.5×106細胞/mLの生理食塩水に溶解し、それぞれのマウスに200μLの細胞再懸濁を注射した。
2)それぞれの実験群に、対応するCAR-T細胞(すなわち、CNCT19細胞)、非トランスフェクトT細胞(すなわち、NTD)または細胞保存溶液(すなわち、4%(W/V)ヒトアルブミンを含む生理食塩水)を注射した。計5つの群を以下のように分けた:CAR-T低用量群(T細胞の総数に基づいて5×106細胞/マウスでCNCT19細胞を注射、以下同様)、CAR-T培地用量群(1×107細胞/マウスでCNCT19細胞を注射)、CAR-T高用量群(2×107細胞/マウスでCNCT19細胞を注射)、T細胞コントロール群(2×107細胞/マウスで非トランスフェクトT細胞を注射)、および溶媒コントロール群(200μL/マウスで細胞保存溶液を注射)。マウスあたりの注射容量は200μLであった。
3)体重を測定し、一般状態を週2回観察した。マウスの生存を記録し、生存曲線をプロットした。
この実施例の実験ステップは以下の通りである:
1)6~8週齢のNCGマウス(その半分は雄)を使用した。Nalm-6異種移植腫瘍モデルを、実施例11.1の方法によって確立した。
2)担がん動物および非担がん動物の両方に、5×106細胞/マウス(T細胞の総数に基づく)の投与量でCAR-T細胞(すなわち、CNCT19細胞)の単回尾静脈注射行った。
3)担がん群の動物を、投与後24時間(すなわち、D2)、72時間(すなわち、D4)、168時間(すなわち、D8)、336時間(すなわち、D15)、504時間(すなわち、D22)、および672時間(すなわち、D29)にそれぞれ計画通りに安楽死させた。非担がん群の動物を、投与後それぞれ24時間(すなわち、D2)、168時間(すなわち、D8)、および336時間(すなわち、D15)に計画通りに安楽死させた。動物全血(EDTA抗凝固療法)、脳、脊髄(頸部セグメント)、骨格筋、生殖腺(卵巣、精巣および精巣上体)、膀胱、胃、小腸、腸間膜リンパ節、骨髄、肝臓、腎臓、脾臓、心臓、肺およびその他の組織または体液の順に採取した。
4)血液および種々の組織サンプル中のキメラ抗原受容体(すなわち、CAR)の含有量を、検証されたQ-PCR法を用いて判定した。
12.1.CNCT19細胞の臨床使用
臨床適用プロセスを表1に示し、いくつかの段階における特定の実験ステップを以下に記載する。
リンパ節郭清前処理を、CNCT19細胞懸濁液が計画通りに再注入される前に、-5日目に行う。
フルダラビンを30mg/m2で1日1回2~4日間連続投与し、シクロホスファミドを500mg/m2で1日1回2日間連続投与する。なお、前処理化学療法における2つの薬物の使用は、同日より開始すること。
(1)細胞の調製に成功した後、細胞を<-100℃の条件下で凍結保存し、使用のために同じ温度条件下で病院に輸送し、注入前に実験操作ガイドに従って回収する。
(2)細胞を再注入する方法は、以下の通りである。実験操作ガイドに従って細胞を回収し、細胞懸濁液の再注入は回収後30分以内に完了すること。細胞懸濁液が輸血装置を用いて、静脈を通して被験者への単回注入として注入される。細胞懸濁液の袋が2つ以上存在する場合、それらは各袋の再注入の間の時間間隔なしに、連続的に注入することができる。細胞再注入中は被験者を綿密に観察する必要がある。重篤な有害事象が現れた場合は点滴を中止し、特定の有害事象に応じて対応する治療を実施すること。重篤な有害事象が現れない場合は、来院ワークフローに従って経過観察を実施することができる。
(3)細胞再注入後24時間、被験者を綿密に観察する必要がある。重篤な有害事象が現れた場合は、特定の有害事象に応じて対応する治療を実施すること。重篤な有害事象が現れない場合は、来院ワークフローに従って経過観察を実施することができる。
(4)細胞再注入後、被験者は、14日間、または被験者の状態を研究者が包括的に評価して決定した期間、観察のために入院し続ける必要がある。
CNCT19細胞懸濁液を厳密に管理し、使用するために、特別に割り当てられた人員によるCNCT19細胞懸濁液を管理する厳密なシステムが確立されている。研究用細胞懸濁液を病院部門に運搬するために特定の人員が配置され、研究用細胞懸濁液の受領および登録システムの確立のために特定の人員が配置される。注入後、細胞懸濁液のパッケージングは、薬剤管理要員によって回収され、保存/破壊される。
この実験は2016年9月から2020年10月まで行った。探究的臨床試験および第I相臨床試験中に、再発または難治性の急性リンパ芽球性白血病(ALL)患者63例(成人患者23例、小児患者40例)がCNCTによる治療を受けた。成人ALLに投与された探究投与量は、0.25×108~0.5×108のCAR陽性T細胞の範囲であった。
(注)表4、表5において、
ORRは全寛解率を表し、
MRD(微小残存病変)陰性は、腫瘍細胞が(最も感度の高い方法によって)検出されないことを意味し、
CRは完全寛解を表し、
Criは血球数の回復が不完全な形態学的完全寛解を意味する。
13.1.CNCT19細胞の臨床使用
臨床適用プロセスを表6に示し、いくつかの段階における特定の実験ステップを以下に記載する。
リンパ節郭清前処理はCNCT19細胞懸濁液が計画通りに再注入される前に、-5日目に行われる。
フルダラビンを30mg/m2で1日1回2~4日間連続投与し、シクロホスファミドを500mg/m2で1日1回2日間連続投与する。なお、前処理化学療法における2つの薬物の使用は、同日より開始すること
(1)細胞の調製に成功した後、細胞を<-100℃の条件下で凍結保存し、使用のために同じ温度条件下で病院に輸送し、注入前に実験操作ガイドに従って回収する。
(2)細胞を再注入する方法は以下の通りである。実験操作ガイドに従って細胞を回収し、細胞懸濁液の再注入は、回収後30分以内に完了すること。細胞懸濁液は、輸血装置を用いて静脈を通して被験者への単回注入として注入される。細胞懸濁液の袋が2つ以上存在する場合、それらは各袋の再注入の間の時間間隔なしに、連続的に注入することができる。細胞再注入中は、被験者を綿密に観察する必要がある。重篤な有害事象が現れた場合は、点滴を中止し、特定の有害事象に応じて対応する治療を実施すること。重篤な有害事象が現れない場合は来院ワークフローに従って経過観察を実施することができる。
(3)細胞再注入後24時間、被験者を綿密に観察する必要がある。重篤な有害事象が現れた場合は、特定の有害事象に応じて対応する治療を実施する。重篤な有害事象が現れない場合は、来院ワークフローに従って経過観察を実施することができる。
(4)細胞再注入後、被験者は、14日間、または被験者の状態を研究者が包括的に評価して決定した期間、観察のために入院し続ける必要がある。
CNCT19細胞懸濁液を厳密に管理し、使用するために、特別に割り当てられた人員によるCNCT19細胞懸濁液を管理する厳密なシステムが確立されている。研究用細胞懸濁液を病院部門に運搬するために特定の人員が配置され、研究用細胞懸濁液の受領および登録システムの確立のために特定の人員が配置される。
この実験は2016年9月から2020年10月まで行った。探究的臨床試験および第I相臨床試験中に、再発または難治性の非ホジキンリンパ腫(NHL)患者50例にCNCT19細胞懸濁液を投与した。NHL(成人のみ)の探究投与量は、1×108~2×108のCAR陽性T細胞の範囲であった。
Claims (7)
- プラスミドの組合せであって、前記プラスミドの組合せがプラスミドSeq1、PMD2.G、pMDLg-pRREおよびpRSV-Revを含み、前記プラスミドSeq1、PMD2.G、pMDLg-pRREおよびpRSV-Revが11.8:3.53:6.33:2.3、13.8:3.48:5.31:2.54または14:4.67:4.67:4.67の比で存在し、
前記プラスミドSeq1は、キメラ抗原受容体をコードする核酸分子を含む標的プラスミドであり、
前記キメラ抗原受容体のアミノ酸配列が、配列番号1に示されるアミノ酸配列である、プラスミドの組合せ。 - 前記キメラ抗原受容体をコードする核酸分子が、配列番号2に示される核酸配列である、請求項1に記載のプラスミドの組合せ。
- 請求項1または2記載のプラスミドの組合せを細胞に導入する工程を含むレンチウイルスベクターの調製方法。
- 前記細胞が293Tである請求項3に記載の方法。
- 請求項3または4に記載の方法によりレンチウイルスベクターを調製する工程を含む改変免疫エフェクター細胞を調製する方法。
- 前記レンチウイルスベクターを免疫エフェクター細胞に導入する工程を含む請求項5に記載の方法。
- 前記免疫エフェクター細胞がTリンパ球およびナチュラルキラー細胞からなる群より選択される請求項6に記載の方法。
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