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Diese
Erfindung betrifft Verfahren und Zusammensetzungen, die auf den
Gebieten der Neurologie, Molekularbiologie und Medizin nützlich sind,
sowie Verfahren zur Herstellung potentieller toxischer therapeutischer
Agentien und deren Derivaten. Die Erfindung betrifft außerdem rekombinante
Clostridien-Neurotoxine (insbesondere Botulinum-Neurotoxine), deren
modifizierte Versionen und Verfahren zur Herstellung solcher Moleküle zur Verwendung
als therapeutische Agentien, Transportermoleküle, Zusatzstoffe und dergleichen.
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Hintergrund
der Erfindung
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Neurotoxine,
wie solche, die aus Clostridium botulinum und Clostridium tetani
erhalten werden, sind sehr wirksam und spezifische Gifte von Neuronenzellen
und anderen Zellen, wenn sie zu therapeutischen Zwecken in solche
Zellen befördert
werden. Diese grampositiven Bakterien drücken zwei verwandte, aber unterschiedliche
Toxintypen aus, jede davon umfasst zwei Disulfid-gebundene Aminosäureketten:
eine leichte Kette (L) von ungefähr
50 KDa und eine schwere Kette (H) von ungefähr 100 KDa, die ausschließlich für die Symptome
dieser Erkrankungen verantwortlich sind. Das Holotoxin wird in vivo
als Einzelkette synthetisiert, anschließend in einer posttranslationalen
Modifizierung abgeschnitten, um das aktive Neurotoxin zu bilden, das
die getrennten L- und H-Ketten umfasst. Die Tetanus- und Botulinumtoxine
sind die der Menschheit bekannten letalsten Substanzen mit einer
letalen Dosis beim Menschen von zwischen 0,1 ng und 1 ng pro Kilogramm
Körpergewicht.
Tonello et al., Adv. Exp. Med. & Biol.
389: 251-260 (1996). Beide Toxine wirken durch Inhibieren der Neurotransmitterfreigabe
in befallenen Neuronen. Das Tetanus-Neurotoxin (TeNT) wirkt hauptsächlich im
zentralen Nervensystem, wohingegen Botulinum-Neurotoxin (BoNT) an
den neuromuskulären
Verbindungsstellen und anderen cholinergischen Synapsen im peripheren
Nervensystem wirkt; beide wirken durch Inhibieren der Neurotransmitterfreigabe
aus dem Axon des befallenen Neurons in die Synapse, was zur Paralyse
führt.
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Das
Tetanus-Neurotoxin (TeNT) ist dafür bekannt, in einer immunologisch
distinkten Art zu existieren; die Botulinum-Neurotoxine (BoNT) sind bekannt, in
sieben verschiedenen Immunogenentypen aufzutreten, die BoNT/A bis
BoNT/G bezeichnet werden. Während
all diese Typen durch C-Botulinum-Isolate hergestellt werden, stellen
zwei andere Arten C. baratii und C. butyricum jeweils Toxine ähnlich zu
/F und /E her. Siehe z. B. Coffield et al., The Site and Mechanism
of Action of Botulinum Neurotxin in Therapy with Botulinum Toxin
3-13 (Jankovic J. & Hallett
M. eds. 1994), dessen Offenbarung hier durch Bezugnahme eingeschlossen
ist.
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Unabhängig des
Typs, scheint der molekulare Mechanismus der Intoxifizierung ähnlich zu
sein. Im ersten Verfahrensschritt bindet das Toxin durch eine spezifische
Wechselwirkung zwischen der schweren (H)-Kette und einem Zelloberflächenrezeptor
an die präsynaptische
Membran des Zielneurons; von dem Rezeptor wird angenommen, dass
er sich bei jedem Botulinumtoxentyp und bei TeNT unterscheidet.
Dolly et al., Seminars in Neuroscience 6: 149-158 (1994). Das Carboxylende
der schweren Kette scheint für
das Targeting des Toxins an die Zelloberfläche wichtig zu sein. Id.
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Im
zweiten Schritt durchtritt das Toxin die Plasmamembran der vergifteten
Zelle. Das Toxin wird als Erstes durch die Zelle über die
Rezeptor-vermittelte Endozytose eingeschlossen und ein das Toxin
enthaltendes Endosom wird gebildet. Das Toxin verlässt anschließend das
Endosom in das Zytoplasma der Zelle. Von diesem letzten Schritt
wird angenommen, dass er durch das Aminoende der H-Kette vermittelt
wird, der eine Konformationsänderung
des Toxins als Antwort auf einen pH von ungefähr 5,5 oder niedriger auslöst. Von
Endosomen ist bekannt, dass sie eine Protonenpumpe besitzen, die
den intraendosomalen pH verringert. Die Konformationsänderung
setzt hydrophobe Reste in dem Toxin frei, wodurch es dem Toxin erlaubt
wird, selbst in die endosomale Membran eingebettet zu werden. Das
Toxin ändert
anschließend
seinen Aufenthaltsort von der endosomalen Membran in das Zytosol.
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Der
letzte Schritt des Mechanismus der Botulinumtoxinaktivität scheint
eine Reduktion der Disulfidbindung, die die H- und die leichte (L)-Kette
verbindet, zu beinhalten. Die gesamte toxische Aktivität des Botulinum-
und Tetanustoxins ist in der L-Kette des Holotoxins enthalten; die
L-Kette ist eine Zink (Zn++)-Endopeptidase, die
selektiv Proteine spaltet, die für
das Erkennen und das Andocken der Neurotransmitter enthaltenden Vesikel
mit der zytoplasmischen Oberfläche
der Plasmamembran und der Fusion der Vesikel mit der Plasmamembran
wesentlich sind. TxNT, BoNT/B, BoNT/D, BoNT/F und BoNT/G bewirken
den Abbau von Synaptobrevin (auch Vesikel-assoziiertes Membranprotein
(VAMP) genannt), ein synaptosomales Membranprotein. Der größte Teil
der Zytosoldomäne
von VAMP, der von der Oberfläche
des synaptischen Vesikels reicht, wird als Ergebnis einer dieser
Spaltvorkommnisse entfernt. Jedes Toxin (außer TeNT und BoNT/B) spaltet
speziell eine unterschiedliche Bindung.
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BoNT/A
und /E spalten selektiv das Plasmamembran-assoziierte Protein SNAP-25;
dieses Protein, das auch durch BoNT/C1 gespalten wird (Foran et
al., Biochem. 35: 2630-2636 (1996)) bindet hauptsächlich und
ist auf der zytoslischen Oberfläche
der Plasmamembran vorhanden. BoNT/C spaltet Syntaxin, ein integrales
Protein, wobei der größte Teil
seiner Masse dem Zytosol ausgesetzt ist. Syntaxin wechselwirkt mit
den Calciumkanälen
an präsynaptischen
aktiven Endzonen. Siehe Tonello et al., Tetanus and Botulinum Neurotoxins in Intracellular
Protein Catabolism 251-260 (Suzuki K. & Bond J. eds. 1996), die Offenbarung
ist durch Bezugnahme als Teil dieser Beschreibung eingeschlossen.
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Sowohl
TeNT als auch BoNT werden von der neuromuskulären Verbindungsstelle aufgenommen. BoNT
verbleibt innerhalb der peripheren Neuronen und blockiert die Freigabe
des Neurotransmitters Acetylcholin aus diesen Zellen. Durch seinen
Rezeptor wird TeNT in die Vesikel aufgenommen, die sich auf eine
rückschrittliche
Art und Weise entlang des Axons bis zum Soma bewegen und wird in
den intersynaptischen Zwischenraum zwischen Motorneuronen und den
inhibierenden Neuronen des Rückenmarks
abgegeben. Zu diesem Zeitpunkt bindet TeNT Rezeptoren der inhibierenden
Neuronen, wird wieder aufgenommen und die leichte Kette tritt in
das Zytosol ein, um die Freigabe der inhibierenden Neurotransmitter
4-Aminoburyrinsäure
(GABA) und Glycin aus diesen Zellen zu blockieren.
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Wegen
seiner speziellen ortsbezogenen Wirkungen sind minutiöse BoNT-Dosen
seit 1981 als therapeutische Mittel bei der Behandlung von Patienten
verwendet worden, die unter Dystonie, einschließlich Strabismus (Schielen),
Bepharospasmus (unfreiwilliger Augenlidverschluss) und hemifazialem
Spasmus leiden (siehe z. B. Borodic et al., Pharmacology and Histology
of the Therapeutic Application of Botulinum Toxin in Therapy with
Botulinum Toxin 119-157 (Jankovic J. & Hallett eds. 1994). Von den sieben
Toxinarten ist BoNT/A das am meisten wirksame der BoNTs und das
am besten charakterisierte. Intramuskuläre Injektion in spastisches
Gewebe mit kleinen BoNT/A-Mengen ist außerdem wirksam verwendet worden,
um Spastizität
wegen einer Gehirnverletzung, Rückenmarksverletzung,
eines Schlaganfalls, Multipler Sklerose und zerebraler Lähmung zu
behandeln. Das Paralyseausmaß hängt sowohl
von der Dosis als von dem Volumen, das der Zielstelle zugeführt wird,
ab.
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Obgleich
die L-Kette der Teil ist, der für
die neurale Toxifizierung verantwortlich ist, muss er dem neuralen
Zytoplasma zugeführt
werden, um toxisch zu sein. Ähnlich
entfalten die Proformen der einzelnen Kette des Holotoxins verhältnismäßig niedrige
Toxizität,
bis sie an einer oder mehreren Peptidbindungen in einem exponierten
Schleifenbereich zwischen ihren H- und L-Ketten gespalten werden,
um die voll aktiven reifen Neurotoxine zu erzeugen. Wie in dem oben
bereitgestellten Mechanismus angezeigt, ist die H-Kette jedes Neurotoxins
für die
Zellrezeptorbindung und Endozytose wesentlich, wohingegen sowohl
die L-, als auch die H-Ketten (und eine intakte Disulfidbindung)
zur Translokation des Toxins in das Zytoplasma erforderlich sind. Wie
oben angezeigt, ist die L-Kette allein verantwortlich für die Toxizität, die durch
die Inhibierung der Acetylcholinabsonderung verursacht wird.
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Trotz
der deutlichen therapeutischen Wirksamkeit von clostridialen Neurotoxinpräparaten,
ist die industrielle Herstellung des Toxins schwierig. Die Herstellung
von Neurotoxin aus anaeroben Clostridium-Kulturen ist ein mühsames zeitaufwändiges Verfahren,
einschließlich
eines mehrschrittigen Reinigungsprotokolls, das verschiedene Proteinausfällungsschritte
und entweder eine verlängerte
oder wiederholte Kristallisierung des Toxins oder verschiedene Stadien
der Säulenchromatographie
beinhaltet. Bedeutend ist, dass es die hohe Toxizität des Produktes
erfordert, dass das Verfahren unter strikten Bedingungen (BL-3)
durchgeführt
wird. Während
des Reinigungsverfahrens sind die gefalteten einkettigen Neurotoxine
durch endogene clostridiale Proteasen durch ein Verfahren, das „nicking" genannt wird, aktiviert.
Dies beinhaltet die Entfernung der ungefähr zehn Aminosäurereste
von der Einzelkette, um die zweikettige Form zu bilden, bei der
die zwei Ketten kovalent über
die Disulfidbindung in der Kette verbunden sind.
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Das
geschnittene Neurotoxin ist viel aktiver als die ungeschnittene
Form. Die Größe und präzise Stelle des
Schneidens variiert mit den Serotypen der Bakterien, die das Toxin
herstellt. Die Unterschiede bei der einkettigen Neurotoxinaktivierung
und folglich die Ausbeute des geschnittenen Toxins sind auf Variationen
im Typ und den Mengen der protolytischen Aktivität, die durch den gegebenen
Stamm hergestellt werden, zurückzuführen. Z.
B. wird mehr als 99 % des einzelkettigen Neurotoxins vom C. botulinum
Typ A durch den Hall A C. Botulinum-Stamm aktiviert, wohingegen
Typ B und Typ E-Stämme
Toxine mit niedrigeren Aktivierungsmengen (0 bis 75 % in Abhängigkeit
der Gärungszeit)
herstellen. Folglich spielt die hohe Toxizität des reifen Neurotoxins eine
wichtige Rolle bei der kommerziellen Herstellung von Neurotoxinen
als therapeutische Agentien.
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Der
Aktivierungsgrad von erzeugten clostridialen Toxinen ist daher bei
der Herstellung dieser Materialien zu berücksichtigen. Es würde ein
wichtiger Vorteil sein, wenn Neurotoxine, wie BoNT und TeTx in hoher Ausbeute
in schnell wachsenden Bakterien (wie heterologen E. coli-Zellen)
als verhältnismäßig nicht
toxische Einzelketten (oder Einzelketten mit reduzierter toxischer
Aktivität),
die sicherer, leichter herzustellen und einfacher in die voll aktive
Form umzuwandeln sind, exprimiert werden könnten.
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Angesichts
der Sicherheit als primäre
Angelegenheit, hat sich die vorherige Arbeit auf die Expression in
E. coli und die Reinigung von individuellen H- und L-Ketten von
TeTx und BoNT konzentriert; diese isolierten Ketten sind selbst
nicht toxisch, siehe Li et al., Biochemistry 33: 7014-7020 (1994);
Zhou et al., Biochemistry 34: 15175-15181 (1995). Nach der getrennten
Herstellung dieser Peptidketten unter strikt kontrollierten Bedingungen
können
die H- und L-Untereinheiten durch oxidative Disulfidbindung kombiniert
werden, um die neuroparalytischen Di-Ketten zu bilden. Unglücklicherweise
hat diese Strategie verschiedene Nachteile.
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Erstens
ist es nicht praktisch, große
Menge der individuellen Ketten zu exprimieren und zu isolieren; insbesondere
in der Abwesenheit der L-Kette ist die isolierte H-Kette in wässriger
Lösung
ziemlich unlöslich und
ist dem protolytischen Abbau sehr zugänglich. Zweitens ist die invitro
Oxidation der individuell exprimierten und gereinigten H- und L-Ketten,
um die aktive Di-Kette herzustellen, sehr ineffizient und führt zu niedriger
Ausbeute von aktivem Toxin und der Herstellung vieler inaktiver,
nicht richtig gefalteter oder oxidierter Formen. Die Reinigung des
korrekt gefalteten und oxidierten H- und L-Ketten enthaltenden Toxins
ist schwierig, so ist seine Herstellung aus diesen inaktiven Formen
und der nicht umgesetzten getrennten H- und L-Ketten.
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Es
würde daher
nützlich
und von Vorteil sein, clostridiale Neurotoxine als inaktive (oder
weniger aktive) einkettige Formen zu exprimieren, um die Notwendigkeit
der zeitaufwändigen
und ineffizienten Wiederherstellung der einzelnen Ketten abzuschaffen,
die Löslichkeit
der Proteinketten beizubehalten, die Proteinfalschfaltung zu verringern
und die daraus resultierende Empfänglichkeit für Proteaseanfall
zu verringern, die Toxinausbeute zu verbessern und/oder ein einfaches
Verfahren zur Reinigung des Toxins bereitzustellen.
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Zusätzlich würde es nützlich sein,
diese Toxine biotechnologisch zu erzeugen, um einkettige, modifizierte
Neurotoxinmoleküle
bereitzustellen, die neue therapeutische Eigenschaften und/oder
eine längere
Wirkungsdauer oder toxische oder nicht-toxische Formen aufweisen,
um als Transportmoleküle
verwendet zu werden, die eine therapeutische Komponente zu Nerven
oder anderen Zelltypen bringen können.
Durch Exprimieren solcher Proteine als Einzelkette, würde die
Ausbeute und Reinigung der biotechnologisch erzeugten Proteine deutlich
verbessert werden.
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Zusammenfassung
der Erfindung
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Die
vorliegende Erfindung ist auf rekombinante und isolierte clostridiale
Neurotoxinpolipeptide gerichtet, die eine funktionale Bindungsdomäne, eine
Translokationsdomäne
und eine therapeutische Domäne
umfassen, wobei die Polypeptide eine Aminosäuresequenz beinhalten, die
für die
spezifische Spaltung in vitro empfänglich ist, gefolgt von der
Expression als einzelne Kette. Die Polypeptide können clostridiale Neurotoxine und
deren Derivate umfassen, wie solche Proteine, die im U.S. Patent
5,989,545 und in der Internationalen Patentanmeldung WO 95/32738
offenbart sind.
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In
einer Ausführungsform
der Erfindung umfasst das Protein die funktionalen Domänen einer
clostridialen Neurotoxin-H-Kette
und einige oder alle Funktionen einer clostridialen Neurotoxin-L-Kette
in einer einzelnen Polypeptidkette und weist eine eingeführte proteolytische
Spaltstelle auf, die keine Trypsin-, Chymotrypsin- oder Pepsinspaltstelle
ist, und die sich zwischen der H-Domäne und der L-Domäne befindet,
wodurch das einzelkettige Protein gespalten werden kann, um die
einzelnen Ketten herzustellen, die bevorzugt kovalent durch eine
Disulfidbindung verbunden sind. Die Erfindung umfasst außerdem Verfahren
zur Herstellung solcher Proteine und Exprimieren derselben in einer
Zelle, sowie Nucleinsäurevektoren
zum Übertragen
und zur Expression der Nucleotidsequenzbereiche, die solche Proteine
codieren, und Zellen, die solche Vektoren enthalten. Die proteolytischen
Spaltstellen umfassen Aminosäuresequenzen,
die selektiv erkannt und durch ein spezifisches Enzym gespalten
werden.
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Die
exprimierten einkettigen Proteine umfassen die biologisch aktiven
Domänen
der H-Kette und L-Kette eines clostridialen Neurotoxins. Das Schneiden
an der inneren proteolytischen Spaltstelle, das die Kettendomänen trennt,
führt folglich
zur Aktivierung eines Neurotoxins mit voller Aktivität.
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Erfindungsgemäße Proteine
werden so zugeschnitten, dass sie eine zusätzliche Aminosäuresequenz enthalten,
die eine Bindungsmarkierung umfasst, die eine Zielverbindung mit
ausreichend hoher Wirksamkeit bindet, um die schnelle Isolierung
des Toxinproteins zu erleichtern. Proteine, enthaltend solche Bindungsstellen,
kommen häufig
vor und sind dem Fachmann gut bekannt und können ohne Einschränkung monoklonale Antikörper, Maltosebindungsprotein,
Glutathionin-S-Transferase, Protein A, a His6-Markierung
und dergleichen umfassen.
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Da
solche Proteine für
eine bestimmte Verbindung oder einen Verbindungstyp Bindungsselektivität entfaltet,
kann die Zielverbindung an einen festen Träger immobilisiert werden, der
ohne Einschränkung
ein Chromatographieharz, eine Microtiter-Vertiefung umfasst, und
zur Affinität-Reinigung
des modifizierten Toxins verwendet wird. Das clostridiale Neurotoxin
kann anschließend
durch Standardverfahren eluiert werden, wie durch die Verwendung
einer hohen Salzlösung
oder eines spezifischen Antagonisten.
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Um
das Sicherheitsrisiko, das mit der Handhabung von clostridialem
Neurotoxin verbunden ist, zu minimieren, werden die erfindungsgemäßen clostridialen
Neurotoxine als ihre einkettigen Proformen mit niedriger Aktivität (oder
die inaktiv sind) exprimiert, anschließend werden sie durch eine
vorsichtig gesteuerte proteolytische Reaktion in vitro aktiviert,
bevorzugt auf dem gleichen Wirkgrad wie das natürliche Neurotoxin, aus dem
sie abstammen. Zur Verbesserung der Effizienz und der proteolytischen
Spaltrate können
die biotechnologisch erzeugten protolytischen Spaltzellen derart
entworfen werden, dass sie an einer speziell entworfenen Stelle
zwischen dem H- und L-Teil der einzelnen Aminosäurenkette auftreten, die die Zugangsfähigkeit
der Protease zu dem Holotoxinsubstrat fördert. Um das Risiko der nicht
beabsichtigten Aktivierung von clostridialem Neurotoxin durch den
Menschen oder durch herkömmlich
vorkommende Proteasen zu verringern, werden die Aminosäuresequenzen
der Spaltstelle bevorzugt so entworfen, dass sie einen hohen Spezifitätsgrad für proteolytische
Enzyme aufweisen, die normalerweise im Menschen nicht auftreten
(entweder als humane Proteasen oder als Teil der vorhersehbaren
humanen Fauna und Flora auftreten). Eine nicht ausschließlich Liste von
Beispielen solcher Proteasen umfasst Rinderenterokinase, die die
Aminosäuresequenz
DDDDK spaltet, Tobacco-Etch-Virus (TEV)-Protease, die die Sequenz
EXXYXQS/G spaltet, die GENENASE® von
Bacillus amyliquifaciens, die die Sequenz HY oder YH spaltet, und
PRESCISSION®-Protease
vom humanen Rhinovirus 3C, die die Aminosäuresequenz LEVLFQGP spaltet.
Wie oben verwendet, bedeutet der Buchstabe X jede Aminosäure. Alle
Aminosäuresequenzen,
die in der vorliegenden Beschreibung gezeigt sind, sind in der Richtung
vom Aminoterminus bis zum Carboxylterminus und alle Nucleotidsequenzen
von 5' zu 3' (von links nach rechts)
angegeben, wenn nicht anders angegeben.
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In
einem erfindungsgemäßen Aspekt
ist das einkettige Polypeptid ein isoliertes Polypeptid. Mit „isoliert" ist gemeint, dass
es aus seiner natürlichen
Umgebung entfernt wurde. Z. B. bei einem Protein, das innerhalb
der Zelle exprimiert wird, umfasst die Isolierung die Herstellung
eines Zelllysats sowie darauf folgende Reinigungsschritte. Ein Protein,
das extrazellulär
exprimiert wird, kann z. B. isoliert werden durch Trennung des Überstandes
von den Zellen sowie jedem darauf folgenden Reinigungsverfahren.
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In
einem anderen erfindungsgemäßen Aspekt
wird der Schleifenbereich in der Kette des C. botulinum Subtyps
E Neurotoxins, der normalerweise resistent gegen proteolytisches
Abspalten in Bakterien und in Säugern
ist, modifiziert, um die eingeführte
proteolytische Spaltstelle zu enthalten und dieser Schleifenbereich
wird als Schleifenbereich der Kette in dem einkettigen Toxin oder
den modifizierten Toxinmolekülen
der Erfindung verwendet. Es wird angenommen, dass die Verwendung
der Schleife aus dem C. botulinum Subtyp E das nicht abgespaltene
Toxinmolekül
in vivo stabilisiert, wodurch es resistent gegen ungewünschte Spaltung
ist, bis es durch die Verwendung der selektierten Protease aktiviert
wird.
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In
wiederum einem weiteren erfindungsgemäßen Aspekt sind Zusammensetzungen
angesprochen, die rekombinante Formen von BoNT/E umfassen, die ein
einkettiges Polypeptid exprimieren.
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In
wieder einem Aspekt sind rekombinante chimäre oder modifizierte clostridiale
Neurotoxinderivate angesprochen, die als einkettiges Polypeptid
exprimiert werden. Ein solches Polypeptid kann ein molekularer Transporter
sein, wie ohne Einschränkung
solche, die in die von Dolly et al. in der Europäischen Patentbeschreibung
EP 0 760 681 B1 offenbart
sind.
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Ein
weiterer erfindungsgemäßer Aspekt
umfasst clostridiale Neurotoxinderivate, umfassend mindestens einen
Teil einer leichten Kette aus einem clostridialen Neurotoxin oder
Subtyp davon und mindestens einen Teil einer schweren Kette aus
einem anderen Neurotoxin oder Neurotoxinsubtyp sowie Verfahren zu
ihrer Herstellung. In einer Ausführungsform
kann das Hybrid-Neurotoxin die gesamte leichte Kette einer leichten Kette
aus einem Neurotoxinsubtyp und die schwere Kette aus einem anderen
Neurotoxinsubtyp enthalten. In einer weiteren Ausführungsform
kann ein chimäres
Neurotoxinderivat einen Teil (z. B. die Bindungsdomäne) der
schweren Kette eines Neurotoxinsubtyps mit einem anderen Teil der
schweren Kette, die aus einem anderen Neurotoxinsubtyp abstammt,
enthalten. In ähnlicher
Weise oder alternativ kann das therapeutische Element Teile der
leichten Kette aus unterschiedlichen Neurotoxinen umfassen.
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Solche
Hybrid- oder chimäre
Neurotoxinderivate sind z. B. als Mittel nützlich, um die therapeutischen Vorteile
solcher Neurotoxine Patienten zukommen zulassen, die immunologisch
resistent gegenüber
einem gegebenen Neurotoxinsubtyp sind, Patienten zukommen zu lassen,
die eine niedrigere als durchschnittliche Konzentration von Rezeptoren
gegenüber
einer gegebenen Bindungskomponente der schweren Kette des Neurotoxins
aufweisen oder Patienten zukommen zu lassen, die eine Protease-resistente
Variante des Membran- oder Vesikeltoxinsubtrats aufweisen (z. B.
SNAP-25, VAMP und Syntaxin). Die Erzeugung von rekombinanten chimären oder
Hybrid-Neurotoxinderivaten mit einer leichten Kette mit unterschiedlichem
Substrat würde
solchen Patienten ermöglichen,
dass sie auf eine Neurotoxintherapie ansprechen.
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Angesichts
der immunologischen Resistenz ist bekannt, dass die meisten Neurotoxinepitope
auf dem Toxinteil der schweren Kette auftreten. Folglich, wenn ein
Patient neutralisierende Antikörper
gegen z. B. BoNT/A, einem chimären
Neurotoxin, enthaltend die schwere Kette aus BoNT/E und die leichte
Kette aus BoNT/A (das eine längere
Verweildauer der therapeutischen Aktivität als andere leichte Ketten
vom Neurotoxin hat) entwickelt, würde diese Resistenz bewältigt werden.
Wenn ein Patient wenige Oberflächenrezeptoren
für BoNT/A
aufweist, ist die Wahrscheinlichkeit groß, dass der gleiche Patient
in ähnlicher
Weise adäquate
Rezeptoren für
einen anderen BoNT-Subtyp hat. Durch Erzeugen eines Hybrid- oder
chimären
Neurotoxins (wie solche, die mindestens einen Teil einer schweren
Kette, ausgewählt
aus der Gruppe bestehend aus HCA, HCB, HCC1, HCD, HCE, HCF und HCG und mindestens
einen Teil einer leichten Kette, ausgewählt aus einem unterschiedlichen
clostridialen Neurotoxinsubtyp, wobei die leichte Kette ausgewählt ist
aus der Gruppe, bestehend aus LCA, LCB, LCC1, LCD, LCE, LCF und LCG aufweist),
indem die schwere Kette dieses Subtyps mit der therapeutisch am
geeignetsten leichten Kette (z. B. der BoNT/A-leichten Kette) kombiniert
wird, könnte
der Patient besser auf eine Neurotoxintherapie ansprechen.
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Ein
weiterer Vorteil der oben beschriebenen Hybrid- oder chimären Neurotoxinderivate
bezieht sich auf die Tatsache, dass bestimmte leichte Ketten (z.
B. LCA) eine lange Wirkungsdauer aufweisen,
andere eine kurze Wirkungsdauer aufweisen (z. B. LCE und
LCF), währenddessen
wiederum andere eine dazwischenliegende Aktivitätsdauer haben (z. B. LCB). Folglich stellen Hybrid- und chimäre Neurotoxine
Neurotoxinmedikamente der zweiten und dritten Generation dar, wobei
die Neurotoxinaktivität
auf eine spezifische therapeutische Notwendigkeit oder Bedingung
zugeschnitten werden kann, wobei unterschiedliche Medikamente unterschiedliche
Aktivitäten,
Substratspezifitäten
oder Aktivitätsdauern
aufweisen.
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Solche
Hybrid- oder chimären
Neurotoxine würden
außerdem
bei der Behandlung eines Patienten (wie eines Soldaten oder eines
Laborarbeiters) nützlich
sein, der mit dem pentavalenten BoNT-Impfstoff geimpft ist. Solche
Impfstoffe enthalten kein BoNT/F, folglich würde das Kombinieren einer geeigneten
leichten Kette mit der BoNT/F schweren Kette ein therapeutisches
Agens erzeugen, das in einem solchen Patienten wirksam ist, bei
dem herkömmliche
therapeutische Neurotoxine es nicht sein können.
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Die
gleiche Strategie kann bei der Verwendung von Derivaten der clostridialen
Neurotoxine mit einer therapeutischen Komponente, außer einer
aktiven Neurotoxin leichten Kette, nützlich sein. Da die schwere Kette
eines solchen Agens von einem Neurotoxin abstammen würde, könnte es
von Vorteil sein, eine weniger bekannte oder seltenere schwere Kette
zu verwenden, um Resistenzmechanismen, die die Wirksamkeit des therapeutischen
Neurotoxinderivats neutralisieren, zu vermeiden.
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Auf
die gleiche Weise kann die Bindungskomponente eine andere sein,
als eine Bindungskomponente, die von einer schweren Kette eines
clostridialen Neurotoxins abstammt, wodurch eine Zielwirkung bei
Zelltypen, außer
Motorneuronen, bereitgestellt wird.
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Hier
eingeschlossen sind ebenfalls Verfahren zur Herstellung, Expression
und Reinigung solcher Moleküle
in hoher Ausbeute als biologisch aktive Komponenten.
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Kurze Beschreibung
der Abbildungen
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1A ist
eine Diagrammansicht des einkettigen TeTx-Konstruktes im Plasmid pTrcHisA und
die Nucleotidsequenz des Verbindungsbereichs.
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1B zeigt
die Aminosäuresequenz,
die den Carboxylterminus der leichten Kette und den Aminoterminus
der schweren Kette verbindet und einen biotechnologisch hergestellten
Schleifenbereich, der eine Enterokinase-Spaltstelle enthält.
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2A ist
eine Darstellung eines Westernblots eines SDS-PAGE-Gels der Zellextrakte
von E. coli JM 109 Transformanten, die 2 unterschiedliche rekombinante
einkettige Toxine enthalten, entweder vor oder nach der Induktion
der Plasmidproteinexpression mit IPTG. Der zum Nachweis verwendete
Antikörper
ist ein anti-His6 monoklonaler Antikörper.
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2B ist
ein Westernblot, der IPTG-induzierten Zellextrakte auf Zellen, die
mit dem E234A-Konstrukt transformiert sind.
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3A zeigt
die Ergebnisse eines Experiments, in dem ein Affinitäts-gereinigtes
rekombinantes einkettiges (SC) TeTx mit Enterokinase gespalten wird,
anschließend
unter Verwendung von SDS-PAGE getrennt wird und unter Verwendung
von Commassie-Brilliant-Blau unter reduzierenden und nicht reduzierenden
Bedingungen sichtbar gemacht wird.
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3B zeigt
die Ergebnisse eines Experiments, bei dem Affinitäts-gereinigtes
rekombinantes einkettiges (SC) TeTx mit Enterokinase abgespalten
wird, anschließend
unter Verwendung von SDS-PAGE unter reduzierenden und nicht reduzierenden
Bedingungen getrennt und einem Westernblot unter Verwendung von Anti-TeT%X
schwere Kette Antikörper
unterworfen wird.
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4 ist
eine Aufzeichnung des Paralysegrades, der in einem Nerven-/Muskelpräparat in
vitro induziert wird, unter Verwendung von nativem TeTx und rekombinantem
einkettigem Neurotoxin vor und nach dem Abschneiden als Funktion
der Zeit.
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5 ist
eine Darstellung der erzeugten Peptidfragmente nach der Inkubierung
von rekombinantem einkettigem TeTx mit Trypsin und Arg C-Protease
und die Ableitung der Aminosäuresequenz
von den N-terminalen Sequenzen einer der resultierenden Fragmente,
die von diesen Agentien erkannt wird.
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6 zeigt
den Verdau von ungeschnittenem SC WT TeTx und SC R496G TeTx mit
verschiedenen Trypsinkonzentrationen.
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7 zeigt die inhibierende Wirkung durch
TeTx-stimulierte Inhibierung der Ca++-abhängigen Neurotransmitterfreigabe
der vorinkubierten cerebellaren Zellen mit dem E234A mutanten TeTx.
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8 zeigt
die Wirkung durch Ca++-abhängige Neurotransmitterfreigabe
von cerebellaren Neuronen, indem sie der nativen rekombinanten einkettigen
Mutante E234A und der rekombinanten einkettigen TeTx-Mutante R496G
ausgesetzt wurden.
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9 zeigt
die inhibierende Wirkung durch TeTx-stimulierte paralytische Aktivität der vorinkubierten Hemidiaphragmen
der Maus mit der TeTx-Mutante E234A.
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10 zeigt
das Schema zur Herstellung eines Plasmids, das einkettiges BoNT/E
codiert und ein Agarosegelelektrophoretogramm des PCR-Fragments,
das während
der Herstellung des Plasmids erhalten wird.
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11 zeigt
das Schema zur Herstellung eines Plasmids, das die proteolytische
inaktive einkettige BoNT/E-Mutante E212Q codiert und ein Agarosegelelektrophoretogramm
des umgekehrten PCR-Fragments, das während der Herstellung des Plasmids
erhalten wird.
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12 zeigt
das Expressions- und Reinigungsschema von rekombinantem einkettigem
BoNT/E und ein SDS-PAGE-Elektrophoretogramm
und die Westernblots der Reinigungsfraktionen.
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13 zeigt
SDS-PAGE-Elektrophoretogramme unter reduzierenden und nicht reduzierenden
Bedingungen von nativem rekombinantem ungeschnittenem und rekombinantem
geschnittenem BoNT/E und Westernblots, die gegen die schweren und
leichten Ketten des Toxins gerichtet sind.
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14 zeigt
die Ergebnisse des Inkubierens von nativem BoNT/E, rekombinantem
geschnittenem und ungeschnittenem BoNT/E und der Mutante E212Q mit
einem GST-SNAP-25[140-205]-Proteasesubstrat.
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15 zeigt
die Wirkung der Ca++-abhängigen Glutamatfreigabe von
cerebellaren Zellen, die mit nativem BoNT/E nicht gespaltenem rekombinantem
einkettigem BoNT/E und gespaltenem rekombinantem einkettigem BoNT/E
inkubiert wurden.
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16A zeigt die Wirkungen auf die Muskelspannung,
wenn Hemidiaphragmata des Phrenikus der Maus mit 0,2 nM rekombinantem
geschnittenem BoNT/E (❍)
oder mit 0,2 nM nativem BoNT/E (☐) inkubiert werden.
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16B zeigt die Wirkungen der Muskelspannung, wenn
Hemidiaphragmata des Phrenikus der Maus mit 1 nM rekombinantem ungeschnittenem
(❍),
mit 1 nM rekombinantem geschnittenem
oder
mit 0,05 nM rekombinantem geschnittenem (∇) BoNT/E inkubiert wurden.
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17 zeigt
die Attenuierung der paralytischen Aktivität auf Hemidiaphragmata des
Phrenikus der Maus, die mit der inaktiven E212Q-Mutante vorinkubiert
wurden, bevor sie nativem, geschnittenem BoNT/E-Toxin ausgesetzt
wurden.
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Detaillierte
Beschreibung der Erfindung
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Die
erfindungsgemäßen Zusammensetzungen
und Verfahren umfassen modifizierte clostridiale Neurotoxine, ihre
Synthese und Verwendung. Zwei-Ketten-Neurotoxine, die normal durch
Schneiden eines einkettigen Polypeptids mittels einheimischer Proteasen
aktiviert werden, können
auf Nucleinsäureebene
durch Änderungen
oder Entfernung der Nucleotidsequenz modifiziert werden, die die
einheimische Protease-Spaltstelle codiert und durch Einfügen einer
Nucleotidsequenz, die eine davon unterschiedliche proteolytische
Spaltstelle, die resistent gegen Spaltung durch die Wirtszelle oder
humane Proteasen ist, codiert. Die eingeführte Aminosäuresequenz wird so entworfen,
das sie in vitro durch die Verwendung eines Spaltmittels gespalten
wird, das vor der Expression ausgewählt wird und das sowohl im
Menschen als auch im Wirtszellgewebe nicht vorkommt.
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Die
eingeführte
Aminosäuresequenz
kann ausgewählt
werden, um Empfänglichkeit
gegen ein chemisches Agens zu übertragen,
das Peptidbindungen spalten kann, wie Cyanogenbromid. Wesentlich
bevorzugt ist es jedoch, dass die codierte Aminsäuresequenz eine proteolytische
Spaltstelle umfassen kann, die für
eine ausgewählte
Protease sehr spezifisch ist. Die ausgewählte Protease ist eine, die
normalerweise nicht in der Zelle, die in das einkettige Toxinmolekül (z. B.
E. coli oder das native clostridiale Bakterium), exprimiert, vorkommt.
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Ein
weiterer erfindungsgemäßer Aspekt
ist an rekombinante einkettige modifizierte clostridale Neurotoxine
gerichtet, die auf Wunsch durch eine Protease gespalten werden können, um
ein aktives zweikettiges Molekül
bereitzustellen. Solche modifizierten Neurotoxine müssen nicht
toxisch sein; bei bestimmten dieser Proteine kann die enzymatische
Aktivität
der Toxin-L-Kette abgeschafft sein und das Toxin an ein Medikament oder
anderes bioaktives Agens mit therapeutischer Aktivität gebunden
sein. Alternativ ist in bestimmten anderen modifizierten Neurotoxinen
die L-Kette enzymatisch aktiv, aber Teile der H-Kette sind modifiziert,
um Spezifität
gegenüber
Zielzellen außer
dem natürlichen
Ziel des Neurotoxins zu verschaffen, wohingegen die Translokation
und die Endozytose-stimulierenden Aktivitäten des nativen Toxins beibehalten
werden.
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Modifizierte
Neurotoxine, wie solche, die in diesem erfindungsgemäßen Aspekt
beschrieben sind, sind z. B. offenbart in den Internationalen Patentveröffentlichungen
WO 95/32738, WO 99/55359, WO 96/33273, WO 98/07864 und WO 99/17806.
Die Erfindung stellt einkettige, spaltbare Versionen dieser Moleküle bereit und
verbesserte Verfahren zur Herstellung solcher Moleküle.
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In
einem weiteren Aspekt umfasst die Erfindung ein modifiziertes clostridiales
Neurotoxin, abstammend vom Tetanustoxin (TeNT), oder einem oder
mehreren der Botulinumtoxin (BoNT)-Subtypen, bei denen der in der
Natur vorkommende Schleifenbereich in der Kette mit einem modifizierten
Schleifenbereich ersetzt worden ist, der eine unterschiedliche Aminosäuresequenz
umfasst, die 1) Resistenz gegen Spaltung durch Wirtsproteasen oder
autolytische Aktionen und/oder 2) Labilität gegen ausgewählte Proteasen überträgt. Bevorzugt
ist die Spaltstelle hochspezifisch für die ausgewählte Protease.
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Der
Schleifenbereich in der Kette von bestimmten clostridialen Neurotoxinen,
z. B. BoNT/E, ist in der Natur resistent gegen proteolytische Spaltung
in vivo. Diese Proteaseresistenz kann eine Sekundär- oder
Tertiärstruktur
reflektieren, die die Schleife resistenter gegen einheimische Proteasen,
außer
clostridialen Neurotoxinen, macht. In einer erfindungsgemäßen Ausführungsform
ist der Schleifenbereich in der Kette von BoNT/E mit dem natürlichen
Schleifenbereich, der in einem anderen BoNT vorkommt, mit höherer therapeutischer
Aktivität
oder Aktionsdauer, z. B. BoNT/A oder /B substituiert. In einer weiteren
erfindungsgemäßen Ausführungsform
ist der Schleifenbereich von BoNT/E modifiziert, um eine proteolytische
Spaltstelle zu enthalten, die hochspezifisch gegenüber einer
ausgewählten
Protease vor dem Subklonieren ist. Der andererseits hoch konservierte
BoNT/E-Schleifenbereich würde
resistent gegen einheimische Proteasen sein oder solche, die beim
Menschen auftreten, würden
aber die Fähigkeit
beibehalten, durch Verdau mit der ausgewählten Protease aktiviert zu
werden.
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Die
ausgewählte
Protease wirkt daher im Wesentlich als „Aktivator" der Neurotoxintoxizität (oder
modifizierten Toxinaktivität),
das auf Wunsch der rekombinanten Expression folgend zugeführt werden
kann.
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Die
ausgewählte
Protease kann jede sein, die eine spezifische Aminosäuresequenz
erkennt und eine Peptidbindung in der Nähe oder an dem Ort spaltet,
aber die ausgewählte
Protease ist sehr bevorzugt nicht eine humane Protease, wie humanes
Trypsin, Chymotrypsin oder Pepsin oder eine Wirtszellprotease. Die
ausgewählte
Protease erkennt darüber
hinaus nicht die gleiche Aminosäuresequenz,
wie die einheimischen Proteasen. Letztlich sollte die ausgewählte Protease
nicht eine sein, die durch die Wirtszelle exprimiert wird, die das
Plasmid enthält,
das das rekombinante Neurotoxin codiert.
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Eine
nicht-humane Protease, die eine verhältnismäßig seltene Aminosäure erkennt,
kann verwendet werden, vorausgesetzt, dass die Aminosäureerkennungssequenz
auch bekannt ist. Beispiele der als Aktivatoren ausgewählten Proteasen
können
ohne Einschränkung
jede der folgenden umfassen: Rinderenterokinase, Pflanzenprotease,
wie Papain (aus Carica papaya) und Legumain, Insektenpapain-homolog
(aus der Seidenraupe Sitophilus zeamatus) und Krustentierpapainhomolog
(„decapod"), Tobacco etch virus
(TEV) Protease, die die Sequenz EXXYXQS/G spaltet, GENENASE® aus
Bacillus amyliquifaciens, die die Sequenz HY oder YH spaltet; PRESCISSION®-Protease
aus dem humanen Rhinovirus 3C, die die Aminosäuresequenz LEVLFQGP spaltet.
Wie oben verwendet, zeigt der Buchstabe X jede Aminosäure an.
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Wenn
nicht anders angegeben, haben die folgenden Ausdrücke die
folgenden Bedeutungen in dieser Beschreibung:
Mit „Bindungselement" ist ein Aminosäuresequenzbereich
gemeint, der bevorzugt unter physiologischen Bedingungen an einen
Zelloberflächenmarker
bindet, der für
die Zielzelle charakteristisch ist. Der Zelloberflächenmarker
kann ein Polypeptid, ein Polysaccharid, ein Lipid, ein Glycoprotein,
ein Lipoprotein umfassen oder kann strukturelle Charakteristiken
von einem oder mehreren dieser zeigen. Mit „bevorzugt wechselwirkt" ist gemeint, dass
die Dissoziationskonstante (Kd) des Bindungselements
für den
Zelloberflächenmarker
mindestens ein Größengrad
geringer ist als die des Bindungselements für jeden anderen Zelloberflächenmarker.
Bevorzugt ist die Disassoziationskonstante mindestens 2 Größengrade
geringer, sogar bevorzugter ist die Disassoziationskonstante mindestens
3 Größengrade
geringer als die des Bindungselements für jeden anderen Zelloberflächenmarker,
dem das Neurotoxin oder modifizierte Neurotoxin ausgesetzt wird.
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Das „Translokationselement" umfasst einen Teil
einer clostridialen Neurotoxin-H-Kette mit einer Translokationsaktivität. Mit „Translokation" ist die Fähigkeit
gemeint, den Transport eines Polypeptids über die vesikuläre Membran
zu erleichtern, wodurch einige oder alle der Polypeptide dem Zytoplasma
ausgesetzt werden.
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In
verschiedenen Botulinum-Neurotoxinen wird angenommen, dass die Translokation
eine allosterische Konformationsänderung
der schweren Kette umfasst, die durch eine pH-Verringerung in dem
Endosom bewirkt wird.
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Die
Konformationsänderung
scheint die N-terminale Hälfte
der schweren Kette zu beinhalten und führt zu Porenbildung in der
vesikulären
Membran; diese Änderung
ermöglicht
die Bewegung der protolytischen leichten Kette aus dem endosomalen
Vesikel in das Zytoplasma. Siehe z. B. Lacy et al., Nature Struct.
Biol. 5: 898-902 (Oktober 1998).
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Die
Aminosäuresequenz
des Translokations-vermittelten Teils der Botulinum-Neurotoxin schweren Kette
ist dem Fachmann bekannt; zusätzlich
sind solche Aminosäurereste
innerhalb dieses Teils, von denen bekannt ist, dass sie wesentlich
zum Übertragen
der Translokationsaktivität
sind, ebenso bekannt.
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Es
wird daher innerhalb der Fähigkeit
eines Fachmanns liegen, z. B. die in der Natur vorkommende N-terminale
Peptidhälfte
der schweren Kette jedes dieser verschiedenen Clostridium tetanus
oder Clostridium botulinum Neurotoxinsubtypen als Translokationselement
einzusetzen oder ein analoges Translokationselement zu entwerfen,
in dem die Primärsequenzen
der N-terminalen Hälften
der verschiedenen schweren Ketten angeordnet werden und eine Konsensus-primäre Translokationssequenz
auf Basis konservierter Aminosäuren,
Polarität,
sterischen und hydrophoben Charakteristiken unter den Sequenzen
ausgewählt
wird.
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Das
erfindungsgemäß „therapeutische
Element" ist ein
Polypeptid, umfassend eine clostridiale Neurotoxin leichte Kette
oder einen Teil davon, der die SNARE-Proteinsequenz in spezifische
Endopeptidaseaktivität
einer clostridialen Neurotoxin leichten Kette beibehält. Die
Aminosäuresequenzen
der leichten Kette der Botulinum-Neurotoxin (BoNT)-Subtypen A-G
wurden bestimmt sowie die Aminosäuresequenz
der leichten Kette des Tetanus-Neurotoxin (TeNT). Jede Kette enthält das Zn++-Bindungsmotiv His-Glu-x-x-His (N-terminale Richtung
am linken Ende), das bei Zn++-abhängigen Endopeptidasen
charakteristisch ist (HELIH in TeNT, BoNT/A/B und /E; HELNH in BoNT/C;
und HELTH in BoNT/D).
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Vor
kurzem durchgeführte
Untersuchungen mit der BoNT/A leichten Kette haben bestimmte Merkmale aufgedeckt,
die für
die Aktivität
und Spezifität
des Toxins gegen sein Zielsubstrat SNAP-25 wichtig sind. Studien
von Zhou et al. Biochemistry 34: 15175-15181 (1995) haben somit
angezeigt, dass wenn der Aminosäurerest
His227 der leichten Kette mit Tyrosin substituiert
wird, das resultierende Polypeptid nicht fähig ist, SNAP-25 zu spalten;
Kurazono et al., J. Biol. Chem. 14721-14729 (1992) führten Studien
in präsynaptischen cholinergenen
Neuronen der Bukkalganglia von Aplysia californiaca unter Verwendung
einer rekombinanten BoNT/A leichten Kette durch, wodurch gezeigt
wurde, dass die Entfernung der 8 N-terminalen oder 32 C-terminalen
Reste die Toxizität
nicht beseitigt, aber die Entfernung von 10 N-terminalen oder 57
C-terminalen Resten, die Toxizität
in diesem System beseitigt. Erst vor kurzem wurde die Kristallstruktur
des gesamten BoNT/A Holotoxins aufgeklärt: die aktive Seite beinhaltet
die Teilnahme von His222, Glu223,
His226, Glu261 und
Tyr365 zu beinhalten. Lacy et al., siehe
oben. (Diese Reste entsprechen His223, Glu224, His227, Glu262 und Tyr366 der BoNT/A
L-Kette von Kurazono et al., siehe oben.) Interessant ist, dass
eine Anordnung von BoNT/A bis E und TeNT leichten Ketten ergab,
dass jede dieser Ketten unverändert
diese Reste in Positionen aufweist, die mit BoNT/A analog sind.
Kurazono et al., siehe oben.
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Die
katalytische Domäne
von BoNT/A ist für
den C-Terminus von SNAP-25 sehr spezifisch und scheint ein Minimum
von 17 SNAP-25 Aminosäuren
zu erfordern, damit die Spaltung auftritt. Die katalytische Stelle ähnelt einer
Tasche; wenn die leichte Kette über
die Disulfidbindung zwischen Cys429 und
Cys453 gebunden wird, scheint es, dass die
Translokationsdomäne
der schweren Kette den Zugang zu der katalytischen Tasche blockiert,
bis der leichten Kette Eintritt in das Cytosol gewährt wird.
Wenn die Disulfidbindung anschließend reduziert wird, ist die
katalytische Tasche „geöffnet" und die leichte
Kette ist voll aktiv.
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Wie
oben beschrieben, werden VAMP und Syntaxin durch BoNT/B, D, F, G
und TeNT und BoNT/C1 jeweils gespalten,
wohingegen SNAP-25 durch BoNT/A E und C1 gespalten wird.
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Die
Substratspezifitäten
der unterschiedlichen clostridialen Neurotoxin leichten Ketten,
außer
BoNT/A, sind bekannt. Daher könnte
der Fachmann leicht die Toxinreste bestimmen, die in diesen Subtypen
für die Spaltung
und die Substraterkennung wesentlich sind (z. B. durch ortsspezifische
Mutagenese oder Deletion verschiedener Bereiche des Toxinsmoleküls, gefolgt
von der Untersuchung auf proteolytische Aktivität und Substratspezifität) und könnte daher
leicht Varianten der nativen Neurotoxin leichten Kette entwerfen,
bei denen die gleiche oder ähnliche
Aktivität
beibehalten wird oder fehlt.
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In
einer besonders bevorzugten Ausführungsform
ist das einkettige Neurotoxin oder Neurotoxinderivat der Erfindung,
das wie oben angezeigt geändert
ist, weiter modifiziert, um andere gelegentlich vorkommende endogene
proteolytische Stellen, wie solche, die durch Trypsin, Arg-C-Protease,
Chymotrypsin oder Wirtszellproteasen gespalten werden, zu entfernen.
Wie unten angezeigt, kann die Modifizierung der primären Aminosäuresequenzen
in diesen Bereichen, um Proteaseresistenz zu übertragen, die Ausbeute des
Neurotoxins erhöhen
und die Toxizität
des einkettigen Neurotoxins vor der Spaltung und Aktivierung verringern.
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Die
Aminosäuresequenzen,
die von vielen Proteasen erkannt werden, und ihre Spaltspezifität sind dem
Fachmann gut bekannt. Folglich, ist sowohl das Design einer spezifischen
proteolytischen Spaltstelle in dem Schleifenbereich zwischen dem
L- und H-Kettenteil des einkettigen Toxins als auch die Modifizierung
von einheimischen Proteasestellen in dem Polypeptid, um Protease-resistent
zu sein, eine Routine-Vorgehensweise,
um die Spezifität
und Erkennungssequenzen verschiedener Proteine zu vergleichen. Im
ersten Fall muss die Spezifität
einer möglichen
proteolytischen Stelle nicht völlig
exklusiv sein, sondern muss lediglich Spaltstellen vom Menschen
und/oder Wirtszellproteasen ausschließen, die während der Handhabung, Aufbereitung und
Reinigung des einkettigen Neurotoxins vorhanden sein können. Natürlich ist
es bevorzugt, dass die Proteasestelle so spezifisch wie möglich ist.
Im letzteren Fall braucht die Modifizierung der proteolytischen
Spaltzelle nur ausreichend zu sein, um diese Stelle gegen die Aktivatorprotease
und gegen humane und Wirtszellproteasen resistent zu machen.
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In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
ist das rekombinante modifizierte einkettige Neurotoxin weiter modifiziert,
indem die Kette mit einem Bindungsmarkierung, umfassend ein Mitglied
eines spezifischen Bindungskomplexes gebunden ist. Mit „spezifischem
Bindungskomplex" sind
zwei oder mehrere chemische oder biochemische Einheiten gemeint,
die miteinander unter definierten Umgebungsbedingungen binden werden
und die nicht bedeutend andere chemische oder biochemische Einheiten
binden, die in der Umgebung unter den gleichen Bedingungen vorhanden
sind. Beispiele der Mitglieder eines spezifischen Bindungskomplexes
umfassen ohne Einschränkung
einen Antikörper
und sein Antigen, ein Lectin und sein Target-Carbohydrat, einen
Nucleinsäurestrang
und sein komplementärer
Nucleinsäurestrang,
einen Zelloberflächenrezeptor und
sein Ligand, ein Metall und eine Verbindung, die eine Koordination
oder Chelatkomplex mit diesem Metall bilden kann, und dergleichen.
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Bei
dieser Ausführungsform
kann das Bindungsmarkierung an das einkettige Toxin über einen
Linker, bevorzugt einen spaltbaren Linker, gebunden werden. Beispiele
möglicher
Linker umfassen, obgleich nicht ausschließlich, 1) aliphatische Dicarbonsäuren der
Formel HOOC-(CH2)n-COOH,
wobei n=1-12 (kann an eine freie Aminogruppe gebunden werden); 2)
HO-(CH2)n-COOH,
wobei n>10 (geeignet
zur Bindung an den Aminoterminus des Polypeptids); 3) substituierte
Polybenzolstrukturen und 4) eine N-Hydroxysuccinimid (NHS)-Esterbindung. Die
Verwendung eines Linkers, enthaltend ein Ester, ermöglicht die
Spaltung der Esterbindung, gefolgt von der Verwendung bei der Reinigung
des einkettigen Neurotoxins unter verhältnismäßig milden sauren Bedingungen.
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Alternativ
und am meisten bevorzugt kann das Bindungsmarkierung einen Teil
oder die gesamte Aminosäuresequenz
eines adäquaten
Polypeptids umfassen, das mit dem einkettigen Toxin als Fusionsprotein
coexprimiert wird, solche Polypeptide können ohne Einschränkung umfassen,
die Maltosebindungsdomäne
des Maltosebindungsproteins (MBP), ein His6-Markierung
(eine Reihe von 6 Histidinresten); die Calmodilinbindungsdomäne des Calmodulinbindungsprotein
und die Glutathionbindungsdomäne
von Glutathion-S-Transferase.
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Andere
Polypeptidbindungsmarkierungen sind dem Fachmann ebenso bekannt
und können
leicht adoptiert werden, um erfindungsgemäß eingesetzt zu werden.
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Zusätzlich kann
die Bindungsmarkierung so konstruiert werden, dass es einer Proteasespaltstelle
zwischen ihm selbst und entweder dem Aminoterminus oder dem Carboxylterminus
des einkettigen Toxins aufweist, so dass es bei der Reinigung des
Peptids entfernbar ist. Die proteolytische Spaltstelle kann so entworfen werden,
dass sie durch die gleiche Aktivatorprotease gespalten wird, die
ausgewählt
wird, um das einkettige Toxin zwischen den H- und L-Ketten abzuspalten.
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Es
ist daher eine erfindungsgemäße Aufgabe,
ein rekombinantes aktivierbares einkettiges Neurotoxinmolekül bereitzustellen,
das im Vergleich zu dem nativen Neurotoxin eine verringerte Toxizität aufweist,
bis es durch Reaktion mit einer nicht-clostridialen Protease aktiviert wird.
-
Das
einkettige Neurotoxin ist leichter zu reinigen, weniger gefährlich in
der Handhabung beim Reinigungsverfahren und kann optional modifiziert
sein, um dem Toxin wünschenswertere
Eigenschaften zu geben.
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Es
ist ebenfalls eine erfindungsgemäße Aufgabe,
ein Verfahren bereitzustellen zum Herstellen eines rekombinanten
aktivierbaren einkettigen Neurotoxins durch Modifizieren der Nucleotidsequenz,
die das Neurotoxin codiert, um die native proteolytische Aminosäurenspaltsequenz,
die die H- und L-Kette trennt, mit einer Aminosäuresequenz auszutauschen, die
gegenüber
einheimischen clostridialen oder Wirtszellproteasen stabil ist,
die aber empfänglich
für eine
Spaltung durch eine ausgewählte
Protease in vivo ist.
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Es
ist eine weitere erfindungsgemäße Aufgabe,
stabilere Neurotoxinpolypeptide bereitzustellen durch Modifizierung
der Nucleotidsequenz des codierenden Bereichs der H- und L-Ketten davon,
Entfernen auftretender proteolytischer Spaltstellen, indem bewirkt
wird, dass die labilen Aminosäuren
mit anderen Aminosäureresten,
die Toxinresistenz gegen ungewünschten
proteolytischen Abbau überträgt, ausgetauscht
werden.
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Zusätzlich ist
es eine erfindungsgemäße Aufgabe,
Verfahren bereitzustellen zum Reinigen von rekombinanten Neurotoxinen
als einzelne Kette, indem das exprimierte einkettige Neurotoxin
mit einer Bindungskomponente verbunden wird, die einen Partner eines
spezifischen Bindungskomplexes umfasst, der bei der Affinitätsreinigung
mit dem Bindungspartner, umfassend die andere Hälfte des Bindungskomplexes,
verwendet werden kann. Die Reinigung kann chargenweise oder in einer
Chromatographiesäule
durchgeführt
werden. Die Bindungskomponente kann dem Affinitätsschritt folgend anschließend entfernt
und aus dem Neurotoxin getrennt werden.
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Es
ist außerdem
eine erfindungsgemäße Aufgabe,
einkettige rekombinante modifizierte Neurotoxinmoleküle bereitzustellen,
die als therapeutische Agentien verwendet werden können. Die
modifizierten Neurotoxinmoleküle
können
eine geänderte
Zielspezifizität
oder eine geänderte
Aktivität
im Vergleich zum nativen Neurotoxin, aus dem sie abstammen, oder
beides aufweisen.
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Es
ist außerdem
eine erfindungsgemäße Aufgabe,
ein einkettiges aktivierbares rekombinantes Neurotoxin bereitzustellen,
das leichter gereinigt werden kann als das Wildtyp-Neurotoxin. Ein
solches Neurotoxin ermöglicht
die Großherstellung
von schlecht gereinigtem hoch-reinem Toxin zur klinischen Verwendung.
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Die
folgenden Beispiele dienen dazu, bestimmte erfindungsgemäße Ausführungsformen
darzustellen, und beschränken
den Erfindungsumfang, der in den Ansprüchen definiert ist, in keiner
Weise.
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Beispiel 1
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Herstellung eines Expressionsvektors,
enthaltend einen einkettigen TeTx-codierenden Bereich
-
Die
vorliegende Erfindung kann beispielhaft dargestellt werden durch
die Beschreibung der Herstellung eines Plasmids, das TeTx in E.
coli als einzelnes Protein exprimieren wird, das leicht, d. h. durch
Affinitätschromatographie,
gereinigt ist. TeTx kann als Pilotsystem ausgewählt werden, da (i) die Verfügbarkeit
eins aufgezeichneten Impfstoffes das Risiko seiner Handhabung deutlich
verringert und (ii) es das am umfangreichsten studierte Toxin in
Bezug auf das Exprimieren von HC- und LC-Domänen ist. Der Fachmann wird
jedoch verstehen, dass die gleiche oder ähnliche Strategien eingesetzt
werden können
unter Verwendung jedes zweikettigen oder dreikettigen Toxins oder
anderer bioaktiver Moleküle,
die als einzelne Polypeptide exprimiert werden und durch proteolytische
Spaltung aktiviert werden. Einkettige Moleküle wurden hergestellt, enthaltend die
Wildtyp-TeTx L-Kette und eine mutierte Version der TeTx leichten
Kette, wobei jeweils ein Glutaminsäurerest an Position 234 mit
einem Alanin ausgetauscht ist (genannt „E234A", Ala234 oder „die E234A-Mutante leichte Kette"). Die spätere Mutation
resultiert in eine inaktive TeTx leichte Kette und ein Plasmid,
das die E234A-Mutante leichte Kette (pMAL-E234A) codiert, wurde,
wie von Li et al. in Biochemistry 33: 7014-7020 (1994) beschrieben
hergestellt (hierbei durch Bezugnahme aufgenommen). Das folgende
Protokoll wurde zur Herstellung jedes einkettigen Toxins verwendet.
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Der
Vektor pTrcHisA, von Invitrogen erworben, wurde unter Verwendung
eines Stratagene QuickChange® ortsspezifischen Mutagenesekits
modifiziert (für
ortsspezifische Mutageneseverfahren, siehe z. B. Smith et al., J.
Biol. Chem. 253: 6651-6560 (1979), die hier in seiner Gesamtheit
durch Bezugnahme aufgenommen ist), um zwei zusätzliche Restriktionsstellen
(SalI und HindIII) stromaufwärts
der Nucleotide zu erzeugen, die eine vorkommende Enterokinase (EK)-Spaltstelle
codieren. Das Plasmid enthält
unmittelbar stromaufwärts
der Enterokinasespaltstelle außerdem
ein Translations-Startcodon (ATG) gefolgt von einer Reihe von Codonen,
die 6 Histidinreste codieren. Eine Mehrfachklonierungsstelle, enthaltend
BamHI-, XhoI-, BglII-, PstI-, KpnI-, EcoRI-, BstBI- und HindIII-Spaltstellen,
befindet sich unmittelbar stromabwärts der EK-Stelle; die HindIII-Stelle
wurde durch ortsspezifische Mutagenese entfernt. Die folgenden Trimere
wurden eingesetzt, um Restriktionsspaltstellen (unterstrichen) einzuführen, die
stromaufwärts
der EK-Spaltstelle liegen:
-
-
-
Das
resultierende Plasmid enthält
sowohl SalI- als auch HindIII-Stellen, die sich an der 5'-Seite der Nucleotidsequenz
befinden, die die Enterokinase (EK)-Spaltstelle vom Rind codieren.
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Die
Nucleotidsequenz, die die Wildtyp TeTx L-Kette codiert, wird aus
dem Plasmid pMAL-LC erhalten, das von Li et al. in Biochemistry
33, 7014-7020 (1994), beschrieben ist, hier durch Bezugnahme aufgenommen.
Das Plasmid codiert die TeTx leichte Kette als Fusionsprotein mit
dem Maltose-Bindungsprotein
(MBP), das sich unmittelbar stromaufwärts der für die L-Kette codierenden Sequenz
befindet. Die Teile MBP und die L-Kette des Fusionsproteins sind
so entworfen, dass sie die Spaltstelle für den humanen Blutcoagulierungsfaktor
Xa (Ile-Glu-Gly-Arg) enthalten, um, nachdem die Affinitätsreinigung
durchgeführt
worden ist, die Entfernung des MBP zu erleichtern.
-
Das
DNA-Fragment, enthaltend die codierende Sequenz der L-Kette, wurde
aus dem Plasmid pMAL-LC durch Verdau des Plasmids mit SalI und HindIII
ausgeschnitten, das resultierende DNA-Fragment, enthaltend die L-Kette,
wird Gel-gereinigt
und dieses Fragment in das Plasmid pTrcHisA, an den neu kreierten SalI-
und HindIII-Stellen, stromaufwärts
der EK-Stelle ligiert. Dieses Fragment führt zum Ausschneiden der Maltose-Bindungsproetinsequenzen
vom N-Terminus der L-Kette.
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Ein
identisches Verfahren wurde verwendet, um das DNA-Fragment subzuklonieren,
enthaltend eine mutante L-Kette aus dem Plasmid pMAL-LC-Ala234, bei dem eine einzelne Aminosäureänderung
an der Aminosäure
234 der L-Kette vorgenommen wurde, wobei die native Glutaminsäure mit
Alanin ersetzt wurde. Diese Änderung
reicht aus, um die Zink-Endopeptidase-Aktivität der L-Kette
abzuschaffen und ein nicht-toxisches, rekonstituiertes Tetanustoxin,
enthaltend die native H-Kette und die Ala234-L-Kette
zu ergeben.
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Das
DNA-Fragment, enthaltend die H-Kette, wurde aus dem Plasmid pMAL-HC
erhalten; die Herstellung dieses Vektors ist von Li et al. in J.
Biochem. 125: 1200-1208 (1999) beschrieben, das hier durch Bezugnahme
eingeschlossen ist. Kurz gesagt wird das Gen, das die H-Kette codiert,
durch Zusammenfügen
von drei DNA-Fragmenten, enthaltend unterschiedliche Teile der Sequenz,
die die H-Kette codiert, die in getrennte Plasmide kloniert worden
ist. Die Fragmente, umfassend die Amino-terminale Hälfte von
H, wurden zunächst unter
Verwendung von Standardpolymerase-Kettenreaktionsverfahren amplifiziert
(siehe z. B. Mullis, U.S. Patent Nr. 4,683,202 und Mullis et al.,
U.S. Patent Nr. 4,800,159, die beide in ihrer Gesamtheit hier durch Bezugnahme
eingeschlossen sind) und die folgenden Primer: PCR-Primer a (enthaltend
eine XbaI-Spaltstelle) und b (enthalend eine BglII-Spaltstelle)
(jeweils SEQ ID Nr. 3 und 4) wurden verwendet, um das H-Ketten-Fragment zu
amplifizieren, das in einem Plasmid enthalten ist, das pTet8 genannt
wird; PCR-Primer c (enthaltend eine BglII-Spaltstelle) und d (enthaltend sowohl
eine HindIII- als auch eine SalI-Spaltstelle) (jeweils SEQ ID Nr.
5 und 6) wurden verwendet, um das H-Ketten-Fragment zu amplifizieren,
das in einem Plasmid enthalten ist, das pTet14 genannt wird. Die
Nucleotidsequenzen dieser Primer wurden nachfolgend bereitgestellt,
wobei die Restriktionsstellen unterstrichen sind.
-
SEQ ID Nr. 3
-
- AATAGATCTAGATCATTAACAGATTTAGGA
(a)
-
SEQ ID Nr. 4
-
- TTCTAAAGATCTATACATTTGATAACT
(b)
-
SEQ ID Nr. 5
-
- ATGTATAGATCTTTAGAATATCAAGTA
(c)
-
SEQ ID Nr. 6
-
- ATCGATAAGCTTTTATCAGTCGACCCAACAATCCAGATTTTTAGA
(d)
-
Der
PCR-Amplifizierung und der Gelreinigung der amplifizierten H-Ketten-Fragmente
folgend, wurde jedes Fragment mit BglII verdaut und ligiert, um
die vollständige
N-terminale Hälfte
des codierenden Bereichs der H-Kette zu ergeben. Dieses Legierungsprodukt
wurde anschließend
mit XbaI und HindIII verdaut und in die Mehrfachklonierungsstelle
von pMAL-c2-T subkloniert (das Plasmid wird auch mit XbaI und HindIII
geschnitten), die sich stromabwärts
des codierenden Bereichs für
MBP und der Faktor Xa-Stelle befindet. pMAL-c2 ist ein im Handel
erhältlicher
Vektor, der dem Fachmann bekannt ist. Das resultierende Plasmid
heißt pMAL-HN.
-
Der
gesamte codierende Bereich der H-Kette wurde wie folgt zusammengeführt. Das
pMAL-HN-Plasmid wurde mit SacI und SalI
verdaut, um das DNA-Fragment zu ergeben, das den N-Terminus der
H-Kette codiert. Das Plasmid pTet215 wurde mit SalI und BamHI verdaut,
um das DNA-Fragment zu ergeben, das den Carboxylterminus der H-Kette
codiert. Der Vektor pMAL-c2-t wurde mit SacI und BamHI verdaut und
an die verdauten H-Ketten-Fragmente ligiert, die wegen der Verwendung
von bestimmten Endonucleasen in der richtigen Richtung zusammengeführt werden.
Das resultierende Plasmid ist pMAL-HC.
-
Die
DNA-Fragmente, die die H- und L-Ketten codieren (einschließlich Ala234 L-Kette) wurden geschnitten und direkt
aus pMAL-LC oder pMALE234A und pMAL-HC-Konstrukten gereinigt und
in den modifizierten pTrcHisA-Vektor, der oben beschrieben ist,
subkloniert. Die H-Kette wurde zunächst in dem modifizierten Vektor
an die BamHI-Stelle, unmittelbar stromabwärts der EK-Stelle, ligiert
und das resultierende Plasmid wurde Gel-gereinigt. Dem Verdau dieses
Plasmids mit HindIII und SalI folgend wurde die L-Kette an der Position,
unmittelbar stromaufwärts
der EK-Spaltstelle ligiert.
-
Das
resultierende Plasmidkonstrukt enthält die Nucleotidsequenz, die
das einkettige Toxinprotein codiert, umfassend (vom Amino- bis Carboxylterminus):
sechs Histidinreste (die His-Markierung), gefolgt von der L-Kette,
einer Enterokinase-Spaltstelle, und der H-Kette. Die translatierte
Verbindung zwischen den L- und H-Ketten, enthaltend die EK-Spaltstelle
(DDDDK), ist unten gezeigt (in der Richtung vom N-Terminus zum C-Terminus)
und in 1.
-
-
Um
die Expression der beiden Ketten als eine Einheit zu ermöglichen,
wurde eine Nucleotidsequenz, umfassend ein Stop-Codon, das an dem 3'-Ende der L-Ketten codierenden Sequenz
in pMAL-LC vorkommt, durch ortsspezifische Mutagenese unter Verwendung
von zwei Primern (SEQ ID Nr. 8 und 9) entfernt, wodurch ein einzelner
Leserahmen, enthaltend sowohl die H- als auch die L-Kette, erhalten wurde.
-
-
-
Das
resultierende Konstrukt auf pTrcHisA-Basis wurde in den E. coli-Stamm
JM109 durch Hitzeschock unter Verwendung des Verfahrens von Hanahan
transformiert und die transformierten Kolonien wurden auf Luria
Agarplatten, enthaltend 100 μg/ml
Ampicillin, isoliert. Die Plasmide wurden aus diesen Transformanten
gereinigt und die Insertionen wurden durch analytischen Restriktions-Endonuclease-Verdau
und Agarosegel-Elektrophorese
bestätigt.
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Beispiel 2
-
Expression und physikalische
Charakterisierung von einkettigem TeTx
-
Die
Expression des einkettigen TeTx-Konstruktes auf pTrcHisA-Basis (unter Kontrolle
eines Hybrid trp/lac Promotors) wurde durch Zugabe von 1 mM IPTG
(Isopropylthio-galactopyranosid) zu einer konfluenten Kultur eines
beispielhaften transformanten Klons in 200 ml Luriabrühe, enthaltend
100 μg/ml
Ampicillin, induziert und weiter bei 37°C 16 Stunden vor der Zellernte
durch Zentrifugierung inkubiert.
-
Die
Zellpellets wurden wieder in 30 ml Puffer A (20 mM Na2PO4, 500 mM NaCl (pH 7,8)) suspendiert, durch
Ultrabeschallung bei 4°C
anschließend
unter Verwendung von 10-Sekunden-Bursts bei einer mittleren Einstellung
lysiert. Unlösliche
Trümmer
wurden durch Zentrifugierung bei 9.000 × U 30 min. bei 4°C entfernt und
der Überstand
durch Zentrifugierung zurückgewonnen.
-
Der Überstand,
enthaltend jedes einkettige Konstrukt, wurde 20 min. bei 22°C mit 2 ml
Nickel-Eisenharz (Invitrogen Corp.) mittels Affinitätsreinigung
durch Chelatbildung zwischen den Histidinresten am Aminoterminus
des einkettigen Toxinmoleküls
und dem Nickel inkubiert. Die Harze wurden anschließend auf
Minisäulen
geladen und mit 200 ml Waschpuffer (20 mM Na2PO4, 500 mM NaCl (pH 6,0)) gewaschen, um nicht spezifisch
gebundenes Material zu entfernen; die rekombinanten einkettigen
Proteine wurden in 0,5 ml Fraktionen mit 8-15 ml 100 mM Imidazol
in Puffer A eluiert. Die Konzentration der eluierten Einzelketten
wurde durch die Bradford's
Protein-Untersuchung
(Bio-Rad Laboratories) gemessen; ungefähr 1 Milligramm des Fusionsproteins
wurde gewonnen.
-
Beispiel 3
-
SDS-PAGE und Westernblot-Untersuchung
der rekombinanten Einzelkette TeTx
-
Die
einkettigen TeTx-Konstrukte wurden in Luriabrühe, enthaltend Ampicillin,
bei 37°C
wachsen gelassen und Aliquote sowohl vor als auch nach der Induktion
der Proteinexpression mit IPTG entnommen. Rohe Zellextrakte wurden
für die
SDS-PAGE durch Verdünnen
in Probenpuffer unter reduzierenden Bedingungen in der Gegenwart
von β-Mercaptoethanol
(BME) hergestellt. Der SDS-PAGE-Elektrophorese folgend, wurden die getrennten
Proteine wie folgt Western-geblottet: Die Proteine wurden elektrophoretisch
auf eine Polyvinylidendifluorid (PVDF)-Membran unter Verwendung
von Standardverfahren übertragen
(siehe z. B. Sambrook et al., Molecular Cloning, A Laboratory Manual
(2. Ausg. Cold Spring Harbor Laboratory Press 1989), das hier in
seiner Gesamtheit durch Bezugnahme eingeschlossen ist); die Membran
behandelt, um Hintergrund-Ig-Bindung zu verringern und anschließend unter
Verwendung eines Anti-His6-Antikörpers sondiert,
unter Verwendung eines alkalischen Phosphase-konjugierten sekundären Antikörpers danach
nachgewiesen und mit einem 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-phosphat/nitroblautetrazolsubstrat
entwickelt.
-
Wie
in den Bahnen 1 und 2 der 2A gezeigt,
ergab der Westernblot keine nachweisbare TeTx-Expression vor der
Induktion der Proteinsynthese, im Gegensatz dazu offenbarte sich
eine einzelne Bande mit einem Molekulargewicht von ungefähr 150 kDa
in den Aliquoten, die nach der Proteininduktion entnommen wurden
(siehe Bahnen 3 und 4). In 2A sind
die Bahnen 1 und 3 das WT-Konstrukt der leichten Kette und die Bahnen
2 und 4 enthalten das mutante E234A-Konstrukt.
-
2B ist
ein Westernblot der IPTG-induzierten Zellextrakte aus Zellen, die
mit dem E234A-Konstrukt transformiert sind. Bedeutsam ist, dass
keine sichtbaren proteolytischen Spaltprodukte der leichten Kette
mit niedrigerem Molekulargewicht beobachtet wurden, ein Beweis für die relative
Stabilität
des einkettigen Toxins nach der Expression und Reinigung.
-
3 zeigt die Ergebnisse eines zweiten Experimentes,
bei dem Affinitäts-gereinigtes
rekombinantes einkettiges (SC) TeTx mit Enterokinase wie folgt geschnitten
wird. 30 μg
gereinigtes einkettiges Toxin wurden mit 1 Einheit Enterokinase
in einer Lösung,
enthaltend 50 mM Tris-Hcl (pH 8,0), 1 mM CaCl2 und
0,1 % Tween-20 (v/v) inkubiert. Als Kontrolle wurde das rekombinante
Protein in der gleichen Reaktionsmischung, enthaltend kein EK, inkubiert.
Diese Proben plus eine Aliquote von nativem (nicht-rekombinantem)
TeTx wurden der SDS-PAGE in einem 8 % Polyacrylamidgel unter entweder
reduzierenden (+BME) oder nicht reduzierenden (-BME) Bedingungen
unterworfen. Das resultierende Gel wurde sowohl als Westernblot
als auch bei dem nachfolgenden Nachweis unter Verwendung von Anti-H-Ketten-Antikörpern (3B)
und durch direkte Färbung
mit Coomassie-Blau (3A) verwendet.
-
Wie
in 3 angezeigt, migrieren unter nicht
reduzierenden Bedingungen alle drei Proben (Natives TeTx (Bahn 1),
rekombinantes geschnittenes Toxin (Bahn 2) und durch Enterokinase
geschnittenes rekombinantes Toxin (Bahn 3)) als Dublette (anscheinend
unterschiedliche Konformationsisomere, die sich in einer einzelnen
Bande durch Induktion auflösen)
mit im Wesentlichen nicht unterscheidbaren anscheinenden Molekulargewichten
von ungefähr
150 kDa. Das nicht-reduzierende
Gel bestätigt,
dass 1) hohe Expressionsmengen erhalten werden, 2) die Disulfidbindungen,
die die leichten und schweren Ketten verbinden, vollständig formiert
werden und 3) das rekombinante einkettige Toxin nicht bemerkbarem
proteolytischem Abbau unterliegen.
-
Im
Gegensatz dazu ergeben unter reduzierenden Bedingungen Wildtyp-
und geschnittenes rekombinantes Toxin eine H-Kette mit einem Molekulargewicht
von ungefähr
100 kDa durch sowohl Westernblot als auch Coomassie-Färbung. Zusätzlich zeigen beide
dieser Proben in dem Coomassie-gefärbten Gel eine niedrigere Molekulargewichtsart
von ungefähr
50 kDa, die der L-Kette entspricht. Die Wildtyp-L-Kette migriert
mit einem niedrigeren anscheinenden Molekulargewicht als die rekombinante
L-Kette, die 22 zusätzlich
Aminosäurereste
wegen der Gegenwart der His6-Komponente
und einen modifizierten EK-Spaltstelle enthaltenden Verbindungsbereich
der Zwischenkette aufweist. Das ungeschnittene rekombinante Toxin
(Bahn 3) migriert als einzelne Bande mit einem anscheinenden Molekulargewicht
von ungefähr
150 kDa. Zu bemerken ist, dass kein ungeschnittenes Toxin in Bahn
3 zu beobachten ist, was auf die Wirksamkeit der Enterokinasebehandlung hinweist.
-
Beispiel 4
-
In vitro Toxin-induzierte
Paralyse durch rekombinantes einkettiges TeTx
-
Die
biologische Aktivität
von rekombinantem TeTx wurde außerdem
untersucht und mit dem Wildtyp-Toxin unter Verwendung von phrenischen
Nerven-Hemidiaphragma verglichen, da natives Toxin dafür bekannt
ist, neuromuskuläre
Paralyse zu verursachen, obgleich bei höheren Konzentrationen als die
die im CNS wirken. Für
dieses Experiment wurden linke phrenische Nervendiaphragma der Maus
aus der Maus (T/O-Stamm, 4 Wochen alt und ~20 g Gewicht) seziert
und sofort in ein geschlossenes Zirkulations-Superfusionssystem,
enthaltend 10 ml Krebs-Ringer-Lösung
(118 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 1,2 mM MgSO
4,
2,5 mM CaCl
2, 23,8 mM NaHCO
4,
1,2 mM KH
2PO
4, 11,7
mM Glucose (pH 7,4)), aufbebrodelt mit 95 % O
2 und
5 % CO
2 und ergänzt mit 0,1 % (w/v) Rinderserumalbumin,
um nichtspezifische Adsorption der Toxine zu verringern (Li et al.,
Biochemistry 33: 7014-7020 (1994)). Die Hemidiaphragmata wurden
in einem Bad, das 10 ml Krebs-Ringer-Puffer enthält bei 37°C 10 Minuten gehalten, bevor
sie 4 oder 10 nM nativen TeTx (
und ∇, jeweils)
oder 10 nM geschnittenem rekombinantem TeTx
oder
10 nM ungeschnittenem rekombinantem TeTx (❍), jeweils ausgesetzt wurden
(siehe
4).
-
Muskelspannung
wurde durch supra-maximale Stimulierung der phrenischen Nerven mit
bipolaren Elektroden ausgelöst
und über
ein Kraftaustauscher-Transducer (Lectromed, UK), der an einen Amplizierer und
ein Computersystem (MacLab, AD Instruments, UK) verbunden ist, aufgezeichnet.
Parameter der Nervenstimulierung waren 0,2 Hz Rechteckwellen von
0,1 msek. Dauer mit 1,5-2,5 V Amplitude. Toxin-induzierte Paralyse
der neuromuskulären
Transmission wurde als Zeit, die für die Nerven ausgelöste Muskelkontraktion
erforderlich ist, um auf 10 % (90 % Reduktion) des Ursprungswertes
abzusinken, quantifiziert.
-
Wie
in 4 gezeigt, wurde festgestellt, dass bei dem Blockieren
von Nerven-induzierter Muskelspannung 10 nM rekombinantes geschnittenes
TeTx so wirksam ist wie 10 nM natives Toxin, wobei die Präparate eine
90 % Reduktion der Muskelspannung in ungefähr 170 Minuten ergaben. Dieses
neue TeTx-Präparat,
das in E. coli in großen
Mengen als einkettiges aktivierbares Polypeptid exprimiert und durch
einen einfachen Affinitäts-Chromatographieschritt
gereinigt wird, erwies sich hinsichtlich aller untersuchten Kriterien
folglich als vollständig
aktiv.
-
Im
Gegensatz dazu erforderten 10 nM des ungeschnittenen TeTx-Präparats ungefähr zweimal
solange, um die Muskelspannung zu verringern und war ungefähr so aktiv
wie 4 nM Wildtyp-TeTx. Als Kontrolle wurde festgestellt, dass Hemidiaphragmata,
die mit KR-Puffer inkubiert wurden, wobei eine kleine Menge Enterokinase
in den experimentellen Proben vorhanden war, eine negierbare Verringerung
der Muskelspannung über 5
Stunden zeigten.
-
Folglich
weist dieses Experiment darauf hin, dass das ungeschnittene TeTx
beträchtlich
weniger toxisch ist als entweder das Wildtyp- oder rekombinante
geschnittene Protein in vitro.
-
Beispiel 5
-
Weitere Modifizierung
des einkettigen TeTx, um proteolytische Spaltstellen zu entfernen,
wobei die Toxizität von
ungeschnittenem rekombinantem Toxin verringert wird.
-
Obgleich
die ungeschnittene rekombinante einkettige TeTx-Form verringerte
Toxizität
entfaltet im Vergleich zu der geschnittenen Form, entsteht die Rest-Toxinaktivität durch
Aktivierung des Toxins mittels zusätzlicher Proteasen in vivo.
Um diese Möglichkeit
zu untersuchen, wurden Stellen in dem einkettigen Toxinmolekül, das für proteolytische
Spaltung durch Trypsin und Arg C-Protease empfänglich ist, durch Inkubation
von einkettigem TeTx mit diesen Enzymen wie folgt identifiziert.
50 μg rekombinantes
einkettiges TeTx wurden mit 4 μg
Arg-C bei 37°C
4 h, 0,1 μg
Trypsin bei 37°C
0,5 h oder Puffer ohne Protease als Kontrolle inkubiert. Diese Reaktionen
wurden durch Addition von SDS-PAGE Probenpuffer, enthaltend 0,1
% SDS, beendet, gefolgt von 5 minütigem Kochen, anschließend wurden
die Proben SDS-PAGE unterworfen, gefolgt von einer elektrophoretischen
Westernübertragung
auf eine Polyvinylidendifluorid (PVDF)-Membran. Die Membran wurde
mit IgG, der für
das His6-Markierung spezifisch ist, geblottet
und unter Verwendung eines Meerrettich-Peroxidase-Färbungssystems nachgewiesen.
-
Wie
in 5 gezeigt, ergab der Westernblot, dass Trypsin
und Arg C-Protease ein L-Ketten (und folglich ein H-Ketten)-Fragment der gleichen
Größe ergaben.
Die Übertragung
eines Duplikatgels wurde auf Protein mit Ponceau-Rot gefärbt und
die H-Ketten-Bande von ungefähr
einem Molekulargewicht von 100 kDa aus jeder Bahn herausgeschnitten
und durch N-terminales Sequenzieren untersucht.
-
In
dem rekombinanten einkettigen TeTx sind die LC und HC durch 17 Aminosäuren (GEKLYDDDDKDRWGSSR)
verbunden, gefolgt von dem Anfang der H-Ketten-Sequenz (SLTDLGGEL...).
N-terminales Aminosäure-Sequenzieren
des größeren von
sowohl Trypsin als auch Arg C-Protease erzeugten Fragmentes ergab,
dass die ersten 5 Aminosäuren
des 100 kDa Trypsin und Arg C-Protease-Spaltproduktproteins
SLTDL sind; folglich scheint es, dass diese Proteasen das einkettige
Toxin zwischen der R-S-Bindung spalten (siehe 1),
um die H-Kette und die L-Kette, enthaltend den EK-Linker an seinem
C-Terminus, freizusetzen, wobei diese Variante ein zweikettiges
Toxin ergab, das im Wesentlichen identisch mit dem geschnittenen
Toxin ist.
-
Das
Arginin am Carboxy-Terminus der EK-Linkersequenz wurde durch ortsspezifische
Mutagenese zu einem Glycin (R496G) mutiert, und das resultierende
einkettige Toxin-Polypeptid wurde wie oben exprimiert und gereinigt.
-
Die
Titrierung von 6 μg
des mutierten einkettigen (WT LC) R496G Toxins und von SC TeTx,
dem eine solche Mutation fehlt, gegen 0, 0,01, 0,1, 1, 10 μg/ml Trypsin,
gefolgt von SDS-PAGE und Färbung
mit Coomassie-Brilliant-Blau ergab das in 6 gezeigte
Spaltmuster. Wie daraus zu ersehen ist, sind beide einkettigen Moleküle empfänglich für Trypsinspaltung,
die R496G-Mutante ergab jedoch weniger Fragmente als das SC-Toxin,
das nicht eine Mutation im Schleifenbereich zwischen den Ketten
enthält.
Obwohl drei Trypsinpeptidbanden deutlich in der Nähe der Bande
der leichten Kette durch Trypsinspaltung von SC WT-Toxin zu beobachten
sind, werden z. B. nur zwei solche Banden in den Aufschlussprodukten
erkannt.
-
Die
Tatsache, dass verbleibende Trypsinstellen in dem R496G-Mutanten SC-Toxin
existieren, begründet
wahrscheinlich die Tatsache, dass diese Mutante das Herabsetzen
der Toxizität
im Vergleich zu dem ungeschnittenen SC-Toxin auslöst; beide Präparate ergeben ähnliche
Werte bei der Maussterblichkeit und den oben beschriebenen neuromuskulären Paralyseuntersuchungen.
-
Ein
unterschiedliches Assay-System wurde verwendet, um Neurotoxinaktivität gegen
CNS-Neurone, Zellen, die naturgemäß durch TeTx beeinflusst sind,
zu messen. Die verwendeten Zellen waren Kleinhirnneuronen, wobei
diese Zellen aus dem Kleinhirn von 7 Tage alten Ratten dissoziiert
wurden. Neuronen wurden auf 1-2 × 106/ml
in Medium, bestehend aus 3 Teilen Basal-Eagle-Medium und 1 Teil
eines Puffers, bestehend aus 40 mM HEPES-NaOH (pH 7,3), 78,4 mM
KCl, 37,6 mM D-Glucose, 2,8 mM CaCl2, 1,6
mM MgSO4 und 1,0 mM NaH2PO4, sowie 1 × N2-Zusatz, 1,0 mM L-Glutamin,
60 Einheiten/ml Penicillin, 60 μg/ml
Streptomycin und 5 % (V/V) dialysiertes Pferdeserum suspendiert.
Ein Milliliter dieser Zellsuspension wurde zu Poly-D-Lysin-beschichteten
Vertiefungen mit einem Durchmesser von 22 mm gegeben. Cytosin β-D-Arabinofuranosid
(Ara-C, 40 μM)
wurde nach 20-24 Stunden in 5 % (V/V) Co2-Kultur gegeben und
die Neuronen wurden durch wöchentliches
Austauschen des oben aufgeführten
Mediums, enthaltend 40 μM
Ara-C beibehalten.
-
Bei
jeder Untersuchung wurden Neuronen mindestens 10 Tage in vitro kultiviert,
viermal mit O2-vergastem Krebs-Ringer HEPES-Puffer
(KRH, mM: 20 HEPES.NaOH pH 7,4, 128 NaCl, 5 KCl 1 NaH2PO4, 1,4 CaCl2, 1,2
mM MgSO4, 10 D-Glucose und 0,05 mg/ml BSA)
gewaschen und 0,5 ml des letzteren Puffers, enthaltend 0,25 μCi/ml [14C]-Glutamin
(d. h. der Glutamatvorläufer)
wurden zugegeben.
-
Alle
Schritte wurden bei 37°C
durchgeführt.
Nach einer 45-minütigen
Markierungsdauer wurde das Medium entfernt und die Neuronen viermal
wie zuvor gewaschen. Kontrollneurone und Toxin-behandelte Neurone
wurden 5 Minuten bei 37°C
in KRH-Puffer, enthaltend
entweder 1,4 mM Ca2+ oder 0,5 mM EGTA (d.
h. um die CA2+-unabhängige Freigabe zu beurteilen), inkubiert;
Aliquote wurden anschließend
entfernt und zur Untersuchung des [14C]-Glutamatgehaltes
durch Scintillationszählen
aufbewahrt. Sofort nach dem Entfernen des obigen Basismediums wurden
ein modifizierter KRH-Puffer, enthaltend 50 mM KCL (enthaltend einen niedrigeren
NaCl-Gehalt von
83 mM, um ein normales osmotisches Potenzial beizubehalten) und
entweder 1,4 Ca2+ oder 0,5 mM EGTA für eine 5-minütige Stimulierungsdauer
zugegeben. Letztlich wurden die Neuronen mit 20 mM EGTA.NaOH pH
7,5, enthaltend 1 % (g/v) SDS, aufgelöst und mit Aliquoten-Scintillationszählung durchgeführt, um
deren verbleibende radioaktive Mengen zu berechnen. Die Mengen von 14C-Glutamat in Basis- und stimulierten Proben
wurden als Prozentwerte im Verhältnis
zu der berechneten Gesamtzellmenge ausgedrückt. Die prozentualen [14C]-Glutamatmengen in EGTA-enthaltendem
Puffer wurden von den Werten abgezogen, die bei Ca2+-enthaltenden Proben
erfasst wurden, um die maßgebliche
Ca2+-abhängige Komponente
der Freigabe zu berechnen und wiederum die späteren Basisablesungen wurden
von den Werten subtrahiert, die für 50 mM KCl-Proben erhalten
wurden, um die K+-hervorgerufene Ca2+-abhängige
Komponente der Glutamatfreigabe zu ergeben.
-
8 stellt
die Fähigkeit
von rekombinantem Toxin dar, die Neurotransmitterfreigabe zu inhibieren. Kleinhirnneuronen,
die in vitro 10 Tage aufbewahrt wurden, wurden zweimal mit eiskaltem
KRH-Puffer, enthaltend 5 mM Mg
2+ und 0,5
mM Ca
2+ gewaschen, anschließend in
diesem Puffer-spezifischen Konzentrationen ausgesetzt von
und
ausgefüllt
nativem TeTx (❍)
EK-geschnittenem TeTx R496G,
einkettigem,
geschnittenen TeTx oder (∇)
EK-geschnittenem TeTx E234A 60 min. bei 4°C (siehe
8). Natives
TeTx (0,2 nM) wurde anschließend
zu den spezifizierten Vertiefungen gegeben und nach weiteren 30
Minuten wurden die Neuronen dreimal mit eiskaltem KRH-Puffer gewaschen
und anschließend
30 min. bei 37°C
inkubiert. Die darauf folende Untersuchung der K
+-ausgelösten Ca
2+-abhängigen
Neurotransmitterfreigabe wurde, wie oben detailliert ausgeführt, durchgeführt. Die
Ergebnisse dieser Untersuchung sind in
8 gezeigt.
-
Wenn
Kleinhirnneuronen geschnittenem TeTx ausgesetzt wurden, wurde eine
Dosis-abhängige
Inhibierung der Ca2+-abhängigen Transmitterfreigabe
mit einer Potenz, die ähnlich
zu der von nativem Toxin ist, festgestellt. Geschnittenes SC TeTx,
sowohl WT als auch R496G, ergaben in diesem Assay ähnliche
Werte. Obwohl die Toxinaktivität
in dem ungeschnittenen einkettigen Molekül durch die Entfernung einer
einzelnen Trypsin-Spaltstelle nicht aufgehoben ist, ist folglich
die Entfernung zusätzlicher
solcher Spaltstellen in Bereichen des einkettigen Toxins realisierbar,
um eine aktivierbare einkettige Proform des Toxins zu erlangen,
das noch geringere Toxizität
entfaltet, außer
wenn es in vitro aktiviert wird, wenn seine vollständige Aktivität erreicht werden
kann.
-
Beispiel 7
-
Protease-defiziente TeTx-Mutante
antagonisiert die Wirkungen von TeTx auf peripheren und Zentralneuronen
-
Tabelle
1 zeigt die tabellarisierten Ergebnisse der angezeigten TeTx-Konstrukte,
die in drei Untersuchungen der Toxinaktivität getestet wurden: Fähigkeit,
das HV62-Peptid zu spalten (das nur die proteolytische Aktivität bemisst):
neuromuskuläre
Paralyse (eine Angabe der Fähigkeit
der Toxinmoleküle,
in die Zelle einzutreten und infolgedessen die Neurotransmitterfreigabe
zu inhibieren), und Maussterblichkeit durch intraperitoneale Injektion
der verschiedenen Toxinkonstrukte. Die ersten beiden dieser Untersuchungen
wurden, wie oben beschrieben, durchgeführt.
-
Die
Untersuchung der Maussterblichkeit wurde im Wesentlichen wie folgt
durchgeführt:
Proben von rekombinant gereinigtem einkettigem TeTx, der R496G-Mutante
von TeTx und der E234A-Mutante
von TeTx wurden jeweils in zwei Aliquote unterteilt und jede Aliquote
mit Enterokinase behandelt, um das Toxin zu schneiden. Alle Proben
wurden serienmäßig in 50
mM Phosphatpuffer (pH 7,0), 150 mM NaCl und 0,25 % (w/v) Rinderserumalbumin
(BSA) verdünnt,
und die Toxinpräparate
wurden intraperitoneal in Mäuse
injiziert.
-
Wie
in Tabelle 1 gezeigt, waren die nativen und geschnittenen TeTx-Präparate in
der Untersuchung der Maussterblichkeit vergleichbar aktiv, mit einem
LD50 von ungefähr 1 × 108/mg.
Das ungeschnittene rekombinante Toxin und die ungeschnittene R496G-Mutante
waren beide ungefähr
halb so aktiv. Letztlich erwies sich das geschnittene E234A proteolytisch
inaktive Toxin weniger als 5 × 107-fach weniger aktiv.
-
-
- a Anfangsgeschwindigkeiten der Paralyse
wurden gemessen unter Verwendung des Verfahrens auf RP-HPLC-Basis,
das von Foran et al. (1994) detailliert beschrieben wurde. Inkubationen
mit 15 μM
eines synthetischen Peptids, entsprechend den Resten 33 bis 94 von
humanem VAMP-2 (HV62) wurden bei 37°C in 50 mM HEPES.NaOH, pH 7,5,
enthaltend 2 mM DTT 0,2 mg.ml-1 BSA und
50 μM ZnCl2 unter Verwendung von geeigneten Konzentrationen
jedes reduzierten Toxinpräparats,
die erforderlich ist, um 10-15 % des Substrats während einer Dauer von 30 min.
zu proteolysieren, durchgeführt.
Die Daten sind Mittelwerte (± Standardabweichung:
n=4).
- b LD50 ist die
Toxinmenge, die 50 % der injizierten Mäuse innerhalb von 4 Tagen tötet.
- c Toxinpräparate wurden mit EK (1 Einheit/30 μg) bei 22°C 1 h geschnitten.
- d Dieser v0-Wert
stellt die Nachweisgrenzen des RP-HPC-Tests dar; keine HV62-Proteolyse wurde
bei anhaltenden Inkubationen beobachtet.
-
Gereinigtes
SC E234A TeTx, bei dem das katalytische E an Position 234 durch
ein A ausgetauscht wurde, zeigte keine nachweisbare Proteolyse eines
Peptids, enthaltend die Reste 33 bis 94 von humanem VAMP-2 (genannt
HV62), entweder vor oder nach dem Schneiden mit EK. Folglich zeigte
sich das geschnittene TeTx E234A frei von Toxizität in Mäusen und
ohne Fähigkeit,
die Transmitterfreigabe an der neuromuskulären Verbindungsstelle oder
aus Kleinhirnneuronen zu inhibieren.
-
Bedeutend
ist jedoch, dass diesem mutanten Toxin die Fähigkeit bleibt, an die Oberflächenrezeptoren auf
peripheren und Zentralneuronen zu binden. Die Vor-Inkubation von
Kleinhirnneuronen mit geschnittenem (10-60 nM) oder ungeschnittenem
(7-40 nM) TeTx E234A bei 4°C,
gefolgt von der Zugabe von 0,2 nM nativem Toxin antagonisierte die
native Toxininhibierung der Transmitterfreigabe bei 37°C in ähnlichem
Ausmaß (7).
-
Wie
in 9 dargestellt, verlängerte sich die Zeit, die gebraucht
wird, um neuromuskuläre
Paralyse zu bewirken, wenn Mäusediaphragma
100 nM TeTx E234A bei 4°C
60 min. vor der Zugabe von 1 nM nativem Toxin ausgesetzt werden.
-
Hemidiaphragma
des Phrenikus der Maus wurde in KR bei 37°C mit 20 nM rekombinantem TeTx E234A
(∇) inkubiert,
während
der Stimulierung der Nerven (0,2 Hz, 1,5-2,5 V) und Aufzeichnen
der Muskelspannung. Zur Überprüfung der
Competition wurden Hemidiaphragmata 60 min. bei 4°C mit MKR,
enthaltend 0,1 % BAS allein (☐) oder das Letztere 100 nM
geschnittenem TeTx E234A (❍)
vor der Zugabe von 1 nM nativem TeTx inkubiert. Nach 30-minütiger Aussetzung
des Letzteren wurden die Gewebe dreimal mit MKR und zweimal mit
KR gewaschen. Die Temperatur wurde auf 37°C angehoben und die Nerven stimuliert,
wobei die ausgelöste
Muskelzuckung, wie oben ausgeführt,
aufgezeichnet wurde. Die sichtbare Competition der Toxinbindung
durch die Mutante, die bei beiden Geweben beobachtet wurde, verdeutlicht,
dass das rekombinante zweikettige TeTx wesentlich höhere Affinität für die Zelloberflächenrezeptoren
entfaltet als die schwere Kette oder Hc von
TeTx allein. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Konformation
des rekombinanten zweikettigen TeTx hohe Affinität an den Zelloberflächenrezeptor
aufweist.
-
Darüber hinaus
und sehr bezeichnend zeigen diese Daten, dass rekombinante Moleküle gemäß den erfindungsgemäßen Verfahren
der vorliegenden Meldung erzeugt werden können, die spezifische Bindung
für den
gleichen zellulären
Rezeptor wie TeTx aufweisen. Solche Moleküle können, wie die E234A-Mutante, als Toxinmoleküle jedoch
inaktiv sein, behalten aber die Fähigkeit bei, von der Zielzelle
aufgenommen zu werden, folglich dienen sie als potentielle Transportermoleküle.
-
Beispiel 8
-
Expression von einkettigem
BoNT/A
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Unter
Verwendung von Verfahren, die ähnlich
zu den oben beschriebenen sind, wurden DNA-Fragmente, enthaltend
Neurotoxin H- und L-Ketten des BoNT Subtyps A, zusammen ligiert,
wobei sie durch die EK-Spaltstelle voneinander getrennt sind. Diese
einkettige Toxin kodierende Sequenz wurde in eine Vielzahl von Expressionsvektoren,
enthaltend unterschiedliche N-terminale Sequenzen und Promotoren
eingeführt, wie
unten in Tabelle 2 gezeigt.
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Die „Fusionsmarkierungen" umfassen jeweils
ein Mitglied eines spezifischen Bindungskomplexes als Reinigungshilfe
und um die Löslichkeit
und Stabilität
des exprimierten Proteins zu verbessern. Diese Plasmide wurden in
die E. coli-Stämme,
die in Tabelle 2 angezeigt sind, transformiert, und die Expression
des einkettigen Toxins wurde aufgezeichnet.
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In
einem weiteren Experiment wurde das einkettige BoNT/A-Konstrukt in das
Plasmid pMAL-c2 zwischen den BamHI und HindIII-Restriktionsstellen
eingeführt,
was zu einer codierenden Sequenz für ein Fusionsprotein führt, das
das Maltose-Bindungsprotein am N-Terminus enthält, gefolgt von einer Faktor
Xa-Spaltstelle. Transformante JM 109 Kolonien wurden in Luriabrühe, enthaltend
Ampicillin, ausgewählt,
die Expression wurde durch IPTG auf eine Endkonzentration von 0,3
mM induziert. Wie im Fall des TeTx-Konstruktes, wurden Aliquote
der Zellkultur vor und nach der Induktion gesammelt, die Zellen
durch Beschallung in jeder Probe lysiert, und der Überstand
unter sowohl reduzierenden als auch nicht reduzierenden Bedingungen
für die SDS-PAGE
aufbereitet. Nach der Elektrophorese zum Trennen der Proteine gemäß deren
anscheinendem Molekulargewicht wurde das Gel einem Westernblot unter
Verwendung eines Antikörpers,
der gegen die H-Kette von BoNT/A gerichtet ist, unterworfen. Der
Westernblot ergab das Auftreten einer immunologisch reaktiven einkettigen
Toxinbande mit einem anscheinenden Molekulargewicht von ungefähr 200 kDa.
Weitere Modifizierungen des einkettigen BoNT-Molekü1s, um zufällige Protease-Spaltstellen
zu beseitigen (ähnlich
zu solchen Modifizierungen, die an der TeTx-Stelle, die gegen Trypsin
und Arg C-Protease unbeständig
ist, wie oben beschrieben) führt
zu einer noch höheren
Stabilität
des einkettigen BoNT/A-Moleküls.
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Beispiel 9
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Herstellung eines Plasmid-Vektors,
der BoNT/E exprimiert
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Ein
Plasmid, das eine einkettige rekombinante Version des Neurotoxins
vom Clostridium botulinum Subtyp E (Stamm Beluga) (BoNT/E) exprimiert,
wurde wie folgt hergestellt. PCR-Primer wurden auf Basis der cDNA-Sequenz
des BoNT/E-Neurtoxins der EMBL-Datenbank (GenBank Hinterlegungs-Nr.
X62089) entworfen. Diese Nucleotidsequenz ist hier als Sequenz ID
Nr. 10 dargestellt.
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Der
Vorwärts-Primer
hatte die folgende Nucleotidbasensequenz:
wobei
die BamHI-Endonuclease-Stelle unterstrichen ist und die Sequenz
der leichten Kette, minus dem Start-Codon, fett ist. Der Umkehr-Primer
hatte die Sequenz:
wobei die PstI-Endonuclease-Stelle
unterstrichen ist, das Ende des kodierenden Bereichs der schweren
Kette fett ist, und das Stop-Codon in Kleinbuchstaben ist. Diese
Primer wurden unter Verwendung von Standard-DNA-Synthesemethodik
hergestellt.
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Die
zwei Primer wurden in einer PCR-Reaktion, enthaltend unterschiedliche
Mengen der chromosomalen DNA vom Clostridium botulinum Typ E (Stamm
Beluga) verwendet. Die PCR-Reaktion setzte eine Polymerase mit Korrekturlesungsaktivität (Pfx-DNA-Polymerase, von
Life Technology erhalten) ein, um Sequenzfehler in dem amplifizierten
Gen zu vermeiden. Die Amplifikationsreaktionsbedingungen waren wie
folgt: 30 Zyklen von: einer 45-sekundigen Denaturierung bei 95°C, gefolgt
von einem 45-sekundigen Annealing-Schritt bei 56°C, gefolgt von einer Primer-Verlängerungsreaktion
von 3 Minuten und 48 Sekunden bei 68°C.
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Das
PCR-Produkt wurde mit BamHI und HindIII verdaut, und der Verdau
der Agarosegelelktrophorese unterworfen. Die Färbung des Agarosegels mit Ethidiumbromid
ergab ein DNA-Hauptfragment von ungefähr 3,5 Kilobasen (siehe 10).
Die Bande, enthaltend dieses Fragment, wurde aus dem Gel herausgeschnitten und
die DNA aus der Agarose gereinigt und an BamHI- und HindIII-geschnittenen
Vektor pQE30 (QIAGEN) ligiert. Das resultierende ligierte Plasmid
wurde verwendet, um den E. coli-Stamm JM 109, wie oben beschrieben,
zu transformieren, und die Transformanten auf selektive LB-Agar-Platten plattiert.
Verschiedene Klone wurden gewonnen und die Gegenwart des korrekten
BoNT/E-DNA-Einsatzes durch Restriktionsverdau kontrolliert. Das
resultierende Konstrukt enthält
das BoNT/E-Gen (minus dem ersten Methionin), das an die His6-Markierung des Vektors pQE30 fusioniert
ist und enthält
2 extra Aminosäurereste
(Glycin, Serin), die durch die biotechnologisch erzeugte BamHI-Stelle
beigesteuert wurden.
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Beispiel 11
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Herstellung einer proteolytisch
inaktiven Mutante von BoNT/E durch ortsspezifische Mutagenese
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Durch
Mutieren der Glutaminsäure
an Position 212 (innerhalb der aktiven Stelle) des BoNT/E-Polypeptid-Konstruktes
zu Glutamin, wurde ein proteolytisch inaktives und nicht-toxisches einkettiges
BoNT/E-Polypeptid erhalten.
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Der
Glutaminaustausch wurde in den Vorwärtsprimer unter Verwendung
von Routine-ortsspezifischen Mutageneseverfahren eingeführt. Der
mutagene DNA-Primer hatte die Sequenz
wobei
das Codon, das Glutamin an Position 212 codiert, in Kleinbuchstaben
angezeigt ist.
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Eine
Umkehr-PCR-Reaktion wurde unter Verwendung des obigen Primers durchgeführt, zusammen mit
dem Umkehr-Primer
und Pfx DNA-Polymerase (Life
Technology) wie oben. Die PCR-Matrix war das Wildtyp-einkettige BoNT/E-Konstrukt
(pQEESCwt genannt). Die Zyclusparameter (30 Zyklen) waren wie folgt:
1) ein 45-sekundiger Denaturierungsschritt bei 95°C, 2) ein
45-sekundiger Annealschritt bei 56°C, und 3) ein 7-minütiger und 10-sekundiger
Verlängerungsschritt
bei 68°C.
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Am
Ende der Amplifikationsreaktion wurde die DNA-Matrize durch das
Restriktionsenzym DpnI verdaut, um nur die Selektion von Mutanten-Klonen
zu erlauben. Nachdem das PCR-Produkt
einer Agarosegel-Elektrophorese unterworfen wurde, wurde eine Bande
von ungefähr
7 Kilobasen entfernt und die DNA gereinigt und für die Selbstligierung in Gegenwart
von T4 DNA-Ligase (Promega) und Polynucleotidkinase (Promega) verwendet,
um Phosphorylierung des PCR-Produktes zu ermöglichen. Die Ligierungsmischung
wurde verwendet, um den E. coli-Stamm DH10B zu transformieren und
die Transformanten auf selektive Agar-Platten plattiert. Die Gegenwart
des korrekten Plasmidkonstruktes wurde in verschiedenen beispielhaften
Transformanten durch Restriktionsverdau verifiziert und die Mutation
wurde auch durch DNA-Sequenzieren
bestätigt. 11 zeigt
das Protokoll zur Herstellung des Mutanten BoNT/E-Plasmids und ein
Ethidiumbromid-gefärbtes Agarosegel
der PCR-Reaktionsmischung (Bahnen 2 und 3) gegenüber Molekulargewichtsmarkern
(Bahn 1).
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Beispiel 12
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Reinigung von einkettigem
rekombinantem BoNT/E
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Die
Gegenwart der Hisitidin-Markierung am N-Terminus des exprimierten
Proteins ermöglicht
eine Ein-Schritt-Reinigung des rekombinanten Neurotoxins durch Metallaffinitätschromatographie.
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Der
E. coli-Stamm M15 (QIAGEN) wurde zum Exprimieren des BoNT/E einkettigen
Konstruktes verwendet. Dieser Stamm trägt ein endogenes Plasmid (pREP4,
Kanamycin-resisten), enthaltend einen Bereich, der das lac Iq-Repressorgen codiert, um die Transkription
des Neurotoxingens vor der Induktion mit IPTG zu verhindern. Der
Vektor pQE30 enthält
einen T5-Bacteriophagen RNA-Polymerase-Promotor, der auch von der E.
coli-RNA-Polymerase erkannt wird.
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Eine
Kolonie von M15-Zellen, enthaltend pQEESCwt, wurde bei 37°C über Nacht
in 5 ml 2TY Medium, enthaltend 0,1 mg/ml Ampicillin, 0,025 mg/ml
Kanamycin und 0,2 % Glucose (G/V) wachsen gelassen, und die resultierende
Kultur verwendet, um 500 ml des gleichen Mediums zu impfen. Wenn
diese zweite Kultur eine optische Dichte von 0,5-0,8 bei 600 nm
erreichte, wurde IPTG auf eine Endkonzentration von 0,3 mM zugegeben
und die Kultur bei 25°C über Nacht
inkubiert, um die Expression des Neurotoxins zu ermöglichen.
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Darauf
folgende Zentrifugierung der Kultur ergab ~2,3 g nasses Zellpellet,
das in 10 ml Extraktionspuffer (20 mM HEPES pH 7,0, 300 mM NaCl,
5 mM Benzamidin, 2 μM
Pepstatin und 2 μM
E-64) wieder suspendiert. Lysozym wurde auf eine Endkonzentration
von 0,25 mg/ml zugegeben, und die Zellsuspension auf Eis 60 Minuten
inkubiert. Ungefähr
0,5 ml Glaskügelchen
(0,1 mm Durchmesser von Biospec) wurde zu der Zellsuspension gegeben,
gefolgt von 2-minütigem
Vortexen, um die Zellen aufzubrechen. Zell-freie Extrakte wurden
durch 30-minütige
Zentrifugierung bei 10.000xU und 4°C erhalten. Der Überstand
wurde mit 0,5 ml Talon® Cobalt-Metall-Affinitätsharz (Clontech),
das mit Extraktionspuffer vorgewaschen war, in einer schaukelnden Plattform
45 Minuten bei 4°C
inkubiert. Das Harz wurde anschließend auf eine wegwerfbare Chromatographiesäule geladen
und mit 10 Bettvolumen des Waschpuffers zweimal gewaschen (20 mM
HEPES pH 7,0, 300 mM NaCl, 2 mM Imidazol), bevor gebundenes Neurotoxin
in 6 Bettvolumen des Elutionspuffers (20 mM HEPES pH 7,0, 300 mM
NaCl, 150 mM Imidazol) eluiert wurde.
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Das
Eluat wurde über
Nacht bei 4°C
gegen 10 mM HEPES (pH 7,0), enthaltend 150 mM NaCl,dialysiert und
durch zentrifugale Filtrierung (MW Rückhaltung bei 10 kDa) auf eine
Endkonzentration von 1 mg/ml Protein konzentriert.
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Wie
in 12 gezeigt, wurde die Reinheit des Affinitätsgereinigten
Toxins durch SDS-PAGE unter reduzierenden Bedingungen, gefolgt von
Coomassie-Färbung
und Westernblotting, wobei der N-Terminus mit einem monoklonalen
Anti-His-Antikörper
der Maus von Quiagen (2.000-fach verdünnt) nachgewiesen wurde, dargelegt.
Erhöhte
Chemiluminescenz-Lösungen
(Santa Cruz) und Sekundär-Meerrettich-Peroxidase
der Maus (von Sigma, Affinitäts gereinigt)
wurden zum Nachweis von gebundenem Antikörper verwendet. Ungefähr 2 μg Proteinproben
wurden in jede Vertiefung geladen.
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Beispiel 13
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Trypsin-Aktivierung von
gereingtem rekombinantem BoNT/E einkettigem Polypeptid
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Gereinigte
BoNT/E einkettige Neurotoxin-Polypeptidproben wurden durch Schneiden
der einzelnen Kette mit Trypsin (1,5 μg/ml Endkonzentration) 60 Minuten
bei einer Konzentration von 1 mg Toxin/ml in 10 mM HEPES (pH 7,0),
150 mM NaCl aktiviert. Der Reaktion folgend wurde das Trypsin unter
Verwendung von 0,5 mM PMSF und 10 μg Trypsin-Inhibitor/ml inaktiviert. Die Qualität der Trypsinisierung
wurde untersucht und durch SDS-PAGE unter sowohl reduzierenden als
auch nicht reduzierenden Bedingungen verifiziert, wobei anschließend mit
Coomassie-Färbung
gefärbt
und Westernblotting des Polyacrylamidgels unter Verwendung eines
monoklonalen Anti-His-Antikörpers
der Maus (Quiagen, 2.000-fach verdünnt) und eines monoklonalen
Anti-HcIgG der Maus (26-fach verdünnt) durchgeführt wurde.
Wie in 13 gezeigt, führt das
Coomassie-gefärbte
geschnittene Protein zu zwei Banden unter reduzierenden Bedingungen,
wohingegen die schwere und leichte Kette unter nicht reduzierenden
Bedingungen Disulfid-verbunden bleiben, ähnlich wie das native Toxin. Die
Antikörper-nachgewiesene
rekombinante schwere Kette ist ungefähr identisch in Größe wie sein
Wildtyp-Clostridium-Gegenstück,
wohingegen die rekombinante leichte Kette bei einem etwas höheren Molekulargewicht
im Vergleich zum nativen Protein migriert. Das spätere Kennzeichen
ist auf die Extrareste, die durch His6-Markierung
am N-Terminus bereitgestellt werden, zurückzuführen.
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Beispiel 14
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Rekombinantes BoNT/E ist
proteolytisch aktiv
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Stammlösungen (1 μM) des nativen
geschnittenen BoNT/E-Toxins, ungeschnittenem einkettigem rekombinanten
Toxin, geschnittenem zweikettigen rekombinanten Toxin und geschnittener
Mutante (E212Q) BoNT/E wurden in HEPES-gepufferter Kochsalzlösung (HBS,
150 mM NaCl, 10 mM HEPES, pH 7,4, 10 μg/ml BSA) hergestellt. Diese
Proben wurden 30 Minuten bei 37°C
in der Abwesenheit oder Gegenwart von 20 mM DTT inkubiert und anschließend serienmäßig in 0,02
ml HBS auf die Endkonzentrationen, die in 14 gezeigt sind,
verdünnt.
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Ein
rekombinantes Peptid, enthaltend Aminosäuren 140-205 von SNAP-25, an
Glutathion-S-Transferase fusioniert (GST-SNAP-25 [140-205]), wurde
als Proteasesubstrat verwendet, um die proteolytische Aktivität der rekombinanten
BoNT/E-Polypeptide zu testen. 10 μg
dieses Proteasesubstrats wurden mit den Toxinproben inkubiert. Die
Verdaureaktion wurde 30 Minuten bei 37°C in der Abwesenheit oder Gegenwart
von 2 mM DTT fortgesetzt und durch Zugabe von SDS-PAGE-Probenpuffer
beendigt, gefolgt von 5-minütigem
Kochen.
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Die
resultierenden Proben wurden durch SDS-PAGE (3 μg GST-SNAP-25 [140-205] pro
Bahn) und Silberfärbung
untersucht. Wie 14 darlegt, behält sogar
ungeschnittenes rekombinantes einkettiges Toxin die proteolytische
Aktivität.
Wie erwartet, hatte das mutante E212Q BoNT/E-Konstrukt keine nachweisbare
proteolytische Aktivität. 14 zeigt
nur die GST-SNAP-25 [140-205] Banden.
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Beispiel 15
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Durch Schneiden wird rekombinantes
BoNT/E vollständig
funktional
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Kleinhirnneurone,
die 10 Tage in Kultur (2×10
6/22 mm Durchmesser Vertiefung) gehalten
wurden, wurden mit Krebs-Ringer-HEPES
(KRH)-Puffer gewaschen, anschließend den spezifischen Konzentrationen
ausgesetzt von BoNT/E nativ
Trypsin-geschnittenem
rekombinantem (❍),
oder ungeschnittenem einkettigen
BoNT/E
ausgesetzt (siehe
15). Nach 60 Minuten bei 37°C wurde der
Toxin-enthaltende
Puffer entfernt, und die Zellen wurden zweimal gewaschen, anschließend mit
KHR-Puffer, enthaltend 0,25 μCi/ml [
14C]-markiertem Glutamin (d. h. dem Glutamat-Vorläufer) inkubiert.
Nach 45 Minuten wurde das letztere Medium entfernt und die Neuronen
wurden viermal bei 37°C
gewaschen vor der Untersuchung der Transmitter-Glutamat-Freigabe. Kontrollneurone
und Toxin-behandelte Neurone wurden 5 Minuten bei 37°C in KRH-Puffer,
enthaltend entweder 1,4 mM Ca
2+ oder oder
0,5 mM EGTA, inkubiert, um Ca
2+-unabhängige Freigabe
zu untersuchen; Aliquote wurden anschließend zur Bestimmung ihrer [
14C]-Glutamatmenge entfernt (siehe unten).
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Sofort
nach der Entfernung des Basismediums, wurde KHR-Puffer, enthaltend 50 mM KCl, und entweder
1,4 mM Ca2+ oder 0,5 mM IGTA zugegeben;
wie zuvor wurden Aliquote für
die [14C]-Glutamatuntersuchung nach einer
5-minütigen
Stimulierungsdauer entfernt. Letztlich wurden die Neuronen mit 20
mM EGTA.NaOH pH 7,5, enthaltend 1 % (G/V) SDS aufgelöst und die
Aliquote wurden entfernt, um die Radioaktivitätsmengen zu bestimmen, die
in den Zellen zurückbleiben.
Die [14C]-Glutamatmenge in jeder der Proben
wurde durch Scintillations-Zählen
untersucht und die unter Basis- und stimulierten Bedingungen freigesetzten
Gehalten wurden als Prozentwerte im Verhältnis zu dem berechneten gesamten
Zellgehalt ausgedrückt.
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Der
prozentuale [14C]-Glutamatgehalt in dem
EGTA-enthaltenden Puffer für
jede Probe wurde von den Werten abgezogen, die bei Ca2+-enthaltenden
KRH-Proben aufgezeichnet wurden, um die Ca2+-abhängige Freigabekomponente
zu erhalten und die späteren
Basisablesungen wurden von den Werten subtrahiert, die für 50 mM
KCl-Proben erhalten wurden, um K+-ausgelöste Ca2+-abhängige
Freigabe zu ergeben. Die Werte, die vom Toxin behandelte Neuronen
erhalten wurden, wurden folglich im Verhältnis zu Toxin-freien Kontrollen ausgedrückt.
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15 zeigt,
dass trotz der verbleibenden proteolytischen Aktivität, das ungeschnittene
rekombinante BoNT/E deutlich weniger Aktivität als entweder das native BoNT/E
oder die geschnittene rekombinante Version aufweist. Diese Erkenntnis
könnte
die Unfähigkeit
des ungeschnittenen Toxins reflektieren, adäquat in die Zielzelle einzutreten.
Zusätzlich
scheint die geschnittene rekombinante Version effektiver bei dem
Inhibieren der Glutamatfreigabe als das native Toxin.
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Bespiel 16
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Rekombinantes BoNT/E hat
eine neuromuskuläre
paralytische Aktivität,
die äquivalent
zu dem nativen Toxin an neuromuskulären Endplatten der Maus ist,
wobei Schneiden die Wirksamkeit erhöht
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Hemidiaphragmata
des Phrenikus der Maus wurden in KR, das mit 0,1 % BSA ergänzt worden
war, gebadet und mit 95 % O
2/5 % CO
2 gesättigt.
Phrenikusnerven wurden stimuliert (0,2 Hz, 1,5-2,5 mV) und Nerven-ausgelöste Muskelspannung
wurde vor und nach der Zugabe von (
16A)
0,2 nM rekombinantem geschnittenem BoNT/E (❍) oder 0,2 nM nativem BoNT/E
(☐) und (
16B) 1 nM rekombinantem ungeschnittenem
(❍),
1 nM rekombinantem geschnittenem
oder
0,05 nM rekombinantem geschnittenem (∇) BoNT/E aufgezeichnet. Wie
in
16A und
16B gezeigt,
ist das rekombinante geschnittene BoNT/E ein wirksames paralytisches
Agens, das eine größere Aktivität in dieser
Untersuchung als das native Toxin aufzeigt. Das ungeschnittene Toxin
zeigt eine deutlich geringere Aktivität als das geschnittene Toxin
in dieser Untersuchung auf.
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Die
neuromuskuläre
paralytische Aktivität
von rekombinantem geschnittenem BoNT/E wurde ebenso in Mäusen durch
intramuskuläre
Injektion in die hinteren Muskelglieder dargetan. Dies führte zur
Paralyse, die durch die Zehen gespreizte Refelxuntersuchung untersucht
wurde, mit einem Muster von Symptomen, die bei Botulismus typisch
sind.
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Die
in vivo Neurotoxizität
von geschnittenem, rekombinantem Neurotoxin wurde ermittelt durch
Injizieren des Toxins in Mäuse,
um eine spezifische Neurotoxizität
von weniger als 107 Maus LD50-Einheiten
pro mg zu ergeben.
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Beispiel 17
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Die BoNT/E E212Q-Protease
inaktive Mutante antagonisiert BoNT/E-induzierte Neuroparalyse
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Ein
Hemidiaphragma des Phrenikus der Maus wurde 10 nM BoNT/E E212Q in
KR-Medium ausgesetzt, der Nerv wurde stimuliert und die ausgelöste Muskelspannung
wurde aufgezeichnet. Wie durch 17 angezeigt,
inhibiert die BoNT/E E212Q-Mutante die Neurotransmission nicht,
wobei dies durch dessen Ausbleiben bestimmt ist, Nerven ausgelöste Muskelspannung
zu inhibieren (❍).
Zur Untersuchung der Fähigkeit dieser
nicht-toxischen Mutante, die Aktivität des nativen Toxins zu antagonisieren,
wurden Hemidiaphragmata des Phrenikus der Maus 60 Minuten bei 4°C in MKR,
das mit 0,1 % BSA ergänzt
worden war, gebadet und mit 95 % O2/5 %
CO2 gesättigt,
ohne (☐) oder mit (Δ)
des Einschlusses von 5 nM BoNT/E E212Q. Natives gespaltenes BoNT/E
wurde zu jedem Bad (0,05 nM End) gegeben und die Gewebe wurden weitere
30 Minuten inkubiert. Die Nervenmuskeln wurden anschließend dreimal
jeweils mit MKR gefolgt von KR gewaschen, bevor die Temperatur auf
37°C angehoben
wurde, und die Nerven-stimulierte und ausgelöste Muskelspannung aufgezeichnet
wurde.
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Wie
in 17 gezeigt, war der Anfang der nativen BoNT/E-Aktivität in dieser
Untersuchung verspätet und
antagonisiert, wenn Hemidiaphragmata des Phrenikus mit der E212Q-Protease
inaktiven Mutante vor-inkubiert worden waren, was darauf hindeutet,
dass die rekombinante Mutante immer noch an den gleichen Zelloberflächenrezeptor
bindet wie es das native Toxin tut. Die Verfahren dieser vorliegenden
Patentanmeldung können
folglich verwendet werden, um rekombinante und modifizierte Toxine
herzustellen, die voll funktionale Rezeptorbindungsdomänen aufweisen
und BoNT-verwandte Transportermoleküle zur intrazellulären Zuführung von
therapeutischen Agentien.
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Für den Fachmann
ist verständlich,
dass die hier bereitgestellten Proben bevorzugte Zusammensetzungen
und Verfahren beschreiben, und dass eine Vielzahl von unterschiedlichen
Klonierungsstrategien, Proteasespaltstellen und spezifischen Bindungskomplex-Mitgliedern
in der Praxis eingesetzt werden und erfindungsgemäß verwendet
werden können,
und dies im Erfindungsumfang bleibt. Zusätzlich können untscheidliche zweikettige
oder binäre
Toxinmoleküle
und modifizierte Versionen davon (z. B. BoNT/B-E und modifizierte Varianten
davon) als Basis der Verfahren und Zusammensetzungen der Erfindung
verwendet werden.
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