DE2339111A1 - Verfahren zur reinigung von proteinen - Google Patents
Verfahren zur reinigung von proteinenInfo
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Description
387-71 - 26/73 31. Juli 1973
ASO/URE
Battelle - Institut e.V., Frankfurt/Main
Verfahren zur Reinigung von Proteinen
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Reinigung von Proteinen und anderen biospezifisch adsorbierbaren Substanzen durch die
Verwendung von Ultrafiltrations-Membranen als Träger für die
biospezifische Adsorption, wobei nach der Adsorption die Desorption überaus schonend durch Umkehrung des Flußes erfolgen kann.
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Die hohen Kosten zur Herstellung von Proteinen, besonders Reinproteinen
sind einerseits in der relativ geringen Konzentration des Proteins im biologischen Material, andererseits aber in der aufwendigen
mehrstufigen Konzentrierung und Reinigung begründet.
Es sind mehrere Standardtechniken bekannt, die in wechselnder Aufeinanderfolge
bei praktisch allen Verfahren der Proteingewinnung bisher Anwendung finden.
Nach mechanischem, chemischem, enzymatischem und/oder thermischem Aufschluß des Rohmaterials erfolgt die Klärung und Konzentrierung
des Rohextrakts und danach die Anreicherung der Proteine durch Fällung mit Salzen, Säuren, Basen, Lösungsmitteln oder durch Adsorption,
sowie durch Dialyse, Ultra- und Diafiltration.
Erst danach erfolgt die eigentliche Reinigung des Proteins, d.h. die Abtrennung des gesuchten Proteins von einer großen Anzahl unerwünschter
Proteine. Folgende Reinigungsverfahren werden angewendet
;
Fraktionierte Fällung und Adsorption sowie Elution und Trennung
nach dem Molekulargewicht durch Gelpermeation und Diafiltration.
Biospezifische Adsorption und Desorption (Affinitätschromatographie),
Trennung nach Ladung, isoelektrischem Punkt und Ultrazentrifugation.
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Die zur Proteinanreicherung angewandte Dialyse, welche die Entfernung
von niedermolekularen Substanzen, besonders Salzen, erlaubt,
wird heute mehr und mehr durch Dia- und Ultrafiltration ersetzt, wobei bei höherer Trenngeschwindigkeit neben den gelösten
niedermolekularen Substanzen auch Wasser entfernt werden kann.
Besonders vorteilhaft erscheint hier der Einsatz faserförmiger Membranen, die auf kleinem Raum eine hohe Membranfläche erlauben.
Eine Reihe von Charakteristika machen die Ultra- und Diafiltration
zur idealen Reinigungsmethode für biologische Materialien?
- Unabhängig von der Temperatur; dadurch kann die thermische und autokatalytisehe Zerstörung reduziert werden.
- Milde, nicht destruktive Methode, es erfolgt kein Phasenwechsel.
- kein Einsatz von Chemikalien
- Konzentration des Biomaterials unter Abtrennung von niedermolekularen
Substanzen und/oder Erhalt des pH-Wertes, SaIzkonzentration
etc.
Zur Reinigung d.h. Abtrennung eines Proteins von unerwünschten
anderen Proteinen und Biopolymeren werden das unterschiedliche Adsorptions- und Desorptionsverhalten, die unterschiedliche Löslichkeit,
Molekulargröße, Ladung und Molekulargewicht ausgenützt.
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Die genannten Methoden erlauben generell anwendbare aber relativ unspezifische Verfahren, welche die hohe Spezifität und Sensitivität
der Proteine gegenüber Effektoren, Substraten, Inhibitoren etc. nicht in Anspruch nehmen.
Als neue Methode wurde vor wenigen Jahren die biospezifische Adsorption
(Affinitätschroraatographie) eingeführt, welche auf der Fähigkeit vieler Proteine beruht, gewisse Moleküle zu erkennen und
stark zu adsorbieren. Die erkannten Moleküle können sehr verschieden sowohl in ihrer chemischen Struktur als auch in ihrem Molekulargewicht
sein; so werden z.B. Aminosäuren oder Proteine ADP oder Nukleinsäuren und andere von den entsprechenden Proteinen spezifisch
erkannt.
Diese starke Adsorption erlaubt es nun, sowohl Proteine, wie auch die von ihnen erkannten Substanzen durch biospezifische Adsorption
zu reinigen. Dabei wird das Protein oder die von ihm erkannte Substanz an einen festen, chemisch inerten, nicht unspezifisch adsor-
/gebunden, bierenden wasserbenetzbaren Träger großer "Oberfläche1/die an den
Träger kovalent gebundene Substanz soll im folgenden Affinor genannt werden.
Damit erfolgt die Isolation der erkannten Substanz oder des Proteins
dergestalt, daß dessen Lösung über den affinor-substituierten Träger
geleitet wird, wobei je nach Festigkeit der biospezifischen Bindung
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entweder starke Retardwirkung (daher Affinitätschromatographie) oder Adsorption (biospezifische Adsorption} dieser Begriff wurde
als allgemeiner Oberbegriff eingeführt) erfolgt. Alle unerwünschten nieder- und hochmolekularen Nebenprodukte, welche den Träger
ohne Verzögerung passieren, werden ausgewaschen. Das biospezifisch adsorbierte Produkte wird dann durch Änderung des pH-Wertes, der
Salzkonzentration, Zugabe von Substrat, Inhibitor (kompetitive Verdrängung) Effektor etc. eluiert.
Die dabei anzuwendenden Bedingungen sind oft sehr derb, wobei nicht
nur die die Adsorption bedingten nicht kovalenten Bedingungen zwischen der tragerfixierten Substanz und der zu isolierenden Substanz
sondern auch die die Tertiär- und/oder Quartärstruktur des Proteins stabilisierenden Bindungen (ebenfalls nichtkovalente
Bindungen) gespalten werden können. Da die Denaturierung von Proteinen ein oft langsamer Prozeß ist (hohe Aktivierungsenergie),
ist der Anteil denaturierten Proteins stark von der Elutionszeit abhängi g.
Bei der Übertragung dieser Methode in den technischen Maßstab ergeben sich folgende Schwierigkeiten ι
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•ν*.
- Die bisher für die biospezifische Adsorption verwendeten
Träger (Gele) sind äußerst teuer.
- Ihre chemischen, vor allem aber die physikalischen Eigenschaften
sind nicht ausreichend für die technische Anwendung, weder die im Batchbetrieb durch Rechner auftretende
Scherkräfte noch die in etwas größeren Säulen auftretenden Drücke können bewältigt werden.
- Das Protein ist den oft sehr derben Bedingungen der Desorption
sowohl im Batch- besonders aber im Säulenverfahren relativ lange ausgesetzt.
Durch die Erfindung wird einerseits die Abwicklung der Diafiltration
und der biospezifischen Adsorption in einem Schritt, sowie die Lösung der genannten Probleme der biospezifischen Adsorption
ermöglicht.
Gegenstand der Erfindung ist die Verwendung von Dia- oder Ultramembranen
als Träger für die biospezifische Adsorption. Des weiteren soll der Affinor rohprpduktseitig an die Membrane kovalent gebunden
werden. Zur V'ergößerung der Oberfläche kann die Membrane rohproduktseitig
mit stark hydratisierten oligo- oder hochmolekularen
Substituenten versehen werden, an welchen der Affinor gebunden wird. Als Substituenten eignen sich vorzugsweise Polysaccharide,
Polyvinylpyrolidon, Polyacrylsäurederivate (-ester, -amid und Copolymere). Dadurch kann die biospezifische Adsorptionskapazität
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• r ·
(biospezifisch adsorbierte Substanz pro Flächeneinheit Membrane) der Membrane wesentlich erhöht werden.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist die Desorption des adsorbierten
Produktes durch das eluierende Medium durch dessen dialysatseitige Aufgabe auf die Membrane - gegebenenfalls unter
leichtem Überdruck gegenüber dem rohproduktseitigen Druck unter gleichzeitigem oder nachfolgendem Abtransport des desorbierten
Produktes durch die rohproduktseitig zirkulierende Flüssigkeit, welche wesentlich milder als das zur Desorption benötigte
Medium sein kann.
Diese Desorptionsmethode ist deshalb wesentlich schonender als die Desorption bei bisherigen Verfahren, weil nur in der dünnen
Schicht an der Membranoberfläche des Protein dem Desorptionsmittel
ausgesetzt ist und sehr rasch in die produktseitig zirkulierende Flüssigkeit gelangt. Die sonst dreidimensionale Verteilung des
Proteins im Träger, ob nun als Affinor oder als adsorbiertes Produkt wird ersetzt durch eine quasi zweidimensionale, wobei die
dritte Dimension (senkrecht zur Membranoberfläche) rasche Desorption
und kurze Kontaktzeiten mit dem Desorbens ermöglicht.
Die folgenden Beispiele erläutern die Erfindung.
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-ο ·
1) Membranimmobilisierter Trypsininhibitor
Regenerierte-Cellulose-Ultrafilter (Sartorius SM 115 39) wurde
in der Ultrafiltrationskammer über 10 Minuten mit einer Lösung
von BrCN (25 mg/ml) bei 20 bis 250C aktiviert. Dabei wurde die
umgepumpte BrCN Lösung kontinuierlich mit 2 η NaOH auf pH 11.0
gehalten. Nach Waschen mit Wasser wurde mit 6>Aminobuttersäure
umgesetzt. Die Aktivierung der COOH-Funktiai erfolgte mit löslichem
Cafoodiimid; danach wurde mit einer überschüssigen Lösung
von Trypsininhibitor (Sojabohnen) umgesetzt. Die Membrane ent-
o
hielt pro m ungefähr 100 mg Protein-inhibitor.
hielt pro m ungefähr 100 mg Protein-inhibitor.
2) Hollow fiber Modul mit biospezifischer Aktivität gegenüber Guanindeaminase und Xanthinoxidase.
Ein Bio-Fiber-50-Beaker (Bio-Rad) wurde wie unter 1) beschrieben mit BrCN aktiviert und direkt mit einer Lösung von 9 (p-Aminoethoxy-phenyl)
guanin umgesetzt (B.R. Baker, H.-U. Siebeneick, J. Med. Chem. 14 (1971) 799-801). Der so erhaltene biospezifische
Membranmodul wurde mit dem entsprechenden Sepharose - 4 B Gel gegenüber Guanindeaminase und Xanthineoxidase verglichen.
Die Elution von Guanine Deaminase erfolgte durch eluatseitige Aufgabe von 1,0 mmolarem Guanin nach 5 Minuten Inkubation spontan.
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Xanthine Oxidase wurde mit 1 mmolaren Hypoxantine / - eluatseitig
aufgegeben - / eluiert. Die wiedergewonnene Enzymaktivität lag über 90 %.
3) Biospezifische Adsorption von Ribonuklease an modifizierten
Flachmembranen«
J* -Strahlen pfropfpolymerisierte Membranen (Ultrafiltrationsmembranen
Daflo UM 2 und UM-IO von Amicon), nach der Literatur
(A.G. Hoffmann, G. Schmer, C. Harris, W.G» Kraft, Trans. Amer.
Soc. Actif Int. Org. _18 (1972) 10-16) herstellt, wurden im Filtrationsgerät
bei 20° für 10 - 15 Minuten mit 10 % Bromcyan in 0,2 InNa2CO- aktiviert, wobei der pH-Wert auf 11,0 gehalten wurde.
a) Nach kurzem Auswaschen wurde mit einer 10 % Lösung von 5'-(4-Aminophenylphosphoryl)uridine
28 (39) phosphat in einer
Carbonatpufferlösung von pH 9 versetzt und für 24 Stunden bei 40C gehalten.
b) Nach Auswachen wurde mit einer 15 % Lösung von E-Aminocapronsäure
in einer Pufferlösung von pH 9 versetzt. Nach beendeter Reaktion (mehrere Stunden) wurde die Carboxylgruppe mit
wasserlöslichen Carbodiimid aktiviert (30 Minuten) und mit 5"-(4 Äminophenylphosphoryi)-uridine 21(31)-phosphat umgesetzt.
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Die Kapazität der unter a) erhaltenen Membrane gegenüber Uibonuklease
betrug 25 mg/cm Membranflache; die unter b)
beschriebene Membrane hatte eine etwas geringere Kapazität, zeigte jedoch stärkere Adsorption der Ribonuklease.
4) Ribonukleaseinhibitor an oberflächenmodifizierten Hollow-Fiber-
Membranen ,.,-,, ________
Durch Umsatz von Bio-Fiber 50 Beaker (Bio Rad) mit Metacrylsäurechlorid
und nachfolgender Pfropfpolymerisation mit Hydroxyathylmetacrylat
- durchgeführt analog zu in der Literatur beschriebenen Verfahren - wurde ein Produkt erhalten, welches um wenig veränderte
Ultrafiltrationseigenschaften zeigte«
Es wurde nach der unter 3) beschriebenen Methode aktiviert und wie
unter 3a) weiter umgesetzt. Der erhaltene Membranmodul hatte eine
—2
Bindekapazität von 10 g Ribonuklease. Die Elution erfolgte sehr rasch durch eluatseitige Aufgabe von 0,3 m Essigsäure und produkt seitiges Spülen mit 0,05 m Essigsäure.
Bindekapazität von 10 g Ribonuklease. Die Elution erfolgte sehr rasch durch eluatseitige Aufgabe von 0,3 m Essigsäure und produkt seitiges Spülen mit 0,05 m Essigsäure.
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Claims (4)
1) Verfahren zur Reinigung von Proteinen und anderen biospezifisch
adsorbierbaren Substanzen durch biospezifische Adsorption und durch Desorption, dadurch gekennzeichnet,.daß die Adsorption
an Ultrafiltrationsmembranen erfolgt.
2) Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die Adsorption
mittels biospezifisch adsorbierender Gruppen (Affinore) erfolgt, die kovalent an die produktseitige Oberfläche einer Ultrafiltrationsmembrane
gebunden sind.
3) Verfahren nach Anspruch 1 und 2, dadurch gekennzeichnet, daß die
Ultrafiltrationsmembrane zur Erhöhung der Oberfläche mit
hydrophilen stark hydratisierten organischen Polymeren substituiert
ist und diese Polymeren mit den adsorbierenden Gruppen substituiert sind.
4) Verfahren nach Anspruch 1 - 3, dadurch gekennzeichnet, daß die
Desorption des biospezifisch adsorbierten Produkts durch umgekehrten Fluß des Desorberns erfolgen kann.
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Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19732339111 DE2339111C3 (de) | 1973-08-02 | Verfahren zur Reinigung von Proteinen und anderen biospezifisch adsorbierbaren Substanzen |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19732339111 DE2339111C3 (de) | 1973-08-02 | Verfahren zur Reinigung von Proteinen und anderen biospezifisch adsorbierbaren Substanzen |
Publications (3)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE2339111A1 true DE2339111A1 (de) | 1975-03-06 |
DE2339111B2 DE2339111B2 (de) | 1976-11-18 |
DE2339111C3 DE2339111C3 (de) | 1977-07-14 |
Family
ID=
Cited By (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
FR2430013A1 (fr) * | 1978-06-27 | 1980-01-25 | Sebia Sa | Systeme physico-biochimique pour la detection des substances, a activite antigenique |
DE102017206155A1 (de) | 2017-04-11 | 2018-10-11 | Robert Bosch Gmbh | Desorption von Nukleinsäuren |
Cited By (4)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
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FR2430013A1 (fr) * | 1978-06-27 | 1980-01-25 | Sebia Sa | Systeme physico-biochimique pour la detection des substances, a activite antigenique |
EP0008245A1 (de) * | 1978-06-27 | 1980-02-20 | Laboratoires Sebia | Physisch-biochemisches System zum Nachweisen, Dosieren und Isolieren von Substanzen mit antigenischer Aktivität |
DE102017206155A1 (de) | 2017-04-11 | 2018-10-11 | Robert Bosch Gmbh | Desorption von Nukleinsäuren |
WO2018189025A1 (de) | 2017-04-11 | 2018-10-18 | Robert Bosch Gmbh | Desorption von nukleinsäuren |
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
DE2339111B2 (de) | 1976-11-18 |
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C3 | Grant after two publication steps (3rd publication) | ||
E77 | Valid patent as to the heymanns-index 1977 | ||
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