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Dies ist eine teilweise Fortführung der
Anmeldung der Anmeldenummer 08/086.555, eingereicht am 1. Juli 1993.
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Die US-Regierung besitzt gewisse
Rechte an dieser Erfindung gemäß der Vertragsnummer DE-FG03-88ER13873
des Department of Energy.
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Technisches
Gebiet der Erfindung
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Die Erfindung betrifft im Allgemeinen
eine modifizierte ETR-Nucleinsäure
und mit einer solchen Nucleinsäure
transformierte Pflanzen, die einen Phänotyp aufweist, der durch eine
Modifizierung der normalen Reaktion auf Ethylen gekennzeichnet ist.
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Hintergrund
der Erfindung
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Ethylen ist seit der Jahrhundertwende
als ein Pflanzenhormon anerkannt, als seine Wirkung auf die Erbsenkeimlingsentwicklung
erstmals beschrieben wurde. Neljubow, Pflanzen Beih. Bot. Zentralb.
10, 128–139
(1901). Seit damals sind zahlreiche Berichte erschienen, die zeigen,
dass Ethylen ein endogener Regulator von Wachstum und Entwicklung
in höheren
Pflanzen ist. Beispielsweise ist Ethylen mit Samenruhe, Keimlingswachstum,
Blütenanlegung,
Blattabwurf, Alterung und Fruchtreifung in Zusammenhang gebracht worden.
Ethylen ist ein Pflanzenhormon, dessen Biosynthese durch Umweltbelastung,
wie z. B. Sauerstoffmangel, Verwundung, Pathogeninvasion und Überflutung,
induziert wird.
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Neulich sind Gene kloniert worden,
die für
einige der an der Ethylen-Biosynthese beteiligten Enzyme kodieren.
Sato et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 6621–6625 (1989); Nakajima et al.,
Plant Cell Phys. Physiol. 29, 989–996 (1990); Van Der Straeten
et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87, 4859–4963 (1990); Hamilton et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 7434–7437 (1991); und Spanu et
al., EMBO J. 10, 2007–2013
(1991). Der Stoffwechselweg der Ethylen-Biosynthese ist in 1 gezeigt. Wie ersichtlich
ist, wird die Aminosäure
Methionin durch SAM-Synthase zu S-Adenosyl- Methionin (SAM) umgesetzt, das seinerseits
durch ACC-Synthase zu 1-Aminocyclopropan-1-carbonsäure (ACC)
umgesetzt wird. Adams et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76, 170–174 (1979).
Die ACC wird dann durch das Enzym ACC-Oxidase zu Ethylen umgesetzt.
Yang et al., Annu. Rev. Plant. Physiol. 35, 155–189 (1984).
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Eine Reihe von Versuchen ist im Bestreben
unternommen worden, die Ethylen-Biosynthese zu steuern, um dadurch
die Fruchtreifung zu steuern. Oeller et al., Science 254, 437–439 (1991),
berichten, dass die Expression einer Antisense-RNA gegen ACC-Synthase
die Fruchtreifung in Tomatenpflanzen hemmt. Hamilton et al., Nature
346, 284–287
(1990), berichten die Verwendung eines Antisense-TOM13-(ACC-Oxidase-) Gens
in transgenen Pflanzen. Picton et al., Plant Journal 3, 469–481 (1993),
berichten von einer veränderten Fruchtreifung
und Blattalterung in Tomatenpflanzen, die Ethylen-bildendes Antisense-Enzym
exprimieren.
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In einem zweiten Ansatz wurde die
Ethylen-Biosynthese wie berichtet durch Exprimieren einer ACC-Deaminase
in Pflanzengewebe moduliert, um den zur Umsetzung zu Ethylen verfügbaren ACC-Spiegel zu
vermindern. Siehe PCT-Publikation Nr. WO92/12249, publiziert am
23. Juli 1992, und Klee et al., Plant Cell 3, 1187–1193 (1991).
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Während
eine beträchtliche
Menge an Informationen bezüglich
der Biosynthese von Ethylen angesammelt worden ist, ist nur sehr
wenig darüber
bekannt, wie Ethylen die Pflanzenentwicklung steuert. Obgleich mehrere
Berichte darauf hinweisen, dass eine hochaffine Bindungsstelle für Ethylen
in Pflanzengeweben vorhanden ist, sind solche Rezeptoren nicht identifiziert
worden. Jerie et al., Planta 144, 503 (1979); Sisler, Plant Physiol.
64, 538 (1979); Sisler et al., Plant Growth Reg. 9, 157–164 (1990);
und Sisler, "Ethylene-binding
Component in Plants",
The Plant Hormone Ethylene, A. K. Mattoo und J. C. Suttle (Hrsg.),
C. R. C. Press Inc. (Boston), S. 81–90 (1990). In Arabidopsis
sind mehrere Kategorien von Mutanten beschrieben worden. In den
ersten beiden Kategorien wurden Mutanten beschrieben, die überschüssiges Ethylen
oder weniger Ethylen im Vergleich zur Wildform produzieren. Guzman
et al., The Plant Cell 2, 513–523
(1990). In einer dritten Kategorie reagierten Mutanten nicht auf
Ethylen. Ebenda; Bleecker et al., Science 241, 1086–1089 (1988);
Harpham et al., Ann. of Botany 68, 55–61 (1991). Die beobachtete
Unempfindlichkeit gegenüber
Ethylen wurde als seine entweder dominante oder rezessive Mutation
beschrieben. Ebenda.
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Auf Basis des Vorhergehenden ist
klar, dass die genetische Basis und der molekulare Mechanismus der
Ethylen-Wechselwirkung mit Pflanzen nicht eindeutig beschrieben
worden ist. Angesichts des breiten durch Ethylen regulierten Funktionsumfangs
und der früheren
Versuche, die Ethylen-Funktion durch Regulation seiner Synthese
zu steuern, wäre
es wünschenswert,
einen alternativen Ansatz zur Verfügung zu haben, um Wachstum
und Entwicklung in verschiedenen Pflanzengeweben, wie z. B. Obst,
Gemüse
und Blumen, durch Verändern
der Wechselwirkung von Ethylen mit Pflanzengewebe zu modulieren.
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Demgemäß ist es ein Ziel der Erfindung,
isolierte Nucleinsäuren
bereitzustellen, die eine Ethylen-Reaktions-(ETR-) Nucleinsäure umfassen.
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Weiters ist es ein Ziel, Modifizierungen
solcher ETR-Nucleinsäuren
bereitzustellen, um ein oder mehrere Nucleotide zu substituieren,
insertieren und/oder deletieren, so dass ein oder mehrere Aminosäurereste im
von der ETR-Nucleinsäure
kodierten Protein substituiert, insertiert und/oder deletiert werden.
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Darüber hinaus ist es ein Ziel,
Pflanzenzellen bereitzustellen, die mit einer oder mehreren ETR-Nucleinsäuren transformiert
sind. Solche transformierten Pflanzenzellen können verwendet werden, um transformierte
Pflanzenzellen herzustellen, worin der Phänotyp gegenüber der Reaktion von einem
oder mehreren Geweben der Pflanze auf Ethylen moduliert ist.
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Zusammenfassung der Erfindung
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Gemäß den vorhergehenden Zielen
umfasst die Erfindung transformierte Pflanzen, die zumindest eine mit
einer modifizierten ETR-Nucleinsäure
transformierte Zelle aufweisen. Solche Pflanzen weisen einen Phänotyp auf,
der durch eine Verminderung der Reaktion von zumindest einer transformierten
Pflanzenzelle auf Ethylen im Vergleich zu einer Pflanze gekennzeichnet
ist, welche die transformierte Pflanzenzelle nicht enthält.
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Die Erfindung umfasst ferner Vektoren,
die zur Transformation einer Pflanzenzelle zur Veränderung der
Reaktion auf Ethylen fähig
ist. In einer Ausführungsform
umfasst der Vektor eine modifizierte ETR-Nucleinsäure, die
eine Verminderung der Zellreaktion auf Ethylen bewirkt. Gewebe-
und/oder zeitliche Spezifität
für die
Expression der modifizierten ETR-Nucleinsäure wird durch Wählen geeigneter
Expressionsregulationssequenzen gesteuert, um auf Ort und/oder Zeit
der Expression der transformierten Nucleinsäure abzuzielen.
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Die Erfindung umfasst außerdem Verfahren
zum Herstellen von Pflanzen mit einem Phänotyp, der durch eine Verminderung
der Reaktion von zumindest einer transformierten Pflanzenzelle auf
Ethylen im Vergleich zu einer Pflanze der Wildform gekennzeichnet
ist, die eine solche transformierte Zelle nicht enthält. Das Verfahren
umfasst das Transformieren von zumindest einer Pflanzenzelle mit
einer modifizierten ETR-Nucleinsäure,
das Neubilden von Pflanzen aus einer oder mehreren transformierten
Pflanzenzellen und das Selektieren von zumindest einer Pflanze mit
dem gewünschten
Phänotyp.
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Kurzbeschreibung
der Abbildungen
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1 stellt
den biosynthetischen Stoffwechselweg für Ethylen dar.
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Die 2A, 2B und 2C stellen die genomische Nucleinsäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 1) für
das ETR-Gen aus Arabidopsis thaliana dar.
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Die 3A, 3B, 3C und 3D stellen
die cDNA-Nucleinsäure
(Seq.-ID Nr. 2) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 3)
für das
ETR-Gen aus Arabidopsis thaliana dar.
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Die 4A, 4B, 4C und 4D bis 7A, 7B, 7C und 7D stellen die cDNA und
abgeleitete Aminosäuresequenz
für vier
mutierte ETR-Gene aus Arabidopsis thaliana dar, die Ethylen-Unempfindlichkeit
verleihen. Jede Sequenz unterscheidet sich von der in 3 dargelegten Sequenz der
Wildform durch Substitution eines Aminosäurerests. Die etr1-3-(vormals
ein1-1-) Mutation in 4 (Seq.-ID
Nr. 8 und 9) umfasst die Substitution von Alanin-31 durch Valin.
Die etr1-4-Mutation in 5 (Seq.-ID
Nr. 10 und 11) umfasst die Substitution von Isoleucin-62 durch Phenylalanin.
Die etr1-1-(vormals
etr-) Mutation in 6 (Seq.-ID
Nr. 4 und 5) umfasst die Substitution von Cystein-65 durch Tyrosin.
Die etr1-2-Mutation in 7 (Seq.-ID
Nr. 6 und 7) umfasst die Substitution von Alanin-102 durch Threonin.
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8 stellt
die Struktur des zur Lokalisation des ETR1-Gens in Arabidopsis thaliana
verwendeten Cosmid-Inserts dar. Die Startposition für das Chromosome-Walking
ist durch einen schraffierten Balken bezeichnet. Die offenen Balken
zeigen den Ort und die Länge
der als Sonden zur Detektion von Rekombinationsbruchstellen verwendeten
DNA-Segmente. Die maximale Anzahl der von jeder Sonde detektierten
Bruchstellen ist gezeigt. Die Ziffern rechts vom ETR1-Gen sind aus
74 F2-Rekombinanten zwischen etr1-1 und ap-1, und jene links des
ETR1-Gens sind aus 25 F2-Rekombinanten zwischen etr1-1 und clv2. Überlappende YAC-Klone
EG4E4 und EG2G11 sind ebenfalls gezeigt.
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Die 9A und 9B stellen die Aminosäuresequenz-Angleichungen
des vorhergesagten ETR1-Proteins und der konservierten Domänen mehrere
bakterieller Histidin-Kinasen und Reaktionsregulatoren dar. Aminosäuren sind
an Positionen fett gedruckt dargestellt, wo zumindest zwei Übereinstimmungen
mit ETR1 vorliegen. In 9A die
abgeleitete ETR1-Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 12 und 27)(Reste 326 bis 562), angeglichen an die Histidin-Kinase-Domänen von
E.-coli-BarA (Seq.-ID Nr. 13 und 28), P.-syringae-LemA (Seq.-ID
Nr. 14 und 29) und X.-campestris-RpfC (Seq.-ID Nr. 15 und 30). Die
Rahmen umschließen
fünf konservierte,
für die
bakterielle Histidin-Kinase-Domäne
charakteristische Motive, wie sie von Parkinson und Kofoid (Parkinson
et al., Annu. Rev. Genet. 26, 71 (1992)) zusammengestellt wurden.
Der konservierte Histidin-Rest, der die angenommene Stelle der Autophosphorylierung
darstellt, ist durch einen Stern bezeichnet. Ziffern und Positionen
nicht gezeigter Aminosäuren
sind in Klammer angegeben. In 9B sind
die abgeleiteten ETR1-Aminosäuresequenzen
(Reste 610 bis 729)(Seq.-ID Nr. 15 und 31) an die Reaktionsregulatordomänen von
B.-parapertussis-BvgS (Seq.-ID Nr. 17 und 32), P.-syringae-LemA
(Seq.-ID Nr. 19 und 34) und E.-coli-RscC (Seq.-ID Nr. 18 und 33)
angeglichen. Aminosäuren
sind an Positionen fett gedruckt dargestellt, wo zumindest zwei Übereinstimmungen
mit ETR1 vorliegen. Die Rahmen umschließen die vier höchst konservierten
Reste in bakteriellen Reaktionsregulatoren. Der konservierte Aspartatrest,
der die Phosphorylierungsstelle darstellt, ist durch einen Stern
bezeichnet. Ziffern und Positionen nicht gezeigter Aminosäuren sind
in Klammer angegeben. Zum Zwecke der Angleichung wurde eine Lücke (–) in die
ETR1-Sequenz eingeführt.
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Die 10A und 10B stellen spezifische
DNA-Sequenzen für
ETR-Nucleinsäuren
aus der Tomatenpflanze und Arabidopsis thaliana dar. 10 vergleicht die für Aminosäurereste
1 bis 123 (Seq.-ID Nr. 20 und 21) kodierende DNA-Sequenz. 10B vergleicht die für Aminosäuren 306
bis 403 (Seq.-ID Nr. 22 und 23) kodierende ETR-Nucleinsäuresequenz. Die vertikalen
Linien in jeder Figur kennzeichnen homologe Nucleotide.
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Die 11A und 11B vergleichen partielle
Aminosäuresequenzen
(unter Verwendung des Einbuchstabenkodes) für ein ETR-Protein aus der Tomatenpflanze
und Arabidopsis thaliana. 11A vergleicht
die Aminosäuresequenz
für das
ETR-Protein für
Aminosäuren
1 bis 123 (Seq.-ID Nr. 24 und 25). 11B vergleicht
die Aminosäuresequenz
für das
ETR-Protein für
Reste 306 bis 403 (Seq.-ID Nr. 26 und 27). Die vertikalen Linien
kennzeichnen exakte Sequenzhomologie. Zwei vertikale Punkte zeigen
an, dass die Aminsäurereste
funktionell konserviert sind. Ein Punkt zeigt schwache funktionelle
Konservierung zwischen Aminosäureresten
an.
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Die 12A, 12B, 12C und 12D stellen
die genomische Nucleinsäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 45)
und abgeleitete Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 46) für
das QITR-ETR-Gen
aus Arabidopsis thaliana dar.
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13 stellt
die cDNA-Nucleinsäuresequenz
und abgeleitete Proteinsequenz für
das QITR-ETR-Gen aus Arabidopsis thaliana dar.
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14 stellt
die genomische Nucleinsäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 41) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 42)
für das
Q8-ETR-Gen aus Arabidopsis thaliana dar.
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15 stellt
die cDNA-Nucleinsäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 43) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 44)
für das
Q8-ETR-Gen aus Arabidopsis thaliana dar.
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16 stellt
die Nucleinsäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 35) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 36)
für die
TETR-Nucleinsäure
aus der Tomatenpflanze dar.
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17 ist
ein Vergleich von zwei aminoterminalen Abschnitten der TETR- und
ETR1-Proteine aus der Tomatenpflanze bzw. Arabidopsis. Die obere
Zeile ist die TETR-Sequenz und erstreckt sich bis zum Aminosäurerest
315. Die untere Zeile repräsentiert
die ETR1-Proteinsequenz und erstreckt sich bis zum Aminosäurerest
316. Die vertikalen Linien und vertikalen Einzel- und Doppelpunkte
haben dieselbe Bedeutung, wie sie in der Beschreibung der 11A und 11B dargelegt ist. Die prozentuelle
Identität
unter diesen Sequenzabschnitten beträgt 73,33%. Die prozentuelle Ähnlichkeit
beträgt
84,76%.
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18 stellt
die Nucleinsäure-
(Seq.-ID Nr. 37) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 38) für die TGETR1-ETR-Nucleinsäure aus
der Tomatenpflanze dar.
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19 stellt
die Nucleinsäure-
(Seq.-ID Nr. 39) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 40) für eine Teilsequenz
der TGETR2-ETR-Nucleinsäure
aus der Tomatenpflanze dar.
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20 ist
ein Vergleich der aminoterminalen Anschnitte für die TGETR1- und ETR1-Proteine aus der Tomatenpflanze
bzw. Arabidopsis. Die obere Zeile ist die TGETR1-Sequenz bis zum Aminosäurerest
316. Die untere Zeile stellt die ETR1-Proteinsequenz bis zum Aminosäurerest
316 dar. Die Identität
zwischen diesen beiden Sequenzen beträgt 91,75%. Die prozentuelle Ähnlichkeit
beträgt
95,87%. Die vertikalen Linien und Einzel- und Doppelpunkte haben
dieselbe Bedeutung wie für
die 11A und 11B.
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21 ist
ein Vergleich eines aminoterminalen Anschnitts des TGETR2-Proteins
mit der entsprechenden ETR1-Sequenz. Die obere Zeile ist die TGETR2-Sequenz
von Aminosäurerest
11 bis Aminosäurerest
245. Die untere Zeile ist die ETR1-Sequenz von Aminosäurerest
1 bis Aminosäurerest
235. Die Sequenzidentität zwischen
diesen beiden Sequenzen beträgt
85,11%. Die Sequenzähnlichkeit
beträgt
92,34%. Die vertikalen Linien und Einzel- und Doppelpunkte haben
dieselbe Bedeutung wie für
die 11A und 11B.
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22 stellt
die Nucleinsäure-
(Seq.-ID Nr. 50) und abgeleitete Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 51) für die Nr-(Never-ripe-)
ETR-Nucleinsäure
aus der Never-ripe-Tomatenpflanze dar. Die Aminosäuresequenz
in 22 unterscheidet
sich von der TETR-Sequenz in 16 dahingehend,
dass der Aminosäurerest
Prolin am Rest 36 durch Leucin ersetzt ist.
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Ausführliche
Beschreibung
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Die Erfindung stellt zum Teil Pflanzen
bereit, die mit einem eine ETR-Nucleinsäure oder eine modifizierte
ETR-Nucleinsäure
umfassenden Vektor transformierte Zellen aufweisen. Solche transformierte
Pflanzenzellen weisen eine modulierte Reaktion auf Ethylen auf.
In einer bevorzugten Ausführungsform
verleiht die Expression einer modifizierten ETR-Nucleinsäure der
Pflanze einen Phänotyp,
der durch eine Verminderung der Reaktion auf Ethylen für zumindest
jene Zellen gekennzeichnet ist, welche die modifizierte ETR-Nucleinsäure im Vergleich
zu einer entsprechenden nicht transformierten Pflanze exprimieren.
Folglich wird, wenn beispielsweise die modifizierte ETR-Nucleinsäure in einer
Frucht, wie z. B. in der Tomate, exprimiert wird, der Fruchtreifungsprozess
verzögert,
wodurch der Verderb vermindert und die Haltbarkeit und/oder die
Erntesaison für
die Frucht verlängert
wird. Die Erfindung ist gleichermaßen zweckdienlich, um den Verderb
von vegetativem Gewebe zu verhindern und um die Langlebigkeit von
Schnittblumen zu erhöhen.
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Wie hierin verwendet, bezieht sich
eine „Pflanzen-ETR-Nucleinsäure" auf eine Nucleinsäure, die
für ein
ganzes oder für
einen Teil eines „Pflanzen-ETR-Proteins" kodiert. ETR-Nucleinsäuren können zunächst durch
Homologie zu den hierin offenbarten ETR-Nucleinsäuresequenzen identifiziert
werden, können
aber auch durch Homologie zu einer beliebigen identifizierten ETR-Nucleinsäure oder
Aminosäuresequenz
identifiziert werden. Beispiele von ETR-Nucleinsäuren umfassen ETR1, QITR und
Q8 aus Arabidopsis und TETR, TGETR1 und TGETR2 aus der Tomatenpflanze.
ETR-Nucleinsäuren
sind jedoch auch funktionell durch ihre Fähigkeit, eine modulierte Ethylen-Reaktion
bei Transformation in Pflanzengewebe zu verleihen, definiert. Beispielsweise
ist ein Antisense-Konstrukt einer ETR-Nucleinsäure oder modifizierten ETR-Nucleinsäure zur
Verminderung der Ethylen-Reaktion
in Pflanzengeweben fähig,
welche die Antisense- oder modifizierte ETR-Nucleinsäure exprimieren. Außerdem kann
die Transformation mit einer ETR-Nucleinsäure oder
modifizierten ETR-Nucleinsäure
in einer Co-Suppression endogener ETR-Allele resultieren, die ihrerseits
die Ethylen-Reaktion modifiziert. Ferner können ETR-Nucleinsäuren wie
hierin beschrieben modifiziert werden, um modifizierte ETR-Nucleinsäuren herzustellen,
die, wenn sie zur Transformation von Pflanzengewebe verwendet werden, variierende
Grade an Ethylen-Unempfindlichkeit in Gewebe bewirken, das derartige
modifizierte ETR-Nucleinsäuren
exprimiert. Bei der Beurteilung einer mutmaßlichen ETR-Nucleinsäure hinsichtlich
ihrer Fähigkeit
einer modifizierten Form, Ethylen-Unempfindlichkeit zu verleihen,
wird bevorzugt, dass ein Codon oder eine Kombination von Codons,
das/die für
diejenigen Aminosäurereste
kodiert, die Ala-31, Ile-62, Cys-65 oder Tyr-102 im ETR1-Protein
von Arabidopsis thaliana oder Pro-36 im TETR-Protein in der Tomatenpflanze
entsprechen, so modifiziert wird, dass die angegebenen Reste durch
einen anderen Aminosäurerest,
wie z. B. jenen, die hierin offenbart sind, substituiert werden.
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Pflanzen-ETR-Nucleinsäuren umfassen
genomische DNA, cDNA und Oligonucleotide, einschließlich Sense-
und Antisense-Nucleinsäuren
sowie RNA-Transkripte davon. Die genomische DNA-Sequenz (Seq.-ID Nr.
1) für
das ETR1-Gen aus Arabidopsis thaliana ist in 2 gezeigt. Die entsprechende cDNA-Sequenz (Seq.-ID
Nr. 2) und abgeleitete ETR-Aminosäuresequenz (Seq.-ID Nr. 3)
sind in 3 gezeigt.
Eine aminoterminale Domäne
(d. h. Reste 1 bis ungefähr
316) der vorhergesagten ETR-Proteinsequenz
weist keine Homologie zu bekannten Proteinsequenzen auf. Ungefähr in der
Mitte des ETR-Proteins (d. h. Reste 295 bis 313) befindet sich eine
mutmaßliche
Transmembrandomäne,
gefolgt von einer mutmaßlichen
intrazellulären
Domäne
(d. h. Reste 314 bis 738). Ein wesentlicher Teil dieser mutmaßlichen
intrazellulären
Domäne
weist unerwarteterweise eine Sequenzhomologie zu den in Bakterien
bekannten Zweikomponenten-Umweltsensor-Regulatoren auf. Diese beiden
Familien in Bakterien bilden ein konserviertes Sensor-Regulator-System,
das es den Bakterien ermöglicht,
auf ein breites Spektrum von Umweltfluktuationen zu reagieren. Es
wird angenommen, dass der aminoterminale Abschnitt des ETR-Proteins
entweder direkt mit Ethylen oder indirekt (z. B. mit einem Ethylen-bindenden
Protein oder einem anderen Protein) wechselwirkt und dass bei einer
solchen Wechselwirkung eine Signaltransduktion durch die intrazelluläre Domäne erfolgt.
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Eine ETR-Nucleinsäure oder ein ETR-Protein kann
durch eine nennenswerte Nucleinsäure-
und/oder Aminosäuresequenz-Homologie
zu einer bekannten ETR-Sequenz identifiziert werden. Eine solche
Homologie kann auf der gesamten Nucleinsäureoder Aminosäuresequenz
beruhen, wobei in diesem Fall die Gesamthomologie der Proteinsequenz
vorzugsweise mehr als ungefähr
50%, vorzugsweise mehr als 60%, noch bevorzugter mehr als 75% und
insbesondere bevorzugt mehr als 90% beträgt. Ungeachtet der Gesamt-Sequenzhomologie
wird bevorzugt, dass der einzigartige, für diesen Abschnitt des Moleküls kodierende
aminoterminale Abschnitt einer ETR-Proteinsequenz oder -Nucleinsäuresequenz
(d. h. der 5'-terminale
Abschnitt) dazu verwendet wird, um ein ETR-Protein oder eine ETR-Nucleinsäure zu identifizieren.
Bei Verwendung dieses aminoterminalen Sequenzabschnitts wird bevorzugt,
dass die Aminosäuresequenz-Homologie
mit der bekannten ETR-Sequenz größer als
ungefähr
55%, bevorzugter größer als
ungefähr
60%, noch bevorzugter größer als
ungefähr
70%, bevorzugter größer als
ungefähr
85% und insbesondere bevorzugt größer als 95% ist. Die Homologie
auf Basis der Nucleinsäuresequenz
entspricht der Aminosäurehomologie,
berücksichtigt
jedoch die Degeneration des genetischen Codes und der Codon-Ausrichtung
in verschiedenen Pflanzen. Demgemäß kann die Nucleinsäuresequenz-Homologie
wesentlich niedriger als jene auf Basis der Proteinsequenz sein.
Folglich ist ein ETR-Protein jedes Protein, das einen aminoterminalen
Abschnitt aufweist, der im Wesentlichen homolog zur aminoterminalen
Domäne
eines bekannten ETR-Proteins ist. Ein solches bekanntes ETR-Protein
ist das ETR1-Protein (siehe 3)
aus Arabidopsis thaliana. In analoger Weise kodiert eine ETR-Nucleinsäure auch
zumindest für
die aminoterminale Domäne
eines ETR-Proteins.
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Eine ETR-Nucleinsäure aus einer Pflanzenspezies,
die nicht Arabidopsis thaliana ist, kann mittels Standardverfahren
unter Einsatz einer bekannten ETR-Nucleinsäure leicht identifiziert werden.
Beispielsweise können
markierte Sonden, die einer bekannten ETR-Nucleinsäure entsprechen
oder für
die einzigartige aminoterminale Domäne kodieren, für In-situ-Hybridisierung
verwendet werden, um die Gegenwart eines ETR-Gens in einer bestimmten
Pflanzenspezies zu detektieren. Außerdem können solche Sonden verwendet werden,
um genomische oder cDNA-Bibliotheken einer anderen Pflanzenspezies
zu screenen oder um eine oder mehrere Banden, die das gesamte oder
einen Teil eines ETR-Gens enthalten, durch Hybridisierung an ein elektrophoretisch
getrenntes Präparat
einer mit einer oder mehreren Restriktionsenzymen verdauten DNA zu
identifizieren.
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Die Hybridisierungsbedingungen variieren üblicherweise
in Abhängigkeit
von der verwendeten Sonde. Bei Verwendung einer einzigartigen Nucleotidsequenz
einer ETR-Nucleinsäure, z.
B. eines Oligonucleotids, das für
die gesamte oder einen Teil der aminoterminalen Domäne kodiert,
werden relativ hohe Stringenzen, z. B. ungefähr 0,1 × SSPE bei 65°C, angewendet.
Wenn die Hybridisierungssonde eine Region umfasst, die eine eventuell
niedrigere Sequenzhomologie zu bekannten ETR-Nucleinsäuren aufweist,
z. B. eine Region, die einen Abschnitt der einzigartigen aminoterminalen
Domäne
umfasst und einen Abschnitt, der eine Transmembrandomäne umfasst,
wird die Hybridisierung vorzugsweise unter mäßigen Stringenzbedingungen,
z. B. ungefähr
5 × SSPE
bei 50°C,
durchgeführt.
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Zum Beispiel wurde unter Anwendung
der obigen Kriterien eine cDNA-Bibliothek reifender Tomatenpflanzen
(Stratagene, LaJolla, Kalifornien, Katalog-Nr. 936004) mit einer
markierten Sonde gescreent, die eine Nucleinsäuresequenz umfasste, die für einen
aminoterminalen Abschnitt der hierin in den 3A, B, C und D offenbarten
Arabidopsis-ETR-Proteinsequenz kodierte. Mehrere Klone wurden identifiziert
und mittels Standardtechniken sequenziert. Die DNA-Sequenzen für diese
ETR-Nucleinsäure
aus der Tomatenpflanze (TETR) und Arabidopsis thaliana (ETR1), die
für Aminosäurereste
1 bis 123 (Seq.-ID Nr. 20 und 21) bzw. Aminosäuren 306 bis 403 (Seq.-ID Nr.
22 und 23) kodieren, sind in 10A bzw. 10B dargelegt.
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Die Aminosäuresequenzen für das ETR1-Protein
aus Arabidopsis thaliana und der Tomatenpflanze (TETR) für Reste
1 bis 123 (Seq.-ID Nr. 25 und 24) bzw. 306 bis 403 (Seq.-ID Nr.
27 und 26) sind in 11A bzw. 11B dargelegt.
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Die vollständige ETR-Nucleinsäure- (Seq.-ID
Nr. 35) und -Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 36) für TETR
ist in 16 gezeigt.
Ein direkter Vergleich der Aminosäu resequenz zwischen den TETR-
und ETR1-Proteinen für
die aminoterminalen 316 Aminosäurereste
ist ein 17 gezeigt.
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Wie ersichtlich ist, besteht eine
wesentliche Homologie zwischen diesen speziellen Arabidopsis- und Tomatenpflanzen-ETR-Sequenzen
auf der Ebene der DNA-Sequenz sowie der Aminosäuresequenz. Im Speziellen ist
die Homologie auf der DNA-Ebene
für die
Sequenz, die für
Aminosäuren
1 bis 45 kodiert, etwas höher
als 72%. Die Homologie auf der Aminosäure-Ebene für die Aminosäurereste
1 bis 123 beträgt
ungefähr 79%.
Für den
aminoterminalen Abschnitt (Reste 1 bis 316) beträgt die Gesamthomologie ungefähr 73%.
Im Falle der Aminosäuresequenz-Homologie
steigt die Aminosäuresequenz-Ähnlichkeit,
wenn die Unterschiede zwischen den Aminosäuren an äquivalenten Resten verglichen
werden und solche Unterschiede die Substitution eines konservierten
Restes umfassen, d. h. Aminosäurereste,
die funktionell äquivalent
sind, auf ungefähr 90%
für die
ersten 123 Reste. Der Sequenz-Antikörper für die aminoterminalen 316 Aminosäuren steigt
auf ungefähr
85%. Eine solche Sequenzähnlichkeit
wurde unter Anwendung eines Best-Fit-Sequenzprogramms ermittelt,
wie von Devereux et al., Nucl. Acids Res. 12, 387–395 (1984),
beschrieben wurde. Funktionell äquivalente
(d. h. konservierte) Reste werden durch Doppel- und Einzeldaten
in vergleichenden Sequenzen identifiziert. In ähnlicher Weise beträgt die Nucleinsäuresequenz-Homologie
zwischen Arabidopsis und der Tomatenpflanze für die Sequenz, die für Aminosäurereste
306 bis 403 kodiert, ungefähr
75%. Die Sequenzhomologie auf der Aminosäure-Ebene für identische Aminosäuren beträgt nahezu
86%, während
die Ähnlichkeit
nahezu 96% beträgt.
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Zusätzlich zu ETR1 aus Arabidopsis
und TETR (manchmal als TXTR bezeichnet) aus der Tomatenpflanze sind
eine Reihe anderer ETR-Nucleinsäuren
in Arabidopsis und Tomatenpflanze identifiziert worden. In Arabidopsis
sind die QITR- und Q8-ETR-Nucleinsäuren und
-Proteine identifiziert worden. Siehe die 12, 13, 14 und 15 und Seq.-ID Nr. 41 bis 48. Für QITR beträgt die Gesamt-Nucleinsäurehomologie
zu ETR1 ungefähr
69%. Bezüglich
des aminoterminalen Abschnitts beträgt die Homologie unter den
Resten 1 bis 316 ungefähr
71% Identität
für die
Aminosäuresequenz und
ungefähr
72% Identität
bezüglich
der Nucleinsäuresequenz.
Bezüglich
Q8 beträgt
die Gesamt-Sequenzhomologie zu ETR1 aus Arabidopsis ungefähr 69% für die Gesamt-Nucleinsäuresequenz
im Vergleich zu 81% Homologie für
denjenigen Abschnitt von Q8, der für die 316 aminoterminalen Aminosäuren kodiert.
Die Homologie zwischen Q8 und ETR1 auf der Aminosäureebene beträgt für den aminoterminalen
Abschnitt ungefähr
72%.
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Die anderen in der Tomatenpflanze
identifizierten ETR-Nucleinsäuren
umfassen TGETR1 (Seq.-ID Nr. 37) und TGETR2 (Seq.-ID Nr. 39). Die
abgeleitete Proteinsequenz für
TGETR1 (Seq.-ID Nr. 38) und TGETR2 (Seq.-ID Nr. 40) sind in 18 bzw. 19 dargelegt. Die Sequenz von TGETR2
ist unvollständig.
Ein Vergleich der Sequenzhomologie für die ersten 316 Aminosäuren des
TGETR1-Proteins und des ETR1-Proteins ist in 20 gezeigt. Die Sequenzidentität beträgt knapp
unter 92%. Die Sequenzähnlichkeit
zwischen diesem Abschnitt dieser beiden Proteine steigt auf nahezu
96%. Bezüglich
TGETR2 legt 21 einen
Vergleich des aminoterminalen Abschnitts dieses Moleküls (bis
zum Aminosäurerest
245) mit dem entsprechenden Abschnitt des ETR1-Proteins dar. Die
Identität
der Sequenzen zwischen diesen beiden Sequenzabschnitten beträgt ungefähr 85%.
Die Sequenzähnlichkeit
steigt auf knapp über
92%.
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Die Klonierung und Sequenzierung
der ETR-Nucleinsäuren
aus Arabidopsis wird in den Beispielen hierin beschrieben. Jedoch
kann ein Fachmann auf dem Gebiet der Erfindung angesichts der umfassenden Offenbarung
der Sequenzen für
diese ETR-Nucleinsäuren leicht
Oligonucleotidsonden konstruieren, PCR-Amplifikation durchführen oder
andere, den Fachkundigen auf dem Gebiet der Erfindung bekannte Standardprotokolle
verwenden, um die offenbarten Gene sowie andere dazu homologe ETR-Nucleinsäuren aus
anderen Spezies zu isolieren. Beim Screening derselben Pflanzenspezies
können
relativ mäßige bis
hohe Stringenzbedingungen zur Hybridisierung verwendet werden, die üblicherweise
zwischen 55°C
bis 65°C
in 5 × SSPE variieren.
Wenn es wünschenswert
ist, auf niedrigere Homologie oder in einer anderen Pflanzenspezies
zu sondieren, können
niedrigere Stringenzen, wie z. B. 50°C in 5 × SSPE, verwendet werden. Waschbedingungen
erforderten jedoch 0,2 × SSPE.
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Die Isolierung der TETR1-ETR-Nucleinsäure aus
der Tomatenpflanze wird in den Beispielen beschrieben. Die Isolierung
dieser Sequenz setzte den aminoterminalen Abschnitt des ETR1-Gens
aus Arabidopsis ein. Die anderen hierin offenbarten Tomatenpflanzen-ETR-Nucleinsäuren (TGETR1
und TGETR2) wurden durch Sondieren einer Tomatenpflanzen-Genombibliothek
mit einer ETR1-Sonde identifiziert. Die Genombibliothek wurde aus
EMBL3 hergestellt, an das ein partiell Sau3A-verdauter genomischer
DNA-Extrakt der Tomatenpflanze ligiert wurde. Die Bedingungen waren
65°C 5 × SSC mit
Waschschritten bei 2 × SCC.
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Bei der Durchsicht der Gesamtstruktur
der verschiedenen bis heute identifizierten ETR-Nucleinsäuren und
-Proteine wird ersichtlich, dass zumindest eine Klasse von ETR-Proteinen
einen einzigartigen aminoterminalen Abschnitt, gefolgt von einer
Histidin-Kinase-Domäne,
gefolgt von einer Reaktionsregulatorregion enthält. Das ist das ETR1-Protein
in Arabidopsis. Eine zweite Klasse von ETR-Protein enthält die Reaktionsregulatorregion
nicht. Beispiele solcher ETR-Proteine umfassen QITR in Arabidopsis
und TETR in der Tomatenpflanze. Die Signifikanz davon wird derzeit
nicht verstanden. Jedoch können,
wie hiernach beschrieben wird, Mutationen in den ETR-Nucleinsäuren, die
für Mitglieder
aus beiden Klassen kodieren, transgenen Pflanzen, die solche Nucleinsäuren enthalten,
eine dominante Ethylen-Unempfindlichkeit verleihen.
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Wie hiernach beschrieben, resultiert
die Substitution der Aminosäurereste
Ala-31, Ile-62, Cys-65 und Tyr-102 durch eine andere Aminosäure in modifizierten
Arabidopsis-ETR-Nucleinsäuren,
die fähig
sind, in einer transformierten Pflanze Ethylen-Unempfindlichkeit
zu verleihen. Alle diese Reste sind zwischen ETR-Protein der Tomatenpflanzen
(TETR) und Arabidopsis thaliana (ETR1) identisch.
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Wenn die ETR-Nucleinsäure einmal
identifiziert ist, kann sie kloniert und ihre konstitutiven Teile,
falls erforderlich, rekombiniert werden, um die gesamte ETR-Nucleinsäure zu bilden.
Wenn sie einmal aus ihrer natürliche
Quelle isoliert ist, z. B. in einem Plasmid oder in einem anderen
Vektor enthalten oder daraus als ein lineares Nucleinsäuresegment
herausgeschnitten ist, kann die ETR-Nucleinsäure als eine Sonde weiterverwendet
werden, um andere ETR-Nucleinsäuren
zu identifizieren und zu isolieren. Sie kann weiters als eine „Vorläufer"-Nucleinsäure verwendet
werden, um modifizierte ETR-Nucleinsäuren und -Proteine herzustellen.
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Wie hierin verwendet, bezieht sich
der Ausdruck „modifizierte
ETR-Nucleinsäure" auf eine ETR-Nucleinsäure, welche
die Substitution, Insertion oder Deletion einer oder mehrerer Nucleotide
einer Vorläufer-ETR-Nucleinsäure enthält. Die
Vorläufer-ETR-Nucleinsäuren umfassen
natürlich
auftretende ETR-Nucleinsäuren
sowie andere modifizierte ETR-Nucleinsäuren. Die natürlich auftretende
ETR-Nucleinsäure
aus Arabidopsis thaliana kann als eine Vorläufer-ETR-Nucleinsäure verwendet
werden, die mittels Standardtechniken, wie z. B. ortsgerichtete
Mutagenese, Kassettenmutagenese und dergleichen, modifiziert werden
kann, um ein oder mehrere Nucleotide an einem Codon, wie z. B. jenem,
das für
Alanin am Rest 31 in der Arabidopsis-ETR-Nucleinsäure kodiert,
zu substituieren. Eine solche In-vitro-Codonmodifizierung kann in
der Erzeugung eines Codons an Position 31 resultieren, das für einen
beliebigen der anderen natürlich
auftretenden Aminosäurereste
kodiert. Eine solche Modifizierung liefert eine modifizierte ETR-Nucleinsäure.
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Beispielsweise wird die für den in
der Never-ripe-Mutante beobachteten Phänotyp verantwortliche Mutation
in den Beispielen offenbart. Wie beschrieben tauscht eine einzige
Punktmutation das am Rest 36 im TETR-Protein normalerweise vorhandene
Prolin gegen Leucin aus. Diese Einzelmutation reicht aus, um der Pflanze
der Wildform einen dominanten Ethylen-Unempfindlichkeitsphänotyp zu
verleihen. Es wird erwartet, dass die Transformation der Tomatenpflanze
und anderer Pflanzen mit dieser modifizierten ETR-Nucleinsäure solchen
transformierten Pflanzenzellen den dominanten Ethylen-Unempfindlichkeitsphänotyp verleiht.
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Alternativ dazu kann die Vorläufer-Nucleinsäure eine
sein, worin eines oder mehrere der Nucleotide einer ETR-Nucleinsäure der
Wildform bereits modifiziert worden sind. Folglich kann beispielsweise
die ETR-Nucleinsäure
von Arabidopsis thaliana am Codon 31 modifiziert werden, um eine
modifizierte Nucleinsäure
zu bilden, welche die Substitution dieses Codons mit einem Codon
enthält,
das für
eine Aminosäure
kodiert, die nicht Alanin ist, z. B. Valin. Diese modifizierte ETR-Nucleinsäure kann
ebenfalls als eine Vorläufer-Nucleinsäure fungieren,
um eine zweite Modifizierung einzuführen. Beispielsweise kann das
für Ala-102
kodierende Codon modifiziert werden, um für die Substitution von Threonin
zu kodieren, wobei in diesem Fall die auf diese Weise gebildete
modifizierte Nucleinsäure
für die
Substitution zweier verschiedener Aminosäuren an Resten 31 und 102 kodiert.
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Deletionen innerhalb der ETR-Nucleinsäure sind
ebenfalls vorgesehen. Beispielsweise kann eine ETR-Nucleinsäure modifiziert
werden, um denjenigen Abschnitt zu deletieren, der für die mutmaßlichen
Transmembran- oder intrazellulären
Domänen
kodiert. Die dadurch gebildete modifizierte ETR-Nucleinsäure produziert,
wenn sie in der Pflanzenzelle exprimiert wird, nur einen aminoterminalen
Teil des ETR-Proteins, der potentiell fähig ist, Ethylen entweder direkt
oder indirekt zu binden, um den tatsächlichen Spiegel von Ethylen
in Pflanzengewebe zu modulieren.
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Außerdem kann die modifizierte
ETR-Nucleinsäure
aus einer mutierten Pflanze identifiziert und isoliert werden, die
einen dominanten und rezessiven Phänotyp aufweist, der durch eine
veränderte
Reaktion auf Ethylen gekennzeichnet ist. Solche mutierten Pflanzen
können
spontan entstehen oder können
induziert werden, und zwar durch wohl bekannte chemische oder Bestrahlungs-Mutationstechniken,
gefolgt von der Ermittlung der Ethylen-Reaktion in der Nachkommenschaft
solcher Pflanzen. Beispiele solcher mutierten Pflanzen, die spontan
auftreten, umfassen die Never-ripe-Mutante der Tomatenpflanze und
die Ethylen-unempfindliche Mutante der Nelke. Folglich können modifizierte
ETR-Nucleinsäuren
durch rekombinante Modifizierung von ETR- Nucleinsäuren der Wildform oder durch
Identifizierung und Isolierung modifizierter ETR-Allele aus mutierten
Pflanzenspezies erhalten werden.
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Es wird bevorzugt, dass die modifizierte
ETR-Nucleinsäuren
für die
Substitution, Insertion und/oder Deletion eines oder mehrerer Aminosäurereste
im Vorläufer-ETR-Protein kodieren.
Bei Expression der modifizierten Nucleinsäure in Wirtspflanzenzellen
ist das folglich produzierte ETR-Protein fähig, zumindest die Reaktion
der Wirtszelle auf Ethylen zu modulieren. In Verbindung mit der
Erzeugung eines solchen Phänotyps sind
eine Anzahl von Codons in der ETR-Nucleinsäure aus Arabidopsis thaliana
identifiziert worden, die bei Modifizierung und Wiedereinführung in
eine Pflanze der Wildform eine Verminderung der Ethylen-Reaktion durch
die transformierte Pflanze bewirken. Diese Codons kodieren für Aminosäurereste
Ala-31, Ile-62, Cys-65 und Tyr-102 im ETR-Protein von Arabidopsis
thaliana. Das ETR-Gen und alle dieser speziellen, modifizierten Aminosäurereste
wurden durch Klonieren des ETR-Gens der Wildform aus Arabidopsis
thaliana und chemisch modifizierter Allele aus vier verschiedenen
Sorten (etr1-1, etr1-2, etr1-3 und etr1-4) von Arabidopsis thaliana (jede
davon zeigte einen dominanten Phänotyp,
der Unempfindlichkeit gegen Ethylen umfasste) und Vergleichen der
Nucleotid- und abgeleiteten Aminosäuresequenzen identifiziert.
Die Erfindung ist jedoch, wie in den Beispielen beschrieben, nicht
auf modifizierte ETR-Nucleinsäuren
aus Arabidopsis thaliana beschränkt.
Vielmehr umfasst die Erfindung andere leicht identifizierbare, modifizierte
ETR-Nucleinsäuren,
welche die Ethylen-Unempfindlichkeit modulieren.
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Die obigen vier Sorten, die eine
dominante Ethylen-Unempfindlichkeit zeigen, wurden durch chemische
Modifizierung von Keimlingen von Arabidopsis thaliana erzeugt und
durch Beobachten der Pflanzenentwicklung aus solchen modifizierten
Keimlingen mit zugesetztem exogenem Ethylen identifiziert. Unter
Anwendung eines ähnlichen
Ansatzes, entweder mit oder ohne Zugabe von exogenem Ethylen, kann
der Fachkundige leicht andere Varianten beliebig gewählter Pflanzenspezies
erzeugen, die ebenfalls eine modulierte Reaktion auf Ethylen aufweisen.
Anschließend
können
unter Verwendung von ETR-Sonden, die auf hierin offenbarten Wildform-
oder modi fizierten ETR-Nucleinsäuren
beruhen, andere modifizierte ETR-Nucleinsäuren durch Sondieren geeigneter
genomischer oder cDNA-Bibliotheken der modifizierten, gewählten Pflanzenspezies
isoliert werden. Die Nucleotid- und/oder kodierte Aminosäuresequenz
von solchen neu erzeugten modifizierten ETR-Nucleinsäuren wird
dann vorzugsweise mit der ETR-Nucleinsäure der Wildform aus der gewählten Pflanzenspezies
verglichen, um zu ermitteln, welche Modifizierungen, wenn überhaupt,
in der ETR-Nucleinsäure
für den
beobachteten Phänotyp
verantwortlich sind. Wenn die Wildform-Sequenz der gewählten Pflanzenspezies
nicht verfügbar
ist, können
die hierin für
Arabidopsis thaliana offenbarten Wildform- oder modifizierten ETR-Sequenzen
oder andere ETR-Sequenzen, die identifiziert worden sind, für den Vergleich
verwendete werden. Auf diese Weise können andere Modifizierungen
an ETR-Proteinen identifiziert werden, die den Ethylen-Unempfindlichkeits-Phänotyp verleihen
können.
Solche Modifizierungen umfassen die Identifizierung von anderen
als die hierin offenbarten Aminosäuren, die an Resten substituiert
werden können,
die Ala-31, Ile-62, Cys-65 und Ala-102 im ETR-Protein von Arabidopsis
thaliana entsprechen, und die Identifizierung anderer Aminosäurereste,
die durch Substitution, Insertion und/oder Deletion eines oder mehrerer
Aminosäurereste
modifiziert werden können,
um den gewünschten
Phänotyp
hervorzubringen.
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Alternativ dazu kann eine klonierte
Vorläufer-ETR-Nucleinsäure systematisch
modifiziert werden, so dass sie für die Substitution, Insertion
und/oder Deletion einer oder mehrerer Aminosäuren kodiert, und kann getestet
werden, um die Wirkung einer solchen Modifizierung auf die Ethylen-Reaktion
der Pflanze zu ermitteln. Solche Modifizierungen werden vorzugsweise
innerhalb jenes Abschnitts der ETR-Nucleinsäure vorgenommen, der für den aminoterminalen
Abschnitt des ETR-Proteins kodiert. Jedoch sind Modifizierungen
der carboxyterminalen oder mutmaßlichen Transmembrandomänen zur
Modulation der Signaltransduktion ebenso vorgesehen (z. B. Modifizierungen
des konservierten Histidins der Histidin-Kinase-Domäne, welches
die angenommene Stelle der Autophosphorylierung ist, oder des konservierten
Aspartats der Reaktionsregulatordomäne, welches die angenommene
Phosphorylierungstelle ist). Ein Verfahren, das zur Identifizierung
spezieller, an der direkten oder indirekten Wechselwirkung mit Ethylen
beteiligter Aminosäurereste
angewendet werden kann, ist die sequentielle Substitution der Codons
einer ETR-Nucleinsäure
durch Codons, die für
eine Scanning-Aminosäure,
wie z. B. Glycin oder Alanin, kodieren (siehe z. B. PCT-Anmeldung
WO 90/04788, publiziert am 3. Mai 1990), gefolgt von der Transformation
aller dadurch gebildeter, modifizierter Nucleinsäuren in eine Pflanze, um die
Wirkung einer solchen sequentiellen Substitution auf die Ethylen-Reaktion
zu ermitteln. Andere Ansätze
umfassen statistische Modifizierungen oder vorherbestimmte abgezielte
Modifizierungen der klonierten ETR-Nucleinsäure (siehe z. B. PCT-Anmeldung
WO 92/07090, publiziert am 30 April 1992), gefolgt von Transformation
von Pflanzenzellen und der Identifizierung der Nachkommenschaft,
die eine veränderte
Ethylen-Reaktion aufweist. Die ETR-Nucleinsäure aus diesen Pflanzen mit
dem gewünschten
Phänotyp
wird isoliert und sequenziert, um die für den beobachteten Phänotyp verantwortliche
Modifizierung zu bestätigen
oder zu identifizieren.
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Aminosäurereste, die mit jenen äquivalent
sind, die speziell in einem ETR-Protein identifiziert worden sind
und modifiziert werden können,
um die Ethylen-Reaktion zu verändern,
können
auch in ETR-Proteinen aus anderen Pflanzenspezies leicht identifiziert
werden. Beispielsweise können
Aminosäuren,
die mit jenen im ETR-Protein aus Arabidopsis thaliana äquivalent
sind, leicht in anderen ETR-Proteinen identifiziert werden. Ein Aminosäurerest
in einem Vorläufer-ETR-Protein
ist äquivalent
mit einem bestimmten Rest im ETR-Protein von Arabidopsis thaliana,
wenn er bezüglich
der Position in der Primär-
oder der Tertiärstruktur
zum spezifizierten Rest des Arabidopsis-ETR-Proteins homolog ist.
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Um Homologie durch die Primärstruktur
festzulegen, wird die primäre
Aminosäuresequenz
eines Vorläufer-ETR-Proteins
mittels Angleichung direkt mit der Primärsequenz des ETR-Proteins aus
Arabidopsis thaliana verglichen. Eine solche Angleichung wird vorzugsweise
mit der aminoterminalen Domäne
vorgenommen und berücksichtigt üblicherweise
die eventuelle Insertion oder Deletion eines oder mehrerer Aminosäurereste der
beiden Sequenzen, so dass die Aminosäuresequenz-Homologie maximiert
wird. Ein Vergleich der Multiplizität der ETR-Proteinsequenzen
mit der von Arabidopsis thaliana sorgt für die Identifizierung konservierter Reste
unter solchen Sequenzen, wobei diese Konservierung vorzugsweise
für den
weiteren Vergleich der primären
Aminosäuresequenz
beibehalten wird. Auf Basis der Angleichung solcher Sequenzen kann
der Fachkundige leicht Aminosäurereste
in anderen ETR-Proteinen identifizieren, die mit Ala-31, Ile-62,
Cys-65, Ala-102 und anderen Resten im Arabidopsis-thaliana-ETR-Protein äquivalent
sind. Solche äquivalenten
Reste werden für
Modifizierungen ausgewählt,
die analog zu jenen anderer modifizierter ETR-Proteine sind, welche den
gewünschten
Ethylen-reaktiven Phänotyp
verleihen. Solche modifizierten ETR-Proteine werden vorzugsweise
durch Modifizieren einer Vorläufer-ETR-Nucleinsäure hergestellt,
um für
die entsprechende Substitution, Insertion und/oder Deletion am äquivalenten
Aminosäurerest
zu kodieren.
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Zusätzlich zur Homologie auf der
Ebene der Primärsequenz
können äquivalente
Reste auf Basis der Homologie auf der Ebene der Tertiärstruktur
identifiziert werden. Die Bestimmung der Äquivalenz auf dieser Ebene
erfordert üblicherweise
dreidimensionale Kristallstrukturen für ein ETR-Protein oder modifiziertes ETR-Protein
aus Arabidopsis (oder die Kristallstruktur für ein anderes ETR-Protein mit
den definierten äquivalenten
Resten) und die Kristallstruktur eines gewählten ETR-Proteins. Äquivalente
Reste auf der Ebene der Tertiärstruktur
sind als jene Reste definiert, für
welche die Atomkoordinaten von zwei oder mehreren der Hauptkettenatome
eines bestimmten Aminosäurerests
des gewählten
ETR-Proteins im Vergleich mit dem ETR-Protein aus Arabidopsis sich
nach der Angleichung innerhalb von 0,13 nm und vorzugsweise 0,10
nm befinden. Die Angleichung ist erzielt, nachdem das beste Modell
ausgerichtet und positioniert worden ist, um die maximale Überlappung
der Atomkoordinaten von Nicht-Wasserstoff-Proteinatomen der fraglichen
ETR-Proteine zu ergeben.
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ETR-Nucleinsäuren können von beliebigen höheren Pflanzen,
die gegen Ethylen reaktiv sind, hergeleitet werden. Besonders geeignete
Pflanzen umfassen Tomate, Banane, Kiwi-Frucht, Avocado, Melone,
Mango, Papaya, Apfel, Pfirsich und andere kritische Fruchtpflanzen.
Nicht-kritische Spezies, aus denen ETR-Nucleinsäuren isoliert werden können, umfassen
Erdbeere, Himbeere, Brombeere, Heidelbeere, Kopfsalat, Kohl, Karfiol,
Zwiebel, Brokkoli, Rosenkohl, Baumwolle, Raps (Canola), Weintraube,
Sojabohne und Ölsamen-Raps. Außerdem können ETR-Nucleinsäuren aus
Blütenpflanzen
innerhalb der Abteilung Magnoliophyta isoliert werden, welche die
Angiospermen umfassen, welche die zweikeimblättrigen (Klasse Magnoliopsida
und Dicotyledoneae) und einkeimblättrigen (Klasse Liliopsida)
Pflanzen umfassen. Insbesondere bevorzugte Ordnungen von Angiospermen
gemäß der „Taxonomy
of Flowering Plants" von
A. M. Johnson, The Century Co., NY (1931), umfassen Rosales, Cucurbitales,
Rubiales, Campanulatae, Contortae, Tubiflorae, Plantaginales, Ericales,
Primulales, Ebenales, Diapensiales, Primulales, Plumbaginales, Opuntiales,
Parietales, Myritiflorae, Umbelliflorae, Geraniales, Sapindales,
Rhamnales, Malvales, Pandales, Rhoendales, Sarraceniales, Ramales,
Centrospermae, Santalales, Euphorbiales, Capparales, Aristolochiales,
Julianiales, Juglandales, Fagales, Urticales, Myricales, Polygonales,
Batidales, Balanopsidales, Proteales, Salicales, Leitneriales, Garrycales, Verticillatae
und Piperales. Insbesondere bevorzugte Pflanzen umfassen Lilie,
Nelke, Chrysantheme, Petunie, Rose, Geranie, Veilchen, Gladiole,
Orchidee, Flieder, Holzapfel, Amberbaum, Ahorn, Weihnachtsstern,
Johannisbrot, Esche und Linde.
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Zusätzlich zur Bereitstellung einer
Quelle für
ETR-Nucleinsäuren,
die gemäß der Lehren
hierin modifiziert oder isoliert werden können, können die vorhergehenden Pflanzen
als Rezipienten der modifizierten Nucleinsäure verwendet werden, um chimäre oder
transgene Pflanzen herzustellen, die einen Ethylen-Resistenz-Phänotyp in
einem oder mehreren Gewebetypen der transformierten Pflanze zeigen.
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Wenn einmal eine modifizierte ETR-Nucleinsäure kloniert
worden ist, wird sie verwendet, um Vektoren zum Transformieren von
Pflanzenzellen zu konstruieren. Die Konstruktion solcher Vektoren
wird durch die Verwendung eines Shuttle-Vektors erleichtert, der
sowohl in einer Pflanze als auch in einem zweckdienlichen Klonierungswirt,
wie z. B. einem Prokaryoten, manipuliert und selektiert werden kann.
Solche Shuttle-Vektoren können
folglich ein antibiotisches Resistenzgen zur Selektion in Pflanzenzellen
(z. B. Kanamycin-Resistenz) und ein antibiotisches Resistenzgen
zur Selektion in einem bakteriellen Wirt (z. B. Actinomycin-Resistenz)
umfassen. Solche Shuttle-Vektoren enthalten auch einen für den verwendeten
prokaryotischen Wirt geeigneten Replikationsstartpunkt und vorzugsweise
zumindest eine einzigartige Restriktionsstelle oder einen einzigartige Restriktionsstellen
enthaltenden Polylinker, um die Vektorkonstruktion zu erleichtern.
Beispiele solcher Shuttle-Vektoren umfassen pMON530 (Rogers et al.,
Methods in Enzymology 153, 253–277
(1988)) und pCGN1547 (McBride et al., Plant Molecular Biology 14,
269–276
(1990)).
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In bevorzugten Ausführungsformen,
welche die beste Form der praktischen Durchführung der Erfindung umfassen,
wird ein Promotor verwendet, um die Expression einer ETR- oder modifizierten
ETR-Nucleinsäure
in zumindest einem Teil der Gewebe einer transformierten Pflanze
anzutreiben. Die Expression einer ETR-Nucleinsäure erfolgt vorzugsweise in
der Antisense-Richtung, um die Ethylen-Reaktion durch Verminderung
der Translation des endogenen ETR-RNA-Transkripts zu modulieren.
Die Expression einer modifizierten ETR-Nucleinsäure resultiert in der Produktion
eines modifizierten ETR-Proteins, das zur Verleihung von Ethylen-Unempfindlichkeit
fähig ist.
Solche Promotoren können
aus Pflanzen, pflanzenpathogenen Bakterien oder Pflanzenviren erhalten
werden. Konstitutive Promotoren umfassen die 35S- und 19S-Promotoren
des Blumenkohl-Mosaikvirus (CaMV35S und CaMV19S), den Volllängen-Transkript-Promotor
aus dem Feigwurz-Mosaikvirus (FMV35S)(siehe PCT-Anmeldung Nr. WO 92/12249, publiziert
am 23. Juli 1992) und Promotoren, die mit Agrobacterium-Genen, wie
z. B. Nopalin-Synthase (NOS), Mannopin-Synthase (MOS) oder Octopin-Synthase (OCS)
assoziiert sind. Andere konstitutive Promotoren umfassen die α-1- und β-1-Tubulin-Promotoren
(Silflow et al., Devel. Genet. 8, 435–460 (1987)), die Histon-Promotoren
(Chaubet, Devl. Genet. 8, 461–473
(1987)) und die Promotoren, welche die Transkription von ETR-Nucleinsäuren regulieren.
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In einigen Ausführungsformen können gewebe-
und/oder zeitspezifische Promotoren verwendet werden, um die Expression
von ETR- und modifizierten ETR-Nucleinsäuren zu kontrollieren. Beispiele
fruchtspezifischer Promotoren umfassen die E8-, E4-, E17- und J49-Promotoren
aus der Tomatenpflanze (Lincoln et al., Mol. Gen. Genet. 212, 71–75 (1988))
und die 2A11-, Z130- und Z70-Promotoren aus der Tomatenpflanze,
wie beschrieben in US-Patenten Nr. 4.943.674, 5.175.095 und 5.177.307.
Außerdem
kann die bevorzugte Expression in sich schnell teilendem Gewebe
erhalten werden, indem der in US-Patent Nr. 5.177.011 beschriebene EF-1α-Promotor
eingesetzt wird. Beispiele blumenspezifischer Promotoren umfassen
den Laub-Promotor und Promotoren aus den Apetala-, Pistillata- und
Agamous-Genen. Ein Promotorsystem zum Abzielen der Expression in
Blättern
einer transformierten Pflanze ist ein chimärer Promotor, der den CaMV35S-Promotor
umfasst, der an einen Abschnitt des ssRUBISCO-Gens ligiert ist,
das die Expression von ssRUBISCO in Abwesenheit von Licht unterdrückt. Außerdem können Pollen-spezifische
Promotoren ebenfalls verwendet werden. Solche Promotoren sind dem
Fachkundigen auf dem Gebiet der Erfindung wohl bekannt und leicht
erhältlich.
Ein Beispiel eines solchen Promotors ist Zn13 (Hamilton et al.,
Plant Mol. Biol. 18, 211–218
(1992)). Dieser Promotor wurde aus Mais (Monocot) kloniert, fungiert
jedoch bei Verwendung in der Tabakpflanze (Dicot) als starker und Pollen-spezifischer
Promotor.
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Beispiele induzierbarer Promotoren,
die zur bedingten Expression von ETR-Nucleinsäuren verwendet werden können, umfassen
jene aus Hitzeschockprotein-Genen, wie z. B. das Hitzeschockprotein-Gen
PHS1 (Takahashi et al., Mol. Gen. Genet. 219, 365–372 (1989))
und Licht-induzierbare Promotoren, einschließlich der drei Chlorophyll-a/b-Lichternte-Proteinpromotoren
(Leutwiler et al., Nucl. Acids. Res. 14, 4051– 4064 (1986)) und des Prä-Ferredoxin-Promotors
(Vorst et al., Plant Mol. Biol. 14, 491–499 (1990)).
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In einer weiteren Ausführungsform
der Erfindung wird der zur Transformation von Pflanzenzellen verwendete
Vektor konstruiert, um die Insertion der ETR-Nucleinsäure in einen
endogenen Promotor innerhalb der Pflanzenzelle zu zielen. Einer
der Arten von Vektoren, die verwendet werden können, um die Integration einer
modifizierten ETR-Nucleinsäure
in einen endogenen Promotor zu zielen, umfasst einen Positiv-Negativ-Selektionsvektor
analog zu jenem, der von Monsour et al., Nature 336, 348–352 (1988),
dargelegt wird, der das Abzielen exogener DNA auf einen vorherbe stimmten
endogenen Locus in Säugetier-ES-Zellen
beschreibt. Ähnliche
Konstrukte, welche positive und negative Selektionsmarker einsetzen,
die in Pflanzenzellen funktionell sind, können auf Basis der Identifizierung
des endogenen Pflanzenpromotors und der ihn umgebenen Sequenz leicht
konstruiert werden. Bei Anwendung eines solchen Ansatzes wird bevorzugt,
einen Vektor vom Austausch-Typ zu verwenden, um die Wahrscheinlichkeit
der Reversion zum Genotyp der Wildform zu minimieren.
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Die Vektoren der Erfindung werden
so konstruiert, dass die im Vektor enthaltene Promotorsequenz oder
die im Pflanzenzellgenom abgezielte Promotorsequenz operativ an
die für
die ETR- oder modifizierte ETR-Nucleinsäure kodierende Nucleinsäure gebunden
ist. Wenn der positive Strang der ETR-Nucleinsäure verwendet wird, bedeutet
der Ausdruck „operativ
gebunden", dass
die Promotorsequenz relativ zur kodierenden Sequenz der ETR-Nucleinsäure so positioniert
ist, dass RNA-Polymerase in der Lage ist, die Transkription der
ETR-Nucleinsäure
aus der Promotorsequenz zu initiieren. In solchen Ausführungsformen
wird ferner bevorzugt, geeignete Ribosombindungsstellen, Transkriptionsinitiations-
und -terminationssequenzen, Translationsinitiations- und -terminationssequenzen
und Polyadenylierungssequenzen bereitzustellen, um ein funktionelles
RNA-Transkript herzustellen, das in ETR-Protein translatiert werden
kann. Bei Verwendung einer Antisense-Ausrichtung der ETR-Nucleinsäure ist
lediglich erforderlich, dass der Promotor operativ gebunden ist, um
den ETR-Antisense-Strang zu transkribieren. Folglich werden in solchen
Ausführungsformen
nur Transkriptionsstart- und -terminationssequenzen benötigt, um
ein RNA-Transkript
bereitzustellen, das zur Hybridisierung mit der mRNA oder einem
anderen RNA-Transkript aus einem endogenen ETR-Gen oder einer modifizierten
ETR-Nucleinsäure,
die in einer transformierten Pflanzenzelle enthalten ist, fähig ist.
Zusätzlich
zu Promotoren können
andere Expressionsregulationssequenzen, wie z. B. Enhancer, dem
Vektor zugefügt
werden, um die Expression der ETR-Nucleinsäure in vivo zu erleichtern.
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Wenn der Vektor einmal konstruiert
ist, kann die Transformation in Pflanzen gemäß der Erfindung im Wesentlichen
durch beliebige der verschiedenen Transformations verfahren durchgeführt werden,
die dem Fachmann auf dem Gebiet der Pflanzenmolekularbiologie bekannt
sind. Solche Verfahren werden in Methods of Enzymology, Bd. 153
(„Recombinant
DNA Part D"), Wu
und Grossman (Hrsg.), Academic Press (1987), allgemein beschrieben.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Begriff „Transformation" die Veränderung
des Genotyps einer Pflanzenzelle durch die Einführung exogener Nucleinsäure. Spezielle
Verfahren zur Transformation von Pflanzenzellen umfassen die direkte
Mikroinjektion der Nucleinsäure
in eine Pflanzenzelle durch Verwendung von Mikropipetten. Alternativ
dazu kann die Nucleinsäure
mittels Polyethylenglykol in eine Pflanzenzelle transferiert werden
(Paszkowski et al., EMBO J. 3, 2717–2722 (1984)). Andere Transformationsverfahren
umfassen Elektroporation von Protoplasten (Fromm et al., Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 82, 5824 (1985)), Infektion mit einem pflanzenspezifischen
Virus, z. B. Blumenkohl-Mosaikvirus (Hohn et al., „Molecular
Biology of Plant Tumors",
Academic Press, New York, S. 549–560 (1982)) oder die Verwendung
von Transformationssequenzen aus pflanzenspezifischen Bakterien,
wie z. B. Agrobacterium tumefaciens, z. B. eines Ti-Plasmids, das
bei Infektion durch Agrobacterium tumefaciens auf eine Pflanzenzelle übertragen
wird (Horsch et al., Science 233, 496–498 (1984); Fraley et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80, 4803 (1983)). Alternativ dazu können Pflanzenzellen
durch Einführung
von Nucleinsäure
transformiert werden, die innerhalb der Matrix oder an der Oberfläche kleiner
Perlen oder Teilchen enthalten ist, und zwar durch ballistische
Hochgeschwindigkeitspenetration der Pflanzenzelle (Klein et al.,
Nature 327, 70–73
(1987)).
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Nachdem der Vektor in eine Pflanzenzelle
eingeführt
worden ist, wird die Selektion auf erfolgreiche Transformation typischerweise
vor der Neubildung einer Pflanze durchgeführt. Eine solche Selektion
auf Transformation ist nicht notwendig, erleichtert jedoch die Selektion
regenerierter Pflanzen mit dem gewünschten Phänotyp durch Verminderung des
Wildform-Hintergrunds. Eine solche Selektion basiert zweckdienlicherweise
auf Antibiotikaresistenz- und/oder Herbizidresistenz-Genen, die
in den Transformationsvektor eingebaut werden können.
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Praktisch alle Pflanzen können aus
kultivierten Zellen oder Geweben regeneriert werden. Wie hierin verwendet,
bezieht sich der Begriff „Regenerierung" auf das Züchten einer
vollständigen
Pflanze aus einer Pflanzenzelle, einer Gruppe von Pflanzenzellen
oder einem Pflanzenteil. Die Verfahren zur Pflanzenregenerierung
sind dem Fachkundigen auf dem Gebiet der Erfindung wohl bekannt.
Beispielsweise wird die Regenerierung aus kultivierten Protoplasten
von Evans et al., „Protoplasts
Isolation and Culture",
Handbook of Plant Cell Culture 1, MacMillan Publishing Co. New York,
S. 124–176
(1983); M. R. Davey, „Recent
Developments in the Culture and Regeneration of Plant Protoplasts", Protoplasts, Lecture
Proceedings, Birkhauser, Basil, S. 12–29 (1983); und N. Binding, „Regeneration
of Plants", Plant
Protoplasts, CRC Press, Bocaraton, S. 21–73 (1985), beschrieben. Wenn
ein Organteil transformiert wird, kann die Regeneration aus dem
Pflanzenkallus, Explantaten, Organen oder Teilen erfolgen. Solche
Verfahren zur Regeneration sind dem Fachkundigen auf dem Gebiet
der Erfindung ebenfalls bekannt. Siehe z. B. Methods in Enzymology,
s. o.; Methods in Enzymology, Bd. 118; und Klee et al., Annual Review
of Plant Physiology 38, 467–486.
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Ein bevorzugtes Verfahren zum Transformieren
und Regenerieren der Petunie mit den Vektoren der Erfindung wird
von R. B. Horsch et al., Science 227, 1229–1231 (1985), beschrieben.
Ein bevorzugtes Verfahren zum Transformieren von Baumwolle mit den
Vektoren der Erfindung und das Regenerieren von Pflanzen daraus
wird von Trolinder et al., Plant Cell Reports 6, 231–234 (1987),
beschrieben.
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Tomatenpflanzenzellen werden vorzugsweise
unter Einsatz von Agrobacterium-Stämmen durch
das von McCormick et al., Plant Cell Reports 5, 81–84 (1986),
beschriebene Verfahren transformiert. Insbesondere werden Keimblätter aus
7–8 Tage
alten Keimlingen erhalten. Die Samen werden für 20 Minuten in 30% Clorox-Bleichmittel
oberflächensterilisiert
und in Plantcons-Boxen auf Davis-Keimungsmedium zur Keimung gebracht.
Davis-Keimungsmedium besteht aus 4,3 g/l MS-Salzen, 20 g/l Saccharose
und 10 ml/l Nitsch-Vitaminen, pH 5,8. Die Nitsch-Vitaminlösung besteht
aus 100 mg/l Myoinositol, 5 mg/ml Nicotinsäure, 0,5 mg/l Pyridoxin-HCl,
0,5 mg/ml Thiamin-HCl, 0,05 mg/l Folsäure, 0,05 mg/l Biotin, 2 mg/ml
Glycin. Die Samen werden für
7–8 Tage
in der Wachstumskammer bei 25°C,
40% Feuchte unter kaltem weißem
Licht mit einer Intensität von
80 E. m2. s–1 auskeimen
gelassen. Die Photoperiode beträgt
16 Stunden Licht und 8 Stunden Dunkelheit.
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Sobald die Keimung erfolgt ist, werden
die Keimblätter
unter Verwendung einer Federklinge Nr. 15 durch Wegschneiden des
Apikalmeristems und des Hypokotyls explantiert, um ein rechteckiges
Explantat zu erzeugen. Diese Schnitte an den kurzen Enden des keimenden
Keimblatts erhöhen
die Oberfläche
für die
Infektion. Die Explantate werden in steriler Davis-Regenerationsflüssigkeit
gebadet, um Austrocknung zu verhindern. Davis-Regenerationsflüssigkeit
besteht aus 1X MS-Salzen, 3% Saccharose, 1X Nitsch-Vitaminen, 2,0 mg/l
Zeatin, pH 5,8. Diese Lösung
wurde mit 0,8 % Noble-Agar autoklaviert.
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Die Keimblätter werden auf „Feeder-Platten" vorkultiviert, die
aus Medium zusammengesetzt sind, das keine Antibiotika enthält. Das
Medium besteht aus 4,3 g/l MS-Salzen,
30 g/l Saccharose, 0,1 g/l Myoinositol, 0,2 g/l KH2PO4, 1,45 ml/l einer 0,9mg/ml-Lösung von
Thiamin-HCl, 0,2 ml einer 0,5-mg/ml-Lösung Kinetin und 0,1 ml einer
0,2-mg/ml-Lösung
2,4-D. Diese Lösung
wird mit KOH auf pH 6,0 eingestellt. Diese Platten werden mit 1,5–2,0 ml
Tabak-Suspensionszellen (TXD's)
und einem in 2COO5K-Medium getränkten
Whitman-Filter überschichtet.
2COO5K-Medium besteht aus 4,3 g/l Gibco-MS-Salzgemisch, 1 ml B5-Vitaminen (1000X-Stammlösung), 30
g/l Saccharose, 2 ml/l PCPA aus einer Stammlösung mit 2 mg/ml und 10 μl/l Kinetin aus
einer Stammlösung
mit 0,5 mg/ml. Die Keimblätter
wurden für
1 Tag in einer Wachstumskammer bei 25°C unter kaltem weißem Licht
mit einer Lichtintensität
von 40–50
E. m2. s–1 mit
einer Photoperiode mit kontinuierlichem Licht kultiviert.
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Die Keimblätter werden dann mit einer
Lösung
von Agrobacterium in der log-Phase inokuliert, wobei die Lösung die
modifizierte oder Wildform-ETR-Nucleinsäure enthält. Die Konzentration von Agrobacterium beträgt ungefähr 5 × 108 Zellen/ml. Die Keimblätter werden in der Bakterienlösung für sechs
Minuten getränkt und
werden dann an sterilen Whatman-Filterpapierscheiben geblottet,
um überschüssige Lösung zu
entfernen, und anschließend
wieder auf die ursprüngliche
Feeder-Platte gelegt, wo sie für
2 Tage co-kultiviert werden. Nach den zwei Tagen werden die Keimblätter auf
Selektionsplatten übertragen,
die Davis-Regenerierungsmedium mit 2 mg/l Zeatin-Ribosid, 500 μg/ml Carbenicillin
und 100 μg/ml
Kanamycin enthalten. Nach 2–3
Wochen werden die Keimblätter
mit Kallus- und/oder Sprossbildung auf frische Davis-Regenerierungsplatten übertragen,
die Carbenicillin und Kanamycin in denselben Konzentrationen enthalten.
Das Experiment wird zu diesem Zeitpunkt auf Transformanten ausgezählt. Das
Kallusgewebe wird in regelmäßigen 3-Wochenintervallen
subkultiviert und jegliche abnormale Strukturen werden zurückgeschnitten,
so dass die sich entwickelnden Knospen weiterhin regenerieren. Schösslinge
entwickeln sich innerhalb von 3–4
Monaten.
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Sobald sich Schösslinge entwickeln, werden
sie aus dem Kallusgewebe sauber herausgeschnitten und auf Wurzelbindungs-Selektionsplatten
angepflanzt. Diese Platten enthalten 0,5X MSO, das 50 μg/ml Kanamycin
und 500 μg/ml
Carbenicillin enthält.
Diese Schösslinge
bilden auf dem Selektionsmedium innerhalb von 2 Wochen Wurzeln.
Wenn nach zwei Wochen keine Wurzeln auftreten, werden die Schösslinge
beschnitten und auf dem Selektionsmedium neu angepflanzt. Schösslingskulturen
werden in Percivals bei einer Raumtemperatur von 22°C inkubiert.
Schösslinge
mit Wurzeln werden dann in Töpfe
versetzt, wenn die Wurzeln ungefähr
2 cm lang waren. Die Pflanzen werden in einer Wachstumskammer bei
21°C mit
einer Photoperiode von 18 Stunden Licht und 6 Stunden Dunkelheit
für 2–3 Wochen
vor dem Transfer in ein Gewächshaus
abgehärtet.
Im Gewächshaus
werden die Pflanzen bei einer Temperatur von 26°C während des Tages und 21°C während der
Nacht gezüchtet.
Die Photoperiode beträgt
13 Stunden Licht und 11 Stunden Dunkelheit, und die Pflanzen werden
zur Reife gebracht.
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Wenn die Pflanzen einmal regeneriert
worden sind, werden eine oder mehrere Pflanzen auf Basis einer Veränderung
des Ethylen-Reaktionsphänotyps
selektiert. Wenn beispielsweise eine modifizierte ETR-Nucleinsäure mit
seinem nativen Promotor ver wendet wird, kann die Selektion auf einer
Veränderung
von irgendeiner der „Dreifach-Reaktionen" von Keimlingen aus
solchen Pflanzen basieren. Guzman et al., The Plant Cell 2, 523
(1990). Alternativ dazu oder wenn konstitutive Promotoren verwendet
werden, können
verschiedene andere Ethylen-Reaktionen getestet und mit der Pflanze
der Wildform verglichen werden. Solche anderen Ethylen-Reaktionen
umfassen Epinastie (die in erster Linie in der Tomatenpflanze beobachtet
wird), Epsision, Abwurf, Blütenblattalterung
und Fruchtreifung umfassen. Zusätzlich
zum Offenkundigmachen der Veränderungen
der Ethylen-Reaktion können
die Mengen verschiedener Enzyme bestimmt werden, gefolgt von Exposition mit
Ethylen, um die Reaktionszeit für
die typische Zunahme oder Abnahme der Menge eines bestimmten Proteins,
z. B. eines Enzyms, zu bestimmen. Beispiele verschiedener Ethylen-Reaktionen,
die dazu verwendet werden können,
um zu ermitteln, ob eine bestimmte Pflanze eine verminderte Reaktion
auf Ethylen aufweist, sind in Kapitel 7, The Mechanisms of Ethylene
Action, in: „Ethylene
in Plant Biology",
2. Aufl., F. B. Abels, P. W. Morgan und M. E. Salveit, Jr. (Hrsg.),
San Diego, Academic Press Inc. (1992), dargelegt. Wenn ein gewebe- und/oder
zeitspezifischer Promotor oder induzierbarer Promotor verwendet
wird, wird die Ermittlung einer Modulation der Ethylen-Reaktion
im geeigneten Gewebe zur geeigneten Zeit und wenn nötig unter
den geeigneten Bedingungen zur Aktivierung/Inaktivierung eines induzierbaren
Promotors bestimmt. In allen Fällen
wird die Ethylen-Reaktion vorzugsweise mit derselben Ethylen-Reaktion
einer Pflanze der Wildform verglichen.
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Es folgen insbesondere bevorzugte
Ausführungsformen
zum Modulieren der Ethylen-Reaktion in der Frucht. Jedoch können solche
Ausführungsformen
leicht modifiziert werden, um die Ethylen-Reaktion in vegetativem
Gewebe und Blüten
zu modulieren.
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In einem Ansatz wird eine operativ
an einen konstitutiven Promotor mäßiger Stärke gebundene modifizierte
ETR-Nucleinsäure
verwendet, um die Ethylen-Reaktion zu vermindern. Dies resultiert
in einer Verlängerung
der Zeit für
die Fruchtreifung.
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In einer alternativen Ausführungsform
wird eine operativ an einen regulierbaren (induzierbaren) Promotor
gebundene modifizierte ETR-Nucleinsäure verwendet, so dass die
Bedingung, welche die Expression der modifizierten ETR-Nucleinsäure anschaltet,
aufrechterhalten werden kann, um die Fruchtreifung zu verhindern.
Die Bedingung, welche die Expression der modifizierten ETR-Nucleinsäure ausschaltet,
kann daraufhin aufrechterhalten werden, um die Reifung zu erzielen.
Beispielsweise kann ein hitzeinduzierbarer Promotor verwendet werden,
der bei hohen (Feld-) Temperaturen aktiv ist, nicht jedoch bei niedriger
Temperatur, wie z. B. während
der Kühlung.
Ein weiteres Beispiel setzt einen Auxin- oder Gibberellin-induzierten
Promotor ein, so dass die transformierten Pflanzen mit kommerziellen
Auxin-Analoga, wie z. B. 2,4-D, oder mit kommerziellen Gibberellin-Analoga,
wie z. B. Pro-Gibb, behandelt werden können, um eine frühe Reifung
zu verhindern.
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Alternativ dazu kann ein starker
konstitutiver Promotor operativ an eine modifizierte ETR-Nucleinsäure gebunden
werden, um die Fruchtreifung zu verhindern. Um die letztendliche
Fruchtreifung zu ermöglichen, wird
die Pflanze auch mit einer operativ an einen induzierbaren Promotor
gebundenen ETR-Nucleinsäure
der Wildform transformiert. Die Expression der ETR-Nucleinsäure der
Wildform wird verstärkt,
indem die Pflanze der geeigneten Bedingung ausgesetzt wird, auf
die der induzierbare Promotor reagiert. Bei Verstärkung der Expression
der ETR-Nucleinsäure der
Wildform wird die Wirkung der Expression der modifizierten ETR-Nucleinsäure vermindert,
so dass die Fruchtreifung stattfindet.
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Spezielle Konstrukte, die zur Verwendung
bei der Transformation von Pflanzen zur Verleihung von Ethylen-Unempfindlichkeit
wünschenswert
sind, umfassen den operativ an beliebige anderen mutierte Arabidopsis-ETR-Genom-
oder -cDNA-Klone gebundenen CMV35S-Promotor, einschließlich der
entsprechenden Modifikation am Rest 36, um Prolin in Leucin umzuwandeln.
Von solchen Konstrukten wird erwartet, dass sie Zellen und Pflanzen,
die mit solchen Konstrukten transformiert sind und diese exprimieren,
einen dominanten Ethylen-Unempfindlichkeits-Phänotyp verleihen.
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Außerdem umfasst ein bevorzugtes
Konstrukt das operative Binden des FMV-Promotors, um die Expression
der Tomaten-TETR-cDNA anzutreiben, die genetisch dahingehend manipuliert
worden ist, eine Mutation zu enthalten, die zu irgendeiner derjenigen
Mutationen, die in den ETR-Genen aus Arabidopsis identifiziert wurden,
sowie zu der sich im Tomaten-ETR-Gen findenden Nr-Mutation analog
ist. Von solchen Konstrukten wird erwartet, dass sie Zellen und
Pflanzen, die mit solchen Konstrukten transformiert sind und diese
exprimieren, einen dominanten Ethylen-Unempfindlichkeits-Phänotyp verleihen.
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Andere bevorzugte Konstrukte umfassen
die operative Bindung des FMV-Promotors an ETR-Antisense-cDNAs,
einschließlich
TETR und ETR1. Von solchen Konstrukten wird erwartet, dass sie Zellen
und Pflanzen, die mit solchen Konstrukten transformiert sind und
diese exprimieren, einen dominanten Ethylen-Unempfindlichkeits-Phänotyp verleihen.
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Die Erfindung kann in einer breiten
Vielfalt von Pflanzen praktisch umgesetzt werden, um zweckdienliche
Phänotypen
zu erhalten. Beispielsweise kann die Erfindung verwendet werden,
um Blütenalterung
und Abwurf während
der Züchtung
oder während
Transport und Lagerung zu verzögern
oder zu verhindern, wie sie in Blumenbeeten oder Baumwollkulturen
(Hall et al., Physiol. Plant 10, 306–317 (1957)) und in Zierblumen auftreten
(z. B. Nelken, Rosen), die entweder geschnitten (Halevy et al.,
Hort. Rev. 3, 59–143
(1981)) oder ungeschnitten sind. Außerdem kann die Erfindung umgesetzt
werden, um Alterung und Abwurf von Blättern und Früchten bei
Gurken (Jackson et al., Can. J. Bot. 50, 1465–1471 (1972)), Hülsenfrüchten und
anderen Feldfrüchten
(Heck et al., Texas Agric. Expt. Sta. Misc. Publ. MP 613, 1–13 (1962))
und Zierpflanzen (z. B. Stechpalmenkränzen)(Curtis et al., Proc.
Am. Soc. Hort. Sci. 560, 104–108
(1952)) zu verzögern
oder zu verhindern. Andere Verwendungen umfassen die Verminderung
oder Unterbindung bitter schmeckender phenolischer Verbindungen
(Isocumarine), die durch Ethylen induziert werden, zum Beispiel
in Süßkartoffeln
(Kitinoja, „Manipulation
of Ethylene Responses in Horticulture", Reid (Hrsg.), Acta. Hort. Bd. 201,
377–42
(1978)), Karotten (Coxon et al., Phyto. Chem. Istry. 12, 1881–1885 (1973)),
Pastinak (Shattuck et al., Hort. Sci. 23, 912 (1988)) und Brassica.
Andere Verwendungen umfassen die Verhinderung selektiver Schädigung der
reproduktiven Gewebe, wie sie in Hafer und Canola auftritt (Reid
et al., in: „Ethylene
in Plant Development",
Roberts, Tucker (Hrsg.), Butterworths, London, S. 277–286 (1985)),
von Geschmacksverlust, Festigkeit und/oder Textur, wie sie in gelagerten
Produkten, wie z. B. Äpfeln
und Melonen, auftritt (Risse et al., Hort. Sci. 17, 946– 948 (1982)), Rostflecken
(eine Störung
nach der Ernte), die im Eissalat Ethylen-induziert ist (Hyodo et
al., Plant Physiol. 62, 31–35
(1978)), die Förderung
der Produktion männlicher
Blüten
(Jaiswal et al., Proc. Indian Acad. Sci. (Plantg Sci. 95, 453–459) (1985))
und die Erhöhung
der Pflanzengröße, z. B.
durch Verzögern
der Blütenbildung
in Zier-Bromelien (Mekers et al., Acta Hortic 137, 217–223 (1983)).
Darüber
hinaus kann eine Abnahme der Ethylen-Reaktion verwendet werden,
um Krankheitsentwicklungen zu verzögern, wie z. B. die Verhinderung
von Wunden und Alterung in mit Colletotrichum lagenarium infizierten
Gurken, und um Krankheiten in Pflanzen zu vermindern, in denen Ethylen
eine Erhöhung
der Krankheitsentwicklung verursacht, z. B. in Gerste, Zitrone, Douglas-Fichtenkeimlingen,
Grapefruit, Pflaume, Rose, Nelke, Erdbeere, Tabak, Tomate, Weizen,
Wassermelone und Zierpflanzen. Außerdem kann die Erfindung angewendet
werden, um die Wirkung von Ethylen, das sich in der Umwelt findet,
und indirekt die Wirkung verschiedener Umweltbelastungen zu vermindern,
welche in der Biosynthese von Ethylen in Pflanzengewebe resultieren.
Beispielsweise tritt Ethylen aufgrund von Bränden, Fahrzeugabgasen und Industrie
in der Luft lokal in biologisch schädlichen Mengen auf. Siehe z.
B. Kapitel 8, Ethylen in der Umwelt, in: „Ethylene in Plant Biology", s. o. Außerdem kann
die Erfindung angewendet werden, um die Wirkung von Ethylen zu minimieren,
das in Reaktion auf Umweltbelastungen, wie z. B. Überflutung,
Trockenheit, Sauerstoffmangel, Verwundung (einschließlich Druck
und Blessur), Abkühlung,
Pathogeninvasion (durch Viren, Bakterien, Pilze, Insekten, Nematoden
und dergleichen), chemische Exposition (z. B. Ozon, Salz und Schwermetallionen)
und Strahlung, synthetisiert wird.
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Die folgenden Beispiele dienen der
Illustration und sind nicht als Einschränkung des Schutzumfangs der
Erfindung auszulegen.
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Beispiel 1
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Klonierung des ETR1-Gens
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Etr1-1-Pflanzen wurden mit zwei,
die rezessiven sichtbaren Marken ap1 bzw. clv2 tragenden Linien gekreuzt.
Der F1-Nachkommenschaft wurde die Selbstbestäubung ermöglicht.
Phänotypen
wurden in der F2-Nachkommenschaft bewertet.
Die prozentuelle Rekombination (unter Verwendung der Kosambi-Kartierungsfunktion
(D. D. Kosambi, Ann. Eugen. 12, 172 (1944))) wurde in Centi-Morgan-Einheiten
bestimmt. Der ETR1-Locus befand sich am unteren Abschnitt des Chromosoms
1 zwischen den sichtbaren genetischen Markern ap1 und clv2 (6,5
+/– 1,0
cM vom AP1 und 2,8 +/– 1,1
cM vom CLV2).
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Etr1-1 wurde mit der Testerlinie
W100 (Ökotypus
Landsberg (Koornneef et al., Arabidopsis Inf. Serv. 23, 46 (1987)))
gekreuzt, und den F1-Pflanzen wurde die
Selbstbestäubung
ermöglicht.
Die Bindung von RFLP-Markern an den ETR1-Locus wurde in 56 F2-Pflanzen wie von Chang et al., Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 85, 6856 (1988), beschrieben analysiert. Von den
RFLP-Markern, die sich in dieser Region des Chromosoms 1 befinden,
segregierte einer der Macker, 1bAt315, aus 112 Chromosomen heraus
vollkommen mit dem mutierten etr1-1-Phänotyp. Der 1bAt315-Klon wurde
daher als Sonde verwendet, um einen Chromosomen-Walk in der ETR-1-Gen-Region
zu initiieren. Verschiedene genomische DNA-Cosmid-Bibliotheken wurden
eingesetzt. Eine der Bibliotheken enthielt Subklone von zwei künstlichen
Hefechromosomen (YACs EG4E4 und EG2G11 (Grill et al., Mol. Gen.
Genet. 226, 484 (1991))), die an 1 bAt315 hybridisierten. Um die
YACs zu subklonieren, wurde Gesamt-DNA aus EG4E4- oder EG2G11-tragenden
Hefezellen teilweise mit Sau3Al verdaut und in die BglII-Stelle
des Cosmidvektors pCIT30 kloniert (Ma et al., Gene 117, 161 (1992)).
Standardmäßige Klonierungs-
und Screeningverfahren wurden verwendet (Sambrook et al., Molecular
Cloning: A Laboraton Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold
Spring Harbor, NY (1989)). Eine Bibliothek aus der etr1-1-Mutante
wurde auf ähnliche
Weise in pCIT30 konstruiert. Die Bibliothek der Wildform wurde bereits
früher
konstruiert (Yanofsky et al., Nature 346, 35 (1990)). Mittels Restriktionsanalyse
und sequentieller Hybridisierung an diese Bibliotheken wurden überlappende
Cosmide (ein Contig) erhalten, die eine Strecke von ungefähr 230 kb
umfassten. Siehe 8.
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Das ETR1-Gen wurde an einer Unterregion
von ungefähr
47 kb unter Anwendung von Feinstruktur-RFLP-Kartierung lokalisiert.
Um die Feinstrukturkarte zu erzeugen, wurden meiotische Rekombinanten
auf Basis des Phänotyps
aus der F2-Selbstnachkommenschaft der obigen Kreuzungen zwischen
der etr1-1-Mutante (Ökotypus
Columbia) und zwei ap1 und clv2 tragenden Linien (beide Ökotypus
Landsberg) isoliert. Rekombinanten wurden in der F2-Nachkommenschaft
als Pflanzen identifiziert, die entweder an beiden Loci von der
Wildform oder an beiden Loci mutiert waren. ETR1 wurde an im Dunkeln
gezüchteten
Keimlingen bewertet (Bleecker et al., Science 241, 1086 (1988)).
Vierundsiebzig (74) Rekombinanten zwischen ETR1 und AP1 wurden erhalten
und 25 Rekombinanten zwischen ETR1 und CLV2. Die Rekombinationsbruchstellen
wurden unter Verwendung von DNA-Fragmenten aus dem Chromosomen-Walk
als RFLP-Sonden kartiert. Angesichts der Anzahl von isolierten Rekombinanten
betrug der berechnete mittlere Abstand zwischen Bruchstellen ungefähr 20 kb
für jede
Kreuzung. Über
den 230-kb-Contig erwies sich die tatsächliche Dichte von Bruchstellen konsistent
mir der berechneten Dichte an der CLV2-Seite (mit 5 Bruchstellen
in ungefähr
120 kb). Die nächstliegenden
das ETR1-Gen flankierenden Bruchstellen definierten ein DNA-Segment
von ungefähr
47 kb.
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Die Suche nach von dieser 47 kb-Region
hergeleiteten Transkripten wurden cDNA-Bibliotheken unter Verwendung von DNA-Fragmenten
gescreent. Einer der cDNA-Klone
wurde λC4
genannt und wurde mit dem in 8 gezeigten
4,25-kb-EcoRI-Fragment
1 detektiert. Das λC4
potentiell das ETR1-Gen darstellte, wurde dieser Klon näher charakterisiert.
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Beispiel 2
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Charakterisierung
des ETR-Gens
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Die Nucleotidsequenz der λC4-cDNA und
die entsprechende genomische DNA ( 2)(Seq.-ID
Nr. 1) wurde unter Verwendung von Sequenzee Version 2,0 (United
States Biochemical Co., Cleveland, Ohio) und synthetischen Oligonucleotidprimern
mit einer Länge
von 17 Nucleotiden bestimmt. Die Primersequenzen wurden aus bestehenden
ETR1-Sequenzen gewählt,
um die Sequenz zu verlängern,
bis die gesamte Sequenz bestimmt war. Die Anfangssequenz wurde unter
Verwendung von Primern erhalten, die an den Klonierungsvektor anellierten.
Die Template waren doppelsträngige
Plasmide. Beide Stränge
der genomischen DNA wurden sequenziert, einschließlich 225
bp stromauf der vermuteten Transkriptionsstartstelle und 90 bp stromab der
Polyadenylierungsstelle. λC4
wurde an einem einzigen Strang sequenziert.
-
λC4
war 1812 Basenpaare lang, einschließlich eines polyA-Schwanzes
von 18 Basen. Aus den DNA-Sequenzen und RNA-Blots (unten beschrieben)
wurde ermittelt, dass λC4
ungefähr
1000 Basenpaare am 5'-Ende
fehlten.
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Um längere cDNAs zu erhalten, wurde
Erststrang-cDNA aus Keimlings-polyA+-RNA
unter Verwendung von sequenzspezifischen, zu λC4 internen Primern synthetisiert
(RiboClone cDNA Synthesis System, Promega, Madison, Wisconsin).
Die cDNA wurde dann mittels PCR amplifiziert (R. K. Saiki et al.,
Science 230, 1350 (1985)), und zwar unter Verwendung verschiedener
Primerpaare: 3'-PCR-Primer
wurden gewählt,
um an verschieden Exons zu anellieren, wie sie von den cDNA- und
genomischen DNA-Sequenzen abgeleitet wurden, und 5'-PCR-Primer wurden
gewählt,
um an verschiedene 5'-Abschnitte
genomischer DNA-Sequenzen zu anellieren. Sechs verschiedene Primer
am 5'-Ende wurden
verwendet. Die am weitesten stromauf liegende Primer, der die cDNA
amplifizierte, war Primer Q (5'AGTAAGAACGAAGAAGAA-GTG)(Seq.-ID Nr.
26). Ein überlappender
Primer, der zwölf
Basen stromab verschoben war, amplifizierte ebenfalls die cDNA.
Die cDNA konnte bei Verwendung ei nes 5'-Ende-Primers, der sich 98 Basenpaare
weiter stromauf befand, nicht amplifiziert werden. Genomische DNA-Template
wurden als PCR-Kontrollen verwendet. Von der längsten cDNA wurde angenommen,
dass sie sich bis zum 5'-Ende
des Primers Q erstreckt. Die amplifizierten cDNAs wurden direkt
mit Sequenaee Version 2,0 wie folgt sequenziert: Nach dem Aufkonzentrieren
der PCR-Reaktionen mittels Ethanolpräzipitation wurden die amplifizierten
Produkte mittels Elektrophorese in 0,8 LMP-Agarosegelen getrennt.
Die DNA-Fragmenten wurden herausgeschnitten, und ein Gemisch von
10 μl herausgeschnittenem
Gel (geschmolzen bei 70°C),
1 ml 10 mM Primer und 1,2 ml 5% Nonidet P-40 wurde bei 90°C für zwei Minuten erhitzt,
um die DNA zu denaturieren. Das Gemisch wurde dann vor der Fortsetzung
mit Sequenzierungsreaktionen auf 37°C abgekühlt.
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Die längste cDNA, die 2786 Basen
(den polyA-Schwanz nicht beinhaltend) lang war, stimmte mit der geschätzten Größe von 2800
Basen aus RNA-Blots überein,
und es wurde angenommen, dass sie nahezu volle Länge aufwies. Eine potentielle
TATA-Box (5'ATAATAATAA) liegt
33 bp stromauf des 5'-Endes
in der genomischen Sequenz. Auf Basis des Vergleichs der cDNA- und
genomischen DNA-Sequenzen weist das Gen sechs Introns auf, wovon
eines sich im 5'-untranslatierten
Leader befindet. Die Exons enthalten ein einziges offenes Leseraster
von 738 Aminosäuren.
Siehe 3.
-
Die Feststellung, dass dieses Gen
tatsächlich
das ETR1 ist, wurde durch Vergleichen der Nucleotidsequenzen des
Allels der Wildform mit den vier mutierten Allelen begründet. Für jedes
mutierte Allel wurde eine EcoRI-größenselektierte Bibliothek im
Vektor Lambda-ZAPII konstruiert (Stratagene, LaJolla, Kalifornien).
Klone des 4,25-kb-EcoRI-Fragments
wurden durch Hybridisierung mit dem Fragment der Wildform isoliert.
Diese Klone wurden mittels In-vivo-Ausschneiden gemäß dem Lieferanten
(Stratagene) in Plasmide umgewandelt (pBluescript-Vektor) und sequenziert.
Zwei unabhängige
Klone wurden an einem einzigen Strang für jedes mutierte Allel sequenziert.
Die 5'-Enden (am
4,25-kb-EcoRI-Fragment nicht vorhandene 535 bp) wurden mittels PCR
amplifiziert und wie vorher beschrieben direkt sequenziert. Die
Co don-Unterschiede waren die Folgenden: Codon 65 TGT bis TAT in
etr1-1 (6A, B, C und D), Codon 102 GCG bis ACG in etr1-2 (7A, B, C, und D), Codon 31 GCG bis GTG in etr1-3
(4A, B, C und D),
Codon 62 ATC bis TTC in etr1-4 (5A, B, C und D). Alle vier Mutationen liegen als ein
Cluster in der aminoterminalen Region der abgeleiteten Proteinsequenz
vor.
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Die ETR1-Message wurden in standardmäßigen RNA-Elektrophorese-(Formaldehyd-)
Gelblots untersucht. Das 2,8-kb-ETR1-Transkript war in allen untersuchten
Pflanzenteilen – Blättern, Wurzeln,
Stämmen, Blüten und
Keimlingen – vorhanden
(Daten nicht gezeigt). Außerdem
wurden keine Unterschiede zwischen ETR1-Transkripten der Wildform
und den mutierten Allelen beobachtet (Daten nicht gezeigt). Eine
Veränderung
der Menge an ETR1-mRNA in im Dunkeln gezüchteten Keimlingen der Wildform
durch Behandlung mit Ethylen war nicht nachweisbar (Daten nicht
gezeigt).
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Wenn das ETR1-Gen mit genomischen
Arabidopsis-DNA-Blots bei normaler Stringenz (d. h. über Nacht
in 5 × SSPE
(0,9 M NaCl, 50 mM NaH2PO4,
40 mM NaOH, 4,5 mM EDTA, pH 7,4 bei 65°C mit dem stringentesten Waschschritt
in 0,1 × SSPE
bei 65°C
für 30
Minuten)) hybridisiert wurde, wurden nur die erwarteten Fragmente
des ETR1-Locus beobachtet (Daten nicht gezeigt). Bei verminderter
Stringenz (d. h. Hybridisierung in 5 × SSPE bei 50°C und Waschschritten
in 5 × SSPE
bei 50°C)
wurden jedoch zahlreiche Fragmente detektiert, was darauf hinweist,
dass eine Familie ähnlicher
Gene in Arabidopsis existieren.
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Die vorhergesagte aminoterminale
Sequenz von ETR1 (Reste 1–316)
hat keine Ähnlichkeit
mit Sequenzen in der GenBank-Datenbank (Version 77.0). Der carboxyterminale
Abschnitt jedoch ist höchst ähnlich mit
den konservierten Domänen
des Sensors und des Reaktionsregulators des prokaryotischen Zweikomponentensystems
der Signaltransduktion. In Bakterien ist die Histidin-Proteinkinase-Domäne des Sensors
durch fünf
Sequenzmotive gekennzeichnet, die in spezieller Reihenfolge mit
lose konservierten Abständen
angeordnet sind (Parkinson, Annu. Rev. Genet. 26; 71 (1992)). Die
abgeleitete ETR1-Sequenz enthält
alle fünf
Motive in derselben relativen Reihenfolge und mit denselben Abständen, die
sich in bakteriellen Proteinen finden (9A). Die abgeleitete Sequenz ist in
höchstem
Maße ähnlich zu
den Sequenzen von Escherichia coli Bar A (Nagasawa et al., Mol.
Microbiol. 6, 3011 (1992)) und Pseudomonas syringae LemA (Harbak
et al., J. Bact. 174, 3011 (1992)); über die gesamte Histidin-Kinase-Domäne (die
241 Aminosäuren
von Resten 336 bis 566) bestehen 43% und 41% Aminosäureidentitäten mit
BarA bzw. LemA und 72% bzw. 71% Ähnlichkeiten.
Die Funktion von BarA ist unbekannt, obwohl es auf Basis seiner
Fähigkeit,
eine Deletion im osmotischen Sensorprotein EnvZ von E. coli zu komplementieren,
kloniert worden ist (Nagasawa, s. o.). LemA ist für die Pathogenität von P.
syringae an Bohnenpflanzen erforderlich (Hrabak, s. o.). Andere
bakterielle Proteine mit zu dieser mutmaßlichen ETR1-Domäne höchst ähnlichen
Sequenzen sind: Xanthomonas campestris RpfC (35% Identität), das
möglicherweise
an der Wirtserkennung für
die Pathogenität
in Kreuzblütlern
beteiligt ist (Tang et al., Mol. Gen. Genet. 226, 409 (1991)), E.
coli RcsC (34% Identität),
das an der Regulation der Kapselsynthese beteiligt ist (Stout et
al., J. Bacteriol. 172, 659 (1990)) und E. coli ArcB (25% Identität), das
für die
Repression anaerober Enzyme verantwortlich ist (Luchi et al., Mol.
Microbiol. 4, 715 (1990)).
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Angrenzend an die mutmaßliche Histidin-Kinase-Domäne zeigt
die abgeleitete ETR1-Sequenz strukturelle Charakteristika und konservierte
Reste bakterieller Reaktionsregulatoren auf. Strukturelle Charakteristika
von Reaktionsregulatoren basieren auf der bekannten dreidimensionalen
Struktur von CheY (der Reaktionsregulator für Chemotaxie) in Salmonella
typhimurium und E. coli, das aus fünf parallelen β-Strängen besteht,
die von fünf α-Helices
umgeben sind (Stock et al., Nature 337, 745 (1989); Volz et al.,
J. Biol. Chem. 266, 15511 (1991)). Sequenzen bakterieller Reaktionsregulatoren
sind an diese Struktur auf Basis von Resten angeglichen worden,
die mit dem hydrophoben Kern des CheY kompatibel sind (Stock et
al., Microbiological Rev. 53, 450 (1989)). Die abgeleitete ETR1-Sequenz
kann auf ähnliche
Weise angeglichen werden (Daten nicht gezeigt). An vier spezifischen
Positionen enthalten Reaktionsregulatoren hoch-konservierte Reste – drei Aspartate
und ein Lysin (Parkin son et al., Annu. Rev. Genet. 26, 71 (1992);
Stock et al., s. o.); die drei Asparate bilden eine saure Tasche,
in welche die Seitenkette des konservierten Lysins hineinragt (Stock
et al., Nature 337, 745 (1989); Volz et al., J. Biol. Chem. 266,
15511 (1991)), und das dritte Aspartat ist der Empfänger des
Phosphats aus Phosphohistidin (Stock et aI. (1989), s. o.). Mit
Ausnahme der konservativen Substitution des zweiten Aspartats durch
Glutamat finden sich diese konservierten Aminosäuren in denselben Positionen
der abgeleiteten ETR1-Sequenz (9B).
Die abgeleitete Sequenz in dieser Domäne (ein Abschnitt von 121 Aminosäuren von Resten
609 bis 729 in ETR1) ist den Sequenzen von Bordetella parapertussis
BvgS höchst ähnlich (29%
Identität,
60% Ähnlichkeit),
welche die Virulenz-assoziierten Gene für die Pathogenität im Menschen
(Arico et al., Mol. Microbiol. 5, 2481 (1991)), E. coli RcsC (29%
Identität,
64% Ähnlichkeit),
P. syringae LemA (26% Identität, 57% Ähnlichkeit),
X. camprestris RpfC (25% Identität)
und E. coli BarA (20% Identität)
kontrollieren. Alle der bakteriellen Proteine, die bezüglich ihrer
Sequenz ETR1 ähnlich
sind, sind ETR1 auch strukturell dahingehend ähnlich, als dass sie die Histidin-Kinase-Domäne sowie
die Reaktionsregulatordomäne
enthalten. Obgleich sie diese Eigenschaften gemeinsam haben, sind
die Sensorfunktionen eindeutig voneinander abweichend.
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Eine potentielle Membran-übergreifende
Domäne
(Reste 295–313)
existiert in der abgeleiteten ERT1-Sequenz auf Basis einer Hydropathie-Analyse
(Kyte et al., J. Mol. Biol. 157, 105 (1982)), es ist jedoch unklar,
ob ETR1 tatsächlich
ein Transmembranprotein ist, da keine eindeutige Signalsequenz vorliegt.
Es liegen auch keine N-gebundenen Glykosylierungsstellen vor. Während alle
bakteriellen Proteine, die der abgeleiteten ETR1-Sequenz ähnlich sind,
zwei potentielle Membran-übergreifende
Domänen
aufweisen, welche die aminoterminale Domäne flankieren, weisen einige
wenige bakterielle Sensoren (jene, denen der Reaktionsregulator
fehlt) diese nicht auf.
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Beispiel 3
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Ein mutiertes etr1-Gen
verleiht Pflanzen der Wildform Ethylen-Unempfindlichkeit
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Dominante Ethylen-Unempfindlichkeit
wurde auf Arabidopsis-Pflanzen der Wildform übertragen, wenn das mutierte
etr1-Gen unter Anwendung Agrobacterium-vermittelter Transformation
stabil eingeführt
wurde. Das Gen befand sich auf einem genomischen 7,3-kb-DNA-Fragment
(Fragmente 1 und 2 in 8,
die ungefähr
2,7 kb stromauf der Transkriptionsinitiationsstelle und ungefähr 1 kg
stromab der Polyadenylierungsstelle umfassten). Es wurde in den
binären
Transformationsvektor pCGN1547 kloniert, der von Calgene Inc., Davis, Kalifornien,
erhalten wurde. Der Vektor enthielt ferner einen selektierbaren
Marker für
Kanamycin-Resistenz in Pflanzen.
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Für
das etr1-1-Konstrukt wurde der die etr1-1-Mutation enthaltende 4,25-kb-EcoRI-Plasmidklon durch partiellen
EcoRI-Verdau linearisiert und mit dem 3,1-kb-EcoRI-Fragment ligiert,
das aus dem Cosmid-Klon theta8 (einem Subklon von YAC EG4E4 im Walk)
im Agarosegel gereinigt wurde. Das resultierende Plasmid, das die
beiden EcoRI-Fragmente in der korrekten Ausrichtung zueinander enthielt,
wurde an der Polylinkerstelle Asp718 linearisiert, die Enden wurden
mittels Klenow-Enzym aufgefüllt
und BamHI-Linker an die stumpfen Enden ligiert. Schließlich wurde
das 7,3-kb-Insert aus dem Plasmid an der Polylinkerstelle BamHI
entfernt und in die BamHI-Stelle des binären Transformationsvektors
pCGN1547 ligiert (K. E. McBride et al., Plant Molecu- lar Biology
14, 269 (1990)). Für
das Kontrollkonstrukt wurde das 7,3-kb-Fragment der Wildform vom
partiell mit EcoRI verdautem Cosmid theta8 im Agarosegel gereinigt
und in die EcoRI-Stelle von pBluescript subkloniert. Das Fragment
wurde dann unter Verwendung der BamHI- und KpnI-Stellen des Polylinkers
entfernt und in pCGN1547 ligiert, das mit BamHI und KpnI verdaut
worden ist. Die mutierten und Wildform-Konstrukte wurden in Agrobacterium-(Holsters
et al., Mol. Gen. Genet. 163, 181 (1978)) Stamm ASE (Monsanto)(Rogers et
al., Meth. Enzymol. 153, 253 (1988)) transformiert. Arabidopsis Ökotypus
Nossen wurde unter Verwendung von in Flüssig- und nicht auf Fest-Medium
kultiviertem Wurzelgewebe transformiert (D. Valvekens et al., Natl. Proc.
Acad. Sci. USA 85, 5536 (1988)). Triploide Pflanzen mit einer mutierten
Kopie des ETR1-Gens wurden als Nachkommen von Kreuzungen zwi schen
der ert1-1-Heterozygote (diploid) und einer tetraploiden Wildform in Ökotypus
Bensheim erhalten, welche denselben Dreifach-Reaktionsphänotyp wie Ökotypus
Columbia aufweist. Triploide Pflanzen der Wildform wurden auf ähnliche
Weise durch Kreuzen der diploiden Wildform zur tetraploiden erhalten.
Die Ethylen-Unempfindlichkeit wurde in im Dunkeln gezüchteten,
entweder mit Ethylen (Bleecker et al., s. o.) oder 0,5 mM ACC behandelten
Keimlingen getestet. Für
die ACC-Behandlung wurden Pflanzen gekeimt und auf Murashige-und-Skoog-Basalsalzgemisch
(MS, Sigma), pH 5,7, 0,5 mM ACC (Sigma), 1% Bacto-Agar (Difco) gezüchtet. Kanamycin-Resistenz
wurde durch das Ausmaß der
Wurzelverlängerung
in einer Woche alten, auf MS pH 5,7 μg/ml Kanamycin, 1% Bacto-Agar
gezüchteten
Keimlingen gemessen.
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Zehn gegen Kanamycin resistente Pflanzen
wurden produziert. Acht der zehn zeigten Ethylen-unempfindliche
Selbst-Nachkommenschaft, wie mittels der Reaktion von im Dunkeln
gezüchteten
Keimlingen auf Ethylen beurteilt wurde. In jeder Linie segregierte
die Ethylen-Unempfindlichkeit mit der Kanamycin-Resistenz. Als Kontrolle
wurden Transformationen unter Verwendung des entsprechenden genomischen 7,3-kb-DNA-Fragments der
Wildform durchgeführt,
aus denen sechs gegen Kanamycin resistente Pflanzen erhalten wurden.
Diese Linien führten
ausschließlich
zu Ethylenempfindlicher Selbst-Nachkommenschaft, die sich von der
Wildform nicht zu unterscheiden schien.
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Die etr1-1-Transformanten zeigten
verschiedene Grade an Ethylen-Unempfindlichkeit. Folglich ist das Gen
der Wildform fähig,
den mutierten Phänotyp
abzuschwächen,
und die etr1-1-Mutation ist in den transformierten Pflanzen nicht
vollkommen dominant. Von den zehn Kanamycin-resistenten Linien lieferten
sechs vollkommen dominante Ethylen-Unempfindlichkeit, was auf die
Gegenwart von Mehrfachkopien des mutierten Gens hinweist. Zwei andere
Linien zeigten partielle Dominanz, und zwei Linien schienen von
der Wildform zu sein. Verminderte Ethylen-Unempfindlichkeit ist
wahrscheinlich auf niedrige Expressionsstärken zurückzuführen, die durch Positionseffekte
(z. B. DNA-Methylierung) oder möglicherweise
durch Trunkierung der transferierten DNA verursacht werden können.
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Beispiel 4
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Vektorkonstrukte, die
einen heterologen Promotor enthalten
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Dieses Beispiel beschreibt die Konstruktion
eines Pflanzentransformationsvektors, der einen heterologen Promotor
enthält,
um die Expression von Wildtyp- und mutierten ETR1-Nucleinsäuren zu
steuern.
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Der 35S-Proteinpromotor des Blumenkohl-Mosaikvirus
(Guilley et al., Cell 30, 763– 773
(1982); Odell et al., Nature 313, 810–812 (1985) und Sanders et
al., Nucl. Acids Res. 15, 1543–1558
(1987)) und das 3'-Ende des
Nopalin-Synthase-(NOS-) Gens wurden in den pCGN1547-Vektor kloniert,
um pCGN18 zu erzeugen. Der 35S-Prornotor an einem HindlII-BamHI-Fragment
von ungefähr
1,6 kb wurde in die einzigartige HindlII-BamHI-Stelle von pCGN1547
kloniert. Das 1-kb-BamHI-KpnI-NOS-Fragment wurde in die einzigartige
BamHI-KpnI-Stelle von pCGN1547 kloniert.
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Das 4,25-kb-EcoRI-Fragment der Wildform
sowie des mutierten ETR1-1-Allels wurden unabhängig voneinander in die einzigartige
BamHI-Stelle des obigen pCGN18-Vektors
unter Verwendung von BamHI-Linkern kloniert. Dieses genomische 4,25-kb-EcoRI-Fragment enthält die gesamte
kodierende Sequenz, einschließlich
fünf Introns
und ungefähr
1 kb genomischer DNA stromab der Polyadenylierungsstelle. Es enthält nicht
den ETR1-Promotor, der sich am 3.1-EcoRI-Fragment 2 in 5 befindet.
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Diese Vektoren wurden verwendet,
um Wurzel-Explantate wie in Beispiel 3 beschrieben zu transformieren.
Kanamycin-resistente, das mutierte ERT1-1-Gen enthaltende Pflanzen
wurden erhalten, und es wurde ein Ethylen-Unempfindlichkeits-Phänotyp ähnlich jenem
nachgewiesen, der in Beispiel 3 gefunden wurde. Mit dem ETR1-Gen der
Wildform transformierte Kontrollpflanzen produzierten ausschließlich Ethylenempfindliche Selbst-Nachkommenschaft.
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Beispiel 5
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Vektorkonstrukt unter
Einsatz von Antisense-ETR1
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Ethylen-Unempfindlichkeit wurde Arabidopsis
der Wildform durch Expression einer ETR1-Antisense-Nucleinsäure verliehen,
die unter Anwendung des standardmäßigen Agrobacterium-Wurzeltransformationsverfahrens
eingeführt
wurde. Valvekens et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85, 5536 (1988).
Die Antisense-Nucleinsäure
bestand aus einem 1,9-kb-ETR1-cDNA-Fragment. Die Expression dieses
Fragments, das sich von der MscI-Restriktionsstelle am Nucleotid
220 zur ersten SmaI-Stelle am Nucleotid 2176 in den 3A, 3B, 3C und 3D erstreckte, wurde in reverser Ausrichtung
durch den 35S-Promtor CaMV angetrieben. Um die Antisense-Nucleinsäure zu konstruieren,
wurden BamHI-Linker an die Enden des 1,9-kb-MscI-SmaI-DNA-Fragments
ligiert und das so gebildete Fragment in die BamHI-Stelle des Transformationsvektors
pCGN 18 ligiert. Jack et al., Cell 76, 703 (1994). Das Konstrukt
wurde in Agrobacterium-Stamm ASE wie oben beschrieben und dann in
Arabidopsis transformiert.
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Von diesem Transformationsexperiment
hergeleitete Keimlinge wurden auf Empfindlichkeit gegen Ethylen
wie früher
beschrieben getestet. Das Antisense-Konstrukt enthaltende Keimlinge
waren gegen Ethylen unempfindlich.
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Beispiel 6
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Identifizierung von QITR,
einer zweiten ETR-Nucleinsäure
in Arabidopsis
-
Genomische DNA aus Arabidopsis thaliana
wurde partiell mit Sau3A verdaut und in ein von Promega, Madison,
Wisconsin, erhaltenes λGEM11
(Halbstellen-Arme) klo niert. Der genomische Verdau wurde vor der Klonierung
mit λGEM11
an den Enden partiell aufgefüllt
und wie vom Hersteller empfohlen auf Medium ausplattiert.
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Die so klonierte Bibliothek wurde
mit einem 32P-markierten cDNA-XbaI-Fragment
gescreent, das sich über
die Nucleotide 993–2308
erstreckte, wie in den 3B, 3C und 3D dargelegt ist. Die Hybridisierungsbedingungen
waren 50°C
und 5 × SSPE.
Waschschritte wurden bei 50°C
in 0,2 × SSPE
durchgeführt.
Mehrere positiv hybridisierende Klone wurden identifiziert, neu
ausplattiert und neu gescreent. Positiv hybridisierende Klone wurden
mit SacI verdaut (das innerhalb der Arme des Klonierungsphagen und
innerhalb des Inserts spaltet). Die daraus erhaltenen mehreren Fragmente
wurden in bakterielle Plasmide zur Sequenzierung subkloniert. Die
genomische DNA-Sequenz (Seq.-ID Nr. 45) ist gemeinsam mit der abgeleiteten
Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 46 und 48) in 12 dargelegt.
Diese ETR-Nucleinsäureund
-Aminosäuresequenz
wird als QITR-Nucleinsäure-
bzw. -Aminosäuresequenz
bezeichnet. Die QITR-cDNA-Sequenz (Seq.-ID Nr. 47) und die QITR-Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 46 und 48) sind in 13 gezeigt.
-
Im Vergleich mit der Arabidopsis-ETR1-Nucleinsäure- und
-Aminosäuresequenz
(siehe 2 und 3) scheint das QITR-Protein
einen aminoterminalen Abschnitt, der einen relativ hohen Grad an
Homologie mit dem aminoterminalen Abschnitt des ETR1-Proteins aufweist,
und einen Histidin-Kinase-Abschnitt mit einem mäßigen Grad an Homologie mit
derselben Sequenz in ETR1 zu enthalten. Die in ETR1 gefundene Reaktionsregulationsregion
ist im QITR-Protein nicht vorhanden. Die Gesamt-Nucleinsäurehomologie
beträgt
ungefähr 69%.
Bezüglich
des aminoterminalen Abschnitts (d. h. zwischen Resten1 bis 316)
beträgt
die Homologie ungefähr
71% Identität
bezüglich
der Aminosäuresequenz
und 72% bezüglich
der Nucleinsäuresequenz.
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Beispiel 7
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Modifizierung der QITR-Nucleinsäure zur
Verleihung von Ethylen-Unempfindlichkeit
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Es wurde eine Aminosäuresubstitution
in einem genomischen 5-kb-QITR-Klon durchgeführt, der analog zu dem für die ETR1-4-Mutation
war, nämlich
die Substitution des Isoleucins an Position 62 durch Phenylalanin.
Vergleiche 3A mit 5A am Rest 62. Wie an 12 und 13 näher
angegeben, ist der Rest 62 im QITR-Protein wie im ETR1-Protein ebenfalls
Isoleucin.
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Die Aminosäuresubstitution wurde an der
QITR-Nucleinsäure
unter Verwendung Oligonucleotid-gerichteter In-vitro-Mutagense durchgeführt. Kunkel
et al., Methods in Enzymology 154, 367–382 (1987). Ein Muta-gene-Set
von Bio-Rad Laboratories, Hercules, Kalifornien, wurde in Verbindung
mit dieser speziellen Mutation verwendet. Die Sequenz des verwendeten
Oligonucleotids war 5'GGA
GCC TTT TTC ATT CTC. Der Ersatz von Nucleotid A durch T im Codon
ATC änderte
die Aminosäure
Ile am Rest 62 auf Phe in der abgeleiteten Proteinsequenz.
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Die ungefähr 5 kb von der ersten HindlII-Stelle
zur zweiten KpnI-Stelle umfassende QITR-Nucleinsäure enthielt ungefähr 2,4 kb
von Nucleotiden stromauf des Startcodons. Dieses 5-kb-Fragment wurde
in den Transformationsvektor pCGN1547 ligiert (s. o.). Dieses Konstrukt
wurde dann in Agrobacterium-Stamm ASE wie oben beschrieben und dann
in Arabidopsis transformiert.
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Von diesem Transformationsexperiment
hergeleitete Keimlinge wurden auf Empfindlichkeit gegen Ethylen
wie früher
beschrieben gestestet. Die QITR-Nucleinsäure enthaltende Keimlinge,
welche die Modifizierung am Rest 62 enthielten, waren gegen Ethylen
unempfindlich.
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Beispiel 8
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Identifizierung der Arabidopsis-ETR-Nucleinsäure Q8
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Die ETR-Nucleinsäure Q8 (Seq.-ID Nr. 41 und
43) wurde durch direkten Sequenzvergleich mit der ETR1-Nucleinsäure aus
Arabidopsis identifiziert. Die Arabidopsis- Nucleinsäure Q8 wurde in Verbindung
mit einem Chromosomen-Walk am Chromosom 3 von Arabidopsis thaliana
identifiziert.
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Zusammenfassend wurden überlappende
YAC-Klone erzeugt, die anschließend
in Plasmide subkloniert wurden. Die genomischen Inserts in solchen
Plasmiden wurden durch Verdau mit Restriktionsendonuclease freigesetzt
und an eine cDNA-Bibliothek aus Arabidopsis-Blütengewebe hybridisiert.
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Positiv hybridisierende Inserts wurden
sequenziert, um die genomische Gesamt-Sequenz (Seq.-ID Nr. 41) gemeinsam
mit der abgeleiteten Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 42
und 44), wie in 14 dargelegt, herzustellen.
Die cDNA-Sequenz (Seq.-ID Nr. 43) und abgeleitete Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 42 und 44) ist in 15 dargelegt.
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Die Gesamt-Nucleinsäure-Homologie
zwischen der Q8-Nucleinsäure
und der ETR1-Nucleinsäure beträgt ungefähr 69%.
Bezüglich
des aminoterminalen Abschnitts, der sich von Rest 1 bis 316 erstreckt,
beträgt die
Gesamt-Aminosäuresequenz-Homologie
ungefähr
72%, wogegen die für
diese Sequenz kodierende Nucleinsäure eine Sequenzhomologie von
ungefähr
71% wie zwischen Q8- und ETR1-Nucleinsäure aufweist.
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Beispiel 9
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Isolierung der TETR-cDNA
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Eine 32P-markierte
Hybridisierungssonde wurde durch Zufallsprimer-Markierung eines
durch PCR-Amplifikation des Arabidopsis-ETR1-Gens erzeugten 1,3-kb-PCR-Fragments mit den
PCR-Primern „5'BamHI" (CCCGGATCCATAGTGTAAAAAATT-CATAATGG) und „3'BamHIB" (CCGGATCCGTTGAAGACTTCCATCTTCTAACC)
hergestellt.
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Diese Sonde wurde verwendet, um eine
cDNA-Bibliothek der in die EcoRI-Stelle des Lambda-ZAP-II-Vektors
von Stratagene, LaJolla, CA, klonierten mRNA der roten Tomatenfrucht
zu screenen. Zwanzig (20) positive primäre Plaques wurden identifiziert,
die an diese Sonde hybridisierten (Waschbedingungen 2X SSC bei 65°C), und es
wurden sekundäre
Screenings an diesen durchgeführt,
um reine Plaques zu erhalten. Ausschneiden in vivo wurde dann mit
dem resultierenden rekombinanten Phagen durchgeführt, und es wurden 19 unabhängige Plasmidklone
erhalten.
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Komplementäre DNAs aus Plasmidklonen,
welche die größten an
die ETR1-Sonde hybridisierenden Fragmente enthielten, wurden sequenziert,
und die Nucleotidsequenz und vorhergesagte Aminosäuresequenzen
der längsten
Tomaten-cDNA (TETR14, auch als TXTR bezeichnet) wurden mit den ETR1-
und QITR-Sequenzen verglichen. Die Nucleotidsequenz von TETR14 sagte
vorher, dass das kodierte Protein dem QITR-Peptid ähnlicher
war als dem ETR1-Peptid. Diese Schlussfolgerung basierte auf der
Tatsache, dass die Reaktionsregulationsdomäne (die in ETR1 zugegen ist)
in TETR14 sowie QITR fehlt. Die Sequenz (oder Teilsequenz) mehrerer
der anderen cDNA-Klone wurde ermittelt, und es zeigte sich, dass
sie demselben Gen entsprechen.
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Beispiel 10
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Analyse der TETR14-Genexpression
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Northern-Analyse wurde mit mRNA aus
sich entwickelnden Früchten
normaler oder mutierten Tomaten-(Ripening-inhibitor-(rin-), Non-ripening-(nor-)
oder Never-ripe(nr-)) Früchte
durchgeführt.
Die verwendeten Stadien sich entwickelnder Früchte waren reif, grün, aufbrechend,
aufbrechend plus 7 Tage und reife grüne, mit Ethylen behandelte
Früchte.
Messenger-RNA, die an die TETR14-Gensonde hybridisierte, war im
reifen grünen
Stadium nicht vorhanden, war jedoch in aufbrechender, aufbrechender
plus 7 Tage und Ethylen-behandelter reifer grüner Frucht vorhanden. Folglich
wurde der Schluss gezogen, dass die Akkumulierung der ETR14-mRNA
durch Ethylen reguliert war. Die Akkumulierung der TETR14-mRNA wurde
in allen drei reifenden Mutanten abgeschwächt, was die Erkenntnis, dass
die mRNA-Akkumulierung durch Ethylen reguliert wird, weiter unterstützt.
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Beispiel 11
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Analyse des TETR14-Gens
aus Pearson- und Never-ripe-DNA
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PCR-Primer wurden erhalten, die üblicherweise
die N-terminale Region des TETR14-Gens spezifisch amplifizieren.
Der amplifizierte Abschnitt befand sich zwischen Met1 und Ile214
in den 16A und 16B. Die Primer waren (CCGGATCCA-TGGAATCCTGTGATTGCATTG)
und TETR4A (GATAATAGGAAGATTAATTGGC). PCR-Bedingungen (Perkin-Elmer
Cetus): 1 μg
genomische Tomaten-DNA, 40 Picomol jedes Primers, 1 min 94°C, 2 min
45°C, 2
min 72°C,
35 Zyklen. Mit diesen Primern erhaltene PCR-Produkte, die aus zwei
unabhängigen
Amplifikationsreaktionen von Pearson- und Nr-DNA resultieren, wurden
im Agarosegel gereinigt und entweder in den T/A-Vektor (Invitrogen)
subkloniert oder mit BamHI und XhoI verdaut und in Bluescript KS-
subkloniert, das mit BamHI und SalI linearisiert worden ist. Einzelsträngige Templat-DNA
wurde aus den resultierenden Plasmiden hergestellt und sequenziert.
Die Sequenz der PCR-Produkte aus der Pearson-DNA war mit der Sequenz
des TETR14-Klons identisch. Die Sequenzanalyse offenbarte, dass
die aus der PCR der Nr-DNA (TETR14-Nr) resultierenden PCR-Fragmente
mit jenen, die aus der Pearson-DNA erhalten wurden, nicht identisch
waren. Das Cytosin-Nucleotid an Position 395 des TETR14-Gens ist
ein Thymin im aus der Nr-DNA amplifizierten Gen. Diese Nucleotidsubstitution
in TETR14-Nr tauscht das Prolin an der Aminosäureposition 36 des vorhergesagten
Peptids gegen ein Leucin aus. Siehe 22 und
Seq.-ID Nr. 49 und 50 für die
Gesamt-Nucleinsäure-
bzw. Aminosäuresequenz.
Dieses Pro-36 des TETR14 entspricht dem Pro-36 des ETR1-Peptids
und dem Pro-36 des QITR-Peptids. Diese Ergebnisse zeigen an, dass
eine Mutation im Tomaten-TETR14-Gen
dominante Ethylen-Unempfindlichkeit verleiht. Und folglich ist es
möglich
vorherzusagen, dass andere Änderungen
im TETR14-Gen und anderen Toma ten-ETR1-Homologen eine Ethylen-Unempfindlichkeit
in der Tomate bewirken werden.
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