DE2512266A1 - Verfahren zur bestimmung von triglyceriden und glycerin - Google Patents

Verfahren zur bestimmung von triglyceriden und glycerin

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Robert Donald Crouch
William Spyros Stavropoulos
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Description

The Dow Chemical Company 251 2266
2030 Abbott Road
Midland, Michigan, USA Patentanwälte 17,158 A
Dipl. Ing. H. Wcickmann, Dipl. Phys. Dr. K. Finrlce
Dipl. Ing. F. A. Weickmann, Dipl. Chem. B. Huber
3 München 80, Möhlstraße 22
Verfahren zur Bestimmung von Triglyceriden und Glycerin
Die vorliegende Erfindung betrifft ein verbessertes Verfahren zur Bestimmung von Triglyceriden in biologischen Flüssigkeiten.
Die kolorxmetrischtBestimmung von Glycerin und von Mono-, Di- und Triglyceriden (im allgemeinen einfach als "Triglyceride" bezeichnet) in biologischen Flüssigkeiten wird in vielen Laboratorien nach unterschiedlichen Methoden durchgeführt. Der Wert derartiger Bestimmungen als Hilfe bei der Diagnose .von Atherosklerose, Diabetes mellitus, Nephrose und verschiedenen anderen Krankheiten ist wohl bekannt (siehe Henry, Clinical Chemistry, Hoeber Division, Harper & Row, New York (1964), 864-870). Im typischen Fall umfassen diese Methoden die Abtrennung der Triglyceride (sowie der Mono- und Diglyceride) von anderen Lipiden, wie Phospholipiden, durch Extraktion oder Chromatographie. Die abgetrennten Triglyceride werden dann unter Bildung von Glycerin hydrolysiert, welches chemisch analysiert wird, und zwar durch chemische Oxidation zu Formaldehyd und Bestimmung des Formaldehyds oder durch enzymatische Bestimmung. Das enzymatische Verfahren verwendet die Enzyme Glycerinkinase ("GK", auch als "Glycerokinase"'bezeichnet), Glycerin-1-phosphatdehydrogenase(G-I-PDH) in Gegenwart von Adenosin-5-triphosphat (ATP) und oxidiertem Nicotinamid-adenin-dinucleotid (NAD), und zwar nach folgendem Schema:
ATP
Glycerin —ρη?— ?■ Glycerin -1-phosphat
NAD +
Glycerin-l-phosphat ^ .NAI)H + H ^ Dihydroxy-
G-I-PDH aceton-
phosphat
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Auf die Reduktion von NAD zu NADH kann eine Ultraviolett-Spektroskopie folgen. Die GlycerinbeStimmung kann auch durch Ultraviolett-Analyse durchgeführt werden, wobei man Glycerindehydrogenase verwendet, um die Reaktion
Glycerin + NAD ^NADH + Dihydroxyaceton
zu katalysieren. Bei dem GK, G-1-PDH-katalysierten Verfahren wird üblicherweise Hydrazin zum Reaktionsgemisch zugegeben, welches mit dem Dihydroxyaceton-phosphat reagiert und so die Reaktion nach rechts verschiebt (siehe z.B. Spinella et al. J. Lipid Research, 7, S. 167-169 (1966)).
Es sind auch Methoden beschrieben worden, bei welchen Serumproben mit alkoholischer Base hydrolysiert und die neutralisierten Extrakte kolorimetrisch analysiert werden, indem man die GK, G-1-PDH-Reaktionen mit der Diaphorase-katalysierten Reaktion des NADH mit dem Tetrazolium-Farbstoff (INT) koppelii· (Klotzsch et al. Abstract CCJl, Technicon International Congress "Advances in Automated Analysis", Technicon Instruments Corp. Tarrytown, N.Y. (1972)). Jedoch erfordern die bislang bekannten hydrolytischen Verfahren mit alkoholischer Base, daß man die Verseifung lange Zeit bei erhöhten Temperaturen in erhitztem äthanolischem Kaiiumhydroxid durchführt (z.B. 30 Min. bei 55-7O0C); siehe Carlson et al. Clin. Chim. Acta 4, 197-205 (1959). Diese Methoden sind daher als unerwünscht zeitraubend und mühselig betrachtet worden.
Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Bestimmung von Triglyceriden in biologischen Flüssigkeiten durch Hydrolyse der Triglyceride unter Bildung von Glycerin und quantitative Analyse des Hydrolysegemischs unter Bestimmung des Glyceringehalts, dadurch gekennzeichnet, daß man die biologische Flüssigkeit mit einem Alkalihydroxid und Methanol vermischt, so daß das Hydrolysegemisch 75-99,8 Gew.-% Methanol enthält und die Alkalihydroxid-Konzentration 0,15-0,5 N ist, das erhaltene Hydrolysegemisch eine ausreichende Zeit bei diesen Bedingungen hält, so daß die Triglyceride hydrolysiert werden, worauf man den Glyceringehalt des Hydrolysegemischs quantitativ bestimmt.
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Vorzugsweise umfaßt das erfindungsgemäße Verfahren außerdem eine Stufe, bei der man ein wasserlösliches Magnesiumsalz (wie Magnesiumsulfat) zum Hydrolysegemisch zugibt, um potentiell störende Substanzen zu entfernen (z.B. Phospholipide), und den erhaltenen Niederschlag aus dem Hydrolysegemisch entfernt, bevor man dessen Glyceringehalt bestimmt. Das in der erhaltenen überstehenden Lösung verbleibende Glycerin wird nun quantitativ bestimmt und stellt ein quantitatives Maß für die Triglyceride dar. Wie bei den bekannten Verfahren werden Glycerin, Mono- und Diglyceride bei der Triglycerid-BeStimmung mitumfaßt; die Resultate werden unter dem Begriff "Triglyceride" verzeichnet,
Bei der vorliegenden Erfindung vermeidet man zeitraubende und schwierige Extraktionen, chromatographxsche Abtrennungen oder die heiße Verseifung von Triglyceriden, ferner die Verwendung von teuren Lipasen bei der Hydrolyse. Außerdem wird das Fehlerrisiko verringert, das aus der Lösungsmittelextraktion und der Chromatographie resultiert. Bei der vorliegenden Erfindung wird die Bestimmung des Glycerins in einer Reihe von Stufen durchgeführt, die relativ einfache Methoden der Handhabung von Flüssigkeiten umfassen und daher gut für die Automation geeignet sind. Eine bevorzugte Ausführungsform der Erfindung sieht ferner eine kolorimetrische Schnellbestimmung des Glycerins vor, so daß man eine einfache.und schnelle Bestimmung von Triglyceriden mit relativ billigen und unkomplizierten Vorrichtungen erhält.
Bei der Durchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens wird eine biologische Flüssigkeit (z.B. menschliches Blutserum) mit einer Lösung von Alkalihydroxid in Methanol vermischt (eine derartige Lösung kann auch als Lösung von Alkalimethoxid in Methanol bezeichnet werden). Man kann Alkalihydroxide wie Lithium-, Natrium- oder Kaiiumhydroxid verwenden; bevorzugt ist Natriumhydroxid in Methanol.
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Die Konzentration des Alkalihydroxids in der Hydrolysemischung und die relativen Mengenverhältnisse der biologischen Flüssigkeitsprobe und der Methanollösung sind für die erfolgreiche Durchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens wichtig. Alkalihydroxid-* Methanol und biologische Flüssigkeitsprobe sollten in solchen Mengen kombiniert werden, daß die endgültige Hydrolysemischung 75-99,8 Gew.-% Methanol oder 5-1000 Vol.-Teile (ml) Methanol pro Vol.-Teil (ml) der Probe enthält und daß die Alkalihydroxid-Konzentration 0,15-0,5 N ist. Im allgemeinen erhält man gute Resultate bei biologischen Flüssigkeiten, wie menschlichem Blutserum, indem man 0,020-0,2 ml der bÜLogischen Flüssigkeitsprobe mit etwa 1 ml Methanollösung des Alkalihydroxids vermischt, welches 0,2-0,4 N ist (dementsprechend enthält die Hydrolysemischung 79>8-9755 Gew.-^ Methanol). Bei Verwendung von ungenügend Methanol oder Base erhält man geringere Resultate; und wesentlich höhere Konzentrationen Base ergeben unerwünscht erhöhte Resultate. Die biologische Flüssigkeit wird vorzugsweise mit einer Methanollösung des Hydroxids vermischt, welche 0,27-0,37 N ist, und man verwendet 5-50 Vol.-Teile Methanollösung pro Vol.-Teil der biologischen Flüssigkeitsprobe (Volumen in ml).
Die erhaltene Mischung wird dann kurze Zeit unter diesen Bedingungen gehalten, Jedoch so lange, bis eine praktisch vollständige Hydrolyse der Triglyceride stattgefunden hat. Im allgemeinen beträgt diese Zeit 1-20 Min. bei einer Temperatur von 25-400C, wobei die optimale Zeit bei zunehmender Temperatur abnimmt. Man erhält gute Resultate, wenn die Hydrolyse 10 Min. bei 37 C mit einem Gemisch durchgeführt wird, welches 0,32 N an Natriumhydroxid ist und in welchem das Volumenverhältnis (in ml) von Probe zu Methanol 1:10 beträgt.
Nach der Hydrolyseperiode kann man die Mischung mit einer wäßrigen Magnesiumsalz-Lösung in bekannter Weise mischen, um störende Substanzen, wie Phospholipide, auszufällen, worauf der erhaltene Niederschlag entfernt wird. Die Ausfällung mit Magnesiumsulfat oder Magnesiumchlorid nebst anschließender Zentrifugierung oder Filtrierung ist eine einfache und billige
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Methode. Vorzugsweise setzt man wäßrige 0,05-0,3 molare Magnesiumsulfat- oder Magnesiumchlorid-Lösung zu und zentrifugiert anschließend, um den erhaltenen Niederschlag zu entfernen. Das Glycerin kann dann in der erhaltenen überstehenden Lösung bestimmt werden.
Die GlycerinbeStimmung kann nach klassischen Methoden durchgeführt werden. Jedoch wird sie vorzugsweise nach einer verbesserten Methode durchgeführt, die sich besonders gut für die Bestimmung in einem biologischen Flussigkeitshydrolysat der oben beschriebenen Art eignet. Bei diesem verbesserten Verfahren wird Glycerin enzymatisch bestimmt, indem man es mit ATP und Mg++ in Glycerin-1-Phosphat überführt, letzteres enzymatisch mit oxidiertem Nikontinamid-adenin-dinucleotid (NAD) in Dihydroxyphosphat umwandelt, wobei das NAD zur reduzierten Form NADH reduziert wird, und die Menge des gebildeten NADH bestimmt. Vorzugsweise bestimmt man das NADH, indem man es in Gegenwart eines Elektronenträgers mit einem farblosen Tetrazoliumfarbstoff reagieren läßt, der bei dieser Reaktion ein gefärbtes Produkt bilden kann, und die Menge des erhaltenen gefärbten Tetrazoliumprodukts photometrisch bestimmt. Die photometrische Bestimmung kann unter Verwendung eines Kolorimeters oder Photometers durchgeführt werden, das die Lichtabsorption oder Lichtdurchlässigkeit im sichtbaren Spektrum mißt.
Alle für die verbesserte Glycerinbestimmung erforderlichen Materialien können in einer einzigen Reagenz-Substrat-Komposition formuliert werden, so daß die Reaktionen auf diese V/eise praktisch gleichzeitig durchgeführt werden können. Zweckmäßig wird die hydrolysierte biologische Flüssigkeitsprobe (welche nun freies Glycerin von der Hydrolyse enthält) mit einer Reagenz-Substrat-Komposition inkubiert, welche Adenosintriphosphat (ATP),. oxidiertes Nikotinamid-adenin-dinucleotid (NAD), eine Magnesium-Ionen-Quelle (z.B. ein wasserlösliches Magnesiumsalz), Glycerokinase (GK), Glycerin-1-phosphat-dehydrogenase (G-I-PDH), einen Elektronenträger, wie Diaphorase oder N-Methyl-phenazoniummethosulfat (PMS), einen farblosen Tetrazolium-Farbstoff, wie 2-p-Jodphenyl-3-nitrophenyl-5-phenyl-tetrazoliumchlorid (INT) enthält; letzteres kann in einer Elektronenträger-kata-
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lysierten Reaktion mit reduziertem Nikotinamid-adenin-dinucleotid (NADH) ein gefärbtes Produkt bilden und reagiert mit den anderen Bestandteilen oder mit anderen während der Inkubation vorhandenen Materialien nicht schädlich. Die erhaltene Mischung wird eine ausreichende Zeit unter für die obengenannten Reaktionen förderlichen Bedingungen inkubiert, so daß eine kolorimetrisch meßbare Menge des gefärbten Tetrazoliumprodukts gebildet wird, worauf man die Menge des Produkts mißt. Der Triglycerid-Gehalt der Probe kann aus dem Resultat durch Vergleich mit den Ergebnissen bestimmt werden, die man mit Standardlösungen bekannten Triglyceridgehalts erhalten hat (Vergleich mit Standardkurven etc.).
Die Reagenz-Substrat-Komposition enthält vorzugsweise die folgenden Bestandteile in folgenden Mengenverhältnissen:
Für die Phosphorylierung von Glycerin zu Glycerin-1-phosphat:
ATP — 5-30 g
Glycerinkinase — 1000-10.000 internationale Einheiten (I.U., bestimmt durch Analyse bei 30°C)
Magnesiumquelle, z.B. MgCl2- 6 H3O — 0,0009-0,074- Mol.
Für die Umwandlung von Glycerin-1-phosphat in Dihydroxyaceton-phosphat und NAD in NADH:
G-I-PDH — 5000-280.000 I.U. (bestimmt durch Analyse bei 25°C)
NAD — 2O-I25 g
Für die Tetrazolium-Farbreaktion:
Tetrazolium-Farbstoff (INT) — 0,5-5 g Diaphorase — 1600-10.000 I.U. oder mehr (I.U. bestimmt durch Analyse bei 25°C).
Die oben genannten Bestandteile werden zweckmäßig in einem wäßrigen Puffer mit geeignetem pH-Wert (z.B. 6,8-8,9, vorzugs-
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weise 7,5-8,75) dispergiert, wobei man die obengenannten Mengen in etwa 15 1 Puffer verwendet. Die maximale Konzentration von ATP, GK, Magnesiumquelle, NAD, INT und Diaphorase scheinen nicht kritisch zu sein; man kann diese Bestandteile, insbesondere das GK und die Diaphorase in Mengen verwenden, die von der obengenannten Minimalmenge bis zur Sättigung der endgültigen Mischung mit der Probe reichen. Jedoch erhält man gute Resultate innerhalb der obengenannten Mengenbereiche.
Ammoniumsulfat, das normalerweise in einigen Enzym-Zubereitungen vorhanden ist, und Hydrazin sind für die Komposition nicht erforderlich; vielmehr ist die Komposition vorzugsweise praktisch frei von Ammoniumsulphat und Hydrazin, d.h. sie enthält Ammoniumsulphat- und Hydrazin-Konzentrationen, die unterhalb der Menge liegen, die einen signifikant meßbaren Effekt auf die Enzym-katalysierten Reaktionen haben, vorzugsweise kein nachweisbares Hydrazin. Wenn man Ammoniumsulfat-Enzym-Zubereitungen verwendet, so werden sie zweckmäßig durch übliche Methoden dialysiert, um das Ammoniumsulfat zu entfernen, bevor sie in die Reagenz-Substrat-Komposition eingearbeitet werden. Man kann weitere Bestandteile zusetzen, wie Stabilisierungsmittel, oberflächenaktive Mittel oder Lyophilsations-Stabiliserungsmittel, wie Albumin.
Man verwendet 1-10 ml der Reagenz-Substrat-Komposition (vorzugsweise 2-5 ml) pro ml der Hydrolysemischung, die man durch Behandlung der biologischen Flüssigkeit mit der methanolischen Base erhalten hat. Die erhaltene Mischung wird bei einer Temperatur von 25-4-50O (vorzugsweise 570O) inkubiert, bis eine meßbare Farbe entstanden ist. Die Inkubationszeit beträgt üblicherweise 1-20 Min. Die für eine äquivalente Farbentwicklung erforderliche Zeit steigt bei abnehmender Temperatur; die Inkubation wird vorzugsweise bei 35-^O0C in 1-12 Min. durchgeführt. In den meisten Fällen ist die Farbentwicklung nach etwa 5 Min. bei 37°C praktisch vollständig. Die Reaktionen können nach einer vorgegebenen Zeitdauer beendet werden, indem man einen Überschuß Säure (z.B. Salzsäure) zusetzt. Die Färbung, welche etwa 15 Min. nach Säurezusatz stabil bleibt, kann in einem Kolorimeter oder Spektrophotometer mit Licht einer Wellen-
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länge von 4-75-530 Nanometer gemessen werden. Alternativ kann man die Farbe nach einer vorgegebenen Inkubationsdauer ohne Abbruch der Inkubation messen, was bei Verwendung einer automatischen Analysenvorrichtung zweckmäßiger sein dürfte.. In solchen Fällen kann die Farbe im allgemeinen nach sehr kurzen Inkubationszeiten (z.B. 1-3 Min. bei 37°O) bestimmt werden, da man bei einer präzisen Steuerung gute Resultate auch mit einer Farbentwicklung erhalten kann, die nicht ganz vollständig ist.
Die Reagenz-Substrat-Komposition kann gewünschtenfalls als Konzentrat hergestellt und lyophilisiert werden. Die erhaltene lyophilisierte Komposition eignet sich für die Lagerung und Handhabung bei Raumtemperatur und bei Kälte; vor ihrer Verwendung wird sie mit Puffer rekonstituiert.
In den folgenden Beispielen ist die Erfindung näher er- · läutert.
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Beispiel 1
Man stellt eine Reagenz-Substrat-Komposition her, indem man die folgenden Bestandteile in den folgenden Mengenverhältnissen mischt:
Magnesiumchlorid (Hexahydrat) 6 g
ATP 18 g
NAD 72 g
Rinderalbumin (Stabilisierungsmittel) 16 g
Glycerinkinase-Lösung (1400 internationale Einheiten pro ml) 6 ml
Glycerin-1-phosphat-dehydrogenase
(2.000 I.U. pro ml) 60 ml
Diaphorase 7705 LU.
Wässr. 0,10 M 2-Amino-2-methyl-l,3-
propandiol-hydrochlorid-Puffer
(pH 8,1 bei 370C) q.s. ad 15 1
Die Reagenz-Substrat-Komposition wird in Kolorimeter-Küvetten verteilt, und zwar 1,5. nil pro Küvette.
Die Komposition wird wie folgt zur Triglycerid-Analyse verwendet:
0,1 ml menschliches Serum, 0,1 ml einer Triolein-Standardlösung (200 mg Triolein pro 100 ml) und 0,1 ml destilliertes Wasser gibt man in Küvetten, welche jeweils als "Probe", "Standard" und "Kontrolle" bezeichnet werden. In jede Küvette gibt man 1,0 ml 0,32 N Natriumhydroxid in Methanol. Die erhaltenen Hydrolysemischungen werden gut vermischt und 10 Min. im Wärmebad auf 37°C gehalten. Dann vermischt man 1,0 ml einer wäßrigen 0,15 molaren Magnesiumsulfat-Lösung mit dem Inhalt jeder Küvdte und zentrifugiert diese 5 Min. mit der 1150-fachen Schwerkraft (1150 χ g), um den erhaltenen Niederschlag abzutrennen.
Man gibt 0,5 ml der erhaltenen klaren überstehenden Lösung aus jeder Küvette zu 1,5 ml der Substrat-Reagenz-Komposition in jedem der drei entsprechend bezeichneten Küvetten (Probe,
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Standard, Kontrolle). Die Küvetten werden 5 Min. bei 37°O inkubiert, worauf man die Inkubation durch.Zusatz von 0,5 ml 0,1 N Salzsäure in Jeder Küvette stoppt. Die Farbe jeder Küvette wird durch Messung der Absorption in einem Kolorimeter mit Licht der Wellenlänge von 500 Nanometer bestimmt. Der Triglyceridgehalt der Probe wird dann berechnet, indem man die Absorptionsdifferenz zwischen der Probe und der Kontrollküvette durch die Absorptionsdifferenz zwischen Standard und Kontrollküvette dividiert und den Quotient mit der bekannten Triglyceridkonzentration der Triolein-Standardlösung (200 mg pro 100 ml) multipliziert.
Bei weiteren Verfahren erhält man gute Resultate, wenn man 1 ml 0,1 N Salzsäure zur Beendigung der Inkubation nach 5 Min. verwendet.
Beispiel
Man verwendet die Kompositionen und die im Beispiel 1 beschriebenen Methoden zur Bestimmung des Triglyceridgehaltes von menschlichem Serum in 105 Serumproben, welche Triglycerid-Konzentrationen von 50-510 mg pro 100 ml aufweisen. Eine getrennte Probenserie aus identischem Serum wird nach der Methode von Kessler und Lederer, "Automation in Analytical Chemistry", S. 34-1-344, Skeggs, Ed., Mediad, New York (1966) analysiert. Ein statistische Korrelationsstudie der Resultate zeigt eine ausgezeichnete lineare Korrelation zwischen den Methoden, wobei der Korrelationskoeffizient 0,9902 und die Standard-Abweichung 10,68 ist.
Beispiel 3
Man verwendet das Reagenz und die Methode zur Bestimmung der Triglycerid-Konzentration in 5 gleichen Teilen desselben Serums. Fünf gleiche Proben werden täglich an 4- aufeinander-
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folgenden Tagen analysiert. Als Mittel von 20 Bestimmungen findet man 586 mg pro 100 ml mit einer Präzision von + 2,85 (95 % Vertrauensgrenze).
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Claims (5)

  1. Patentansprüche
    (i.) Verfahren zur Bestimmung von Triglyceriden in biologischen Flüssigkeiten durch Hydrolyse der Triglyceride unter Bildung von Glycerin und quantitative Analyse des Hydrolysegemischs unter Bestimmung des Glyceringehalts, dadurch gekennzeichnet, daß man die biologische Flüssigkeit mit einem Alkalihydroxid und Methanol vermischt, so daß das Hydrolysegemisch 75-99,8 Gew.-% Methanol enthält und die Alkalihydroxid-Konzentration 0,15-0,5 N ist, das erhaltene Hydrolysegemisch eine ausreichende Zeit bei diesen Bedingungen hält, so daß die Triglyceride hydrolysiert werden, worauf man den Glyceringehalt des Hydrolysegemisches quantitativ bestimmt.
  2. 2. Verfahren gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man außerdem Magnesiumsulfat zur Hydrolysemischung zufügt und den erhaltenen Niederschlag aus der Hydrolysemischung entfernt, bevor man deren Glyceringehalt bestimmt.
  3. 3. Verfahren gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die Hydrolysemischung 1-20 Min. auf einer Temperatur von 25-400O gehalten wird, bevor die Glycerinkonzentration bestimmt wird.
  4. 4-. Verfahren gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man den Glyceringehalt enzymatisch bestimmt, indem man das durch Hydrolyse erhaltene Glycerin mit Adenosintriphosptiat in Glycerin-1-phosphat umwandelt, das Glycerin-1-phosphat mit NAD enzymatisch in Dihydroxyacetonphosphat überführt und die bei dieser Umwandlung entstandene Menge NADH bestimmt.
  5. 5. Verfahren gemäß Anspruch 4-, dadurch gekennzeichnet, daß die Menge NADH photometrisch bestimmt wird, indem man das NADH mit einem farblosen Tetrazolium-Farbstoff in Gegenwart eines Elektronenträgers reagieren läßt und die Menge des erhaltenen gefärbten Tetrazolium-Farbstoffs photometrisch bestimmt.
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