ES2909788T3

ES2909788T3 - Cartucho de citaféresis y uso del mismo

Info

Publication number: ES2909788T3
Application number: ES11779284T
Authority: ES
Inventors: H Humes; Deborah Buffington; Christopher Pino
Original assignee: Seastar Medical Inc
Current assignee: Seastar Medical Inc
Priority date: 2010-10-15
Filing date: 2011-10-14
Publication date: 2022-05-10
Anticipated expiration: 2031-10-14
Also published as: EP2627369B1; AU2011315839B2; JP7057098B2; IL225713A0; JP2014500735A; AU2011315839A1; JP7224329B2; CA2814586C; US20130288370A1; US11118162B2; CN103260670A; JP2018038845A; EP2627369A1; CA2814586A1; US20220177838A1; US20180171293A1; WO2012051595A1; US11866730B2; JP2021035635A

Abstract

Un cartucho (100) adecuado para secuestrar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas in vitro, comprendiendo el cartucho (100): (a) una carcasa rígida (110) que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada (114) de fluido y un puerto de salida (118) de fluido; en donde el volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido; y (b) un soporte sólido (120) dispuesto dentro de la carcasa (110) y que define una superficie de contacto con el fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa (110) a través del puerto de entrada (118) de fluido; caracterizado por que la relación AS/VI es superior a 150 cm-1 y el soporte sólido (120) se dispone dentro de la carcasa (110) a una densidad de compactación en el intervalo del 20 % al 65 %.

Description

DESCRIPCIÓN

Cartucho de citaféresis y uso del mismo

La presente invención se realizó con apoyo gubernamental sujeto a la subvención N.° 1 R43 DK080529 otorgada por los Institutos Nacionales de Salud de los EE.UU. y a la subvención N.° W81XWH-05-2-0010 otorgada por el Departamento de Defensa de los EE.UU. El gobierno tiene determinados derechos sobre la presente invención.

CAMPO DE LA INVENCIÓN

La presente invención se refiere a cartuchos y sistemas para tratar y/o prevenir afecciones inflamatorias en un sujeto. Más particularmente, la presente invención se refiere a cartuchos y sistemas para secuestrar y reducir la actividad inflamatoria de células, tales como leucocitos y plaquetas, asociadas a inflamación.

ANTECEDENTES

Diversas afecciones médicas se producen, se reagudizan y/o se caracterizan por una inflamación no deseada. Las infecciones, tales como las infecciones bacterianas, víricas y fúngicas; los traumatismos, tales como los producidos por caídas, accidentes de tráfico, heridas de armas de fuego y armas blancas; los eventos cardiovasculares, tales como los aneurismas y los eventos isquémicos con frecuencia asociados a la cirugía; y las reacciones inflamatorias endógenas, tales como la pancreatitis y la nefritis, con frecuencia conducen a una intensa disfunción de los mecanismos homeostáticos implicados en la regulación de la función del sistema cardiovascular e inmunitario.

Varias de estas afecciones, tales como la isquemia y las infecciones, a través de una activación anormal o excesiva del sistema inmunitario, pueden dar como resultado una disfunción cardiovascular que puede desarrollarse en un período de horas a días y que, en determinadas circunstancias, puede ser potencialmente mortal o incluso mortal.

Determinados tipos de células son fundamentales para la disfunción de los sistemas cardiovascular e inmunitario. Por ejemplo, los leucocitos, especialmente los neutrófilos, contribuyen a la patogenia y a la progresión de diversas afecciones inflamatorias, tales como el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS), la septicemia, la lesión por isquemia/reperfusión y el síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) (véase, por ejemplo, Kaneider et al. (2006) FEBS J 273: 4416-4424; Maroszynska et al. (2000) ANN. TRANSPLANT. 5 (4): 5-11). Además, las plaquetas activadas potencian la adhesión leucocitaria y promueven la activación leucocitaria. Aunque la inflamación y una respuesta inmunitaria sistémica pueden ser beneficiosas en determinadas circunstancias, también pueden ser mortales.

Las lesiones inflamatorias en los órganos pueden dar como resultado daños microvasculares inducidos por la activación y la agregación de los leucocitos, así como por la activación y la agregación de las plaquetas. Estas células activadas pueden contribuir a la estasis microvascular y a la lesión por reperfusión mediante la liberación de compuestos tóxicos en el tejido de un paciente. En la inflamación aguda, los leucocitos y las plaquetas activados interactúan como una estructura similar a un gel dentro del vaso. Esto conduce a una mala perfusión del tejido, que normalmente recibe oxígeno y nutrientes a través de los capilares. Adicionalmente, los leucocitos activados provocan daños mediante la extravasación a través del endotelio hacia el tejido, donde liberan agentes tóxicos normalmente destinados a destruir microbios invasores o a eliminar residuos necróticos. Adicionalmente, las plaquetas activadas provocan daños potenciando la activación y la transmigración endotelial de los leucocitos. Cuando estos procesos no se controlan, pueden conducir a lesiones tisulares y a la muerte.

El SRIS es la decimotercera causa de muerte en los Estados Unidos de América. La septicemia grave con SRIS se produce en 200.000 pacientes al año en los EE.UU., con una tasa de mortalidad del 30-40 %, incluso con el uso de unidades de cuidados intensivos y antibióticos de amplio espectro. El SRIS se diagnostica en gran medida en función de los cambios fisiológicos observados, tales como el aumento (fiebre) o la disminución (hipotermia) de la temperatura corporal, el aumento de la frecuencia cardíaca (taquicardia), el aumento de la frecuencia respiratoria (taquipnea), el aumento o la disminución del recuento de glóbulos blancos y la perfusión inadecuada de los tejidos y órganos. Una disminución de la presión arterial es una complicación asociada al SRIS que se produce tardíamente en la evolución del síndrome. Específicamente, una disminución de la presión arterial puede reflejar el desarrollo de un choque y contribuir al fallo multiorgánico, que es una de las principales causas de muerte en estos pacientes. El choque septicémico es una afección que incluye las observaciones clínicas de la presencia de una infección y un descenso de la presión arterial a pesar de la reanimación con fluidos y un gasto sanguíneo cardíaco adecuado. Una afección similar, el síndrome septicémico, incluye señales fisiológicas similares sin pruebas de ningún tipo de infección. Otras agresiones que inducen un estado similar a la septicemia incluyen la pancreatitis, las quemaduras, la isquemia, los traumatismos múltiples y las lesiones tisulares (con frecuencia debidas a cirugías y trasplantes), el choque hemorrágico y la disfunción orgánica inmunomediada.

Las terapias convencionales para el SRIS y el choque septicémico implican la administración de antibióticos para controlar la infección y la terapia con fluidos/coloides para mantener el volumen sanguíneo circulante. Frecuentemente, también se administran fármacos, tales como dopamina y vasopresina, que ayudan a mantener la presión arterial.

La derivación cardiopulmonar (DCP) puede inducir el SRIS, activando los sistemas del complemento y de la coagulación y estimulando la producción de citocinas. Se está investigando un gran número de enfoques terapéuticos para limitar la activación y la acumulación de leucocitos durante la DCP. De hecho, los datos clínicos en animales e iniciales sugieren una mejora del daño pulmonar y renal durante la cirugía de DCP con el uso de filtros leucocitorreductores (véase, por ejemplo, Gu et al. (1996) J. THORAC. CARDIOVASC. SURG. 112: 494-500; Boiling et al. (1997) J. THORAC. CARDIOVASC. SURG. 113: 1081-1090; Tang et al. (2002) Ann. Thorac. Surg. 74: 372-377; Alaoja et al. (2006) J. THORAC. CARDIOVASC. SURG. 132: 1339-1347). Sin embargo, parece que la diálisis puede producir neutropenia transitoria (véase, Kaplow et al. (1968) JAMA 203: 1135).

Sigue siendo necesario mejorar los tratamientos de las afecciones inflamatorias, tales como el choque cardiovascular, la septicemia, el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica y la anafilaxia.

SUMARIO DE LA INVENCIÓN

Las afecciones inflamatorias con frecuencia surgen de la activación de células, tales como leucocitos y plaquetas, asociadas a la inflamación. La presente invención se refiere a cartuchos, a sistemas para el tratamiento y/o la prevención de afecciones inflamatorias mediante el secuestro extracorpóreo de leucocitos y/o plaquetas y a la inhibición o desactivación de su acción inflamatoria. Por ejemplo, estas células pueden desactivarse y/o puede inhibirse su liberación de sustancias proinflamatorias.

Dado que normalmente los leucocitos y las plaquetas se encuentran en el torrente circulatorio, estos pueden secuestrarse haciendo pasar sangre, u otro fluido corporal que contenga las células, a través del interior de un dispositivo que proporcione una superficie que secuestre estas células durante un período de tiempo. Ahora se ha descubierto que es necesario controlar el número de leucocitos y/o plaquetas secuestrados para tratar la afección inflamatoria sin retirar demasiadas células como para provocar una deficiencia de esas células. Por ejemplo, la pérdida de demasiados leucocitos puede dar como resultado la afección potencialmente mortal o incluso mortal conocida como leucopenia. De forma similar, la pérdida de demasiados de neutrófilos puede dar como resultado la afección potencialmente mortal conocida como neutropenia. La pérdida de demasiadas plaquetas puede dar como resultado trombocitopenia. Además, el volumen de fluido disponible de un sujeto (por ejemplo, bebés, niños y pacientes gravemente enfermos y hemodinámicamente inestables) puede tener un efecto significativo sobre la eficacia del tratamiento. En consecuencia, la elección de un cartucho de DCS que tenga la relación adecuada de área de superficie activa en el soporte sólido para secuestrar células con respecto al volumen interno de la carcasa del cartucho de DCS, puede tener un efecto intenso sobre la eficacia del tratamiento en un paciente dado.

En un aspecto, la invención proporciona un cartucho para tratar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas. El cartucho incluye una carcasa rígida con un puerto de entrada de fluido, un puerto de salida de fluido y un volumen interno (VI) a través del cual puede pasar el fluido corporal. El volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. Un soporte sólido se coloca dentro de la carcasa, de manera que al menos una porción del soporte sólido se ubica entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. El soporte sólido define una superficie de contacto con el fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. En determinadas realizaciones, la relación AS/VI del cartucho de DCS es superior a 150 cm-1 (por ejemplo, en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 600 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 600 cm-1 o en el intervalo de 200 cm-1 a 600 cm-1).

En determinadas realizaciones, el VI es opcionalmente inferior a 300 cm3 y puede ser inferior a 150 cm3 o inferior a 100 cm3. En algunas realizaciones, el VI puede estar en el intervalo de 10 cm3 a 150 cm3, por ejemplo, de 75 cm3 a 150 cm3, de 15 cm3 a 120 cm3 o de 20 cm3 a 80 cm3. En determinadas realizaciones, el AS puede superar los 0,8 m2. En otras realizaciones, el AS puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 10,0 m2 o de 0,1 m2 a 5,0 m2. Por ejemplo, el AS puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 0,4 m2, de 0,4 m2 a 0,8 m2, de 0,8 m2 a 1,2 m2, de 1,2 m2 a 1,6 m2, de 1,6 m2 a 2,0 m2, de 2,0 m2 a 2,4 m2, de 2,4 m2 a 2,8 m2, de 2,8 m2 a 3,2 m2, de 3,2 m2 a 3,6 m2, de 3,6 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,4 m2, de 4,4 m2 a 4,8 m2, de 4,8 m2 a 5,2 m2, de 5,2 m2 a 5,6 m2, de 5,6 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,4 m2, de 6,4 m2 a 6,8 m2 o de 6,8 m2 a 7,2 m2.

El soporte sólido puede definirse por una o más fibras (por ejemplo, fibras huecas o sólidas), uno o más miembros de soporte planos o una combinación de los mismos. El soporte sólido puede ser una membrana que sea porosa, semiporosa o no porosa. Además, el soporte sólido puede fabricarse a partir de un material biocompatible, por ejemplo, polisulfona o polietersulfona, y/o puede tener una o más moléculas de adhesión celular unidas al mismo.

Si el soporte sólido ocupa un mayor porcentaje del volumen del cartucho, éste reduce el volumen interno del cartucho, aumentando la relación AS/VI. En consecuencia, en este aspecto de la invención, el soporte sólido se dispone en la carcasa a una densidad de compactación del 20 %-65 %, facilitando una relación AS/VI favorable.

En otro aspecto, la invención proporciona cartuchos con áreas de superficie potenciadas de más de 2,6 m2 para el secuestro de leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas, y métodos de uso de los cartuchos para tratar sujetos. El cartucho comprende una carcasa rígida con un puerto de entrada de fluido, un puerto de salida de fluido y un volumen interno (VI) a través del cual puede pasar el fluido corporal. El volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. Un soporte sólido se coloca dentro de la carcasa, de manera que al menos una porción del soporte sólido se ubica entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. El soporte sólido define una superficie de contacto con el fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. En esta realización, el AS es superior a 2,6 m2 y puede ser de 3,0 m2 a 10,0 m2, de 3,0 m2 a 5,0 m2, de 3,0 m2 a 3,5 m2, de 3,5 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,5 m2, de 4,5 m2 a 5,0 m2, de 5,0 m2 a 5,5 m2, de 5,5 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,5 m2, de 6,5 m2 a 7,0 m2, de 7,0 m2 a 7,5 m2, de 7,5 m2 a 8,0 m2, de 8,0 m2 a 8,5 m2, de 8,5 m2 a 9,0 m2, de 9,0 m2 a 9,5 m2 o de 9,5 m2 a 10,0 m2, por ejemplo.

En determinadas realizaciones, el VI es opcionalmente inferior a 300 cm3 y puede ser inferior a 150 cm3 o inferior a 100 cm3. En algunas realizaciones, el VI puede estar en el intervalo de 10 cm3 a 150 cm3, por ejemplo, de 75 cm3 a 150 cm3, de 15 cm3 a 120 cm3 o de 20 cm3 a 80 cm3. La relación AS/VI del cartucho de DCS puede ser superior a 150 cm-1 (por ejemplo, en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 600 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 600 cm-1 o en el intervalo de 200 cm-1 a 600 cm-1).

El soporte sólido puede definirse por una o más fibras (por ejemplo, fibras huecas o sólidas), miembros de soporte planos o una combinación de los mismos. El soporte sólido puede ser una membrana que sea porosa, semiporosa o no porosa. Además, el soporte sólido puede fabricarse a partir de polisulfona y/o puede tener una o más moléculas de adhesión celular unidas al mismo.

En otro aspecto, la invención proporciona cartuchos que tienen una pluralidad de fibras sólidas. El cartucho comprende una carcasa rígida con un puerto de entrada de fluido, un puerto de salida de fluido y un volumen interno (VI) a través del cual puede pasar un fluido corporal. El volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. Dentro de la carcasa se dispone un soporte sólido que incluye una pluralidad de fibras sólidas, incluyendo opcionalmente polisulfona y/o polietersulfona. El soporte sólido define una superficie de contacto con el fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. En esta realización, la relación AS/VI del cartucho es superior a 25 cm-1 y puede ser superior a 80 cm-1 o superior a 150 cm-1 (por ejemplo, en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 150 cm-1 a 1.000 cm-1, en el intervalo de 25 cm-1 a 800 cm-1 o en el intervalo de 80 cm-1 a 800 cm-1). El AS puede ser superior a 0,09 m2 o puede estar en el intervalo de 0,09 m2 a 10,0 m2. Por ejemplo, el AS puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 0,4 m2, de 0,4 m2 a 0,8 m2, de 0,8 m2 a 1,2 m2, de 1,2 m2 a 1,6 m2, de 1,6 m2 a 2,0 m2, de 2,0 m2 a 2,4 m2, de 2,4 m2 a 2,8 m2, de 2,8 m2 a 3,2 m2, de 3,2 m2 a 3,6 m2, de 3,6 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,4 m2, de 4,4 m2 a 4,8 m2, de 4,8 m2 a 5,2 m2, de 5,2 m2 a 5,6 m2, de 5,6 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,4 m2, de 6,4 m2 a 6,8 m2, de 6,8 m2 a 7,2 m2, de 7,2 m2 a 7,6 m2, de 7,6 m2 a 8,0 m2, de 8,0 m2 a 8,4 m2, de 8,4 m2 a 8,8 m2, de 8,8 m2 a 9,2 m2, de 9,2 m2 a 9,6 m2, de 9,6 m2 a 10,0 m2. El VI es opcionalmente inferior a 150 cm3. En algunas realizaciones, el VI puede estar en el intervalo de 75 cm3 a 150 cm3 o de 5 cm3 a 50 cm3.

También se describe un método para procesar un leucocito activado, una plaqueta activada o tanto un leucocito activado como una plaqueta activada, contenidos en un fluido corporal 2. El método usa un cartucho que incluye una carcasa rígida con un puerto de entrada de fluido, un puerto de salida de fluido y un volumen interno (VI) a través del cual puede pasar el fluido corporal. El volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido. Un soporte sólido se coloca dentro de la carcasa de manera que al menos una porción del mismo se ubica entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido y define una superficie de contacto con el fluido. La superficie de contacto con el fluido tiene un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. La relación AS/VI es superior a 80 cm-1 y opcionalmente superior a 100 cm-1, superior a 125 cm-1 o superior a 150 cm-1 (por ejemplo, en el intervalo de 80 cm-1 a 1.500 cm-1, 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 600 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 800 cm-1 o en el intervalo de 400 cm-1 a 600 cm-1).

En determinadas realizaciones, el VI se restringe opcionalmente a menos de 150 cm3, tal como en el intervalo de 10 cm3 a 150 cm3, de 75 cm3 a 150 cm3, de 15 cm3 a 120 cm3 o de 20 cm3 a 80 cm3. El AS puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 10,0 m2 o de 0,1 m2 a 5,0 m2. En determinadas realizaciones, el AS puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 0,4 m2, de 0,4 m2 a 0,8 m2, de 0,8 m2 a 1,2 m2, de 1,2 m2 a 1,6 m2, de 1,6 m2 a 2,0 m2, de 2,0 m2 a 2,4 m2, de 2,4 m2 a 2,8 m2, de 2,8 m2 a 3,2 m2, de 3,2 m2 a 3,6 m2, de 3,6 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,4 m2, de 4,4 m2 a 4,8 m2, de 4,8 m2 a 5,2 m2, de 5,2 m2 a 5,6 m2, de 5,6 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,4 m2, de 6,4 m2 a 6,8 m2 o de 6,8 m2 a 7,2 m2.

En el método, un fluido corporal de un sujeto se introduce en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido en condiciones que permiten el secuestro de un leucocito activado y/o una plaqueta activada sobre la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido. Opcionalmente, se permite que el fluido corporal salga del cartucho a través del puerto de salida de fluido a un caudal en el intervalo de 10 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto, tal como, por ejemplo, de 50 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto.

En determinadas realizaciones, el soporte sólido puede definirse por una o más fibras (por ejemplo, fibras huecas o sólidas), uno o más miembros de soporte planos o una combinación de los mismos. El soporte sólido puede ser una membrana que sea porosa, semiporosa o no porosa. Además, el soporte sólido puede fabricarse a partir de un material biocompatible tal como polisulfona o polietersulfona y puede tener una o más moléculas de adhesión celular unidas al mismo.

En determinadas realizaciones, el método también puede incluir tratar el leucocito y/o la plaqueta secuestrados para inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria o para desactivar el leucocito y/o la plaqueta. El leucocito y/o la plaqueta pueden secuestrarse durante un tiempo (por ejemplo, al menos un segundo, al menos un minuto, al menos cinco minutos, al menos quince minutos o al menos una hora) suficiente para inhibir la liberación de la sustancia proinflamatoria o para desactivar el leucocito y/o la plaqueta. Puede usarse un quelante de calcio, tal como citrato, para inhibir la liberación de la sustancia proinflamatoria o para desactivar el leucocito o la plaqueta. Después del tratamiento, el leucocito o la plaqueta pueden devolverse opcionalmente al sujeto.

En otro aspecto, la invención proporciona métodos para tratar a un sujeto que tiene o está en riesgo de desarrollar una afección inflamatoria. La afección inflamatoria se selecciona opcionalmente del grupo que consiste en síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS), poliarteritis, granulomatosis de Wegener, vasculitis autoinmunitaria, vasculitis por anticuerpos anticitoplasmáticos de neutrófilos (AACN), oxigenación extracorpórea de la membrana (OECM), síndrome de derivación cardiopulmonar, síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA), lesión pulmonar aguda (LPA), enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC), septicemia, artritis reumatoide, lupus eritematoso sistémico, enfermedad inflamatoria intestinal, esclerosis múltiple (EM), psoriasis, rechazo de aloinjertos, asma, insuficiencia renal aguda, insuficiencia renal crónica (IRC), enfermedad renal terminal (ERT), síndrome cardiorrenal (SCR), insuficiencia cardíaca crónica (ICC), ictus, infarto de miocardio (IM), síndrome hepatorrenal, cirrosis hepática, diabetes mellitus (diabetes de tipo 2) y fallo orgánico agudo por lesión isquémica por reperfusión en el miocardio, el sistema nervioso central, el hígado, el riñón o el páncreas.

El método de tratamiento usa un cartucho que incluye una carcasa rígida con un puerto de entrada de fluido, un puerto de salida de fluido y un volumen interno (VI) a través del cual puede pasar el fluido corporal. Un soporte sólido se coloca dentro de la carcasa de manera que al menos una porción del mismo se ubica entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido y define una superficie de contacto con el fluido. La superficie de contacto con el fluido tiene un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado si está presente en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. La relación AS/VI es superior a 80 cm-1, superior a 100 cm-1, superior a 125 cm-1, superior a 150 cm-1 (por ejemplo, en el intervalo de 80 cm-1 a 1.500 cm-1, 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 300 cm-1 a 600 cm-1, en el intervalo de 400 cm-1 a 800 cm-1 o en el intervalo de 400 cm-1 a 600 cm-1).

En el método, un fluido corporal de un sujeto se introduce en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido en condiciones que permiten el secuestro de un leucocito activado sobre la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido. Opcionalmente, se permite que el fluido corporal salga del cartucho a través del puerto de salida de fluido a un caudal en el intervalo de 10 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto, tal como, por ejemplo, de 50 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto.

En determinadas realizaciones, el soporte sólido puede definirse por una o más fibras (por ejemplo, fibras huecas o sólidas), uno o más miembros de soporte planos o una combinación de los mismos. El soporte sólido puede ser una membrana que sea porosa, semiporosa o no porosa. Además, el soporte sólido puede fabricarse a partir de polisulfona y puede tener una o más moléculas de adhesión celular unidas al mismo.

En determinadas realizaciones, el método opcionalmente incluye además tratar un leucocito y/o una plaqueta secuestrados para reducir el riesgo de desarrollar inflamación asociada a la afección inflamatoria o para aliviar la inflamación asociada a la afección inflamatoria. El leucocito puede secuestrarse durante un tiempo (por ejemplo, menos de un minuto, al menos un minuto, al menos cinco minutos, al menos quince minutos o al menos una hora) suficiente para desactivar el leucocito y/o inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria. Por ejemplo, puede usarse un quelante de calcio, tal como citrato, ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) o fosfonatos, para desactivar el leucocito y/o la plaqueta y/o inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria. Una vez tratado, el leucocito y/o la plaqueta pueden devolverse opcionalmente al sujeto.

En cada uno de los aspectos anteriores de la invención, el cartucho de DCS es preferentemente estéril y está hecho de uno o más materiales biocompatibles, particularmente en las porciones de contacto con el fluido de la carcasa y el soporte sólido. En determinadas realizaciones, con el fin de ampliar el contacto con el fluido minimizando al mismo tiempo las turbulencias, el soporte sólido se orienta preferentemente de forma sustancialmente paralela a la dirección del flujo de fluido dentro del cartucho. En otras realizaciones, el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido están opcionalmente dimensionados para permitir un caudal a través de la carcasa en el intervalo de 10 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto o de 50 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto. Para conseguir estos caudales, los puertos de entrada de fluido y de salida de fluido tienen, opcional e independientemente, una sección transversal mínima de no menos de 0,01 cm2, no menos de 0,1 cm2, no menos de 0,2 cm2, no menos de 0,4 cm2, no menos de 0,6 cm2, no menos de 0,8 cm2 o no menos de 1,0 cm2, o cada uno tiene una sección transversal en el intervalo de 0,01 cm2 a 1,0 cm2. Además, en determinadas realizaciones, la carcasa se configura para crear una fuerza de cizalla de menos de 100 dinas/cm2 cuando un fluido corporal entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido y sale de la carcasa a través del puerto de salida de fluido, por ejemplo, a una tasa de 250, 500, 1000, 2000, o 4000 cm3/minuto. En diversas realizaciones de la invención, el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido se disponen ambos en un lado de la carcasa o en lados opuestos de la carcasa. En algunas realizaciones, la carcasa tiene un primer extremo y un segundo extremo opuesto al primer extremo, y el puerto de entrada de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del primer extremo mientras que el puerto de salida de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del segundo extremo. En determinadas realizaciones, el soporte sólido se dispone en la carcasa a una densidad de compactación del 15 %-70 %, 20 %-65 %, 20 %-60 %, 30 %-60 %, 40 %-55 % o 40 %-50 %.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LOS DIBUJOS

Los aspectos y las realizaciones anteriores de la invención pueden entenderse más plenamente por referencia a la siguiente descripción detallada y a las reivindicaciones.

La Figura 1A es una representación esquemática, en sección transversal, de un cartucho de DCS de ejemplo que contiene una pluralidad de fibras huecas. Las Figuras 1B-1D son representaciones esquemáticas, en sección transversal, de un cartucho de DCS que contiene una pluralidad de fibras sólidas y/o miembros de soporte planos.

La Figura 2A es una representación esquemática de un circuito de fluido que contiene un cartucho de DCS en el que el espacio intracapilar (EIC) tiene ambos extremos tapados. La Figura 2B es una representación esquemática de una realización similar a la de la Figura 2A , excepto por que el ultrafiltrado (UF) se recoge de un cartucho de DCS que tiene solo un extremo del EIC tapado. La Figura 2C es una representación esquemática de una realización de un circuito de fluido que contiene un primer dispositivo, por ejemplo, un dispositivo de hemofiltración, y un cartucho de DCS que incluye un EIC con ambos extremos tapados. La Figura 2D es una representación esquemática de una realización similar a la de la Figura 2C, excepto por que el ultrafiltrado (UF) se recoge del cartucho de DCS en el que solo un extremo del EIC está tapado.

Las Figuras 3A y 3B son representaciones esquemáticas de realizaciones de configuraciones de sistema que pueden usarse como circuito de DCP. En la Figura 3A el circuito comprende un bucle de recirculación y en la Figura 3B , el circuito de fluido carece de bucle de recirculación.

La Figura 4 es una representación esquemática de una realización de una configuración de sistema utilizada en el tratamiento de un sujeto con septicemia.

La Figura 5 es una representación gráfica de los cambios en los parámetros cardiovasculares de sujetos con septicemia tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H); un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C, F-40); o un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (DCS-C, F-80A). Se muestran resultados de la presión sanguínea arterial media (Figura 5A); el gasto cardíaco (Figura 5B); la resistencia vascular sistémica (Figura 5C); la resistencia vascular pulmonar (Figura 5D); la resistencia vascular renal (Figura 5E); y el hematocrito (Figura 5F).

La Figura 6 es una representación gráfica de los cambios en los parámetros renales de sujetos con septicemia tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H); un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C, F-40); o un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (DCS-C, F-80A). Se muestran resultados del nitrógeno ureico en sangre (NUS) (Figura 6A); la creatinina (Figura 6B); el flujo sanguíneo renal (Figura 6C); y la diuresis acumulada (Figura 6D).

La Figura 7 es una representación gráfica de los tiempos de supervivencia de sujetos con septicemia tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H) o con un dispositivo DCS F-40 o F-80A en presencia de citrato (DCS-C).

La Figura 8 es un gráfico de barras que representa los tiempos de supervivencia de sujetos con septicemia tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H); un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (F-40, DCS-C); o un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (F-80A, DCS-C).

La Figura 9 es una serie de fotografías de microscopía óptica que muestran la unión y agregación de leucocitos a lo largo de la superficie externa de membranas del DCS.

Las Figuras 10A y 10B son gráficos de barras que representan el número (Figura 10A) y la distribución (Figura 10B) de células eluidas de membranas del DCS después de su uso en dispositivos DCS para tratar sujetos septicémicos. Se trató a los sujetos con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H); un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C F-40); o un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (DCS-C F-80A).

La Figura 11 es una representación gráfica de niveles de mieloperoxidasa sérica (Figura 11A) o de la activación sistémica de neutrófilos, medida mediante la intensidad fluorescente media de CD1 1b (Figura 11B) que muestra los niveles de hematocrito en sujetos con septicemia tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H) o con un dispositivo DCS F-40 o F-80A en presencia de citrato (DCS-C).

La Figura 12 es una representación gráfica de la liberación de IL-8 (Figura 12A) y de TNF-a (Figura 12B) de células mononucleares de sangre periférica aisladas de sujetos después de 6 horas de tratamiento para la septicemia con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H); un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C F-40); o un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (DCS-C F-80A).

La Figura 13 es una fotografía de secciones de pulmón incubadas con anticuerpo primario anti-CD11b, seguido de la incubación con un conjugado Alexafluor594 anti-IgG de ratón. Los núcleos se tiñeron con tinción de contraste DAPI. El panel de la izquierda es de un sujeto tratado para la septicemia con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina; el panel de la derecha es de un sujeto tratado para la septicemia con un dispositivo DCS en presencia de citrato. Se observó una disminución significativa de células marcadas con CD11 b en los pulmones de los pacientes cuya pauta incluía citrato en lugar de heparina.

La Figura 14 es un gráfico de barras que representa el número de células positivas para CD11b detectadas en sujetos no septicémicos; sujetos septicémicos tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C F-40); sujetos septicémicos tratados con un dispositivo DCS F-80A en presencia de citrato (DCS-C F-80A); o sujetos septicémicos tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H F-40).

La Figura 15 es una representación gráfica de los recuentos de glóbulos blancos sistémicos (Figura 15A), de los recuentos de neutrófilos absolutos sistémicos (Figura 15B) y de los recuentos de neutrófilos inmaduros sistémicos (Figura 15C) a lo largo del tiempo en sujetos septicémicos tratados con un dispositivo DCS F-40 en presencia de citrato (DCS-C, F-40), con un dispositivo d Cs F-80A en presencia de citrato (DCS-C, F-80A) o con un dispositivo DCS F-40 en presencia de heparina (DCS-H).

La Figura 16 es un gráfico de barras que representa el porcentaje de neutrófilos que se detectaron como positivos para la anexina V, como evaluación del potencial apoptótico de las células. Se midieron tanto los neutrófilos sistémicos como los neutrófilos adheridos al DCS después del tratamiento de pacientes septicémicos con un DCS F-40 (DCS-C F-40) o un DCS F-80A (DCS-C F-80A) en presencia de citrato.

La Figura 17 es un gráfico de barras que representa el número relativo de leucocitos que se unen a la polisulfona en presencia de flujo de cizalla y en presencia o ausencia de lipopolisacáridos (LPS) y/o citrato.

DESCRIPCIÓN DETALLADA

Las células asociadas a la inflamación, tales como leucocitos (o glóbulos blancos) y plaquetas, normalmente defienden al organismo contra infecciones y lesiones. Sin embargo, en muchas patologías y durante procedimientos médicos, estas células pueden activarse, lo que a su vez puede producir respuestas inmunitarias e inflamatorias indeseables que pueden ser mortales. Se ha descubierto que los dispositivos, denominados dispositivos de citaféresis selectivos, que secuestran extracorpóreamente leucocitos y/o plaquetas y después inhiben sus acciones inflamatorias, pueden ser útiles en la prevención o el tratamiento de una diversidad de afecciones inflamatorias, en particular de afecciones inflamatorias mediadas o facilitadas por leucocitos y/o plaquetas activados. En la Publicación de Patente de EE.UU. N.° US 2009/0060890 se describen dispositivos de citaféresis selectivos de ejemplo y su uso en la prevención y/o el tratamiento de afecciones inflamatorias. Los dispositivos de citaféresis selectivos descritos en la misma comprenden normalmente una carcasa que contiene una pluralidad de fibras o láminas planas, cuyas superficies externas entran en contacto con un fluido corporal del sujeto que se está tratando. Las superficies externas de las fibras huecas o de las láminas planas proporcionan un soporte sólido para secuestrar selectivamente leucocitos activados y/o plaquetas activadas presentes en el fluido corporal.

Como se usa en el presente documento, el término "citaféresis" o la expresión "citaféresis selectiva" se refieren al secuestro de determinadas células, por ejemplo, leucocitos (por ejemplo, leucocitos activados) o plaquetas (por ejemplo, plaquetas activadas) de un fluido corporal, por ejemplo, la sangre. Las células secuestradas pueden desactivarse y/o puede inhibirse la liberación de la sustancia proinflamatoria de dichas células. Debe entenderse que dicha desactivación y/o inhibición puede producirse antes, durante y/o después del secuestro. En una realización específica, la citaféresis selectiva se refiere al secuestro de leucocitos (por ejemplo, leucocitos activados) y/o plaquetas (por ejemplo, plaquetas activadas) de la sangre. El término "sangre" se refiere a cualquier aspecto de la sangre, por ejemplo, sangre entera, sangre tratada, sangre filtrada o cualquier líquido derivado de la sangre, por ejemplo, suero o plasma.

Cada una de las expresiones "dispositivo de citaféresis selectiva", "dispositivo de citaféresis selectivo", "dispositivo inhibidor de la citaféresis selectiva" y "DCS" se refieren a un dispositivo que facilita o que es capaz de facilitar la citaféresis. Un dispositivo de este tipo también puede facilitar la desactivación y/o inhibir la liberación de sustancias proinflamatorias de dichas células antes, durante y/o después del secuestro. El DCS incluye uno o más cartuchos de DCS que facilitan la citaféresis selectiva. Aunque en las siguientes secciones el análisis describe, de manera general, el secuestro y la inhibición y/o la desactivación de un tipo de célula particular (por ejemplo, leucocitos), se entiende que se aplican los mismos principios al secuestro y a la inhibición y/o a la desactivación de otros tipos de células asociados a la inflamación (por ejemplo, plaquetas, tales como plaquetas activadas).

Se entiende que "leucocito activado" significa un leucocito que, en respuesta a un estímulo, por ejemplo, cuando se expone a una endotoxina (por ejemplo, lipopolisacárido), tiene una capacidad potenciada para desencadenar una respuesta inmunitaria con respecto a un leucocito que no se ha estimulado. Por ejemplo, un neutrófilo activado (PMN) es un neutrófilo que, en respuesta a un estímulo, por ejemplo, cuando se expone a una endotoxina (por ejemplo, lipopolisacárido), tiene una capacidad potenciada para migrar, fagocitar y producir una respuesta de estallido oxidativo con respecto a un neutrófilo que no se ha estimulado. La activación también puede determinarse a través de una regulación positiva de CD11b de superficie celular. Un monocito activado es un monocito que, en respuesta a un estímulo, por ejemplo, cuando se expone a una endotoxina (por ejemplo, lipopolisacárido), tiene una capacidad potenciada para liberar citocinas con respecto a un monocito que no se ha estimulado. Se entiende que "plaqueta activada" significa una plaqueta que, en respuesta a un estímulo, por ejemplo, cuando se expone a una endotoxina (por ejemplo, lipopolisacárido), se adhiere a otras plaquetas, a leucocitos y a determinadas proteínas, por ejemplo, factores de coagulación. La activación plaquetaria puede cuantificarse determinando el porcentaje de monocitos circulantes que tienen plaquetas adheridas a su superficie celular. Los leucocitos activados también incluyen los leucocitos cebados. Por ejemplo, un neutrófilo cebado (PMN) es un neutrófilo que, en respuesta a un estímulo, por ejemplo, cuando se expone a una endotoxina (por ejemplo, lipopolisacárido), tiene una capacidad potenciada para experimentar una respuesta de estallido oxidativo con respecto a un neutrófilo que no se ha estimulado.

Ahora se ha descubierto que la elección del área de superficie del soporte sólido en un cartucho de DCS capaz de secuestrar los leucocitos y/o las plaquetas, y el volumen interno (también denominado volumen de llenado) de la carcasa del cartucho de DCS que contiene el soporte sólido, pueden tener un efecto intenso sobre la eficacia del DCS en el tratamiento de una afección inflamatoria. Por ejemplo, el área de superficie del soporte sólido debe ser suficiente para secuestrar una porción de los leucocitos y/o las plaquetas para que sea eficaz, pero sin secuestrar demasiados leucocitos y/o plaquetas. El secuestro de demasiados leucocitos puede dar como resultado una deficiencia leucocitaria que, a su vez, puede dar como resultado una leucopenia potencialmente mortal. El secuestro de demasiados neutrófilos puede dar como resultado neutropenia y el secuestro de demasiadas plaquetas puede dar como resultado trombocitopenia o diátesis hemorrágica. Además, puede ser importante elegir una carcasa con un volumen interno adecuado (también denominado volumen de llenado o espacio extracapilar cuando el soporte sólido se define por fibras huecas) dependiendo del sujeto que ha de tratarse. Por ejemplo, en el caso de los bebés, los niños y los pacientes gravemente enfermos y hemodinámicamente inestables, es importante elegir carcasas con menores volúmenes de llenado para que sea necesario extraer menos líquido corporal del sujeto para que bañe o entre en contacto con el soporte sólido. En consecuencia, la elección de un cartucho de DCS que tenga la relación adecuada de área de superficie activa del soporte sólido con respecto al volumen interno de la carcasa del cartucho de DCS que contiene el soporte sólido puede tener un intenso efecto sobre la eficacia del tratamiento en un paciente dado. La edad, el peso y la enfermedad del sujeto pueden ser aspectos importantes a la hora de elegir un cartucho de DCS particular.

Además, aunque en el presente documento la invención se describe de manera general con respecto a la sangre y a los fluidos corporales basados en la sangre, la invención es aplicable a cualquier muestra de un fluido corporal que pueda fluir a través de un circuito extracorpóreo, tal como cualquier fluido corporal de un sujeto que contenga leucocitos y/o plaquetas. Se describen circuitos extracorpóreos de ejemplo, por ejemplo, en la Patente de EE.UU. N.° 6.561.997 y en la Publicación de Patente de EE.UU. N.° US 2009/0060890. El término "muestra" y la expresión "muestra de ensayo" se usan en su sentido más amplio. Por un lado, tienen por objeto incluir una muestra de ensayo o cultivo. Por otro lado, tienen por objeto incluir tanto muestras biológicas como ambientales. Los fluidos corporales incluyen, pero sin limitación, sangre, suero, plasma, líquido cefalorraquídeo (LCR), líquido linfático, líquido peritoneal o ascitis, líquido pleural y saliva.

En las siguientes secciones se describen aspectos en cuanto al diseño de un cartucho de DCS adecuado y sistemas que incorporan un cartucho de DCS de este tipo para el tratamiento de una diversidad de afecciones inflamatorias.

1. Aspectos sobre los cartuchos

Aunque los principios subyacentes para el diseño de un DCS adecuado se analizan en detalle, se entiende que los cartuchos de DCS útiles en la práctica de la invención no se limitan a las configuraciones de diseño particulares analizadas en el presente documento.

En un aspecto, la invención proporciona un cartucho de DCS para tratar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas. El cartucho comprende una carcasa rígida que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada de fluido y un puerto de salida de fluido. El volumen interno está en comunicación de flujo de fluido tanto con el puerto de entrada de fluido como con el puerto de salida de fluido. El volumen interno también se denomina en el presente documento volumen de relleno y también espacio extracapilar o (EEC) en realizaciones que contienen fibras huecas. El volumen interno puede determinarse sellando el puerto de entrada de fluido o el puerto de salida de fluido de la carcasa rígida, llenando el cartucho de DCS con un líquido, por ejemplo, agua, a través del puerto no sellado y midiendo después el volumen de líquido que llena la carcasa hasta la parte superior del puerto no sellado. Además, el cartucho comprende un soporte sólido dispuesto dentro de la carcasa de modo que al menos una porción del soporte sólido está aislada entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido y define una superficie de contacto de fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada, si están presentes en un fluido biológico que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. La relación AS/VI del cartucho es superior a 150 cm-1 (por ejemplo, la relación AS/VI puede estar en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, de 400 cm-1 a 800 cm-1 o de 200 cm-1 a 600 cm-1) y el soporte sólido (que puede comprender una pluralidad de fibras o láminas planas) se dispone dentro de la carcasa a una densidad de compactación en el intervalo del 20 % al 65 % (por ejemplo, del 20 % al 60 %, o del 30 % al 60 % o del 40 % al 55 %).

Como se usa en el presente documento, se entiende que la expresión "densidad de compactación" significa el porcentaje del volumen total del interior de un cartucho que está ocupado por el soporte sólido. Se entiende que el volumen Vsup ocupado por el soporte sólido incluye, por ejemplo, el volumen de agregado de todas las fibras, láminas u otros elementos que definen el soporte sólido. Si el soporte sólido incluye elementos huecos, tales como fibras huecas, se entiende que el volumen ocupado por el soporte sólido incluye cualesquier espacios huecos (por ejemplo, espacios intracapilares), así como el volumen ocupado por el material del soporte sólido. El volumen total del interior de un cartucho es, por lo tanto, la suma del volumen de llenado (VI) del cartucho y el volumen ocupado por el soporte sólido. La densidad de compactación es el volumen ocupado por el "volumen interno" del soporte sólido dividido por el volumen total del interior del cartucho, y puede expresarse como Vsup/(VI+Vsup), que también puede presentarse como porcentaje. Por ejemplo, si el volumen de Vsup es de 10 cm3 y el VI es de 20 cm3, la densidad de compactación es del 0,3 o el 30 %.

En otro aspecto, la invención proporciona un cartucho para tratar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas. El cartucho comprende (a) una carcasa rígida que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada de fluido y un puerto de salida de fluido, en donde el volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido; y (b) un soporte sólido dispuesto dentro de la carcasa y que define una superficie de contacto de fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido, en donde el AS es superior a 2,6 m2 (por ejemplo, de 3,0 m2 a 10,0 m2 o de 3,0 m2 a 5,0 m2).

En otro aspecto, la invención proporciona un cartucho para tratar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas. El cartucho comprende (a) una carcasa rígida que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada de fluido y un puerto de salida de fluido, en donde el volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido; y (b) un soporte sólido que comprende una pluralidad de fibras sólidas dispuestas dentro de la carcasa, definiendo el soporte sólido una superficie de contacto de fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido, en donde la relación AS/VI es superior a 25 cm-1 (por ejemplo, superior a 80 cm-1, superior a 150 cm-1 o en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, en el intervalo de 80 cm-1 a 800 cm-1, en el intervalo de 25 cm-1 a 800 cm-1).

En otro aspecto, se describe un método de uso de un cartucho (i) para procesar un leucocito activado, una plaqueta activada o una combinación de los mismos, o (ii) para tratar a un sujeto en riesgo de desarrollar o tener una afección inflamatoria. El método comprende proporcionar un cartucho que comprende (i) una carcasa rígida que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada de fluido y un puerto de salida de fluido; y (ii) un soporte sólido dispuesto dentro de la carcasa de modo que al menos una porción del soporte sólido está aislada entre el puerto de entrada de fluido y el puerto de salida de fluido y define una superficie de contacto de fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado, si está presente en un fluido biológico que entra en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido. En el método, la relación AS/VI del cartucho es superior a 80 cm-1. El método comprende además introducir un fluido corporal de un sujeto en la carcasa a través del puerto de entrada de fluido en condiciones que permiten el secuestro de un leucocito activado y/o una plaqueta activada sobre la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido.

La Figura 1A muestra una representación esquemática, en sección transversal, de un cartucho de DCS 100 de ejemplo. El cartucho de DCS 100 comprende una carcasa 110 que define un volumen interno o volumen de llenado 112, un puerto de entrada 114 de fluido, una superficie interna 116 de contacto con el fluido y un puerto de salida 118 de fluido. El puerto de entrada 114 de fluido, el volumen interno (o volumen de llenado) 112 y el puerto de salida 118 de fluido están en comunicación de flujo de fluido entre sí. Como se demuestra, el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido se disponen en el mismo lado de la carcasa (es decir, son ipsilaterales). En esta realización, la carcasa comprende además un soporte sólido 120 definido por la superficie exterior o superficies exteriores de una o más fibras huecas. La Figura 1A muestra tres fibras huecas. En esta realización, el interior de las fibras huecas 120 define conjuntamente un espacio intracapilar ("EIC") 122, y el volumen dispuesto entre la superficie interna 116 de contacto con el fluido de la carcasa y la superficie exterior de las fibras huecas 120 define conjuntamente el volumen interno 112, que también se denomina espacio extracapilar (''EEC''). Dependiendo de la realización particular, un fluido, por ejemplo, un ultrafiltrado, puede introducirse en el EIC 122 del DCS 100 a través de una entrada 126 del EIC que después puede pasar dentro o a través del EIC 122 y, si se desea, salir de la carcasa 110 a través de la salida 128 del EIC. Sin embargo, en determinadas realizaciones, la entrada 126 del EIC puede bloquearse o taparse de otro modo con la tapa terminal 130 y/o la salida 128 del EIC puede bloquearse o taparse de otro modo con la tapa terminal 132. En esta realización, al menos una porción del soporte sólido 120 se dispone dentro de la carcasa 110 entre el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido.

Durante el funcionamiento de este cartucho de DCS, la muestra de fluido de interés se introduce en la carcasa 110 a través de la entrada 114 de fluido en el volumen interno (o EEC) 112. Después, el fluido pasa a lo largo de la superficie del soporte sólido 120 (a lo largo de la superficie exterior de las fibras huecas) en un plano sustancialmente paralelo al plano del soporte sólido 120 y después sale del volumen interno (o EEC) 112 a través del puerto de salida 118 de fluido. Durante el paso a lo largo del soporte sólido 120, los leucocitos y/o las plaquetas activados se secuestran y opcionalmente se desactivan. Como resultado, durante la operación, las células (por ejemplo, los leucocitos) del fluido corporal (por ejemplo, la sangre) se asocian a una región particular dentro del paso definido por la carcasa del cartucho, específicamente, con la superficie exterior de las fibras huecas. En consecuencia, en determinadas realizaciones, una región de paso configurada para secuestrar leucocitos puede incluir una membrana porosa que permite que las moléculas más pequeñas pasen a través de ella pero obliga a las moléculas y/o células más grandes a fluir a lo largo de la membrana. Además, en determinadas realizaciones, la región de paso configurada para secuestrar leucocitos se une por una superficie de una carcasa y se une por, y puede incluir, la superficie o superficies exteriores de fibras huecas configuradas de manera que la muestra biológica (por ejemplo, la sangre o sangre filtrada de un sujeto) fluya sobre estas superficies (es decir, sobre las fibras huecas). Véase, por ejemplo, la Figura 1. Las fibras huecas pueden ser porosas, semiporosas o no porosas y un fluido diferente (por ejemplo, un ultrafiltrado) opcionalmente puede fluir o estar presente dentro de las fibras huecas. Las fibras pueden formarse a partir de cualquier material adecuado descrito en el presente documento.

La Figura 1B muestra una representación esquemática, en sección transversal, de otro cartucho de DCS 100 de ejemplo. El cartucho de DCS 100 comprende una carcasa 110 que define un volumen interno 112, un puerto de entrada 114 de fluido, una superficie interna 116 de contacto con el fluido y un puerto de salida 118 de fluido. El puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido se disponen en el mismo lado de la carcasa (es decir, son ipsilaterales). En esta realización, la carcasa comprende además un soporte sólido 120 definido por las superficies exteriores de un sustrato sólido, que puede ser, por ejemplo, una o más (una pluralidad de) fibras sólidas o uno o más (una pluralidad de) soportes planos (por ejemplo, una membrana plana). En esta Figura 1B, que muestra una representación en sección transversal de un cartucho de DCS, el soporte sólido se define por tres fibras sólidas o tres láminas de un miembro de soporte plano (por ejemplo, una membrana plana). Sin embargo, se entiende que una pluralidad de fibras sólidas o miembros de soporte planos pueden definir conjuntamente el soporte sólido. El volumen dispuesto entre la superficie interna 118 de contacto con el fluido de la carcasa y la superficie exterior de la fibra o fibras sólidas o el miembro o miembros de soporte planos definen conjuntamente el volumen interno (o volumen de relleno) 112. A diferencia de la realización que se muestra en la Figura 1A, las fibras sólidas o los miembros de soporte planos, al no ser huecos, no definen un EIC. En esta realización, al menos una porción del soporte sólido 120 se dispone dentro de la carcasa 110 entre el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido.

Durante el funcionamiento de este cartucho de DCS, la muestra de fluido de interés se introduce en la carcasa 110 a través de la pieza de entrada 114 de fluido en el volumen interno (o EEC) 112. Después, el fluido pasa a lo largo de la superficie del soporte sólido 120 (a lo largo de la superficie exterior de las fibras sólidas o el soporte plano, o una combinación de una o más fibras sólidas con uno o más soportes planos) en un plano sustancialmente paralelo al plano del soporte sólido 120 y después sale del volumen interno 112 a través del puerto de salida 118 de fluido. Durante el movimiento del fluido corporal a lo largo del soporte sólido 120, los leucocitos y/o las plaquetas activados se secuestran.

Los cartuchos de DCS que se muestran en las Figuras 1C y 1D son similares al cartucho de DCS que se muestra en la Figura 1B . En la Figura 1C, el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido se ubican en lados opuestos de la carcasa (es decir, son contralaterales). En la Figura 1C, la carcasa 110 tiene un primer extremo y un segundo extremo opuesto al primer extremo, donde el puerto de entrada 114 de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del primer extremo y el puerto de salida 118 de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del segundo extremo.

El cartucho de DCS puede configurarse de cualquiera de una diversidad de maneras para secuestrar células, por ejemplo, leucocitos. Como se analizará con más detalle a continuación, el cartucho de DCS se diseña preferentemente teniendo en cuenta un sujeto y una indicación particulares. Por ejemplo, el área de superficie del soporte sólido debe ser suficiente para secuestrar una porción de los leucocitos activados y/o las plaquetas activadas para que sea eficaz sin secuestrar demasiados leucocitos, lo que potencialmente puede provocar leucopenia o neutropenia potencialmente mortales, o demasiadas plaquetas que den como resultado trombocitopenia o diátesis hemorrágica. Además, puede ser importante elegir una carcasa con un volumen interno adecuado dependiendo del sujeto que ha de tratarse. Por ejemplo, en el caso de los bebés, los niños y los pacientes gravemente enfermos y hemodinámicamente inestables, es importante elegir carcasas con menores volúmenes de llenado para que sea necesario extraer menos líquido corporal del sujeto con el fin de que bañe o entre en contacto con el soporte sólido. Se entiende que el cartucho de DCS puede configurarse de cualquiera de una diversidad de maneras para secuestrar células, por ejemplo, leucocitos, y tener el volumen interno adecuado.

El soporte sólido puede definirse por cualquier número de superficies, por ejemplo, 1,2, 3, 4, 5, 10, 20, 50, 100 o más superficies diferentes. Dependiendo del sujeto y de la indicación que ha de tratarse, el área de superficie del soporte sólido es superior a aproximadamente 0,09 m2, es superior a aproximadamente 0,1 m2, es superior a aproximadamente 0,2 m2, superior a 0,4 m2, superior a 0,6 m2, superior a 0,8 m2, superior a 1,0 m2, superior a 1,5 m2 o superior a 2,0 m2.

El área de superficie del soporte sólido puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 10,0 m2 o de 0,1 m2 a 5,0 m2. Más específicamente, el área de superficie del soporte sólido puede estar en el intervalo de 0,1 m2 a 0,4 m2, de 0,4 m2 a 0. 8 m2, de 0,8 m2 a 1,2 m2, de 1,2 m2 a 1,6 m2, de 1,6 m2 a 2,0 m2, de 2,0 m2 a 2,4 m2, de 2,4 m2 a 2,8 m2, de 2,8 m2 a 3,2 m2, de 3,2 m2 a 3,6 m2, de 3,6 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,4 m2, de 4,4 m2 a 4,8 m2, de 4,8 m2 a 5,2 m2, de 5,2 m2 a 5,6 m2, de 5,6 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,4 m2, de 6,4 m2 a 6,8 m2, de 6,8 m2 a 7,2 m2, de 7,2 m2 a 7,6 m2, de 7,6 m2 a 8,0 m2, de 8,0 m2 a 8,4 m2, de 8,4 m2 a 8,8 m2, de 8,8 m2 a 9,2 m2, de 9,2 m2 a 9,6 m2 o de 9,6 m2 a 10,0 m2.

Como principio director general, se contempla que cuando se tratan sujetos que tienen un peso corporal inferior a 50 kg, el área de superficie del soporte sólido debe estar preferentemente en el intervalo de 0,4 m2 a 0,8 m2, cuando se tratan sujetos que tienen un peso corporal superior a 50 kg pero inferior a 100 kg, el área de superficie del soporte sólido debe estar preferentemente en el intervalo de 0,8 m2 a 1,6 m2, y cuando se tratan sujetos que tienen un peso corporal superior a 100 kg, el área de superficie del soporte sólido debe estar preferentemente en el intervalo de 1,6 m2 a 5,0 m2. Se entiende, sin embargo, que cuando se inicia la terapia, si el paciente muestra síntomas de desarrollo de leucopenia y/o neutropenia, el cartucho de DCS puede reemplazarse por un cartucho con un área de superficie menor para evitar el secuestro de demasiados leucocitos y/o plaquetas.

La carcasa del cartucho no se limita a un conjunto particular de dimensiones (por ejemplo, longitud, anchura, peso u otra dimensión) con el fin de conseguir un volumen de llenado particular. Dependiendo del sujeto y de la indicación que ha de tratarse, el VI puede ser inferior a 300 cm3, o inferior a 150 cm3, o inferior a 100 cm3, o inferior a 80 cm3, o inferior a 60 cm3, o inferior a 40 cm3, o inferior a 20 cm3. En determinadas realizaciones, el VI está en el intervalo de 10 cm3 a 150 cm3, de 75 cm3 a 150 cm3, de 20 cm3 a 80 cm3 o de 15 cm3 a 120 cm3. En el caso de lactantes, niños y pacientes gravemente enfermos y hemodinámicamente inestables, el volumen interno puede ser inferior a 40 cm3, por ejemplo, en el intervalo de 5 cm3 a 50 cm3, de 1 cm3 a 20 cm3 o de 5 cm3 a 30 cm3.

En determinadas realizaciones, la relación AS/VI está en el intervalo de 25 cm-1 a 2.000 cm-1, de 25 cm-1 a 1.750 cm-1, de 25 cm-1 a 1.500 cm-1, de 25 cm-1 a 1.250 cm-1, de 25 cm-1 a 1.000 cm-1, de 25 cm-1 a 800 cm-1, de 80 cm-1 a 2.000 cm-1, de 80 cm-1 a 1.750 cm-1, de 80 cm-1 a 1.500 cm-1, de 80 cm-1 a 1.250 cm-1, de 80 cm-1 a 1.000 cm-1, de 80 cm-1 a 800 cm-1, de 100 cm-1 a 2.000 cm-1, de 100 cm-1 a 2.000 cm-1, de 100 cm-1 a 1.750 cm-1, de 100 cm-1 a 1.500 cm-1, de 100 cm-1 a 1.250 cm-1, de 100 cm-1 a 1.000 cm-1, de 100 cm-1 a 800 cm-1, de 125 cm-1 a 2.000 cm-1, de 125 cm-1 a 1.750 cm-1, de 125 cm-1 a 1.500 cm-1, de 125 cm-1 a 1.250 cm-1, de 125 cm-1 a 1.000 cm-1 o de 125 cm-1 a 800 cm-1, de 150 cm-1 a 2.000 cm-1, de 150 cm-1 a 1.750 cm-1, de 150 cm-1 a 1.500 cm-1, de 150 cm-1 a 1.250 cm-1, de 150 cm-1 a 1.000 cm-1, de 150 cm-1 a 800 cm-1, de 200 cm-1 a 2.000 cm-1, de 200 cm-1 a 1.750 cm-1, de 200 cm-1 a 1.500 cm-1, de 200 cm-1 a 1.250 cm-1, de 200 cm-1 a 1.000 cm-1, de 200 cm-1 a 800 cm-1, de 200 cm-1 a 600 cm-1, de 300 cm-1 a 2.000 cm-1, de 300 cm-1 a 2.000 cm-1, de 300 cm-1 a 1.750 cm-1, de 300 cm-1 a 1.500 cm-1, de 300 cm-1 a 1.250 cm-1, de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, de 300 cm-1 a 800 cm-1, de 400 cm-1 a 1.200 cm-1, de 400 cm-1 a 1.000 cm-1, de 400 cm-1 a 800 cm-1, de 500 cm-1 a 1.200 cm-1, de 500 cm-1 a 1000 cm-1 o de 500 cm-1 a 800 cm-1.

La carcasa del cartucho puede fabricarse a partir de una diversidad de materiales, pero el material que define esa superficie de contacto con el fluido en el volumen interno debe ser biocompatible. El cartucho de DCS puede construirse a partir de una diversidad de materiales, incluyendo metales tales como titanio o acero inoxidable, con o sin recubrimientos de superficie de metales refractarios incluyendo titanio, tantalio o niobio; cerámicas tales como alúmina, sílice o circonia; o polímeros, tales como policloruro de vinilo, polietileno o policarbonato.

El soporte sólido puede definirse por superficies planas (por ejemplo, láminas), superficies curvas (por ejemplo, tubos huecos, fibras huecas, tubos sólidos y fibras sólidas), superficies con patrones (por ejemplo, láminas plegadas en Z o superficies con hoyuelos), superficies de forma irregular u otras configuraciones para secuestrar células. Se entiende que el soporte sólido puede definirse por una diversidad de materiales, que pueden incluir, por ejemplo, fibras huecas, fibras sólidas, miembros de soporte planos (por ejemplo, membranas planas) o una combinación de dos o más de los anteriores (por ejemplo, una combinación de fibras huecas y sólidas, una combinación de fibras huecas y miembros de soporte planos, o una combinación de fibras sólidas y miembros de soporte planos). En determinadas realizaciones, el soporte sólido es sustancialmente paralelo al plano del flujo de fluido dentro del cartucho de DCS del puerto de entrada 114 de fluido al puerto de salida de fluido.

De acuerdo con la realización, el soporte sólido puede comprender una membrana. El término "membrana" se refiere a una superficie capaz de recibir un fluido en ambos lados de la superficie, o un fluido en un lado y gas en el otro lado de la superficie. Una membrana puede ser porosa (por ejemplo, selectivamente porosa o semiporosa) de manera que sea susceptible de que fluya fluido o gas a través de ella. Se entiende que el término "poroso", como se usa en el presente documento para describir una superficie o membrana, incluye superficies o membranas generalmente porosas, selectivamente porosas y/o semiporosas. Además, hay superficies adicionales que pueden facilitar el secuestro de leucocitos, tales como superficies de partículas (por ejemplo, perlas), superficies de uno o más salientes en el paso, o superficies de una o más membranas expuestas a la muestra biológica que fluye.

Se entiende que el soporte sólido no se limita a un tipo, clase o tamaño particular, y puede estar hecho de cualquier material adecuado; sin embargo, el material debe ser biocompatible. Por ejemplo, una superficie del soporte sólido puede ser cualquier polímero biocompatible que comprenda uno o más de nailon, polietileno, poliuretano, tereftalato de polietileno (PET), politetrafluoroetileno (PTFE), CUPROPHAN (una celulosa regenerada por medio del proceso de cupramonio, disponible en Enka), HEMOPHAN (un CUPROPHAN modificado con biocompatibilidad mejorada, disponible en Enka), RAYÓN d E CUPRAMMo NiO (una diversidad de CUPROPHAN, disponible en Asahi), BIOMEMBRANE (rayón de cupramonio disponible en Asahi), acetato de celulosa saponificado (tal como las fibras disponibles en Teijin o CD Medical), acetato de celulosa (tal como las fibras disponibles en Toyobo Nipro), celulosa (tal como la que se regenera mediante el proceso de cupramonio modificado o mediante el proceso de viscosa, disponible en Terumo o Textikombinat (Pima, GDR) respectivamente), poliacrilonitrilo (PAN), polisulfona, polietersulfona, poliariletersulfona, copolímeros acrílicos (tales como el copolímero de acrilonitrilo-NA-metalil-sulfonato, disponible en Hospal), copolímero de policarbonato (tal como GAMBRONE, una fibra disponible en Gambro), copolímeros de polimetilmetacrilato (tales como las fibras disponibles en Toray) y copolímero de etileno y vinilo (tales como EVAL, un copolímero de etileno-alcohol vinílico disponible en Kuraray). Como alternativa, una superficie puede ser una malla de nailon, una malla de algodón o una fibra tejida. La superficie puede tener un grosor constante o un grosor irregular. En algunas realizaciones, las superficies pueden incluir silicio, por ejemplo, membranas nanofabricadas de silicio (véase, por ejemplo, la Publicación de Patente de los EE.UU. N.° 2004/0124147). En algunas realizaciones, las superficies pueden incluir fibras de polisulfona. En la técnica se conocen otras fibras biocompatibles adecuadas, por ejemplo, en Salem y Mujais (1993) DlALYSIS THERAPY 2D ED., Cap. 5: Dialyzers, Eds. Nissensen y Fine, Hanley & Belfus, Inc., Filadelfia, Pa .

Puede usarse cualquier técnica o combinación de técnicas que facilite el secuestro de los leucocitos, incluyendo, por ejemplo, técnicas biológicas, químicas, mecánicas y/o físicas. En algunas realizaciones, pueden usarse técnicas biológicas o químicas para el secuestro. Dichas técnicas incluyen usar tejidos, células, biomoléculas (por ejemplo, proteínas o ácidos nucleicos) o moléculas pequeñas para secuestrar leucocitos. En una realización, por ejemplo, el soporte en contacto con el fluido del soporte sólido en el EEC puede comprender además una molécula de adhesión celular unida al mismo para facilitar el secuestro.

Por ejemplo, cuando se activa un leucocito, el leucocito produce selectinas. Esta producción alterada de selectinas puede facilitar la unión entre el leucocito y otros leucocitos. A su vez, la unión entre leucocitos puede aumentar la producción de selectinas en los leucocitos unidos adicionalmente, produciendo una unión exponencial de leucocitos. Por lo tanto, las selectinas pueden ser útiles para potenciar el secuestro. Las proteínas, complejos de proteínas y/o componentes de proteínas que se sabe que se unen a los leucocitos incluyen CD11a, CD11b, CD11c, CD18, CD29, CD34, CD44, CD49d, CD54, podocalixina, endomucina, molécula 1 de adhesión celular de glucosaminoglucano (GlyCAM-1), molécula 1 de adhesión celular de adresina de la mucosa (MAdCAM-1), E-selectina, L-selectina, P-selectina, antígeno linfocitario cutáneo (CLA), ligando 1 de glicoproteína de P-selectina (PSGL-1), antígeno 1 funcional leucocitario (LFA-1), Mac-1, antígeno de superficie leucocitario p150,95, integrina leucocitaria CR4, antígeno 4 muy tardío (VLA-4), molécula 1 de adhesión de parche de Peyers linfocitaria (LPAM-1), molécula 1 de adhesión intracelular (ICAM-1), molécula 2 de adhesión intracelular (ICAM-2), molécula 3 de adhesión intracelular (ICAM-3), C3b inactivada (C3bi), fibrinógeno, fibronectina, adresina de ganglios linfáticos periféricos (PNAd), proteína 1 de adhesión vascular endotelial (VAP-1), fractalina, CCL19, CCL21, CCL25 y CCL27. Otras moléculas grandes que se sabe que se unen a los leucocitos incluyen el ácido hialurónico, los glicosaminoglicanos (GAG) y los oligosacáridos fucosilados y sus precursores. En determinadas realizaciones, las moléculas pequeñas o adherentes utilizadas para secuestrar un leucocito pueden incluir, pero sin limitación, péptidos, tales como péptidos que comprenden la secuencia de aminoácidos arginina-glicina-ácido aspártico (RGD) y moléculas que comprenden ácido siálico. En consecuencia, puede usarse cualquiera de estos materiales para potenciar el secuestro.

Durante el uso, cualquiera de estos materiales biológicos o químicos puede unirse a la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido y/o la superficie de contacto con el fluido de la carcasa del cartucho para facilitar o potenciar el secuestro. Como alternativa, o en combinación, puede usarse cualquiera de estos materiales con otras técnicas adicionales para facilitar el secuestro. Por ejemplo, pueden usarse materiales para unir leucocitos en solución, haciendo que se aglomeren y aumenten su tamaño total con respecto al tamaño de un solo leucocito. Después, los leucocitos aglomerados pueden capturarse con una membrana que tenga un tamaño de poro particular.

Debe entenderse que las técnicas de secuestro descritas en el presente documento también pueden aplicarse a las plaquetas. En el caso de las plaquetas, pueden usarse técnicas biológicas, químicas, mecánicas y/o físicas similares a las descritas anteriormente para secuestrar plaquetas. En determinadas realizaciones, los agentes utilizados para secuestrar plaquetas incluyen uno o más de glicoproteína Iba (GPIba), glicoproteína IIb (GPIIb), glicoproteína IIIa (GPIIIa), CD41, CD61, factor de von Willebrand, antígeno 1 de macrófagos p²-integrina, selectinas tales como P-selectina y una molécula de adhesión celular.

Además, el secuestro también puede facilitarse y/o potenciarse mediante el control de determinadas fuerzas mecánicas que se producen dentro del cartucho de DCS. Por ejemplo, pueden secuestrarse leucocitos en una o más superficies de (o en) un paso o región de paso (por ejemplo, el exterior de una fibra hueca porosa) utilizando un caudal y una configuración del dispositivo que minimicen la fuerza de cizalla entre los leucocitos y la superficie o superficies, permitiendo que los leucocitos se asocien a la superficie o superficies. Por ejemplo, la carcasa se configura para crear un entorno de fuerza de cizalla baja que permita que las células de interés, por ejemplo, leucocitos, plaquetas, etc., queden secuestradas en el soporte sólido mientras el fluido corporal atraviesa el volumen interno.

Más específicamente, el cartucho se configura para facilitar fuerzas de cizalla entre las células que fluyen (por ejemplo, leucocitos o plaquetas) y la superficie o superficies de secuestro inferior a 1000 dinas/cm2, inferior a 500 dinas/cm2, inferior a 100 dinas/cm2, inferior a 80 dinas/cm2, inferior a 60 dinas/cm2, inferior a 40 dinas/cm2, inferior a 20 dinas/cm2, inferior a 10 dinas/cm2 o inferior a 5 dinas/cm2 cuando un fluido biológico entra en la carcasa del cartucho a través del puerto de entrada 114 de fluido y sale de la carcasa del cartucho a través del puerto de salida 118 de fluido, por ejemplo, a un caudal en el intervalo de 10 ml (cm3)/minuto a aproximadamente 8.000 ml (cm3)/minuto o de 50 ml/minuto a aproximadamente 8.000 ml/minuto (por ejemplo, 1.000 cm3/minuto). Como resultado, el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido se dimensionan para permitir un caudal a través de la carcasa en un intervalo de 10 ml/minuto a 8.000 ml/minuto o de 50 ml/minuto a 8.000 ml/minuto. Por ejemplo, cuando se tratan determinados trastornos inflamatorios, por ejemplo, respuestas inflamatorias durante la derivación cardiopulmonar, se entiende que pueden tolerarse caudales grandes, por ejemplo, hasta 7000 ml/minuto. De forma similar, en caso de septicemia, se entiende que pueden tolerarse caudales de hasta, por ejemplo, 1000 ml/minuto. Dicho esto, cuando se traten respuestas inflamatorias asociadas a otras indicaciones, por ejemplo, la insuficiencia renal aguda y la insuficiencia renal crónica, deben usarse caudales más lentos, por ejemplo, menos de aproximadamente 500 ml/minuto, de aproximadamente 100 ml/minuto a aproximadamente 500 ml/minuto y de aproximadamente 200 ml/minuto a aproximadamente 500 ml/minuto. Como resultado, el puerto de entrada 114 y el puerto de salida 118 se dimensionan para permitir que un volumen deseado de fluido corporal pase a través de la carcasa del cartucho de DCS en una cantidad de tiempo dada. Se entiende que el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido tienen cada uno un diámetro interno de no menos de 0,1 cm a 2 cm, o de 0,2 cm a 1 cm, o tienen un área de superficie en sección transversal de no menos de 0,01 cm2, no menos de 0,1 cm2, no menos de 0,2 cm2, no menos de 0,4 cm2, no menos de 0,6 cm2, no menos de 0,8 cm2, no menos de 1,0 cm2, no menos de 2,0 cm2 o no menos de 3,0 cm2. En determinadas realizaciones, el puerto de entrada, el puerto de salida o ambos puertos de entrada y salida tienen un área de superficie en sección transversal de 0,01 cm2 a 1 cm2. La distancia entre la entrada de fluido o la salida de fluido y el extremo más cercano de la carcasa (distancia A), puede ser de manera que A dividido por la longitud de la carcasa sea de entre 0,01 y 0,25. También se entiende que el plano del puerto de entrada y/o salida puede variar de 5 grados a 90 grados (es decir, es perpendicular) al plano definido por la dimensión más larga (por lo general la longitud) de la carcasa.

En determinadas realizaciones, el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 118 de fluido se disponen ambos en un lado de la carcasa 116, por ejemplo, como se muestra en las Figuras 1A y 1B . Como alternativa, como se muestra en la Figura 1C, el puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 116 de fluido pueden disponerse en lados opuestos de la carcasa 116. También se prevén otras orientaciones del puerto de entrada 114 de fluido y el puerto de salida 116 de fluido. Por ejemplo, si la carcasa comprende un primer extremo y un segundo extremo opuesto al primer extremo, el puerto de entrada de fluido puede configurarse para permitir el flujo de fluido a través del primer extremo y/o el puerto de salida de fluido puede configurarse para permitir el flujo de fluido a través del segundo extremo. Una de dichas orientaciones se representa en la Figura 1D, en la que el puerto de entrada 114 de fluido permite el flujo de fluido a través del extremo izquierdo de la carcasa 116 y el puerto de salida 118 de fluido permite la salida del fluido a través del extremo derecho de la carcasa 116.

Se entiende que el tamaño y la forma de la carcasa del cartucho de DCS pueden diseñarse para proporcionar el volumen de llenado adecuado y para minimizar las turbulencias cuando un fluido se hace pasar a través del cartucho de DCS. Además, se entiende que el tamaño, la forma y la composición del soporte sólido ubicado dentro del cartucho de DCS pueden diseñarse para proporcionar el área de superficie adecuada y para minimizar las turbulencias cuando un fluido se hace pasar a través del cartucho de DCS.

A modo de ejemplo, cuando se usan fibras sólidas para crear el soporte sólido en el cartucho, si se desea un cartucho que tenga un área de superficie total de 1,8 m2 a 2,5 m2, el cartucho puede diseñarse para que contenga aproximadamente 43.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 26 cm y el diámetro de la fibra es de 50 pm, o aproximadamente 22.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 26 cm y el diámetro de la fibra es de 100 pm, o aproximadamente 11.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 26 cm y el diámetro de la fibra es de 200 pm, o aproximadamente 43.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 13 cm y el diámetro de la fibra es de 100 pm, o aproximadamente 22.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 13 cm y el diámetro de la fibra es de 200 pm. Como alternativa, si se desea que el cartucho tenga un área de superficie total de 3,6 m2 a 5,0 m2, el cartucho puede diseñarse para que contenga aproximadamente 87.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 26 cm y el diámetro de la fibra es de 50 pm, o aproximadamente 43.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 26 cm y el diámetro de la fibra es de 100 pm, o aproximadamente 87.000 fibras cuando la longitud de la fibra es de 13 cm y el diámetro de la fibra es de 100 pm.

Por el contrario, y a modo de ejemplo, cuando se usan miembros de soporte planos para crear el soporte sólido, si se desea un cartucho con un área de superficie total de 1,8 m2 a 2,5 m2, el cartucho puede contener, por ejemplo, una pluralidad de láminas que tengan un grosor promedio de 50 pm y una anchura promedio de 5 cm (por ejemplo, aproximadamente 115 láminas de una membrana de aproximadamente 12 cm de longitud o 63 láminas de una membrana de aproximadamente 26 cm de longitud). Por el contrario, si se desea un cartucho con una superficie total de 3,6 m2 a 5,0 m2, el cartucho puede contener aproximadamente 125 láminas de membrana que tengan un grosor promedio de 50 pm, una anchura promedio de 5 cm y una longitud promedio de 26 cm. Las láminas pueden colocarse dentro del cartucho de manera que, en determinadas realizaciones, el espacio entre las láminas sea de aproximadamente 50 pm o 100 pm.

En determinadas realizaciones, el cartucho puede diseñarse de manera que el soporte sólido (por ejemplo, las fibras o los soportes planos que constituyen el soporte sólido) se disponga dentro de la carcasa a una densidad de compactación del 20 % al 65 %, del 20 % al 60 %, del 30 % al 60 % o del 40 % al 55 %. La densidad de compactación debe elegirse para minimizar el riesgo de coagulación cuando la sangre se hace pasar a través del soporte sólido dispuesto dentro del VI de la carcasa.

Cuando se usan fibras huecas en el cartucho de DCS, la relación AS/VI es preferentemente de al menos 80 cm-1 o más. Los cartuchos de DCS de ejemplo con una relación AS/VI superior a 80 cm-1 incluyen los cartuchos F-50, F-60, F-70 y F-80A, disponibles en el mercado en Fresenius Medical Care North America, Waltham, MA, EE.UU.) o los cartuchos Renaflow (serie PSH) de Baxter (Deerfield, IL, EE.UU.). La USFDA (Administración de Alimentos y Fármacos de los EE.UU., por sus siglas en inglés) ha autorizado estos cartuchos para su uso en hemodiálisis aguda y crónica. El cartucho F-80A, por ejemplo, tiene un soporte sólido (definido por las superficies exteriores en un haz de fibras huecas) con un área de superficie capaz de secuestrar leucocitos y/o plaquetas de aproximadamente 2,5 m2, tiene un volumen interno de aproximadamente 250 ml y una relación AS/VI de aproximadamente 100.

En determinadas realizaciones, los cartuchos de ejemplo pueden tener las características que se exponen en la Tabla 1.

TABLA 1

En determinadas realizaciones, en particular, para usos pediátricos, los cartuchos de ejemplo pueden tener las características que se exponen en la Tabla 2.

TABLA 2

En determinadas realizaciones, un sistema puede conseguir el secuestro sometiendo los leucocitos, las plaquetas o las células de interés a una serie de cartuchos, por ejemplo, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 o más cartuchos (por ejemplo, cartuchos de fibra hueca), cada uno comprendiendo uno o más pasos de secuestro, o regiones de paso, para aumentar la longitud de la región configurada para secuestrar los leucocitos y el tiempo de residencia de los leucocitos en ella. En cualquiera de las realizaciones mencionadas anteriormente, los dispositivos se configuran para lograr el secuestro de leucocitos de una manera que permita la inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o la desactivación de un leucocito antes, durante o después del secuestro. La inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o la desactivación de un leucocito puede conseguirse tanto durante el secuestro como durante el transporte a través de un paso, región de paso o sistema completo de la presente invención.

En algunas realizaciones, los cartuchos de DCS o los circuitos de fluido que incorporan los cartuchos de DCS se configuran para secuestrar los leucocitos durante cualquier cantidad de tiempo deseada, por ejemplo, de 1 a 59 segundos, de 1 a 59 minutos, de 1 a 24 horas, de 1 a 7 días, una o más semanas, uno o más meses, o un año o más. En algunas realizaciones, los dispositivos se configuran para secuestrar leucocitos durante una cantidad de tiempo suficiente para permitir la inhibición posterior de la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o la desactivación de los leucocitos. En determinadas realizaciones, se secuestran leucocitos y/o plaquetas dentro del cartucho de DCS durante un tiempo (por ejemplo, al menos 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 15 minutos o al menos una hora) suficiente para desactivar el leucocito y/o inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria.

Se entiende que el cartucho de DCS, una vez fabricado, debe esterilizarse antes de su uso. La esterilidad puede conseguirse a través de la exposición a uno o más agentes esterilizantes, por separado o en combinación, tal como temperatura elevada, presión elevada, radiación o agentes químicos tales como óxido de etileno, por ejemplo. El cartucho de DCS se esteriliza preferentemente una vez envasado, por ejemplo, después de haber sido sellado herméticamente dentro de un recipiente adecuado (es decir, el cartucho se esteriliza de forma definitiva). El proceso de esterilización consigue preferentemente un nivel de garantía de esterilidad (NGE) de 10-3 o inferior; es decir, la probabilidad de que cualquier unidad dada no sea estéril después del proceso no es superior a 1 en 103. Más preferentemente, el proceso de esterilización consigue un NGE de no más de 10-4, no más de 10-5 o no más de 10-6.

2. Configuraciones del sistema

Se entiende que los cartuchos de DCS pueden usarse en una diversidad de circuitos de fluido diferentes dependiendo de la indicación que ha de tratarse. Véase, por ejemplo, la Publicación de Patente de los EE.UU. N.° 2009/0060890 A1.

En algunas realizaciones, los circuitos de fluido que incorporan el cartucho de DCS opcionalmente también pueden realizar otros tratamientos de sangre. Por ejemplo, los circuitos de fluido opcionalmente pueden incluir además dispositivos adicionales que pueden filtrar, oxigenar, calentar o tratar de otro modo la sangre antes o después de que la sangre entre en el cartucho de DCS. Además, el cartucho de DCS y/o los dispositivos adicionales de un sistema pueden incluir más de un componente para tratar sangre de otras maneras o maneras complementarias, por ejemplo, filtros porosos, bombas de oxígeno y/o células xenográficas o alográficas (por ejemplo, células renales xenográficas o alográficas tales como células del túbulo renal). En determinadas realizaciones, el cartucho de DCS está libre de dichos componentes adicionales. Por ejemplo, un cartucho de DCS puede estar libre de células tales como células xenográficas o alográficas (por ejemplo, células renales xenográficas o alográficas). Estos principios básicos se describen con más detalle a continuación.

Los circuitos de fluido se configuran para lograr la citaféresis selectiva. En su forma básica, el sistema incluye un cartucho de DCS, una conexión de fluido para que la sangre fluya desde una fuente de sangre (por ejemplo, un sujeto, tal como un paciente) al cartucho de DCS y una conexión de fluido para que la sangre tratada fluya desde el cartucho de DCS a un receptáculo (por ejemplo, de vuelta al sujeto). El cartucho de DCS funciona para secuestrar células, por ejemplo, leucocitos, tales como leucocitos activados, y facilitar la inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o desactivar los leucocitos. El secuestro de leucocitos puede conseguirse usando los cartuchos de DCS descritos anteriormente en el presente documento. La inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o la desactivación de los leucocitos puede conseguirse mediante cualquier técnica descrita en la Sección 3 a continuación.

Los leucocitos pueden activarse dentro del sujeto como resultado de una afección primaria del paciente o secundaria a otros tipos de intervención médica, por ejemplo, durante el paso a través de un hemofiltro (por ejemplo, como se describe a continuación en el presente documento, con referencia a las Figuras 2C y 2D). Después, los leucocitos activados entran en un cartucho de DCS en donde los leucocitos activados se secuestran. En el caso del circuito de la Figura 2D, opcionalmente se proporciona al sujeto fluido de reemplazo igual al volumen del ultrafiltrado producido.

En otras palabras, en el cartucho de DCS, los leucocitos activados de la sangre se secuestran, por ejemplo, adhiriéndose temporalmente a una o más superficies dentro del cartucho. El secuestro de los leucocitos puede conseguirse mediante una diversidad de enfoques, por ejemplo, mediante la asociación a moléculas en un paso o región de paso en el cartucho que se une a leucocitos, por ejemplo, leucocitos activados, o ajustando el flujo sanguíneo dentro del dispositivo para proporcionar una tensión de cizalla baja en los leucocitos, lo que les permite asociarse a una o más superficies dentro del cartucho de DCS. Después, estos leucocitos secuestrados se exponen entonces a un agente, por ejemplo, el citrato, para desactivar los leucocitos o inhibir su liberación de sustancias proinflamatorias. Los cartuchos también pueden usarse para secuestrar y desactivar otros tipos de células, tales como plaquetas.

Se cree que los quelantes de calcio, por ejemplo, el citrato, conducen a un entorno de Cai bajo en el cartucho, inhibiendo de este modo la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o desactivando los leucocitos. Las sustancias proinflamatorias pueden incluir enzimas y/o citocinas destructivas de los leucocitos. Esta inhibición y/o desactivación conduce a una mejora del estado inflamatorio de los leucocitos. De este modo, el cartucho de DCS secuestra leucocitos, por ejemplo, neutrófilos y monocitos, e inhibe la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o desactiva los leucocitos, por ejemplo, con citrato y/o un entorno de Cai bajo. El secuestro y la inhibición y/o la desactivación de las plaquetas pueden conseguirse de manera similar.

Se ha demostrado que la adición de un quelante de calcio, por ejemplo, el citrato, a un dispositivo de la presente invención que incluye una carcasa que contiene fibras huecas que secuestran leucocitos tuvo el resultado inesperado de mejorar el sistema inmunitario innato de un sujeto. En consecuencia, se contempla que los cartuchos de DCS de la presente invención pueden tratar o prevenir una diversidad de afecciones inflamatorias (ya sea como patologías primarias o como resultado de una intervención médica) tratando directamente la sangre de un sujeto que incluye leucocitos (por ejemplo, leucocitos activados) o plaquetas (por ejemplo, plaquetas activadas). Después del tratamiento, la sangre se devuelve al sujeto.

2.A. Sistema de dispositivo único

Como se ha mencionado, un sistema puede contener un cartucho de DCS para lograr la citaféresis selectiva y, opcionalmente, otros tratamientos de sangre sin dispositivos de tratamiento adicionales en el sistema (véanse las Figuras 2A-2B). En una realización, en la Figura 1A se muestra esquemáticamente un cartucho de DCS de este tipo. Durante el funcionamiento, los leucocitos y/o las plaquetas se secuestran dentro del cartucho de DCS, por ejemplo, en la superficie externa de las fibras huecas, y se exponen a un agente, por ejemplo, el citrato, capaz de inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o desactivar un leucocito. El agente puede infundirse en una línea corriente arriba de la entrada 114 de fluido o puede infundirse en el propio DCS a través de un puerto. Como alternativa, o además, el cartucho de DCS puede prepararse con el agente antes de su uso. Los caudales en el EEC se eligen en los intervalos descritos en el presente documento de manera que haya una fuerza de cizalla baja (en los intervalos descritos en el presente documento) en la superficie de la fibra para permitir que los leucocitos se asocien a ella. De este modo, se consigue o se inicia la inhibición y/o la desactivación de los leucocitos y/o las plaquetas. Después, la sangre del EEC sale del DCS a través de la salida de fluido 118, que entra en una línea de flujo de salida.

La Figura 2A muestra un cartucho de DCS 100 de ejemplo de la Figura 1A en un circuito de fluido de ejemplo. El fluido corporal, por ejemplo, la sangre, de un sujeto entra en una línea de sangre y avanza a través de esa línea mediante una bomba 204. En la misma línea de sangre, puede infundirse un agente inhibidor leucocitario (por ejemplo, el citrato) en un puerto 206, opcionalmente con una bomba. Después, la sangre de la línea de sangre entra por la entrada 114 y sale del cartucho de DCS 100 por la salida 118. Las líneas de sangre en la entrada 114 y la salida 118, respectivamente, se unen usando conectores de líneas de sangre con mecanismos de bloqueo 256. Los leucocitos se muestran secuestrados en el EEC 112 en la superficie externa del soporte sólido 120, que se representa como una única fibra hueca. Una línea de flujo de salida de sangre de la salida 118 devuelve la sangre al sujeto. Otro agente, tal como el calcio (por ejemplo, cloruro de calcio o gluconato de calcio), puede infundirse en un puerto 258 en esta línea de flujo de salida de sangre para preparar la sangre para su reentrada en el sujeto. En determinadas realizaciones, el EIC puede contener células xenográficas o alográficas, por ejemplo, células del túbulo renal, cultivadas en una monocapa en el revestimiento del EIC 122 de cada fibra para ayudar adicionalmente en el tratamiento de la sangre. Sin embargo, en otras realizaciones, el EIC está libre de células. En una realización del circuito de la Figura 2A , el lumen 122 del cartucho de DCS 100 puede llenarse con solución salina.

El circuito de la Figura 2B incluye los mismos componentes que la Figura 2A y funciona de la misma manera, excepto por que la Figura 2B utiliza un cartucho de DCS 100 en el que se produce ultrafiltrado. El cartucho de DCS 100 contiene una pluralidad de membranas porosas, que son fibras huecas. El espacio luminal dentro de las fibras es el EIC 122 y el espacio circundante fuera del soporte sólido 120 (representado como fibras huecas) y dentro de la carcasa 110 del cartucho de DCS es el EEC 112. El fluido corporal, por ejemplo, la sangre que contiene leucocitos, entra en la entrada 114 y se desplaza hacia el EEC 112 que rodea las fibras huecas y sale por la salida 118. El secuestro e inhibición y/o desactivación de leucocitos puede conseguirse como se ha descrito anteriormente. Sin embargo, en este DCS, solo la entrada del EIC está tapada con la tapa terminal 130. La salida 128 del EIC no está tapado. En consecuencia, dependiendo de las características de las fibras huecas porosas (por ejemplo, la permeabilidad y el tamaño de poro), una porción de la sangre en el EEC 112 puede pasar a través de las fibras huecas y en el EIC 112 como ultrafiltrado (UF). Puede conectarse un tubo a la salida 128 del EIC para recoger ultrafiltrado (UF), que puede desecharse como residuo.

Los caudales y las características de la membrana para las realizaciones que se muestran en los circuitos de las Figuras 2A-2B con el DCS de la Figura 1A pueden ser como se describe a continuación. Por ejemplo, el caudal del EEC puede ser de aproximadamente 100 ml/minuto a aproximadamente 500 ml/minuto. El caudal del residuo de ultrafiltrado (por ejemplo, para el cartucho de DCS que se muestra en la Figura 2B) puede incluir, por ejemplo, caudales de aproximadamente 5 ml/minuto a aproximadamente 50 ml/minuto. En el caso del circuito de la Figura 2B , puede añadirse opcionalmente al sujeto un fluido de reemplazo de volumen igual al del residuo de ultrafiltrado producido.

2.B. Dispositivo inhibidor de la citaféresis selectiva como parte de un sistema de hemodiálisis o hemofiltración

Como se ha mencionado, en algunas realizaciones, el cartucho de DCS puede formar parte de un sistema con otros dispositivos para tratar sangre. Por ejemplo, el cartucho de DCS puede formar parte de un sistema de hemofiltración, un sistema de hemodiálisis y/o un sistema de hemodiafiltración que incluya uno o más cartuchos de filtración separados del cartucho de DCS dentro del sistema. Cuando se describe la parte del sistema que no es el DCS, el término "hemofiltración" puede referirse a hemodiálisis, hemodiafiltración, hemofiltración y/o hemoconcentración, y "hemofiltro" puede incluir un dispositivo (por ejemplo, un cartucho) para realizar una o más de hemodiálisis, hemodiafiltración, hemofiltración y/o hemoconcentración. El cartucho o cartuchos de hemofiltración pueden configurarse para que estén en paralelo o en serie con un DCS dentro de un circuito de sangre extracorpóreo y pueden usarse bombas de sangre y tubos asociados para mover la sangre a través del circuito extracorpóreo.

Por ejemplo, como se muestra en las Figuras 2C y 2D, la sangre fluye desde un sujeto a través de una línea de sangre. La sangre avanza a través de la línea de sangre mediante una bomba 204. Un agente inhibidor leucocitario (por ejemplo, el citrato) puede infundirse en la misma línea de sangre en un puerto 206, opcionalmente con una bomba antes de entrar en un hemofiltro 260 convencional. Después, la sangre fluye a través de fibras huecas 262 en el hemofiltro 260. El dializado se infunde en el EEC que rodea las fibras huecas 262 y dentro de la carcasa del hemofiltro 260, y la diálisis se produce con la retirada de solutos como "residuo" de la sangre a través de la membrana de filtración 262 del hemofiltro (las fibras huecas) y en el dializado. El dializado fluye a contracorriente con respecto a la sangre y el dializado avanza con una bomba de dializado 264. Además, las moléculas y el fluido de la sangre pueden pasar a través de la membrana de filtración 262 del hemofiltro (las fibras huecas) como ultrafiltrado, dependiendo del tamaño de poro a través de la membrana.

El sistema de ejemplo de la Figura 2C muestra un circuito con el cartucho de DCS 100 de la Figura 1A, en el que los puertos de entrada y salida del EIC se han tapado con tapas terminales. La sangre sale del hemofiltro 260 y entra en el cartucho de DCS 100 por la entrada 114. Después, la sangre se procesa a través del cartucho de DCS, que secuestra los leucocitos en el soporte sólido 120 (representado como fibras huecas) e inhibe la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o desactiva un leucocito de la manera descrita para las Figuras 2A-2B, anteriormente. Las líneas de sangre que entran y salen del cartucho de DCS 100 se unen usando una conexión con un mecanismo de bloqueo 256. Después, la sangre se devuelve al sujeto a través de una línea de flujo de salida de sangre desde la salida 118. Otro agente, tal como el calcio, puede infundirse en un puerto 258 en esta línea de flujo de salida de sangre con el fin de preparar la sangre para su reentrada en el sujeto. En determinadas realizaciones, el espacio intracapilar (EIC) del DCS puede contener células xenográficas o alográficas, por ejemplo, células del túbulo renal, cultivadas en una monocapa en el revestimiento del lumen de cada fibra para ayudar adicionalmente en el tratamiento de la sangre. Sin embargo, en otras realizaciones el EIC está libre de células. En determinadas realizaciones del circuito de fluido que se muestra en la Figura 2C, el EIC 122 del DCS 100 se llena con solución salina y los puertos terminales del EIC se tapan con tapas terminales 130 y 132.

El circuito de la Figura 2D incluye los mismos componentes que la Figura 2C y funciona de la misma manera, excepto por que la Figura 2D utiliza un cartucho de DCS 100 que produce ultrafiltrado (es decir, el puerto de salida del EIC no está tapado con tapas terminales). El flujo de fluido corporal (por ejemplo, sangre) a través del cartucho de DCS 100 se ha descrito anteriormente en el contexto de la Figura 2B . Adicionalmente, el cartucho de DCS 100 actúa como se ha descrito anteriormente, en el contexto de la Figura 2B . Como se ha indicado anteriormente, el cartucho de DCS 100 solo tiene la entrada 126 del EIC tapada con la tapa terminal 130. La salida 128 del EIC no está tapada con una tapa terminal. En consecuencia, dependiendo de las características de las fibras huecas porosas, una porción de la sangre en el EEC 112 puede pasar a través de las fibras huecas y en el EIC como ultrafiltrado (UF). Puede conectarse un tubo a la salida 128 del EIC para recoger ultrafiltrado (UF), que puede desecharse como residuo.

Sin desear quedar ligados a la teoría, se contempla que la geometría de flujo en estas realizaciones del sistema de DCS (y las que se muestran en las Figuras 2A-2D y 3A y 3B) permite que los leucocitos existan en un entorno de fuerza de cizalla baja en el EEC del cartucho de DCS y, por lo tanto, se asocien a una o más superficies internas en el cartucho de DCS, por ejemplo, las fibras huecas. Por el contrario, en un uso típico de un cartucho de hemofiltración (por ejemplo, el primer dispositivo 260 en los circuitos de las Figuras 2C y 2D), el flujo de sangre a través de los lúmenes de diámetro pequeño de las fibras huecas produce una fuerza de cizalla mayor (que la del DCS) que evita la asociación de los leucocitos a las fibras huecas y el secuestro de los leucocitos dentro del dispositivo. En consecuencia, un dispositivo de hemofiltración que tenga invertido el circuito de flujo convencional que soporta su funcionamiento (es decir, la sangre que fluye fuera de las fibras huecas en lugar de dentro de las fibras huecas) puede actuar como un DCS para secuestrar leucocitos activados potencialmente dañinos y circulantes. Estos leucocitos secuestrados pueden tratarse con un agente inhibidor leucocitario (por ejemplo, citrato).

Además, se contempla que la respuesta inflamatoria de los leucocitos secuestrados se inhibe y/o desactiva en presencia de Cai bajo (provocado, por ejemplo, por citrato) antes, durante y/o después del secuestro. El entorno de Cai bajo puede inhibir la actividad inflamatoria de los leucocitos o desactivarlos.

En determinadas realizaciones, el circuito de la Figura 2D puede modificarse de manera que el dializado producido por el hemofiltro 260 pueda introducirse en el EIC del cartucho de DCS 100 a través de la entrada 126 del EIC. Aunque el EIC puede estar libre de células, se entiende que este sistema opcionalmente también puede incluir células dentro del EIC 122, por ejemplo, células del túbulo renal. La tasa del flujo sanguíneo se elige para que tenga una fuerza de cizalla suficientemente baja (en los intervalos descritos en el presente documento) en la superficie de las fibras porosas y huecas para permitir el secuestro de leucocitos por asociación a las fibras, por ejemplo, a un caudal sanguíneo de aproximadamente 100 ml/minuto a aproximadamente 500 ml/minuto. Como alternativa, el caudal sanguíneo a través del circuito extracorpóreo, a través de los lúmenes de las fibras huecas en el hemofiltro 260 y a través del EEC 112 del cartucho de DCS 100 puede ser de aproximadamente 120 ml/minuto. El ultrafiltrado puede moverse a tasas en los intervalos descritos en el presente documento, por ejemplo, a caudales inferiores a aproximadamente 50 ml/minuto, de aproximadamente 5 ml/minuto a aproximadamente 50 ml/minuto y de aproximadamente 10 ml/minuto a aproximadamente 20 ml/minuto. Como alternativa, el caudal de ultrafiltrado puede mantenerse a 15 ml/minuto. Opcionalmente, puede infundirse en la línea de sangre una solución equilibrada de reemplazo de electrolitos (por ejemplo, una solución que contiene base de bicarbonato) en un volumen de reemplazo 1:1 para el ultrafiltrado producido. El fluido (por ejemplo, el ultrafiltrado) y la sangre (o el fluido que contiene leucocitos) pueden fluir en la misma dirección o en direcciones opuestas.

En esta y otras realizaciones, la configuración del flujo sanguíneo a través del cartucho de DCS es opuesta a la configuración del flujo sanguíneo a través de un cartucho de hemofiltración típico. Es decir, la sangre fluye por el interior de las fibras huecas del cartucho de hemofiltración en su uso previsto, frente a la que fluye alrededor del exterior de las fibras huecas del cartucho de DCS. Esta configuración no convencional del flujo sanguíneo a través del cartucho de DCS permite una fuerza de cizalla menor dentro del EEC en la superficie exterior de la fibra hueca con respecto a la fuerza de cizalla mayor dentro del lumen de las fibras huecas de un hemofiltro, facilitando de este modo el secuestro de leucocitos en el EEC del DCS. Por el contrario, el flujo de sangre a través del interior de las fibras huecas del hemofiltro impide el secuestro de leucocitos debido a la fuerza de cizalla elevada creada por la sangre que fluye a través de los lúmenes de diámetro pequeño de las fibras huecas. Por ejemplo, el paso de sangre en el interior de una fibra hueca de un hemofiltro puede crear una fuerza de cizalla de 1,5 x 107 dinas/cm2 mientras que el flujo sanguíneo a través del EEC de determinadas realizaciones de un DCS crea una fuerza de cizalla de 10 dinas/cm2, es decir, aproximadamente 106 menos fuerza de cizalla. A modo de comparación, la fuerza de cizalla en una pared arterial típica es de 6 a 40 dinas/cm2 y la fuerza de cizalla en una pared venosa típica es de 1 -5 dinas/cm2. Por lo tanto, una pared capilar tiene una tensión de cizalla de menos de 5 dinas/cm2.

En consecuencia, el uso del cartucho de DCS usa una fuerza de cizalla suficientemente baja en una superficie en una región de un paso configurado para secuestrar leucocitos para poder asociar los leucocitos a esa superficie y secuestrar los leucocitos, tales como los leucocitos activados en la región. Por ejemplo, en algunas realizaciones una fuerza de cizalla de menos de 1000 dinas/cm2, o menos de 500 dinas/cm2, o menos de 100 dinas/cm2, o menos de 80 dinas/cm2, o menos de 60 dinas/cm2, o menos de 40 dinas/cm2, o menos de 20 dinas/cm2, o menos de 10 dinas/cm2, o menos de 5 dinas/cm2, es útil en una superficie de la región de paso configurada para secuestrar leucocitos. Debe entenderse que estas fuerzas de cizalla pueden ser útiles en cualquiera de las realizaciones de DCS descritas en el presente documento. En determinadas realizaciones, teniendo dos dispositivos, tales como un hemofiltro y un DCS, la diferencia de fuerza de cizalla entre la sangre que fluye en el hemofiltro y la sangre que fluye en el DCS puede ser de al menos 1000 dinas/cm2.

En estas y otras realizaciones, siempre que se siga la configuración de flujo no convencional (es decir, la sangre fluye fuera de las fibras huecas, en lugar de dentro de las fibras huecas) para producir la fuerza de cizalla requerida, el DCS puede estar compuesto por uno convencional (por ejemplo, el modelo F-80A, Fresenius Medical Care North America, Waltham, MA, EE.UU.), que está autorizado por la f Da para su uso en hemodiálisis aguda y crónica. De forma similar, el circuito de perfusión extracorpórea de esta o cualquier otra realización puede usar un tubo de sangre arteriovenosa para diálisis convencional. Los cartuchos y los tubos de sangre pueden colocarse en cualquier sistema de bomba de suministro de dializado (por ejemplo, Fresenius 2008H) que se use actualmente para la diálisis crónica.

En un sistema de ejemplo, el sistema incluye un tubo que sale de un sujeto (una línea de sangre) con una bolsa de una solución de citrato infundida en el tubo por un infusor. Un primer cartucho de hemofiltro F-40 (Fresenius Medical Care North America, Waltham, MA, EE.UU.) se conecta con la línea de sangre en un punto posterior a la entrada del citrato en la línea de sangre. La sangre en la línea de sangre después fluye a través del interior de las fibras huecas (el EIC) dentro del cartucho, de un puerto de entrada terminal a un puerto de salida terminal, y el dializado fluye fuera de estas fibras huecas y dentro del cartucho (el EEC) de un puerto lateral a un segundo puerto lateral a contracorriente con respecto al flujo sanguíneo. Se recoge una mezcla de dializado/ultrafiltrado que sale del segundo puerto lateral. Prácticamente ninguna célula sanguínea, plaqueta o plasma cruza del EIC al EEC y prácticamente ningún leucocito se adhiere al interior de las fibras huecas. Las fibras huecas se disponen en paralelo entre sí en un haz y cada fibra tiene un diámetro de aproximadamente 240 micrómetros. Además, los poros de las fibras huecas son lo suficientemente pequeños como para impedir el paso de la albúmina, una molécula de aproximadamente 30 Angstrom, a través de las fibras, y los poros son generalmente de este tamaño en toda la fibra. Después, la sangre filtrada continúa del puerto de salida terminal, a través de un tubo, a la entrada del puerto de entrada lateral de un cartucho a base de F-80A (Fresenius Medical Care North America, Waltham, MA, EE.UU.), que funciona como un cartucho de DCS. La sangre fluye a través del EEC del cartucho a base de F-80A y sale del cartucho por un puerto de salida lateral. Cualquier ultrafiltrado que se produce en el cartucho a base de F-80A entra en el EIC y sale a través de un puerto terminal. El otro puerto terminal del cartucho está tapado. Prácticamente ninguna célula sanguínea, plaqueta o plasma cruza del EEC al EIC y los leucocitos se adhieren al exterior de las fibras huecas durante cierto período de tiempo. La sangre que sale del cartucho F-80A entra en un tubo en el que se infunde una solución de calcio en la sangre usando un infusor. Por último, el tubo devuelve la sangre procesada al sujeto. En determinadas realizaciones, el caudal sanguíneo en el sistema no supera los 500 ml/minuto y la sangre no desplaza el aire en el sistema en ningún punto. Adicionalmente, las tasas de bombeo e infusión pueden cambiarse manualmente en vista de las lecturas a pie de cama de electrolitos y del recuento de glóbulos blancos. Un dispositivo de control manual i-STAT® produce estas lecturas a partir de una pequeña cantidad de sangre extraída del sujeto.

Se contempla que el riesgo de usar un sistema de este tipo es similar al riesgo asociado al tratamiento de hemodiálisis e incluye, por ejemplo, la coagulación del circuito de perfusión, la entrada de aire en el circuito, el acodamiento o la desconexión del catéter o el tubo de sangre y la desregulación de la temperatura. Sin embargo, se han diseñado aparatos de diálisis y equipos de perfusión de sangre de diálisis asociados para identificar estos problemas durante el tratamiento con sistemas de alarma y para mitigar cualquier coágulo o embolia pulmonar al sujeto con filtros de coágulos y trampas de burbujas de aire. La FDA ha autorizado estos sistemas de bombeo y conjuntos de tubos de sangre para esta indicación de tratamiento.

Como se ha mencionado anteriormente, la infusión de un agente de inhibición leucocitaria, por ejemplo, el citrato, puede ser local en el DCS, regional o en todo el sistema. En esta o cualquier realización, el citrato también puede usarse como agente anticoagulante, en cuyo caso sería útil la perfusión en todo el sistema. La experiencia clínica sugiere que si se produce coagulación en un sistema de hemofiltración, se inicia en el primer cartucho de diálisis. Los protocolos de anticoagulación, tales como la heparina sistémica o el citrato regional, están establecidos actualmente y se usan de forma rutinaria en la hemodiálisis clínica.

2. C. Dispositivo inhibidor de la citaféresis selectiva como parte de un sistema de derivación cardiopulmonar

Como se muestra en las Figuras 3A-3B, un cartucho de DCS puede usarse dentro de un circuito de derivación cardiopulmonar (DCP) para tratar y/o prevenir afecciones inflamatorias secundarias a cirugías (por ejemplo, cirugía de derivación). Las Figuras 3A y 3B muestran el cartucho de DCS de la Figura 1A en sistemas de DCP de ejemplo. La DCP se usa para desviar la sangre de los lados izquierdo y derecho del corazón y los pulmones. Esto se consigue drenando la sangre del lado derecho del corazón y perfundiendo la circulación arterial. Sin embargo, puesto que las colaterales sistémico-pulmonares, las colaterales sistémico-sistémicas y la hemorragia del sitio quirúrgico devuelven la sangre al lado izquierdo del corazón, se requieren mecanismos especiales de drenaje del lado izquierdo del corazón durante la DCP. Opcionalmente, la cardioplegia puede suministrarse a través de un mecanismo especial de bomba y tubos. Un sistema de DCP convencional tiene varias características que pueden clasificarse ampliamente en tres subsistemas. El primer subsistema es un subsistema de oxigenación-ventilación que suministra oxígeno y retira el dióxido de carbono de la sangre. El segundo subsistema es un sistema de control de la temperatura. El tercer subsistema incluye monitores en línea y dispositivos de seguridad.

Como se muestra en la realización de la Figura 3A , la sangre avanza a través de una cánula venosa 300 de un sujeto a una línea de sangre 310. La sangre fluye a través de la línea de sangre 310, que pasa por una unión de recirculación 320, que se conecta a una línea 330 de flujo de salida de DCS. La línea 330 de flujo de salida de DCS contiene sangre tratada mediante el dispositivo DCS 100. La sangre de la línea de sangre 310 se mezcla con la sangre tratada con DCS y continúa hacia un depósito venoso 350 y hacia un oxigenador 360 donde la sangre se oxigena. Después, la sangre oxigenada fluye del oxigenador 360 a una unión 370 con una línea 380 de flujo de entrada del DCS. Aquí, una porción de la sangre en la línea de sangre 310 se desvía al DCS 100 a través de la línea 380 de flujo de entrada del DCS para su tratamiento mediante el cartucho de DCS 100. El flujo de sangre a través de la línea 380 de flujo de entrada del DCS se controla mediante una bomba 382. El cartucho de DCS 100 se diseña para secuestrar células selectas asociadas a la inflamación, por ejemplo, leucocitos o plaquetas. La sangre que contiene leucocitos entra en la entrada 114 y se desplaza hacia el EEC 112 (véase en la Figura 1A) que rodea las fibras huecas. Los leucocitos se secuestran en el dispositivo, por ejemplo, sobre la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido 120 (véase en la Figura 1A) (es decir, la superficie exterior de las fibras huecas). Los caudales en la bomba 382 pueden elegirse en los intervalos descritos en el presente documento de manera que haya una fuerza de cizalla baja (en los intervalos descritos en el presente documento) en la superficie de las fibras huecas para permitir que los leucocitos se asocien a ellas. La sangre en el EEC 112 (véase en la Figura 1A) sale del DCS a través de la salida 118 y entra en la línea 330 de flujo salida del DCS. En la unión 370, una porción de la sangre de la línea de sangre 310 también continúa hacia un filtro arterial/trampa de burbujas 390, antes de ser devuelta al sujeto en una cánula arterial 395.

Aunque no es necesario añadir agentes a la sangre, en una realización, una alimentación de citrato 335 y una bomba de citrato 336 añaden citrato a la sangre en la línea 380 de flujo de entrada del DCS y una alimentación de calcio 345 y una bomba de calcio 346 añaden calcio a la sangre en la línea 330 de flujo salida del DCS. Se añade citrato (u otro agente inhibidor leucocitario descrito en el presente documento) a la sangre que fluye hacia el cartucho de DCS 100 desde la alimentación de citrato 335 para inhibir y/o desactivar células, tales como leucocitos, asociadas a inflamación. Puede añadirse calcio de nuevo a la sangre para preparar la sangre para su reentrada en el sujeto.

El circuito que se muestra en la Figura 3B es diferente del circuito de la Figura 3A en que no recircula sangre dentro del circuito, por ejemplo, en una unión de recirculación 320 (véase, la Figura 3A). Más bien, como se muestra en la Figura 3B , la sangre avanza a través de la cánula venosa 300 desde un sujeto hacia la línea de sangre 310, donde la sangre fluye directamente al depósito venoso 350 y a un oxigenador 360 donde la sangre se oxigena. Después, la sangre oxigenada fluye del oxigenador 360 a la unión 370 con la línea 380 de flujo de entrada del DCS. Aquí, una porción de la sangre en la línea de sangre 310 se desvía al cartucho de DCS 100 a través de la línea 380 de flujo de entrada del DCS para el secuestro de leucocitos mediante el cartucho de DCS 100, como se ha descrito anteriormente para la Figura 3A . La sangre que sale del cartucho de DCS 100 entra en la línea 330 de flujo de salida del DCS y se mezcla con sangre oxigenada en la unión 386. Después de que la sangre del cartucho de DCS se mezcle con la sangre de la línea de sangre 310, ésta continúa en la línea de sangre 310 al filtro arterial/trampa de burbujas 390, antes de ser devuelta al sujeto en la cánula arterial 395.

Una alimentación de citrato 335 y una bomba de citrato 336 para añadir citrato a la sangre en la línea 380 de flujo de entrada del DCS y una alimentación de calcio 345 y una bomba de calcio 346 para añadir calcio a la sangre en la línea 330 de flujo salida del DCS. Como se describe para la Figura 3A , se añade citrato o cualquier otro agente inhibidor leucocitario a la sangre desde la alimentación de citrato 335 para inhibir y/o desactivar células, tales como leucocitos,asociadas a inflamación. Puede añadirse calcio de nuevo a la sangre para preparar la sangre para su reentrada en el sujeto.

2.D. Características adicionales de los dispositivos inhibidores de la citaféresis selectivos

En algunas realizaciones, los cartuchos de DCS se configuran para tratar y/o prevenir un determinado trastorno. Sin embargo, se entiende que puede usarse una serie de configuraciones diferentes para tratar y/o prevenir un trastorno particular.

Además, el cartucho de DCS puede orientarse horizontal o verticalmente y puede colocarse en un entorno de temperatura controlada. La temperatura de un cartucho de DCS que contiene células se mantiene preferentemente a aproximadamente 37 °C a aproximadamente 38 °C durante todo el funcionamiento del DCS para garantizar el funcionamiento óptimo de las células en el cartucho de DCS. Por ejemplo, pero sin limitación, puede usarse una manta de calentamiento para mantener el cartucho de DCS a la temperatura adecuada. Si se utilizan otros dispositivos en el sistema, pueden ser necesarias temperaturas diferentes para un rendimiento óptimo.

En algunas realizaciones, los cartuchos de DCS y/o los circuitos de fluido que incorporan los cartuchos de DCS se controlan mediante un procesador (por ejemplo, un software informático). En dichas realizaciones, un dispositivo puede configurarse para detectar cambios en los niveles de leucocitos activados en un sujeto y proporcionar dicha información al procesador (por ejemplo, información relativa a los niveles de leucocitos y/o al riesgo aumentado de desarrollar un trastorno inflamatorio). En algunas realizaciones, cuando se alcanza un determinado nivel de leucocitos activados o se considera que un sujeto tiene un determinado riesgo de desarrollar un trastorno inflamatorio (por ejemplo, SRIS), la sangre del sujeto se procesa a través de un DCS con el fin de reducir la posibilidad de desarrollar un trastorno inflamatorio. En algunas realizaciones, el circuito de fluido puede procesar automáticamente la sangre del sujeto a través del DCS en respuesta a estas mediciones. En otras realizaciones, un profesional de la salud es alertado del nivel elevado de leucocitos o del riesgo aumentado en el sujeto, y el profesional inicia el tratamiento.

Se contempla que los cartuchos de la presente invención puedan incluir diversos kits o sistemas. Por ejemplo, los kits o sistemas pueden incluir los cartuchos de DCS de la presente invención, agentes inhibidores leucocitarios (por ejemplo, agentes quelantes de calcio, tales como citrato), células alográficas (por ejemplo, células del túbulo renal) u otras partes. Adicionalmente, los cartuchos de DCS pueden combinarse con diversos instrumentos quirúrgicos necesarios para implantar el dispositivo de filtración en un sujeto.

3. Inhibición y/o desactivación de células asociadas a la inflamación

Los cartuchos de DCS se configuran y los métodos descritos, cuando se realizan, inhiben la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o desactivan los leucocitos, tales como leucocitos activados, en la sangre de un sujeto, de manera que se previene y/o se disminuye una respuesta inflamatoria dentro del sujeto. Pueden usarse diversas técnicas. Por ejemplo, en algunas realizaciones, los cartuchos de DCS y los circuitos de fluido que incorporan uno o más de los cartuchos de DCS pueden inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o desactivar un leucocito mediante la exposición de los leucocitos (por ejemplo, leucocitos activados y/o cebados secuestrados) a agentes inhibidores leucocitarios. Un agente inhibidor leucocitario puede unirse, covalentemente o no covalentemente, a una superficie de contacto con el fluido del cartucho de DCS, por ejemplo, una fibra hueca. Adicionalmente o como alternativa, puede infundirse un agente inhibidor leucocitario en el cartucho de DCS o en un circuito que incorpore un cartucho de DCS antes, durante o después del secuestro de los leucocitos, por ejemplo, en o cerca de una superficie de membrana.

La presente invención no se limita a un tipo o clase particular de agente inhibidor leucocitario. Los agentes inhibidores leucocitarios incluyen, por ejemplo, agentes biológicos antiinflamatorios, moléculas pequeñas antiinflamatorias, fármacos antiinflamatorios, células antiinflamatorias y membranas antiinflamatorias. En algunas realizaciones, el agente inhibidor leucocitario es cualquier material o compuesto capaz de inhibir la actividad de los leucocitos activados, incluyendo, pero sin limitación, antiinflamatorios no esteroideos (AINE), anticitocinas, mesilato de imatinib, sorafenib, malato de sunitinib, antiquimiocinas, agentes inmunosupresores, inhibidores leucocitarios de serina, óxido nítrico, factor inhibidor de leucocitos polimorfonucleares, inhibidor de leucocitos secretores y agentes quelantes de calcio. Los ejemplos de agentes quelantes de calcio incluyen, pero sin limitación, citrato, hexametafosfato de sodio, ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), trietilentetramina, dietilentriamina, o-fenantrolina, ácido oxálico y similares. El agente inhibidor leucocitario puede ser cualquier proteína o péptido que se sepa que inhibe leucocitos o células inmunitarias, incluyendo, pero sin limitación, angiogenina, MARCKS, MANS, factor D del complemento, el disulfuro C39-C92 que contiene fragmento de angiogenina tríptica LHGGSPWPPC92QYRGLTSPC39K (SEQ ID NO: 1) y homólogos sintéticos de los mismos; el agente también puede ser aquellas proteínas, péptidos y homólogos publicados por Tschesche et al. (1994) J. BIOL. CHEM. 269 (48): 30274-80, Horl et al. (1990) PNAS USA 87: 6353 57, Takashi et al. (2006) AM. J. RESPIRAT. CELL AND MOLEC. BIOL. 34: 647-652 y Balke et al. (1995) FEBS LETTERS 371: 300-302, que puede facilitar la inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o desactivar un leucocito. Además, el agente inhibidor leucocitario puede ser cualquier ácido nucleico que se sepa que inhibe la liberación de una sustancia proinflamatoria del leucocito y/o desactiva el leucocito. El agente inhibidor leucocitario puede estar en solución o liofilizado.

Puede usarse cualquier cantidad o concentración de agente inhibidor leucocitario para inhibir la liberación de sustancias proinflamatorias de un leucocito y/o desactivar el leucocito. El agente inhibidor leucocitario puede introducirse en un paso, región de paso, dispositivo, región de dispositivo o región de sistema de un sistema mediante cualesquier métodos conocidos en la técnica. Por ejemplo, el agente inhibidor leucocitario puede infundirse en un puerto. La cantidad de agente inhibidor leucocitario infundida en un paso puede ser suficiente para inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o desactivar un leucocito secuestrado dentro del mismo paso o dentro de un paso adyacente. En algunas realizaciones, un agente inhibidor leucocitario, por ejemplo, el citrato, puede infundirse en el sistema, una región del sistema o uno o más dispositivos dentro del sistema, incluyendo dispositivos que realizan otras funciones y no secuestran leucocitos. Más particularmente, el agente inhibidor leucocitario (por ejemplo, el citrato) puede infundirse corriente arriba de, dentro o corriente abajo de un paso que secuestra leucocitos. Como alternativa, el agente inhibidor leucocitario puede estar contenido en uno o más pasos, regiones de pasos, dispositivos o regiones de sistema dentro de un sistema. Por ejemplo, un agente inhibidor leucocitario puede unirse a una superficie en el paso configurado para secuestrar leucocitos, o en otro paso, en una cantidad suficiente para inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de los leucocitos y/o desactivar los leucocitos.

La inhibición de la liberación de una sustancia proinflamatoria de un leucocito y/o la desactivación de un leucocito puede producirse temporalmente antes, durante y/o después del secuestro del leucocito. Además, el leucocito puede permanecer inhibido o desactivado durante un período de tiempo después del secuestro. En determinadas realizaciones, un leucocito puede inhibirse o desactivarse durante el período de tiempo que el leucocito se expone a una concentración objetivo de un agente inhibidor leucocitario o se expone a una concentración objetivo de Cai (normalmente de aproximadamente 0,20 mmol/l a aproximadamente 0,40 mmol/l) que es resultado de la exposición a un agente inhibidor leucocitario tal como el citrato. El período de tiempo que el leucocito se expone a la concentración objetivo de agente inhibidor leucocitario o a la concentración objetivo de Cai puede preceder, incluir y/o seguir al período de tiempo que el leucocito está secuestrado. En determinadas realizaciones, el leucocito puede inhibirse o desactivarse o continuar inhibiéndose o desactivándose durante un período de tiempo después de la exposición al agente inhibidor leucocitario.

El tiempo de exposición al agente inhibidor leucocitario puede variar dependiendo del agente utilizado, del grado de activación leucocitaria, del grado de producción de sustancias proinflamatorias y/o del grado en que la afección inflamatoria haya comprometido la salud del paciente. La exposición puede ser, por ejemplo, de 1 a 59 segundos, de 1 a 59 minutos, de 1 a 24 horas, de 1 a 7 días, una o más semanas, uno o más meses, o un año o más. El agente inhibidor leucocitario puede aplicarse al sistema antes o durante el funcionamiento del sistema. En determinadas realizaciones, el agente inhibidor leucocitario se aplica durante el funcionamiento del sistema y se controla la cantidad de agente inhibidor leucocitario aplicada al sistema.

En algunas realizaciones, un agente inhibidor leucocitario puede titularse en el sistema (por ejemplo, en un puerto 206 como se muestra en las Figuras 2A-2D o desde una alimentación 335 y bomba 336 como se muestra en las Figuras 3A y 3B). La titulación puede ajustarse con respecto a una característica sanguínea controlada. Por ejemplo, el citrato puede titularse en el sistema para mantener el Cai en la sangre a un determinado nivel, por ejemplo, a una concentración de Cai de aproximadamente 0,2 a aproximadamente 0,4 mmol/l. Puede usarse cualquier tipo de citrato que sea biológicamente compatible, por ejemplo, citrato trisódico al 0,67 % o citrato trisódico al 0,5 %. Véase, por ejemplo, Tolwani etal. (2006) CLIN. J. AM. SOC. NEPHROL. 1: 79-87. En algunas realizaciones, puede añadirse una segunda solución al sistema después de la inhibición de la liberación de sustancias proinflamatorias de un leucocito y/o la desactivación del leucocito (por ejemplo, en el puerto 258 como se muestra en las Figuras 2A-2D, o desde una alimentación 335 y una bomba 336 como se muestra en las Figuras 3A y 3B), para reajustar la sangre para su reentrada en el sujeto. Por ejemplo, en las realizaciones en las que se usa un agente quelante de calcio como agente inhibidor leucocitario, puede añadirse calcio de nuevo a la sangre antes de la reentrada en el sujeto.

En una realización, una bolsa de 1000 ml que contiene una solución de citrato, por ejemplo, ACD-A (Baxter Fenwal, Chicago IL; contenido por 100 ml: 2,45 g de dextrosa, 2,2 g de citrato de sodio, 730 mg de ácido cítrico, pH 4,5-5,5 a 25 °C) puede unirse a una bomba de infusión y después unirse a una línea arterial (flujo de salida del sujeto a los dispositivos) del sistema (por ejemplo, en el puerto 206; el flujo de salida de un sujeto en una situación de DCP se denomina línea venosa, y la infusión se produce, por ejemplo, desde la alimentación 335 y la bomba 336). Puede emplearse una válvula de presión negativa para facilitar la función de la bomba de citrato (infusión en un área de presión negativa próxima a la bomba de sangre). La tasa inicial de infusión de citrato puede ser constante, por ejemplo, aproximadamente 1,5 veces, en ml/hora, el caudal sanguíneo, en ml/minuto (por ejemplo, si el caudal sanguíneo es de aproximadamente 200 ml/minuto, entonces la tasa inicial constante de infusión de citrato puede ser de aproximadamente 300 ml/hora). Además, puede añadirse una infusión de cloruro de calcio a una concentración de aproximadamente 20 mg/ml cerca del puerto venoso del sistema (por ejemplo, el puerto 258 de las Figuras 2A-2D); la ubicación análoga en la situación de DCP se muestra como alimentación 335 y bomba 336 en las Figuras 3A y 3B). La infusión inicial de calcio puede fijarse en un 10 % de la tasa de infusión de citrato (por ejemplo, 30 ml/hora). El Cai puede controlarse de forma continua o en diversos momentos, por ejemplo, cada dos horas durante las primeras ocho horas, después cada cuatro horas durante las siguientes dieciséis horas y después cada seis u ocho horas. El control puede aumentarse según sea necesario y puede controlarse en más de una ubicación del sistema, por ejemplo, después de la infusión de citrato y después de la infusión de calcio.

En la Tabla 3 y en la Tabla 4 se muestran protocolos de ejemplo de titulación de citrato y cloruro de calcio, respectivamente. En esta realización, el intervalo de Cai objetivo en el DCS es de aproximadamente 0,20 mmol/l a aproximadamente 0,40 mmol/l y la concentración objetivo de Cai se consigue mediante infusión de citrato (por ejemplo, solución de citrato ACD-A). Dado que se trata de un proceso dinámico, puede ser necesario modificar la tasa de infusión de citrato para conseguir el intervalo de Cai objetivo en el DCS. El protocolo para hacerlo se muestra a continuación, produciéndose la infusión en los puntos de infusión descritos anteriormente.

TABLA 3

TABLA 4

Debe entenderse que las técnicas de desactivación descritas en el presente documento también pueden aplicarse a las plaquetas. En determinadas realizaciones, los agentes utilizados para desactivar una plaqueta y/o inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de una plaqueta incluyen, pero sin limitación, agentes que inhiben la trombina, antitrombina III, meglatrán, herudina, Proteína C e Inhibidor de la Vía del Factor Tisular. Además, algunos agentes inhibidores leucocitarios pueden actuar como agentes inhibidores plaquetarios. Por ejemplo, los agentes quelantes de calcio, tales como citrato, hexametafosfato de sodio, ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), trietilentetramina, dietilentriamina, o-fenantrolina y ácido oxálico pueden desactivar una plaqueta y/o inhibir la liberación de una sustancia proinflamatoria de una plaqueta.

4. Indicaciones

Los cartuchos de DCS, los circuitos que incorporan los cartuchos de DCS y los métodos descritos pueden usarse para tratar y/o prevenir una serie de enfermedades asociadas a la inflamación. Como se usa en el presente documento, la expresión "afección inflamatoria" incluye cualquier enfermedad inflamatoria, cualquier trastorno inflamatorio y/o cualquier trastorno de activación leucocitaria en donde se activan las células inmunitarias del organismo. Una afección de este tipo puede caracterizarse por (i) una respuesta inflamatoria persistente con secuelas patológicas y/o (ii) la infiltración de leucocitos, por ejemplo, células mononucleares y neutrófilos, conduciendo a la destrucción tisular. Las afecciones inflamatorias incluyen enfermedades inflamatorias primarias que surgen dentro de un sujeto y/o trastornos inflamatorios secundarios que surgen como respuesta a un procedimiento médico. Los sistemas, dispositivos y métodos de la presente invención pueden tratar cualquier afección inflamatoria para cualquier sujeto. Como se usa en el presente documento, el término "sujeto" se refiere a cualquier animal (por ejemplo, un mamífero), incluyendo, pero sin limitación, un ser humano (por ejemplo, un paciente), mamíferos no humanos, por ejemplo, primates no humanos y otros animales de experimentación, animales de granja, animales de compañía y similares, que ha de ser el destinatario de un ensayo de diagnóstico o tratamiento particular.

Los leucocitos, por ejemplo, los neutrófilos, contribuyen en gran medida a la patogenia y la progresión de muchas afecciones inflamatorias clínicas, incluyendo el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS), la septicemia, la lesión por isquemia/reperfusión y el síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA). Existen varios tipos diferentes y diversos de leucocitos; sin embargo, todos ellos se producen y derivan de una célula pluripotente de la médula ósea conocida como célula madre hematopoyética.

Los leucocitos, también denominados glóbulos blancos, se encuentran en todo el cuerpo, incluso en la sangre y el sistema linfático. Existen varios tipos de leucocitos, incluyendo los granulocitos y los agranulocitos. Los granulocitos son leucocitos caracterizados por la presencia de gránulos que se tiñen de forma diferente en su citoplasma cuando se observan al microscopio óptico. Estos gránulos contienen enzimas unidas a la membrana, que actúan principalmente en la digestión de partículas endocitadas. Existen tres tipos de granulocitos: neutrófilos, basófilos y eosinófilos, que se denominan de acuerdo con sus propiedades de tinción. Los agranulocitos son leucocitos caracterizados por la ausencia de gránulos en su citoplasma e incluyen linfocitos, monocitos y macrófagos.

Las plaquetas, o trombocitos, también contribuyen a las afecciones inflamatorias, así como a la homeostasis. Tras la activación, las plaquetas se agregan para formar tapones plaquetarios y secretan citocinas y quimiocinas para atraer y activar leucocitos. Las plaquetas se encuentran en toda la circulación del cuerpo y derivan de los megacariocitos.

Las moléculas que son las principales responsables del inicio de la adhesión de los leucocitos y las plaquetas al endotelio son la P-selectina y el factor de von Willebrand, respectivamente. Estas moléculas se encuentran en los mismos gránulos, conocidos como cuerpos de Weibel-Palade, en las células endoteliales. Tras la activación de las células endoteliales, los cuerpos de Weibel-Palade migran a la membrana celular para exponer la P-selectina y el factor de von Willebrand soluble en la superficie de la célula endotelial. Esto, a su vez, induce una cascada de actividad y agregación de leucocitos y plaquetas.

En consecuencia, los sistemas y dispositivos de la presente invención pueden tratar y/o prevenir cualquier afección inflamatoria, incluyendo enfermedades inflamatorias primarias que surjan dentro de un sujeto y/o trastornos inflamatorios secundarios que surjan como respuesta a un procedimiento médico (por ejemplo, diálisis o derivación cardiopulmonar). Los ejemplos de afecciones inflamatorias aplicables, incluyendo las enfermedades y/o los trastornos inflamatorios, incluyen, pero sin limitación, síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS), poliarteritis, granulomatosis de Wegener, vasculitis autoinmunitaria, vasculitis por anticuerpos anticitoplasmáticos de neutrófilos (AACN), oxigenación extracorpórea de la membrana (OECM), síndrome de derivación cardiopulmonar, síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA), lesión pulmonar aguda (LPA), enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC), septicemia, artritis reumatoide, lupus eritematoso sistémico, enfermedad inflamatoria intestinal, esclerosis múltiple (EM), psoriasis, rechazo de aloinjertos, asma, insuficiencia renal aguda, insuficiencia renal crónica (IRC), enfermedad renal terminal (ERT), síndrome cardiorrenal (SCR), insuficiencia cardíaca crónica (ICC), ictus, infarto de miocardio (IM), síndrome hepatorrenal, cirrosis hepática, diabetes mellitus (diabetes de tipo 2) y fallo orgánico agudo por lesión isquémica por reperfusión en el miocardio, el sistema nervioso central, el hígado, el riñón o el páncreas.

Los ejemplos de afecciones inflamatorias incluyen, pero sin limitación, rechazo de trasplantes (tales como el trasplante de órganos, el trasplante agudo, el xenotrasplante) o de heteroinjertos u homoinjertos (tales como los empleados en el tratamiento de quemaduras); lesiones isquémicas o por reperfusión tales como las lesiones isquémicas o por reperfusión sufridas durante la recogida o el trasplante de órganos, el infarto de miocardio o el ictus; inducción de la tolerancia al trasplante; artritis (tal como la artritis reumatoide, la artritis psoriásica o la osteoartritis); enfermedades respiratorias y pulmonares, tales como la enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC), el enfisema y la bronquitis; colitis ulcerosa y enfermedad de Crohn; enfermedad de injerto contra hospedador; enfermedades de hipersensibilidad mediada por linfocitos T, incluyendo la hipersensibilidad de contacto, la hipersensibilidad de tipo retardado y la enteropatía sensible al gluten (enfermedad celíaca); dermatitis de contacto (incluyendo la debida a la hiedra venenosa); tiroiditis de Hashimoto; síndrome de Sjogren; hipertiroidismo autoinmunitario, tal como la enfermedad de Graves; enfermedad de Addison (enfermedad autoinmunitaria de las glándulas suprarrenales); enfermedad poliglandular autoinmunitaria (también conocida como síndrome poliglandular autoinmunitario); alopecia autoinmunitaria; anemia perniciosa; vitíligo; insuficiencia hipofisaria autoinmunitaria; síndrome de Guillain-Barre; otras enfermedades autoinmunitarias; glomerulonefritis; enfermedad del suero; urticaria; enfermedades alérgicas tales como alergias respiratorias (fiebre del heno, rinitis alérgica) o alergias cutáneas; esclerodermia; micosis fungoide; respuestas inflamatorias y respiratorias agudas (tales como el síndrome de dificultad respiratoria aguda y la lesión por isquemia/reperfusión); dermatomiositis; alopecia areata; dermatitis actínica crónica; eccema; enfermedad de Behcet; pustulosis palmoplantar; pioderma gangrenoso; síndrome de Sezary; dermatitis atópica; esclerosis sistémica; morfea; traumatismos, tales como los producidos por armas de fuego, armas blancas, accidentes de tráfico, caídas o combates; y terapia celular, tal como el reemplazo celular autólogo, alogénico o xenogénico. Se describen afecciones inflamatorias adicionales en otra parte del presente documento o se conocen de otro modo en la técnica.

Los sistemas y dispositivos de la presente invención también pueden usarse para respaldar el desarrollo y el uso de tejidos y órganos ex vivo. Por ejemplo, la presente invención puede usarse para respaldar procedimientos de recogida de órganos para trasplantes, aplicaciones de ingeniería de tejidos, generación ex vivo de órganos y la fabricación y el uso de sistemas bio-micro electromecánicos (MEM).

A la luz de la descripción anterior, los ejemplos específicos no limitantes que se presentan a continuación tienen fines ilustrativos y no pretenden limitar el alcance de la invención de ninguna manera.

EJEMPLOS

Ejemplo 1. Tratamiento de la inflamación asociada a la septicemia aguda en un modelo animal

Los leucocitos activados, especialmente los neutrófilos, contribuyen en gran medida a la patogenia y la progresión de la septicemia, así como de otros trastornos inflamatorios clínicos. Este ejemplo describe experimentos in vivo que evalúan el efecto de diferentes cartuchos de DCS sobre el secuestro y la desactivación de leucocitos. Los resultados demuestran que la elección de un cartucho de DCS particular puede tener un intenso efecto sobre la patogenia y la progresión de la septicemia en un modelo animal de gran tamaño. En particular, los resultados demuestran que un cartucho de DCS que tiene un área de secuestro mayor es más eficaz que un cartucho de DCS que tiene un área de secuestro menor para aliviar las complicaciones asociadas a la septicemia y para prolongar la supervivencia.

(I) Métodos y materiales

A - Modelo animal

La eficacia del cartucho de DCS en el tratamiento de la inflamación se evaluó en un modelo porcino bien establecido de choque septicémico agudo. (Véase, por ejemplo, Humes et al. (2003) CRIT. CARE MED. 31: 2421 -2428).

Se utilizaron cerdos que pesaban 30-35 kg. Después de la administración de la anestesia y la intubación, los cerdos se sometieron a la colocación de un catéter arterial y un catéter de termodilución de Swan-Ganz (que estaban conectados a transductores) para controlar la presión sanguínea arterial, el gasto cardíaco y las presiones venosas centrales. Se colocó una sonda de flujo ultrasónica en una arteria renal para la evaluación continua del flujo sanguíneo renal (FSR).

Para inducir un choque septicémico, los cerdos recibieron 30 x 1010 bacterias/kg de peso corporal de E. coli en sus cavidades peritoneales. Para reproducir mejor la situación clínica humana, se administró el antibiótico Ceftriaxona (100 mg/kg) 15 minutos después de la infusión de bacterias. Durante la primera hora después de la infusión de bacterias, todos los animales fueron reanimados con 80 ml/kg de cristaloide y 80 ml/kg de coloide. Todos los grupos de tratamiento recibieron protocolos de reanimación de volumen idéntico. Ningún animal recibió agentes vasopresores o inotrópicos.

B - Circuito extracorpóreo que contiene el cartucho de DCS

Inmediatamente después de la administración de bacterias, los animales se conectaron a un circuito extracorpóreo que contenía un hemofiltro convencional de terapia de reemplazo renal continua (TRRC) y un dispositivo DCS, como se representa en la Figura 4. El hemofiltro era un cartucho de hemofiltración Fresenius F-40 (Fresenius AG). El cartucho de DCS (CytoPherx, Inc.) se conectó al puerto de sangre del hemofiltro a través de su puerto lateral usando un conector especial de la línea de sangre. Se sometieron a ensayo dos tipos de cartuchos de DCS. El primer tipo de cartucho de DCS (basado en un cartucho de hemofiltración Fresenius F-40) tenía un área de superficie de membrana de 1,0 m2 dirigida hacia al espacio extracapilar, que tenía un volumen de llenado del EEC de 130 ml. El segundo tipo de cartucho de DCS (basado en un cartucho de hemofiltración Fresenius F-80A) tenía un área de superficie de membrana de 2,5 m2 dirigida hacia al espacio extracapilar, que tenía un volumen de llenado del EEC de 250 ml. Los cartuchos de DCS F-40 y F-80A contenían cada uno fibras huecas de polisulfona con un diámetro interno de 200 qm y un grosor de pared de 40 qm. El descenso de presión a través del DCS fue de 70-75 mmHg. Para estos experimentos se utilizó el sistema de bomba de diálisis Gambro AK-10 o Fresenius 2008H. El flujo sanguíneo extracorpóreo se reguló a 100-150 ml/min.

Una solución equilibrada de reemplazo de electrolitos (Na 150 mEq/l, Cl 115 mEq/l, HCO³38 mEq/l, Ca 2,5 mEq/l y Mg 1,6 mEq/l en Dextrosa al 5 %) se infundió en la línea de sangre en una base de reemplazo de volumen 1:1 para el ultrafiltrado neto que saldría del circuito. Además, se empleó reanimación de volumen continuo con solución salina normal a 150 ml/h para mantener la presión arterial media y el gasto cardíaco en los animales tratados.

Como control, un grupo de animales (n=3) se sometió a perfusión sanguínea extracorpórea en un circuito que contenía el hemofiltro solo pero sin el dispositivo DCS. Estos animales también recibieron una infusión de citrato regional y se les denominó grupo de citrato convencional (Citrato-con). Un segundo grupo de animales se trató de forma similar al grupo DCS con citrato pero sin infusión bacteriana. Estos animales se denominaron grupo de control no septicémico (control-NS).

C - Proceso de anticoagulación

El proceso de anticoagulación fue una variable crítica en esta serie de experimentos. Un grupo de animales, denominado grupo de DCS-heparina (DCS-H, n = 12), recibió heparinización sistémica para mantener la permeabilidad del circuito extracorpóreo con tiempos de coagulación activados (TCA) objetivo de 200-300 s y se trató con un cartucho de DCS basado en el cartucho Fresenius F-40 con un área de superficie de membrana de 1,0 m2 dirigido hacia el espacio extracapilar. Un segundo grupo de animales denominado grupo de DCS-citrato, F-40 (DCS-C, F-40; n = 13) se trató con cartuchos de DCS basados en el Fresenius F-40, cartucho con un área de superficie de membrana de 1,0 m2 dirigido hacia el espacio extracapilar que recibió anticoagulación con citrato regional (Pinnick, R.V. et al., (1983) N. ENGL. J. MED., 308 (5): 258-261; Lohr, J.W. et al., (1989) AM. J. KIDNEY Dis., 13 (2): 104-107; Tobe, S.W. et al. (2003) J. CRIT. CARE, 18 (2): 121-129). Además, un tercer grupo de animales también recibió anticoagulación con citrato regional y se trató con cartuchos de DCS basados en el Fresenius F-80A, con un área de superficie de membrana de 2,5 m2 dirigido hacia el espacio extracapilar (DCS-C, 2,5; n=3). La coagulación con citrato regional se consiguió mediante infusión de prehemofiltro de citrato y dextrosa-A (ACD-A, Baxter) a una tasa de citrato 2,5-5,0 mM por 1000 ml de sangre entera. Esto redujo esencialmente la concentración de iCa en el circuito a 0,2-0,5 mmol/l. Se infundió cloruro de calcio en el retorno venoso del circuito para mantener los valores sistémicos de iCa de 1,1 1,3 mmol/l. Los niveles de iCa se controlaron usando un lector iSTAT (Abbott Labs).

D - Recuentos sanguíneos completos, químicas séricas y parámetros de inflamación sistémicos

Los recuentos sanguíneos completos y la química sérica se midieron con un analizador automático Hemavet (Drew Scientific) y un analizador automático VET Test (IDEXX), respectivamente. Se midió la actividad de la mieloperoxidasa sérica (MPO) usando un ensayo de o-dianisidina modificado que contenía hidrazida de ácido 4-aminobenzoico como inhibidor potente y específico de la MPO (Fietz S, et al., (2008) RES. VET. SCI., 84 (3): 347-353). Se midieron las concentraciones de citocinas, incluyendo IL-1 p, IL-6, IL-8, IL-10, TNF-a e IFN-y, con kits disponibles en el mercado de ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) de R&D Systems.

E - Evaluación de la activación leucocitaria

Se añadió anticuerpo anti-CD11 b porcino conjugado con FITC (SeroTec) a sangre periférica enfriada previamente. Se lisaron los glóbulos rojos y los leucocitos restantes se fijaron mediante la adición de una solución de lisado de FACS (Becton-Dickinson). Se recogieron las células mediante centrifugación y se resuspendieron para el análisis por citometría de flujo. La expresión de CD11 b se evaluó cuantitativamente como intensidad fluorescente media (IFM) con un citómetro de flujo Accuri.

Se aislaron células mononucleares de sangre periférica (CMSP) de la sangre venosa. Se aislaron células mononucleares usando la técnica convencional de gradiente Ficoll-Hypaque (Humes et al. (2003) CRIT. CARE MED.

31: 2421-2428). Después, estas células se incubaron durante 24 horas en placas de cultivo que contenían medio RPMI-1640 complementado con antibióticos en ausencia o en presencia de 1 pg/ml de lipopolisacárido (LPS). Los sobrenadantes se recogieron y se midieron las concentraciones de citocinas. Después se calculó la relación de concentraciones de citocinas estimuladas con respecto a no estimuladas en los sobrenadantes.

F - Histología pulmonar e inmunohistoquím ica

Se recogieron muestras de pulmón de cadáver de cerdos septicémicos tratados en condiciones de DCS-citrato o DCS-heparina. Se procesaron dos secciones aleatorias de cada uno de los 5 lóbulos de los pulmones para realizar criosecciones. Se cortaron muestras de pulmón congeladas con un grosor de 5 pm y se fijaron con paraformaldehído al 4 % en hielo durante 10 minutos. Los tejidos se tiñeron con hematoxilina y eosina para su examen al microscopio óptico o para la evaluación de CD11b; la adsorción inespecífica se minimizó incubando la sección en suero de cabra en PBS durante 1 hora.

Para la evaluación de la expresión de CD11 b, se incubaron secciones de pulmón con anticuerpo anti-CD11 b primario a las diluciones recomendadas durante 1 hora a temperatura ambiente. Después, a esto le siguió la incubación con un conjugado anti-IgG de ratón Alexafluor594 (dilución 1:200) a temperatura ambiente durante 30 minutos y los núcleos se tiñeron con tinción de contraste DAPI. Se usó el software ImageJ (Abramoff, M.D. (2004) Biophotonics International, 11 (7): 36-42) para cuantificar el porcentaje de áreas positivas para CD11b en imágenes aleatorias 10x tomadas con ajustes de captura fijos. La normalización del número de células se consiguió determinando el porcentaje de áreas positivas para DAPI en la misma imagen. Los resultados se expresaron como la relación entre el porcentaje de área positiva para CD11b y el porcentaje de área positiva para DAPI.

G - Elución celular de cartuchos de DCS

Antes de desconectar el circuito, la sangre se devolvió al cerdo mediante perfusión con fluido de reemplazo. Después, el espacio extracapilar (EEC) del DCS se lavó abundantemente de forma continua con fluido de reemplazo hasta que el fluido de perfusión estuvo libre de sangre visible. Después de drenar el fluido de reemplazo, el cartucho se fijó para el procesamiento histológico (Humes, H.D. et al., (2010) BLOOD PURIFICATION, 29: 183-190) o se intercambió con un tampón de estabilización que contenía un agente quelante de calcio. Las células adherentes se retiraron mecánicamente del eluyente del DCS para su análisis. Para garantizar que todas las células adherentes al dispositivo se eluyeran, se digirieron varios cartuchos después de la elución con un tampón de aislamiento de ADN (SDS y proteinasa K). El ADN extraído de esta manera, en promedio, fue inferior al 5 por ciento del ADN eluido del cartucho.

H - Análisis estadístico

Las comparaciones de grupos en múltiples puntos temporales utilizaron ANOVA con medidas repetidas. Por lo demás, las comparaciones entre grupos usaron el ensayo T de Student, para muestras relacionadas o no relacionadas, según sea adecuado. La significación estadística se definió como p < 0,05.

A - Observaciones de parámetros cardiovasculares

Se utilizó el modelo porcino de choque septicémico para evaluar la eficacia de los cartuchos de DCS que tenían diferentes áreas de superficie de membrana combinadas con heparina sistémica o anticoagulación con citrato regional. Específicamente, se trató un grupo de animales (DCS-H) con anticoagulación con heparina sistémica y con un cartucho de DCS basado en F-40 o DCS basado en F-80A. Un segundo grupo de animales se trató con anticoagulación con citrato regional y un cartucho de DCS basado en F-40 (DCS-C, F-40). Un tercer grupo de animales se trató con anticoagulación con citrato regional y un cartucho de DCS basado en F-80A (DCS-C, F-80A). Un cuarto grupo de animales recibió citrato sin un dispositivo DCS (citrato-con).

Como se indica en la Tabla 5 y en la Figura 5A , la administración intraperitoneal de bacterias indujo una disminución rápida e intensa de la presión arterial media (PAM) en los cuatro grupos de animales. Esta disminución fue progresiva y en última instancia mortal.

TABLA 5 - continuación

También se evaluaron los gastos cardíacos (GC). Como se representa en la Figura 5B , el GC fue significativamente superior (p < 0,02) en los grupos de DCS-C. Este aumento del GC no se debió a diferencias en las presiones de llenado del ventrículo izquierdo, puesto que las presiones de cuña capilar pulmonar fueron similares en los tres grupos. Por el contrario, el aumento del GC en los grupos de DCS-C se asoció a niveles menores de resistencia vascular sistémica (RVS; p < 0,03; Figura 5C) y de resistencia vascular pulmonar (RVP; p < 0,001; Figura 5D). En particular, el grupo de DCS-C, F-80A mostró sistemáticamente la mayor mejora en el gasto cardíaco y también tuvo una menor RVS, RVP y resistencia vascular renal (Figura 5E) en comparación con los otros grupos.

Como medida cuantitativa de la fuga capilar sistémica inducida por septicemia bacteriana, se evaluaron los cambios en el hematocrito (HCT). Como se muestra en la Figura 5F, el grupo de DCS-H tuvo una mayor tasa de aumento del HCT, lo que refleja tasas mayores de pérdida de volumen del compartimento intravascular. En comparación, los niveles de HCT se estabilizaron después de 6 horas en los grupos de DCS-C. En particular, el grupo de DCS-C, F-80A mostró la mayor protección frente a la fuga capilar sistémica activada por bacterias.

También se evaluaron los parámetros renales. Como se muestra en la Figura 6 , los grupos de DCS-C presentaron una función renal mucho mejor que el grupo de DCS-H, como se refleja en los niveles menores de NUS (p < 0,02) y de creatinina sérica (p = 0,007). El flujo sanguíneo renal (FSR) también estaba mucho mejor conservado en el grupo de DCS-C, F-80A en comparación con el grupo de DCS-H (p < 0,05). Además, el grupo de DCS-C, F-80A también presentó una mayor diuresis (p < 0,05).

Los parámetros cardiovasculares y renales mejorados observados en los grupos de DCS-C se tradujo en un tiempo de supervivencia más largo. Como se muestra en la Figura 7, los animales tratados con citrato sobrevivieron 8,8 ± 0,4 horas en comparación con las 6,4 ± 0,3 horas para los animales de DCS-H (p = 0,0002). En particular, el grupo de DCS-C, F-80A tuvo los tiempos de supervivencia más largos (11,5, 10 y 9,5 horas), como se muestra en la Figura 8.

Solo los animales tratados con una combinación del dispositivo DCS y citrato presentaron parámetros cardiovasculares y función de los órganos mejorados. El grupo de Citrato-con de animales tratados con un único cartucho de hemofiltro con anticoagulación con citrato pero sin el dispositivo DCS demostró parámetros cardiovasculares similares a los del grupo de DCS-H, con un tiempo de supervivencia promedio de 6,5 ± 0,5 horas. Por tanto, tanto el cartucho de DCS como el protocolo de anticoagulación con citrato fueron necesarios para proporcionar una ventaja de supervivencia. Además, se descubrió que el área de superficie para el secuestro podía tener un intenso efecto sobre el alivio de las complicaciones relacionadas con la septicemia y en la prolongación del tiempo de supervivencia después de la infección.

B - Observaciones sobre el secuestro y la activación de leucocitos

Para evaluar el secuestro de leucocitos activados a lo largo de las membranas del DCS, los cartuchos de DCS se procesaron para su evaluación histológica al concluir el estudio de septicemia porcina. Los hallazgos de la microscopía óptica representados en la Figura 9 mostraron claramente la unión y la agregación de leucocitos a lo largo de la superficie externa de las membranas del DCS. Para determinar la cantidad y el tipo de leucocitos adherentes, los dispositivos se procesaron y las células se eluyeron de la membrana al final del período de tratamiento. El número de glóbulos blancos (GB) eluidos de los cartuchos de DCS-H y DCS-C, F-40 fue de 6,44 ± 3,4 x 108 y 1,72 ± 1,20 x 108 células (Figura 10A) (p < 0,05), respectivamente, lo que indica que la anticoagulación con citrato redujo el número de leucocitos adherentes. Además, la distribución de las células eluidas fue del 79 ± 5 % de neutrófilos y del 21 ± 4 % de monocitos en el grupo de DCS-H en comparación con 55 ± 4 de neutrófilos y 30 ± 5 % de monocitos en el grupo de DCS-C, F-40 (Figura 10B). Sorprendentemente, un promedio de 1,88 ± 1,21 x 107 células se eluyeron de los cartuchos del grupo de DCS-C, F-80A (Figura 10A), que era aproximadamente diez veces inferior al número promedio de células eluidas del grupo de DCS-C, F-40. Por lo tanto, aunque el área de superficie de membrana del F-80A, sustancialmente mayor, podría haber conducido a una retención aumentada de leucocitos, la eficacia del cartucho de DCS en la desactivación de leucocitos aparentemente condujo a una reducción drástica de la retención de leucocitos al final del procedimiento. Se eluyó un promedio de 8 x 106 células de los cartuchos de animales de control no septicémicos (n = 2), lo que sugiere que la mayoría de las células que se secuestraron en los cartuchos de los grupos de DCS-H y DCS-C eran leucocitos activados. El grupo de DCS-C tuvo menos de 2 x 104 células eluidas de los lúmenes de los cartuchos con perfusión de sangre luminal.

Con el fin de determinar si el cartucho de DCS con anticoagulación con citrato puede influir en la actividad de los neutrófilos en la circulación sistémica, se evaluaron los biomarcadores de activación de neutrófilos. Los neutrófilos activados liberan diversas enzimas en respuesta a los microbios invasores o a las lesiones tisulares. Puesto que la enzima dominante liberada por los gránulos de los neutrófilos es la mieloperoxidasa (MPO) (Klebanoff, S.J., et al., (2005) LEUKOC. BIOL. 77 (5): 598-625), los niveles de MPO en sangre reflejan el nivel de activación de los neutrófilos. Como se muestra en la Figura 11A, los niveles de MPO en plasma de los grupos de DCS-C fueron significativamente menores en comparación con el grupo de DCS-H, lo que refleja un nivel menor de neutrófilos activados. Además, el grupo de DCS-C, F-80A mostró el nivel menor de MPO. La activación sistémica de neutrófilos circulantes también se evaluó midiendo la cantidad de expresión de CD11b en los neutrófilos circulantes. CD11b es una proteína de membrana implicada en la adherencia de los leucocitos al endotelio activado en el sitio de la inflamación (Fan, S.T., et al., (1993) J. IMMUNOL., 150(7): 2972-2980). Como se muestra en la Figura 11B, la cantidad de expresión de CD11 b en los neutrófilos circulantes disminuyó drásticamente en los grupos de DCS-C en comparación con los grupos con DCS-H (p = 0,03), lo que indica un nivel menor de activación de los neutrófilos.

Para evaluar adicionalmente el efecto inmunomodulador del cartucho de DCS y la coagulación con citrato regional, se evaluaron los niveles de citocinas sistémicas. Los niveles séricos de diversas citocinas, incluyendo IL-1 p, IL-6, IL-8, IL-10, TNF-a e IFN-y, no fueron significativamente diferentes entre los grupos de DCS-H y de DCS-C, aunque las citocinas proinflamatorias IL-1 p e IL-8 parecían ser ligeramente superiores en el grupo de DCS-H. Puesto que el dispositivo DCS también secuestra monocitos, se aislaron CMSP y se evaluó la liberación de citocinas. Antes de la inducción de la septicemia, la liberación de TNF-a e IL-8 por las CMSP en respuesta al LPS fue de 2,1 ± 1,8 y 6,5 ± 2,8 pg/106 células, respectivamente, en el grupo de DCS-H; en el grupo de DCS-C, la liberación fue de 5,1 ± 0,9 y 18,7 ± 8,1 pg/106 células, respectivamente. A las 6 horas después de la septicemia, la liberación de TNF-a e IL-8 por las CMSP en respuesta al LPS fue significativamente menor en los grupos de DCS-C en comparación con el grupo de DCS-H (p < 0,05) (Figuras 12A y 12B). Estos resultados indicaron que el perfil general de citocinas proinflamatorias en el estado septicémico se atenuó en los grupos de DCS-C. Una vez más, parecía que el dispositivo DCS que tenía un área de superficie de membrana de 2,5 m2 tenía el mayor efecto inmunomodulador.

En estudios anteriores se informó de que el pulmón era el primer órgano al que se dirigían el secuestro y la infiltración de leucocitos activados después de una endotoxemia o septicemia (Welbourn, C.R. et al., (1992), BR. J. SURG., 79 (10): 998-1003; Andonegui, G., et al., (2009), J. CLIN. INVEST., 119 (7): 1921-1930). Por lo tanto, los presentes inventores evaluaron el efecto del dispositivo DCS y la anticoagulación con citrato sobre el secuestro de leucocitos activados en tejidos pulmonares. Como se demuestra en la Figura 13, se observó una disminución significativa de las células marcadas con CD11b en el pulmón en el grupo de DCS-C en comparación con el grupo de DCS-H. Además, un análisis histomorfométrico mostró que las relaciones de porcentaje de área positiva para CD11b por porcentaje de área positiva para DAPI en el grupo de DCS-C y el grupo de DCS-H eran de 0,114 ± 0,21 frente a 0,334 ± 0,052 (p = 0,007), respectivamente (Figura 14). Conjuntamente, estos resultados indicaron un secuestro pulmonar reducido de leucocitos activados en animales tratados con el dispositivo DCS y citrato.

La cinética de los glóbulos blancos (GB) también puede proporcionar información sobre la manera en que el dispositivo DCS puede influir en la respuesta leucocitaria a la infección. Para determinar la cinética del conjunto de leucocitos circulantes en los grupos de DCS-H y DCS-C, se midieron los recuentos absolutos de GB y neutrófilos (Figura 15). Los grupos de DCS-H y DCS-C, F-40 alcanzaron un nadir de 1125 ± 240 y 1094 ± 166 neutrófilos/mm33 horas después de la inducción de la septicemia, respectivamente. Estos grupos no alcanzaron la neutropenia absoluta (definida como recuentos inferiores a 500) debido a un aumento de neutrófilos inmaduros de la médula ósea, determinado por el examen manual de los frotis de sangre, a partir de 3 horas después de la inducción de la septicemia. En particular, el grupo de DCS-C, F-80A, mostró sistemáticamente un recuento bajo de neutrófilos que alcanzó un nadir de 457 ± 77 a las 6 horas. Esto se debió a una disminución marcada de la liberación de neutrófilos inmaduros de la médula ósea, lo que sugiere que el dispositivo DCS con un área de superficie mayor puede actuar alterando la cinética de la liberación de neutrófilos inmaduros de la médula ósea. El grupo de Citrato-con F-40 tuvo una disminución y un rebote de los recuentos de leucocitos similares a los del grupo de DCS-H F-40, mientras que los animales de control-NS tendieron a tener neutrofilia, con recuentos de neutrófilos que aumentaron de aproximadamente 4.000 a 14.000 durante el período de evaluación de 8 horas.

En condiciones de septicemia, los neutrófilos activados tienen un mayor tiempo de vida con un retraso en la apoptosis. Se evaluó el potencial apoptótico de los leucocitos circulantes y adherentes aislados de los grupos de DCS-C. Como se muestra en la Figura 16, el grupo de DCS-C, F-80A tenía un número mayor de neutrófilos circulantes apoptóticos en comparación con el grupo de DCS-C, F-40, lo que sugiere que este dispositivo DCS con la mayor área de superficie de membrana disminuyó el estado de activación de los neutrófilos circulantes. Por otra parte, el grupo de DCS-C, F-80A tenía menos neutrófilos apoptóticos adherentes al cartucho de DCS, lo que sugiere que este dispositivo DCS secuestró selectivamente los neutrófilos activados, retirándolos de este modo del conjunto circulante.

Conjuntamente, los resultados anteriores demostraron la eficacia del dispositivo DCS combinado con citrato para mejorar la inestabilidad cardiovascular, reducir la disfunción renal y mejorar el tiempo de supervivencia en un modelo porcino de choque septicémico. Y lo que es más importante, estos resultados demostraron que un cartucho de DCS que tiene un área de secuestro mayor es más eficaz para aliviar las complicaciones asociadas a la septicemia.

Ejemplo 2. Estudios in vitro de secuestro y desactivación de leucocitos

Este ejemplo describe experimentos in vitro para evaluar el efecto del dispositivo DCS sobre el secuestro y la activación de leucocitos.

(I) Métodos y materiales

A - Evaluación in vitro de la interacción leucocitaria con la membrana de un cartucho de DCS

Se configuró un sistema de cámara de flujo microscópico a medida para permitir el análisis microscópico de la interacción de los leucocitos con la membrana del DCS. La cámara de flujo consistía en una carcasa de policarbonato con una entrada y una salida para la perfusión. Se fijó una membrana de polisulfona al bloque de policarbonato con una junta que dirigía el flujo de cizalla. El grosor de la junta (100 pm) junto con la longitud (2 cm) y la anchura del canal (1,5 mm) determinaron el volumen de la cámara de flujo. La obtención de imágenes microscópicas se logró a través de una ventana óptica formada por un cubreobjetos fijado en la parte inferior del bloque de policarbonato. Para este estudio se usó sangre aislada o leucocitos purificados.

La sangre aislada era propensa a la activación por la manipulación excesiva. Por lo tanto, antes del estudio de la cámara de flujo, se manipularon mínimamente 5 ml de sangre porcina reciente heparinizada. Brevemente, los leucocitos se marcaron con fluorescencia usando 50 ug/ml de colorante Hoechst 33342. Además, los leucocitos se activaron añadiendo lipopolisacárido (LPS) 1 pg/ml directamente a las muestras de sangre. De forma similar, se añadieron 125 pl de solución anticoagulante de citrato y dextrosa (ACD, Anticoagulant Citrate Dextrose) USP Fórmula A (Baxter) a 5 ml de sangre aislada y se midieron los niveles de calcio ionizado antes del análisis de flujo microscópico con los cartuchos i-stat EG-7+. La sangre pasó a través de la cámara de flujo a una tasa de 20 pl/min con fuerzas de cizalla calculadas entre 1-10 dinas/cm2. Para cada muestra de sangre aislada, las secuencias se obtuvieron por triplicado.

El análisis microscópico de los eventos de captura celular se realizó usando un microscopio de epifluorescencia Zeiss Axiovert 200M o Axio-Observer, equipado con una incubadora de platina para controlar la temperatura ambiental y el contenido de CO². Se obtuvieron imágenes de fluorescencia con una cámara Zeiss MRm3 o Icc1 a una frecuencia de 1 fotograma/segundo durante 5 minutos, para el análisis de la interacción leucocito/membrana, y a 1 fotograma/minuto durante secuencias de 1 hora, para el análisis de la unión de los leucocitos a largo plazo. Se realizó una evaluación fotograma a fotograma de la rodadura de los leucocitos, la adhesión y el desprendimiento de los leucocitos para determinar el número y la duración totales de estos fenómenos. Se definió un evento de adhesión cuando un leucocito aparecía en el mismo lugar durante múltiples fotogramas dentro de una secuencia. El desprendimiento se definió como eventos de liberación asociados a leucocitos adheridos definidos anteriormente. Los eventos de rodadura se definieron identificando el mismo leucocito en múltiples fotogramas de secuencia dentro de una secuencia en la que el leucocito no estaba en la misma ubicación exacta, pero sí muy cerca de la ubicación anterior.

B - Evaluación de la activación leucocitaria in vitro

Se añadió sangre humana entera heparinizada a tubos con o sin lipopolisacárido (LPS) (10 pg/ml) o formil-metionilleucil-fenilalanina (fMLF, 50 nM). La anticoagulación con citrato se consiguió añadiendo solución de citrato y dextrosa (ACD) a los tubos (Damsgaard, C.T., (2009) J. IMMUNOL. METHODS, 340 (2): 95-101; Wutzler, S., (2009) J. TRAUMA, 66 (5): 1273-1280). La liberación de IL-6, IL-8 o IL-10 se midió usando kits de ELISA disponibles en el mercado de R&D Systems. La liberación de elastasa se midió usando un kit de ELISA disponible en el mercado de Bender MedSystems. La liberación de lactoferrina se midió usando un kit de ELISA disponible en el mercado de EMD Chemicals. Los niveles de iCa se midieron usando un lector I-STAT y se confirmó que eran <0,25 mM y 1,25 mM en las muestras tratadas con citrato o no tratadas,, respectivamente. Las muestras se incubaron durante diversos tiempos a 37 °C y CO²al 5 %. La activación de CD11b se midió usando un anticuerpo de ratón anti-humano conjugado con FITC (AbD Serotech) y se evaluó en un citómetro de flujo Accuri C6.

(II) Resultados y análisis

A - Observación de parámetros leucocitarios

Para evaluar las interacciones de los leucocitos y las membranas de polisulfona de DCS, se configuró una cámara de flujo personalizada con microscopía de vídeo. La adición de citrato redujo el nivel de iCa en sangre de 1,32 ± 0,05 mmol/l a 0,32 ± 0,05 mmol/l. El análisis de los eventos de unión de leucocitos confirmó que la activación por LPS de los leucocitos en ausencia de citrato aumentó significativamente la unión de leucocitos a las membranas de polisulfona durante el flujo de cizalla (p < 0,05, Figura 17). En las cámaras de flujo tratadas con citrato y con nivel bajo de calcio ionizado, se observó una disminución estadísticamente significativa de la unión de leucocitos (p < 0,05), lo que sugiere que la adhesión de los leucocitos a las membranas de polisulfona puede depender del calcio ionizado. Estos resultados fueron coherentes con los datos ex vivo del modelo porcino de septicemia descrito anteriormente, en el que los cartuchos de membrana tratados con citrato tenían menos leucocitos adherentes al final de los estudios. Además, el análisis preliminar de las secuencias de 1 hora demostró un número mucho menor de eventos de adhesión leucocitaria persistente para la sangre tratada con LPS y citrato en comparación con la sangre tratada solo con LPS. Sin embargo, se observó un aumento de los eventos de rodadura en la sangre tratada con LPS y citrato. Esto sugiere un fenómeno de captura y liberación cuando los leucocitos interactúan con la membrana de polisulfona en presencia de citrato.

Se realizaron experimentos para evaluar los efectos de las reducciones del iCa sanguíneo promovidas por citrato sobre la actividad de los leucocitos. Específicamente, se usó un sistema de ensayo in vitro en sangre entera (Damsgaard, C.T., (2009) J. IMMUNOL. METHODS, 340 (2): 95-101; Wutzler, S., (2009) J. TRAUMA, 66 (5): 1273 1280) para evaluar los efectos de la disminución de los niveles de iCa en sangre sobre la producción de citocinas leucocitarias (IL-6, IL-8, IL-10) y la liberación de proteínas inflamatorias preformadas de vesículas exocitóticas de neutrófilos (lactoferrina, elastasa). Los resultados se resumen en la Tabla 6.

TABLA 6 - Efecto del citrato sobre los arámetros de activación leucocitaria

Como se muestra en la Tabla 4, la disminución del iCa con citrato inhibió la liberación de citocinas (IL-6, IL-8, IL-10) y de proteínas exocitóticas de neutrófilos, lo que sugiere que un entorno de iCa bajo promovió la desactivación de los leucocitos.

Ejemplo 3. Uso del dispositivo DCS durante una cirugía de derivación cardiopulmonar

El síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS) puede producirse en asociación con la cirugía de derivación cardiopulmonar (DCP), dando como resultado una disfunción multiorgánica (DMO). Se ha implicado a los neutrófilos activados como factores principales de este proceso. Este ejemplo describe experimentos in vitro e in vivo que evalúan el efecto de los cartuchos de DCS para su uso durante la cirugía de DCP. Los resultados demuestran que el uso de cartuchos de DCS puede alterar la respuesta leucocitaria sistémica durante la cirugía de DCP, conduciendo a mejores resultados de la d Mo mediada por d Cp .

(I) Antecedentes

Los leucocitos, especialmente los neutrófilos, contribuyen en gran medida a la patogenia y la progresión de muchos trastornos inflamatorios clínicos, incluyendo el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS), la septicemia, la lesión por isquemia/reperfusión, el síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) y la lesión renal aguda (LRA). Los avances de la cirugía cardíaca han dependido de las técnicas de derivación cardiopulmonar (DCP). Se ha reconocido que se produce una respuesta inflamatoria sistémica asociada a la DCP, dando como resultado disfunciones multiorgánicas (DMO) después de la cirugía. Se ha demostrado que durante la DCP múltiples agresiones inician y amplían esta respuesta inflamatoria, incluyendo la activación artificial de la membrana de los componentes sanguíneos (oxigenador de membrana), el traumatismo quirúrgico, la lesión por isquemia-reperfusión de los órganos, los cambios de temperatura corporal, la activación de la sangre con la succión de la cardiotomía y la liberación de endotoxina. Estas agresiones promueven una respuesta inflamatoria compleja, que incluye la activación leucocitaria, la liberación de citocinas, la activación del complemento y la generación de radicales libres. Este proceso inflamatorio complejo contribuye con frecuencia al desarrollo de lesiones pulmonares agudas, lesiones renales agudas, trastornos hemorrágicos, alteraciones de la función hepática, disfunción neurológica y, en última instancia, DMO.

Los mecanismos responsables de la DMO después de la DCP son numerosos, interrelacionados y complejos, pero cada vez hay más pruebas que sugieren un papel fundamental en la activación de leucocitos sanguíneos circulantes, especialmente neutrófilos, en el desarrollo del SDRA en el síndrome posterior a la bomba inducido por la DCP. Los neutrófilos secuestrados y activados migran al tejido pulmonar, dando como resultado una lesión tisular y una disfunción orgánica. También se ha demostrado la importancia de los leucocitos activados y la disfunción microvascular en la lesión renal aguda.

En este sentido, se ha desarrollado y evaluado el uso de filtros agotadores de leucocitos dentro de un circuito de sangre extracorpóreo durante la DCP en modelos animales preclínicos y en estudios clínicos. Aunque los filtros retiran los leucocitos in vitro, no parecen agotar sistemáticamente las concentraciones de leucocitos in vivo. La mayoría de los trabajos no informaron de ninguna reducción significativa de los leucocitos circulantes, conclusión a la que también llegó el metanálisis. El reconocimiento del "agotamiento del filtro", una disminución progresiva de la eficacia de reducción de leucocitos durante la DCP, se ha observado repetidamente durante la evaluación experimental.

La presente invención utiliza una membrana biomimética denominada dispositivo de citaféresis selectivo (DCS) y la anticoagulación con citrato regional para promover una disminución de leucocitos activados en animales y pacientes que padecen inflamación aguda. Los primeros resultados preclínicos y clínicos sugieren que el dispositivo mejora los efectos de la DMO del SRIS e influye en la tasa de mortalidad del fallo multiorgánico en pacientes de la unidad de cuidados intensivos (UCI). Los resultados descritos en el presente documento demuestran que el DCS reduce el nivel circulante de neutrófilos y reduce los marcadores de activación de neutrófilos, tanto in vitro como in vivo.

(II) Métodos y materiales

A - D ispositivo de citaféresis selectivo (DCS)

El DCS sometido a ensayo fue una carcasa de policarbonato que contenía fibras huecas porosas de polisulfona con un diámetro interno de 200 gm, un grosor de pared de 40 gm y un peso molecular de corte de 40 a 50 kDa. El flujo sanguíneo se dirigió al espacio extracapilar (EEC). Los DCS utilizados tenían un área de superficie (AS) de membrana externa de 2,2 m2 y 2,6 m2, y unas relaciones de área de superficie/volumen interno (AS/VI) de 486 cm-1 y 508 cm-1, respectivamente. Los DCS fueron suministrados por CytoPherx, Inc. (Ann Arbor, MI).

B - Estudios de circu ito de sangre in vitro

Se iniciaron estudios de circuito de sangre in vitro para comparar dos sistemas de membranas reductoras de leucocitos, el Pall Leukogard LGB (Ann Arbor, MI) y el dispositivo DCS en una serie de 10 estudios para muestras relacionadas. Se recogió sangre bovina reciente y heparinizada (5-6 l) en una bolsa de drenaje de silicona de 7 l (B Braun Medical Tnc. Bethlehem, PA) con 90.000 U i de heparina sódica (Clipper Distributing LLC, Saint Joseph, MO) y se dividió uniformemente en dos bolsas de drenaje idénticas, que sirvieron como depósitos para dos circuitos de sangre separados, cada uno para someter a ensayo el dispositivo respectivo. Los circuitos de sangre in vitro utilizaron líneas Tygon autorizadas por la FDA (Cole-Parmer, Vernon Hills, IL). Los circuitos se configuraron para controlar la temperatura con termopares de tipo T y mediciones de presión con un 90XL de 4 canales (Mesa Labs, Lakewood, CO), antes y después del dispositivo durante la perfusión. Ambos depósitos de sangre se calentaron en el mismo baño de agua (34,5 °C) para garantizar un comportamiento de calentamiento idéntico y se empleó un pirómetro de IR manual para medir las temperaturas internas (aproximadamente 31 °C) dentro de cada dispositivo sometido a ensayo. Las bombas de sangre peristálticas (Fresenius 2008H, Walnut Creek, CA) mantuvieron un caudal constante de 300 ml/min en ambos circuitos.

Se obtuvieron muestras de sangre cada 15 minutos para medir el total de glóbulos blancos, neutrófilos y plaquetas como se ha descrito anteriormente, así como para otros ensayos. Para el análisis de la mieloperoxidasa (MPO) y la hemoglobina libre (Hgb) en plasma, las muestras de sangre se enfriaron inmediatamente y se centrifugaron libres de células. La concentración de hemoglobina en plasma se determinó químicamente usando un ensayo colorimétrico con 3,3', 5,5', tetrametilbencidina (TMB) y la MPO se midió mediante ELISA. Al final del experimento, el circuito se desconectó y se lavó abundantemente de forma continua con solución salina normal a través del espacio extracapilar (EEC) del DCS hasta que el fluido estuvo libre de sangre visible y después el DCS se eluyó para cuantificar las células adherentes como se ha descrito anteriormente. También se realizó un proceso similar para eluir los filtros LGB.

C - Modelo de derivación cardiopulmonar in vivo

Se premedicaron terneros de Wisconsin (100-110 kg) con atropina (0,04 mg/kg) y ketamina (25 mg/kg) administradas por inyección intramuscular (IM), y después se anestesiaron con 5 gg/kg de tiopental. Después de la intubación con un tubo endotraqueal (Mallinckrodt Company, Ciudad de México, México), se estableció la ventilación con un ventilador de ciclo de volumen. La anestesia se mantuvo mediante una infusión continua de 5 mg/kg/h de tiopental y 20 gg/kg/h de fentanilo. Se indujo relajación muscular con 0,2 mg/kg de pancuronio, seguido de reinyecciones intermitentes a 0,1 mg/kg. Se colocaron líneas de control de polietileno en la vena yugular externa y en la arteria y la vena femorales. Se realizó una esternotomía mediana. Se colocó una sonda de flujo perivascular Transonic de 16 a 20 mm en la arteria pulmonar principal y se colocaron transductores de presión de micropunta Millar en la arteria pulmonar y la aurícula izquierda. Antes de iniciar la derivación cardiopulmonar, se tomaron lecturas basales de la presión arterial pulmonar y el caudal y la presión auricular izquierda para la determinación del gasto cardíaco. Después de la heparinización sistémica (300 U/kg), se colocó una cánula arterial Medtronic DLP de 18F en la arteria carótida izquierda y una cánula venosa Medtronic DLP de 24F de una sola fase en la aurícula derecha.

El circuito de DCP se cebó con 1.000 ml de solución de Ringer lactato y 25 mEq de NaHCO3. El circuito consistía en una bomba de sangre de rodillo Sarns, un oxigenador de fibra hueca Medtronic Affinity con intercambiador de calor integral y un depósito de cardiotomía. Se colocó un filtro Medtronic Affinity de 38 gm en la rama arterial para capturar los residuos de partículas. El ventrículo izquierdo se ventiló usando una cánula de raíz aórtica convencional Medtronic de 12 Ga con una línea de ventilación conectada a una bomba de rodillo Sarns y al depósito de cardiotomía. Se inició la derivación cardiopulmonar, se interrumpió la ventilación y se mantuvo la perfusión sistémica a 2,4 l/min/m2 de área de superficie corporal. Se usó una hipotermia de perfusión moderada (temperatura rectal de 32 °C) y la presión aórtica media se mantuvo en 60-80 mmHg mediante la modificación del flujo y la infusión de fenilefrina intravenosa (0 2 gg/kg/min). La aorta ascendente se pinzó de forma cruzada. La DCP se mantuvo durante 255 minutos.

Se evaluaron tres grupos de animales: Circuito de DCP sin DCS, circuito de DCP con DCS y circuito de DCP con DCS con perfusión regional de citrato/calcio para proporcionar un entorno sanguíneo de calcio ionizado (iCa) bajo solo a lo largo del circuito de DCS. El flujo sanguíneo del circuito de DCS se controló a 200 ml/min con un sistema de bomba de sangre AK12 (Gambro). La infusión de citrato/calcio se basó en protocolos clínicos bien desarrollados para la anticoagulación con citrato regional, como se ha descrito anteriormente.

Al igual que en los estudios de circuito de sangre in vitro, en todos los tiempos de muestreo se usó sangre sistémica para evaluar los RCS. El DCS o LGB se retiró de forma rutinaria a T = 225 minutos, con una última muestra de sangre tomada 15 minutos después de la retirada para evaluar la dinámica post-terapia. El recuento manual total de glóbulos blancos se determinó usando el sistema Unopette (BD Biosciences) y los diferenciales manuales se determinaron a partir de frotis de sangre después de fijación con etanol y tinción de Wright (Richard-Allen Scientific). Después de cada estudio, si se usó un DCS o LGB, se eluyeron las células adherentes y se cuantificaron como se ha descrito anteriormente.

D - Análisis estadístico

Se realizó un análisis de varianza (ANOVA) para todos los estudios con una significación estadística de p < 0,05.

(III) Resultados y análisis

A - Estudios de circu ito de sangre in vitro

La temperatura de la sangre fue similar entre los circuitos de DCS y LGB durante todo el estudio, con un promedio de 31.1 ± 0,4 °C y 31,1 ± 0,3 °C, respectivamente. El perfil de presión a través de los dispositivos fue de 92,0± 49,1 y 29.2 ± 16,2 mmHg para antes y después del DCS con un descenso de presión de 62,9 ± 39,8, y de 98,8 ± 71,5 y 40,1 ± 17,1 antes y después del LGB, con un descenso de presión de 31,3 ± 3,9 mmHg. La variabilidad de las presiones estaba relacionada con las diferencias en el hematocrito de la sangre en el circuito, que era un promedio del 31,1± 3,9 %.

Los recuentos de glóbulos blancos totales para los circuitos de LGB descendieron en más del 50 % en los primeros 15 minutos y se mantuvieron estables hasta el final del experimento. Esta disminución es en gran parte el resultado de un descenso de más del 80 % de los neutrófilos circulantes. Los circuitos de DCS mostraron un descenso sustancial, aunque menor, de los glóbulos blancos totales y los neutrófilos durante el experimento, disminuyendo los recuentos de neutrófilos entre el 40 % y el 60 %. Se evaluaron recuentos diferenciales de glóbulos blancos de cada dispositivo. Las concentraciones de monocitos y eosinófilos también disminuyeron, pero debido a sus bajos porcentajes en la sangre circulante, la cuantificación precisa fue un reto. Se observó una disminución sustancial del número de plaquetas, con el DCS y el LGB en particular, mostrando una reducción relativa de plaquetas de más del 80 % a los 15 minutos. Sin embargo, en ambos casos, el recuento de plaquetas rebota a un nivel equivalente a aproximadamente el 50 % de los recuentos de plaquetas enumerados antes de comenzar el experimento.

B - Elución del dispositivo de circuito de sangre in vitro

Se contó el número total de células eluidas de LGB y DCS. Se recuperó el doble de células del LGB que del DCS. Se calculó el porcentaje de neutrófilos, monocitos y eosinófilos en el bucle de circulación cerrado que se recuperaron de cada dispositivo. El número total de cada población de leucocitos recuperada de cada dispositivo se dividió por el número total de cada población de leucocitos presente en la sangre antes del inicio de cada experimento. Se muestra la media ± ETM de neutrófilos, monocitos y eosinófilos para 10 DCS y 10 LGB. Los neutrófilos superaban a los monocitos en una proporción aproximada de 2 a 1, mientras que los eosinófilos estaban presentes en un número y un porcentaje variables y mucho menores en ambos filtros de leucocitos. Se eliminaron más neutrófilos y monocitos en el LGB frente al DCS.

El número total de células que quedaban en la sangre al final de cada experimento se sumó al número de células eluidas del dispositivo y se comparó con el número de células presentes en la muestra de sangre al principio del experimento. La diferencia de estos números se publica como el "cambio del número de células totales" y es muy probable que indique el número de células destruidas durante el experimento de cuatro horas de circulación. El número de células no contabilizadas en los circuitos que empleaban el LGB fue significativamente mayor que en el caso del DCS (P<0,05).Los datos se presentan como la media ± ETM de 10 experimentos para muestras relacionadas.

C - Biocompatibilidad de sangre de circu ito de sangre in vitro

La actividad de la mieloperoxidasa (MPO) liberada por los neutrófilos se sometió a ensayo como la media ± ETM para el DCS (N=8) y para el LGB (N=10) en gg/ml. La actividad de la MPO en plasma fue significativamente mayor para el LGB con respecto al DCS, con un pico en el primer tiempo de muestreo después del inicio del circuito (7,45 ± 3,02 pg/ml) y continuó siendo elevada durante el resto del experimento (p < 0,05). Los valores de MPO del circuito de DCS se mantuvieron por debajo de 0,4 pg/ml en todo momento. También se evalúa la hemoglobina libre (Hgb) en plasma, una medida de la hemólisis, como la media ± ETM para el LGB (N=10) y el DCS (N=10) en mg/ml, con un pico en el primer tiempo de muestreo después del inicio del circuito (0,06 ± 0,04 mg/ml) y niveles elevados durante todo el tiempo. Los valores de hemoglobina libre del circuito de DCS se mantuvieron por debajo de 0,005 mg/ml en todo momento.

D - Modelo en ternera in vivo de DCP

Se evaluaron los recuentos sistémicos de glóbulos blancos (GB) para los estudios in vivo de DCP en vacas. En el grupo de control de DCP sin DCS, los recuentos de glóbulos blancos aumentaron por encima del nivel basal después de 90 minutos y alcanzaron un máximo de casi el doble de los GB basales. Para los grupos tratados con dispositivos, los recuentos de GB disminuyeron en la primera hora de DCP. En el grupo de tratamiento con DCS-heparina, después de esta reducción inicial, el recuento de GB aumentó gradualmente después de 60 minutos y a lo largo de la DCP, con un aumento brusco después de retirar el DCS (de forma rutinaria en t = 225 min) para la medición final 15 minutos después. Se observaron resultados similares cuando se colocó LGB en el circuito en lugar del filtro de línea arterial convencional (datos no mostrados). En el grupo de DCS-citrato, los GB fueron bajos durante toda la DCP, e incluso después de retirar el DCS.

La cuantificación de la población de neutrófilos durante la cirugía de derivación cardiopulmonar (DCP) sin un DCS mostró un aumento de aproximadamente 5 veces en los niveles sistémicos. El tratamiento con DCS solo con coagulación con heparina sistémica durante la DCP redujo drásticamente la concentración sistémica de neutrófilos durante los primeros 120 min, pero le siguió un aumento constante hasta la retirada del DCS (de forma rutinaria en t = 225 min), con un aumento mayor 15 minutos después de la retirada del DCS. El DCS con citrato regional durante la DCP dio como resultado una concentración de neutrófilos sistémica aproximadamente un 75 % inferior al nivel pre-DCS, que persistió durante toda la DCP y siguió siendo baja 15 minutos después de la retirada del DCS.

Al final de la terapia con DCS, los DCS se lavaron minuciosamente y se eluyeron y enumeraron los leucocitos unidos. En promedio, se eluyeron 8 x 107 y 1,63 x 109 leucocitos del DCS empleando citrato regional o heparina sistémica, respectivamente. Las células eluidas eran del linaje granulocítico, independientemente del uso de citrato regional, y consistían en promedio en aproximadamente un 80 % de neutrófilos, un 20 % de monocitos y cantidades variables de eosinófilos, normalmente < 2 %, similar a las distribuciones publicadas en estudios de circuito de sangre in vitro. Los resultados preliminares de la cuantificación de neutrófilos inmaduros mediante recuentos manuales demuestran una tendencia de recuentos bajos para el grupo de DCS-Citrato al final de los 240 minutos de DCP (230, 0 por pl, n = 2), mientras que los grupos de DCS-Heparina (1630, 6300, 1390 por pl, n = 3), Sin DCS (160, 2660 por pl, n = 2) y LGB (1760, 3880 por pl, n = 2) todos tienen casos de cantidades aumentadas de neutrófilos inmaduros.

E - Análisis

La DCP promueve el SRIS que con frecuencia da como resultado DMO. Este trastorno inflamatorio surge de procesos multifactoriales, pero se postula que la activación de leucocitos circulantes desempeña un papel fundamental. Se han evaluado intervenciones terapéuticas dirigidas a la leucocitorreducción durante la DCP en estudios tanto preclínicos como clínicos. Los resultados no han sido coherentes en lo que respecta a la reducción de los recuentos de leucocitos circulantes y al alivio de la progresión a DMO.

Se desarrolló un circuito de ensayo in vitro para evaluar la leucocitorreducción en un circuito de sangre heparinizada circulante entre 31 °C y 34,5 °C y caudales sanguíneos comparables de 300 ml/min. Cuando se integraron en el circuito de sangre, tanto el LGB como el DCS provocaron una reducción significativa de los recuentos de glóbulos blancos y neutrófilos circulantes, teniendo el grupo del LGB un mayor efecto de reducción de recuentos de glóbulos blancos en comparación con el DCS. Esta reducción de recuentos de leucocitos en el grupo de LGB en comparación con el grupo de DCS se debió tanto a un mayor grado de secuestro en el dispositivo (células eluidas) como a un mayor grado de destrucción de leucocitos (por equilibrio de masas). La destrucción de elementos celulares en la sangre se reflejó en los niveles más elevados de hemoglobina libre y MPO en el LGB frente al DCS. La dinámica de las plaquetas, con una reducción de más del 80 % en los primeros 15 minutos, seguida de una recuperación del 50 % de la concentración plaquetaria previa al estudio, sugiere una rápida fase inicial de unión de las plaquetas a los componentes del circuito, seguida de una liberación posterior.

Para evaluar adicionalmente la influencia del DCS en la disminución de los recuentos de leucocitos circulantes, se examinó un modelo bovino utilizando DCP. La DCP realizada sin DCS demostró una reducción pequeña, pero no estadísticamente significativa, de los recuentos de GB en los primeros 60 minutos de perfusión de DCP, probablemente debido a la unión inespecífica a lo largo de las membranas artificiales y los tubos de sangre del circuito de perfusión. Después de 60 minutos, los recuentos de GB se duplicaron y los neutrófilos se multiplicaron por cinco con respecto a los valores de partida. Cuando se colocó el DCS en el circuito utilizando heparinización sistémica, se consiguió una reducción de leucocitos durante 2 horas, pero se produjo un gran aumento de neutrófilos en puntos temporales posteriores y después de la retirada del DCS. Cuando el circuito de perfusión del DCS se perfundió regionalmente con citrato para reducir el calcio ionizado a 0,25 a 0,40 mM, los recuentos de leucocitos y neutrófilos permanecieron bajos durante toda la DCP, incluso después de la retirada del DCS (de forma rutinaria en t = 225 min) para la medición final 15 minutos después de la retirada del DCS.

La cinética de GB y los neutrófilos en estos estudios en vacas también proporciona información sobre la manera en que el tratamiento con DCS puede influir en la respuesta leucocitaria a la DCP. El número de neutrófilos secuestrados en el DCS fue de aproximadamente 108 células, un porcentaje pequeño del conjunto circulante y marginado. Sin embargo, la magnitud de la liberación de neutrófilos de la médula ósea y de las reservas marginadas en respuesta a la agresión sistémica de la DCP se atenuó con el DCS, especialmente con la infusión de citrato regional, lo que sugiere que el tratamiento con DCS-C puede alterar la cinética de la apoptosis de los neutrófilos y/o las señales necesarias para el reclutamiento de neutrófilos de los conjuntos marginales o de la médula ósea.

Además, el hallazgo de que el número de leucocitos eluidos del DCS durante la infusión de citrato era 10 veces menor que en la condición de heparina, manteniendo al mismo tiempo una concentración menor de leucocitos en sangre, sugiere que el entorno de iCa bajo puede promover la adhesión de leucocitos activados, seguida de la liberación después de un período de tiempo de secuestro y desactivación. La cinética de este fenómeno de "captura y liberación" está respaldada por estudios publicados y en curso utilizando cámaras de cizalla in vitro. Estos estudios in vitro y ex vivo sugieren que los dispositivos DCS de la invención pueden mejorar la progresión natural del SRIS atenuando la respuesta leucocitaria sistémica, lo que conduce a una mejora de la estabilidad cardiovascular, el rendimiento respiratorio y la función renal. Este estudio demuestra un enfoque terapéutico preventivo para mejorar la respuesta leucocitaria promovida por la DCP y disminuir la progresión a la DMO. Los datos in vitro y ex vivo proporcionados en el presente documento demuestran la seguridad y la eficacia del DCS para aplicaciones de DCP.

Ejemplo 4. Cartucho de DCS de ejemplo para su uso en el tratamiento de una afección inflamatoria en un sujeto

Para demostrar la eficacia de los cartuchos de DCS de la invención, pueden tratarse sujetos (por ejemplo, un modelo animal porcino o un sujeto humano) con diversas afecciones inflamatorias con un dispositivo DCS de los que se enumeran a continuación en la Tabla 7 usando los protocolos descritos anteriormente para mejorar los parámetros cardiovasculares y/o renales.

TABLA - r h D m l

Los cartuchos de DCS de la invención también pueden adaptarse para tratar sujetos de pequeño tamaño (por ejemplo, pacientes pediátricos) con afecciones inflamatorias. La Tabla 8 representa diversos cartuchos de DCS que pueden ser útiles en dichas aplicaciones.

TABLA - r h D m l

Claims

REIVINDICACIONES

1. Un cartucho (100) adecuado para secuestrar leucocitos activados, plaquetas activadas o tanto leucocitos activados como plaquetas activadas in vitro, comprendiendo el cartucho (100):

(a) una carcasa rígida (110) que define un volumen interno (VI), un puerto de entrada (114) de fluido y un puerto de salida (118) de fluido; en donde el volumen interno está en comunicación de flujo de fluido con el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido; y

(b) un soporte sólido (120) dispuesto dentro de la carcasa (110) y que define una superficie de contacto con el fluido con un área de superficie (AS) capaz de secuestrar un leucocito activado y/o una plaqueta activada si están presentes en un fluido corporal que entra en la carcasa (110) a través del puerto de entrada (118) de fluido; caracterizado por que la relación AS/VI es superior a 150 cm-1 y el soporte sólido (120) se dispone dentro de la carcasa (110) a una densidad de compactación en el intervalo del 20 % al 65 %.

2. Un cartucho (100) de acuerdo con la reivindicación 1 que tiene una relación AS/VI en el intervalo de 150 cm-1 a 1.500 cm-1 (por ejemplo, de 300 cm-1 a 1.000 cm-1, de 400 cm-1 a 800 o de 200 cm-1 a 600 cm-1).

3. Un cartucho (100) de la reivindicación 1 o la reivindicación 2, en donde el soporte sólido (120) comprende un miembro de soporte plano (por ejemplo, una membrana).

4. Un cartucho (100) de la reivindicación 1 o la reivindicación 2, en donde el soporte sólido comprende una fibra (por ejemplo, una fibra hueca o una fibra sólida).

5. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde el AS es superior a 0,8 m2 (por ejemplo, de 0,1 m2 a 10,0 m2, de 0,1 m2 a 5,0 m2, de 0,1 m2 a 0,4 m2, de 0,4 m2 a 0,8 m2, de 0,8 m2 a 1,2 m2, de 1,2 m2 a 1,6 m2, de 1,6 m2 a 2,0 m2, de 2,0 m2 a 2,4 m2, de 2,4 m2 a 2,8 m2, de 2,8 m2 a 3,2 m2, de 3,2 m2 a 3,6 m2, de 3,6 m2 a 4,0 m2, de 4,0 m2 a 4,4 m2, de 4,4 m2 a 4,8 m2, de 4,8 m2 a 5,2 m2, de 5,2 m2 a 5,6 m2, de 5,6 m2 a 6,0 m2, de 6,0 m2 a 6,4 m2, de 6,4 m2 a 6,8 m2, de 6,8 m2 a 7,2 m2, de 7,2 m2 a 7,6 m2, de 7,6 m2 a 8,0 m2, de 8,0 m2 a 8,4 m2, de 8,4 m2 a 8,8 m2, de 8,8 m2 a 9,2 m2, de 9,2 m2 a 9,6 m2 o de 9,6 m2 a 10,0 m2).

6. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde el VI es inferior a 300 cm3 (por ejemplo, inferior a 150 cm3, inferior a 100 cm3, en el intervalo de 10 cm3 a 150 cm3, en el intervalo de 75 cm3 a 150 cm3, en el intervalo de 15 cm3 a 120 cm3 o en el intervalo de 20 cm3 a 80 cm3).

7. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido se dimensionan para permitir un caudal a través de la carcasa (110) en un intervalo de 10 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto (por ejemplo, de 50 cm3/minuto a 8.000 cm3/minuto).

8. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde la carcasa se configura para crear una fuerza de cizalla inferior a aproximadamente 100 dinas/cm2 cuando un fluido corporal entra en la carcasa (110) a través del puerto de entrada (114) de fluido y sale de la carcasa a través del puerto de salida (118) de fluido a una tasa de 1.000 cm3/minuto.

9. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde la superficie de contacto con el fluido del soporte sólido comprende polisulfona o comprende una molécula de adhesión celular unida a ella.

10. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido tienen cada uno una sección transversal de no menos de 0,01 cm2, no menos de 0,1 cm2, no menos de 0,2 cm2, no menos de 0,4 cm2, no menos de 0,6 cm2, no menos de 0,8 cm2 o no menos de 1,0 cm2 (por ejemplo, en donde el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido tienen cada uno una sección transversal en el intervalo de 0,01 cm2 a 1 cm2).

11. Un cartucho (100) de cualquier reivindicación anterior, en donde el soporte sólido (120) es sustancialmente paralelo a la dirección del flujo de fluido dentro del cartucho (100).

12. Un cartucho (100) de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 11, en donde el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido se disponen ambos en un lado de la carcasa (100).

13. Un cartucho (100) de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 11, en donde el puerto de entrada (114) de fluido y el puerto de salida (118) de fluido se disponen en lados opuestos de la carcasa (110).

14. Un cartucho (100) de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 11, en donde la carcasa (110) comprende un primer extremo y un segundo extremo opuesto al primer extremo y el puerto de entrada (114) de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del primer extremo y el puerto de salida (118) de fluido se configura para permitir el flujo de fluido a través del segundo extremo.

15. Un cartucho (100) de acuerdo con cualquier reivindicación anterior, en donde el soporte sólido (120) se dispone dentro de la carcasa (110) a una densidad de compactación del 20 % al 60 %, del 30 % al 60 % o del 40 % al 55 %.