ES2642237T3 - Procedimiento para la eliminación de un compuesto orgánico a partir de una disolución acuosa por medio de un intercambiador catiónico líquido, así como mezcla de reacción con este fin - Google Patents

Description

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forma de realización preferente, en el caso del disolvente se trata de un éster, preferentemente éster metílico de ácido graso, de un ácido graso que sirve como intercambiador catiónico.

La fracción de disolvente, en tanto esté presente, en la fase hidrófoba orgánica, asciende a un 1 hasta un 99 por ciento en volumen (% en volumen) en una forma de realización preferente. En una forma de realización preferente, la fracción de disolvente asciende a un 10 hasta un 90, de modo más preferente a un 20 hasta un 80, del modo más preferente a un 25 hasta un 75 % en volumen.

En la forma más preferente de realización del procedimiento, en el caso del compuesto orgánico se trata de ácido 12-aminoláurico y/o 12-aminolaurato de metilo, que se produce en la fase acuosa de una cepa de E. Coli recombinante mediante oxidación gradual del átomo de carbono terminal del laurato de metilo, como se da a conocer en el documento DE10200710060705, y la fase hidrófoba comprende un 25 a un 75 % de ácido oleico como intercambiador catiónico líquido disuelto en laurato de metilo como substrato de la reacción.

La enseñanza de la presente invención se puede realizar no solo bajo empleo de secuencias exactas de aminoácido

o ácido nucleico de las macromoléculas biológicas aquí descritas, sino también bajo empleo de tales macromoléculas, que se pueden obtener mediante deleción, adición o substitución de uno o más de un aminoácido

o ácido nucleico. En una forma de realización preferente, el concepto “variante“ de una secuencia de ácido nucleico

o secuencia de aminoácido, a continuación empleado de modo equivalente e intercambiable con el concepto “homólogo“, como se emplea en este caso, significa otra secuencia de ácido nucleico o aminoácido, que presenta una homología, en este caso empleada de modo equivalente a identidad, de un 70, 75, 80, 85, 90, 92, 94, 96, 98, 99 % o un mayor porcentaje respecto a la correspondiente secuencia de ácido nucleico o aminoácido de tipo salvaje original, estando mutados cromosómicamente o substituidos preferentemente aminoácidos diferentes a los que forman el centro catalíticamente activo o aminoácidos esenciales para la estructura o plegamiento, o estando substituidos estos últimos únicamente a modo de conservación, a modo de ejemplo un glutamato en lugar de un aspartato, o una leucina en lugar de una valina. El estado de la técnica describe algoritmos que se pueden emplear para calcular la medida de la homología de dos secuencias, por ejemplo Arthur Lesk (2008), Introduction to bioinformatics, 3ª edición. En otra forma más preferente de realización de la presente invención, la variante de una secuencia de aminoácidos o ácidos nucleicos, de modo preferente adicionalmente a la homología de secuencia citada con anterioridad, presenta esencialmente la misma actividad enzimática de la molécula de tipo salvaje, o bien de la molécula original. Por ejemplo, una variante de un polipéptido con actividad enzimática como proteasa presenta la misma, o esencialmente la misma actividad proteolítica que el enzima polipeptídico, es decir, la capacidad de catalizar la hidrólisis de un enlace peptídico. En una forma de realización especial, el concepto “esencialmente la misma actividad enzimática“ significa una actividad respecto a los substratos del polipéptido de tipo salvaje, que se sitúa claramente sobre la actividad básica y/o se diferencia en menos de 3, preferentemente 2, de modo aún más preferente en un orden de magnitud, de los valores KM y/o kcat, que presenta el polipéptido de tipo salvaje respecto a los mismos substratos. En otra forma de realización preferente, el concepto "variante" de una secuencia de ácido nucleicos o de aminoácidos comprende al menos una parte activa y/o fragmento de la secuencia de ácidos nucleicos, o bien aminoácidos. En otra forma de realización preferente, el concepto "parte activa", como se emplea en este caso, significa una secuencia de aminoácidos o una secuencia de ácidos nucleicos que presenta una longitud más reducida que la longitud total de la secuencia de aminoácidos, o bien codifica para una longitud menor que la longitud total de la secuencia de aminoácidos, presentando la secuencia de aminoácidos o la secuencia de aminoácidos codificante con menor longitud que la secuencia de aminoácidos de tipo salvaje, esencialmente la misma actividad enzimática que el polipéptido de tipo salvaje, o una variante del mismo, a modo de ejemplo que la alcohol dehidrogenasa, monooxigenasa o transaminasa. En una forma de realización especial, el concepto "variante" de un ácido nucleico significa un ácido nucleico cuya hebra complementaria, preferentemente bajo condiciones restrictivas, se une al ácido nucleico de tipo salvaje. La restricción de la reacción de hibridación es fácilmente determinable por el especialista, y depende generalmente de la longitud de la sonda, las temperaturas en el lavado y la concentración de sales. Sondas más largas requieren generalmente temperaturas más elevadas para la hibridación, mientras que muestras más cortas tienen suficiente con bajas temperaturas. Que tenga lugar una hibridación depende en general de la capacidad del ADN desnaturalizado de condensarse en hebras complementarias, que están presentes en su entorno, y precisamente por debajo de la temperatura de fusión. La restricción de la reacción de hibridación y condiciones correspondientes se describen más minuciosamente en Ausubel et al. 1995. En una forma de realización preferente, el concepto "variante" de un ácido nucleico, como se emplea en este caso, comprende una secuencia de ácido nucleico arbitraria, que codifica para la misma secuencia de aminoácidos que el ácido nucleico original, o una variante de esta secuencia de aminoácidos en el ámbito de la degenerabilidad del código genético.

En el estado de la técnica se describen polipéptidos apropiados, que se pueden emplear para la producción de compuestos orgánicos de la fórmula (I), en especial alcano monooxigenasas, AlkL, transaminasas, aldehído dehidrogenasas y alanina dehidrogenasas, a modo de ejemplo en el documento DE10200710060705, el documento EP11004029 o en el documento PCT/EP2011/053834.

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En la forma de realización más preferente, en el caso de la alcano monooxigenasa se trata de una alcano monooxigenasa de tipo AlkB. AlkB representa una oxidorreductasa del sistema AlkBGT de Pseudomonas putida,que es conocida por su actividad de hidroxilasa. Ésta es dependiente de dos polipéptidos ulteriores, AlkG y AlkT. AlkT se caracteriza como rubredoxina-reductasa dependiente de FAD, que transmite electrones de NADH y AlkG. En el caso de AlkG se trata de una rubredoxina, una proteína redox que contiene hierro, que actúa como donador de electrones directo para AlkB. En una forma de realización preferente, bajo el concepto “monooxigenasa de tipo alkB“, como se emplea en este caso, se entiende una alcano monooxidasa en posición de membrana. En otra forma de realización, bajo el mismo concepto “monooxigenasa de tipo alkB“ se entiende un polipéptido con una homología de secuencia de, en orden de preferencia creciente, al menos 75, 80, 85, 90, 92, 94, 96, 98 o 99 % respecto a la secuencia de AlkB de Pseudomonas putida Gpo1 (código de banco de datos: CAB54050.1). En otra forma de realización preferente, bajo el concepto se entiende una monooxigenasa independiente de citocromo. En otra forma de realización preferente, bajo el concepto “alcano monooxigenasa de tipo alkB“ 5 se entiende una monooxigenasa independiente de citocromo, que emplea al menos una rubredoxina o un homólogo como donador de electrones. En una forma de realización especialmente preferente, bajo el concepto una alcano monooxigenasa en posición de membrana, independiente de citocromo, con, en orden de preferencia creciente, al menos 60, 70, 80, 80, 85, 90, 92, 94, 96, 98 o 99 % respecto a la secuencia de AlkB de Pseudomonas putida Gpo 1, que requiere como donador de electrones al menos AlkG (CAB54052.1), pero preferentemente la combinación de AlkG con la reductasa AlkT (CAB54063.1), pudiéndose tratar en el caso de alkG y/o alkT también de un homólogo del respectivo polipéptido. El concepto “secuencia“, como se emplea en este caso, se puede referir a la secuencia de aminoácidos de un polipéptido y/o la secuencia de ácidos nucleicos que codifica la misma. En otra forma de realización preferente, en el caso de una “alcanomonooxigenasa de tipo alkB“, como se emplea en este caso, se trata de una oxidorreductasa independiente de citocromo, es decir una oxidorreductasa que no comprende citocromo como cofactor.

La presente invención se ilustra además mediante las siguientes figuras y ejemplos no limitantes, cuyas características, formas de realización, aspectos y ventajas ulteriores se pueden extraer de la presente invención.

La fig. 1 muestra un experimento de control para la confirmación de que LSME no presenta acción tóxica, analizado con una cepa de E. coli W3110 y en comparación con tampón fosfato potásico (Kpi) como control negativo.

La fig. 2 muestra la viabilidad de la cepa de E. coli W3110 en forma del número de cfus que la cepa puede formar en ausencia de un intercambiador catiónico líquido y en presencia de diversos cambiadores catiónicos líquidos, despúes de 0 h, 4 h y 24 h.

La fig. 3 muestra el efecto del empleo de un intercambiador catiónico líquido sobre la toxicidad en base a la modificación del número de células vivas de una cepa de E. coli-W3110 en presencia de ALSME 0,2 %, DEHPA ajustado con amoniaco ("D2EHPNH3 2%"), o bien una mezcla de DEHPA/LSME (2 %/98 %) ("D/L") en presencia de ALSME 0,2%.

La fig. 4 muestra el efecto de diversos intercambiadores catiónicos líquidos sobre la OTR de la cepa que produce aminolaurato de metilo. El experimento se llevó a cabo como se describe en el ejemplo 4.

La fig. 5 muestra la influencia de diversos intercambiadores catiónicos líquidos sobre el rendimiento de aminolaurato de metilo, que produce una cepa de E. Coli con modificación genética apropiada. El experimento se llevó a cabo como se describe en el ejemplo 4.

Ejemplo 1: investigación de la toxicidad del disolvente LSME, que se emplea en composiciones con intercambiadores catiónicos líquidos.

Con este ensayo se mostró la toxicidad relativamente reducida de LSME respecto a microorganismos relevantes desde el punto de vista biotecnológico, que convierte LSME en un disolvente orgánico apropiado para el procedimiento según la invención.

Antes de poder llevar a cabo la determinación de CFU se cubrió una placa LB (10 g/L de peptona de caseína, 5 g/L de extracto de levadura, 10 g/L de NaCl) con E. coli BW3110 y se incubó durante 24 h. La tarde del día siguiente se inoculó un cultivo previo de esta placa cubierta con anterioridad. Este cultivo previo tenía un volumen de 50 mL de medio LB, y se incubó durante la noche aproximadamente 16 h. Al día siguiente se sobreinoculó el cultivo previo con una OD600 de 0,2 en 200 mL de medio M9 (Na2HPO4 6,79 g/L; KH2PO4 3,0 g/L; NaCl 0,5 g/L; NH4Cl 1g/L; 1 mL/L de disolución de oligoelementos, pH 7,4. Disolución de oligoelementos: HCl 37 % (=455,8 g/L) 36,50 g/L; MnCl2*7H2O 1,91 g/L; ZnSO4*7H2O 1,87 g/L; Na-EDTA*2H2O (Titriplex III) 0,84 g/L; H3BO3 0,30 g/L; Na2MoO4*2H2O 0,25 g/L; CaCl2*2H2O 4,70 g/L; FeSO4*7H2O 17,80 g/L; CuCl2*2H2O 0,15 g/L) con un 3 % de glucosa (w/v) y se incubó durante aproximadamente 20 h. Tras la incubación del cultivo principal se cosecharon las células, se centrifugaron con 5258 g y a 4ºC durante 10 min, y se resuspendieron con una OD600 de 30 en 10 mL de

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Ensayo 2: comparación de la toxicidad entre ácidos grasos ramificados saturados y diversas cantidades de ácido oleico como intercambiador catiónico líquido

En este caso se emplearon dos concentraciones de ácido oleico diferentes, y se adaptó el volumen mediante adición de la correspondiente cantidad de LSME (laurato de metilo).

Tabla 2:

Ensayo Nº

Cepa de E. coli empleada Intercambiador catiónico líquido empleado Número de cfus después de 22, o bien 24 h respecto a t = 0 h

2a

E. coli BL21(DE3) Ácido isononanoico 0

2b

E. coli BL21(DE3) Ácido 2-etilhexanoico 0

2c

E. coli BL21(DE3) LSME/25% de ácido oleico 11 %

2d

E. coli BL21(DE3) LSME/75% de ácido oleico 18 %

2e

E. coli W3110 Ácido isononanoico 0

2f

E. coli W3110 Ácido 2-etilhexanoico 0

2g

E. coli W3110 LSME/25% de ácido oleico 29 %

2h

E. coli W3110 LSME/75% de ácido oleico 17 %

Se muestra que el número de células viables en el caso de empleo del ácido graso insaturado ácido oleico junto con LSME es claramente superior que en el caso de empleo de ácidos grasos ramificados saturados.

Ensayo 3: comparación de la toxicidad entre ácidos grasos no ramificados saturados y ácidos grasos insaturados 10 como intercambiador catiónico líquido

En este caso se compararon diversas cantidades de un ácido graso insaturado con un ácido graso insaturado respecto a su toxicidad en el caso de empleo como intercambiador catiónico líquido. Debido a la menor solubilidad del ácido graso ácido láurico, éste se empleo en menor cantidad. Los volúmenes de los diversos intercambiadores catiónicos se ajustaron con LSME. El número de cfus se determinó al comienzo, después de 4,5 y y después de 24

15 h.

Como se puede desprender de la fig. 2, la adición de ácido graso saturado como intercambiador catiónico líquido, incluso en menor concentración que la del ácido graso insaturado, ocasiona un descenso de cfus, mientras que, en el caso de ácido graso insaturado, se puede verificar un aumento de cfus.

En total se muestra un descenso de la toxicidad en los diversos intercambiadores catiónicos líquidos investigados en 20 el siguiente orden: DEHPA > ácidos grasos saturados > ácidos grasos insaturados.

Ejemplo 3: reducción de la toxicidad de un compuesto orgánico con carga positiva mediante puesta en contacto con un intercambiador catiónico líquido

Este ensayo muestra que, mediante la presencia de un intercambiador catiónico líquido, se puede reducir la acción tóxica de un compuesto orgánico de carga positiva en una fase acuosa, en cuyo caso se trata de caldo de

25 fermentación, extrayéndose este compuesto en la fase orgánica.

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El procedimiento experimental fundamental correspondía al del ejemplo 1.

Ya que ALSME 0,2 % (w/v), sistemas acuosos, presentaba acción bactericida, este ensayo se llevó a cabo en combinación con D2EHPNH3/LSME 2/98 % (w/w) de nuevo en el matraz vibratorio, en este caso D2EHPNH3 significa D2EHPA cargado cuantitativamente con amonio. Mediante el empleo del intercambiador iónico líquido se mejora la transición de ALSME a la fase orgánica, mediante lo cual se reduce su concentración en la fase acuosa, en la que se encuentran también las células. Para reducir una acción tóxica debida a D2EHPA se emplearon concentraciones reducidas de 2 % (w/w) de D2EHPNH3.

Las bacterias se resuspendieron en primer lugar en 5 mL (correspondientemente a la mitad del volumen de tampón). En caso dado se mezclaron otros 5 mL de tampón con 0,4 % (w/v) de ALSME, y a continuación se sometieron a vórtice, en caso dado con 5 mL de D2EHPNH3/LSME 2/98 % (w/w) 1 min a 3000 Upm. Esta disolución se añadió a la suspensión de bacterias dispuesta en el matraz vibratorio y se mezcló. Después se efectuó la primera toma de muestra.

La disolución tenía una consistencia espumosa al comienzo de los ensayos, que había desaparecido, no obstante, en la 2ª toma de muestra en ambos ensayos. La abreviatura "D/L" se empleó para D2EHPNH3 (D2EHPA cargado con amoniaco)/LSME 2/98 % (w/w). Entre las tomas de muestra t0 y t1,5 h aumentó el número de CFU/mL en un 34,3 %. De la toma de muestra (t1,5) hasta la última toma de muestra (t22) se redujo el número de CFU/mL en un 54,9 %. En comparación con la carga con D2EHPNH3/LSME 2/98 % (w/w) sin adición de ALSME 0,2 % (w/v), el número de células aptas para propagación después de 22 h era 4,5 veces más elevado y con un 3,4 % no significativamente menor que el valor medio de las cargas de control en tampón HEPES (véase la fig. 4). En comparación con la carga con ALSME 0,2 % (w/v) en el matraz vibratorio, sin adición de una fase orgánica, el número de CFU/mL era 2800 veces más elevado.

Se muestra que la presencia de intercambiador catiónico líquido reduce la toxicidad del compuesto cargado positivamente, en este caso determinada mediante el número de cfus remanentes.

Ejemplo 4: ensayos comparativos de toxicidad de diversos intercambiadores catiónicos líquidos frente a un microorganismo que produce ácido ω-aminoláurico (ALS) y el éster metílico (ALSME)

La biotransformación de laurato de metilo en aminolaurato se sometió a ensayo en sistema de fermentación paralela 8 veces mayor de DasGip con diversos cambiadores iónicos.

Para la fermentación se emplearon reactores de 1L. Las sondas de pH se calibraron por medio de un calibrado de dos puntos con disoluciones de medida de de pH 4,0 y pH 7,0. Los reactores se cargaron con 300 mL de agua potable y se trataron en autoclave 20 min a 121ºC para garantizar la esterilidad. A continuación, las sondas de pO2 se polarizaron durante la noche (al menos durante 6 h). A la mañana siguiente se extrajo el agua bajo la vitrina y se substituyó por medio de alta densidad celular con 50 mg/L de canamicina y 34 mg/L de cloroanfenicol. A continuación se calibraron las sondas de pO2 con una calibración de un punto (agitador: 600 rpm/gasificación 10 sL/h de aire), y se purificaron los tramos medios de alimentación, agente de corrección e inducción por medio de limpieza en sitio. A tal efecto se lavaron los tubos flexibles con un 70 % de etanol, a continuación con NaOH 1 M, después con agua VE estéril, y en último lugar se cargaron con el respectivo medio.

La cepa de E. Coli productora de ALS y ALSME BL21 (DE3) T1r pBT10 pACYC:Duet[TAcv] se cultivó en primer lugar desde el criocultivo en medio LB (25 mL en un matraz con deflectores de 100 mL) con 50 mg/L de canamicina y 34 mg/L de cloroanfenicol durante la noche a 37ºC y 200 rpm durante aproximadamente 18 h. A continuación se sobreinocularon respectivamente 2 mL de los cultivos en medio de alta densidad celular (glucosa 15 g/L (30 mL / L de una disolución madre tratada en autoclave por separado de 500 g/L con un 1 % de MgSO4*7H2O y un 2,2 % deNH4Cl), (NH4)2SO4 1,76 g/L, K2HPO4 19,08 g/L, KH2PO4 12,5 g/L, extracto de levadura 6,66 g/L, citrato trisódico dihidrato 11,2 g, disolución de citrato de hierro amónico 17 mL/L de una disolución madre al 1 % tratada en autoclave por separado, disolución de oligoelementos 5 mL/L de disolución madre tratada en autoclave por separado (HCl (37 %) 36,50 g/L, MnCl2*4H2O 1,91 g/L, ZnSO4*7H2O 1,87 g/L, ácido etilendiaminotetraacético dihidrato 0,84 g/L, H3BO3 0,30 g/L. Na2MoO4*2H2O 0,25 g/L, CaCl2*2H2O 4,70 g/L, FeSO4*7H2O 17,80 g/L, CuCl2*2H2O 0,15 g/L)) (tres veces respectivamente 25mL en un matraz con deflectores de 100 mL) con 50 mg/L de canamicina y 34 mg/L de cloroanfenicol, y se incubaron a 37°C / 200 rpm durante 6 h más.

Los 3 cultivos se reunieron en un matraz vibratorio y se determinó la densidad óptica con 7,2. Para inocular los reactores con una densidad óptica de 0,1 se extrajeron en cada caso 4,2 mL en una jeringa de 5 mL, y se inocularon los reactores por medio de una cánula a través de un séptum.

Se empleó el siguiente programa estándar:

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láurico, ácido oleico, ácido palmítico, ácido palmitoleico, ácido esteárico, y una mezcla de ácidos grasos libres de la saponificación de aceite de cardo. Para disponer un donador de grupos amino para la transaminasa, junto con la adición de la fase orgánica se añadieron 10,7 mL de una disolución de alanina (125 g/L) al caldo de fermentación. Para la toma de muestras se extrajeron de la caldera 2 mL de caldo de fermentación, y una parte de éstos se diluyeron 1/20 en una mezcla de acetona-HCl (c(HCl) = 0,1 mol/L) y se extrajeron. Se tomaron muestras de todos los 8 reactores 1,25 h, 3 h, 5 h, 20 h, 22 h y 25 h tras el inicio de la biotransformación. Las tasas de conversión para oxígeno (OTR = oxygen transfer rate) y carbono (CTR = carbon transfer rate) durante la fermentación se determinaron a través de la analítica de gas de escape en los sistemas DasGip. La fermentación se concluyó 22 h después del inicio de la biotransformación.

La cuantificación de ALS, ALSME, DDS, DDSME, LS, LSME, HLS, HLSME, OLS y OLSME en muestras de fermentación se efectuó por medio de LC-ESI/MS2 en base a un calibrado externo para todos los analitos y bajo empleo del patrón interno ácido aminoundecanoico (AUD).

En este caso se emplearon los siguientes aparatos:

 Instalación de HPLC 1260 (Agilent; Böblingen) con automuestreador (G1367E), bomba binaria (G1312B) y horno de columna (G1316A)

 Espectrómetro de masas TripelQuad 6410 (Agilent; Böblingen) con fuente de ESI

 Columna de HPLC: Kinetex C18, 100 x 2,1 mm, tamaño de partícula: 2,6 µm, tamaño de poro 100 Å (Phenomenex; Aschaffenburg)

 Columna previa: KrudKatcher Ultra HPLC de filtro en linea; profundidad de filtro 0,5 µm y 0,004 mm de diámetro interno (Phenomenex; Aschaffenburg)

Se prepararon las muestras pipeteándose 1900 µL de disolvente (mezcla de acetona/HCl 0,1 N = 1 : 1) y 100 µL de muestra en un recipiente de reacción de 2 mL. La mezcla se sometió a vórtice aproximadamente 10 segundos, y a continuación se centrifugó a aproximadamente 13000 rpm durante 5 min. El exceso claro se extrajo con una pipeta y se analizó tras dilución correspondiente con diluyente (80% (v/v) de ACN, 20% de H2O bidest. (v/v), + 0.1% de ácido fórmico). Respectivamente a 900 µL de muestra se añadieron con la pipeta 100 µL de ISTD (10 µL con un volumen de muestra de 90 µL).

La separación por HPLC se efectuó con la columna, o bien columna previa citada anteriormente. El volumen de inyección ascendía a 0,7 µL, la temperatura de columna ascendía a 50°C, la tasa de flujo ascendía a 0,6 mL/min. La fase móvil estaba constituida por eluyente A (ácido fórmico acuoso al 0,1 % (v/v) y eluyente B (acetonitrilo con un 0,1 % (v/v) de ácido fórmico). Se utilizó el siguiente perfil de gradiente.

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Tiempo [min]

Eluyente A [%] Eluyente B [%]

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El análisis por ESI-MS2 se efectuó en modo positivo con los siguientes parámetros de la fuente de ESI:

 Temperatura de gas 280°C  Flujo de gas 11 L/min  Presión de nebulizador 50 psi  Tensión capilar 4000 V

La detección y cuantificación de los compuestos aislados se efectuó con los siguientes parámetros, utilizándose respectivamente un ion producto como cualificador y uno como cuantificador:

Analito

Ion precursor [m/z] Ion producto [m/z] Tiempo de residencia [ms] Energía de colisión [eV]

DDSME

245,2 167,1 25 6

DDSME

245,2 149,1 50 8

HLSME

231,3 181,2 15 2

HLSME

231,3 163,2 25 5

DDS

231,2 213,2 50 0

DDS

231,2 149,1 25 9

ALSME

230,3 198,1 25 10

ALSME

230,3 163,2 15 10

OLSME

229,2 197,2 50 0

OLSME

229,2 161,1 25 5

HLS

217,2 181,2 35 0

HLS

217,2 163,1 20 4

OLS

215,2 161,2 25 0

OLS

215,2 95,2 60 13

Resultados:

Si se emplea DEHPA a modo de intercambiador catiónico como se describe en el estado de la técnica, se produce inmediatamente un descenso de la OTR inmediatamente tras adición del compuesto al cultivo. La curva desciende a 5 0 en un breve intervalo de tiempo, lo que indica que en el cultivo ya no hay presentes metabólicamente activas. Por lo tanto, DEHPA presenta una toxicidad de alto grado sobre las células.

Si se emplea ácido láurico como intercambiador catiónico líquido en lugar de DEHPA, se produce igualmente un descenso de la OTR, aunque éste no es tan intenso, y en el transcurso de las siguientes 22 h las células se recuperan y muestran una actividad metabólica creciente. Por consiguiente, ácido láurico es notablemente menos

10 tóxico que DEHPA.

Se observan resultados aún más claros en el caso de empleo de ácidos saturados con cadenas de carbono más largas. Si se emplean ácido palmítico y esteárico, la curva de OTR desciende de modo claramente más superficial que en el caso de empleo de ácido láurico, o incluso DEHPA. De esto se puede concluir que estos ácidos grasos presentan una acción tóxica claramente menor.

15 El empleo de ácidos grasos insaturados, como ácido palmitoleico, aceite de cardo saponificado (que contiene predominantemente ácido linoleico) y ácido oleico, conduce sorprendentemente a resultados aún mejores. Estos ácidos grasos muestran sorprendentemente una toxicidad aún menor que los ácidos grasos saturados.

Citas bibliográficas:

J. Sangster, Octanol-Water Partition Coefficients: Fundamentals and Physical Chemistry, Vol. 2 of Wiley Series in 20 Solution Chemistry, John Wiley & Sons, Chichester, 1997

Asano, Y., Fukuta, y., Yoshida, Y., and Komeda, H. (2008): The Screening, Characterisation, and Use of w-Laurolactam Hydrolase: A New Enzymatic Synthesis of 12-Aminolauric Acid, Biosc. Biotechn. Biochem., 72 (8), 2141-2150

DE10200710060705 (2007): ω-Aminocarbonsäuren oder ihre Lactame, herstellende, rekombinante Zellen

25 F. M. Ausubel (1995), Current Protocols in Molecular Biology. John Wiley & Sons, Inc.

A. M. Lesk (2008), Introduction to Bioinformatics, 3rd Edition

Claims (1)

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