DE2219063C3 - Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven Membran, nach diesem Verfahren hergestellte Membran und deren Verwendung für enzym-katalysierte Substratumwandlungen - Google Patents
Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven Membran, nach diesem Verfahren hergestellte Membran und deren Verwendung für enzym-katalysierte SubstratumwandlungenInfo
- Publication number
- DE2219063C3 DE2219063C3 DE2219063A DE2219063A DE2219063C3 DE 2219063 C3 DE2219063 C3 DE 2219063C3 DE 2219063 A DE2219063 A DE 2219063A DE 2219063 A DE2219063 A DE 2219063A DE 2219063 C3 DE2219063 C3 DE 2219063C3
- Authority
- DE
- Germany
- Prior art keywords
- membrane
- enzyme
- collagen
- complex
- film
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Expired
Links
Classifications
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/02—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
- C12N1/06—Lysis of microorganisms
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/02—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier
- C12N11/08—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer
- C12N11/089—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer obtained otherwise than by reactions only involving carbon-to-carbon unsaturated bonds
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/02—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier
- C12N11/08—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer
- C12N11/098—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer formed in the presence of the enzymes or microbial cells
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/18—Multi-enzyme systems
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P19/00—Preparation of compounds containing saccharide radicals
- C12P19/14—Preparation of compounds containing saccharide radicals produced by the action of a carbohydrase (EC 3.2.x), e.g. by alpha-amylase, e.g. by cellulase, hemicellulase
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P19/00—Preparation of compounds containing saccharide radicals
- C12P19/24—Preparation of compounds containing saccharide radicals produced by the action of an isomerase, e.g. fructose
Description
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung jo
einer enzymatisch aktiven Membran durch Inberührungbringen eimer Proteinmembran mit der wäßrigen
Lösung eines Enzyms sowie eine nach diesem Verfahren hergestellte enzymatisch aktive Membran.
Enzyme sind Proteinkatalysatoren, welche sich für eine Vielfalt von industriellen und wissenschaftlichen
Anwendungen eignen und insbesondere in der pharmazeutischen Industrie, der Papierindustrie und der
Textilindustrie oder dergleichen. Ihre Wirksamkeit ist hoch spezifisch und sie führen im allgemeinen nicht zu *o
wesentlichen Mengen von unerwünschten Nebenprodukten. Enzymreaktionen sind industriell vorteilhaft, da
sie keine großen Investitionen hinsichtlich Wärmeübertragungseinrichtungen erfordern und leicht mehrstufig
durchführbar sind. Daher werden die mit der Abtrennung von Zwischenprodukten verbundenen Probleme
auf ein Minimum reduziert.
Bei enzymatischen Reaktionen bereitet jedoch die Abtrennung und die Wiedergewinnung des Enzymmaterials
große Schwierigkeiten.
Bei den meisten industriell verwendeten Verfahren wird die enzymatische Reaktion durch einfaches
Vermischen des Enzyms mit dem Substrat durchgeführt, worauf das Enzym inaktiviert und/oder zurückgewonnen
wird. Eine solche Verfahrensweise ist jedoch oft für das Produkt schädlich und führt zu einem unumgänglichen
Verlust großer Mengen des Enzyms, da das Enzym gewöhnlich nicht zurückgewonnen wird oder bei einer
Zurückgewinnung nur in geringen Ausbeulen anfällt.
Ein weiteres Problem besteht darin, daß die Enzyme gewöhnlich in wäßriger dispergierter Form vorliegen.
Demzufolge haben Enzyme, welche in dieser Form aufbewahrt werden, eine begrenzte Lebensdauer oder
Lagerfähigkeit. Dies ist insbesondere der Fall, wenn sie in verdünnter Form gelagert werden. Sie verlieren rasch «
ihre Aktivität.
Zur Überwindung dieses Problems wurde ein Verfahren entwickelt, um die Enzyme zu immobilisieren.
d, h. an einem inerten unlöslichen Träger zu binden. Nach
Beendigung der enzymatischen Reaktion kann das unlösliche Enzym-Material von dem nicht umgesetzten
Substrat und von dem Produkt durch herkömmliche Techniken, wie z. B. durch Ultrafiltration oder dergleichen
abgetrennt werden.
Die Auswahl eines geeigneten inerten Trägers bereitete jedoch Schwierigkeiten. Der Träger muß nicht
nur inert gegenüber dem Enzym sein, er muß vielmehr auch auf die katalytische Aktivität des Enzyms keinen
hemmenden Einfluß haben, noch zu unerwünschter unspezifischer Adsorption führen. Darüber hinaus sollte
das Trägermaterial zu einem Minimum an sterischer Hinderung in bezug auf die Enzym-Substratreaktion
führen. Es wurde bereits eine große Vielfalt von Trägermaterialien vorgeschlagen, je nach der speziellen
Enzymreaktion und je nach dem spezie'Jen Enzym. Solche herkömmlich verwendeten Trägermaterialien
umfassen z. B. synthetische Polymere, wie Polyamide, Cellulose-Derivate, verschiedene Tone und Ionen-Austausch-Harz,
insbesondere DEAE-Cellulose und DEAE-Dextrane,
siehe Suzuki et aL, Agr. Biol. Chem, Band 30.
Nr.8, Seiten 807-812 (1966). Bekannte Arten der Immobilisierung von Enzymen umfassen z. B. die
direkte kovalente Bindung, die indirekte Bindung durch eine Brücken-Verbindung, die Vernetzung des Enzyms
oder das Einschließen des Enzyms im Polymergitter.
Die DE-OS 19 15 970 beschreibt z. B. die chemische
Bindung eines Enzyms an ein Trägersubstrat, z. B. an Kollagen durch Brücken-Verbindungen. Bei dem dabei
angewandten Verfahren kommt es zu Beginn zu einer adsorptiven Bindung des Enzyms an die Kollagenmembran.
Diese adsorptive Bindung ist jedoch äußerst lose, so daß das Enzym leicht ausgewaschen werden kann.
Aus diesem Grunde ist es bei dem bekannten Verfahren erforderlich, eine kovalente Bindung des Enzyms durch
Brücken-Verbindungen herbeizuführen. Durch diese Maßnahme wird jedoch die Aktivität des Enzyms
erheblich beeinträchtigt.
Es ist daher Aufgabe der vorliegenden Erfindung, ein Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven
Membran zu schaffen, welches einerseits zu einer festen Bindung zwischen Membran und Enzym führt und
andererseits die enzymatische Aktivität des Enzyms im wesentlichen nicht beeinträchtigt, sowie eine nach
diesem Verfahren hergestellte enzymatisch aktive Membran.
Ferner sollen die erstrebten Membranen zum Einsatz bei enzym-katalysierten Substraturr.'yandlungen geeignet
sein.
Diese Aufgabe wird erfindungsgemßß dadurch gelöst, daß man eine Kollagen-, Zein-, Casein-, Ovalbumin-,
Weizengluten-, Fibrinogen-, Myosin-, Mucoprotein-, Polyglutamat-, Polyaspargat·, Po'.yphenyalanin-, Polytyrosin-
oder Leucjn-p-Aminophenylalanin-Copolymer-Membran
mit einem pH von 2—12 bis zur maximalen Quellungskapazität quillt und daß man die gequollene
Membran in eine wäßrige Lösung des Enzyms mit einem pH zwischen dem isoelektrischen Punkt der
Membran und dem isoelektrischen Punkt des Enzyms eintaucht.
Das erfindungsgemäße Verfahren führt überraschenderweise zu einer äußerst stabilen Bindung des Enzyms
an die Kollagen-Membran und selbst bei längerem Auswaschen mit einer Salzlösung wird das Enzym nicht
von der Membran getrennt.
Der Komplexierungsmechanismus zwischen den Enzymen einerseits und den Proleinmembranen an-
dererseits umfaßt die Ausbildung von mehrfachen Wasserstoffbindungen, von Salzbindungen und von van
der Waals-Weehselwirkungen, Die Komplexbildung
verläuft besonders leicht bei einem pH-Wert zwischen dem isoelektrischen Punkt des Enzyms und dem ϊ
isoelektrischen Punkt der Proteinmembran.
Die Auswahl eines speziellen synthetischen Polypeptids oder eines speziellen Naturproteins aus den im
Anspruch 1 genannten in modifizierter oder unmodifizierter Form hängt unter anderem von der Natur des zu w
komplexierenden Enzyms ab, sowie von der Natur des umzusetzenden Substrats und von den Reaktionsbedingungen.
Kollagen und Zein sind bevorzugte Naturproteine, da sie gegenüber einer großen Zahl von Enzymen
inert sind. Die folgende Beschreibung bezieht sich in der ι >
Hauptsache auf Kollagen und Zein.
Ein Kollagenfilm kann in herkömmlicher Weise durch Gießen einer Kollagendispersion hergestellt werden.
Sodann wird dieser Film bis zur maximalen Quellurigskapazität
gequoilen, mit Wasser gewaschen und in eine Enzymlösung eingetaucht Es wird gekühlt gelagert, um
dem Enzym Gelegenheit zu geben, in die Kollagenmembran einzudiffundieren. Der Film kann sodann auf eine
Basis aufgebracht werden, wie z. B. auf einen Celluloseacetatfilm.
Schließlich wird der RIm getrocknet. Koliagen
ist ein Hydroxyprolin-Glycin-Protein. Es bildet den organischen Hauptbestandteil von tierischem Bindegewebe
und von Knochen. Chemisch unterscheidet sich Kollagen von anderen Proteinen durch einen ungewöhnlich
hohen Glycin-Gehalt Etwa '/3 der Amino- m säurereste im Kollagen besteht aus Glycin. Ferner hat
Kollagen einen hohen Gehalt an Prelin und Hydroxyprolin. Hinsichtrich seines Gehahes an Hydroxyglycin
nimmt das Kollagen unier den Proteinen eine Sonderstellung ein. Der Gehalt Jes Kollagens an r>
aromatischen und schwefelhaltigen Aminosäuren ist bemerkenswert gering. Das Kollagen kann in guten
Ausbeuten aus Körperteilen von einer großen Vielzahl von Säugetieren und Fischen gewonnen werden. Häufig
wird Kollagen aus Schweinesehnen, Schafsehnen und -to Rindersehnen gewonneil, sowie aus Schweinehaut, aus
Gerbereiabfällen, wie z. B. aus nicht für die Ledergewinnung verwendbaren Kalbsfellen, sowie aus Ossein,
welches aus Rinderknochen durch Säurebehandlung unter Entfernung des Kalziumphosphats und anschließende
Trocknung erhalten wird.
Eine andere brauchbare Methode zur Herstellung einer Kollagen-Membran besteht aus folgenden Schritten:
Die Kollagenquelle wird zunächst mit einer Enzymlösung behandelt, um das Elastin aufzulösen,
welches die Kollagenfasern umgibt und verbindet. Für diesen Zweck kommen z. B. proteolytische Enzyme aus
pflanzlichen oder tierischen Quellen in Frage. Daneben eignen sich jedoch auch andere Enzyme. Sodann wird
die Kollagenquelle mit Wasser gewaschen und die löslichen Proteine und Lipoide werden durch Behandlung
mit einer verdünnten wäßrigen Lösung eines Chelatisierungsmittels, wie z. B. des Tetranatriumsalzes
der Äthylsndiamin-tetraessigsäure, entfernt. Sodann
werden die Kollagenfasern in einer geeigneten Säure, wie z. B. in Cyanessigsäure, gequollen, wobei sich eine
Kollagenfaserdispersion ausbildet (Hochstadt, et al., US-PS 29 20 000). Diese Dispersion kann sodann in eine
geeignete Membranform gegossen oder extrudiert werden. Die getrocknete KoHagenmembran wird
sodann während 48 h bei 6O0C und 95% relativer Feuchtigkeit nachbehandelt oder fixiert oder gehärtet.
Ferner können geeignete Membranen gemäß GB-PS 11 53 55| durch elektrische Abscheidung des Kollagens
aus der Kollagenfaserdispersion gewonnen werden. Neben den genannten Methoden der Herstellung von
Kollagenmembranen eignen sich natürlich auch alle anderen bekannten Techniken zur Herstellung solcher
Membranen, Vorzugsweise haben die erfindungsgemäß verwendeten Kollagenmembranen eine Dicke von
0,005 mm bis 0,1 mm und insbesondere von 0,01 mm bis 0,05 mm. Wenn die Membrandicke geringer als
0,005 mm ist, so hat die Membran keine genügende Festigkeit Ferner ist es möglich, daß sich bei diesen
geringen Dicken kein vollständiger zusammenhängender Film ohne Poren, Löcher oder andere strukturelle
Defekte ausbildet. Wenn die Dicke 0,1 mm übersteigt, so.
sieigen die Kosten unnötig an, ohne daß die Leistungsfähigkeit der erfindungsgemäßen Membran
noch erheblich ansteigt Natürlich ist die erfindungsgemäße Membran auch noch bei größeren Dicken voll"
funktionsfähig.
Für spezielle Zwecke können die Membranen noch andere Stoffe enthalten. Weichmacher können verwendet
werden, um die molekulare Struktur der Membran zu modifizieren. Hierdurch wird eine Kettenverschiebung
und damit eine größere Elastizität bewirkt Durch Zusetzung von Anfeuchtungsmitteln oder Befeuchtungsmitteln
kann die Wasseraufnahmekapazität günstig beeinflußt werden Durch Zugabe von Vernetzungsmitteln, durch Wärmefixierung oder durch Gerbung,
z. B. durch Chromgerbung oder durch Formaldehydgerbung nach herkömmlichen Verfahren, kann eine
Hydrolyse vermieden werden. Ferner können auf diese Weise zusätzliche Bindungsstellen für das Enzym
gebildet werden, so daß auf diese Weise die Enzymabsorption verbessert wird.
Sodann wird die KoHagenmembran für die Komplexierung mit dem Enzym vorbereitet Dies geschieht im
allgemeinen durch Quellen mit einer organischen Säure, welche ein niedriges Molekulargewicht hat oder in
einigen Fällen durch Quellen nit einer geeigneten Base, so daß der pH-Wert im Bereich von etwa 2 bis 12 liegt.
Geeignete Säuren umfassen z. B. Milchsäure und Cyanessigsäure. Fails erwünscht, können Weichmacher
oder andere oben genannte Zusätze während der Quellstufe zugesetzt werden. Die Quellung wird
durchgeführt, indem die Membran während'/2 bis 1 h,je
nach den speziellen Badbedingungen, im allgemeinen bei Zimmertemperatur in das Quellungsbad eingetaucht
wird. Wenn zu lange gequollen wird, so besteht die Gefahr, daß das Kollagen in lösliche Gelatine
umgewandelt wird. Die Membran wird auf Grund der Acidität der organischen Säure und auf Grund der
Weichmacherwirkung der organischen Säure gequollen. Weitere Zusätze sind nicht erforderlich. Auf Grund der
Säurebehandlung kommt eine Veränderung der Wasseraufnahmefähigkeit zustande. Nach der Quellungsbehandlung
wird die gequollene KoHagenmembran sorgfältig mit Wasser gewaschen bis der pH-Wert der
Membran innerhalb eines Bereiches liegt, in dem das jeweilige Enzym gemäß den kennzeichengemäßen
Maßnahmen an die Membran komplex gebunden werden kann.
Sodann wird die gequollene und gespülte Membran in eine wäßrige Enzymlösung eingetaucht bis die Komplexierung
der Membran mit dem Enzym gemäß den kennzeichengemäßen Maßnahmen beendet ist. Gewöhnlich
nimmt diese Stufe etwa 10 h bis 2 Tage in Anspruch. Während dieser Zeitdauer sollte die Temperatur
bei 40C bis 200C, je nach dem speziellen
angewandten Enzym, gehalten werden. Nach dem
Waschen wird die maximale Enzymaufnahme durch
Aktivitätsmessung bestimmt. Diese Messung zeigt an, ob die Komplexierung beendet ist. Der Enzym-Kollagen-KompIex
sollte sorgfältig getrocknet werden, ■ vorzugsweise etwa bei Zimmertemperatur oder bei
einer niedrigeren Temperatur, so daß das komplex gebundene Enzym nicht zerstört oder beschädigt wird.
Im folgenden sei ein zweites Beispiel für die Herstellung eines Enzym-Komplexes mit einem natürli- ι»
chen Protein beschrieben. Ein Zeinfilm wird hergestellt, indem man eine Zeinlösuing in herkömmlicher Weise zu
einem RIm gießt. Es wird das gleiche Verfahren wie bei der Herstellung des Kollagenfilms angewandt, außer
daß bei der Quellung des Zeinfilms Weichmacher als r>
Quellungshilfen zugesetzt werden, wie z. B. 1,5-Pentandioi.
Zein ist das Prolamin (alkohoMösliches Protein) der Maiskörner. Es ist das einzige im Handel erhältliche
Prolamin und eines der wenigen leicht zugänglichen m Pflanzenproteine. Zein findet sich in erster Linie im
Endosperm des Maiskorns. Die Menge an dlkohol-löslichem
Protein steht in direkter Beziehung zum Gesamtproteingehalt im Endosperm. Der Zeingehalt
liegt bei 2,2 bis 10,4%, bezogen auf die Trockensubstanz r> von verschiedenen Maisproben.
Zein zeichnet sich im Vergleich zu den meisten anderen Proteinen durch einen relativ geringen Gehalt
an hydrophilen Gruppen aus. Der hohe Anteil an nicht-polaren Seitenketten (Kohlenwasserstoffgruppen) jo
und Säureamid-Seitenketten bewirkt die Löslichkeit des Zeins in organischen Lösungsmitteln, weshalb das Zein
als Prolamin klassifiziert wird.
Ein im Handel erhältliches Zein ist Argo-Zein G-200, hergestellt durch Corn Products Refining Company, r>
Argo, Illinois. Die Filmgießlösungen können auf der Basis von reinen Komponenten hergestellt werden,
wobei man den Wassergehalt des Rohzeins und der anderen Komponenten berücksichtigen muß. Die
Gießlösungen werden durch Auflösung des Proteins in dem ausgewählten organischen Lösungsmittel unter
leichter Rührung bei Zimmertemperatur während 1 bis 2 h hergestellt. Während dieser Zeitdauer findet eine
vollständige Auflösung statt. Im folgenden werden einige Beispiele geeigneter Lösungsmittel genannt: 81%
(Gewicht/Gewicht) Isopropylalkohol und 4% Äthylenglycol-monoäthyl-äther.
Die klaren Lösungen, welche 20 bis 30 Gewichtsprozent trockenes Zein enthalten, haben eine Bernsteinfärbung. Härtungsmittel, wie z. B.
Formaldehyd, und Weichmacher können kurz vor dem Gießen des Films zugesetzt werden. Natürlich kann jede
beliebige herkömmliche Methode zur Herstellung von Zeinmembranen angewandt werden.
Erfindungsgemäß eignen sich insbesondere Zeinmembranen mit einer Dicke von 0,005 mm bis 0.1 mm.
Sodann wird die Zeinmembran für die Komplexierung mit dem Enzym vorbereitet. Dies geschieht durch
Quellung mit einem Weichmacher, fails beim Filmgießen kein Weichmacher zugesetzt wurde. Geeignete
Weichmacher sind 1,5-Pentan-diol, Glycerin und Sorbit.
Dies geschieht durch Eintauchen der Membran in ein Bad von 2% (Gewicht/Gewicht) des Weichmachers in
Wasser während 10 h bei Zimmertemperatur. Sodann wird die gequollene Membran mit Seidenpapier
getrocknet und in eine wäßrige Enzymlösung einge· i>5
taucht, bis die Komplexierung gemäß den kennzeich nenden Maßnahmen beendet ist. Gewöhnlich
bedarf es hierzu einer Zeitdauer von 10 h bis 2 Tagen.
40
45
50 Dabei sollte dje Temperatur in einem Bereich von 4 C bis 20°Γ, je nach dem eingesetzten Enzym gehalten
werden. Der Enzym-Zein-Komplex sollte sorgfältig getrocknet werden, vorzugsweise etwa bei Zimmertemperatur
oder bei einer niedrigen Temperatur, so daß das komplex gebundene Enzym nicht zerstört wird.
Für die Komplexierung mit Naturproteinen, wie z. B. mit Kollagen, oder Zein oder dergleichen, eignen sich
viele verschiedene Proteine je nach der speziellen Anwendung. Im folgenden sei eine Auswahl der
geeigneten Enzyme aufgezählt:
Amylasen, Lysozym, Invertase, Urease, Cellulasen, Brenzkatechin-methyltransferase,
Saccharose-6-glucosyl-transferase,
Carboxyl-Esterase, Aryl-Esterase, Lipase,
Pektinesterase, Glucoamylase,
Amylopektin-1,6-glucosidase,
Oligo-l.e-glucosidase.Polygalacturonase,
a-GJucosidase^-Glucosidase.ji-Galactosidase,
Glucose-Oxydase, Galactose-Γ >;ydase,
Brenzkatechin-Oxydase, Kataiä-'-e, Peroxydase» Lipoxydase, Glucose-Isomerase, Pentosanase,
Cellobiase, Xylose-isomerase, Sulfit-oxydase,
Äthanolamin-oxydase, Peniciflinase,
Carbonanhydrase, Gluconolactonase.
3-Ketosteroid-4'-dehydrogenase,
11-/?-Hydroxylase und Aminsosäureacylasen.
Es können auch verträgliche Kombinationen von Enzymen und Multienzymsysteme an das. Kollagen komplex gebunden werden.
Saccharose-6-glucosyl-transferase,
Carboxyl-Esterase, Aryl-Esterase, Lipase,
Pektinesterase, Glucoamylase,
Amylopektin-1,6-glucosidase,
Oligo-l.e-glucosidase.Polygalacturonase,
a-GJucosidase^-Glucosidase.ji-Galactosidase,
Glucose-Oxydase, Galactose-Γ >;ydase,
Brenzkatechin-Oxydase, Kataiä-'-e, Peroxydase» Lipoxydase, Glucose-Isomerase, Pentosanase,
Cellobiase, Xylose-isomerase, Sulfit-oxydase,
Äthanolamin-oxydase, Peniciflinase,
Carbonanhydrase, Gluconolactonase.
3-Ketosteroid-4'-dehydrogenase,
11-/?-Hydroxylase und Aminsosäureacylasen.
Es können auch verträgliche Kombinationen von Enzymen und Multienzymsysteme an das. Kollagen komplex gebunden werden.
Insbesondere geeignet sind Lysozym, Invertase, Urease und Amylasen. Lysozym hat verbreitete
Anwendung zur Hydrolyse von Mikroorganismen in der pharmazeutischen Forschung gefunden, sowie bei der
Abwässerbehandlung. Es wird entweder altein oder in Kombination mit anderen Enzymen angewandt. Eine
besonders wichtige Anwendung des Lysozym-Proteinmembrankomplexesist
die Lysis von Zellen.
Invertase oder ß-D-Fructofuranosidase findet in der
Nahrungsmittel- und Getränkeindustrie sowie in der Analyse Anwendung. Invertase kann dazu verwendet
werden, die Hydrolyse von Saccharose zu Glucose und Fructose oder die Inversion von Zucker zu katalysieren.
Invertase ist bei der Hydrolyse von 0-D-Fructofuranesylbindungen
in Saccharose, Raffinose, Gentianose und Methyl- und /?-Fructofructose wirksam. Eine besonders
wichtige Anwendung des Invertase-Proteinmembrankomplexes ist die kontinuierliche Hydrolyse von
Saccharose.
Urease ist ein hoch spezifisches Enzym, welches die Umwandlung von Harnstoff in Ammoniumcarbonat
katalysiert. Urease wird oft dazu verwendet, den Harnrtoffgehalt in Urinproben zu bestimmen. Wegen
dieser hoch spezifischen Wirksamkeit kann man die erfindungsgemäße Urease-ProteinkompliXinembran in
künstlichen Nieren anwenden. Darüber hinaus können Urease-Proteinkomplexmembranen für die wiederholte
Hydrolyse von Harnstoff verwendet werden, wie z. R. für die Behandlung von menschlichem Urin oder
dergleichen.
Λ-Amylase wird als »verflüssigendes Enzym« bezeichnet.
Es hydrolysiert allgemein Stürke, Glykogen und Dextrane, /?-Amylase dient zur Erzeugung von
Maltose aus Zucker, Glykogen und Dextran. Andere geeignete AmylasÄi sind Λ-Glucosidase, Amyloglucosidase,
Amylo-1,6-«-glucosidase (Enzym zur Entfernung von Verzweigungen), Oligo-1,6-glucosidase (Limi(-Dex-Irinasc).
Isomaltase und Isotriase. Der Ausdruck
»Amyliisc« bezieht sich somit auf eines oder mehrere
dieser und anderer Amylasen. Eine besonders wichtige Anwendung des Amylase-Protcinkomplexes gemäß
vorliegender Erfindung ist die kontinuierliche Hydrolyse von Stärke durch kontinuierliches Überleiten eines
Stärkesubstrats über die enzymatisch aktive Membran.
Mehrere Enzyme können gleichzeitig komplex an die Proteinmembran gebunden werden. Es ist z. B. erwünscht,
rt-Amylase zusammen mit anderen Enzymen
komplex zu binden, da Λ-Amylase das Stärkemolekül in unspezifischer Weise spaltet, so daß reaktive Stellen für
andere spezifischere Enzyme gebildet werden.
Die auf diese Weise gebildeten immobilisierten Komplexe haben eine hohe cnzymalischc Aktivität.
Wenn ein enzymatisch aktives Substrat mit diesen Komplexen in Berührung gebracht wird, so verbleibt
während der gesamten Reaktionsdauer eine konstante Menge des Enzyms am Trägermaterial, so daß eine
uc5üfiu£rc Abtrennung wie bei iicrkoiTiFiuiCnci'i Vci'riiiiren
nicht erforderlich ist. Ferner wurde gefunden, daß die erfindungsgemäßen Enzym-Proteinkomplexe auch
bei langen Lagerungszeiten stabil sind und daß sie wiederholt ausgewaschen werden können, ohne daß es
zu einem wesentlichen Verlust der enzymatischen Aktivität kommt.
Die Art der komplexen Bindung des Enzyms an die Proteinmembran ist nicht bekannt. Es wird jedoch
angenommen, daß der Komplexicrungsmechanismus zwischen der Proteinmembran oder dem filmähnlichen
Proteinträger einerseits und dem Enzym andererseits die Bildung einer Vielzahl von Wasserstoffbindungen,
sowie von Salzbindungen und von van der Waals-Wechselwirkungen
umfaßt. Die Komplexbildung geht besonders leicht bei einem pH-Wert zwischen dem isoeleklrischen
Punkt des Enzyms und der Proteinmembran vonstatten. Es muß betont werden, daß die Herstellungen
von Membranen, z. B. aus Kollagenfilmen oder dergleichen, dem Fachmann wohl bekannt sind. So ist
das US-Patent 29 20 000. welches oben erwähnt wunde, eine unter vielen Veröffentlichungen, welche die
Herstellung von Kollagenfilmen und -Membranen
betreffen.
Im folgenden wird die Erfindung anhand von Ausführungsbeispielen näher erläutert.
In allen Beispielen wurden die Membranen bis zur maximalen Quellungskapazität gequollen.
Beispiel 1 (Lysozym)
Dieses Beispiel zeigt die Herstellung und die Verwendung eines Lysozym-Kollagen-Membrankoimplexes.
1 cm3 eines 0.025 mm dicken Kollagen-Films (während
48 h bei 55= C und bei 90% relativer Feuchtigkeit nacherhitzt) wurde in einer Milchsäurelösung (pH = 3)
gequollen und sodann 5 min in fließendem Leitungswasser gewaschen. Sodann wurde der gewaschene Film in
eine Enzym-Lösung von 250 mg Lysozym in 15 cm3 -Wasser eingetaucht und bei 2"C während 14 h so
belassen. Sodann wurde der behandelte Film auf Celluloseacetat aufgebracht und bei Zimmertemperatur
getrocknet. Auf diese Weise erhielt man eine Lysozym-Kollagen Komplexmerr.bran.
Eine Lösung von Mikrococcus-iysodeictikus (300 mg
getrockneter Zellen pro Liter) wurde dazu verwendet die enzymaiische Aktivität des Komplexes zu bestimmen
Dabei wurde die Abnahme der optischen Dichte der Bakterieniös-jng bei 450 nrn gemessen. Der
getrocknete Membrankomplex wurde zunächst mit 10 I fließendem Wasser gewaschen und seine anfängliche
enzymatische Aktivität wurde gemessen. Diese Bestimmung erfolgte auf der Basis der Abnahme der optischen
■> Dichte nach einer Reaktionsdauer von 30 min. dividiert durch die anfängliche optische Dichte. Der Komplex
wurde zwischen den einzelnen Experimenten mit 2 I Wasser gewaschen. Die anfängliche Aktivität betrug
0,538. entsprechend einer Auflösung von 53,8% der
ι» Zellen. Die zweite Wiederholung ergab eine Aktivität
von 0.420. entsprechend einer Auflösung von 42%; die dritte Wiederholung ergab eine Aktivität von 0.489.
entsprechend einer Auflösung von 48,9% und das vierte Experiment ergab eine Aktivität von 0,533, entspre-ί
chend einer Auflösung von 53,3%.
Beispiel 2 (Invertase)
2« Dieses Beispiel beschreibt die Herstellung und
Verwendung eines Invertase-Kollagen-Komplexes. 1.5 cm1 eines 0,025 mm dicken Kollagen-Films (ungegerbt
und mindestens 2 Monate bei Zimmertemperatur gelagert) wurden in einer Milchsäurelösung (pH = 3)
->"i gequollen. Der Film wurde sodann während '/? h in
Wasser gewaschen und der gewaschene Film wurde in eine Lösung von 140 mg Invertase in 10 cm3 Wasser
eingetaucht -and in einem Kühlschrank über Nacht stehengelassen. Sodann wurde der behandelte Film auf
tn ein Celluloseacetat-Substrat aufgebracht und bei Zimmertemperatur
getrocknet. Der getrocknete Film stellt eine Koüagen-Invertase-Komplexmembran dar. welche
bei dem nachfolgenden Versuch einer Saccharosehydrolyse verwendet wurde.
ji 400cm' einer 6%-Saccharoselösung wurden als
Substrat bei dem Enzym-Versuch verwendet. Die enzymatische Aktivität wurde in einem Umlaufreaktorsystem
polarimetrisch verfolgt. Nach Bestimmung der Aktivität des Films wurde dieser in 21 Wasser
■in gewaschen und die Aktivität wurde wiederum gemessen.
Dieses Verfahren wurde mehr als 20mal wiederholt, wobei insgesamt mit mehr als 40 I Wasser gewaschen
wurde. Die enzymatische Aktivität des Invertase-Kollagen-Komiplexes
nahm allmählich nach dem Waschen ab.
um schließlich einen stabilen Grenzwert zu erreichen, welcher beim Waschen mit mehr als 101 Wasser
konstant blieb. Die gesamte bis zu diesem Zeitpunkt abgelaufene Zeit betrug 13 Tage.
Zahl der | % invertierte Saccharose |
Waschungen | nach 30 min Reaktions |
dauer | |
25C pH 5-6 | |
I | 50 |
5 | 40 |
10 | 38 |
15 | 30 |
20 | 28 |
25 | 26 |
30 | 25 |
35 | 25 |
40 | 24 |
Die enzymatische Aktivität des Invertase-Komplexes
bei der stabilen unteren Grenze entspricht einer
10
Reaktionsgeschwindigkeit von 1,73 χ 10 J inol/l/min.
Wenn man dem Komplex den gleichen Umsatz, zuschreibt wie dem freien Enzym (370 Mol Saccharose
pro Mol Enzym pro Sekunde), so entspricht die obige Reaktionsgeschwindigkeit einer Aktivität von 21.4 mg ί
Invertase in I I einer 6%igen Saccharose-Lösung. Da nur 1,5 cm1 eines Invertase-Komplexes für die Hydrolyse
von 400 cmJ Substrat verwendet wurden, so wird die an 1,5 cm3 Membran gebundene Menge Invertase zu
8,56 mg berechnet oder zu 5,7 mg Invertase pro I cmJ n>
des Komplexes.
Diese Serie von Experimenten wurde über eine Zeitdauer von 13 Tagen durchgeführt. Der Komplex
wurde bei 2°C in 5 cmJ destilliertem Wasser aufbewahrt,
wenn er nicht gebraucht wurde. r>
Beispiel 3 (Urease)
Dieses Beispiel beschreibt die Herstellung und Verwendung von Urease-Kollagen-Membranen. I cm!
eines 0.025 mm dicken Kollagen-Films (während 48 h bei 60"C und 95% relativer Feuchtigkeit nacherhitzt)
wurde in einer Milchsäurelösung (pH = 3) gequollen und sodann V>h lang in Wasser gewaschen. Der
gewaschene Film wurde in eine En/ymlösung von 200 mg Urease in 15 cm1 Wasser während 16 h
eingetaucht. Sodann wurde der Film auf eint; Celluloseacetat-Substrat
aufgebracht und bei Zimmertemperatur getrocknet.
Vor der Verwendung wurde der Membran-Urcasc-Komplex
mit 5 I Wasser gewaschen und 5 Tage bei 2T gelagert, ehe die Urease-Aktivität gemessen wurde.
Hydrolyse | von Harnstoff mit | dem Urease-Kollagen-Membrankomplex | - | pH der Harnstnfllösung anfänglich endgültig |
- |
Tag | Konzentration d. HarnstofTlösung i.3 x 10"' M (anfänglich) |
% hydrolysierter Harnstoff während angegebener Reaktionsdauer Potentiometrische Messung Verwendung von Nessler's Reagenz |
- | - | - |
a 1 |
100 | 0,21% (30 min) | - | - | - |
2 | 100 | 0,3 % (20 h) | — | - | — |
3 | 10 | 0,20% (160 min) | - | — | - |
4 | 1 | 7,6% (200 min) | 8% (20 min) | - | - |
5 | 1 | C 14% (20 min) |
5% (20 min) | - | 7.40 |
8 | I | 7,6% (20 min) | 99 % (20 h) | 7,30 | 7,90 |
8 | 1 | 3,8 % (20 min) | 7.30 | ||
8 | 1 | 99% (20 h) |
a. Bei allen Experimenten zur Hydrolyse von 50cm' HarnstofTlösung wurde 1 cm' des Membrankomplexes verwendet.
b. Der am 4. Tag verwendete Membrankomplex wurde vor der Verwendung am 5. Tag in 50 cm einer Enzymlösung (100 mg
Urease/50 cm ) während 14 h eingetaucht und sodann mit 2 I Wasser gewaschen.
c. Durchschnitt von zwei Experimenten.
Die Urease-Aktivität wurde durch direkte potentiometrische Messung der Ammoniumionenkonzentration
unter Verwendung einer kationenempfindlichen Elektrode. Beckman 39137. verfolgt. Ferner wurde eine
colorimetrische Messung mit Hilfe von Nessler's Reagenz durchgeführt. Ammoniumsulfat wurde verwendet,
um in beiden Fällen eine Standardkurve zu erhalten. Ein Tropfen eines frisch hergestellten Nessler's
Reagenz wurde zu 2 ml Substratlösung gegeben und die Farbintensität wurde spektral fotometrisch bei
einer Wellenlänge von 430 πιμ gemessen. Drei Konzentrationen
von Harnstoff, nämlich 33 x 10-',33 χ 10-2
und 33 χ 10-3 Mol in destilliertem Wasser wurden
verwendet. Die Aktivität des Membrankomplexes wurde während 1 Woche getestet Die Membran wurde
in 50 cm3 destilliertes Wasser eingetaucht, bei Zimmertemperatur
gelagert, wenn sie nicht verwendet wurde. Die Ergebnisse zeigen, daß bei Verwendung von 1 cm3
Membrankomplex, welcher zuvor schon 1 Woche lang verwendet wurde, während 20 h bei 50 ml einer
33 x 10~3 molaren Lösung eine 99%ige Hydrolyse
stattfand
Beispiel 4 (Amyiase)
Dieses Beispiel zeigt die Bildung und Verwendung einer Amylase-Kollagen-Komplexmembran. 2 cm3 eines
Kollagen-Films mit einer Dicke von 0.038 mm (während 48 h bei 6O0C und 95% relativer Feuchtigkeit nacherhitzt)
wurde in einer Milchsäurelösung (pH =3)
·»> während '/.'h gequollen. Sodann wurde der Film
während 5 min unter fließendem Leitungswasser gewaschen und der gewaschene Film wurde in eine Lösung
von 200 mg Malzamylase in 15 cm3 Wasser eingetaucht
und 15 h bei 2CC so belassen. Es bestand keine
-υ- Notwendigkeit, die überschüssige Enzymlösung zu
entfernen und der so behandelte Film wurde unmittelbar auf einen Celluloseacetatfilm mit einer Dicke von
0,025 bis 0,05 mm aufgebracht und bei Zimmertemperatur getrocknet Die getrocknete Kollagen-Amylase-
■>5 Komplexmembran wurde für die Hydrolyse von Stärke verwendet 50 cm3 einer 1 %igen Stärkelösung wurde als
Substrat bei dem Enzymversuch verwendet Die enzymatische Aktivität wurde anhand der Abnahme der
Intensität der Blaufärbung des Stärke-Jodkomplexes gemessen (Veränderung der optischen Dichte bei
400 πιμ). Ein Standard-Jod-Reagenz wurde durch
Auflösen von 30 g Kaliumiodid und 3 g J2 in 11
destilliertem Wasser hergestellt 1 Tropfen von diesem Reagenz wurde zu 20 cm3 des umgesetzten Substrats
gegeben, welches während 15 min bei 40° C mit 2 cm3 der Amylase-Kollagen-Komplexmembran behandelt
worden war. Die Absorption bei 400 πιμ wurde gemessen.
Die folgenden Ergebnisse der Stärke-Hydrolyse mil
der Kollagen-Amylase-Komplexmembran. welche vor Durchführung des Experimentes mit 101 Wasser
gewaschen wurde, wurden gemessen. Nach 15 min
wechselte die Färbung der |od-Stärke-Lösung von Blau nach Violett, entiprcchend dem Abbau der Stärke-Moleküle
von einem anfänglichen durchschniitlichen Polymerisationsgrad von mehr als 30 bis zu einem
endgültigen durchschniitlichen Polymerisationsgrad von 10 bis 15. Beim ersten Experiment bei einer
Umsetzung von 50 cm1 einer l%igen Stärke-t.ösung während 15 min bei 40"C in Gegenwart von 2 cm' des
Films ergab sich eine Amylase-Aktivitäl von 0,700, gemessen als Quotient der Abnahme der optischen
Dichte bei 400 ηιμ. dividiert durch die anfängliche optische Dichte bei 400 ιημ. Der Komplex wurde mit 2 I
Wasser gewaschen. Beim zweiten Experiment ergab sich eine Amylase-Aktivität von 0,325. Sodann wurde
tat von 0.500 beim dritten Experiment festgestellt.
Beispiel 5 (Cellulase)
Dieses Beispiel zeigt die Herstellung und Verwendung eines Cellulase-Kollagen-Komplexes. I cm3 eines
0,038 mm dicken Kollagen-Films (während 30 h bei 55°C und 95% relativer Feuchtigkeit nacherhitzt und
sodann 2 Monate bei Zimmertemperatur gelagert) wurde in einer Milschsäurelösung (pH =■ 3) gequollen.
Der gequollene Film wurde sodann Ui h lang in Wasser gewaschen und der gewaschene Film wurde in eine
Lösung von 200 mg Cellulase in 10 cm3 Wasser eingetaucht und 14 h bei 4°C belassen. Sodann wurde
der so behandelte Film auf ein Cellulose-acetat-Substrai aufgebracht und bei Zimmertemperatur getrocknet. Der
getrocknete Film wurde in I I Wasser während 2 Wochen bei 4°C gewaschen, bevor er bei den
nachstehenden Experimenten der Hydrolyse von Carboxyl-methyl-ceilulose (CMC) verwendet wurde.
50cmJ 1.5% CMC wurden als Substrat für den
Enzymversuch verwendet. Die enzymatische Aktivität wurde durch Verfolgung der Abnahme der relativen
Viskosität des Substrats mit einem Ostwald-Viskosimeter festgestellt. Zwischen den einzelnen Experimenten
wurde der Film mit 21 Wasser gewaschen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3 zusammengestellt.
Viskosität während
30 min bei 20 C
Vergleich | 12,90 |
1 | 10,75 |
2 | 7,74 |
3 | 5,60 |
4 | 5,43 |
5 | 5,27 |
Aus diesen Ergebnissen ersieht man, daß nach fünf Experimenten der Cellulase-Kollagen-Komplex noch
befähigt war, die Viskosität des Substrats auf weniger als die Hälfte des ursprünglichen Wertes zu sei.ken.
Während des fünften Versuchs wurde die relative Viskosität des Substrats nach 18 h Reaktionsdauer auf
1,43 gesenkt
Bei» ρ ie I 6 (Inveruise-Zdn)
Dieses Beispiel beschreibt die Herstellung und Verwendung eines Invertase-Zein-Komplexes. 2 cmJ
eines 0,038 mm dicken Zein-Films (mit Formaldehyd
gegerbt) wurden in 2% (Gewicht/Gewicht) 1,5-Pentandiol
gequollen. Der Film wurde sodann mit Seidenpapier getrocknet und in eine Enzymlösung von 200 mg
Invertase in 15 cm3 Wasser eingetaucht und über Nacht im Kühlschrank aufbewahrt. Der so behandelte Film
wurde sodann auf ein Celluloseacetat-Siibsirat aufgebracht
und bei Zimmertemperatur getrocknet. Die getrocknete Zein-lnvertiise-Komplexmeinbran wurde
bei den nachstehenden Experimenten zur Hydrolyse von Saccharose verwendet.
400 cmJ einer 6%igen Saccharose-Lösung wurden al·
Substrat bei der Feststellung der Enzym-Aktivität verwendet. Wie in Beispiel 2 wurde die Enzym-Aktivität
Nach Messung der Aktivität des Komplexes wurde dieser mit 2 ! Wasser gewaschen und wieder verwendet.
Die Ergebnisse sind in Tabelle 4 zusammengestellt.
Zahl der | In 2 h invertierte |
Waschungen | Saccharose (%) bei |
25 C und pH = 6 | |
1 | 40 |
2 | 16 |
4 | 8 |
6 | 8 |
10 | 6 |
15 | 7 |
Die enzymatisch'; Aktivität des Invertase-Zein-Komplexes
wurde allmählich bei den Waschungen verringert und erreichte schließlich einen stabilen Grenzwert
ähnlich dem Kollagen-Invertase-Komplex gemäß Beispiel 2.
4- Beispiel 7 (Glucose-Isomerase)
Dieses Beispiel zeigt die Bildung und Verwendung eines Glucose-Isomerase-Kollagen-Membrankomplexes.
1 cm3 eines 0.025 nun dicken Kollagen-Films
in (während 28 h bei 600C und 90% relativer Feuchtigkeit
nacherhitzt) wurde in einer Milchsäurelösung (pH = 3) gequollen und sodann 5 min in fließendem Wasser
gewaschen. Der gewaschene Film wurde sodann während 16 h bei 2° C in 55 cm3 Enzymlösung eingetaucht
Die verwendete Enzymlösung hatte eine enzymatische Gesamtaktivität von 5,4 χ 10"5 Einheiten
(1 Einheit = 1 Mol gebildetes Produkt/min). Der so behandelte Film wurde auf Celluloseacetat aufgebracht
und bei Zimmertemperatur getrocknet Man erhielt so einen Glucose-Isomerase-Kollagen-Membrankomplex.
Dieser Membrankomplex wurde dazu verwendet die
Isomerisierung von D-GIucose zu katalysieren. Es
wurde bei 60° C und pH 7,2 mit 50 ml einer 9%igen
gepufferten Lösung gearbeitet Nach 2 h Reaktionsdauer
wurde 1 ml Reaktionslösung entnommen und die gebildete D-Fructose wurde nach der Cystein-Carbazol-Methode
(Z. Dische und E. Berenfreund, J. Biol. Chem,
192,583, (1951)) bestimmt Die anfängliche Aktivität des
Membrankomplexes betrug 8,3 χ 10-* Einheiten. Der
Membrankomplex wurde sodann mit 1,5 1 Wasser gewaschen und vor dem zweiten Versuch während 17 h
bei 4°C in 100 cm' Wasser gelagert. Bei dem zweiten
Versuch zeigte sich eine geringe Zunahme der Aktivität, welche wahrscheinlich auf eine Zunahme der Reaktionstemperatur von 60 auf 65"C während des Versuchs
zurückzuführen war. Die enzymatische Aktivität betrug
9,8 χ I Q~b Einheiten. Sodann wurde der Membrankomplex
mit weiteren 1,5 I Wasser gewaschen und in einem dritten Versuch bei 6O0C verwendet. Die Enzym-Aktivität
betrug sodann 8,7 χ IO-fc Einheiten. Beim dritten
Versuch wurde der Membrankomplex während mehr als 6 h bei 600C gehalten. Diese Ergebnisse zeigen die
Stabilität und wiederholte Verwendbarkeit des (vienibrankomplexes.
Claims (4)
1. Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven Membran durch Inberührungbringen einer
Proteinmembran mit der wäßrigen Lösung eines Enzyms, dadurch gekennzeichnet, daß
man eine Kollagen-, Zein-, Casein-, Ovalbumin-. Weizengluten-, Fibrinogen-, Myosin-, Mucoprotein-,
Polyglutamat-, Polyaspargat-, Polyphenylalanin-, Polylyrosin- oder Leucin-p-Aminophenylalanin-Copolymer-Membran
bei einem pH von 2—12 bis zur maximalen Quellungskapazität quillt und daß man
die gequollene Membran in eine wäßrige Lösung des Enzyms mit einem pH zwischen dem isoelektrischen
Punkt der Membran und dem isoelektrischen Punkt des Enzyms eintaucht.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet,
daß man eine Membran einsetzt, die auf einen Träger aufgebracht ist
3. Verwendung der nach Ansprach 1 oder 2
hergestellten enzymatisch aktiven Membran zu enzym-katalysierten Substratumwandlungen.
4. Enzymatisch aktive Membran, hergestellt nach einem der Ansprüche 1 oder 2.
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
US00135753A US3843446A (en) | 1971-04-20 | 1971-04-20 | Preparation of enzymatically active membranes |
Publications (3)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE2219063A1 DE2219063A1 (de) | 1972-11-09 |
DE2219063B2 DE2219063B2 (de) | 1979-08-02 |
DE2219063C3 true DE2219063C3 (de) | 1982-03-11 |
Family
ID=22469497
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
DE2219063A Expired DE2219063C3 (de) | 1971-04-20 | 1972-04-19 | Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven Membran, nach diesem Verfahren hergestellte Membran und deren Verwendung für enzym-katalysierte Substratumwandlungen |
Country Status (12)
Country | Link |
---|---|
US (1) | US3843446A (de) |
JP (1) | JPS5218273B1 (de) |
CA (1) | CA1008005A (de) |
CH (1) | CH575432A5 (de) |
DE (1) | DE2219063C3 (de) |
DK (1) | DK135950B (de) |
GB (1) | GB1385585A (de) |
IL (1) | IL39228A (de) |
IT (1) | IT953717B (de) |
NL (1) | NL164321C (de) |
PH (1) | PH10143A (de) |
SE (1) | SE402110B (de) |
Families Citing this family (18)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US4601981A (en) * | 1971-04-20 | 1986-07-22 | Research Corporation | Enzymatically active protein-enzyme complex membranes |
NL7304956A (de) * | 1973-04-10 | 1974-10-14 | ||
SE373752B (de) * | 1973-07-05 | 1975-02-17 | V H Hyden | |
SE7311642L (de) * | 1973-08-28 | 1975-03-03 | Stadex Ab | |
CA1056746A (en) * | 1974-09-06 | 1979-06-19 | Chung J. Lai | Biologically active membrane material |
US3966580A (en) * | 1974-09-16 | 1976-06-29 | The University Of Utah | Novel protein-immobilizing hydrophobic polymeric membrane, process for producing same and apparatus employing same |
US3985617A (en) * | 1974-10-29 | 1976-10-12 | Ajinomoto Co., Inc. | Immobilization of biologically active proteins with a polypeptide azide |
US4092219A (en) * | 1975-08-13 | 1978-05-30 | Lin Min | Preparation of enzyme-membrane complexes |
US4163714A (en) * | 1975-11-07 | 1979-08-07 | Gregor Harry P | Separating substances with pressure-driven affinity sorption membranes |
JPS52139777A (en) * | 1976-05-14 | 1977-11-21 | Omron Tateisi Electronics Co | Fixed enzyme membrane |
SU1034618A3 (ru) * | 1978-06-21 | 1983-08-07 | "Раделкиш" Электрокемиаи Мюсердьярто Севеткезет (Инопредприятие) | Электрохимический датчик дл определени концентрации веществ в растворах |
HU177369B (en) * | 1978-09-08 | 1981-09-28 | Radelkis Electrokemiai | Industrial molecule-selective sensing device and method for producing same |
DE2911192A1 (de) * | 1979-03-22 | 1980-10-02 | Boehringer Sohn Ingelheim | Neuartiges immobilisiertes glucoseoxidase-katalasepraeparat und seine verwendung zur enzymatischen glucoseoxidation |
US4394370A (en) * | 1981-09-21 | 1983-07-19 | Jefferies Steven R | Bone graft material for osseous defects and method of making same |
US4409332A (en) * | 1982-01-12 | 1983-10-11 | Jefferies Steven R | Collagen-enzyme conjugates that exhibit no inflammatory response and method for making the same |
US4861714A (en) * | 1985-04-04 | 1989-08-29 | Verax Corporation | Weighted collagen microsponge for immobilizing bioactive material |
US5100783A (en) * | 1985-05-10 | 1992-03-31 | Verax Corporation | Weighted microsponge for immobilizing bioactive material |
CA2046830C (en) | 1990-07-19 | 1999-12-14 | Patrick P. Deluca | Drug delivery system involving inter-action between protein or polypeptide and hydrophobic biodegradable polymer |
-
1971
- 1971-04-20 US US00135753A patent/US3843446A/en not_active Expired - Lifetime
-
1972
- 1972-02-25 CA CA135,584A patent/CA1008005A/en not_active Expired
- 1972-03-11 JP JP47025165A patent/JPS5218273B1/ja active Pending
- 1972-03-14 DK DK117772AA patent/DK135950B/da unknown
- 1972-04-14 IL IL39228A patent/IL39228A/en unknown
- 1972-04-17 SE SE7204951A patent/SE402110B/xx unknown
- 1972-04-19 PH PH13466A patent/PH10143A/en unknown
- 1972-04-19 CH CH588972A patent/CH575432A5/xx not_active IP Right Cessation
- 1972-04-19 DE DE2219063A patent/DE2219063C3/de not_active Expired
- 1972-04-19 IT IT23415/72A patent/IT953717B/it active
- 1972-04-20 GB GB1848072A patent/GB1385585A/en not_active Expired
- 1972-04-20 NL NL7205308.A patent/NL164321C/xx active
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
JPS5218273B1 (de) | 1977-05-20 |
SE402110B (sv) | 1978-06-19 |
DE2219063B2 (de) | 1979-08-02 |
IT953717B (it) | 1973-08-10 |
PH10143A (en) | 1976-09-06 |
NL164321B (nl) | 1980-07-15 |
DK135950B (da) | 1977-07-18 |
GB1385585A (en) | 1975-02-26 |
US3843446A (en) | 1974-10-22 |
DK135950C (de) | 1977-12-12 |
CA1008005A (en) | 1977-04-05 |
NL7205308A (de) | 1972-10-24 |
NL164321C (nl) | 1980-12-15 |
IL39228A0 (en) | 1972-06-28 |
IL39228A (en) | 1976-01-30 |
DE2219063A1 (de) | 1972-11-09 |
CH575432A5 (de) | 1976-05-14 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
DE2219063C3 (de) | Verfahren zur Herstellung einer enzymatisch aktiven Membran, nach diesem Verfahren hergestellte Membran und deren Verwendung für enzym-katalysierte Substratumwandlungen | |
DE1915970C3 (de) | Verfahren zur Herstellung von durch Dialdehyde an inaktive Proteine gebundenen aktiven Proteinsubstanzen durch Vernetzung | |
DE2407961C3 (de) | Enzymatisch aktive Membran, Verfahren zu ihrer Herstellung und ihre Verwendung | |
DE2527884C2 (de) | ||
DE2112740A1 (de) | Enzym-Reaktoren,ihre Herstellung und Verwendung | |
DE2636206C3 (de) | Trägerfixierte Enzyme sowie ihre Herstellung und Anwendung | |
DE3027929C2 (de) | Herstellung von Polysaccharid-Copolymerisaten aus Träger mit enzymatischer Aktivität | |
DE2539657A1 (de) | Biologisch aktives membranmaterial, enzymsaeule mit dem membranmaterial und verwendung des membranmaterials | |
DE2218158A1 (de) | Verfahren zur Herstellung neuer unlöslicher Verbindungen aus natürlichen oder synthetischen, stickstoffhaltigen Substanzen | |
DE1792773C3 (de) | Rohrförmiger Formkörper aus einem unlöslichen Träger, der durchlässig oder undurchlässig ist, mit einem an den Träger über einen überbrückenden Rest chemisch gebundenem Enzym | |
DE1642596A1 (de) | Feste Traegermaterialien mit darauf fixierten Enzymen und Verfahren zu ihrer Herstellung | |
DE2805950C2 (de) | Trägermaterial für das Unbeweglichmachen von Enzymen | |
US3977941A (en) | Protein-enzyme complex membranes | |
DE2410693A1 (de) | Verfahren zum immobilisieren von enzymen | |
US4092219A (en) | Preparation of enzyme-membrane complexes | |
CH618466A5 (de) | ||
US4601981A (en) | Enzymatically active protein-enzyme complex membranes | |
EP0097281B1 (de) | Verfahren zur Herstellung eines unlöslichen Biokatalysators | |
DE2553649A1 (de) | Verfahren zur durchfuehrung von enzymatischen reaktionen | |
DE2413694C3 (de) | ||
DE2417265A1 (de) | Traegergebundene enzyme | |
DE2615349B2 (de) | Verfahren zum Immobilisieren von Antigenen, Enzymen und Enzyminhibitoren | |
DE3005632C2 (de) | Verfahren zur Herstellung von Biokatalysatoren mit hoher mechanischer Festigkeit und hoher Beladung an enzymatisch aktiver Substanz | |
CH634876A5 (en) | Immobilised, support-fixed, enzyme | |
DE2429196A1 (de) | Poroese anorganische traeger mit iminogruppen |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
C3 | Grant after two publication steps (3rd publication) | ||
8339 | Ceased/non-payment of the annual fee |