ES2277854T3 - Neurotoxinas recombinantes activables. - Google Patents
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Abstract
Un polipéptido de neurotoxina de clostridios de cadena sencilla que comprende: a) un primer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende (i) un primer dominio que comprende un elemento de enlace que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena pesada capaz de enlazar de manera específica a un marcador superficial celular diana bajo condiciones fisiológicas; y (ii) un segundo dominio que comprende un elemento de translocación que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena pesada capaz de facilitar la transferencia de un polipéptido a través de una membrana vesicular; y b) un segundo dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento terapéutico que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena ligera que tiene actividad biológica cuando se libera en el citoplasma de la célula diana, c) un tercer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un emplazamiento de rotura de la proteasaque no es un emplazamiento de rotura de la tripsina, quimotripsina o pepsina entre dichos primer y segundo dominios de secuencia de aminoácidos.
Description
Neurotoxinas recombinantes activables.
Esta invención se refiere a los procedimientos y
composiciones útiles en los campos de la neurobiología, biología
molecular, y medicina, así como a los procedimientos para la
producción de agentes terapéuticos potencialmente tóxicos y
derivados de los mismos. La invención se refiere también a
neurotoxinas recombinantes de clostridios (de manera concreta
neurotoxinas botulínicas), a las versiones modificadas de las
mismas, y a los procedimientos para fabricar dichas moléculas, para
uso como agentes terapéuticos, moléculas transportadoras, aductos y
similares.
Las neurotoxinas, tales como las que se obtienen
de Clostridium botulinum y Clostridium tetani, son
venenos específicos y muy potentes de las células neurales, y de
otras células cuando se liberan en el interior de dichas células
con objetivos terapéuticos. Estas bacterias Gram positivas expresan
dos tipos de toxinas distintas pero relacionadas, comprendiendo
cada una dos cadenas de aminoácidos enlazadas mediante disulfuro:
una cadena ligera (L) de aproximadamente 50 KDa y una cadena pesada
(H) de aproximadamente 100 KDa, que son completamente responsables
de los síntomas de estas enfermedades. La holotoxina se sintetiza
in vivo en forma de una cadena sencilla, a continuación se
corta en una modificación post-traduccional para
formar la neurotoxina activa que comprende las cadenas L y H
separadas.
Las toxinas del tétanos y del botulismo se
encuentran entre las toxinas más letales conocidas por el hombre, y
tienen una dosis letal en seres humanos de entre 0,1 ng y 1 ng por
kilogramo de peso corporal: Tonillo y col., Adv. Exp. Med.
Biol. 389:251-260 (1996). Ambas toxinas
funcionan inhibiendo la liberación del neurotransmisor en las
neuronas afectadas. La neurotoxina del tétanos (TeNT) actúa
principalmente en el sistema nervioso central, mientras que la
neurotoxina botulínica (BoNT) actúa en la articulación neuromuscular
y otras sinapsis colinérgicas en el sistema nervioso periférico;
ambas actúan inhibiendo la liberación del neurotransmisor del axón
de la neurona afectada en la sinapsis, dando como resultado la
parálisis.
Se conoce que la neurotoxina del tétanos (TeNT)
existe en un tipo inmunológicamente distinto; se conoce que las
neurotoxinas botulínicas (BoNT) se producen en siete tipos
inmunogénicos diferentes, denominados de BoNT/A a BoNT/G. Mientras
que todos estos tipos se producen por aislados procedentes de C.
Botulinum, otras dos especies, C. baratii y C.
butyricum producen también toxinas similares a /F y /E,
respectivamente. Véase por ejemplo, Coffield y col., The Site
and Mechanism of Action of Botulinum Neurotoxin Therapy with
Botulinum Toxin 3-13 (Jankovic J. & Hallett
N. eds. 1994), la descripción del cual se incorpora en el presente
documento por referencia.
Sin tener en cuenta el tipo, parece que el
mecanismo molecular de intoxicación es similar. En la primera etapa
del procedimiento, la toxina se enlaza con la membrana presináptica
de la neurona diana a través de una interacción específica entre la
cadena pesada (H) y un receptor superficial de la célula; se piensa
que el receptor es diferente para cada tipo de toxina botulínica y
para el TeNT. Dolly y col., Seminars in Neuroscience
6:149-158 (1994). El término carboxilo de la cadena
pesada parece ser importante para dirigir la toxina a la superficie
de la célula. Id.
En la segunda etapa, la toxina cruza la membrana
plasmática de la célula envenenada. En primer lugar, la toxina se
sumerge en la célula a través de endocitosis mediada por el
receptor, y se forma un endosoma que contiene la toxina. A
continuación, la toxina escapa desde endosoma al citoplasma de la
célula. Se piensa que esta última etapa está mediada por el término
amino de la cadena H, que estimula un cambio conformacional de la
toxina en respuesta a un pH se aproximadamente 5,5 o inferior. Se
sabe que los endosomas poseen una bomba de protones que disminuye
el pH en el interior del endosoma. El cambio conformacional expone
los residuos hidrófobos en la toxina, lo que permite a la toxina
embeberse en la membrana endosómica. A continuación la toxina se
transloca a través de la membrana endosómica en el citosol.
La última etapa del mecanismo de actividad de la
toxina botulínica parece implicar la reducción de la articulación
del enlace disulfuro que une el H y la cadena ligera (L). La
actividad tóxica completa de las toxinas botulínica y del tétanos
está contenida en la cadena L de la holotoxina; la cadena L es una
endopeptidasa de zinc (Zn^{++}) que rompe de manera selectiva las
proteínas esenciales para el reconocimiento y reducción de las
vesículas que contienen el neurotransmisor con la superficie
citoplásmica de la membrana plasmática, y la fusión de las
vesículas con la membrana plasmática. TxNT, BoNT/B BoNT/D, BoNT/F, y
BoNT/G producen la degradación de la sinaptobrevina (denominada
también proteína de membrana asociada a la vesícula (VAMP)), una
proteína de membrana sinaptosómica. Se elimina la mayor parte de la
región citosólica de la VAMP, que se extiende desde la superficie
de la vesícula sináptica como resultado de uno cualquiera de estos
episodios de rotura. Cada toxina (excepto TeNT y BoNT/B) rompe de
manera específica un enlace diferente.
BoNT/A y /E rompen de manera selectiva la
proteína SNAP-25 asociada con la membrana
plasmática; esta proteína, que se rompe también mediante BoNT/C1
(Foran y col., Biochem. 35:2630-2636 (1996)), se
enlaza de manera predominante a, y está presente en la superficie
citosólica de la membrana plasmática. BoNT/C rompe la sintaxina, una
proteína integral que tiene la mayor parte de su masa expuesta en
el citosol. La sintaxina interactúa con los canales de calcio y las
zonas activas terminales presinápticas. Véase Tonillo y col.,
Tetanus and Botulinum Neurotoxins in Intracellular Protein
Catabolism 251-260 (Suzuki K. & Bond J. eds.
1996), la descripción del cual se incorpora por referencia como
parte de esta especificación.
TeNT y BoNT se absorben en la articulación
neuromuscular. BoNT permanece en el interior de las neuronas
periféricas, y bloquea la liberación del neurotransmisor
acetilcolina de estas células. A través de su receptor, el TeNT
entra en las vesículas que se mueven de manera retrógrada a lo largo
del axón hasta el soma, y se descarga en el espacio intersináptico
entre las neuronas motoras y las neuronas inhibidoras de la médula
espinal. En este punto, TeNT se enlaza con los receptores de las
neuronas inhibidoras, se internaliza de nuevo, y la cadena ligera
entra en el citosol para bloquear la liberación en los transmisores
inhibidores del ácido 4-aminobutírico (GABA) y la
glicina de estas células.
Debido a sus efectos específicamente
localizados, se han usado desde 1981 dosis mínimas de BoNT como
agentes terapéuticos en el tratamiento de pacientes que padecen de
distonías, entre las que se incluyen estrabismo (desalineamiento
del ojo), beflarospasmo (cierre involuntario del párpado) y espasmo
hemifacial. Véase por ejemplo, Borodic y col, Pharmacology and
Histology of the Therapeutic Application of Botulinum Toxin in
Therapy with Botulinum Toxin 119-157 (Jankovic
J. & Hallett eds. 1994). De los siete tipos de toxina BoNT/A es
la más potente de las BoNT, y la mejor caracterizada. Se ha usado
también de manera efectiva la inyección intramuscular de tejido
espástico con cantidades pequeñas de BoNT/A para tratar la
espasticidad debida a lesión en el cerebro, lesión en la médula
espinal, apoplejía, esclerosis múltiple y parálisis cerebral. La
extensión de la parálisis depende de la dosis y el volumen
liberados en el emplazamiento diana.
Aunque la cadena L es la fracción responsable de
la intoxicación neural, para que sea tóxica debe liberarse en el
citoplasma neural. De manera similar, las preformas de la holotoxina
de la cadena sencilla presentan toxicidad relativamente baja hasta
que se rompen en uno o más enlaces péptidos en una región bucle
expuesta entre sus cadenas H y L para crear las neurotoxinas
maduras completamente activas. Tal como se implica en el mecanismo
proporcionado anteriormente, la cadena H de cada neurotoxina es
esencial para el enlace del receptor celular y la endocitosis,
mientras que se necesitan las cadenas L y H (y un enlace disulfuro
intacto) para la translocación de la toxina en el citoplasma. Tal
como se ha indicado anteriormente, sólo la cadena L es responsable
de la toxicidad producida por la inhibición de la secreción de
acetilcolina.
A pesar de la evidente eficacia terapéutica de
las preparaciones de neurotoxina de clostridio, es difícil la
producción industrial de la toxina. La producción de neurotoxina
procedente de cultivos anaeróbicos de Clostridium es un
procedimiento incómodo y que consume tiempo, e incluye un protocolo
de purificación multietapas que implica etapas de precipitación de
diversas proteínas y la cristalización prolongada y repetida de la
toxina, o bien diversas etapas de cromatografía en columna. De
manera significativa, la elevada toxicidad del producto dicta que
el procedimiento deba llevarse a cabo bajo condiciones estrictas de
contención (BL-3). Durante el procedimiento de
fermentación, se activan la neurotoxinas de cadena sencilla plegadas
mediante las proteasas endógenas de clostridio mediante un
procedimiento denominado cortado. Este implica la eliminación de
aproximadamente 10 residuos de aminoácidos de la cadena sencilla
para crear la forma dicadena en la que las dos cadenas permanecen
enlazadas de manera covalente mediante el enlace disulfuro
intercadena.
La neurotoxina cortada es mucho más activa que
la forma sin cortar. La cantidad y localización precisa del corte
varía con los serotipos de las bacterias que producen la toxina. Las
variaciones en la activación de la neurotoxina de cadena sencilla
y, por tanto, el rendimiento de la toxina cortada, se deben a las
variaciones en el tipo y cantidades de actividad proteolítica
producidos por una cepa dada. Por ejemplo, la cepa Hall A de C.
botulinum activa más de un 99% de la neurotoxina de cadena
sencilla de C. botulinum de tipo A, mientras que las cepas
de tipo B y E producen toxinas con cantidades menores de activación
(0 a 75% dependiendo del tipo de fermentación). De esta manera, la
elevada toxicidad de la neurotoxina madura juega una parte principal
en la fabricación comercial de las neurotoxinas como agentes
terapéuticos.
El grado de activación de las toxinas de
clostridios diseñadas es, por tanto, una consideración importante
para la fabricación de estos materiales. Sería una ventaja principal
si las neurotoxinas tales como BoNT y TeTx pudieran expresarse con
un elevado rendimiento en bacterias que crecen rápidamente (tales
como las células heterólogas de E. coli) en forma de cadenas
únicas relativamente no tóxicas (o cadenas únicas que tienen
actividad tóxica reducida), que sean seguras, fáciles de aislar y
simples de convertir en la forma completamente activa.
Siendo la seguridad una preocupación principal,
el trabajo previo se ha concentrado sobre la expresión en E,
coli y la purificación de cadenas H y L individuales de TeTx y
BoNT; estas cadenas aisladas son, por sí mismas, no tóxicas; véase
Li y col., Biochemistry 33:7014-7020 (1994);
Zhou y col., Biochemistry 34:15175-15181
(1995). Tras la producción separada de estas cadenas de péptidos y
bajo condiciones estrictamente controladas se pueden combinar las
subunidades H y L mediante el enlace disulfuro oxidativo para formar
la dicadenas neuroparalíticas. Desafortunadamente, esta estrategia
tiene diversos inconvenientes.
En primer lugar, no es práctico expresar y
aislar grandes cantidades de las cadenas individuales; en concreto,
en ausencia de la cadena L, la cadena H aislada es bastante
insoluble en solución acuosa y es muy susceptible de degradación
proteolítica. En segundo lugar, la oxidación in vitro de las
cadenas H y L purificadas expresadas de manera individual para
producir las dicadenas activas es muy ineficiente, y conduce a
rendimientos bajos de toxina activa y a la producción de muchas
formas inactivas plegadas u oxidadas de manera incorrecta. Es
difícil la purificación de la toxina que contiene cadenas H y L
oxidadas plegadas de manera correcta, tanto como su separación de
estas formas inactivas y de las cadenas H y L separadas sin
reaccionar.
Podría por tanto ser útil y ventajoso expresar
las neurotoxinas de clostridios como formas de cadena sencilla
inactivas (o menos activas), para eliminar la necesidad de una
reconstitución de las cadenas constituyentes que necesita tiempo y
es ineficiente, para mantener la solubilidad de las cadenas de
proteína, para reducir el plegado incorrecto y la susceptibilidad
consecuente al ataque de la proteasa, para mejorar el rendimiento
de la toxina, y/o para proporcionar un procedimiento simple para la
purificación de la toxina.
De manera adicional podría ser útil diseñar
estas toxinas para proporcionar moléculas de neurotoxina
modificadas, de cadena sencilla, que tengan propiedades
terapéuticas nuevas y/o una duración más larga de la acción, o
formas tóxicas o no tóxicas para uso como moléculas de transporte
capaces de liberar una fracción terapéutica en el nervio y otros
tipos de células. Expresando dichas proteínas como cadena sencilla,
podrían mejorarse vastamente el rendimiento y la purificación de
las proteínas diseñadas.
La presente invención se dirige a los
polipéptidos de neurotoxinas de clostridios aislados y recombinantes
que comprenden una región de enlace funcional, una región de
translocación, y una región terapéutica, en la que dichos
polipéptidos incluyen también una secuencia de aminoácidos que es
susceptible a la rotura específica in vitro tras la
expresión como una cadena sencilla. Los polipéptidos pueden incluir
neurotoxinas de clostridio y los derivados de las mismas, tales
como aquellas proteínas descritas en la Patente de los Estados
Unidos 5.989.545, y la Solicitud de Patente Internacional WO
95/32738.
En una forma de realización de la invención, la
proteína comprende las regiones funcionales de una cadena H de
neurotoxina de clostridio y alguna o todas las funciones de una
cadena L de neurotoxina de clostridio en una cadena sencilla de
polipéptido, y que tiene un emplazamiento de rotura proteolítica
insertado que no es un emplazamiento de rotura de tripsina,
quimotripsina o pepsina, localizado entre la región H y la región L
por el que se puede romper la proteína de cadena sencilla para
producir las cadenas individuales, enlazadas preferiblemente de
manera covalente mediante un enlace disulfuro. La invención incluye
también los procedimientos para fabricar dichas proteínas y
expresarlas en el interior de una célula, así como los vectores de
ácido nucleico para la transferencia y expresión de las regiones de
secuencias de nucleótidos que codifican dichas proteínas y las
células que contienen dichos vectores. Los emplazamientos de rotura
proteolítica comprenden las secuencias de aminoácidos que se
reconocen y rompen de manera selectiva mediante un enzima
específico.
Las proteínas de cadena sencilla expresadas
comprenden las regiones biológicamente activas de la cadena H y la
cadena L de una neurotoxina de clostridios. La escisión en el
emplazamiento de rotura proteolítica interna que separa las
regiones de la cadena da como resultado de esta manera en la
activación de una neurotoxina que tiene la actividad completa.
De manera preferible, las proteínas de la
presente invención se harán a medida para contener una secuencia de
aminoácidos adicional que comprende una etiqueta de enlace capaz de
enlazar un compuesto diana con una eficiencia suficientemente alta
para facilitar el aislamiento rápido de la proteína de la toxina.
Las proteínas que contienen dichos emplazamientos de enlace son
mucho y bien conocidos por aquellos expertos en la técnica, y
pueden comprender, sin limitación, anticuerpos monoclonales, la
proteína de enlace con la maltosa, la
glutatión-S-transferasa, la
proteína A, una etiqueta His_{6}, y similares.
Debido a que dichas proteínas presentan
selectividad de enlace a algún compuesto o tipo de compuesto, se
puede inmovilizar el compuesto diana en un soporte sólido, que
incluye sin limitación, una resina de cromatografía o pocillo
microvalorador y usarse para la purificación por afinidad de la
toxina modificada. A continuación puede eluirse la neurotoxina de
clostridios mediante procedimientos estándar, tales como a través
del uso de una solución de alto contenido en sal o los antagonistas
específicos.
Para minimizar los riesgos de seguridad
asociados con el manejo de la neurotoxina de clostridios, la
neurotoxina de clostridios de la presente invención se expresa como
sus preformas de cadena sencilla de baja actividad (o inactivas), a
continuación mediante una reacción proteolítica cuidadosamente
controlada in vitro, se activaron, de manera preferible con
el mismo nivel de potencia que la neurona nativa a partir de la cual
fueron derivadas. Para mejorar la eficiencia y velocidad de rotura
proteolítica, los emplazamientos de rotura proteolítica se pueden
diseñar para que aparezcan en un bucle especialmente diseñado entre
las porciones H y L de la cadena sencilla de aminoácido, lo que
mejora la accesibilidad de la proteasa al sustrato de la
holotoxina.
Para reducir el riesgo de activación no
intencionada de la neurotoxina de clostridios mediante proteasas
humanas o habituales, de manera preferible las secuencias de
aminoácidos del emplazamiento de rotura se diseñan para que tengan
un alto grado de especificidad a las enzimas proteolíticas que no se
encuentran normalmente en seres humanos (ya sea como proteasas
humanas o que se encuentran en parte de la fauna y flora humana
previsible). Una lista no exclusiva de ejemplos de dichas proteasas
incluye la enteroquinasa bovina, que rompe la secuencia de
aminoácidos DDDDK; la proteasa del virus etch del tabaco (TEV), que
rompe la secuencia EXXYXQS/G; GENENASE® de Bacillus
amyliquifaciens, que rompe la secuencia HY o YH; y la proteasa
PRESCISSION® del rinovirus 3C humano, que rompe la secuencia de
aminoácidos LEVLFQGP. Tal como se ha usado anteriormente, la letra X
indica cualquier aminoácido. Todas las secuencias de aminoácidos
que se muestran en la presente especificación están en la dirección
desde el término amino al término carboxilo, y todas las secuencias
de nucleótidos desde 5' a 3', (de izquierda a derecha) a no ser que
se indique otra cosa.
En un aspecto de la invención, el polipéptido de
cadena sencilla es un polipéptido aislado. Por "aislado" se
entiende retirado de su ambiente natural. Por ejemplo, para una
proteína expresada en el interior de la célula, el aislamiento
incluye la preparación de un lisado de células así como las etapas
de purificación subsiguientes.
En otro aspecto de la invención, se modifica la
región bucle intercadena de la neurotoxina del C. botulinum
subtipo E, que es normalmente resistente al cortado proteolítico en
la bacteria y los mamíferos, para incluir el emplazamiento de
rotura proteolítica insertado, y se usa esta región bucle como la
región bucle intercadena en las moléculas de toxina de cadena
sencilla o toxina modificada de la presente invención. Se cree que
usando el bucle de C. botulinum subtipo E se estabilizará la
molécula de toxina no cortada in vivo, haciendo esta
resistente a la rotura no deseada hasta que se activa a través del
uso de la proteasa seleccionada.
En otro aspecto más de la invención se
contemplan las composiciones que comprenden formas recombinantes de
BoNT/E expresadas como un polipéptido de cadena sencilla.
En otro aspecto adicional se contemplan los
derivados recombinantes de la neurotoxina de clostridios quimérica
y/o modificada, expresados como un polipéptido de cadena sencilla.
Dicho polipéptido puede ser un transportador mole-
cular, tal como, sin limitación, los que se describen en Dolly y col., Memoria de Patente Europea EP 0 760 681 B1.
cular, tal como, sin limitación, los que se describen en Dolly y col., Memoria de Patente Europea EP 0 760 681 B1.
En un aspecto adicional, la invención incluye
derivados de neurotoxina de clostridios que comprenden al menos una
porción de una cadena ligera de neurotoxina de clostridios o subtipo
de la misma, y al menos una porción de una cadena pesada de otra
neurotoxina o subtipo de neurotoxina, así como los procedimientos
para su producción. En una forma de realización, la neurotoxina
híbrida puede contener la cadena ligera completa o una cadena
ligera de un subtipo de neurotoxina y la cadena pesada de otro
subtipo de neurotoxina. En otra forma de realización, un derivado
quimérico de neurotoxina puede contener una porción (por ejemplo, la
región de enlace) de la cadena pesada de un subtipo de neurotoxina,
con otra porción de la cadena pesada siendo de otro subtipo de
neurotoxina. De manera similar o alternativa, el elemento
terapéutico puede comprender porciones de cadena ligera de
diferentes neurotoxinas.
Dichos derivados de neurotoxina híbrida o
quimérica son útiles, por ejemplo, como medio para suministrar los
beneficios terapéuticos de dichas neurotoxinas a pacientes que son
inmunológicamente resistentes para un subtipo de neurotoxina dado,
a pacientes que pueden tener una concentración de receptores
inferior a la media para el resto que une con una cadena pesada de
neurotoxina dada, o a pacientes que pueden tener una variante
resistente a la proteasa del sustrato de la toxina de la membrana o
la vesícula (por ejemplo, SNAP-25, VAMP y
sintaxina). La creación de derivados recombinantes de neurotoxina
quimérica o híbrida que tienen una cadena ligera con diferente
sustrato podría permitir a dicho pacientes responder a la terapia
con neurotoxina.
Con respecto a la resistencia inmunológica, se
conoce que la mayor parte de epitopos de neurotoxina se encuentran
sobre la porción de cadena pesada de la toxina. De esta manera, si
un paciente tiene anticuerpos neutralizantes para, por ejemplo,
BoNT/A, una neurotoxina que contenga la cadena pesada de BoNT/E y la
cadena ligera de BoNT/A (que tiene una duración más larga de la
actividad terapéutica que otras cadenas ligeras de neurotoxina)
podría superar esta resistencia. De manera similar, si el paciente
tiene células con pocos receptores superficiales para BoNT/A, son
mayores las posibilidades de que el mismo paciente pudiera tener
receptores adecuados par otro subtipo de BoNT. Creando una
neurotoxina híbrida o quimérica (tal como una que contenga al menos
una porción de una cadena pesada seleccionada entre el grupo
constituido por HC_{A}, HC_{B}, HC_{C}, HC_{D}, HC_{E},
HC_{F} y HC_{G} y al menos una porción de una cadena ligera
seleccionada entre el grupo constituido por LC_{A}, LC_{B},
LC_{C}, LC_{D}, LC_{E}, LC_{F}, y LC_{G}) combinando la
cadena pesada de este subtipo con la cadena ligera más
terapéuticamente apropiada (por ejemplo, la cadena ligera BoNT/A) el
paciente podría responder mejor a la terapia con neurotoxina.
Otra ventaja de los derivados de neurotoxina
híbrida o quimérica descrita anteriormente se relaciona con el
hecho que algunas de las cadenas ligeras (por ejemplo, LC_{A})
tienen una duración de acción larga, teniendo otras una duración de
acción corta (por ejemplo, LC_{E} y LC_{F}) mientras otros
tienen una duración intermedia de la actividad (por ejemplo
LC_{B}). De esta manera, las neurotoxinas híbridas y quiméricas
representan la segunda y tercera generación de fármacos en los que
la actividad de la neurotoxina puede hacerse a medida de la
necesidad o estado terapéutico específico, con diferentes fármacos
que tienen diferentes actividades, las especificidades del sustrato
o la duración de la actividad.
Dichas neurotoxinas híbridas o quiméricas
podrían ser también útiles en el tratamiento de un paciente (tal
como un soldado o trabajador de laboratorio) que se haya inoculado
con la vacuna BoNT pentavalente. Dichas vacunas no contienen
BoNT/F; de esta manera, combinando la cadena ligera apropiada con la
cadena pesada BoNT/F se podría crear un agente terapéutico que sea
efectivo en dicho paciente cuando las neurotoxinas terapéuticas
habituales pueden no serlo.
Puede ser útil la misma estrategia en el uso de
derivados de neurotoxina de clostridios con una fracción terapéutica
que en una cadena ligera de neurotoxina activa. Como la cadena
pesada de dicho agente podría derivarse de una neurotoxina, puede
ser ventajoso usar una cadena pesada menos conocida, o más rara,
para evitar que los mecanismos de resistencia neutralicen la
efectividad del derivado de neurotoxina terapéutica.
Por la misma fórmula, la fracción de enlace
puede ser diferente a la fracción de enlace derivada de una cadena
pesada de neurotoxina de clostridios, proporcionando de esta manera
una función de dirección hacia otros tipos de células diferentes de
las neuronas motoras.
Quedan incluidos también en el presente
documento los procedimientos para la construcción, expresión, y
purificación de dichas moléculas de alto rendimiento como entidades
biológicamente activas.
La Figura 1A es una vista en diagrama del
constructo TeTx de cadena sencilla en el plásmido pTrcHisA y la
secuencia de nucleótidos de la región de unión.
La Figura 1B muestra el y la secuencia de
aminoácidos que conectan el término carboxilo de la cadena L y el
término amino de la cadena H y una región bucle diseñada que
contiene el emplazamiento de rotura de la enteroquinasa.
La Figura 2A es una representación de un Western
blot de un gel SDS-PAGE de extracto celulares de los
transformantes de E. coli JM 109 que contienen 2 toxinas
recombinantes diferentes de cadena sencilla, antes o después de la
inducción de la expresión de la proteína del plásmido con IPTG. El
anticuerpo usado para la detección es un anticuerpo monoclonal
anti-His_{6}.
La Figura 2B es un Western blot de extractos
celulares inducidos por IPTG a partir de células transformadas con
el constructo E234 A.
La Figura 3A muestra los resultados de un
experimento en el que se corta con enteroquinasa la TeTx de cadena
sencilla recombinante purificada por afinidad (SC), a continuación
se separa usando SDS-PAGE y se visualiza usando Azul
Brillante de Coomassie bajo condiciones de reducción y no
reducción.
La Figura 3B muestra los resultados de un
experimento en el que se corta con enteroquinasa la TeTx de cadena
sencilla recombinante purificada por afinidad (SC), a continuación
se separa usando SDS-PAGE bajo condiciones de
reducción y no reducción y se somete a un Western blot usando el
anticuerpo de cadena pesada anti TeT%X.
La Figura 4 es una representación gráfica del
grado de parálisis inducido en una preparación in vitro de
nervio/músculo usando TeTx nativo, y antes una neurotoxina
recombinante de cadena sencilla, y tras el cortado, como función del
tiempo.
La Figura 5 es una representación de los
fragmentos de péptido generados tr as la incubación de la cadena
TeTx sencilla recombinante con tripsina y la proteasa Arg C, y la
deducción, de las secuencias N-terminales de uno de
los fragmentos resultantes, de la secuencia de aminoácidos
reconocida por estos agentes.
La Figura 6 muestra la digestión de la SC TeTx y
la SC R496G TeTx sin cortar con varias concentraciones de
tripsina.
La Figura 7 muestra el efecto inhibidor de la
inhibición estimulada por TeTx de la liberación del neurotransmisor
dependiente de Ca^{++} de células cerebelares en preincubación con
la TeTx del mutante E234A.
La Figura 8 muestra el efecto de la liberación
del neurotransmisor dependiente de Ca^{++} de las neuronas
cerebelares expuestas a la cadena sencilla del mutante E234A nativo
recombinante, y al TeTx de cadena sencilla del mutante R496G
recombinante.
La Figura 9 muestra el efecto inhibidor de la
actividad paralítica estimulada por TeTx de los hemidiafragmas en
preincubación de ratón con la TeTx del mutante E234A.
La Figura 10 muestra el esquema para la
construcción de un plásmido que codifica la BoNT/E de cadena única,
y un electroforetograma en gel de agarosa del fragmento PCR obtenido
durante la construcción del plásmido.
La Figura 11 muestra el esquema para la
construcción de un plásmido que codifica el E212Q del mutante BoNT/E
de cadena sencilla proteolíticamente inactivo, y un
electroforetograma en gel de agarosa del fragmento PCR inverso
obtenido durante la construcción del plásmido.
La Figura 12 muestra el esquema de expresión y
purificación para la BoNT/E recombinante de cadena sencilla, y un
electroforetograma SDS-PAGE y el Western blot de las
fracciones de purificación.
La Figura 13 muestra los electroforetogramas
SDS-PAGE bajo condiciones de reducción y no
reducción de la BoNT/E cortada recombinante nativo y del cortado
recombinante, y los Western Blot dirigidos hacia las cadenas pesada
y ligera de la toxina.
La Figura 14 muestra los resultados de la
incubación de la BoNT/E nativa, la BoNT/E cortada recombinante y la
no cortada, y el mutante E212Q con el sustrato de la proteasa
GST-SNAP-24[140-205].
La Figura 15 muestra el efecto de la liberación
del glutamato dependiente de Ca^{++} de la incubación de las
células cerebelares con BoNT/E nativa, una BoNT de cadena sencilla
recombinante no cortada, y una BoNT/E de cadena sencilla
recombinante cortada.
La Figura 16A muestra los efectos sobre la
tensión del músculo de los hemidiafragmas de incubación de nervio
frénico de ratón con BoNT/E cortada recombinante 0,2 nM (\medcirc)
o BoNT/E nativa 0,2 nM (\Box)
La Figura 16B muestra los efectos sobre la
tensión del músculo de los hemidiafragmas de incubación de nervio
frénico de ratón con BoNT/E no cortada recombinante 1 nM
(\medcirc), cortada recombinante (\medbullet) o cortada
recombinante 0,05 nM (\nabla).
La Figura 17 muestra la atenuación de la
actividad paralítica en hemidiafragmas de preincubación de nervio
frénico de ratón con el mutante E212Q inactivo antes de la
exposición a la toxina BoNT/E cortada nativa.
Las composiciones y procedimientos de la
presente invención implican las neurotoxinas de clostridios
modificadas, su síntesis y uso. Se pueden modificar las
neurotoxinas de dicadena que se activan normalmente por escisión de
un polipéptido de cadena sencilla mediante proteasas indígenas en el
nivel del ácido nucleico mediante la alteración o eliminación de la
secuencia de nucleótidos que codifica el emplazamiento de rotura de
la proteasa indígena y la inserción de una secuencia de nucleótidos
que codifica otro emplazamiento de rotura proteolítica diferente
resistente a la rotura por la célula huésped o las proteasas
humanas. Se diseña la secuencia de aminoácidos insertada para
romperse in vitro mediante el uso de un agente de rotura
escogido en el avance de la expresión que está ausente del tejido
humano y de la célula huésped.
Se puede escoger la secuencia de aminoácidos
insertada para conferir susceptibilidad a un agente químico capaz
de romper los enlaces péptidos, tal como bromuro de cianógeno. Sin
embargo, y de manera mucho más preferible, la secuencia de
aminoácidos codificada puede comprender un emplazamiento de rotura
proteolítica muy específico para una proteasa seleccionada. La
proteasa seleccionada es una que no esté normalmente presente en la
célula que expresa la molécula de toxina de cadena sencilla (por
ejemplo, E. coli o la bacteria clostridial nativa).
En otro aspecto, la invención se dirige a
neurotoxinas de clostridios modificadas de cadena sencilla
recombinante que se pueden romper mediante una proteasa para
proporcionar una molécula dicadena activa. Dichas neurotoxinas
modificadas no necesitan ser tóxicas; en algunas de estas proteínas
se puede abrogar la actividad enzimática de la cadena L de la
toxina, y unirse la toxina a un fármaco u otro agente bioactivo que
tenga actividad terapéutica. De manera alternativa, en algunas
otras toxinas modificadas la cadena L es enzimáticamente activa,
pero se modifican las porciones de la cadena H para proporcionar
especificidad a otras células diana que la diana natural de la
neurotoxina, manteniendo a la vez las actividades que estimulan la
translocación y la endocitosis de la toxina nativa.
Las neurotoxinas modificadas tales como las
descritas en este aspecto de la invención se describen en, por
ejemplo, las Publicaciones de Patente Internacional WO 95/32738, WO
99/55359, WO 96/33273, WO 89/07864 y WO 99/17806. La presente
invención proporciona versiones de estas moléculas de cadena
sencilla que se pueden romper, y procedimientos mejorados para
fabricar dichas moléculas.
En otro aspecto, la invención comprende una
neurotoxina de clostridios modificada derivada de la toxina del
tétanos (TeNT), o uno o más de los subtipos de la toxina del
botulismo (BoNT) en los que se ha sustituido la región bucle
intercadena que se produce de manera natural con una región bucle
modificada que comprende una secuencia de aminoácidos diferente que
confiere 1) resistencia a la rotura mediante las proteasas del
huésped o la acción autolítica, y/o 2) labilidad a una proteasa
seleccionada. De manera preferible el emplazamiento de rotura es
muy específico para la proteasa seleccionada.
La región del bucle intercadena de algunas
neurotoxinas de clostridios, por ejemplo, BoNT/E, es naturalmente
resistente a la rotura proteolítica in vivo. Esta resistencia
a la proteasa puede reflejar una estructura secundaria o terciaria
que hace el bucle más resistente a las proteasas indígenas que otras
neurotoxinas de clostridios. En una forma de realización de la
presente invención, por tanto, se sustituye la región del bucle
intercadena de BoNT/E por la región del bucle natural que se produce
en otra BoNT que tiene mayor actividad terapéutica o duración de
acción, por ejemplo, BoNT/A o/B. En otra forma de realización de la
invención, se modifica la región del bucle de BONT/E para contener
un emplazamiento de rotura proteolítica muy específico para una
proteasa seleccionada antes de la subclonación. La anterior región
del bucle de BoNT/E muy conservada podría ser resistente a las
proteasas indígenas, o las que se encuentran en el interior de un
ser humano, pero podría retener la capacidad de activarse mediante
la digestión con una proteasa seleccionada.
Esencialmente, la proteasa seleccionada actúa
por tanto como un "activador" de la toxicidad de la neurotoxina
(o modifica la actividad de la toxina) que se puede añadir tras la
expresión recombinante.
La proteasa seleccionada puede ser cualquier
proteasa que reconozca una secuencia de aminoácidos específica y
rompa un enlace péptido cerca o en la localización, pero es muy
preferible que la proteasa seleccionada no sea una proteasa humana
tal como tripsina humana, quimotripsina o pepsina, o una proteasa de
la célula huésped. Por otra parte, la proteasa seleccionada no debe
reconocer la misma secuencia de aminoácidos como las proteasas
indígenas. Finalmente, la proteasa seleccionada no deberá ser una
expresada por la célula huésped que contenga el plásmido que
codifica la neurotoxina recombinante.
Se puede usar cualquier proteasa no humana que
reconozca una secuencia de aminoácidos relativamente rara, siempre
que se conozca también la secuencia de reconocimiento de los
aminoácidos. Los ejemplos de proteasas que se van a seleccionar
como activadores pueden incluir cualquiera de los siguientes, sin
limitación: enteroquinasa bovina, proteasas de plantas tales como
papaína (de Carica papaya) y legumaína, homóloga de la
papaína en insectos (del gusano de seda Sitophilus zeamatus)
y la homóloga de la papaína en crustáceos (decápodos), la proteasa
del virus etch del tabaco (TEV), que rompe la secuencia EXXYXQS/G;
GENENASE® de Bacillus amyliquifaciens, que rompe la
secuencia HY o YH; y la proteasa PRESCISSION® del rinovirus 3C
humano, que rompe la secuencia de aminoácidos LEVLFQGP. Tal como se
ha usado anteriormente, la letra X indica cualquier aminoácido.
A no ser que se indique otra cosa, los
siguientes términos tienen los siguientes significados en esta
materia:
Por "elemento de enlace" se entiende una
región de la secuencia de aminoácidos capaz de enlazar de manera
preferente con un marcador de superficie celular característico de
la célula diana bajo condiciones fisiológicas. El marcador de la
superficie celular puede comprender un polipéptido, un polisacárido,
un lípido, una glicoproteína, una lipoproteína, o puede tener
características estructurales de más de una de estas. Por "actuar
de manera preferente" se entiende que la constante de
disociación (K_{d}) del elemento de enlace para el marcador de la
superficie celular es al menos un orden de magnitud menor que la del
elemento de enlace para cualquier otro marcador de superficie
celular. De manera preferible, la constante disociación es al menos
2 órdenes de magnitud menor, incluso de manera más preferible la
constante de disociación es al menos 3 órdenes de magnitud menor
que la del elemento de enlace para cualquier otro marcador de
superficie celular al cual se expone la neurotoxina o neurotoxina
modificada.
El "elemento de translocación" comprende
una porción de una cadena H de neurotoxina de clostridios que tiene
una actividad de translocación. Por "translocación" se entiende
la capacidad para facilitar el transporte de un polipéptido a
través de una membrana vesicular, exponiendo por tanto alguno o
todos los polipéptidos al citoplasma.
En las diversas neurotoxinas botulínicas, se
piensa que la translocación implica un cambio conformacional
alostérico de la cadena pesada producido por una disminución en el
pH en el interior del endosoma.
Este cambio conformacional parece implicar y
mediarse por la mitad N terminal de la cadena pesad y dar como
resultado la formación de poros en la membrana vesicular; este
cambio permite el movimiento de la cadena ligera proteolítica del
interior de la vesícula endosómica en el citoplasma. Véase por
ejemplo, Lacy, y col., Nature Struct. Biol.
5:898-902 (Octubre de 1998).
Las personas expertas en la técnica conocen la
secuencia de aminoácidos de la porción que media la translocación
de la cadena pesada de neurotoxina botulínica; de manera adicional,
se conocen también aquellos residuos dentro de esta porción que se
sabe que son esenciales para conferir la actividad de
translocación.
Estará también dentro de la capacidad de una
persona normalmente experta en la técnica, por ejemplo, el empleo
de la mitad del péptido N-terminal que se produce de
manera natural de la cadena pesada de cualquiera de los diversos
subtipos de neurotoxina de Clostridium tetanus o
Clostridium botulinum como elemento de translocación, o el
diseño de un elemento de translocación análogo mediante el
alineamiento de las secuencias primarias de las mitades
N-terminales de las diversas cadenas pesadas y
seleccionar una secuencia de translocación primaria consenso
basadas en el aminoácido conservado, la polaridad, las
características estéricas y de hidrofobicidad entre las
secuencias.
El "elemento terapéutico" de la presente
invención es un polipéptido que comprende una cadena ligera de
neurotoxina de clostridios, o una porción de la misma que retiene
la actividad de la endopeptidasa específica de la secuencia de la
proteína SNARE de una cadena ligera de la neurotoxina de
clostridios. Se han determinado las secuencias de aminoácidos de la
cadena ligera de la neurotoxina botulínica (BoNT) subtipos
A-G, tal como tiene la secuencia de aminoácidos de
la cadena ligera de la neurotoxina del tétanos (TeNT). Cada cadena
contiene la plantilla de enlace Zn^{++} con
His-Glu-x-x-His
(HELIH en TeNT, BoNT/A/B y /E; HELNH en BoNT/C; y HELTH en
BoNT/D).
Estudios recientes de la cadena ligera BoNT/A
han revelado algunas características importantes para la actividad
y especificad de la toxina hacia su sustrato diana,
SNAP-25. De esta manera, los estudios de Zhou y col.
Biochemistry 34:15175-15181 (1995) indican
que cuando la cadena ligera del residuo de aminoácido His_{227} se
sustituye con tirosina, el polipéptido resultante es incapaz de
romper SNAP-25; Kurazono y col., J. Biol.
Chem. 14721-14729 (1992) han llevado a cabo
estudios en las neuronas colinérgicas presinápticas del ganglio
bucal de Aplysia californica usando la cadena ligera de
BoNT/A recombinante que indican que la eliminación de 8 residuos
N-terminales o de 32 C-terminales
no eliminan la toxicidad, pero que la eliminación de 10 residuos
N-terminales o 57 C-terminales
eliminan la toxicidad en este sistema. De manera más reciente se ha
resuelto la estructura cristalina de la holotoxina BoNT/A completa,
se indica que el emplazamiento activo está implicado en la
participación de His_{222}, Glu_{223}, His_{226}, Glu_{261}
y Tyr_{365}. Lacy y col., más arriba (Estos residuos
corresponden a His_{223}, Glu_{224}, His_{227}, Glu_{262} y
Tyr_{366} o la cadena L de BoNT/A de Kurazono y col., más
arriba.) De manera interesante, un alineamiento de BoNT/A a
través de las cadenas ligeras E y TeNT revela que cada una de
dichas cadenas tiene, de manera invariable, estos residuos en
posiciones análogas a BoNT/A. Kurazono y col., más
arriba.
La región catalítica de BoNT/A es muy específica
para el término C de SNAP-25 y parece necesitar un
mínimo de 17 aminoácidos de SNAP-25 para producirse
la rotura. El emplazamiento catalítico se parece a un bolsillo;
cuando la cadena ligera se enlaza a la pesada mediante el enlace
disulfuro entre Cys_{429} y Cys_{453}, la región de
translocación de la cadena pesada parece bloquear el acceso al
bolsillo catalítico hasta que la cadena ligera consigue entrar en
el citosol. Cuando se reduce a continuación el enlace disulfuro, el
bolsillo catalítico se "abre" y la cadena ligera se activa de
manera completa.
Tal como se ha descrito anteriormente, VAMP y la
sintaxina se rompen mediante BONT/B, D, F, G y TeNT, y BoNT/C_{1},
respectivamente, mientras que SNAP-25 se rompe
mediante BoNT/A, E y C1.
Se conocen las especificidades del sustrato de
diversas cadenas ligeras de neurotoxina de clostridios diferentes
de BoNT/A. Por tanto, la persona normalmente experta en la técnica
podrá determinar fácilmente los residuos de toxina esenciales en
estos subtipos para la rotura y el reconocimiento del sustrato (por
ejemplo, mediante la mutagénesis dirigida al emplazamiento o la
delección en diversas regiones de la molécula de toxina, seguida
por el ensayo de la actividad proteolítica y la especificidad del
sustrato) y podría por tanto diseñar fácilmente variantes de la
cadena ligera de la neurotoxina nativa que retengan o carezcan de la
misma o similar actividad.
En una forma de realización particularmente
preferida, la neurotoxina de cadena ligera o derivado de la
neurotoxina de la invención, alterada tal como se ha indicado
anteriormente, se modifica de manera adicional para eliminar otros
emplazamientos proteolíticos endógenos incidentales, tales como
aquellos que rompe la tripsina, Arg C proteasa, quimotripsina, o
proteasas de la célula huésped. Tal como se indica a continuación,
la modificación de las secuencias primarias de aminoácidos en estas
regiones que confieren resistencia a la proteasa puede aumentar el
rendimiento de la neurotoxina y reducir la toxicidad de la
neurotoxina de cadena sencilla antes de la rotura y activación.
Son bien conocidas por los expertos en la
técnica las secuencias de aminoácidos reconocidas por muchas
proteasas, y su especificidad a la rotura. De esta manera, el
diseño de un emplazamiento de rotura proteolítica específica en la
región bucle de las porciones de cadena L y H de la toxina de cadena
sencilla, y la modificación de los emplazamientos incidentales de
la proteasa en el polipéptido para que sea resistente a la proteasa
es una forma rutinaria de comparar las secuencias de especificidad
y reconocimiento para diversas proteínas. En el primer caso, la
especificidad de un emplazamiento proteolítico candidato no necesita
ser totalmente exclusiva, sino que necesita simplemente excluir los
emplazamientos de rotura para las proteasas de la célula huésped
y/o humana que pueden estar presentes durante el manejo, el
almacenamiento y la purificación de la neurotoxina de cadena
sencilla. Por supuesto, es preferible que el emplazamiento de la
proteasa sea tan específico como sea posible. En el último caso, la
modificación del emplazamiento de rotura proteolítica necesita
únicamente ser suficiente para volver al emplazamiento resistente
al proteasa activadora y para las proteasas de la célula huésped y
humana.
En otra forma de realización preferida, se
modifica de manera adicional la neurotoxina de cadena sencilla
modificada recombinante uniendo la cadena a una etiqueta de enlace
que comprende un miembro de un complejo de enlace específico. Por
"complejo de enlace específico" se entiende dos o más entidades
químicas o bioquímicas que enlazarán una con respecto a la otra
bajo condiciones ambientales definidas y que no enlazarán de manera
significativa con otras entidades químicas o bioquímicas presentes
en el medioambiente bajo las mismas condiciones. Los ejemplos de
miembros de un complejo de enlace específico incluyen, sin
limitación, un anticuerpo y su antígeno, una lectina y su
carbohidrato diana, una cadena de ácido nucleico y su cadena de
ácido nucleico complementaria, un receptor superficial celular y su
ligando, un metal y un compuesto capaz de formar un complejo de
coordinación o quelación con este metal, y similares.
En esta forma de realización se puede unir la
etiqueta de enlace con la toxina de cadena sencilla mediante un
ligante, de manera preferible un ligante que se puede romper. Los
ejemplos de ligantes posibles, aunque no en una lista exhaustiva,
incluyen 1) ácidos dicarboxílicos alifáticos de fórmula
HOOC-(CH_{2})_{n}-COOH, en los que n =
1-12 (se pueden enlazar a un grupo amino libre); 2)
HO-(CH_{2})_{n}-COOH, en el que n >
10 (adecuado para la unión en el término amino del polipéptido), 3)
estructuras de polibenceno sustituido, y 4) un ligante del éster de
una N-hidroxisuccinimida (NHS). El uso de un ligante
que contiene un éster permite la rotura del ligante del éster tras
su uso en la purificación de la neurotoxina de cadena sencilla bajo
condiciones ácidas relativamente suaves.
De manera alternativa, y muy preferiblemente, la
etiqueta de enlace puede comprender alguna o todas las secuencias
de aminoácidos de un polipéptido apropiadamente escogido coexpresado
con la toxina de cadena sencilla como una proteína de fusión;
dichos polipéptidos pueden comprender, sin limitación, la región de
enlace de la maltosa de la proteína de enlace de la maltosa (MBP);
una etiqueta His_{6} (una migración de 6 residuos de histidina);
la región de enlace de la calmolidina de la proteína de enlace de la
calmodulina; y la región de enlace del
glutatión-S-transferasa. Son bien
conocidas por aquellos expertos en la técnica otras etiquetas de
enlace de polipéptidos, y se pueden adaptar fácilmente para el uso
en la presente invención.
De manera adicional, se puede construir la
etiqueta de enlace para que tenga un emplazamiento de rotura de la
proteasa entre sí misma y cualquier término amino o término
carboxilo de la toxina de cadena sencilla, de forma que se pueda
eliminar tras la purificación del péptido. Se puede diseñar el
emplazamiento de rotura proteolítica que se va a romper mediante la
proteasa activadora escogida para cortar la toxina de cadena
sencilla entre las cadenas H y L.
Es por tanto un objetivo de la invención
proporcionar una molécula de neurotoxina de cadena sencilla
activable por recombinación que tenga actividad reducida en
comparación con la neurotoxina nativa hasta la activación mediante
la reacción de una proteasa no clostridial. La neurotoxina de cadena
sencilla se purifica más fácilmente, es menos peligrosa de
manipular durante el procedimiento de purificación, y se puede
modificar de manera opcional para proporcionar las propiedades más
deseables de la toxina.
Es también un objetivo de la invención
proporcionar un procedimiento para fabricar una neurotoxina de
cadena sencilla activable recombinante modificando la secuencia de
nucleótidos que codifica la neurotoxina para sustituir la secuencia
de rotura proteolítica de los aminoácido nativos separando las
cadenas H y L con una secuencia de aminoácidos estable a las
proteasa de la célula huésped o de los clostridios indígenas pero
susceptible a la rotura in vitro por la proteasa
escogida.
Es un objetivo adicional de la presente
invención proporcionar polipéptidos de neurotoxina más estables
mediante la modificación de la secuencia de nucleótidos de la
región que codifica las cadenas H y L de la misma, eliminando los
emplazamientos de rotura proteolítica incidentales produciendo la
sustitución de los aminoácidos lábiles con otros residuos de
aminoácidos que confieren resistencia a la toxina frente a la
degradación proteolítica no deseada.
De manera adicional, es un objetivo de la
invención proporcionar procedimientos de purificación de
neurotoxinas recombinantes en forma de cadena sencilla uniendo la
neurotoxina de cadena sencilla expresada a una fracción de enlace
que comprende el compañero de un complejo de enlace específico que
se puede usar en la purificación por afinidad con el compañero de
enlace que comprende la otra mitad del complejo de enlace. Se puede
llevar a cabo la purificación en lotes o en una columna de
cromatografía. A continuación puede eliminarse la fracción de
enlace tras la etapa de afinidad, y separarse de la neurotoxina.
Es también un objetivo de la invención
proporcionar moléculas de neurotoxina modificada recombinante de
cadena sencilla para uso como agentes terapéuticos. Las moléculas
de neurotoxina modificada pueden tener una especificidad diana
alterada o una actividad alterada en comparación con la neurotoxina
nativa de la cual se derivan, o ambas.
Es también un objetivo de la invención
proporcionar una neurotoxina de cadena sencilla que se activa por
recombinación que se pueda purificar más fácilmente que la
neurotoxina del tipo salvaje. Dicha neurotoxina permite la
preparación a gran escala de toxinas muy puras correctamente
plegadas para uso clínico.
Los siguientes Ejemplos sirven para ilustrar las
formas concretas de realización de la invención, y no limitan en
ningún modo el alcance de la invención definido en las
reivindicaciones.
Se puede ejemplificar la presente invención
describiendo la construcción de un plásmido que expresará TeTx en
E. coli como una proteína sencilla que se purifica
fácilmente, es decir, mediante cromatografía de afinidad. Se puede
escoger TeTx como sistema piloto debido (i) a la disponibilidad de
una vacuna excelente que reduce grandemente el riesgo de su
manipulación y (ii) es la más comprehensiblemente estudiada de las
toxinas en términos de expresión de las regiones HC y LC. Sin
embargo, las personas expertas en la técnica entenderán que se
pueden emplear estrategias iguales o análogas usando cualquier
dicadena o toxina binaria u otra molécula bioactiva expresada como
un polipéptido sencillo y activada mediante rotura proteolítica. Se
construyeron las moléculas de cadena sencilla que contenían la
cadena TeTx de tipo salvaje y una versión mutada de la cadena
ligera TeTx en la que se cambió un residuo de ácido glutámico en la
posición 234 por una alanina (denominada "E234A", Ala^{234},
o "la cadena ligera del mutante E234A"), respectivamente. Esta
última mutación da como resultado una cadena ligera TeTx inactiva,
y se construyó un plásmido que codifica la cadena ligera del mutante
E234A (pMAL-E234A) tal como se describe en Li y
col., Biochemistry 33:7014-7020 (1994)
incorporado por tanto por referencia en el presente documento). Se
usó el siguiente protocolo para la construcción de cada toxina de
cadena sencilla.
Se modificó el vector pTrcHisA, comercializado
por Invitrogen, usando un kit de mutagénesis dirigida al
emplazamiento Stratagene QuickChange® (para las técnicas de
mutagénesis dirigida al emplazamiento, véase Smith y col., J.
Biol. Chem. 253:6651-6560 (1979); incorporado
por referencia en el presente documento en su totalidad) para crear
dos emplazamientos de restricción extra (SalI y HindIII) corriente
arriba de los nucleótidos que codifican un emplazamiento de rotura
de la enteroquinasa preexistente (EK). El plásmido contiene también
un codón de inicio de traducción (ATG) seguido por una serie de
codones que codifican 6 residuos de histidina inmediatamente
corriente arriba del emplazamiento de rotura de la enteroquinasa. Un
emplazamiento de clonación múltiple que contiene los emplazamientos
de rotura Bam HI, XhoI, Bgl II, Pst I, Kpn I, Eco RI BstB I y Hind
III, se localiza inmediatamente corriente abajo del emplazamiento
EK; se eliminó el emplazamiento Hind III mediante mutagénesis
dirigida al emplazamiento. Se emplearon los siguientes cebadores
para insertar los emplazamientos de restricción (subrayados)
corriente arriba del emplazamiento de rotura EK:
El plásmido resultante contiene los
emplazamientos Sal y Hind III localizados en el lado 5' de la
secuencia de nucleótidos que codifica el emplazamiento de rotura de
la enteroquinasa bovina (EK).
La secuencia de nucleótidos que codifica la
cadena TeTx de tipo salvaje se obtiene del plásmido
pMAL-LC, descrito en Li y col., Biochemistry
33, 7014-7020 (1994), incorporado por referencia en
el presente documento. El plásmido codifica la cadena ligera TeTx
en forma de proteína de fusión con la proteína de enlace de la
maltosa (MBP) localizada inmediatamente corriente arriba de la
secuencia que codifica la cadena L. Las porciones de cadena MBP y L
de la proteína de fusión se diseñan para contener el emplazamiento
de rotura del factor Xa de coagulación de la sangre humano
(Ile-Glu-Gly-Arg)
para facilitar la eliminación de la MBP una vez se ha llevado a cabo
la purificación por afinidad.
El fragmento de ADN que contiene la secuencia
que codifica la cadena L se escinde del plásmido
pMAL-LC digiriendo el plásmido con Sal y Hind III,
purificando en gel el fragmento de ADN resultante que contiene la
cadena L, y ligando este fragmento en el plásmido pTrcHisA en los
emplazamientos Sal y Hind III creados de nuevo corriente arriba del
emplazamiento EK. Este fragmento da como resultado la excisión de
las secuencias de proteína que enlazan la maltosa del término N de
la cadena L.
Se usó un procedimiento idéntico para subclonar
el fragmento de ADN que contiene una cadena L mutante procedente
del plásmido pMAL-LC-Ala^{234}, en
el que se hace un cambio en la cadena de aminoácidos sencilla en el
aminoácido 234 de la cadena L, sustituyendo el ácido glutámico
nativo con alanina. Este cambio es suficiente para abrogar la
actividad de la endopeptidasa de zinc de la cadena L, y para volver
no tóxica una toxina te tétanos reconstituida que contiene la
cadena H nativa y la cadena Ala^{234}L.
Se obtiene el fragmento de ADN que contiene la
cadena H a partir del plásmido pMAL-HC; se describe
la construcción de este vector en Li y col., J. Biochem.
125:1200-1208 (1999), incorporado por tanto por
referencia en el presente documento. De manera breve, se construyó
el gen que codificaba la cadena H juntando tres fragmentos de ADN
que contenían diferentes porciones de la secuencia que codifica la
cadena H que se había clonado en plásmidos separados. Se
amplificaron en primer lugar los fragmentos que comprenden la mitad
amino terminal de H usando los procedimientos de la reacción en
cadena de la polimerasa (véase, por ejemplo, Mullis, Patente de los
Estados Unidos Nº 4.683.202 y Mullis y col., patente de los Estados
Unidos Nº 4.800.159 , incorporadas ambas por referencia en el
presente documento en su totalidad) y los siguientes cebadores: se
usaron cebadores PCR a (que contienen un emplazamiento de rotura
Xba I) y b (que contienen un emplazamiento de rotura Bgl II) (SEC
DE ID Nº: 3 y 4, respectivamente) para amplificar el fragmento de
cadena H contenido en un plásmido denominado pTet8; se usaron
cebadores PCR c (que contiene un emplazamiento de rotura Bgl II) y d
(que contienen un emplazamiento de rotura Hind III y un Sal I) (SEC
DE ID Nº: 5 y 6, respectivamente) para amplificar el fragmento de la
cadena H contenido en un plásmido denominado pTet14. Se
proporcionan a continuación las secuencias de nucleótidos de este
cebador, con los emplazamientos de restricción subrayados.
\newpage
Tras la amplificación mediante PCR y
purificación en gel de los fragmentos de la cadena H amplificados,
se digirió cada fragmento con Bgl II y se ligaron para dar como
resultado la mitad N terminal completa de la región de codificación
de la cadena H. Se digirió a continuación este producto de ligadura
con Xba I y Hind III y se subclonó en el emplazamiento de clonación
múltiple de pMAL-c2-T (cortándose
también el plásmido con Xba I y Hind III), que se localizó
corriente abajo de la región que codifica MBP y el emplazamiento del
factor Xa. pMAL-c2 es un vector
comer-
cialmente disponible bien conocido por las personas expertas en la técnica. El plásmido resultante es pMAL-H_{N}.
cialmente disponible bien conocido por las personas expertas en la técnica. El plásmido resultante es pMAL-H_{N}.
Se ensambló como sigue la región que codifica la
cadena H completa. Se digirió el plásmido
pMAL-H_{N} con Sac I y Sal I para dar como
resultado el fragmento de ADN que codifica el término N de la cadena
H. se digirió el plásmido pTet215 con Sal I y Bam HI para dar como
resultado el fragmento de ADN que codifica el término carboxilo de
la cadena H. Se digirió el vector
pMAL-c2-T con Sac I y Bam HI, y se
ligó con los fragmentos de la cadena H digeridos, que se juntarán
en la orientación apropiada debido al uso de distintas
endonucleasas. El plásmido resultante es
pMAL-HC.
Los fragmentos de ADN que codifican las cadenas
H y L (que incluyen la cadena Ala^{234}L) se cortan y purifican
directamente a partir de los constructos pMAL-LC o
pMALE234A y pMAL-HC, y se subclonan en el vector
pTrHisA modificado descrito anteriormente. Se ligó en primer lugar
esta cadena H en el vector modificado en el emplazamiento Bam HI
inmediatamente corriente abajo del emplazamiento EK, y el plásmido
resultante se purificó en gel. Tras la digestión de este plásmido
con Hind III y Sal I, se ligó la cadena L en una posición justo
corriente arriba del emplazamiento de rotura EK.
El constructo del plásmido resultante contiene
la secuencia de nucleótidos que codifica la proteína de la toxina
de cadena sencilla, que comprende (desde el término amino al
carboxilo): seis residuos de histidina (la etiqueta His), seguidos
por la cadena L, un emplazamiento de rotura de la enteroquinasa, y
la cadena H. Se muestra a continuación la unión traducida entre las
cadenas L y H que contiene el emplazamiento de rotura EK (DDDDK)
(en la dirección desde el término N al término C) y en la Figura
1.
Para permitir la expresión de dos cadenas en
forma de unidad sencilla, se eliminó una secuencia de nucleótidos
que comprendía un codón de parada presente en el extremo 3' de la
secuencia que codifica la cadena L en el pMAL-LC
mediante mutagénesis dirigida al emplazamiento usando dos cebadores
(SEC DE ID Nº: 8 y 9), dando como resultado un marco de lectura
sencillo que contiene las cadenas H y L.
Se transformó el constructo basado en el
pTrcHisA resultante en la cepa de E. coli JM109 mediante
shock térmico usando el procedimiento de Hanahan, y se aislaron las
colonias transformantes sobre placas de agar Luria que contenían
100 \mug de ampicilina. Se purificaron los plásmidos procedentes
de estos transformantes y se confirmaron las inserciones mediante
la digestión analítica con endonucleasa de restricción y
electroforesis en gel de agarosa.
Se indujo la expresión del constructo TeTx de
cadena sencilla basado en pTrcHisA (bajo el control de un promotor
trp/lac híbrido) mediante la adición de IPTG 1 mM (isopropil
tio-galactopiranósido) hasta un cultivo confluente
de un clon transformante representativo en 200 ml de caldo de Luria
que contenía 100 \mug/ml de ampicilina e incubando de manera
adicional a 37ºC durante 16 horas antes de la cosecha celular
mediante centrifugación.
Se volvieron a suspender los residuos celulares
en 30 ml de Tampón A (Na_{2}PO_{4} 20 mM, NaCl 500 mM (pH
7,8)), a continuación se lisaron mediante ultrasonicación a 4ºC,
usando períodos de 10 segundos en un medio de sedimentación. Se
eliminaron los residuos insolubles mediante centrifugación a 9.000 X
g durante 30 min a 4ºC, y se recuperó el sobrenadante mediante
centrifugación.
Se incubó el sobrenadante que contenía cada
constructo de cadena sencilla durante 20 minutos a 22ºC con 2 ml de
resina iónica de níquel (Invitrogen Corp.) para la purificación por
afinidad por medio de quelación entre los residuos de histidina en
el término amino de la molécula de toxina de cadena sencilla y el
níquel. A continuación se cargaron las resinas sobre minicolumnas y
se lavaron con 200 ml de tampón de lavado (Na_{2}PO_{4} 20 mM,
NaCl 500 mM (pH 6,0)) para eliminar cualquier material de enlace no
específico, se eluyeron las proteínas de cadena sencilla
recombinante en fracciones de 0,5 ml con 8-15 ml de
imidazol 100 mM en Tampón A. Se midió la concentración de las
cadenas sencillas eluidas mediante el ensayo de proteínas de
Bradford (Bio-Rad Laboratorios); se recuperó
aproximadamente 1 miligramo de la proteína de fusión.
Se hacen crecer los constructos TeTx de cadena
sencilla en caldo de Luria que contiene ampicilina a 37ºC, se toman
alícuotas antes y después de la inducción de la expresión de la
proteína con IPTG. Se prepararon extractos celulares crudos para
SDS-PAGE mediante dilución en un tampón de muestra
bajo condiciones reducidas en presencia de
\beta-mercaptoetanol (BME). Tras la electroforesis
SDS-PAGE, las proteínas separadas se sometieron a
Western blotting como sigue: se transfirieron las proteínas
electroforéticamente a una membrana de disulfuro de polivinilideno
(PVDF) usando procedimientos estándar (véase, por ejemplo., Sambrook
y col., Molecular Cloning. A Laboratory Manual (2ª ed. Cold
Spring Harbor Laboratory Press 1989), incorporado por tanto por
referencia en su totalidad), se trató la membrana para reducir el
enlace Ig de fondo, y a continuación se sondaron usando un
anticuerpo anti-His_{6}, seguido por la detección
usando un anticuerpo secundario conjugado con fosfatasa alcalina y
desarrollo con un sustrato de
5-bromo-4-cloro-3-indolil-fosfato/azul
de tetrazolio nitro.
Tal como se muestra en la hileras 1 y 2 de la
Figura 2A, el Western blot no reveló expresión de TeTx detectable
antes de la inducción de la síntesis de la proteína; por contra, se
reveló una banda sencilla de un peso molecular aproximado de 150
kDa en las alícuotas tomadas tras la inducción de la proteína (Véase
hileras 3 y 4). En la Fig 2A, las hileras 1 y 3 son el constructo
de cadena sencilla WT y las hileras 2 y 4 contienen el constructo
del mutante E234A.
La Fig. 2B es un Western blot de los extractos
celulares inducidos por IPTG de células transformadas con el
constructo E234A. De manera significativa, no se observaron
productos de rotura proteolítica discernibles de peso molecular
bajo de la cadena ligera, que proporcionan evidencia de la
estabilidad relativa de la toxina de cadena sencilla tras la
expresión y la purificación.
La Figura 3 muestra los resultados de un segundo
experimento, en el que se cortó la afinidad de la TeTx de cadena
sencilla recombinante purificada (SC) con enteroquinasa como sigue.
Se incubaron treinta microgramos de la toxina de cadena sencilla
purificada con 1 unidad de enteroquinasa en una solución que
contenía Tris-HCl 50 mM (pH 8,0) CaCl_{2} 1 mM y
Tween-20 al 0,1% (v/v). Como control, se incubó la
proteína recombinante en la misma mezcla de reacción que no
contenía EK. Se sometieron estas muestras, más una alícuota de TeTx
nativo (no recombinante) a SDS-PAGE en un gel de
poliacrilamida al 8% bajo condiciones de reducción (+BME) o no
reductoras (-BME). Se usó el gel resultante para un Western blot y
la detección subsiguiente usando anticuerpos anti-H
reivindicados (Fig 3B), y tiñendo de manera directa con Azul de
Coomassie (Fig 3A).
Tal como se indica por la Figura 3, las tres
muestras bajo condiciones no reductoras (TeTX Nativa (Hilera 1), la
toxina recombinante no cortada (Hilera 2), y la toxina recombinante
cortada con enteroquinasa (Hilera 3)) migrarán como dobletes
(conformadores aparentemente diferentes que se resuelven en una
banda sencilla tras la reducción) con pesos moleculares aparentes
esencialmente indistinguibles de aproximadamente 150 kDa. El gel no
reductor confirma que 1) se obtienen altos niveles de expresión, 2)
los enlaces disulfuro que enlazan las cadenas ligera y pesada están
completamente formados, y 3) la toxina de cadena sencilla
recombinante no esta sujeta a degradación proteolítica
observable.
Por contra, bajo condiciones de reducción, las
toxinas recombinantes cortada y de tipo salvaje dieron como
resultado una cadena H que tiene un peso molecular de
aproximadamente 100 KDa mediante tanto con Western blot como con
tinción de Coomassie. De manera adicional, en el gel teñido con
Coomassie, esta muestras muestran también una especie de peso
molecular bajo de aproximadamente 50 kDa, que corresponde a la
cadena L. La cadena L de tipo salvaje migrará con un peso molecular
aparente más bajo que el de la cadena L recombinante, que tiene 22
residuos de aminoácidos adicionales debido a la presencia de la
fracción His_{6} y a la región de unión intercadena que contiene
el emplazamiento de rotura EK modificado. La toxina recombinante no
cortada (Hilera 2) migra como una banda sencilla con un peso
molecular aparente de aproximadamente 150 kDa. De manera notable,
no se han visto trazas de la toxina no cortada en la hilera 3, lo
que indica la efectividad del tratamiento con enteroquinasa.
Se examinó también la actividad biológica de la
TeTx recombinante y se comparó con la toxina de tipo salvaje usando
hemidiafragma de nervio frénico de ratón, ya que se sabe que la
toxina nativa produce parálisis neuromuscular, no obstante a
concentraciones más altas que las que actúan en el SNC. Para este
experimento se diseccionó el hemidiafragma del nervio frénico
izquierdo de ratón (cepa T/O, 4 semanas de edad y \sim 20 g de
peso) y se transfirió de manera inmediata a un sistema de
superfusión circulatorio cerrado que contenía 10 ml de solución
Krebs-Ringer (NaCl 118 mM, KCl 4,7 mM, MgSO_{4}
1,2 mM, CaCl_{2} 2,5 mM, NaHCO_{4} 23,8 mM, KH_{2}PO_{4}
1,2 mM, glucosa 11,7 mM (pH 7,4), se burbujeó con O_{2} al 95% y
CO_{2} al 5% y se suplementó con albúmina de suero bovino al 0,1%
(p/v) para disminuir la adsorción no específica de las toxinas (Li y
col., Biochemistry 33:7014-7020 (1994)). Se
mantuvieron los hemidiafragmas en un baño que contenía 10 ml de
tampón Krebs-Ringer a 37ºC durante 10 minutos antes
de exponerse a 4 o TeTx 10 nM (\ding{116} y \Delta,
respectivamente) o TeTx recombinante cortada 10 nM (\medbullet) o
TeTx recombinante no cortado 10 nM, respectivamente (\medcirc).
(Véase Figura 4).
Se estimularon las contracciones locales menores
del músculo mediante la estimulación supra-máxima
del nervio frénico con electrodos bipolares y se registró mediante
un transductor de fuerza-desplazamiento (Lectromed,
Reino Unido) conectado a un amplificador y a un sistema de ordenador
(MacLab, AD Instruments, Reino Unido). Los parámetros de la
estimulación del nervio son ondas cuadradas de 2 Hz de 0,1 ms de
duración con una amplitud de 1,5-2,5 V. Se
cuantificó la transmisión muscular de la parálisis inducida por la
toxina como el tiempo necesario de contracción del músculo
estimulada por el nervio para disminuir a un 10% (reducción del 90%)
del valor original.
Tal como se muestra en la Figura 4, se encontró
que la TeTx cortada recombinante 10 nM era tan potente como la
toxina nativa 10 nM en el bloqueo de las contracciones locales
menores del músculo inducidas por el nervio, dando como resultado
en las preparaciones una reducción del 90% en la tensión del músculo
en aproximadamente 170 minutos. De esta manera, esta nueva
preparación de TeTx expresada en E. coli a alto nivel en
forma de polipéptido activable de cadena sencilla y purificado
mediante una etapa simple de cromatografía de afinidad demostró ser
completamente activo en todos los criterios examinados.
Por contra, 10 nM de la preparación TeTx no
cortada requieren aproximadamente tanto como dos veces para reducir
la tensión del músculo y fue aproximadamente tan activo como 4 nM de
la TeTx de tipo salvaje. Como control, se incubaron los
hemidiafragmas con tampón KR y se encontró que la cantidad traza de
enteroquinasa presente en las muestras experimentales mostró una
disminución despreciable en la tensión del músculo durante 5 h.
De esta manera, este experimento indica que la
TeTx no cortada es considerablemente menos tóxica que cualquiera de
las proteínas cortadas recombinantes o de tipo salvaje in
vitro.
Aunque la forma de TeTx de cadena sencilla
recombinante no cortada presenta toxicidad reducida en comparación
con la forma cortada, la actividad de la toxina residual aumenta de
manera probable a partir de la activación de la toxina mediante
proteasas adicionales in vivo. Para ensayar esta posibilidad,
se identificaron los emplazamientos en la molécula de toxina de
cadena sencilla susceptibles de rotura proteolítica mediante
tripsina y Arg C proteasa mediante la incubación de TeTx de cadena
sencilla con estos enzimas como sigue. Se incubaron cincuenta
microgramos \mug de Arg-C a 37ºC durante 4 h; 0,1
\mug de tripsina a 37ºC durante 0,5 h; o tampón sin proteasa como
control. Se terminaron estas reacciones mediante la adición de un
tampón muestra de SDS-PAGE que contenía SDS al
0,1%, seguido por una transferencia electroforética Western a una
membrana de difluoruro de polivinilideno (PVDF). Se emborronó la
membrana con IgG específico para la etiqueta His_{6} y se detectó
usando un sistema de tinción de peroxidasa de rábano picante.
Tal como se muestra en la Figura 5, el Western
blot revela que la tripsina y la Arg C proteasa dan como resultado
un fragmento de cadena L (y por tanto una cadena H) del mismo
tamaño. De manera adicional, la transferencia de un gel duplicado
se tiñó para la proteína con rojo de Ponceau y se escindió la banda
de la cadena H de peso molecular aproximado de 100 kDa de cada
hilera y se analizó mediante secuenciamiento
N-terminal.
En la TeTx de cadena sencilla recombinante se
enlazaron LC y HC mediante 17 aminoácidos (GEKLYDDDDK
DRWGSSR), seguido por el comienzo de la secuencia H (SLTDLGGEL…). El secuenciamiento del aminoácido N-terminal del fragmento más grande producido por la tripsina y la Arg C proteasa revela que los primeros 5 aminoácidos de la proteína del producto de rotura de la Arg C proteasa y la tripsina de 100 kDa son SLTDL; de esta manera, estas proteasas parecen romper la toxina de cadena sencilla entre el enlace R-S (véase la Figura 1) con el fin de liberar la cadena H y la cadena L que contienen el ligante EK y su término C, dando como resultado por tanto esta variante una toxina de dicadena esencialmente idéntica a la toxina cortada EK.
DRWGSSR), seguido por el comienzo de la secuencia H (SLTDLGGEL…). El secuenciamiento del aminoácido N-terminal del fragmento más grande producido por la tripsina y la Arg C proteasa revela que los primeros 5 aminoácidos de la proteína del producto de rotura de la Arg C proteasa y la tripsina de 100 kDa son SLTDL; de esta manera, estas proteasas parecen romper la toxina de cadena sencilla entre el enlace R-S (véase la Figura 1) con el fin de liberar la cadena H y la cadena L que contienen el ligante EK y su término C, dando como resultado por tanto esta variante una toxina de dicadena esencialmente idéntica a la toxina cortada EK.
\newpage
La arginina en el término carboxi de la
secuencia ligante EK se muta mediante mutagénesis dirigida al
emplazamiento de una glicina (R496G), y el polipéptido de la toxina
de cadena sencilla resultante se expresa y purifica tal como
anteriormente.
La valoración de 6 microgramos de la toxina de
cadena sencilla mutada R496G (WT LC) y la SC TeTx que carece de
dicha mutación frente a 0, 0,01, 0,1, 1, 10 \mug de tripsina,
seguida por SDS-PAGE y la tinción con Azul
Brillante de Coomassie, dan como resultado el modelo de rotura visto
en la Figura 6. Tal como se puede ver, ambas moléculas de cadena
sencilla son susceptibles a la rotura con tripsina; sin embargo, el
mutante R496G da como resultado menos fragmentos que la toxina SC
que no contiene una mutación en la región bucle entre las cadenas.
Por ejemplo, Aunque pueden verse claramente tres bandas de péptidos
de tripsina próximas a la banda de la cadena ligera tras la rotura
con tripsina de la toxina SC WT, únicamente se ven dos de dichas
bandas en la digestión de R496G.
El hecho de que existan emplazamientos de
tripsina que permanecen en la toxina SC del mutante R496G tiene en
cuenta de manera probable el hecho que este mutante no produce la
disminución de la toxicidad en comparación con la toxina SC no
cortada; ambas preparaciones dan valores similares en los ensayos de
letalidad y parálisis neuromuscular en ratón descritos
anteriormente.
Se usó un sistema de ensayo diferente para medir
la actividad de la neurotoxina hacia las neuronas del SNC, las
células naturalmente afectadas por TeTx. Las células usadas son
neuronas cerebelares; se disociaron estas células a partir del
cerebelo de ratas de 7 días de edad. Se suspendieron las neuronas a
1-2 x 10^{6}/mL en medio constituido por 3 partes
de Medio Eagle Basal y 1 parte de un tampón constituido por
HEPES-NaOH 40 mM (pH 7,3), KCl 78,4 mM,
D-glucosa 37,6 mM, CaCl_{2} 2,8 mM, MgSO_{4} 1,6
mM y NaH_{2}PO_{4} 1,0 mM, así como un suplemento de 1 x N2,
L-glutamina 1,0 mM, 60 unidades/mL de penicilina, 60
\mug/mL de estreptomicina y suero de caballo dializado al 5%
(v/v). Se añadió un mililitro de esta suspensión celular a unos
pocillos recubierto con
poli-D-lisina de 22 mm de diámetro.
Se añadió citosina
\beta-D-arabinofuranósido
(Ara-C, 40 \muM) tras 20-24 horas
en el cultivo con CO_{2} al 5% (v/v) y se mantuvieron las neuronas
mediante la sustitución semanal del medio anteriormente señalado
que contenía 40 \muM de Ara-C.
Para cada ensayo se cultivaron las neuronas
in vitro durante al menos 10 días, se lavaron cuatro veces
con tampón de Krebs-Ringer HEPES gasificado con
O_{2} (KRH, mM: 20 HEPES.NaOH pH 7,4, 128 NaCl, 5KCl, 1
NaH_{2}PO_{4}, 1,4 CaCl_{2}, MgSO4 1,2 mM, 10
D-glucosa y 0,05 mg/mL de BSA), y se añadieron 0,5
mL del último tampón que contiene 0,25 \muCi/mL
[^{14}C]-glutamina (es decir, el precursor de
glutamato). Se llevaron a cabo todas las etapas a 37ºC. tras un
período de marcado de 45 minutos, se elimino el medio y se lavaron
las neuronas cuatro veces como anteriormente. Se incubaron el
control y las neuronas tratadas con toxina durante 5 minutos a 37ºC
en tampón KRH que contenía cualquiera de Ca^{2+}1,4 mM o EGTA 0,5
mM (es decir, para evaluar la liberación independiente de
Ca^{2+}); a continuación se eliminaron las alícuotas y se
retuvieron para la evaluación del contenido de
[^{14}C]-glutamato mediante conteo por centelleo.
Inmediatamente después de la eliminación del medio basal anterior
se añadieron un tampón KRH modificado que contenía KCl 50 mM (que
contenía un contenido disminuido de NaCl 83 mM con el fin de
mantener un potencial osmótico normal) y cualquiera de 1,4
Ca^{2+} o EGTA 0,5 mM durante un período de estimulación de 5
minutos. Finalmente, se solubilizaron las neuronas con EGTA.NaOH 20
mM pH 7,5 que contenía SDS al 1% (p/v), y se sometieron las
alícuotas al conteo por centelleo con el fin de calcular sus
contenidos radioactivos remanentes. Las cantidades de
^{14}C-glutamato en las muestras basales y
estimuladas se expresa como porcentajes en relación con el contenido
celular total calculado. El porcentaje de
[^{14}C]-glutamato contenido en el tampón que
contiene EGTA se resta de los valores registrados en las muestras
que contienen Ca^{2+} con el fin de calcular el componente
dependiente de Ca^{2+} relevante de la liberación y a su vez, las
últimas lecturas basales se restan de los valores obtenidos para
las muestras de KCl 50 mM para dar como resultados el componente de
liberación del glutamato dependiente de Ca^{2+} estimulado por
K^{+}.
La Figura 8 demuestra la capacidad de la toxina
recombinante para inhibir la liberación del neurotransmisor. Se
lavaron dos veces las neuronas cerebelares, mantenidas durante 10
días in vitro, con tampón KRH enfriado en hielo que contenía
Mg^{2+} 5mM y Ca^{2+} 0,5 mM, a continuación se expusieron en
este tampón a las concentraciones especificadas de TeTx nativa
(\medbullet) R496G de TeTx cortada en EK (\medcirc), TeTx no
cortada de cadena sencilla (\ding{116}), o E234A de TeTx cortada
en EK (\nabla) durante 60 min a 4ºC (véase la Fig 8). A
continuación se añadió la TeTx nativa (0,2 nM) a los pocillos
especificados y, tras 3 min más, se lavaron las neuronas tres veces
con tampón KRH enfriado en hielo y se incubaron durante 30 min a
37ºC. Se llevó a cabo la evaluación posterior a la liberación del
neurotransmisor dependiente de Ca^{2+} estimulado por K^{+} tal
como se ha detallado anteriormente. En la Figura 8, se muestran los
resultados de este ensayo.
Cuando se expusieron las neuronas cerebelares a
la TeTx recombinante cortada, se ve una inhibición dependiente de
la dosis de la liberación del transmisor dependiente de Ca^{++}
con una potencia similar a la de la toxina nativa. Respecto de la
SC TETX recombinante cortada, WT y R496G, dieron valores similares
en este ensayo. De esta manera, aunque la actividad de la toxina en
la molécula de cadena sencilla no cortada no está abrogada mediante
la eliminación de un emplazamiento sencillo de rotura de la
tripsina, la eliminación de dichos emplazamientos adicionales es
factible en las regiones de la toxina de cadena sencilla para
conseguir una pro forma de cadena sencilla activable de la toxina
que presenta incluso menos toxicidad a no ser que se active in
vitro, cuando se puede conseguir su actividad completa.
La Tabla 1 muestra los resultados tabulados de
los constructos TeTx indicados ensayados en tres ensayos de
actividad de la toxina; capacidad para romper el péptido HV62 (que
únicamente mide la actividad proteolítica): parálisis neuromuscular
(que es una indicación de la capacidad de las moléculas de toxina
para entrar en la célula y, por consiguiente, inhibir la liberación
del neurotransmisor), y la letalidad en ratón tras la inyección
intraperitoneal de los diversos constructos de toxina. Se llevaron a
cabo los dos primeros de estos ensayos tal como se ha descrito
anteriormente.
Se llevó a cabo el ensayo de letalidad en ratón
esencialmente como sigue: Se dividieron cada una de las muestras de
la TeTx de cadena sencilla purificada recombinante, la TeTx del
mutante R496G, y la TeTx del mutante E234A en dos alícuotas y se
trató una alícuota con enteroquinasa para cortar la toxina. Se
diluyeron todas las muestras en serie en tampón fosfato 50 mM (pH
7,0), NaCl 150 mM y albúmina de suero bovino al 0,25% (p/v) (BSA), y
se inyectaron las preparaciones de toxina en ratones
intraperitonealmente.
Tal como se muestra en la Tabla 1, las
preparaciones de TeTx nativa y cortada fueron comparablemente
activas en el ensayo de letalidad en ratón, teniendo una DL_{50}
de aproximadamente 1 X 10^{8}/mg. La toxina recombinante no
cortada y el mutante R496G no cortado fueron ambos la mitad de
activos. Finalmente, la toxina E234A cortada proteolíticamente
inactiva fue menos de 5 X 10^{7} veces menos activa.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\dotable{\tabskip\tabcolsep#\hfil\tabskip0ptplus1fil\dddarstrut\cr}{ ^{a} \begin{minipage}[t]{150mm} Se midieron las velocidades iniciales de la proteolísis usando el procedimiento basado en RP-HPLC detallado en Foran y col . (1994). Se llevaron a cabo las incubaciones con 15 \mu M de un péptido sintético que corresponden a los residuos 33 a 94 del VAMP-2 humano (HV62) a 37ºC en HEPES.NaOH 50 mM pH 7,5 que contenía DTT 2 mM, 0,2 mg. ml ^{-1} de BSA y ZnCl ^{2} 50 \mu M usando la concentración apropiada de cada preparación de toxina reducida requerida para proteolizar un 10-15% del sustrato durante un período de 30 min. Los datos son promedios ( \pm S.D.: n 0 4).\end{minipage} \cr ^{b} DL _{50} es la cantidad de toxina que mata el 50% de ratones inyectados en un período de 4 días.\cr ^{c} Se cortaron las preparaciones de toxina con EK (1 unidad/30 \mu g) a 22ºC durante 1 h.\cr ^{d} \begin{minipage}[t]{150mm} Este valor vº representa los límites de detección del ensayo RP-HPLC; no se observó la proteolísis de HV62 usando incubaciones prolongadas.\end{minipage} \cr}
\newpage
La TeTx de SC E234A purificado, en la que se
sustituyó el E catalítico en la posición 234 por un A, fracasó en
mostrar cualquier proteolísis detectable de un péptido que contenía
los residuos 33 a 94 del VAMP-2 humano (denominado
HV62), antes o después del corte con EK. De acuerdo con esto, TeTx
E234A cortado probó estar desprovista de toxicidad en ratones, y es
incapaz de inhibir la liberación del transmisor en la unión
neuromuscular o entre las neuronas cerebelares.
De manera importante, sin embargo, esta toxina
mutante retuvo la capacidad de enlazar con los receptores
superficiales de las células en las neuronas periféricas y
centrales. La preincubación de neuronas cerebelares con TeTx E234A
cortada (10-60 nM) o no cortada
(7-40 nM) a 4ºC seguida por la adición de toxina
nativa 0,2 nM, antagonizó la inhibición de la toxina nativa de la
liberación del transmisor a 37ºC en extensiones similares (Fig.
7).
Tal como se ha demostrado en la Figura 9, la
exposición del diafragma de ratón a TeTx E234A 100 nM a 4ºC durante
60 minutos antes de la adición de toxina nativa 1 nM prolongó el
tiempo tomado para producir la parálisis neuromuscular.
Se incubó el hemidiafragma del nervio frénico de
ratón en KR a 37ºC con TeTx E234A recombinante 20 nM (\Delta)
estimulando a la vez el nervio (0,2 Hz, 1,5-2,5 v) y
registrando la tensión del músculo. Para evaluar la competición, se
incubaron los hemidiafragmas durante 60 minutos a 4ºC con MKR que
contenía únicamente BSA al 0,1% (\Box), o el último más TeTx
E234A cortado 100 nM (\medcirc), antes de la adición de TeTx
nativa 1 nM. Tras 30 minutos de exposición al último, se lavaron
los tejidos tres veces con MKR y dos veces con KR. Se aumentó la
temperatura a 37ºC y se estimuló el nervio registrando las
contracciones locales menores del músculo estimulado, tal como se
ha reseñado anteriormente. Esta competición aparente por el enlace
de la toxina por el mutante que se ve con ambos tejidos demuestra
que la dicadena TeTx recombinante presenta mucha mayor afinidad por
los receptores superficiales celulares que la cadena pesada o
H_{c} de TeTx sola. Estos resultados sugieren que la conformación
de la dicadena TeTx recombinante tiene una alta afinidad con el
receptor superficial de la célula.
Más aún, y verdaderamente significativo, estos
datos demuestran que se pueden fabricar moléculas recombinantes de
acuerdo con los procedimientos inventivos de la solicitud de patente
presente que tengan el enlace específico por el mismo receptor
celular como TeTx. Sin embargo, dichas moléculas pueden, de manera
similar al mutante E234A, ser inactivas como moléculas de toxina
pero retendrán la capacidad de captarse por la célula diana;
sirviendo de esta manera como moléculas transportadoras
potenciales.
Usando procedimientos similares a aquellos
descritos anteriormente, se ligaron conjuntamente las cadenas H y L
de la neurotoxina BoNT subtipo A, se separaron mediante el
emplazamiento de rotura EK. Se insertó esta toxina de cadena
sencilla que codifica la secuencia en una variedad de vectores de
expresión que contenían diferentes secuencias y promotores N
terminales, tal como se muestra en la Tabla 2, a continuación.
\vskip1.000000\baselineskip
\newpage
Las "etiquetas de fusión" comprenden cada
una un miembro de un complejo de enlace específico como un
coadyuvante de la purificación y para mejorar la solubilidad y
estabilidad de la proteína expresada. Se transformaron estos
plásmidos en las cepas de E. coli indicadas en la Tabla 2 y
se monitorizó la expresión de la toxina de cadena sencilla.
En otro experimento, se insertó el constructo
BoNT/A de cadena sencilla en el plásmido pMAL-c2
entre los emplazamientos de restricción Bam HI y Hind III dando
como resultado una secuencia de codificación para un polipéptido de
fusión que contiene la proteína de enlace con la maltosa en el
término N, seguida por un emplazamiento de rotura del Factor
Xa.
Se seleccionaron las colonias JM 109
transformantes en caldo de Luria que contenía ampicilina. Se indujo
la expresión mediante la adición de IPTG hasta una concentración
final de 0,3 mM. Tal como para el constructo TeTx, se recogieron
alícuotas del cultivo celular antes y después de la inducción, se
lisaron las células en cada muestra mediante sonicación, y se
preparó el sobrenadante para SDS-PAGE bajo
condiciones de reducción y no reductoras. Tras la electroforesis
para separar las proteínas de acuerdo con el peso molecular
aparente, se sometió el gel a Western blot usando un anticuerpo
aumentado contra la cadena H de BoNT/A. El Western blot dio como
resultado la aparición de una banda de toxina de cadena sencilla
inmunológicamente reactiva de peso molecular aparente de 200 kDa.
Las modificaciones adicionales de la molécula BoNT de cadena
sencilla para eliminar emplazamientos de rotura de la proteasa
fortuitos (similares a aquellas modificaciones hechas en el
emplazamiento TeTx lábil a la tripsina y a la Arg C proteasa,
descritas anteriormente) darán como resultado una estabilidad
incluso mayor que la de la molécula BoNT/A de cadena sencilla.
\vskip1.000000\baselineskip
Se construyó como sigue un plásmido que expresa
una versión recombinante de cadena sencilla de la neurotoxina de
Clostridium botulinum subtipo E (cepa Beluga) (BoNT/E). Se
diseñaron cebadores PCR basados en la secuencia del ADNc de la
neurotoxina BoNT/E de la base de datos EMBL (Genbank con número de
acceso X62089). Se representa esta secuencia de nucleótidos en el
presente documento como SEC DE ID Nº: 10
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(Secuencia pasa a página
siguiente)
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El cebador hacia delante tenía la siguiente
secuencia de nucleótidos base:
en la que el emplazamiento de la
endonucleasa BamHI está subrayado y la secuencia de la cadena ligera
menos el codón de inicio está en negrita. El cebador inverso tenía
la
secuencia:
en la que el emplazamiento de la
endonucleasa PstI está subrayado, el extremo de la región que
codifica la cadena pesada está en negrita, y el codón de parada
está en minúscula. Se fabrican estos cebadores usando la
metodología estándar de síntesis del
ADN.
Se usaron los dos cebadores en una reacción PCR
que contenía diferentes cantidades de ADN cromosómico de
Clostridium botulinum tipo E (cepa Beluga). La reacción PCR
empleó una ADN polimerasa con actividad de corrección de pruebas
(ADN polimerasa de Pfx, obtenida de Life Technology) con el fin de
evitar los errores de secuencia en el gen amplificado. Las
condiciones de la reacción de amplificación fueron como sigue: 30
ciclos de: un segundo desnaturalización de 45 a 95ºC, seguida por
un segundo etapa de templado de 45 a 56ºC, seguida por una reacción
de extensión del cebador durante 3 minutos 48 segundos a 68ºC.
Se digirió el producto de PCR con BamHI y
HindIII, y se sometió la digestión a electroforesis en gel de
agarosa. La tinción del gel de agarosa con bromuro de etidio reveló
un fragmento de ADN principal de aproximadamente 3,5 kilobases
(véase la Figura 10). La banda que contenía este fragmento se
escindió a partir del gel, y el ADN purificado a partir de la
agarosa se ligó a BamHI y al vector pQE30 cortado por HindIII
(Qiagen). Se usó el plásmido ligado resultante para transformar la
cepa JM 109 de E. coli tal como se ha descrito anteriormente
y se plaquearon los transformante sobre placas de agar LB selectivo.
Se recuperaron diversos clones y se comprobó la presencia del
inserto de ADN de la BoNT/E correcta mediante el enzima de
restricción. El constructo resultante contiene el gen BoNT/E (menos
la metionina primera) fusionado con la etiqueta His_{6} del vector
pQE30, y contiene 2 residuos de aminoácido extras (glicina,
serina), que se contribuyen mediante el emplazamiento BamHI
diseñado.
Mutando el ácido glutámico en la posición 212
(en el interior del emplazamiento activo) del constructo del
polipéptido BoNT/E por glutamina, se obtuvo un polipéptido BoNT/E de
cadena sencilla no tóxico y proteolíticamente inactivo.
Se introdujo la sustitución con la glutamina en
el cebador hacia delante usando los procedimientos rutinarios de
mutagénesis dirigida al emplazamiento. El cebador del ADN mutagénico
tenía la secuencia
en la que el codón que codifica la
glutamina en la posición 212 se indica en
minúsculas.
Se llevó a cabo una reacción PCR inversa usando
el cebador anterior, junto con el cebador inverso
y una ADN polimerasa de Pfx (Life
Technology) como anteriormente. La plantilla PCR fue el constructo
BoNT/E de cadena sencilla de tipo salvaje (denominado pQEESCwt).
Los parámetros de ciclado (30 ciclos) fueron como sigue: 1) un
segundo etapa de desnaturalización de 45 a 95ºC; 2) un segundo etapa
de templado de 45 a 56ºC; y 3) una etapa de extensión de 7 minutos
10 segundos a
68ºC.
Al final de la reacción de amplificación, se
digirió la plantilla de ADN mediante el enzima de restricción DpnI
para permitir la selección únicamente de clones mutados. Tras
someter el producto de PCR a la electroforesis con gel de agarosa,
se eliminó una banda de aproximadamente 7 kilobases y se usó el ADN
purificado para la autoligadura en presencia de T4 ADN ligasa
(Promega) y la polinucleótido quinasa (Promega) para permitir la
fosforilación del producto PCR. Se usó la mezcla de ligadura para
transformar la cepa DH10B de E. coli, y se plaquearon los
transformantes sobre placas de agar selectivo. Se verificó la
presencia del constructo del plásmido correcto en diversos
transformantes representativos mediante la digestión de restricción
y se confirmó también la mutación mediante el secuenciamiento del
ADN. La Figura 11 muestra el protocolo para la construcción del
plásmido BoNT/E mutante, y la mezcla de reacción PCR del gel de
agarosa teñido con bromuro de etidio (hileras 2 y 3) frente a los
marcadores del peso molecular (hilera 1).
La presencia de la etiqueta de histidina en el
término N de la proteína expresada permitió una purificación de
etapa única de la neurotoxina recombinante mediante cromatografía de
afinidad con metal.
Se usó la cepa M15 de E. coli (Qiagen)
para la expresión del constructo BoNT/E de cadena sencilla. Esta
cepa transporta un plásmido endógeno (pREP4, resistente a la
kanamicina) que contiene una región que codifica el gen represor
lac I^{q} con el fin de evitar la transcripción del gen de la
neurotoxina antes de la inducción con IPTG. El vector pQE39
contiene un promotor de la ARN polimerasa del bacteriófago T5, que
es también reconocido por la ARN polimerasa de E. coli.
Se hizo crecer una colonia de células M15 que
contenían pQEESCwt a 37ºC durante la noche en 5 ml de medio 2TY que
contenía 0,1 mg/ml de ampicilina; 0,025 mg/ml de kanamicina y
glucosa al 0,2% (p/v), y se usó el cultivo resultante para inocular
500 ml del mismo medio. Cuando este segundo cultivo alcanzó una
densidad óptica de 0,5-0,8 a 600 nm, se añadió IPTG
hasta una concentración final de 0,3 mM y se incubó el cultivo a
25ºC durante la noche para permitir la expresión de la
neurotoxina.
La centrifugación subsiguiente del cultivo dio
como resultado \sim 2,3 g de residuo celular húmedo, que se volvió
a suspender en 10 ml de tampón de extracción (HEPES 20 mM pH 7,00,
NaCl 300 mM, benzamidina 5 mM, pepstatina 2 \muM y
E-64 2 \muM). Se añadió lisozima hasta una
concentración final de 0,25 mg/ml, y se incubó la suspensión
celular en hielo durante 60 minutos. Se añadieron aproximadamente
0,5 ml de perlas de vidrio (de 0,1 mm de diámetro de Biospec) a la
suspensión celular, sometido a vórtex durante 2 minutos para romper
las células, Se obtuvieron los extractos libres de células mediante
centrifugación a 10.000 xg durante 30 minutos a 4ºC. Se incubó el
sobrenadante con 0,5 ml con resina de afinidad de metal cobalto
Talon® (Clontech) prelavada con el tampón de extracción en una
plataforma de vaivén durante 45 minutos a 4ºC. A continuación se
cargó la resina en una columna de cromatografía disponible y se
lavó dos veces con 10 volúmenes de lecho de tampón de lavado (HEPES
20 mM pH 7,0, NaCl 300 mM, imidazol 2 mM) antes de la elución de la
neurotoxina de enlace en 6 volúmenes de lecho del tampón de elución
(Hepes 20 mM pH 7,0, NaCl 300 mM, imidazol 150 mM).
Se dializó el eluído durante la noche a 4ºC
frente a Hepes 10 mM (pH 7,0) que contenía NaCl 150 mM y se
concentró mediante filtración en centrifuga (cortavapor MW 10 kDa)
hasta una concentración final de 1 mg/ml de proteína.
Tal como se muestra en la Figura 12, se demostró
la pureza de la toxina purificada mediante afinidad por
SDS-PAGE bajo condiciones de reducción, seguida por
tinción de Coomassie y Western-blotting, detectando
el término N con un anticuerpo anti-His monoclonal
de ratón de Quiagen (diluido 200 veces). Se usaron soluciones
mejoradas por Quimioluminiscencia (Santa Cruz) y peroxidasa de
rábano picante secundaria de ratón (purificada por afinidad de
Sigma) para la detección del anticuerpo enlazado. Se cargaron
aproximadamente 2 mg de muestra de proteína por pocillo.
Se activaron las muestra del polipéptido BoNT/E
de la neurotoxina de cadena sencilla purificada mediante corte de
la cadena sencilla con tripsina (1,5 \mug/ml de concentración
final) durante 60 minutos a una concentración de 1 mg de toxina/ml
en Hepes 10 mM (pH 7,0), NaCl 150 mM. Tras la reacción, se inactivó
la tripsina usando PMSF 150 mM y 10 \mug de inhibidor de la
tripsina/ml. Se evaluó y verificó la calidad de la tripsinización
mediante SDS-PAGE bajo condiciones de reducción y no
reductoras, a continuación se tiñó con tinción de Coomassie y
Western blotting y el gel de poliacrilamida usando un anticuerpo
anti-His monoclonal de ratón (Quiagen, diluido 2000
veces) y un anti-Hc IgG monoclonal de ratón (diluido
26 veces). Tal como se muestra en la Figura 13, la proteína cortada
teñida con Coomassie se resuelve en dos bandas bajo condiciones de
reducción, mientras las cadenas pesada y ligera permanecen
enlazadas por disulfuro bajo condiciones no reductoras, similares a
las de la toxina nativa. La cadena pesada recombinante detectada
mediante anticuerpo es de tamaño aproximadamente idéntico a su
contraparte de Clostridium de tipo salvaje, mientras que la cadena
ligera recombinante migra a un peso molecular ligeramente mayor en
comparación con la proteína nativa. Esta última característica es
debida a los residuos extra proporcionados por la etiqueta His_{6}
en el término N.
Se prepararon soluciones stock (1 \muM) de
toxina BoNT/E cortada nativa, toxina recombinante de cadena sencilla
no cortada, toxina recombinante dicadena cortada y BoNT/E de
(E212Q) mutante cortada, en solución salina tamponada con HEPES
(HBS, NaCl 150 mM, HEPES 10 mM, pH 7,4, 10 \mug/ml de BSA). Se
incubaron estas muestras durante 30 minutos a 37ºC en ausencia o
presencia de DTT 20 mM, y a continuación se diluyeron en serie en
0,02 ml de HBS hasta la concentración final que se muestra en la
Figura 14.
Se usó un péptido recombinante que contenía los
aminoácidos 140-205 de SNAP-25
fusionado a la
glutatión-S-transferasa (denominado
GST-SNAP-25
[140-205] como sustrato de la proteasa para ensayar
la actividad proteolítica de los polipéptidos BoNT/E recombinantes.
Se incubaron diez microgramos de este sustrato de la proteasa con
las muestras de toxina. Se dejó proceder la reacción de digestión
durante 30 minutos a 37ºC en ausencia o presencia de DTT 2 mM, y se
paró mediante la adición de tampón de muestra
SDS-PAGE seguido por ebullición durante 5
minutos.
Se analizaron las muestras resultantes mediante
SDS-PAGE (3 \mug de
GST-SNAP-25
[140-205] por hilera) y tinción de plata. Tal como
demuestra la Figura 14, incluso la toxina de cadena sencilla
recombinante no cortada retiene la actividad proteolítica. Tal como
se esperaba, el constructo BoNT/E de E212Q mutante no tiene
actividad proteolítica detectable. La Figura 14 muestra únicamente
las bandas GST-SNAP-25
[140-205].
Se lavaron neuronas cerebelares mantenidas
durante 10 días en cultivo (2 x 10^{6}/pocillo de 22 mm de
diámetro) con tampón Krebs-Ringer HEPES (KRH), a
continuación se expusieron a concentraciones especificadas de BoNT/E
nativa (\medbullet) BoNT/E recombinante cortada con tripsina
(\medcirc) y BoNT/E de cadena sencilla no cortada (\ding{116})
(Véase la Fig. 15). Tras 60 minutos a 37ºC, se retiró el tampón que
contenía la toxina y se lavaron las células dos veces, a
continuación se incubaron con tampón KRH que contenía 0,25
\muCi/ml de glutamina marcada con [^{14}C] (es decir, el
precursor del glutamato). Tras 45 minutos, se retiró el último medio
y se lavaron las neuronas cuatro veces a 37ºC antes de evaluar la
liberación del transmisor del glutamato. Se incubaron las neuronas
tratadas con toxina y el control durante 5 minutos a 37ºC en tampón
KRH que contenía Ca^{2+} 1,4 mM o EGTA 0,5 mM para evaluar la
liberación independiente de Ca^{2+}; a continuación se retiraron
las alícuotas para la determinación de su contenido en
[^{14}C]-glutamato (véase a continuación).
Inmediatamente después de la eliminación del
medio basal se añadió tampón KRH que contenía KCl 50 mM y Ca^{2+}
1,4 mM o EGTA 0,5 mM; como anteriormente, se retiraron las alícuotas
para el ensayo de [^{14}C]-glutamato tras un
período de estimulación de 5 minutos. Finalmente, se solubilizaron
las neuronas con EGTA.NaOH 20 mM pH 7,5, que contenía SDS al 1%
(p/v) y se retiraron las alícuotas para determinar las cantidades de
radioactividad que permanecían en el interior de las células. Se
evaluó la cantidad de [^{14}C]-glutamato en cada
una de las muestras mediante conteo por centelleo y se expresaron
los niveles liberados bajo condiciones basal y estimulada como
porcentajes en relación con el contenido celular total
calculado.
Se restó el porcentaje de
[^{14}C]-glutamato contenido en el tampón que
contiene EGTA para cada muestra de los valores registrados en las
muestras de KRH que contienen Ca^{2+} con el fin de obtener el
componente de liberación dependiente de Ca^{2+}, y se restaron
las últimas lecturas basales de los valores obtenidos para las
muestra de KCl 50 mM para dar como resultado la liberación
dependiente de Ca^{2+} estimulado por K^{+}. de esta manera,
los valores obtenidos a partir de las neuronas tratadas con toxina
se expresan en relación a los controles libres de toxina.
La Figura 15 muestra que, a pesar de la
actividad proteolítica que retiene, la BoNT/E recombinante no
cortada tiene marcadamente menos actividad que la BoNT/E nativa o
la versión recombinante cortada. Este hallazgo puede reflejar la
incapacidad de la toxina no cortada para entrar de manera adecuada
en la célula diana. De manera adicional, parece que la versión
recombinante cortada es más efectiva que la toxina nativa en la
inhibición de la liberación del glutamato.
Se bañaron los hemidiafragmas de nervio frénico
de ratón en KR suplementado con BSA al 0,1% y se saturaron con
O_{2} al 95%/CO_{2} al 5%. Se estimularon los nervios frénicos
(0,2 Hz, 1,5 – 2,5 mV) y se registró la tensión del músculo
estimulado por el nervio antes y después de la adición de (Fig. 16A)
BoNT/E cortada recombinante (\medcirc) o BoNT/E nativa 0,2 nM
(\Box), y (Fig 16B) BoNT/E no cortada recombinante 1 nM
(\medcirc), BoNT/E cortada recombinante 1 nM (\medbullet) o
BoNT/E cortada recombinante 0,05 nM (\nabla). Tal como se muestra
en las Figuras 16A y 16B, BoNT/E cortada recombinante es un efectivo
agente paralítico, que despliega mayor actividad en este ensayo que
en el de la toxina nativa. La toxina no cortada despliega una
actividad significativamente menor que la toxina cortada en este
ensayo.
Se demostró también la actividad paralítica
neuromuscular de la BoNT/E cortada recombinante en ratones mediante
inyección intramuscular en los músculos de las extremidades
posteriores. Esto dio como resultado una parálisis, tal como se
evaluó mediante el ensayo sobre el reflejo expandido del dedo gordo
del pie, con un modelo de síntomas típico del botulismo.
Se estableció la neurotoxicidad in vivo
de la neurotoxina recombinante cortada por inyección de la toxina a
ratones, y resultó una neurotoxicidad específica de menos de
10^{7} unidades de DL_{50} por mg en ratón.
Se expuso el hemidiafragma de nervio frénico de
ratón al E212Q de BoNT/E 10 nM en medio KR, se estimuló el nervio y
se registró la tensión del músculo despertada. Tal como se ha
indicado por la Figura 17, el mutante E212Q de BoNT no presenta
neurotransmisión, tal como se determinó por su fracaso para reducir
la tensión del músculo estimulada por el nervio (\medcirc). Para
evaluar la capacidad de este mutante no tóxico para antagonizar la
actividad de la toxina nativa, se bañaron los hemidiafragmas de
nervio frénico de ratón durante 60 minutos a 4ºC en MKR
suplementado con BSA al 0,1% y se saturaron con O_{2} al
95%/CO_{2} al 5%, sin (\Box) o con (\Delta) la inclusión de
E212Q de BoNT/E 5 nM. Se añadió BoENT/E cortada nativa a cada baño
(0,05 nM final) y se incubaron los tejidos durante 30 minutos más.
A continuación se lavaron los nervios/músculos tres veces cada uno
con MKR seguido por KR, se aumentó antes la temperatura a 37ºC, se
registró el nervio estimulado y la tensión despertada en el
músculo.
Tal como se muestra en la Figura 17, se retrasó
y antagonizó el comienzo de la actividad de BoNT/E nativa en este
ensayo cuando se preincubaron los hemidiafragmas de nervio frénico
con el mutante E212Q proteasa inactivo, indicando por tanto que el
mutante recombinante enlaza de manera completa con el mismo receptor
superficial celular tal como hace la toxina nativa. De esta manera,
se pueden usar los procedimiento de la presente solicitud de
patente para producir toxinas recombinantes y modificadas que tengan
las regiones de enlace con el receptor completamente funcionales, y
las moléculas transportadas relacionadas con BoNT para la liberación
intracelular de los agentes terapéuticos.
Las personas expertas en la técnica entenderán
que los Ejemplos proporcionados en el presente documento describen
composiciones y procedimientos preferidos, y que se pueden emplear
una variedad de estrategias de clonación diferentes, emplazamiento
de rotura de la proteasa, y miembros del complejo de enlace
específico en la práctica y uso de la presente invención
permaneciendo a la vez dentro del alcance de la invención. De manera
adicional, se pueden usar dicadenas o moléculas de toxina binaria
diferentes y las versiones modificadas de las mismas (por ejemplo,
BoNT/B-E y las variantes modificadas de la misma)
como base para los procedimientos y composiciones de la presente
invención.
<110> Dolly, James Oliver
\hskip1cmLi, Yan
\hskip1cmChan, C. K.
\hskip1cmAoki, Kei Roger
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\vskip0.400000\baselineskip
<120> Neurotoxinas recombinantes
activables
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<130> 17311
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<150> 60/150, 710
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<151>
25-08-1999
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\vskip0.400000\baselineskip
<160> 14
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<170> FastSEQ para Windows versión 3.0
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<210> 1
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<211> 44
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 1
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\hskip-.1em\dddseqskipgactggtgga cagcaagtcg accggaagct ttacgacgat gacg
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<210> 2
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<211> 44
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 2
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<210> 3
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<211> 30
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 3
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<210> 4
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<211> 27
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 4
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<210> 5
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<211> 27
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 5
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\hfill27
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<210> 6
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<211> 45
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 6
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\hskip-.1em\dddseqskipatcgataagc ttttatcagt cgacccaaca atccagattt ttaga
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<210> 7
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<211> 65
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<212> PTR
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<213> Secuencia artificial
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<400> 7
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<210> 8
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<211> 36
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<400> 8
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\hfill36
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<210> 9
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<211> 36
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<220>
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<223> cebador PCR
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 9
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\hskip-.1em\dddseqskipgtcatcgtcg taaagctttt ctcctgcagt tctatt
\hfill36
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<210> 10
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<211> 4017
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<212> ADN
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<213> Clostridium botulinum
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<400> 10
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<210> 11
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<211> 37
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> cebador PCR
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<400> 11
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\hskip-.1em\dddseqskipcccggatccc caaaaattaa tagttttaat tataatg
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<210> 12
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<211> 36
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<212> ADN
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<213> Secuencia artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> cebadores PCR
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<400> 12
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\hskip-.1em\dddseqskipcccctgcagt catttttctt gccatccatg ttcttc
\hfill36
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<210> 13
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 31
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia artificial
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> cebador
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 13
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcagttaatac attcattaca tggactatat g
\hfill31
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 14
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 26
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia artificial
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> cebador
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 14
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipatgcattaat gtaagagcag gatctt
\hfill26
Claims (29)
1. Un polipéptido de neurotoxina de clostridios
de cadena sencilla que comprende:
- a)
- un primer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende
- (i)
- un primer dominio que comprende un elemento de enlace que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena pesada capaz de enlazar de manera específica a un marcador superficial celular diana bajo condiciones fisiológicas; y
- (ii)
- un segundo dominio que comprende un elemento de translocación que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena pesada capaz de facilitar la transferencia de un polipéptido a través de una membrana vesicular; y
- b)
- un segundo dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento terapéutico que comprende al menos una porción de una neurotoxina de clostridios de cadena ligera que tiene actividad biológica cuando se libera en el citoplasma de la célula diana,
- c)
- un tercer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un emplazamiento de rotura de la proteasa que no es un emplazamiento de rotura de la tripsina, quimotripsina o pepsina entre dichos primer y segundo dominios de secuencia de aminoácidos.
2. El polipéptido de la reivindicación 1 en el
que el elemento de translocación de dicho primer dominio de
secuencia de aminoácidos comprende al menos una porción de una
cadena H de neurotoxina de clostridios, que es esencial para
conferir la actividad de translocación.
3. El polipéptido de la reivindicación 2 en el
que dicha porción de la cadena H de la neurotoxina de clostridios se
deriva de la cadena pesada de la neurotoxina de C. Botulinum
subtipo A.
4. El polipéptido de la reivindicación 2 en el
que el elemento terapéutico de dicho segundo dominio de secuencia de
aminoácidos comprende una cadena L de la neurotoxina de clostridios,
o una porción de la misma que retiene la actividad de la
endopeptidasa específica de la secuencia de la proteína SNARE de una
cadena ligera de la neurotoxina de clostridios.
5. El polipéptido de la reivindicación 4 en el
que dicha porción de la cadena L de la neurotoxina de clostridios se
deriva de la obtenida a partir de un C. botulinum subtipo A,
B, ó E.
6. El polipéptido de la reivindicación 2 en el
que dicha porción de la cadena H de la neurotoxina de clostridios se
deriva de la obtenida a partir de C. tetani.
7. El polipéptido de la reivindicación 2 en el
que dicha porción de la cadena H de la neurotoxina de clostridios se
deriva de la cadena pesada de la neurotoxina de un organismo
seleccionado entre el grupo constituido por C. botulinum
subtipo B; C. botulinum subtipo C; C. botulinum
subtipo D; C. botulinum subtipo E; C. botulinum
subtipo F; C. botulinum subtipo G; C. baratii; y C.
butyricum.
8. El polipéptido de la reivindicación 7 en el
que el elemento terapéutico de dicho segundo dominio comprende una
cadena L de la neurotoxina de clostridios.
9. El polipéptido de una cualquiera de las
reivindicaciones 1-8 en el que dicho emplazamiento
de rotura de la proteasa se rompe mediante una proteasa seleccionada
entre el grupo constituido por:
- a)
- una enteroquinasa no humana;
- b)
- la proteasa del virus etch del tabaco;
- c)
- una proteasa derivada de Bacillus subtilus;
- d)
- una proteasa derivada de bacillus amyliquifaciens;
- e)
- una proteína derivada de un rinovirus;
- f)
- papaína;
- g)
- un homólogo de la papaína de insecto, y
- h)
- un homólogo de la papaína de crustáceo.
10. El polipéptido de la reivindicación 1 en el
que dicho emplazamiento de rotura de la proteasa comprende una
secuencia de aminoácido seleccionada entre el grupo constituido
por:
- a)
- DDDDK;
- b)
- EXXYXQS/G;
- c)
- HY;
- d)
- YH; y
- e)
- LEVLFQGP,
en el que X = cualquier aminoácido.
11. El polipéptido de la reivindicación 1 o la
reivindicación 9 que comprende de manera adicional una etiqueta de
enlace.
12. El polipéptido de la reivindicación 11 en el
que dicha etiqueta de enlace comprende una porción de enlace a la
diana de un polipéptido seleccionado entre el grupo constituido por
His_{6}, anticuerpos monoclonales, proteína de enlace a la
maltosa, glutatión-S-transferasa,
proteína A, y proteína de enlace a la calmodulina.
13. El polipéptido de la reivindicación 1 en el
que el elemento de translocación de dicho primer dominio de
secuencia de aminoácidos comprende al menos una porción de una
cadena pesada derivada de un primer subtipo de neurotoxina de
clostridios, que es esencial para conferir la actividad de
translocación y el elemento terapéutico de dicho segundo dominio de
secuencia de aminoácidos comprende una cadena L de neurotoxina de
clostridios o una porción de la misma que retiene la actividad de la
endopeptidasa específica de la secuencia de la proteína SNARE de una
cadena ligera de neurotoxina de clostridios derivada de un segundo
subtipo de neurotoxina de clostridios, en el que dicho primer y
segundo subtipos de neurotoxina de clostridios no son el mismo.
14. El polipéptido de la reivindicación 13 en el
que dicha porción de cadena pesada procede de una cadena pesada
seleccionada entre el grupo constituido por HCA, HCB, HCCl, HCD,
HCE, HCF, y HCG; y dicha porción de cadena ligera procede de una
cadena ligera seleccionada entre el grupo constituido por LCA, LCB,
LCCl, LCD, LCE, LCF, LCG, y en el que dichas porciones de cadena
pesada y ligera son de diferentes subtipos de neurotoxina de
clostridios.
15. El polipéptido de la reivindicación 14 en el
que al menos una de dichas porciones de cadena pesada y ligera
comprende menos de la cadena pesada o ligera completa de dicho
subtipo de neurotoxina de clostridios, respectivamente.
16. El polipéptido de la reivindicación 14 en el
que al menos una de dichas porciones de cadena pesada y ligera
comprende la cadena pesada o ligera completa de dicho subtipo de
neurotoxina de clostridios, respectivamente.
17. El polipéptido de cualquiera de la
reivindicaciones 1, 2 ó 13 en el que dicho primera o segundo dominio
de secuencia de aminoácidos se modifica para eliminar al menos una
secuencia de aminoácidos rota de manera específica mediante una
proteasa.
18. Un plásmido que tiene una región de
secuencia del ácido nucleico que comprende un marco de lectura
abierto que codifica un polipéptido de la neurotoxina de clostridios
de cadena sencilla rompible, comprendiendo dicho marco de lectura
abierto:
- a)
- un primer dominio de secuencia de nucleótidos que comprende
- i)
- una primera porción que codifica un primer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento de enlace que comprende al menos una porción de una cadena pesada de neurotoxina de clostridios capaz de enlazar de manera específica con un marcador superficial celular diana bajo condiciones fisiológicas; y
- ii)
- una segunda porción que codifica un segundo dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento de translocación que comprende al menos una porción de una cadena pesada de neurotoxina de clostridios capaz de facilitar la transferencia de un polipéptido a través de una membrana vesicular; y
- b)
- un segundo dominio de secuencia del nucleótido que codifica un tercer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento terapéutico que comprende al menos una porción de la cadena ligera de neurotoxina de clostridios que tiene actividad biológica cuando se libera en el citoplasma de la célula diana,
\newpage
- c)
- un tercer dominio de secuencia del nucleótido que codifica una cuarta región de secuencia de aminoácidos que comprende un emplazamiento de rotura de la proteasa que no es un emplazamiento de rotura de la tripsina, quimotripsina o pepsina entre dicha primer y segundo dominios de secuencia del nucleótido.
y en el que dicho polipéptido de neurotoxina de
clostridios de cadena sencilla se expresa mediante dicho plásmido en
el interior de una célula huésped adecuada.
19. El plásmido de la reivindicación 18 en el
que dicha primer y segundo dominio de secuencia del nucleótido
codifica de manera adicional una región de secuencia de aminoácidos
que comprende una etiqueta de enlace.
20. El plásmido de la reivindicación 19 en el
que dicha etiqueta de enlace comprende una porción de enlace a la
diana de un polipéptido seleccionado entre el grupo constituido por
His_{6}, anticuerpos monoclonales, proteína de enlace a la
maltosa, glutatión-S-transferasa,
proteína A, y proteína de enlace a la calmodulina.
21. El plásmido de la reivindicación 18 en el
que el elemento de translocación de dicho primer dominio de
secuencia de nucleótidos codifica al menos una porción de una cadena
pesada de neurotoxina de clostridios, que es esencial para conferir
la actividad de translocación.
22. El plásmido de la reivindicación 21 en el
que dicho primer dominio de secuencia de nucleótidos codifica al
menos una porción de la cadena pesada de la neurotoxina de
Clostridium botulinum.
23. El plásmido de la reivindicación 21 en el
que dicho primer dominio de secuencia de nucleótidos codifica al
menos una porción de la cadena pesada de la neurotoxina de
Clostridium tetani.
24. El plásmido de cualquiera de las
reivindicaciones 18 o 21 en el que el elemento terapéutico de dicho
segundo dominio de secuencia de nucleótidos codifica una cadena L de
neurotoxina de clostridios o una porción de la misma que retiene la
actividad de la endopeptidasa específica de la secuencia de la
proteína SNARE de una cadena ligera de neurotoxina de
clostridios.
25. El plásmido de la reivindicación 24 en el
que dicho segundo dominio de secuencia de nucleótidos codifica al
menos una porción de la cadena ligera de la neurotoxina de
Clostridium botulinum.
26. El plásmido de la reivindicación 24 en el
que dicho segundo dominio de secuencia de nucleótidos codifica al
menos una porción de la cadena ligera de la neurotoxina de
Clostridium tetani.
27. Un procedimiento para fabricar un
polipéptido de cadena sencilla derivado de una neurotoxina de
clostridios que comprende:
- a)
- insertar el plásmido de una cualquiera de las reivindicaciones 18-27 en una célula huésped adecuada,
- b)
- hacer crecer dicha célula huésped en el cultivo, y
- c)
- permitir o inducir a la célula huésped expresar el polipéptido de cadena sencilla codificado por dicho plásmido.
28. Un procedimiento para purificar el
polipéptido de cadena sencilla recombinante de la reivindicación 11
que comprende las etapas de: lisar una célula que expresa dicho
polipéptido de cadena sencilla para producir un lisado celular, y
poner en contacto dicho lisado celular con un compuesto diana con el
fin de formar un complejo de enlace específico capaz de
inmovilizarse que comprende dicha etiqueta de enlace y dicho
compuesto diana.
29. Un polipéptido de neurotoxina de clostridios
de cadena sencilla que comprende:
- a)
- un primer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende
- i)
- un primer dominio que comprende un elemento de enlace que comprende al menos una porción de una cadena pesada de neurotoxina de clostridios capaz de enlazar de manera específica con un marcador superficial de la célula diana bajo condiciones fisiológicas; y
- ii)
- un segundo dominio que comprende un elemento de translocación que comprende al menos una porción de una cadena pesada de neurotoxina de clostridios capaz de facilitar la transferencia de un polipéptido a través de una membrana vesicular; y
- b)
- un segundo dominio de secuencia de aminoácidos que comprende un elemento terapéutico que comprende al menos una porción de una cadena ligera de neurotoxina de clostridios que tiene actividad biológica cuando se libera en el citoplasma de la célula diana,
- c)
- un tercer dominio de secuencia de aminoácidos que comprende la región bucle intercadena de una toxina botulínica de Tipo E (BoNT/E) entre dicha primer y segundo dominios de secuencia de aminoácidos.
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