DE4414185C1

DE4414185C1 - Saccharose-Isomerase und Herstellung von akariogenen Zuckerersatzstoffen

Info

Publication number: DE4414185C1
Application number: DE4414185A
Authority: DE
Inventors: Ralf Prof Dr Mattes; Kathrin Klein; Hubert Dr Schiweck; Markwart Dr Kunz; Mohammed Dr Munir
Original assignee: Suedzucker AG
Current assignee: Suedzucker AG
Priority date: 1994-01-19
Filing date: 1994-04-22
Publication date: 1995-09-07
Anticipated expiration: 2014-04-23

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft ein verbessertes Verfahren zur Herstellung von nicht-kariogenen Zuckern, insbesondere Trehalulose oder/und Palatinose, unter Verwendung rekombinan ter DNA-Technologie.

Die akariogenen Zuckerersatzstoffe Palatinose (Isomaltulose) und Trehalulose werden großtechnisch aus Saccharose durch eine enzymatische Umlagerung unter Verwendung von immobilisierten Bakterienzellen (z. B. der Spezies Protaminobacter rubrum, Er winia rhapontici, Serratia plymuthica) hergestellt. Dabei wird die zwischen den beiden Monosaccharideinheiten des Disaccha rids Saccharose bestehende α1→β2 glykosidische Bindung zu einer α1→6 Bindung bei Palatinose bzw. einer α1→α1 Bindung bei Trehalulose isomerisiert. Diese Umlagerung von Saccharose zu den beiden akariogenen Disacchariden erfolgt unter Katalyse des bakteriellen Enzyms Saccharose-Isomerase, auch Saccharo se-Mutase genannt. Je nach verwendetem Organismus ergibt sich bei dieser Reaktion ein Produktgemisch, das neben den er wünschten akariogenen Disacchariden Palatinose und Trehalulose auch gewisse Anteile an unerwünschten Monosacchariden (Glucose oder/und Fructose) enthält. Diese Monosaccharidanteile sind ein erhebliches technisches Problem, da zu ihrer Abtrennung aufwendige Reinigungsprozeduren (meist fraktionierte Kristal lisationen) erforderlich sind.

Eine der vorliegenden Erfindung zugrundeliegende Aufgabe be stand somit darin, die Bildung von Monosacchariden bei der Isomerisierung von Saccharose zu Trehalulose oder/und Palati nose möglichst weitgehend zu unterdrücken. Eine andere, der vorliegenden Erfindung zugrundeliegende Aufgabe bestand in der Bereitstellung von Organismen, die Palatinose oder/und Treha lulose in höherer Ausbeute als bekannte Organismen erzeugen.

Zur Lösung dieser Aufgaben werden rekombinante DNA-Moleküle, mit rekombinanten DNA-Molekülen transformierte Organismen, rekombinante Proteine sowie ein verbessertes Verfahren zur Herstellung von nicht-kariogenen Zuckern, insbesondere von Palatinose oder/und Trehalulose, bereitgestellt.

Ein Gegenstand der Erfindung ist eine DNA-Sequenz, welche da durch gekennzeichnet ist, daß sie für ein Protein mit einer Saccharose- Isomerase-Aktivität codiert und

a) eine der in SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 oder SEQ ID NO. 3 gezeigten Nukleotidsequenzen gegebenenfalls ohne den Si gnalpeptid-codierenden Bereich,
b) eine der Sequenzen aus (a) im Rahmen der Degeneration des genetischen Codes entsprechende Nukleotidsequenz, oder
c) eine mit den Sequenzen aus (a) oder/und (b) hybridisie rende Nukleotidsequenz umfaßt.

Im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung soll der Be griff "Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität" sol che Proteine umfassen, die zur Isomerisierung von Saccharose zu anderen Disacchariden in der Rage sind, wobei die α1 → β2 glykosidische Bindung zwischen Glucose und Fructose in der Saccharose in eine andere glykosidische Bindung zwischen zwei Monosaccharideinheiten überführt wird, insbesondere in eine α1 → 6 Bindung oder/und eine α1 → α1 Bindung. Besonders bevorzugt betrifft der Begriff "Protein mit einer Saccharose-Isomerase- Aktivität" daher ein Protein, das zur Isomerisierung von Sac charose zu Palatinose oder/und Trehalulose in der Lage ist. Dabei beträgt der Anteil von Palatinose und Trehalulose an den gesamten Disacchariden, die durch Isomerisierung von Saccha rose gebildet werden, vorzugsweise 2%, besonders bevorzugt 20% und am meisten bevorzugt 50%.

Die in SEQ ID NO. 1 gezeigte Nukleotidsequenz codiert für die vollständige Saccharose-Isomerase aus dem Mikroorganismus Pro taminobacter rubrum (CBS 547,77) einschließlich des Signalpep tidbereichs. Die in SEQ ID NO. 2 gezeigte Nukleotidsequenz codiert für den N-terminalen Abschnitt der Saccharose-Isome rase aus dem Mikroorganismus Erwinia rhapontici (NCPPB 1578) einschließlich des Signalpeptidbereichs. Die in SEQ ID NO. 3 gezeigte Nukleotidsequenz kodiert für einen Abschnitt der Sac charose-Isomerase aus dem Mikroorganismus SZ 62.

Der für das Signalpeptid codierende Bereich der SEQ ID NO. 1 reicht von Nukleotid 1-99. In SEQ ID NO. 2 reicht der Si gnalpeptid-codierende Bereich von Nukleotid 1-108. Die DNA- Sequenz gemäß vorliegender Erfindung umfaßt auch die in SEQ ID NO. 1 und SEQ ID NO. 2 gezeigten Nukleotidsequenzen ohne den Signalpeptid-codierenden Bereich, da das Signalpeptid in der Regel nur für die korrekte Lokalisierung des reifen Proteins in einem bestimmten Zellkompartement (z. B. im periplasmati schen Raum zwischen der äußeren und der inneren Membran, in der äußeren Membran oder in der inneren Membran) oder für den extrazellulären Export, nicht aber für die enzymatische Akti vität als solche notwendig ist. Die vorliegende Erfindung um faßt somit weiterhin auch für das reife Protein (ohne Signal peptid) codierende Sequenzen in operativer Verknüpfung mit heterologen Signalsequenzen, insbesondere mit prokaryontischen Signalsequenzen, wie etwa bei E.L. Winnacker, Gene und Klone, Eine Einführung in die Gentechnologie, VCH-Verlagsgesellschaft Weinheim, BRD, (1985), S. 256 beschrieben.

Neben den in SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 oder SEQ ID NO. 3 ge zeigten Nukleotidsequenzen und einer dieser Sequenzen im Rah men der Degeneration des genetischen Codes entsprechenden Nu kleotidsequenzen umfaßt die vorliegende Erfindung auch noch eine DNA-Sequenz, die mit einer dieser Sequenzen hybridisiert, vorausgesetzt, daß sie für ein Protein codiert, das zur Isome risierung von Saccharose in der Lage ist. Der Begriff "Hybri disierung" gemäß vorliegender Erfindung wird wie bei Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1989), 1.101-1.104) verwendet. Gemäß vorliegender Erfindung spricht man von einer Hybridisierung, wenn nach Waschen für 1 Stunde mit 1×SSC und 0,1% SDS bei 55°C, vorzugsweise bei 62°C und besonders bevorzugt bei 68°C, insbesondere für 1 Stunde in 0,2×SSC und 0,1% SDS bei 55°C, vorzugsweise bei 62°C und besonders bevorzugt bei 68°C noch ein positives Hybridisierungssignal beobachtet wird. Eine un ter derartigen Waschbedingungen mit einer der in SEQ ID NO:1 oder SEQ ID NO:2 gezeigten Nukleotidsequenzen oder einer damit im Rahmen der Degeneration des genetischen Codes entsprechen den Nukleotidsequenz hybridisierende Nukleotidsequenz ist eine erfindungsgemäße Nukleotidsequenz.

Vorzugsweise weist die erfindungsgemäße DNA-Sequenz

a) eine der in SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 oder SEQ ID NO. 3 gezeigten Nukleotidsequenzen gegebenenfalls ohne den Si gnalpeptid-codierenden Bereich oder
b) eine zu den Sequenzen aus (a) mindestens 70% homologe Nukleotidsequenz auf.

Vorzugsweise weist die erfindungsgemäße DNA-Sequenz auch eine mindestens 80% homologe Nukleotidsequenz zu den konservierten Teilbereichen der in SEQ TD NO. 1, SEQ ID NO. 2 oder SEQ ID NO. 3 gezeigten Nukleotidsequenzen auf. Diese konservierten Teilbereiche sind insbesondere von Nukleotid 139-186, Nukleotid 256-312, Nukleotid 328-360, Nukleotid 379-420 oder/und Nukleotid 424-444 der in SEQ TD NO. 1 gezeigten Nukleotidsequenz.

In einer besonders bevorzugten Ausführungsform weist die er findungsgemäße DNA-Sequenz eine mindestens 80% homologe, ins besondere eine mindestens 90% homologe Nukleotidsequenz zu den Teilbereichen

a) Nukleotid 139 -155 oder/und
b) Nukleotid 625-644
der in SEQ TD NO. 1 gezeigten Nukleotidsequenz auf.

Oligonukleotide, die aus den obigen Sequenzbereichen abgelei tet sind, haben sich als Primer zur PCR-Amplifikation von Iso merase-Fragmenten aus der genomischen DNA einer Vielzahl gete steter Mikroorganismen, z. B. Protaminobacter rubrum (CBS 547, 77), Erwinia rhapontici (NCPPB 1578), Isolat SZ 62 und Pseudo monas mesoacidophila MX-45 (FERM 11808) bewährt.

Besonders bevorzugt werden zu diesem Zweck die folgenden Oli gonukleotide, gegebenenfalls in Form von Gemischen verwendet, wobei die in Klammern befindlichen Basen alternativ vorhanden sein können:

Oligonukleotid I (17 nt): 5′ -TGGTGGAA(A,G)GA(G,A)GCTGT-3′
Oligonukleotid II (20 nt): 5′ -TCCCAGTTCAG (G,A) TCCGGCTG-3′

Das Oligonukleotid I ist aus den Nukleotiden 139-155 von SEQ ID NO. 1 abgeleitet und das Oligonukleotid II ist aus der zu den Nukleotiden 625-644 komplementären Sequenz von SEQ ID NO. 1 abgeleitet. Die Unterschiede zwischen den homologen Teilbereichen der erfindungsgemäßen DNA-Sequenzen und den als Oligonukleotid I und Oligonukleotid II bezeichneten Sequenzen sind vorzugsweise jeweils maximal 2 Nukleotide und besonders bevorzugt jeweils maximal 1 Nukleotid.

In einer weiteren besonders bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung weist die DNA-Sequenz eine mindestens 80% homologe, insbesondere eine mindestens 90% homologe Nu kleotidsequenz zu den Teilbereichen von

c) Nukleotid 995-1013 oder/und
d) Nukleotid 1078-1094
der in SEQ ID NO. 1 gezeigten Nukleotidsequenz auf.

Oligonukleotide, die aus den obigen Sequenzbereichen abgelei tet sind, hybridisieren mit Saccharose-Isomerasegenen aus den Organismen Protaminobacter rubrum und Erwinia rhapontici. Be sonders bevorzugt werden die folgenden Oligonukleotide, gege benenfalls in Form von Gemischen, verwendet, wobei die in Klammern angegebenen Basen alternativ vorhanden sein können:

Oligonukleotid III (19 nt): AAAGATGGCG (G, T) CGAAAAGA

Oligonukleotid IV (17 nt): 5′ -TGGAATGCCTT(T,C)TTCTT-3′

Oligonukleotid III ist aus den Nukleotiden 995-1013 von SEQ ID NO. 1 abgeleitet und Oligonukleotid TV ist aus den Nukleo tiden 1078 - 1094 von SEQ ID NO. 1 abgeleitet. Die Unter schiede zwischen den homologen Teilbereichen der erfindungs gemäßen DNA-Sequenzen und den als Oligonukleotid III und IV bezeichneten Sequenzen sind vorzugsweise jeweils maximal 2 Nukleotide und besonders bevorzugt jeweils maximal 1 Nukleo tid.

Erfindungsgemäße Nukleotidsequenzen sind insbesondere aus Mi kroorganismen der Gattungen Protaminobacter, Erwinia, Serra tia, Leuconostoc, Pseudomonas, Agrobacterium und Klebsiella erhältlich. Spezifische Beispiele für solche Mikroorganismen sind Protaminobacter rubrum (CBS 547,77), Erwinia rhapontici (NCPPB 1578), Serratia plymuthica (ATCC 15928), Serratia mar cescens (NCIB 8285), Leuconostoc mesenteroides NRRL B-521f (ATCC 10830a), Pseudomonas mesoacidophila MX-45 (FERM 11808), Agrobacterium radiobacter MX-232 (FERN 12397) und Klebsiella subspezies. Die erfindungsgemäßen Nukleotidsequenzen können auf einfache Weise aus dem Genom der betreffenden Mikrooganis men z. B. unter Verwendung von Oligonukleotiden aus einem oder mehreren der konservierten Bereiche von SEQ TD NO. 1, SEQ ID NO. 2 und SEQ ID NO. 3 durch Amplifikations- oder/und Hybri disierungs-Standardtechniken isoliert und charakterisiert wer den. Vorzugsweise werden die erfindungsgemäßen Nukleotidse quenzen durch eine PCR-Amplifikation der genomischen DNA des betreffenden Organismus unter Verwendung der Oligonucleotide I und II gewonnen. Auf diese Weise erhält man ein Teilfragment des betreffenden Saccharose-Isomerasegens, das anschließend als Hybridisierungssonde zur Isolierung des kompletten Gens aus einer Genbank des betreffenden Mikroorganismus verwendet werden kann. Alternativ können die Nukleotidsequenzen durch Herstellung einer Genbank aus dem jeweiligen Organismus und direkte Musterung dieser Genbank mit den Oligonukleotiden I, II, III oder/und IV gewonnen werden.

Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Vektor, der mindestens eine Kopie einer erfindungsgemäßen DNA- Sequenz enthält. Dieser Vektor kann ein beliebiger prokaryon tischer oder eukaryontischer Vektor sein, auf dem die erfin dungsgemäße DNA-Sequenz sich vorzugsweise unter Kontrolle ei nes Expressionssignals (Promotor, Operator, Enhancer etc.) befindet. Beispiele für prokaryontische Vektoren sind chromo somale Vektoren wie etwa Bacteriophagen (z. B. Bacteriophage λ) und extrachromosomale Vektoren wie etwa Plasmide, wobei zirku läre Plasmidvektoren besonders bevorzugt sind. Geeignete pro karyontische Vektoren sind z. B. bei Sambrook et al., supra, Kapitel 1-4 beschrieben.

Ein besonders bevorzugtes Beispiel eines erfindungsgemäßen Vektors ist das Plasmid pHWS 88, welches das Saccharose-Isome rase-Gen von Protaminobacter rubrum (mit der in SEQ ID NO. 1 gezeigten Sequenz) unter Kontrolle des regulierbaren Tac-Pro motors trägt. Das Plasmid pHWS 88 wurde am 16. Dezember 1993 bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkultu ren (DSM), Mascheroder Weg 1b, 38124 Braunschweig, Bundesrepu blik Deutschland unter der Hinterlegungsnummer DSM 8824 gemäß den Vorschriften des Budapester Vertrages hinterlegt.

In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist der erfindungsgemäße Vektor ein Plasmid, das in der Wirtszelle mit einer Kopienzahl von weniger als 10, beson ders bevorzugt mit einer Kopienzahl von 1 bis 2 Kopien pro Wirtszelle vorliegt. Beispiele solcher Vektoren sind einer seits chromosomale Vektoren, wie etwa Bacteriophage λ oder F-Plasmide. Die Herstellung von F-Plasmiden, die das Saccharo se-Isomerasegen enthalten, kann beispielsweise durch Transfor mation eines F-Plasmid-haltigen E.coli-Stamms mit einem, das Saccharose-Isomerasegen enthaltenden Transposon und anschlie ßende Selektion auf rekombinante Zellen erfolgen, in denen das Transposon in das F-Plasmid integriert hat. Ein Beispiel für ein derartiges rekombinantes Transposon ist das Plasmid pHWS 118, welches das Transposon Tn 1721 Tet enthält und durch Klo nierung eines das Saccharose-Isomerase-Gen enthaltenden DNA- Fragments aus dem oben beschriebenen Plasmid pHWS 88 in das Transposon pJOE 105 (DSM 8825) hergestellt wurde.

Andererseits kann der erfindungsgemäße Vektor auch ein eukary ontischer Vektor sein, z. B. ein Hefevektor (z. B. YIp, YEp etc.) oder ein für höhere Zellen geeigneter Vektor (z. B. ein Plasmidvektor, viraler Vektor, Pflanzenvektor) sein. Derartige Vektoren sind dem Fachmann auf dem Gebiet der Molekularbiolo gie geläufig, so daß hier nicht näher darauf eingegangen wer den muß. Insbesondere wird in diesem Zusammenhang auf Sambrook et al., supra, Kapitel 16 verwiesen.

Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist eine Zelle, die mit einer erfindungsgemäßen DNA-Sequenz oder einem erfindungsgemäßen Vektor transformiert ist. In einer Ausfüh rungsform ist diese Zelle eine prokaryontische Zelle, vorzugs weise eine gram-negative prokaryontische Zelle, besonders be vorzugt eine Enterobakterienzelle. Dabei kann einerseits eine Zelle verwendet werden, die kein eigenes Saccharose-Isomerase gen enthält, wie z. B. E.coli, andererseits können aber auch Zellen verwendet werden, die bereits ein solches Gen auf ihrem Chromosom enthalten, z. B. die oben als Quelle für Saccharose- Isomerasegene genannten Mikroorganismen. Bevorzugte Beispiele für geeignete prokaryontische Zellen sind E.coli-, Protamino bacter rubrum- oder Erwinia rhapontici-Zellen. Die Transforma tion prokaryontischer Zellen mit exogenen Nukleinsäuresequen zen ist einem Fachmann auf dem Gebiet der Molekularbiologie geläufig (vgl. z. B. Sambrook et al., supra, Kapitel 1-4).

In einer weiteren Ausführungsform der vorliegenden Erfindung kann die erfindungsgemäße Zelle jedoch auch eine eukaryonti sche Zelle sein, wie etwa eine Pilzzelle (z. B. Hefe), eine tierische oder eine pflanzliche Zelle. Verfahren zur Transfor mation bzw. Transfektion eukaryontischer Zellen mit exogenen Nukleinsäuresequenzen sind dem Fachmann auf dem Gebiet der Molekularbiologie ebenfalls geläufig und brauchen hier nicht näher erläutert zu werden (vgl. z. B. Sambrook et al., Kapitel 16)

Die Erfindung betrifft auch ein Protein mit einer Saccharose- Isomerase-Aktivität wie oben definiert, das von einer erfin dungsgemäßen DNA-Sequenz codiert ist. Vorzugsweise umfaßt die ses Protein

a) eine der in SEQ ID NO. 4, SEQ ID NO. 5 oder SEQ ID NO. 6 gezeigten Aminosäuresequenzen gegebenenfalls ohne den Signalpeptid-bereich oder
b) eine zu den Sequenzen aus (a) mindestens 80% homologe Aminosäuresequenz.

Die in SEQ ID NO. 4 gezeigte Aminosäuresequenz codiert für die vollständige Saccharose-Isomerase aus Protaminobacter rubrum. Das Signalpeptid reicht von Aminosäure 1-33. Der für das reife Protein codierende Abschnitt beginnt mit Aminosäure 34. Die in SEQ ID NO. 5 gezeigte Aminosäuresequenz codiert für den N-terminalen Abschnitt des Saccharose-Isomerase aus Erwinia rhapontici. Das Signalpeptid reicht von Aminosäure 1-36. Der für das reife Protein codierende Abschnitt beginnt mit Amino säure 37. Die in SEQ ID NO. 6 gezeigte Aminosäuresequenz co diert für einen Abschnitt der Saccharose-Isomerase aus dem Mikroorganismus SZ 62. In Fig. 1 ist ein Vergleich der Amino säuresequenzen der Isomerasen aus P. rubrum, E. rhapontici und SZ 62 gezeigt.

Besonders bevorzugt weist das erfindungsgemäße Protein eine mindestens 90% homologe Aminosäuresequenz zu konservierten Teilbereichen aus den in SEQ ID NO. 4, SEQ ID NO. 5 oder SEQ ID NO. 6 gezeigten Aminosäuresequenzen auf, insbesondere in Teilbereichen von

a) Aminosäure 51-149,
b) Aminosäure 168-181,
c) Aminosäure 199-250,
d) Aminosäure 351-387 oder/und
e) Aminosäure 390-420
der in SEQ ID NO. 4 gezeigten Aminosäuresequenz auf.

Mittels der oben genannten DNA-Sequenzen, Vektoren, transfor mierten Zellen und Proteinen ist die Bereitstellung einer Sac charose-Isomerase-Aktivität ohne störende enzymatische Neben aktivitäten auf einfache Weise möglich.

Hierzu kann einerseits die Saccharose-Isomerase durch rekom binante DNA-Technologie als Bestandteil eines Extrakts aus dem Wirtsorganismus oder in isolierter und gereinigter Form (z. B. durch Expression in E.coli) erhalten werden. Dieses vorzugs weise gereinigte und isolierte Saccharose-Isomerase-Enzym kann z. B. in immobilisierter Form zur technischen Herstellung von akariogenen Zuckern wie etwa Trehalulose oder/und Palatinose durch Umsetzung von Saccharose in einem Enzymreaktor verwendet werden. Die Immobilisierung von Enzymen ist einem Fachmann geläufig und muß an dieser Stelle nicht ausführlich beschrie ben werden.

Andererseits kann die Herstellung von akariogenen Zuckern aus Saccharose auch in einem vollständigen Mikroorganismus, vor zugsweise in immobilisierter Form, erfolgen. Durch Klonierung des oben genannten Saccharose-Isomerasegens in einen Organis mus ohne bzw. mit reduziertem Palatinose- oder/und Trehalulo sestoffwechsel (d. h. in einem Organismus, der nicht in der Lage ist, die oben genannten Zucker signifikant abzubauen) kann ein neuer Organismus erzeugt werden, der durch Einführung exogener DNA zur Herstellung von akariogenen Disacchariden ohne nennenswerte Bildung von Monosacchariden in der Lage ist. Zur Einführung des Saccharose-Isomerasegens eignet sich somit einerseits ein Organismus, der Palatinose oder/und Trehalulose nicht verwerten kann (z. B. E.coli, Bacillus, Hefe) und ande rerseits ein Organismus, der grundsätzlich zur Verwertung von Palatinose oder/und Trehalulose in der Lage wäre, aber durch ungezielte oder gezielte Mutation einen reduzierten Palatino se- oder/und Trehalulosestoffwechsel aufweist.

Der Begriff "reduzierter Palatinose- oder/und Trehalulose stoffwechsel" bedeutet im Sinne der vorliegenden Erfindung, daß eine ganze Zelle des betreffenden Organismus bei der Ver wertung von Saccharose als C-Quelle akariogene Disaccharide erzeugt und diese aber nur in geringem Umfang metabolisch ver werten kann, z. B. indem sie zu Monosacchariden abgebaut wer den. Vorzugsweise erzeugt der Organismus weniger als 2,5%, besonders bevorzugt weniger als 2%, am meisten bevorzugt we niger als 1% Glucose plus Fructose auf Basis der Summe von akariogenen Disacchariden und Monosaccharidabbauprodukten bei einer Temperatur von 15-65°C, insbesondere von 25-55°C.

Weiterhin wird eine Zelle offenbart, die mindestens eine für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität codie rende DNA-Sequenz enthält und einen wie oben definierten reduzierten Palatinose- oder/und Trehalulosestoffwechsel aufweist. Eine derartige Zelle erzeugt höhere Anteile der nicht-kariogenen Disaccharide Trehalulose oder/und Palatinose und verringerte Mengen an den störenden Nebenprodukten Glucose bzw. Fructose.

Die Reduzierung des Palatinose- oder/und Trehalulosestoff wechsels kann durch teilweise oder vollständige Hemmung der Expression von Invertase- oder/und Palatinasegenen erfolgen, die für den intrazellulären Abbau von Palatinose oder/und Trehalulose verantwortlich sind. Diese Hemmung der Genexpres sion kann beispielsweise durch zielgerichtete Mutagenese oder/und Deletion der betreffenen Gene erfolgen. Eine zielge richtete Mutation des in SEQ TD NO. 7 gezeigten Palatinasegens kann beispiels weise durch Einführung eines zur homologen chromosomalen Re kombination geeigneten Vektors, der ein mutiertes Palatinase gen trägt, und Selektion von Organismen erfolgen, in denen eine derartige Rekombination stattgefunden hat. Das Prinzip der Selektion durch genetische Rekombination wird bei E.L. Winnacker, Gene und Klone. Eine Einführung in die Gentechnolo gie (1985), VCH-Verlagsgesellschaft Weinheim, BRD, S. 320 ff. erläutert.

Weiterhin können Organismen mit reduziertem Palatinose oder/und Trehalulosestoffwechsel auch durch unspezifische Mutagenese aus geeigneten Ausgangsorganismen und Selektion der Palatinase-Defektmutanten erhalten werden. Ein Beispiel für eine derartige Palatinase-Defektmutante ist der Protaminobac ter rubrum-Stamm SZZ 13, der am 29. März 1994 bei der Deut schen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen (DSM), Mascheroder Weg 1b, 38124 Braunschweig, Bundesrepublik Deutschland, unter der Hinterlegungsnummer DSM 9121 gemäß den Vorschriften des Budapester Vertrags hinterlegt wurde. Dieser Mikroorganismus wurde durch unspezifische Mutagenese von P. rubrum-Wildtypzellen mit N-Methyl-N′-nitro-N-nitrosoguanidin hergestellt und zeichnet sich dadurch aus, daß er die nicht kariogenen Zucker Trehalulose und Palatinose nicht mehr in Glucose und Fructose spalten kann. Die Selektion solcher Mu tanten kann z. B. durch Verwendung von MacConkey-Palatinose- Medien oder Minimalsalzmedien mit Palatinose oder Glucose als einziger C-Quelle erfolgen. Die Mutanten, die auf MacConkey- Palatinose-Medium (MacConkey-Agar-Base von Difco Laboratories, Detroit, Michigan, USA (40 g/l) und 20 g/l Palatinose) weiß sind oder auf Minimalsalzmedien mit Glucose als einziger C- Quelle, aber nicht auf entsprechenden Medien mit Palatinose als einziger C-Quelle wachsen, werden als Palatinase-Defekt- Mutanten identifiziert.

Weiterhin betrifft die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Isolierung von Nukleinsäuresequenzen, die für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität codieren, wobei man eine Genbank aus einem Spenderorganismus, der eine für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität codierende DNA-Se quenz enthält, in einem geeigneten Wirtsorganismus anlegt, die Klone der Genbank untersucht und die Klone isoliert, die eine für ein Protein mit Saccharose-Isomerase-Aktivität codierende Nukleinsäure enthalten. Die auf diese Weise isolierten, für Saccharose-Isomerase codierenden Nukleinsäuren können wiederum zur Einführung in Zellen wie oben beschrieben verwendet wer den, um neue Produzentenorganismen von akariogenen Zuckern bereit zustellen.

Bei diesem Verfahren wählt man als Wirtsorganismus vorzugs weise einen Organismus, der keine eigenen funktionellen Gene für den Palatinosestoffwechsel, insbesondere keine funktionel len Palatinase- oder/und Invertasegene besitzt. Ein bevorzug ter Wirtsorganismus ist E.coli. Zur Erleichterung der Charak terisierung von Palatinose-produzierenden Klonen können bei der Untersuchung der Klone der Genbank Saccharose-spaltende Klone und die darin enthaltenen, vom Spenderorganismus stam menden DNA-Sequenzen isoliert und in einem Galactose nicht verwertenden E.coli-Stamm transformiert werden, der als Scree ningstamm für die Klone der Genbank eingesetzt wird.

Andererseits kann die Untersuchung der Klone der Genbank auf DNA-Sequenzen, die für ein Protein mit einer Saccharose-Isome rase-Aktivität codieren, auch unter Verwendung von Nukleinsäu resonden erfolgen, die aus den Sequenzen SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 bzw. SEQ ID NO. 3 abgeleitet sind, die für die Saccharo se-Isomerase-Gene aus Protaminobacter rubrum, Erwinia rhapon tici und dem Isolat SZ 62 codieren. Besonders bevorzugt ver wendet man als Sonden ein durch PCR-Reaktion mit den Oligonu kleotiden I und II als Primer gewonnenes DNA-Fragment bzw. die Oligonukleotide III oder/und IV.

Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von nicht-kariogenen Zuckern, ins besondere Trehalulose oder/und Palatinose, welches dadurch gekennzeichnet ist, daß man zur Produktion der Zucker

a) ein Protein mit Saccharose-Isomerase-Aktivität in iso lierter Form,
b) einem Organismus, der mit einer DNA-Sequenz, die für Pro tein mit Saccharose-Isomerase codiert, oder einem, minde stens eine Kopie dieser DNA-Sequenz enthaltenden Vektor transformiert ist,
c) einen Organismus, der mindestens eine für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität codierende DNA-Se quenz enthält und einen reduzierten Palatinose- oder/und Trehalulosestoffwechsel aufweist, oder/und
d) einen Extrakt aus einer derartigen Zelle bzw. einem der artigen Organismus verwendet.

Die Durchführung des Verfahrens erfolgt im allgemeinen da durch, daß man das Protein, den Organismus bzw. den Extrakt in einem geeigneten Medium mit Saccharose unter solchen Bedingun gen in Kontakt bringt, bei denen die Saccharose durch die Sac charose-Isomerase mindestens teilweise in akariogene Disaccha ride umgewandelt wird. Anschließend werden die akariogenen Disaccharide aus dem Medium oder dem Organismus gewonnen und auf bekannte Weise aufgereinigt.

In einer bevorzugten Ausführungsform dieses Verfahrens wird der Organismus, das Protein oder der Extrakt in immobilisier ter Form verwendet. Die Immobilisierung von Proteinen (in rei ner Form oder in Extrakten) erfolgt vorzugsweise über Kopplung von reaktiven Seitengruppen (z. B. NH₂-Gruppen) an einen geeig neten Träger. Die Immobilisierung von Zellen erfolgt z. B. in einer Natriumalginat/Calciumchlorid-Lösung. Ein Überblick über geeignete Methoden zur Immobilisierung von Zellen und Protei nen wird z. B. bei I. Chibata (Immobilized Enzymes, John Wiley and Sons, New York, London, 1978) gegeben.

Bei Verwendung einer mit der Saccharose-Isomerase-Gen trans formierten Zelle kann die Produktionsrate von akariogenen Zuc kern gegenüber bekannten Organismen durch Erhöhung der Anzahl von Genkopien in der Zelle oder/und durch Erhöhung der Expres sionsrate bei einer Kombination mit starken Promotoren steig ern. Weiterhin kann durch Transformation einer Zelle, die nicht oder nur in beschränktem Ausmaß zur Verwertung von aka riogenen Zuckern in der Lage ist, mit dem Saccharose-Isomera se-Gen eine transformierte Zelle erzeugt werden, mit deren Hilfe akariogene Zucker, insbesondere Palatinose oder/und Tre halulose, ohne oder mit weniger Nebenprodukten gewonnen werden können.

Bei Verwendung eines Mikroorganismus mit reduziertem Palatino se- oder/und Trehalulosestoffwechsel, der bereits ein funktio nelles Saccharose-Isomerase-Gen enthält, ist die Transformat ion mit einem exogenen Saccharose-Isomerase-Gen nicht essen tiell, kann aber zur Ausbeuteverbesserung durchgeführt werden.

Weiterhin wird die Erfindung durch folgende Sequenzprotokolle und Figuren beschrieben:

SEQ ID NO. 1 zeigt die Nukleotidsequenz des für die Sac charose-Isomerase aus Protaminobacter rubrum codierenden Gens. Die für das Signalpeptid codierende Sequenz endet bei Nukleo tid Nr. 99.

SEQ ID NO. 2 zeigt den N-terminalen Abschnitt der Nukleo tidsequenz des für die Saccharose-Isomerase von Erwinia rha pontici codierenden Gens. Die für das Signalpeptid codierende Sequenz endet bei dem Nukleotid mit der Nr. 108.

SEQ ID NO. 3 zeigt einen Abschnitt der Nukleotidsequenz des für die Saccharose-Isomerase aus dem Isolat SZ 62 codie renden Gens.

SEQ ID NO. 4 zeigt die Aminosäuresequenz der Saccharose- Isomerase aus Protaminobacter rubrum.

SEQ ID NO. 5 zeigt den N-terminalen Abschnitt der Amino säuresequenz der Saccharose-Isomerase aus Erwinia rhapontici.

SEQ ID NO. 6 zeigt einen Abschnitt der Aminosäuresequenz der Saccharose-Isomerase aus dem Isolat SZ 62.

Fig. 1 zeigt einen Vergleich der Aminosäuresequenzen zwi schen den Saccharose-Isomerasen aus Protaminobacter rubrum, Erwinia rhapontici und dem Isolat SZ 62,

Fig. 2 das Klonierungsschema zur Herstellung des rekom binanten Plasmids pHWS 118, das das Saccharose-Isomerase-Gen auf dem Transposon Tn 1721 enthält,

Fig. 3 das Schema zur Herstellung von E.coli-Transkonju ganten, die das Saccharose-Isomerase-Gen auf einem F-Plasmid enthalten und

Fig. 4 zeigt einen Vergleich zwischen den von P. rubrum- Wildtypzellen und Zellen der P. rubrum Mutante SZZ 13 erzeug ten Sacchariden.

Die folgenden Beispiele dienen zur Veranschaulichung der vor liegenden Erfindung.

Beispiel 1 Isolierung des Saccharose-Isomerase-Gens aus Protaminobacter rubrum

Gesamt-DNA aus dem Organismus Protaminobacter rubrum (CBS 574, 77) wurde partiell mit Sau3A I verdaut. Aus dem resultierenden Fragmentgemisch wurden Fragmentscharen der Größe von ca. 10 kBp durch Elution nach gelelektrophoretischer Auftrennung ge wonnen und in ein mit BamHI geöffnetes Derivat des Lambda EMBL4-Vektor-Derivats X RESII (J. Altenbuchner, Gene 123 (1993), 63-68) ligiert. Durch Transfektion von E.coli und Um wandlung der Phagen in Plasmide gemäß obigem Zitat wurde eine Genbank hergestellt. Ein Screening der Kanamycin-resistenten Kolonien dieser Genbank erfolgte mit dem aus der Sequenz des N-Terminus der reifen Isomerase abgeleiteten radioaktiv mar kierten Oligonukleotids S214 durch Hybridisierung:

Anschließend erfolgte eine Isolierung der Plasmid-DNA aus den positiv reagierenden Kolonien nach entsprechender Kultivie rung. Aus einem auf diese Weise erhaltenen Plasmid pKAT 01 wurde nach Erstellung einer Restriktionskarte geeignete Sub fragmente sequenziert und somit die komplette, in SEQ ID NO. 1 gezeigte Nukleotidsequenz der für die Isomerase codierenden DNA erhalten. Die davon abgeleitete Aminosäuresequenz ent spricht vollständig der durch Sequenzierung (Edmann-Abbau) gewonnenen Peptidsequenz der reifen Isomerase. Im nicht-codie renden 3′-Bereich dieses Isomerasegens befindet sich eine Schnittstelle für SacI, im nicht-codierenden 5′-Bereich eine Schnittstelle für HindIII. Dies ermöglicht die Subklonierung des intakten Isomerasegens in den Vektor pUCBM 21 (Derivat des Vektors pUC 12, Boehringer Mannheim GmbH, Mannheim, Deutsch land), der zuvor mit den genannten Enzymen vorgespalten worden war. Das resultierende Plasmid erhielt die Bezeichnung pHWS 34.2 und verleiht den es tragenden E.coli-Zellen die Fähigkeit zur Synthese von Saccharose-Isomerase.

Beispiel 2 Klonierung und Expression der Saccharose-Isomerase aus P. ru brum in E. coli 1. Herstellung des Plasmids pHWS88

Aus dem Plasmid pHWS 34.2 wurde durch Verwendung eines Oligo nukleotids S434 mit der Sequenz

5′-CGGAATTCTTATGCCCCGTCAAGGA-3′

der nicht-codierende 5′-Bereich des Saccharose-Isomerase gens unter gleichzeitiger Einfügung einer EcoRI-Schnittstelle (GAATTC) entfernt. Das so entstehende Derivat des Isomerase gens wurde mit BstE II behandelt, das überhängende BstE II- Ende mit S1-Nuklease abgedaut und anschließend mit EcoRI nach verdaut. Das auf diese Weise behandelte Isomerasegen wurde in den mit EcoRI und SmaI vorbehandelten Vektor pBTacI (Boehrin ger Mannheim GmbH, Mannheim, Deutschland) kloniert. Der resul tierende Vektor pHWS 88 (DSM 8824) enthält das modifizierte Isomerasegen mit einer vorangestellten EcoRI-Restriktions stelle vor dem ATG-Startkodon und den 3′-Bereich des Isomera segens bis zur S1-verkürzten BstE II-Schnittstelle. Dieser Vektor verleiht unter Induktion mit IPTG den dieses Plasmid tragenden Zellen die Fähigkeit zur Isomeraseproduktion sowie die Resistenz gegen Ampicillin (50 bis 100 µg/ml). Vorzugs weise werden zur Erzeugung von Isomerase E.coli-Wirtszellen verwendet, die den lac-Repressor überproduzieren.

2. Herstellung des Plasmids pHWS118::Tn1721Tet

Die Genkasette für die Saccharose-Mutase wurde in ein Trans poson eingebaut.

Dies geschah durch Einklonierung eines SphI/HindIII-DNA-Frag ments aus dem Plasmid pHWS88, welches das Saccharose-Mutase- Gen unter Kontrolle des tac-Promotors trägt, in das Plasmid pJOE105, auf dem sich das Transposon Tn 1721 befindet. Das Plasmid pJOE105 wurde am 16. Dezember 1993 bei DSM unter der Hinterlegungsnummer DSM 8825 gemäß den Vorschriften des Buda pester Vertrages hinterlegt. Das resultierende Plasmid pHWS118, auf dem sich das Saccharose-Mutasegen unter Kontrolle des regulierbaren tac-Promotors befindet, wurde verwendet, um einen F′-Plasmidhaltigen E. coli-Stamm zu transformieren. Fig. 2 zeigt das Klonierungsschema zur Herstellung von pHWS 118 aus pHWS88 und pJOE 105.

Die Herstellung von E.coli Transkonjuganten, die das Saccharo se-Mutasegen enthalten, erfolgte nach dem in Fig. 3 beschrie benen Schema. Hierzu wurde als erstes der F′-tragende E.coli- Stamm CSH36 (J.H. Miller, Experiments in Molecular Genetics, Cold Spring Harbor Laboratory (1972), S. 18), der den durch das F′-Plasmid vermittelten Phänotyp Lac+ trägt, mit dem Nali dixinsäure-resistenten E.coli-Stamm JM108 (Sambrook et al., supra, S. A9-A13) gekreuzt. Durch Selektion auf Minimalmedium, dem Laktose, Prolin und Nalidixinsäure zugesetzt wurde, wurde ein F′-Lac-tragender Transkonjugant erhalten. Dieser wurde zusätzlich mit dem Iq-Plasmid FDX500 (Brinkmann et al., Gene 85 (1989), 109-114) transformiert, um eine Kontrolle des Sac charose-Mutase-Gens durch den tac-Promotor zu ermöglichen.

Der so vorbereitete Transkonjugant wurde mit dem Saccharose- Mutase-Gen tragenden Transposonplasmid pHWS118 transformiert. Zur Selektion von Transkonjuganten wurde in den Streptomycin resistenten E.coli-Stamm HB101 (Boyer und Roulland-Dussoix, J.Mol.Biol 41 (1969), 459-472) gekreuzt. Der Transfer der durch das Transposon vermittelten Tetracyclin-Resistenz war nur möglich nach Transposition des modifizierten Tn1721Tet von dem nicht konjugierbaren und nicht mobilisierbaren Plasmid pHWS118 auf das konjugierbare F′-Plasmid. Die Übertragung des F′-Plasmids mit dem modifizierten Transposon in HB101 wurde auf LB-Platten mit Streptomycin und Tetracyclin selektioniert und auf Ampicillin- und Nalidixinsäure-Platten nachgetestet.

3. Expression der Saccharose-Isomerase in E.coli

Untersuchungen zur Enzymproduktion solcher F′-Plasmid-tragen den E.coli-Zellen zeigten, daß Saccharose-Mutase-Protein pro duziert werden konnte. F′-Plasmid-haltige HB101-Zellen, die kein zusätzliches Lac-Repressor-Plasmid trugen (z. B. K1/1 oder K1/10), produzierten Saccharose-Mutase-Protein mit und ohne den Induktor Isopropyl-β-D-thiogalactosid (IPTG) in gleichen Mengen. Die Produktivitäten von drei Transkonjuganten K1/1, K1/10 und K1/4 sind in der folgenden Tabelle 1 wiedergegeben.

Tabelle 1

Saccharose Mutase Aktivität in E. coli HB101 (F′::Tn1721 [Mutase])

Während der Produktion an Saccharose-Mutase-Protein konnte ein normales Wachstum der E.coli-Zellen beobachtet werden.

Erfolgte das Einbringen des Saccharose-Mutase-Gens in das F′-Plasmid in Gegenwart des Repressor-codierenden Plasmids pFDX500 (vgl. Transkonjugante K1/4), so wurde die Enzymproduk tion durch den Induktor IPTG kontrollierbar. Während ohne IPTG keine enzymatische Aktivität gemessen wurde, konnte nach 4 Stunden Induktion eine Produktion des Saccharose-Mutase-Pro teins von ca. 1,6 U/mg erhalten werden.

Eine Wachstumsbeeinträchtigung der Zellen konnte nicht beob achtet werden. Nach 4-stündiger Induktion erreichten die plas midtragenden E.coli-Zellen eine Dichte von ca. 3 OD₆₀₀.

Es wurden bis zu 1,6 U/mg Saccharose-Mutase-Aktivität in transformierten E.coli gemessen. Die Syntheseleistung ist mit der von P. rubrum vergleichbar. Die Analyse des produzierten Enzyms durch SDS-Gelelektrophorese gibt keinen Hinweis auf inaktive Proteinaggregate. Die Bande des Saccharose-Mutase- Proteins war mit Coomassie-Färbung nur schwach sichtbar und nur deutlich im Westernblot detektierbar. Die Stärke der Pro teinbande und gemessene enzymatische Aktivität waren bei der Produktion der Saccharose-Mutase in E.coli korrelierbar.

Beispiel 3 Isolierung des Saccharose-Isomerase-Gens aus Erwinia rhapon tici

Es wurde auf gleiche Weise wie in Beispiel 1 beschrieben durch Restriktionsspaltung von Gesamt-DNA aus Erwinia rhapontici (NCPPB 1578) eine Genbank erzeugt.

Ein DNA-Fragment erhalten, mit dessen Hilfe das Mutasegen ent haltende Kolonien durch Hybridisierung identifiziert werden können.

Auf diese Weise wurde ein positiver Klon pSST2023 gefunden, der ein 1305 Nukleotide langes Fragment des Erwinia-Isomera se-Gens enthält. Die Nukleotidsequenz dieses Fragments ist in SEQ ID NO. 2 dargestellt.

Im Sequenzvergleich mit dem Protaminobacter-Gen ergibt sich für den gesamten Genabschnitt unter Einbeziehung des Signal peptidbereichs eine Identität von 77,7% und eine Ähnlichkeit von 78%, auf Aminosäure-Ebene eine Identität von 83,4% bzw. eine Ähnlichkeit von 90,3%.

Die Sequenzunterschiede konzentrieren sich hauptsächlich auf den Signalpeptidbereich. Deshalb sollte zum Vergleich aus schließlich der für die eigentliche Mutase-Aktivität verant wortliche Enzym-codierende Bereich, ohne Signalpeptid, be trachtet werden. Unter diesen Gesichtspunkten ergibt sich auf Nukleotid-Ebene eine Identität bzw. Ahnlichkeit von 79%. Der Aminosäure-Sequenzvergleich (Fig. 1) in diesem Abschnitt weist 87,9% identische Aminosäuren auf. Von 398 Aminosäuren (dies entspricht 71% des gesamten Enzyms) der Erwinia-Mutase sind 349 gleich wie bei Protaminobacter. Von 48 ausgetauschten Ami nosäuren weisen 25 eine starke Ähnlichkeit auf, so daß sich insgesamt auf AS-Ebene eine Ähnlichkeit von 94% ergibt. Die AS-Austausche konzentrieren sich hauptsächlich auf die Region zwischen Aminosäure 141 und 198. Vor diesem Bereich liegt eine Folge von 56 konservierten Aminosäuren. Auch andere Abschnitte weisen eine besonders hohe Konservierung auf (vgl. Fig. 1).

Diese Daten zeigen, daß für den bisher klonierten und sequen zierten Abschnitt insgesamt eine sehr starke Konservierung der beiden Mutasen aus Erwinia und Protaminobacter gegeben ist.

Identität des klonierten Mutase-Gens aus Erwinia

Für ein Rehybridisierungsexperiment mit genomischer Erwinia-DNA wurde als Sonde das ca. 500 bp große SspI/EcoRI- Fragment aus pSST2023 ausgewählt. Dieses Fragment wurde nach Digoxigenin-Markierung zur Hybridisierung mit Erwinia-DNA bei hoher Stringenz (68°C) eingesetzt. Mit SspI/EcoRI-geschnitte ner Erwinia-Gesamt-DNA ergab sich ein eindeutiges Hybridisie rungssignal in erwarteter Größe von ca. 500 bp. Erwinia-DNA, welche ausschließlich mit SspI geschnitten wurde, ergab ein Hybridisierungssignal von ca. 2 kb.

Durch die erfolgreiche Rehybridisierung von pSST2023 mit ge nomischer Erwinia-DNA konnte abgesichert werden, daß der in pSST2023 klonierte Mutase-Bereich aus Erwinia rhapontici ent stammt.

Klonierung des C-terminalen Teilfragments der Erwinia-Mutase

Das bisher klonierte N-terminale Teilfragment des Erwinia-Mu tase-Gens besitzt eine Größe von 1,3 kb und weist die in SEQ ID NO. 2 gezeigte Nukleotidsequenz auf. Da für das gesamte Er winia-Gen von einer nahezu identischen Größe wie für das be kannte Protaminobacter-Gen (1,8 kb) ausgegangen werden kann, fehlt im C-terminalen Bereich des Erwinia-Gens ein ca. 500 bp-Abschnitt.

Für die Klonierung des Erwinia-C-Terminus wurde das ca. 2 kb große SspI-Fragment aus Erwinia-Gesamt-DNA ausgewählt. Im Sou thernBlot liefert dieses Fragment mit einer Digoxigenin-mar kierten DNA-Sonde aus pSST2023 ein eindeutiges Signal. Dieses 2kbSspI-Fragment überschneidet sich mit dem in pSST2023 be reits klonierten Bereich am 3′-Ende um ca. 500 bp. Seine Größe sollte zur vollständigen Klonierung des fehlenden Genabschnit tes von ca. 500 bp ausreichend sein. Zur Identifikation ge suchter Klone eignet sich die Digoxigenin-markierte Fragment- Sonde SspI/EcoRI aus pSST2023.

Beispiel 4 Immobilisierung von Mikroorganismen-Zellen

Von einer Abimpfung des entsprechenden Stammes werden Zellen mit 10 ml eines sterilen Nährsubstrats, bestehend aus 8 kg Dicksaft aus einer Zuckerfabrik (Trockensubstanzgehalt = 65 %), 2 kg Maisquellwasser, 0,1 kg (NH₄)₂HPO₄ und 89,9 kg de stilliertes Wasser, pH 7,2, abgeschwemmt. Diese Suspension dient als Impfgut für die Schüttelmaschinen-Vorkultur in 1 l-Kolben mit 200 ml Nährlösung der obigen Zusammensetzung. Nach einer 30-stündigen Inkubationszeit bei 29°C werden mit 10 Kolben (Gesamtinhalt 2 l) 18 l Nährlösung der obigen Zusammen setzung in einem 30 l Kleinfermenter beimpft und bei 29°C un ter Zufuhr von 20 l Luft pro Minute und einer Rührgeschwindig keit von 350 Upm fermentiert.

Nach Erreichen von Keimzahlen über 5×10⁹ Keimen pro ml wird die Fermentation abgestellt und die Zellen durch Zentrifuga tion aus der Fermenterlösung abgeerntet. Die Zellen werden dann in eine 2%ige Natriumalginatlösung suspendiert und durch Hineintropfen der Suspension in eine 2 -%ige Calciumchloridlö sung immobilisiert. Die entstandenen Immobilisatkugeln werden mit Wasser gewaschen und sind bei +4°C mehrere Wochen lagerfä hig.

Zellen der Palatinase-Defektmutante SZZ 13 (DSM 9121) zeigen bessere katalytische Eigenschaften bezüglich ihrer Produktzu sammensetzung als vergleichbare Zellen aus den bekannten Mi kroorganismen Protaminobacter rubrum (CBS 547,77) und Erwinia rhapontici (NCPPB 1578).

Es wurden Ganzzellen und Rohextrakte von SZZ 13 sowie ein wie oben hergestelltes Immobilisat von SZZ 13 in Calciumalginat hinsichtlich seiner Produktzusammensetzung im Aktivitätstest bewertet. Vor dem eigentlichen Aktivitätstest wurde das Immo bilisat in 0,1 mol/l Kaliumphosphatpuffer, pH 6,5 vorgequol len.

Die Aktivitätsmessungen bei 25°C ergaben, daß bei der Mutante SZZ 13 keine Fructose und Glucose gefunden wurden, während bei P. rubrum-Wildtypzellen in Ganzzellen 2,6% und im Rohextrakt 12,0% Fructose und Glucose (auf Basis der gesamten Mono- und Disaccharide) gefunden wurden. Bei E. rhapontici wurden in Ganzzellen 4% und im Rohextrakt 41% Glucose und Fructose gefunden.

Beispiel 5 Isolierung des Saccharose-Isomerase-Gens aus anderen Mikroor ganismen

Durch partiellen Verdau von genomischer DNA aus dem Isolat SZ62 oder aus einem anderen Mikroorganismus und Einbringen der erhaltenen Fragmente in geeignete E.coli-Vektoren und Trans formation wird eine Genbank gewonnen, deren Klone genomische Abschnitte zwischen 2 und 15 kb des Spenderorganismus enthal ten.

Aus E.coli-Zellen, die diese Plasmide tragen, werden durch Plattierung auf McConkey-Palatinosemedium solche ausgewählt, die eine Rotfärbung der Kolonie aufweisen. Die in diesen Zel len enthaltene Plasmid-DNA wird in eine E.coli-Mutante über führt, die auf Galactose als einziger C-Quelle nicht wachsen kann (z. B. ED 8654, Sambrook et al., supra, Seiten A9-A13).

Diese transformierte Zellinie ist zur Identifikation von Pala tinoseproduzenten in der wie oben beschrieben hergestellten Genbank aus DNA des Spenderorganismus in der Lage.

Zur Identifikation der gesuchten Palatinose-bildenden Klone werden die Zellen der Genkbank auf Minimalsalzmedien mit Ga lactose und Saccharose vereinzelt und angezogen. Nach Repli ka-Stempeln der Kolonien auf Platten mit dem gleichen Medium werden die Zellen durch Bedampfung mit Toluol abgetötet. An schließend werden Zellen des Screeningstamms als Rasen in Mi nimalsalz-Weichagar ohne C-Quellenzusatz über die Kolonien der Genbank ausgebracht und bebrütet. Es entsteht signifikantes Wachstum der Zellen des Screeningstamms nur am Ort von Zellen der Genbank, die Palatinose produziert haben. Bei Prüfung der Zellen der Replikakontrolle ergibt sich der Gehalt an Isomera se.

Diese so identifizierten E.coli-Klone sind auf Palatinose als einziger C-Quelle im Medium nicht wachstumsfähig, zeigen im Test der ganzen Zellen oder in Zellextrakten keine Fähigkeit zur Spaltung von Saccharose, bilden aber unter diesen Bedin gungen und ohne Zusatz von Saccharose zum Medium bei der An zucht Palatinose.

Alternativ können Isomerase-Klone auch unter Verwendung eines gemäß der Prozedur von Beispiel 3 hergestellten PCR-Fragments identifiziert werden.

Verwendet man Plasmid-DNA aus den so identifizierten E.coli- Klonen als Sonden zur Hybridisierung an Filtern mit immobili sierter DNA aus dem Spenderorganismus, lassen sich die Genbe reiche, die Isomerasegene tragen, nachweisen und gezielt ver fügbar machen.

Auf diese Weise wurde ein Klon identifiziert, der die in SEQ ID NO. 3 gezeigte Nukleotidsequenz mit der davon abgeleiteten und in SEQ ID NO. 6 gezeigten Aminosäuresequenz enthält. Eben so wurde ein Isomerase-Klon aus DNA des Bakterienstamms Pseu domonas mesoacidophila MX-45 (FERN 11808) gefunden.

Claims

1. DNA-Sequenz, dadurch gekennzeichnet, daß sie für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase- Aktivität codiert und

a) eine der in SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 oder SEQ ID NO. 3 gezeigten Nukleotidsequenzen gegebenenfalls ohne den Signalpeptid-codierenden Bereich,
b) eine der Sequenzen aus (a) im Rahmen der Degenera tion des genetischen Codes entsprechende Nukleotid sequenz, oder
c) eine mit den Sequenzen aus (a) oder/und (b) hybri disierende Nukleotidsequenz umfaßt, wobei SEQ ID NO. 1-3 Bestandteile dieses Anspruchs sind.

2. DNA-Sequenz nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine zu den Sequenzen aus (a) mindestens 70% homo loge Nukleotidsequenz umfaßt, wobei SEQ ID NO. 1-3 Bestandteile dieses Anspruchs sind.

3. DNA-Sequenz nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine mindestens 80% homologe Nukleotidsequenz zu den Teilbereichen von

a) Nukleotid 139-155 oder/und
b) Nukleotid 625-644
der in SEQ ID NO. 1 gezeigten Nukleotidsequenz aufweist, wobei SEQ ID NO. 1 Bestandteil dieses Anspruchs ist.

4. DNA-Sequenz nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine mindestens 80% homologe Nukleotidsequenz zu den Teilbereichen von

c) Nukleotid 995-1013 oder/und
d) Nukleotid 1078-1094
der in SEQ ID NO. 1 gezeigten Nukleotidsequenz aufweist, wobei SEQ ID NO. 1 Bestandteil dieses Anspruchs ist.

5. Vektor, dadurch gekennzeichnet, daß er mindestens eine Kopie einer DNA-Sequenz nach einem der Ansprüche 1 bis 4 enthält.

6. Vektor nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß er ein prokaryontischer Vektor ist.

7. Vektor nach Anspruch 5 oder 6, dadurch gekennzeichnet, daß er ein zirkuläres Plasmid ist.

8. Vektor nach Anspruch 6 oder 7, dadurch gekennzeichnet, daß er in einer Wirtszelle mit einer Kopienzahl von weni ger als 10 vorliegt.

9. Vektor nach Anspruch 7 oder 8, dadurch gekennzeichnet, daß er das Saccharose-Isomerasegen unter Kontrolle eines regulierbaren Promotors enthält.

10. Plasmid pHWS 88 (DSM 8824).

11. Zelle, dadurch gekennzeichnet, daß sie mit einer DNA-Sequenz nach einem der Ansprüche 1 bis 4 oder einem Vektor nach einem der Ansprüche 5 bis 10 transformiert ist.

12. Zelle nach Anspruch 11, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine prokaryontische Zelle ist.

13. Zelle nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine gram-negative prokaryontische Zelle ist.

14. Zelle nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine Enterobakterienzelle ist.

15. Zelle nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine Escherichia coli-, Protaminobacter rubrum- oder Erwinia rhapontici-Zelle ist.

16. Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Aktivität, dadurch gekennzeichnet, daß es von einer DNA-Sequenz nach einem der Ansprüche 1 bis 4 codiert ist.

17. Protein nach Anspruch 16, dadurch gekennzeichnet, daß es

a) eine der in SEQ ID NO. 4, SEQ ID NO. 5 oder SEQ ID NO. 6 gezeigten Aminosäuresequenzen gegebenenfalls ohne den Signalpeptidbereich oder
b) eine zu den Sequenzen aus (a) mindestens 80% homo loge Aminosäuresequenz umfaßt, wobei SEQ ID NO. 4-6 Bestandteile dieses Anspruchs sind.

18. Protein nach Anspruch 16 oder 17, dadurch gekennzeichnet, daß es eine mindestens 90% homologe Aminosäuresequenz zu den Teilbereichen von

a) Aminosäure 51-149,
b) Aminosäure 168-181,
c) Aminosäure 199-250,
d) Aminosäure 351-387 oder/und
e) Aminosäure 390-420
der in SEQ ID NO. 4 gezeigten Aminosäuresequenz aufweist, wobei SEQ ID NO. 4 Bestandteil dieses Anspruchs ist.

19. Verfahren zur Isolierung von Nukleinsäuren nach einem der Ansprüche 1-4, die für ein Protein mit einer Saccharose- Isomerase-Aktivität codieren, dadurch gekennzeichnet, daß man eine Genbank aus einem Spenderorganismus, der eine für ein Protein mit einer Saccharose-Isomerase-Ak tivität codierende DNA-Sequenz enthält, in einem geeig neten Wirtsorganismus anlegt, die Klone der Genbank un tersucht, und die Klone isoliert, die eine für ein Protein mit Sac charose-Isomerase-Aktivität codierende Nukleinsäure ent halten.

20. Verfahren nach Anspruch 19, dadurch gekennzeichnet, daß man als Wirtsorganismus E.coli verwendet.

21. Verfahren nach Anspruch 19, dadurch gekennzeichnet, daß bei der Untersuchung der Klone der Genbank Saccha rose-spaltende Klone und die darin enthaltenen, vom Spenderorganismus stammenden DNA-Sequenzen isoliert und in einem Galactose nicht verwertenden E.coli-Stamm trans formiert werden, der als Screeningstamm für die Klone der Genbank eingesetzt wird.

22. Verfahren nach Anspruch 19 oder 20, dadurch gekennzeichnet, daß die Untersuchung der Klone der Genbank unter Verwen dung von Nukleinsäuresonden erfolgt, die aus den Sequen zen SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2 bzw. SEQ ID NO. 3 abgelei tet sind, wobei SEQ ID NO. 1-3 Bestandteile dieses An spruchs sind.

23. Verfahren nach Anspruch 22, dadurch gekennzeichnet, daß man als Nukleinsäuresonde ein DNA-Fragment verwen det, das durch PCR-Amplifikation der DNA aus dem Spen derorganismus unter Verwendung der Oligonukleotidgemische 5′-TGGTGGAA(A,G)GA(A,G)GCTGT-3′ und5,-TCCCAGTTCAG (A, G) TCCGGCTG-3′als Primer erhalten wurde.

24. Verwendung von Proteinen nach einem der Ansprüche 16 bis 18 oder Organismen nach einem der Ansprüche 11 bis 15 oder einem Extrakt aus einem derartigen Organismus zur Herstellung von nicht-kariogenen Zuckern, insbesondere Trehalulose oder/und Palatinose.

25. Verwendung nach Anspruch 24, dadurch ge kennzeichnet, daß man den Organismus, den Extrakt oder das Protein in unmobilisierter Form einsetzt.