CN101797380A - 一种制备猪瘟疫苗的方法 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种以细胞微载体悬浮培养系统制备猪瘟(CSF)疫苗的方法，包括如下步骤：(1)将制苗用细胞接种到含有培养液与微载体的载体罐中，并将上述细胞与微载体混合均匀，使细胞贴附在微载体上；(2)待细胞数增至5～40倍初始接种浓度时，以病毒感染复数(M.O.I.)为0.01～1的比例，将猪瘟病毒(兔化弱毒株)接种至细胞上，繁殖病毒；(3)将制得的病毒液混合，加入适当冻干保护剂，充分混匀后定量分装，冻干，即得到猪瘟(CSF)疫苗。以本发明方法生产猪瘟疫苗具有培养的细胞密度高、可连续培养和病毒产量高、疫苗免疫效力高、安全性好等优点，对猪瘟强毒攻击有完全的免疫保护作用。

Description

一种制备猪瘟疫苗的方法

技术领域

本发明属于兽用生物制品技术领域，具体涉及制备猪瘟疫苗的方法。

背景技术

猪瘟(Classical Swine fever，简称CSF)又称为猪霍乱(Hog cholera)或欧洲型猪瘟(European swine fever)，是一种猪只急性或超急性发热的病毒传染性疾病，临床上的特征是散播迅速、发烧，解剖检验时可看到典型的出血病变。猪瘟可感染各种年龄的猪只，一年四季流行，发病率和死亡率均高，对猪只危害极大。本病是威胁养猪业最重要的传染病之一。世界动物卫生组织(OIE)将猪瘟列为A类16种法定传染病之一，中国则定为一类烈性传染病。

许多国家和地区使用猪瘟活毒疫苗强制接种免疫，也是目前防治猪瘟的最佳方法。

目前猪瘟(CSF)疫苗的生产方法有以下几种：(1)组织苗法：即以猪瘟病毒(兔化弱毒株)接种家兔，然后收集家兔的脾脏和淋巴结生产猪瘟脾淋苗；(2)原代牛睾丸细胞苗法：即采集初生小牛睾丸，经过EDTA-胰酶消化分散细胞，用转瓶培养系统培养，生产细胞疫苗；(3)细胞系法：用细胞系(例如ST)经过EDTA-胰酶消化分散细胞，用转瓶培养系统培养，得到猪瘟兔化弱毒疫苗，收获细胞病毒液，加适宜稳定剂，经冷冻真空干燥制成细胞系猪瘟活疫苗。

其中组织苗法、原代牛睾丸细胞苗法普遍存在产量不高、效率低、外源病毒污染、产毒滴度不高、批间差异大等缺点；细胞系法，虽然解决了外源病毒污染问题，产毒滴度也有很大的提高，批间差异也减小了，但疫苗产量依旧不能得到很大的提高，且工艺繁琐、效率低下，造成很大的人员浪费。

发明内容

本发明要解决的技术问题是克服现有工艺存在的不足之处，提供一种潮汐式细胞微载体悬浮培养系统生产猪瘟疫苗的方法。该方法生产工艺简单、易操作，产品病毒含量高，批间差异小，质量易控制，可显著提高疫苗批产量和质量。

为达到上述目的，本发明利用生物反应器，以细胞微载体悬浮培养系统生产猪瘟疫苗，包括下列步骤：

(1)培养制苗用细胞：

将制苗用细胞接种到含有培养液与微载体的载体罐内，并将上述细胞与微载体混合均匀，启动贴附程序，使细胞贴附在微载体上；切换细胞培养程序，在适当培养环境下，提供上述细胞足够的养分和适宜的气体环境，使细胞在上述微载体上生长至接种浓度的5～40倍。

(2)制苗毒液的接种与繁殖：

将猪瘟病毒(如兔化弱毒株)制成病毒悬浮液，使其吸附到上述细胞上；在适当培养环境下培养病毒；每隔2～3日收获病毒液，并且更换培养液，收获次数为3～11次，将收获的病毒液混合置2～8℃保存。

(3)经检验合格后，将上述收获的病毒液纯化，加入适当冻干保护剂，充分混匀后定量分装，冻干，即得到猪瘟活毒疫苗。

制苗毒液的检验方法按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录15、19、20页的相关规定进行检验。本发明方法制备制苗毒液完全符合要求，对猪安全无副作用，无细菌、霉菌、支原体及外源病毒污染。通过IFA法测定病毒的效价，细胞制苗毒液每1.0ml含病毒≥10^6.5TCID₅₀；

猪瘟活毒疫苗检验方法按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录15、19、20页的相关规定进行检验。本发明方法是制得的猪瘟活毒疫苗完全符合要求，对猪安全无副作用，无细菌、霉菌、支原体及外源病毒污染。通过IFA法测定病毒的效价，疫苗病毒含量≥10^4.5TCID₅₀/头份。

本发明方法中的制苗用细胞为可增殖猪瘟病毒的细胞系，如猪罩丸细胞系(ST)等。

本发明方法中所述的培养液最好是90％～98％的MEM与2％～10％的羊血清的混合液，pH值为7.0～7.4较好，加适量抗菌素。

适宜本发明的微载体可以为具有网状结构的纤维，如聚酯纤维等。

本发明方法中细胞获得气体交换的方式可以通过培养液液面升降的方式实现。

上述步骤(1)中，一般启动贴附程序后4h换成细胞培养程序。所述细胞贴附程序最佳参数为：up：2800mL/min hold 1min、Down：2800mL/minhold 30s、设定最大换液量18000mL；细胞培养程序最佳参数为：up：2000mL/min hold 1min、Down 2000mL/min hold 1min、设定最大换液量18000mL。

本发明方法中的微载体用量以为每500ml培养液添加5.5g微载体较好，细胞的初始接种量为2～3.6×10⁷cells/g微载体较好。

本发明方法步骤2中所述接种病毒时细胞密度一般为2～4×10⁸cells/g微载体。

上述步骤(2)中，一般启动吸附程序后4h换成病毒培养程序，所述病毒吸附程序最佳参数为：up：2000mL/min hold 1min、Down：2000mL/minhold 30s、设定最大换液量18000mL；病毒培养程序最佳参数为：up：1400mL/min hold 1min、Down 1400mL/min hold 1min、设定最大换液量18000mL。

本发明方法中，细胞与病毒培养温度一般是36℃～37℃，培养环境中含有2.5％～5％二氧化碳。

步骤(3)中所述的冻干保护剂可为为乳糖、脱脂牛奶或其它冻干保护剂。

本发明方法中，生物反应器主要由载体罐、储液罐、PH控制器、DO监测器、输入和输出系统组成。工作过程如下：细胞贴附在载体罐中载体上生长，当储液罐的培养液被泵入载体罐时，培养液液面上升向细胞供给养分并促进细胞新陈代谢产物的去除；当载体罐的培养液泵入储液罐时，培养液面随之下降，使细胞进行通风，促进呼吸，减小细胞切向压力，无O₂供应限制，无泡沫烦恼。这个重复的运动使载体上的细胞能够得到足够的营养和O₂，同时产生的代谢废物像CO₂能够有效的被排出去，从而能够大量的扩增细胞并增值病毒，此种技术称之为潮汐式微载体悬浮培养技术。

本发明所提供的一种以潮汐式细胞微载体悬浮培养系统生产猪瘟疫苗的方法，与传统转瓶传代细胞培养技术相比，更具有以下优点：

1.采用本发明方法，不仅解决了脾淋苗、原代牛睾丸细胞苗普遍存在的生产效率低、外源病毒污染、产毒滴度不高的缺点，而且也解决了传统转瓶大规模生产时单批产量不高、批间差异大、产品质量不稳定、劳动强度大、生产成本高等问题。

2.本发明方法中采用的载体为网状的聚酯纤维，具有亲水性和生物无害性，1g载体约占15ml的空间，可提供2400cm²的贴壁面积，在同样的空间内极大的增大了细胞的贴壁面积，增加了细胞生长的密度，细胞数可达到1.0×10⁹以上，其效能为传统转瓶培养系统的数十倍，可以节省许多成本及人力。

3.本发明方法制备的细胞接种量低，控制容易，且病毒感染效率高，用高滴度的抗原制造的猪瘟活疫苗可以大大提高疫苗的免疫能力，经免疫攻毒试验结果显示，对猪瘟强毒攻击可100％保护，具有良好的安全性及免疫效果。

4.本发明提供的方法可以全封闭生产，产品质量均一稳定，批间差异小。传统转瓶传代细胞培养工艺批间质量差异大。

附图说明

图1为本发明方法的工艺流程图。

具体实施方式

实施例中所使用的生物反应器为美国CESCO公司的TideCell-020型，所使用的载体为美国CESCO公司的BioNocII聚酯纤维，宽5mm，长10mm，1g载体约占15ml的空间，提供2400cm²的贴壁面积，可提供1.0×10⁹以上数量的细胞生长。

实施例1

1病毒与细胞株

用于制作猪瘟活毒疫苗的病毒是猪瘟兔化弱毒株(C株)，经过致病性测试，该弱毒株病毒不具有致病性。以对该病毒株具有良好敏感性的细胞系猪睾丸细胞系(ST)，作为制苗用细胞系，藉以感染并大量繁殖猪瘟病毒。

2制备方法

(1)将制苗用细胞系猪睾丸细胞系(ST)接种到加有MEM液体培养基(包括10％羊血清、0.01mol/LNaHCO₃、0.1mg/ml硫酸卡那霉素(kanamycinsulfate)、100,000IU青霉素G钠盐(Penicillin G Sodium)、pH值为7.2)与BioNoc II聚酯纤维的载体罐内；微载体用量为每500ml培养液添加5.5g微载体，细胞初始接种量为3.0×10⁸cells/g微载体。

(2)于37℃、5％CO₂培养环境下，细胞贴附4h，使上述制苗用细胞与微载体混合均匀，并使细胞贴附在微载体上。贴附程序参数为：up：2800mL/minhold 1min、Down：2800mL/min hold 30s、设定最大换液量18000mL；4h后切换为细胞培养程序，细胞培养程序参数为：up：2000mL/min hold1min、Down：2000mL/min hold 1min、设定最大换液量18000mL。

(3)于37℃、5％CO₂培养环境下，使细胞在上述微载体上生长3天，直到细胞数达到3..0×10⁷cells/g微载体，更换新的MEM培养液并加入2％羊血清；将兔化弱毒株以MEM液体培养基(含2％羊血清)制成病毒悬浮液(接种浓度为0.2M.O.I.)，接种于上述细胞上，使其吸附到上述细胞上。病毒吸附程序参数为：up：2000mL/min hold 1min、Down：2000mL/min hold 30s、设定最大换液量18000mL；4h后切换为病毒培养程序，病毒培养程序参数为：up：1400mL/min hold 1min、Down 1400mL/min hold 1min、设定最大换液量18000mL。

(4)于37℃、5％CO₂培养环境下继续培养；每隔3天收获病毒液，连续收获11次并置于4℃保存。收获的病毒液混合并进行以下检验：

(a)纯净性检验：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录15、19、20页的相关规定进行检验，完全符合，对猪安全无副作用，无细菌、霉菌、支原体及外源病毒污染。

(b)病毒含量测定：将病毒用含2％羊血清细胞维持液作10倍梯度系列稀释，从10^-1到10^-6。每个稀释度接种8个孔，同时设立阴性不接毒对照，放入5％CO₂温箱中37℃培养48-72h，80％丙酮固定，用免疫荧光抗体(IFA)方法测定每个稀释度含有猪瘟病毒(CSFV)阳性细胞(绿色荧光)的孔数，根据Reed-Muench法计算病毒TCID₃₀，每1.0ml含病毒≥10^6.5TCID₅₀；

(c)特异性：用间接免疫荧光抗体(IFA)方法测定。将病毒接种于96孔细胞板ST细胞，每个样品4孔，每孔200μL，同时设立阴性对照，放入5％CO₂温箱中37℃培养48～72h；弃去生长液，用0.01mol/L的PBS缓冲液(pH7.4)洗涤细胞3次，然后加入100μL预冷的80％丙酮溶液，4℃固定30min。然后用PBS洗涤3次；弃掉维持液，PBS洗涤3次后，每孔加入100μL用PBS1∶200稀释的猪抗CSFV血清，37℃作用1h；用PBS洗涤3次，每次10min后；加入用PBS1∶300稀释的荧光标记的兔抗猪IgG的二抗(IgG-FITC)，每孔100μL，37℃作用1h；用PBS洗涤3次，每次10min，在荧光显微镜下观察。细胞对照孔应无特异性黄绿色荧光出现，而病毒接种细胞孔应有大量特异性黄绿色荧光出现。

(5)经检验合格的每毫升病毒含量≥10^6.5TCID₅₀的猪瘟病毒(兔化弱毒株)抗原原液经过离心纯化后，以50％(体积比)乳糖作为稳定剂，充分摇匀后冻结真空干燥，并定量分装，加盖密封后储存于4℃得到成品。

同样方法制成3批疫苗，编号分别为CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03。

3结果

病毒含量：猪瘟病毒(兔化弱毒株)接种ST细胞后，收获病毒液，共3批，分别测定病毒含量及疫苗性状，试验结果见表1。

表1三批疫苗性状试验结果

纯净性检验：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录15、19页的相关规定进行检验，完全符合，对猪安全无副作用，无细菌、霉菌及支原体。

外源病毒检验：无其它外源病毒污染，结果见表2。

表2三批疫苗外源病毒检验结果

BVDV：牛病毒性腹泻/粘膜病病毒

PRV：伪狂犬病病毒

PPV：猪细小病毒

实施例2本发明制得的猪瘟活毒疫苗与同类产品的比较试验

1.材料

(1)疫苗：实施例1制得的猪瘟活毒疫苗3批，批号：CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03。猪瘟活毒疫苗(以转瓶培养系统制得)1批，批号：CSF-RB01。

(2)实验用猪：选用符合国家实验动物标准的饲养场或定点猪场供应，8周龄断奶易感仔猪，体重为18～25kg，猪瘟抗体均为阴性(血清中和抗体)；注苗前观察7日，每日上下午各观测1次，挑选体温、精神、食欲正常者使用。

(3)攻毒病毒：猪瘟病毒(CSFV)石门系强毒株。

2.方法

(1)性状检验：肉眼观察疫苗物理性状。两组疫苗均为淡黄色海绵状疏松团块，无异物，易于瓶壁脱离，加稀释液后迅速溶解，浓度均一，无异味。

(2)无菌检验：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录15页进行检验，两组疫苗均为无细菌生长。

(3)支原体检验：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录19页进行检验，两组疫苗均为无支原体生长。

(4)特异性检验：用间接免疫荧光抗体(IFA)方法测定。将病毒接种于96孔细胞板ST细胞，每个样品4孔，每孔200μL，同时设立阴性对照，放入5％CO₂温箱中37℃培养48～72h；弃去生长液，用0.01mol/L的PBS缓冲液(pH7.4)洗涤细胞3次，然后加入100μL预冷的80％丙酮溶液，4℃固定30min。然后用PBS洗涤3次；弃掉维持液，PBS洗涤3次后，每孔加入100μL用PBS1∶200稀释的猪抗CSFV血清，37℃作用1h；用PBS洗涤3次，每次10min后；加入用PBS1∶300稀释的荧光标记的兔抗猪IgG的二抗(IgG-FITC)，每孔100μL，37℃作用1h；用PBS洗涤3次，每次10min，在荧光显微镜下观察。细胞对照孔应无特异性黄绿色荧光出现，而病毒接种细胞孔应有大量特异性黄绿色荧光出现。

(5)外源病毒检验：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录20页进行检验，两组疫苗均为无外源病毒污染。

(6)剩余水分测定：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录31页进行检验，两组疫苗均符合规定。

(7)真空度测定：按《中华人民共和国兽药典》2005年版附录31页进行检验，两组疫苗均符合规定。

(8)安全性试验：

a.100倍剂量试验：取8周龄CSF病毒抗体阴性(血清中和抗体≤0.9)断奶易感仔猪8头，随机分为4组，各组分别注射CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03批和CSF-RB01疫苗，每头均肌肉注射100倍剂量疫苗，连续观察21日，同时测温、观察采食、呼吸等情况。

b.1/100倍剂量试验：取8周龄CSF病毒抗体阴性(血清中和抗体≤0.9)断奶易感仔猪8头，随机分为4组，各组分别注射CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03批和CSF-RB01疫苗，每头均肌肉注射1/100倍剂量疫苗，连续观察21日，同时测温、观察采食、呼吸等情况。

(9)抗体检测与攻毒保护试验：取8周龄CSF病毒抗体阴性(血清中和抗体≤0.9)断奶易感仔猪39头，取其中36头随机分为4组，每组9头，各组再细分为3群，每群3头，第1、2、3组分别各肌肉注射CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03三批疫苗，第4组肌肉注射CSF-RB01疫苗，每组第1群注射1倍剂量疫苗，第2群注射1/100倍剂量疫苗，第3群注射1/500倍剂量疫苗；剩下3头仔猪不注射任何疫苗，以作为负对照；免疫14日后采血分离血清测定中和抗体效价，同时每头猪以10,000最小致死量(MLD)的猪瘟石门系强毒株病毒进行攻毒试验，连续观察14日，测量并观察仔猪临床表现。

3.结果

(1)安全性试验

8周龄断奶易感仔猪分别注射免疫100倍及1/100倍剂量的疫苗(CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03)、CSF-RB01疫苗后，仔猪无体温升高，采食、精神状况及生长发育情况均正常，试验仔猪均存活。结果表明，三批实验疫苗和CSF-RB01疫苗对靶动物超剂量接种是安全的。结果见表3。

(2)抗体检测与攻毒保护试验

以中和试验方法检测疫苗免疫后的血清中和抗体，结果表明无论是CSF-T01、CSF-T02、CSF-T03疫苗还是CSF-RB01疫苗免疫后抗体均在2以上(除了1/500倍剂量的CSF-RB01疫苗之外)，攻毒后均3/3保护，负对照3/3发病，结果见表4。

(3)另外，比较以本发明“细胞微载体悬浮培养系统”与常用转瓶培养系统，培养猪睾丸细胞系(ST)，以增殖猪瘟病毒，两系统细胞培养的病毒相关比较如表5所示。

表3疫苗安全性试验结果

表4疫苗免疫效力试验结果

-：攻毒后未出现发烧等征状

+：攻毒后出现发烧等征状

*：攻毒后出现高烧征状并死亡

NA：全数死亡，无法测量

表5不同培养系统增殖猪瘟病毒的相关比较

备注：BioNOCII载体贴壁面积1g＝2400cm²，1个TideCell-020微载体悬浮培养系统需要加入BioNOC II载体220g。

4.小结

上述对比试验结果可知，以本发明悬浮微载体细胞培养系统生产的猪瘟活毒疫苗与常用方法生产的疫苗对易感仔猪均具有良好的安全性及免疫效果，且以本发明悬浮微载体细胞培养系统生产猪瘟活毒疫苗的产量，远大于常用转瓶培养系统生产猪瘟疫苗的产量。

虽然已经就特别具体实例及应用说明过本发明，不过谙于此技者，从本揭示可以产生附加的具体实例，及修改而不违离所主张的本发明旨意或超过本发明所主张的范围。因此，要了解者本文的图式及说明部份系经提出作为例子以帮助本发明的理解且不应该视为要限制其范围。

上列详细说明系针对本发明之一可行实施例之具体说明，惟该实施例并非用以限制本发明之专利范围，凡未脱离本发明技艺精神所为之等效实施或变更，均应包含于本案之专利范围中。

Claims (10)

1.一种猪瘟疫苗的制备方法，利用生物反应器，以细胞微载体悬浮培养系统生产猪瘟疫苗，包括下列步骤：

(1)培养制苗用细胞

将制苗用细胞接种到含有培养液与微载体的载体罐内，并将上述细胞与微载体混合均匀，启动贴附程序，使细胞贴附在微载体上；切换细胞培养程序，在适当培养环境下，提供上述细胞足够的养分和适宜的气体环境，使细胞在上述微载体上生长至接种浓度的5～40倍；

(2)制苗毒液的接种与繁殖

将猪瘟病毒制成病毒悬浮液，使其吸附到上述细胞上；在适当培养环境下培养病毒；每隔2～3日收获病毒液，并且更换培养液，收获次数为3～11次，将收获的病毒液混合置4℃保存；

(3)经检验合格后，将上述收获的病毒液纯化，加入适当冻干保护剂，充分混匀后定量分装，冻干，即得到猪瘟活毒疫苗。

2.根据权利要求1所述的方法，其特征在于所述细胞微载体悬浮培养系统为潮汐式。

3.根据权利要求2所述的方法，其特征在于步骤(1)中启动贴附程序4h后切换培养程序；所述的细胞贴附程序参数为：up：2600～3000mL/min hold45～90s、Down：2600～3000mL/min hold 30～60s、设定最大换液量18000mL；细胞培养程序参数为：up：1800～2200mL/min hold 45～90s、Down 1800～2200mL/min hold 45～90s、设定最大换液量18000mL。

4.根据权利要求3所述的方法，其特征在于步骤(2)中启动吸附程序后4h换成病毒培养程序，所述病毒吸附程序参数为：up：1800～2200mL/min hold45～90s、Down：1800～2200mL/min hold 30～60s、设定最大换液量18000mL；病毒培养程序参数为：up：1200～1600mL/min hold 45～90s、Down 1200～1600mL/min hold 45～90s、设定最大换液量18000mL。

5.根据权利要求4所述的方法，其特征在于所述制苗用细胞为猪睾丸细胞系；培养液为90％～98％MEM，加2％～10％羊血清，加适量抗菌素，pH值为7.0～7.4；所述微载体为聚酯纤维。

6.根据权利要求4所述的方法，其特征在于细胞培养温度36～37℃，培养环境中含有2.5％～5％二氧化碳。

7.根据权利要求4所述的方法，其特征在于微载体用量为每500ml培养液添加5.5g微载体，细胞初始接种量为2～3.6×10⁷cells/g微载体。

8.根据权利要求4所述的方法，其特征在于步骤(2)所述的接种猪瘟病毒时的细胞密度为2～4×10⁸cells/g微载体。

9.根据权利要求4所述的方法，其特征在于，步骤(2)按病毒感染复数为0.01～1的比例接种病毒。

10.根据权利要求1～9之一所述的方法，其特征在于所述的冻干保护剂为乳糖或脱脂牛奶。