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Zusammensetzung und Methode
zur Behandlung von Pseudomonas aeruginosa Infektionen
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Die vorliegende Endung betrifft eine
neue Zusammensetzung und die Herstellung eines Arzneimittels unter
Verwendung dieser Zusammensetzung zur Behandlung und Prävention
einer Infektion mit Pseudomonas aeruginosa.
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Pseudomonas aeruginosa ist ein signifikantes
opportunistisches Pathogen, welches eine Vielzahl von lebensbedrohenden
Infektionen bei immunsupprimierten oder im Immunsystem beeinträchtigten
Patienten [1–4]
verursacht. Individuen, bei denen ein Risiko besteht, P. aeruginosa
Infektionen zu entwickeln, schließen Patienten mit Cystischer Fibrose, Patienten
mit Verbrennungen, Patienten mit schwerer Neutropenie (z. B. Krebspatienten,
die ein Chemotherapie erhalten) und Intensiv-Patienten, die eine künstliche
Beatmung erhalten, ein. Die Preis dieser Infektionen ist hoch, >60,000 Leben pro Jahr
in Nord Amerika und ungefähr
$ 5 Milliarden/Jahr an Kosten im Gesundheitswesen.
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Die erste Schritt im Pseudomonas
Infektions-Prozeß scheint
die Anheftung an die Wirtszelle zu sein. Diese Anheftung wird durch
Pili auf der Oberfläche
des Bakteriums vermittelt [2,5,6]. P. aeruginosa nutzt mehrere Adhäsine, um
die Anheftung an die mucosale Oberfläche zu vermitteln, eine Analyse
der Bindungsfähigkeiten
der Adhäsine
[1,7,8] und Bindungs-Kompetitions Studien [9] zeigen jedoch, dass der
Pilus das dominante, für
die Initiierung der Infektionen verantwortliche Adhäsin ist
[1].
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P. aeruginosa Pili besitzen eine
Struktur, die einer hohlen Röhre
von ungefähr
5.2 nm im äußeren Durchmesser
und 1,2 nm Durchmesser im zentralen Tunnel (Innendurchmesser) sowie
einer durchschnittliche Länge
von 2,5 μm
[10–12] ähnelt. Der
Pilus von P. aeruginosa ist aus multiplen Kopien einer 13–17 kDa
monomeren Protein-Untereinheit, genannt Pilin, zusammengesetzt,
die sich eigenständig zu
Pili zusammensetzen („selfassembling").
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Die C-terminale Region des Pilin-Monomers enthält die epitheliale
Zell-Bindungs-Domäne [5,12] und
ist in sieben verschiedenen Stämmen
dieses Bakteriums semikonserviert [13,14]. Es ist auch gezeigt worden,
dass diese semikonservierte Region an eine minimale strukturelle
Kohlenhydrat Rezeptor-Sequenz, ß-GalNAc(1–4)ßGal bindet,
die in Glycosphingolipiden, insbesondere Asialo-GM1 und
Asialo-GM2 [15,16] vorkommt. Es gibt Hinweise
dafür, dass
die Pili-Bindung an eine Wirtszelle durch multivalente Bindung von
in jedem Pilus vorhandenen C-terminalen Bindungs-Domänen an epitheliale Zell-Rezeptoren
vermittelt wird, wobei eine solche Bindung dazu dient, Rezeptoren
auf den Zellen zu mobilisieren. Dies könnte dann wiederum für eine Cytokin-,
z. B. IL-8 Herstellung durch die Wirtszellen und daraus folgende
Entzündungsantworten
verantwortlich sein.
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Es ist bekannt, dass die C-terminale,
durch Disulfid-Brücken
verbundene 17-Reste aufweisende Region des PAK Pilin für die Generierung
von Antikörpern,
die die Bindung sowohl von Bakterien als auch ihrer Pili an epitheliale
Zellen blockieren, wichtig ist [6,17,18]. Es ist gezeigt worden,
dass sowohl monoklonale, mit P. aeruginosa Pili generierte Antiseren oder
mit synthetischen Peptiden, die die Rezeptor- Bindungs-Domäne des Pathogens
repräsentieren, generierte
polyklonale Antiseren bei der Prävention von
Infektionen effektiv sind [19].
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Die Fähigkeit von Antikörpern, die
gegen die C-terminale Pilin-Peptid-Domäne produziert wurden, eine
Pseudomonas Infektion effektiv zu hemmen, ist gezeigt worden (siehe,
z. B. U.S. Patent Nr. 5,468,484). Die Nutzung der Pilin-Peptid-Domäne bei der
Impfung gegen eine Pseudomonas-Infektion ist ebenfalls demonstriert
worden, z. B. U.S. Patente 5,445,818, 5,494,672 und 5,612,036.
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Es wäre ebenfalls wünschenswert,
eine vorhandene Pseudomonas-Infektion direkt zu behandeln, oder
ein Individuum, bei dem ein Risiko einer Pseudomonas-Infektion besteht,
prophylaktisch zu behandeln. Obwohl intakte Pili für diesen
Zweck vorgeschlagen wurden, ist dieses Verfahren durch die Tatsache
begrenzt, dass isolierte Pili, die sich eigenständig zusammengesetzt haben
(„self-assembled"), die Fähigkeit
besitzen, eine starke Entzündungsantwort
zu verursachen. Alternativ dazu ist das C-terminale Pilin-Peptid
für diesen
Zweck vorgeschlagen worden. Dieser Ansatz ist jedoch durch die relativ schwache
Bindung des Peptids an die Rezeptor-Stellen der Wirtszelle begrenzt.
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WO 90/11777 offenbart die Verwendung
von nicht-assemblierten bakteriellen Pilus-Untereinheiten, die mittels eines spezifischen
Verfahrens direkt aus Bakterien erhalten wurden, als Impfstoffe
zum Schutz von Tieren gegen eine bakterielle Infektion. MacDonald
et al. offenbaren Pilin-Monomere, die in der N-terminalen Region
mutiert sind, um den Zusammenbau der Pilin-Monomere zu Pili zu hemmen (42).
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In einer Ausführungsform betrifft die Erfindung
eine Zusammensetzung zur Verwendung in der Behandlung oder Prävention
einer Infektion mit Pseudomonas aeruginosa. Die Zusammensetzung umfasst
ein P. aeruginosa Pilin-Protein mit einer N-terminalen Peptid-Region, die durch
eine Peptideinheit ersetzt worden ist, die ein superspiralisiertes (superhelikales,
(α-Helix-) "coiled-coil") Homodimer oder
Heterodimer bilden kann. Die Zusammensetzung enthält zwei
modifizierte, durch eine superspiralisierte Heterodimeroder Homodimer-
Wechselwirkung verbundene Pilin-Peptide, wobei die modifizierten
Pilin-Peptide die in SEQ ID Nrn. 2,4,6,8 oder 10 identifizierten
Sequenzen aufweisen. Das Peptid kann in einem pharmazeutisch verträglichen
Träger, wie
einer Flüssigkeit,
die ein Aerosol bilden kann, einem partikulären Träger oder einer injizierbaren
Lösung
formuliert werden.
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Die N-terminale Region des Pilin
Peptids ist durch eine Peptideinheit ersetzt worden, die in der Lage
ist, eine superspiralisierte Heterodimer- oder Homodimer-Struktur
mit einer gegensätzlich
geladenen oder identischen alpha-Helix formenden Peptideinheit zu
bilden, wie durch ein so genanntes Leucin-Zipper Peptid repräsentiert.
Das modifizierte Pilin-Peptid
kann dimere Strukturen bilden, die aufgrund divalenter Bindung eine
höhere
Bindungsaffinität
zu Wirtszellen als das korrespondierende Monomer besitzen. Diese
sind jedoch weniger entzündlich als
intakte Pili, und zwar aufgrund des herabgesetzten Grades an Mobilisierung
der Wirtszell-Rezeptor-Stellen, wenn man sie mit der durch Bindung
intakter Pili hervorgerufenen Mobilisierung vergleicht. Weiterhin
erlaubt die dimere Konstruktion, dass Pilin-Peptide von zwei verschiedenen
Pseudomonas Stämmen
in dimerer Form assembliert werden oder eine Kombination eines einzelnen
Pilin-Peptids und eines anderen therapeutischen Agens, z. B. eines antibakteriellen
Agens, das in spaltbarer Form auf einem Träger-Peptid transportiert wird,
und das andere Monomer in der dimeren Struktur bildet.
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Das modifizierte Pilin-Peptid kann
erfindungsgemäß weiter
modifiziert werden, um die Immunogenität in Ziel-Organismen wie z.
B. Menschen, zu reduzieren oder zu eliminieren. Gemäß einer
weiteren Ausführungsform
der Eifindung wird die Zusammensetzung zur Herstellung eines Arzneimittels zur
Behandlung oder Prävention
einer P. aeruginosa Infektion eines Individuums verwendet. Die Zusammensetzung
soll dem Individuum in einer pharmazeutisch wirksamen Menge an modifiziertem
P. aeruginosa Pilin-Protein verabreicht werden. Das Peptid soll
z. B. mittels Formulierung des Peptids als eine Flüssigkeit
oder ein partikuläres
Aerosol verabreicht werden. Dabei soll das Aerosol dem Individuum über den
Atemweg oder mittels intravenöser
Verabreichung zugeführt
werden. Diese und andere Ausführungsformen
und Merkmale der Erfindung werden deutlicher, wenn die folgende
detaillierte Beschreibung der Erfindung im Zusammenhang mit den
anhängigen
Figuren gelesen wird.
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1A-1E zeigen
die Nukleotid- und korrespondierende Aminosäure-Sequenz eines beispielhaften
verkürzten
Pilin-Proteins aus K122 (1A), PAK (1B), PAO (1C), P1 (1D), und KB7
(1E), wobei die Nukleotid- und Polypeptid-Sequenzen von K122, PAK, PAO,
P1 und KB7 in SEQ ID Nrn.: 1 und 2, SEQ ID Nrn: 3 und 4, SEQ ID
Nrn: 5 und 6, SEQ ID Nrn: 7 und 8 beziehungsweise SEQ ID Nrn: 9
und 10 identifiziert werden;
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2A und 2B zeigen Vektor-Konstrukte
mit der Bezeichnung pDLB42 und pDLB43, die ein N-terminales H-Spiralen-verkürztes ("H coil-truncated") PAK Fusionspeptid
(2A) und ein N-terminales E-Spiralen-verkürztes ("E coil-truncated") PAK Fusions-Peptid (2B) enthalten;
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3A und 3B zeigen die Nukleotid-
und Polypeptid-Sequenzen eines beispielhaften N-terminalen H-Spiralen-verkürzten PAK
Fusions-Peptids (3A) und eines beispielhaften N-terminalen E-Spiralen-verkürzten PAK
Fusionspeptid (3B) in den Vektor-Konstrukten in den 2A bzw. 2B,
wo die Nukleotid- und Polypeptid-Sequenzen jeweils in SEQ ID Nrn:
11 und 12 bzw. SEQ ID Nrn: 13 und 14 identifiziert sind;
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4A und 4B zeigen jeweils Nukleotid-
und Polypeptid-Sequenzen eines beispielhaften N-terminalen H-Spiralen-verkürzten K122
Fusionspeptids (4A) bzw. eines beispielhaften N-terminalen E-Spiralen-verkürzten K122
Fusionspeptids, wobei die Nukleotid- und Polypeptid-Sequenzen jeweils
in SEQ ID Nrn: 15 und 16 bzw. SEQ ID Nrn: 17 und 18 identifiziert
sind;
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5A und 5B zeigen jeweils Nukleotid-
und Polypeptid-Sequenzen eines beispielhaften N-terminalen H-Spiralen-verkürzten PAO
Peptids (5A) bzw. eines beispielhaften N-terminalen E-Spiralen-verkürzten PAO
Fusionspeptid; wobei die Nucleotid- und Polypeptid-Sequenzen jeweils
in SEQ ID Nrn: 19 und 20 bzw. SEQ ID Nrn: 21 und 22 identifiziert
sind.
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6 zeigt
Schritte in der Aufreinigung des verkürzten K122 Pilin-Proteins aus 1A;
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7 ist
eine Darstellung einer Größenausschluß-Chromatographie
des verkürzten
K122 Pilin-Proteins aus 1A;
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8 ist
eine Darstellung der kompetitiven Inhibition der Bindung von biotinylierten
PAK Pili an immobilisiertes Asialo-GM1 durch
das verkürzte
K122 Pilin-Protein von 1A;
und
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9 zeigt
die Fähigkeit
eines modifizierten Pilin-Proteins, welches eifindungsgemäß erzeugt wurde,
in einem Maus-Modell das Überleben
bei einer Pseudomonas-Infektion zu verlängern.
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Der erste Abschnitt beschreibt modifizierte, gemäß der Erfindung
erzeugte Pseudomonas Pilin-Peptide und Expressionsvektoren zur rekombinanten
Expression der Proteine. Der zweite Abschnitt stellt Verfahren zur
Konstruktion eines Modell-Expressionsvektors für ein verkürztes PAK Pilin-Protein bereit,
zur Isolierung des Proteins und einen kompetetiven Bindungs-Test
zur Charakterisierung der Fähigkeit
des modifizierten Proteins, ASIALO-GM1 Glycosphingolipid
zu binden. Im dritten Abschnitt wird gemäß einer weiteren Ausführungsform der
Endung das Verfahren zur Behandlung oder Prävention von Pseudomonas-Infektionen
und die Wirkung der Behandlung in einem Modell-Tiersystem dargelegt.
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Modifizierte Pilin-Peptid
Zusammensetzungen
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Die Eifindung macht sich die Beobachtung zunutze,
dass das P. aeruginosa Pilin-Protein modifiziert werden kann, um
durch Modifizierung des N-Terminus des Proteins zur Verhinderung
einer alpha Helix Bildung ein eigenständiges Zusammensetzen („selfassembly"), d. h. Oligomerisierung
zu verhindern. Die Erfindung macht sich die weitere Beoachtung zunutze,
dass eine dimere Form des Pilin-Peptids in der Behandlung oder als
ein Prophylaktikum für
Pseudomonas-Infektionen wirksam ist, diese verglichen mit intakten
Pili jedoch keine oder eine signifikant verminderte Entzündungsantwort
hervorruft.
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Die hier betrachteten N-terminalen
Peptid-Modifizierungen betreffen den allgemeinen Typ: Ersetzen des
N-terminalen Teils durch eine alpha-helikale superspiralisierte
homodimere oder heterodimere Sequenz.
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Der N-terminale Teil des Peptids
kann deletiert werden, um ein Pilin-Protein herzustellen, dessen
N-terminaler Region ein kritischer, α-Helix bildender Teil fehlt.
Die Deletionen in dem N-terminalen Teil des Peptids sind bevorzugt
die ersten 15 bis ersten 40 N-terminalen Aminosäuren, bevorzugt die ersten 25
bis ersten 30 N-terminalen Aminosäuren. In einem im folgenden
beschriebenen beispielhaften Peptid sind die N-terminalen Reste
1-28 des Pilin-Proteins aus dem Stamm K122 deletiert. Dieses Peptid
wird im folgenden als K-122-4
bezeichnet. In 1A ist die Polynukleotid-
und korrespondierende Polypeptid-Sequenz
des modifizierten Proteins gezeigt und hier als SEQ ID Nr:l (Polynukleotid-Sequenz) und SEQ
ID Nr.2 (Polypeptid-Sequenz) identifiziert. Die ersten fünf Aminosäure-Reste
in der Polypeptid-Sequenz sind in der K122 Sequenz ursprünglich nicht vorhanden,
sondern stammen von einer intrinsischen kodierenden Sequenz des
Expressionsvektors. Der C-terminale Rest des Polypeptids ist der
Pro-Rest unmittelbar stromaufwärts
der zwei OCH Stop-Codons; d. h. die in SEQ ID Nr:2 identifizierte Polypeptid-Sequenz
enthält
nicht die Reste Ser-Ser-Lys-Leu-Gly stromabwärts der Stop-Codons.
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In den 1B-1E sind ähnliche
Polynukleotid- und Polypeptid-Sequenzen der verkürzten Pilin-Peptide aus PAK,
PAO, P1 bzw. KB7 Pseudomonas-Stämmen
gezeigt. Die Polynukleotid- und Polypeptid-Sequenzen des verkürzten Pilin-Peptids
aus dem Stamm PAK sind dargestellt in SEQ ID Nrn:3 beziehungsweise
4 (1B); des verkürzten Pilin-Peptids
aus Stamm PAO in SEQ ID Nrn:5 beziehungsweise 6 (1C); des verkürzten Pilin-Peptids aus Stamm
P1 in SEQ ID Nrn:7 beziehungsweise 8 (1D);
und des verkürzten
Pilin-Peptids aus Stamm KB7 in SEQ ID Nrn:9 beziehungsweise 10 (1E).
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Das nachfolgende Beispiel erläutert die
rekombinante Herstellung des obigen verkürzten, als K122-4 bezeichneten
Pilin Proteins, wobei seine 28 N-terminalen Aminosäure-Reste
deletiert werden. Dem Fachmann ist bekannt, dass eine Vielzahl von Verfahren
zur Verfügung
steht, um P. aeruginosa Pilin-Protein mit einer modifizierten N-terminalen
Region herzustellen. Die Referenzen 20 – 26 z. B. offenbaren verschiedene
P. aeruginosa Pilin-Protein-Gene. Referenz 27 zeigt detailliert
Verfahren zur Expression von Pilin-Peptiden in E. coli.
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Es wird weiterhin anzuerkennen sein,
dass Verfahren zur Modifizierung der N-terminalen Region eines Pilin-Protein-Gens,
um eine gewünschte
Modifikation in dem Protein zu erreichen, für den Fachmann in seinem Fachwissen
liegt. Die orts-gerichtete Mutagenese z. B., beinhaltend Substitution,
Deletion und zusätzliche
Mutationen der Gen-Sequenz können
mittels bekannter Verfahren ausgeführt werden, wobei z. B. PCR
Primer eingesetzt werden. Ähnlich können Gene
mit Verkürzungen
verschiedener Länge
mittels Standard-Verfahren,
wie im Folgenden beispielhaft dargestellt, präpariert werden.
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Diese N-terminale Region eines Pilin
Peptids, z. B. die ersten wie vorstehend aufgeführten deletierten 15 – 40 Reste,
wird durch ein Peptidsegment ersetzt, welches ein superspiralisiertes
(„coiled
coil") Homodimer
mit einem identischen Peptid-Segment ausbilden kann oder ein Heterodimer
mit einem gegensätzlich
geladenen Peptid-Segment. Peptide mit dieser ein superspiralisiertes
Dimer bildenden Fähigkeit
sind z. B. in den PCT Anmeldungen WO 97/12988 und WO 95/31480 offenbart
worden.
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Beispielhafte superspiralisierte
Peptide werden hier als E-Spiralen ("E coils") bezeichnet, bezugnehmend auf negativ-geladene
Untereinheiten, deren Ladung überwiegend
durch Glutaminsäure-Reste
bereit gestellt wird und als K-Spiralen ("K coils"), bezugnehmend auf positiv-geladene
Untereinheiten, deren Ladung überwiegend
durch Lysin-Reste bereit gestellt wird. Die zwei Spiralen („coils") bilden, wenn gemischt,
ein stabiles 1 : 1 K:E Dimer. Eine exemplarische E-Spiralen-Sequenz
wird in den 3B-5B gezeigt, wo das
E-Spiralen-Segment in etwa die Reste mit den Nummern 13-53 der Fusionspeptid-Sequenzen ausmacht.
In den zwei vorgenannten PCT-Anmeldungen wird die Sequenz einer
K-Spiralen-Sequenz, die für
die Dimerisierung mit dieser E-Spirale geeignet ist, dargestellt.
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Gemäß einer weiteren Ausführungsform kann
das superspiralisierte Segment eine homodimere Sequenz sein, hier
als H-Spirale ("H
coil") bezeichnet,
welche mit sich selbst dimerisieren kann. Exemplarische H-Spiralen-Sequenzen
werden in den 3A-5A gezeigt, wobei
das H-Spiralen-Segment in etwa die Reste mit den Nummern 13–53 der
angegebenen Fusionspeptid-Sequenzen ausmacht. Diese zwei Segmente
bilden, wenn gemischt, ein 1 : 1 Homodimer.
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Um ein heterodimeres modifiziertes
Pilin-Peptid herzustellen, werden Fusionsproteine, die sowohl E-Spiralen
als auch K-Spiralen N-terminale Segmente enthalten, gebildet und
dann gemischt, um das gewünschte
Dimer herzustellen. Die zwei verschiedenen, das Dimerbildenden Peptide
können modifiziertes
Pilin-Protein aus demselben Stamm sein, z. B. ein PAK/PAK Pilin-Dimer,
oder aus verschiedenen Stämmen
stammen wie im Falle des PAK/K122 Dimers. Gemäß einer weiteren Ausführungsform
kann eines der zwei Peptide ein nicht mit einem Pilin verwandtes
Peptid sein, zum Beispiel ein Träger-Protein,
dass selbst ein therapeutisches Peptid ist, z. B. ein antibakterielles
Peptid-Agens, oder ein Träger-Protein,
welches mit einer therapeutischen Komponente derivatisiert ist,
die von dem Träger
z. B. mit einer Esterase abgespalten werden kann.
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Im Falle eines Homodimers sind die
zwei modifizierten Pilin-Proteine üblicherweise die gleichen,
obwohl Homodimere mit Pilin-Proteinen aus verschiedenen Stämmen oder
mit einem Gemisch eines Pilin und Nicht-Pilin Peptids in einem Gemisch aus
Dimeren mit gleichen Peptiden und verschiedenen Peptiden gebildet
werden können.
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Die 2A und 2B zeigen die allgemeine Herstellung
von Expressionsvektoren zur rekombinanten Herstellung von modifizierten
Pilin-Peptiden (Fusionspeptiden) mit einem N-terminalen H-Spiralen
verkürzten
Pilin-Fusions-Peptid in einem E. coli Wirt, in diesem Fall ein PAK-Peptid
(2A) und einem N-terminalen E-Spiralen-verkürztem PAK Pilin-Fusions-Peptid (2B).
Die Vektoren werden gemäß Standard-Verfahren
durch Insertion einer geeigneten Kodierungssequenz in den pDLB Vektor,
gespalten mit EcoRI und HindIII, hergestellt, [33,34]. Die in 3-5 gezeigte
Polynukleotid-Sequenz erläutert
beispielhafte, für
die Fusionsproteine kodierende Sequenzen, die in die Vektoren inseriert
werden.
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Die 3A und 3B zeigen die Nukleotid-
und Polypeptid-Sequenzen des N-terminalen H-Spiralen verkürzten PAK
Peptids (3A) und des N-terminalen E-Spiralen verkürzten PAK-Peptids
(3B) in den Vektor-Konstrukten in 2A beziehungsweise
2B. Die Nukleotid- und Polypeptid-Sequenzen sind in SEQ ID Nrn:
11 und 12 (H Spiralen Peptid) beziehungsweise SEQ ID Nrn: 13 und
14 (E Spiralen Peptid) identifiziert. Die 4A und 4B zeigen
jeweils Nukleotid- und Polypeptid- Sequenzen für die H-Spiralen und E-Spiralen Fusionsproteine,
wobei die Sequenzen in den SEQ ID Nrn: 15 und 16 (H-Spiralen-Peptid)
beziehungsweise in den SEQ ID Nrn: 17 und 18 (E-Spiralen-Peptid)
identifiziert sind. Die 5A und 5B zeigen Nukleotid- und
Polypeptid-Sequenzen des N-terminal verkürzten H- Spiralen PAO Peptids
(5A) beziehungsweise des N-terminal verkürzten E-Spiralen PA0-Peptids
(5B), wobei die Nukleotid- und Polypeptid-Sequenzen in den SEQ ID
Nrn: 19 und 20 (H-Spiralen-Peptid) beziehungsweise in den SEQ ID Nrn:
21 und 22 (E-Spiralen Peptid) identifiziert sind.
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Das erfindungsgemäße, modifizierte Pilin-Peptid
kann weiter modifiziert werden, um seine Immunogenität in Menschen
zu verringern oder eliminieren. Dies kann z. B. durch den in der
PCT Anmeldung WO 98/52976 offenbarten Ansatz erreicht werden. Kurz
gesagt, involviert der Ansatz die Schritte (a) Bestimmung mindestens
eines Teils der Aminosäure-Sequenz des Proteins,
in diesem Fall des modifizierten Pilin-Peptids, (b) Identifizierung
in der Aminosäure-Sequenz
von einem oder mehr potentiellen Epitopen für T-Zellen (T-Zell-Epitope) der Spezies und
(c) Modifizieren der Aminosäure-Sequenz,
um mindestens eines der in Schritt (b) identifizierten T-Zell Epitope
zu entfernen, wodurch die Immunogenität des Proteins beseitigt oder
reduziert wird, wenn es dem Immunsystem der Spezies ausgesetzt wird.
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Obwohl die folgenden Beispiele 1
bis 5, gerichtet auf Zusammensetzungen mit N-terminal verkürzten Pilin-Proteinen,
nicht durch die vorliegende Erfindung umfasst sind, werden sie zu
illustrativen Zwecken beibehalten. Sie zeigen beispielhaft die Herstellung
und Effektivität
der Proteine, die strukturell mit den beanspruchten modifizierten
Pilin-Proteinen
mit Ausnahme der N-terminalen Region verwandt sind, und die mit
den beanspruchten Proteinen die Fähigkeit gemeinsam haben, das
eigenständige Zusammensetzen
der P. aeruginosa Pilin-Proteine zu verhindern und tragen somit
zur Ausführbarkeit
der beanspruchten Zusammensetzung bei.
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Herstellung und Charaktertsierung
modifizierter Pilin Proteine
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A. Herstellen der kodierenden Sequenz
und Konstruktion eines Expressionsvektors.
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In einem allgemeinen Verfahren werden
modifizierte Pilin-Proteine mittels PCR Amplifikation bekannter
und verfügbarer
Pilin kodierender Sequenzen unter Verwendung von Primern hergestellt,
die die gewünschte
Deletion, Modifizierung oder Insertion einer superspiralisierten
Einheit in die amplifizierten kodierenden Sequenzen bewirken. Die
Primer stellen auch geeignete Endonuclease-Spalt-Sequenzen in den
amplifizierten Fragment-Enden zur Einführung in ausgewählte Insertions-Stellen
eines Expressionsvektors bereit. Nach Amplifizierung und Endonuclease-Behandlung
wird das kodierende Sequenzfragment gereinigt und zur Expression
in einer Wirtszelle in einen geeigneten Expressionsvektor, z. B.
in einen E. coli Expressionsvektor, unter der Kontrolle eines geeigneten
Promotors eingefügt.
Das nachstehende Beispiel 1 zeigt detailliert die Konstruktion der
kodierenden Sequenz und eines Expressionsvektors für das verkürzte PAK
Pilin-Peptid, dessen Sequenz in 1A gezeigt
ist.
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Beispiel 1
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Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR).
PCR wurde im Stratagene Robocycler 40 Thermocycler, unter Verwendung
des Standard-Protokolls, durchgeführt. Jedes Reaktionsgemisch
(insgesamt 100 μl), das
den Reaktionspuffer 700mM Trts HCl pH 8.8, 200 mM MgCl2,
200μM von
jedem dNTP, Matrizen DNA (1μg),
825 ng von jedem der Primer und 2.5 Einheiten Taq Polymerase, enthielt,
wurde 10 Min bei 94°C
denaturiert, woran sich von 30 Amplifizierungszyklen (3 Min. Denaturierung
bei 94°C,
2 Min Aneinanderlagern bei 58°C
und 2 Min Verlängerung
bei 72°C)
anschlossen.
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DNA-Sequenzierung. DNA aus den klonierten
Plasmid-Präparationen
wurden unter Verwendung der Didesoxy-Nukleotid-Methode von Sanger
et al. in Kombination mit geeigneten, als Primer verwendeten Oligonukleotiden,
sequenziert.
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Verkürzte K122-4 Pilin-Protein-Gene.
Verkürzte
K122 (1–28)
Pilin-Gene wurden mittels Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR) hergestellt.
Zuerst wurde zuvor klonierte K122 DNA (22), die das Pilin-Gen enthielt,
einer PCR unter Verwendung der synthetischen Oligonukleotidprimer
(mit Restriktionsstellen, die für
Klonierungszwecke zugesetzt wurden) unterworfen, die den Anfang
und das Ende der Nucleotidreste, entsprechend der Aminosäuren 28
und 150, flankierten. Das erhaltene PCR Produkt wurde mittels Elektrophorese
auf einem 8%-igem Polyacrylamid Gel gereinigt. Fragmente von etwa
380 Bp wurden isoliert und mit den Enzymen EcoRI und HindIII gespalten.
Die Spaltprodukte wurden mittels Phenol-Extraktion und nachfolgender
Ethanol-Präzipitation
gereinigt. 1A zeigt
die Polynukleotid-Sequenz und entsprechende Aminosäure-Sequenz
des verkürzten
Pilin-Proteins.
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Die gereinigten Spaltprodukte wurden
in den pRLD Expressionsvektor in EcoRI-HindIII Stellen kloniert.
Die ligierte Plasmid-DNA wurde zur Expression in den Wirtsstamm
BL21 transformiert. Plasmid-DNAs wurden aus den Carbenicillin-resistenten Rekombinanten
mittels des Klarlysat-Verfahrens isoliert und mit Restriktionsenzymen
gespalten, um die korrekte Größe der Inserts
zu kontrollieren. Rekombinante DNA, die Inserts der korrekten Größe enthielt, wurde
wie oben beschrieben, in beiden Orientierungen sequenziert.
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B. Expression eines modifizierten
Pilin-Proteins
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Das rekombinante Protein wird in
einem geeigneten Wirt unter geeigneten Expressionsbedingungen gemäß allgemein
bekannter Verfahren exprimiert. Bei der bakteriellen Synthese, z.
B., kann das Protein aus dem periplasmatischen Raum der Bakterien
oder in sezernierter Form aus dem Wirtszell-Kulturmedium erhalten
werden. Das nachfolgende Beispiel 2 erläutert die Expression des vorgenannten, verkürzten PAK
Pilin-Proteins in E coli.
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Beispiel 2
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E. coli Zellen (BL21), die das K122(1–28) Plasmid
mit dem K122 verkürzten
Pilin-Gen beherbergten, wurden bei 37°C in LB Medium, das Carbenicillin
(100μg/ml)
enthielt, bis zu einer A50 von 0,5 – 0,7 unter Schütteln angezogen.
Die Herstellung rekombinanter Proteine wurde durch Zugabe von Isopropyl ß-D-Thiogalactopyranosid
(IPTG) bis zu einer Endkonzentration von 1 mM induziert. Dann wurden die
Bakterien für
weitere 8 Stunden bei 37°C
angezogen. Das exprimierte periplasmatische Protein wurde mittels
osmotischem Schock wie folgt extrahiert: Die Zellen wurden bei 4.000
g für 10
min bei 4°C
geerntet und in TES Puffer (10mM Tris-HCl, 5mM EDTA, 20% Sucrose,
pH 8.0) in einem Endvolumen von 80 ml pro Gramm Nassgewicht resuspendiert.
Die Zellen wurden vorsichtig 10 min bei Raumtemperatur (150 UpM)
geschüttelt.
Die Suspension wurde dann zentrifugiert und das erhaltene Sediment
wurde in 5 mM eiskaltem MgSO4 (80 ml pro
Gramm Nassgewicht) resuspendiert. Die Zellsuspension wurde vorsichtig für 30min
auf Eis geschüttelt,
und danach bei 8.000 g für
15 min bei 4°C
zentrifugiert. Der die periplasmatische Fraktion enthaltende Überstand
wurde dann durch Passage durch einen 0,45μm Filter geklärt und anschließend mittels
Säulenchromatographie
wie beschrieben gereinigt.
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C. Protein Reinigung
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Verfahren, die zur Reinigung von
Pilin-Peptiden beschrieben wurden, sind geeignet, obwohl einige
Modifizierungen zur Anpassung an die modifizierte Sequenz erforderlich
sein können.
Im Falle eines Fusions Pilin-Peptids mit einer N-terminalen superspiralisierten
Peptid-Einheit kann das Fusionsprotein mittels Affinitätschromatographie
unter Verwendung eines immobilisierten superspiralisierten Peptids
zum Einfangen des Fusionsproteins isoliert werden. 6 illustriert ein allgemeines Schema
zur Reinigung eines gemäß der vorliegenden
Endung hergestellten modifizierten Pilin-Proteins, die im folgenden Beispiel 3 detailliert
beschrieben ist. Hierbei soll das Proteinreinigungsschema nur beispielhafter
Natur sein.
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Beispiel 3
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Die periplasmatischen Fraktionen
der transformierten bakteriellen Expressions-Wirtszellen wurden
durch einen 0,45μM
Filter gefiltert und mit einem gleichen Volumen von 20 mM Natriumacetat-Puffer pH
4,5 verdünnt,
dann an eine Carboxymethyl-Zellulose Säule (CM-52 von 30 cm × 2 cm) adsorbiert, die zuvor
mit 10 mM Natriumacetat-Puffer pH 4,5 (Basis-Puffer) äquilibriert
wurde und mit einem linearen Gradienten von 0 – 0,8 M NaCl in 10 mM Natriumacetat
pH 4,5 eluiert. Fraktionen (3 ml Volumen) wurden gesammelt und die
Absorption bei A280 nm bestimmt. Fraktionen, die das Pilin-Protein
enthielten, wurden vereinigt, gefriergetrocknet und in kleinen Volumina
destillierten Wassers gelöst
und dann über Sephadex
G-75 fraktioniert. Wie in 7 gezeigt, war
das Molekulargewicht des Pilin-Proteins (Stern in der Grafik) etwa
13 kD, übereinstimmend
mit der Länge
des Proteins von 129 Aminosäure-Resten (siehe 1A).
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Das isolierte Protein wurde durch
Elektrophorese auf einem Natriumdodecylsulfat Polyacrylamid-Gel
(SDS-PAGE Gele) fraktioniert. Die Gele wurden anschließend mit
Coomassie Brilliant Blau R-250 gefärbt oder auf PVDF Membranen übertragen.
Die Membranen wurden mit K122 IgG-Antiserum inkubiert. Der verwendete
sekundäre
Antikörper
war Anti-Maus IgG-alkalische Phosphatase. Der gebundene Antikörper wurde
mit BCIP Substrat detektiert. Die Ergebnisse (nicht gezeigt) weisen
auf ein im wesentlichen reines Protein hin.
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D. Fähigkeit des Fusionsprotein,
mit nativen Pili um die Bindung an Rezeptor-Stellen zu konkurrieren.
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Um zu bestätigen, dass das modifizierte
Pilin-Peptid, einschließlich
dimerisierter Formen des Peptids, in der Lage ist, mit Pili um die
Bindung an Rezeptorstellen zu konkurrieren, kann das Peptid in einem
kompetitiven Bindungstest mit nativen Pili getestet werden. Die
Pili können
von gleich-stämmigen oder
verschieden-stämmigen
Pseudomonas Organismen stammen. Im weiteren kann das modifizierte Pilin
gegen eine Anzahl von verschiedenstämmigen Pili getestet werden,
um die Kreuzspezifität,
welche das Peptid wahrscheinlich als therapeutisches Agens haben
würde,
zu untersuchen. Das nachfolgende Beispiel 4 beschreibt einen beispielhaften
Bindungstest diesen Typs.
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Beispiel 4
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Eine Polystyren-Mikrotiter Platte
(Costar, Cambridge, MA) wurde mit 50 μl/Vertiefung Asialo-GM1 (40 μg/ml)
in Methanol beschichtet. Das Lösungsmittel
wurde bei Raumtemperatur in einer Dunstabzugshaube evaporiert. Nicht-spezifische Bindungsstellen
wurden mit 200 μl/Vertiefung
5% (Gew./Vol.) BSA in PBS blockiert. Nach Inkubation bei 37°C für 1,5 Stunden
wurden die Vertiefungen 3 mal mit 250 μl PBS, ergänzt mit 0,05% (Gew./Vol.) BSA
(Puffer A), gewaschen. Aliquots (50 μl) von biotinylierten P. aeruginosa
PAK Pili (0,88 mg/ml, verdünnt
1 : 1000 in Puffer A), die verschiedene Konzentrationen von K122-4
verkürztem
Pilin enthielten, wurden jeder Vertiefung zugesetzt. Nach 2-stündiger Inkubation
bei 37°C
wurden die Vertiefungen 5 mal mit 250 μl Puffer A gewaschen, dann wurde
50 μl/Vertiefung
Streptavidin-Alkalische Phosphatase Konjugat (Gibco BRL) bei einer
1 : 3000 Verdünnung
mit Puffer A zugesetzt und 1 Stunde bei Raum-Temperatur inkubiert.
Nach der Inkubation wurde die Platte 5 mal mit 250 μl/Vertiefung
Puffer A gewaschen. Nach dem Waschen wurden 80 μl/Vertiefung p-Nitrophenylphosphat
Substrat Lösung
(1 mg/ml in 10% Diethanolamin, pH 9.8) zugegeben. Die Ablesungen
bei 405nm wurden aufgenommen und die Ergebnisse wurden als Prozent
Hemmung ausgedrückt.
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Wie in 8 gezeigt,
war die prozentuale Hemmung von der Konzentration des verkürzten Proteins
Dosis-abhängig.
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Behandlungsverfahren
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Die erfindungsgemäße modifizierte Pilin-Peptid-Zusammensetzung
ist bei der Behandlung bestehender Pseudomonas-Infektion oder für eine prophylaktische
Behandlung von Individuen, bei denen ein Risiko von Pseudomonas
Infektionen besteht, z. B. Cystische Fibrose Patienten, Patienten mit
Verbrennungen und Patienten mit schwerer Neutropenie (z. B. Krebspatienten,
die eine Chemotherapie erhalten) und Intensiv-Patienten, die eine
künstliche
Beatmung erhalten, nützlich.
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Das Peptid, das verabreicht werden
soll, ist in seinem N-terminalen Segment durch Dimerbildende Einheiten
modifiziert, wie zuvor ausführlich
beschrieben. Weiter kann das Peptid modifiziert werden, z. B. wie
in W098/52976 ausführlich
für eine
herabgesetzte Immunogenität
beschrieben.
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Eine bevorzugtes Verfahren der Verabreichung
ist die Inhalation, typischerweise in einer Aerosol- oder Mikropartikel-Form.
Verfahren zur Herstellung und Verabreichung der Peptide mittels
Aerosol sind genau bekannt und für
dieses Verfahren geeignet. Charakteristischerweise ist die Menge
des verabreichten Peptids etwa 0,5 bis 25 mg/Dosis/Patient, wobei
die Menge Peptid, die die Atmungswege der Lunge erreicht, von der
Effizienz des Aerosols und des Verabreichungsverfahrens abhängt. Das
Peptid kann regelmäßig verabreicht
werden, z. B. alle 6–8 Stunden,
und zwar über
einen Zeitraum, bis ein zufriedenstellendes therapeutisches Ergebnis
erreicht ist.
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Gemäß einer weiteren Ausführungsform kann
das Peptid zur Verabreichung durch eine transmucosale Route bereit
gestellt werden, z. B. intranasal oder für intravenöse (IV), intraperitoneale (IP),
intramuskuläre
(IM) oder subkutane (SubQ) Injektion. Charakteristischerweise liegen
geeignete Dosen bei einer Menge von 1 mg bis 50 mg, einmal am Tag
oder über
ein häufigeres
Dosierungsschema verabreicht, obwohl höhere Dosen bei der IP, IM,
oder SubQ Verabreichung erforderlich sein können, entsprechend der relativ
langsamen Peptid Freisetzung und Aufnahme an Orten der Infektion.
Transdermale Verabreichung kann ebenfalls wirkungsvoll sein, und
zwar unter der Annahme, dass das Peptid wirksam über diese Route aufgenommen
werden kann. Das nachfolgende Beispiel 5 demonstriert die therapeutische Effizienz
bei intraperitonealer Verabreichung des Peptids.
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Zur prophylaktischen Verabreichung
kann das Peptid zur Verabreichung in einer Einzeldosis oder in mehreren
Dosen bereitgestellt werden, z. B. alle 8 Stunden, und zwar für einen
Zeitraum, der einem erhöhten
Infektionsrisiko vorausgeht. Die Peptid Dosen können ähnlich wie vorstehend angegeben sein.
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Das Peptid kann zur Verabreichung
zusammen mit anti-bakteriellen Agenzien, typischerweise nicht-peptidischen
Agenzien bereitgestellt werden, die üblicherweise verwendet werden,
um Pseudomonas-Infektionen zu behandeln.
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Beispiel 5
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A. BY/SnJ Mäuse wurden verwendet, da sie gegenüber P. aeruginosa
Infektionen weniger resistent als andere Maus-Stämme sind. Gewicht: 18–20 Gramm;
Alter: 10 Wochen. K122-4
verkürztes
Pilin (1A) wurde A.BY/SnJ
Mäusen
intraperitoneal verabreicht, 15 Minuten bevor die Mäuse intraperitoneal
mit PAK Wildtyp bei einer 3LD50 infiziert
wurden. Die Mäuse
wurden im Stundenrhythmus zwischen 16 und 48 Stunden beobachtet.
Wie festgestellt wurde, war das prozentuale Überleben innerhalb des Bereichs
der getesteten Pilin-Protein Mengen Dosis-abhängig.
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Aus dem vorhergehenden kann gefolgert werden,
dass (i) ein N-terminal modifiziertes Pilin-Protein, welches unfähig ist,
zu oligomerisieren (eigenständiges
Zusammensetzen, „self-assemble"), leicht als ein
sezerniertes prozessiertes Protein in einem rekombinanten Expressionssystem
exprimiert wird; (ii) das modifizierte Protein eine funktionelle
epitheliale Zellrezeptor-Bindedomäne bewahrt, die die Bindung
an GalNAcGal enthaltende Glycokonjugate vermittelt; (iii) das modifizierte
Protein bei einer Protein-Konzentration
von <600 μg/ml ein
Monomer ist; (iv) die Vor-Verabreichung des modifizierten Proteins in
Säugern
einen Dosis-abhängigen
Schutz vor Exposition mit einem heterologen P. aeruginosa Stamm verleiht.
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Obwohl die Erfindung unter Bezug
auf spezifische Ausführungsformen
beschrieben worden ist, soll sie so verstanden werden, dass eine
Vielzahl verschiedener N-terminaler Modifizierungen von Pilin-Peptiden
und eine Vielzahl verschiedener P. aeruginosa Stämme eingesetzt werden können, ohne
den Sinn der Erfindung zu verlassen.
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SEQUENZPROTOKOLL
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- SEQ ID Nr:l: Polynukleotid-Sequenz von modifiziertem K122
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:2: Polypeptid-Sequenz von modifiziertem K122 Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:3: Polynukleotid-Sequenz von modifiziertem PAK Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:4: Polypeptid-Sequenz von modifiziertem PAK Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:5: Polynukleotid-Sequenz von modifiziertem PAO Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:6: Polypeptid-Sequenz von modifiziertem PAO Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:7: Polynukleotid-Sequenz von modifiziertem P1 Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:8: Polypeptid-Sequenz von modifiziertem P1 Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:9: Polynukleotid-Sequenz von modifiziertem KB7 Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:10: Polypeptid-Sequenz von modifiziertem KB7 Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:l 1: Polynukleotid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem PAK
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:12: Polypeptid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem PAK
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:13: Polynukleotid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem PAK
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:14: Polypeptid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem PAK
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:15: Polynukleotid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem K122
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:16: Polypeptid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem K122
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:17: Polynukleotid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem K122
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:18: Polypeptid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem K122
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:19: Polynukleotid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem PAO
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:20: Polypeptid-Sequenz von H-Spiralen/verkürztem PAO
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:21: Polynukleotid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem PAO
Pilin-Peptid;
- SEQ ID Nr:22: Polypeptid-Sequenz von E-Spiralen/verkürztem PAO
Pilin-Peptid.