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Die
Erfindung betrifft das Gebiet der olfaktorischen Rezeptoren, der
empfängnisbeeinflussenden
Medikamente und der Biosensoren.
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Seit
der Entdeckung der für
olfaktorische Rezeptoren (Duftstoffrezeptoren) codierenden DNA-Sequenzen
(Gene) sind zahlreiche Aspekte im Zusammenhang mit diesen Rezeptoren
noch immer ungeklärt.
Zwar kann der Fachmann mit einiger Sicherheit anhand charakteristischer
Merkmale – beispielsweise
Zugehörigkeit zur
Familie der G-Protein gekoppelten Rezeptoren, Hypervariabilität in den
Transmembran-Domänen
III, IV, V und VI – zwischen
DNA-Sequenzen von Duftstoffrezeptoren und solchen Sequenzen, die
nicht für
einen Duftstoffrezeptor codieren, unterscheiden. Damit ist jedoch
noch nichts substantiell über
die Regulation der Duftstoffrezeptor-Expression bekannt; insbesondere
ist unbekannt, in welchem Gewebe und in welcher Stärke ein vermutetes
Duftstoffrezeptor-Gen exprimiert wird; ferner ist nicht vorhersagbar,
welche Substanzen an den von diesem Gen codierten Duftstoffrezeptor
spezifisch binden können,
sei es als Agonist (Aktivator) oder als Antagonist (Inhibitor).
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Duftstoffrezeptor-Gene
von Vertebraten lassen sich zwar durch degenerierte PCR (Polymerase-Kettenreaktion)
verhältnismäßig leicht
subklonieren (Mombaerts, Genes and ligands for odorant,
vomeronasal and taste receptors, Nat. Rev. Neurosci. 5(2004), 263–278).
Es hat sich jedoch bisher als sehr schwierig herausgestellt, einem
isolierten Duftstoffrezeptor einen zugehörigen, von dem Rezeptor nachweisbaren
Duftstoff (Liganden) zuzuordnen. Beispielsweise vergingen sieben
Jahre zwischen der ersten funktionalen Beschreibung eines Duftstoffrezeptor-Gens
und der Angabe seines zugehörigen
Duftstoff-Liganden (Zhao et al., Functional expression of
a mammalian odorant receptor; Science 279(1998), 237–242).
Bisher ist erst bei zwei menschlichen Duftstoffrezeptor-Genen eine
Zuordnung entsprechender Duftstoffe zu Duftstoffrezeptoren gelungen:
Wetzel
et al (The Journal of Neuroscience, 1999: 7426–7433)
beschreiben die funktionelle Expression des menschlichen hOR17-40
Rezeptor-Proteins. Es konnten nur zwei als Agonisten wirkende Substanzen
bestimmt werden, nämlich
Helional und Heliotropylaceton. Diese Substanzen lösen eine
Aktivierung des Rezeptors aus, die sich in einer vorübergehenden
Erhöhung
des cytosolischen Ca2+-Spiegels niederschlägt, wenn der
Rezeptor funktionell in HEK293-Zellen exprimiert wird. Antagonisten,
also Substanzen, die eine Rezeptor-Aktivierung durch einen oder
mehrere Agonisten spezifisch und reversibel verhindern können, wurden
nicht gefunden. Spehr et al (Identification of a testicular
odorant receptor mediating human sperm chemotaxis; Science 299(2003),
2054–2058)
wiederum konnten die Bindung von Bourgeonal an einen weiteren menschlichen Duftstoffrezeptor
(hOR17-4) und die antagonistische Wirkung von n-Undecanal auf diese
Ligandenbindung nachweisen.
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Die
funktionelle Expression von Duftstoffrezeptor-Genen in heterologen
Systemen ist jedoch trotz ständigen
Bemühens
der Fachwelt bisher nicht zuverlässig
gelungen (Mombaerts, a.a.O.). Ferner ist es nach wie vor nicht möglich, anhand
der DNA-Sequenz bzw. der Rezeptor-Aminosäuresequenz Vorhersagen darüber zu treffen,
welche Substanzen als Agonisten oder Antagonisten wirken können. Beispielsweise
sind Befunde, die anhand von Testikulargeweben von Mäusen gewonnen
wurden, kaum auf andere Spezies übertragbar,
da Spermazellen anfällig
für zufällige Genexpression
sind und in Spermien gefundene Duftstoffrezeptor-Gene schwer den übrigen Duftstoffrezeptor-Genfamilien
zugeordnet werden können
(Vanderhaeghen et al, Specific repertoire of olfactory receptor
genes in the male germ cells of several mammalian species; Genomics 39
(1997), 239–246).
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Es
besteht daher ein großer
Bedarf, weitere Duftstoffrezeptoren zu finden, funktionell zu exprimieren und
die jeweils wirksamen Agonisten und Antagonisten zu bestimmen.
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Erfindungsgemäß wird deshalb
ein Expressionssystem angegeben umfassend eine Zelle, die einen OR7A5-Duftstoffrezeptor
oder einen Duftstoffrezeptor mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie von zumindest
70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors
exprimiert, wobei
- a) der Duftstoffrezeptor
heterolog in Bezug auf die Zelle ist oder
- b) der Duftstoffrezeptor in der Zelle überexprimiert wird.
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Ausgangspunkt
hierbei war die unter der Bezeichnung OR7A5 veröffentlichte Nucleinsäuresequenz (EMBL
Accession-Nummer BC104809; vgl. Strausberg et al., Generation
and initial analysis of more than 15,000 full-length human and mouse
cDNA sequences; Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99(26):16899–16903 (2002))
des für
den Rezeptor codierenden Gens (Gensequenz) eines menschlichen Duftstoffrezeptors.
Eine synonyme Bezeichnung ist OR19-17 (wegen der Nomenklatur siehe Ben-Arie
et al., Human Molecular Genetics (1994), 229-235). Der
Rezeptor gehört
zu der eingangs beschriebenen Klasse von Proteinen, die zur Superklasse
der G-Protein-gekoppelten Proteine mit sieben vermuteten Transmembrandomänen gehören. Da nunmehr
die funktionelle Expression dieses Rezeptors erstmals gelungen ist,
wurde es auch möglich,
Substanzen zu finden, die als Agonist oder Antagonist spezifisch
an den Rezeptor binden können;
hierzu unten mehr.
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Der
Fachmann erkennt, dass auch ein Protein, das einen Proteinabschnitt
mit einer von der Sequenz von OR7A5 abweichenden Aminosäuresequenz
besitzt, ein Duftstoffrezeptor mit der im weiteren Verlauf beschriebenen
Duftstoff-Ligandenspezifität sein kann.
Die Erfolgsaussichten, einen funktionalen Rezeptor zu erhalten,
insbesondere einen Duftstoffrezeptor, ist in der Gruppe der Proteine
mit einem Abschnitt mit homologer Aminosäuresequenz zu OR7A5 höher als
in der Gruppe der Proteine ohne oder mit nur geringer Homologie zur
Sequenz dieses Duftstoffrezeptors. Ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
ist dementsprechend auch ein Duftstoffrezeptor mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von zumindest 70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors. Die Transmembrandomäne III beginnt
bei Aminosäure
99 und die Transmembrandomäne
VI endet bei Aminosäure
259 des vollständigen
OR7A5-Proteins.
Besonders bevorzugt sind dabei solche Proteine, die einen Proteinabschnitt
mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von mehr als 70 %, vorzugsweise von 90% und besonders bevorzugt
von 5, 4, 3, 2 oder 1 Aminosäuren
Unterschied zu einem Proteinabschnitt bestehend aus den Transmembrandomänen III
bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors besitzen. Die Aminosäure-Sequenzhomologie
kann zweckmäßigerweise
mit Hilfe des EMBOSS:water-Programms (Algorithmus von Smith
und Waterman (1981), Identification of common molecular
subsequences, J. Mol. Biol. 147:195–197) berechnet werden
(Gap open penalty: 10.0; Gap extension penalty: 0.5; Blosum62-Matrix).
Das Programm berechnet einen "Similarity"-Prozentwert, dieser
ist das Maß der
Homologie. Ein "Similarity"-Prozentwert von
80% bedeutet also im Sinne dieser Erfindung eine Sequenzhomologie
von 80%.
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Erfindungsgemäß wird zudem
ein Fusionsprotein angegeben a) umfassend die Transmembrandomänen III
bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder einen Proteinabschnitt
mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von mehr als 70 %, vorzugsweise von 90% und besonders bevorzugt
von 5, 4, 3, 2 oder 1 Aminosäuren Unterschied
zu dem Proteinabschnitt bestehend aus den Transmembrandomänen III
bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors, wobei b) der Abschnitt gemäß a) zwischen
den Transmembrandomänen
I und VI hOR17-40 (Wetzel et al., s.o.) angeordnet ist und zwischen
der Transmembrandomäne
I aus hOR17-40 und der Transmembrandomäne III gemäß a) eine weitere funktionale
Transmembrandomäne
angeordnet ist. Zum Herstellen und zur Verwendung solcher Fusionsproteine
wird sich der Fachmann insbesondere an der Beschreibung der
WO 2004-033496A1 orientieren,
deren Inhalt in soweit in Bezug genommen wird. Ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
erleichtert insbesondere das Herstellen eines erfindungsgemäßen Expressionssystems.
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Soweit
in dieser Beschreibung von einem Rezeptor oder erfindungsgemäßen Rezeptor
gesprochen wird, ist damit der OR7A5-Rezeptor, ein Duftstoffrezeptor
mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von zumindest 70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder
ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
der oben beschriebenen Art gemeint, soweit nicht im jeweiligen Textzusammenhang
klar ein anderes angegeben ist.
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Wird
der Rezeptor als heterologes Protein in einer Wirtszelle exprimiert – auch hierzu
unten mehr –, so
ist es möglich,
dass die Transkription und/oder Translation bestimmter Nucleinsäure-Codons
bzw. Codon-Abfolgen effizienter vonstatten geht als die Transkription
und/oder Translation anderer Codons bzw. Codon-Abfolgen. Hieraus
kann sich eine Präferenz
für bestimmte
Aminosäuren
und/oder Aminosäureabfolgen
ergeben. Es ist nunmehr bevorzugt, wenn einige oder alle Aminosäuren des
Rezeptors, für
die keine Präferenz der
Wirtszelle besteht, durch solche Aminosäuren ersetzt sind, für die eine
Präferenz
der Wirtszelle besteht. Ferner kann es vorteilhaft sein, eine Protease-Schnittstelle
durch einen Aminosäureaustausch,
-deletion oder -insertion zu entfernen.
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Vorzugsweise
ist der Rezeptor ein Fusionsprotein, das ferner einen oder mehrere
weitere Proteinabschnitte umfasst. Hierbei kann es sich insbesondere
um Signalpeptide wie die "5HT3-Sequenz" (vergleiche C. H.
Wetzel et al., Journal of Neuroscience 19, 7426-7433 (1999))
handeln, die den Transport und den funktionellen Einbau in die Zellmembran
erleichtert. Anstelle oder neben der "5HT3-Sequenz" können jedoch
auch andere Signalpeptide verwendet werden, insbesondere solche,
die einen intra- und/oder interzellulären Transport des Fusionsproteins
steuern oder erleichtern.
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Es
hat sich nunmehr herausgestellt, dass der Rezeptor spezifisch an
Verbindungen der nachfolgenden Formel (I) bindet:
wobei
R
1 und
R
2 unabhängig
voneinander H oder CH
3 bedeuten,
X
gleich H, CH
3, OCH
3 oder
OC
2H
5 bedeutet und
die
in der Formel (I) eingezeichnete gestrichelte Linie entweder eine
Einfach- oder eine
Doppelbindung bedeutet und
die Gruppe -C(O)X an eines der Kohlenstoffatome
gebunden ist, die mit dem Rest R
1 bzw. R
2 verknüpft
ist.
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Ein
erfindungsgemäßes Fusionsprotein
ist dementsprechend ein Rezeptor, der geeignet ist zum spezifischen
Binden an eine Verbindung der Formel (I).
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Unter
einer spezifischen Bindung im Sinne dieser Erfindung wird eine Bindung
verstanden, die – vereinfacht
gesagt – nach
einer Art Schlüssel-Schloss-Prinzip
funktioniert. Insbesondere bindet der Rezeptor eine Substanz bzw.
bindet eine Substanz an den Rezeptor dann spezifisch, wenn die Substanz
bei Applikation auf mehrere Moleküle des Rezeptors bei niedrigen
Konzentrationen, vorzugsweise bei Konzentrationen kleiner als 10
mM besonders bevorzugt bei Konzentrationen kleiner oder gleich 1
mM, insbesondere bevorzugt bei Konzentrationen kleiner oder gleich
100 μM,
mit großer
Wahrscheinlichkeit immer wieder im gleichen Bereich des Rezeptors
bindet. Das Ergebnis einer solchen spezifischen Bindung kann insbesondere
eine – vorzugsweise reversible – nicht
im wesentlichen lediglich auf den Ort der Bindung begrenzte Konformationsänderung
des Rezeptors sein.
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Ferner
wird unter einem Agonisten im Sinne der Erfindung eine Substanz
verstanden, die durch ihre spezifische Bindung an den Rezeptor eine über diese
bloße
Bindung hinausgehende chemische Reaktion auslöst. In ihrem natürlichen
Umfeld stehen Rezeptoren nicht chemisch unvermittelt neben anderen
Zellbestandteilen, sondern stehen in Wirkverbindung mit weiteren
Teilen zumindest einer Signaltransduktionskaskade, wie sie beispielsweise
durch G-Proteine
vermittelt wird. Durch das spezifische Binden eines Agonisten werden
solche Rezeptoren von einem inaktiven in einen aktiven Zustand überführt, dies
geht gewöhnlich
einher mit einer nicht im wesentlichen auf den Ort der Agonisten-Bindung
begrenzten Konformationsänderung
des Rezeptors und schlägt
sich in einem Einschalten der Signaltransduktionskaskade nieder,
erkennbar beispielsweise an einem Anstieg der cytosolischen Konzentration
von Ca2+, cAMP, cGMP und/oder Inositol-Triphosphat
oder der Änderung
des ATP/ADP-Quotienten. Die Konformationsänderung des Rezeptors, und
auch das Einschalten der Signaltransduktionskaskade, ist eine über die
bloße
Bindung des Agonisten hinausgehende chemische Reaktion. Agonisten
im Sinne dieser Erfindung bezogen auf den Rezeptor sind insbesondere
die Verbindungen der Formel (I).
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Im
Sinne der Erfindung ist ein Antagonist eine Substanz, die zwar spezifisch
von einem Rezeptor gebunden wird, jedoch das spezifische Binden
eines Agonisten an den Rezeptor erschwert. Das spezifische Binden
des Antagonisten führt,
anders als bei einem Agonisten, nicht zum Einschalten einer Signaltransduktionskaskade,
wenn der Rezeptor Teil einer solchen, durch das spezifische Binden
eines Agonisten eingeschalteten Signaltransduktionskaskade ist.
Insbesondere kann eine durch das spezifische Binden eines Agonisten hervorgerufene
Konformationsänderung
des Rezeptors beim spezifischen Binden eines Antagonisten ausbleiben.
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Insbesondere
wurde eine Bindung des Rezeptors an die Verbindungen der Formeln
A (umfassend A1 und A2), Formeln B (umfassend B1 und B2), Formeln
C (umfassend C1 und C2), Formeln D (umfassend D1 und D2), Formeln
E (umfassend E1 und E2) und Formeln F (umfassend F1 und F2) gefunden:
wobei
jeweils X die oben genannte Bedeutung hat.
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Bevorzugt
sind dabei die Verbindungen der Formeln B1 und B2 und deren Mischungen,
insbesondere solche Verbindungen der Formeln B1 und B2, in denen
X jeweils H bedeutet. Besonders bevorzugt ist die Verbindung der
Formel B1 mit X=H.
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Neu
sind folgende Substanzen:
Verbindungen der Formel A2, in der
X = OC2H5 bedeutet,
Verbindungen
der Formel B2, in der X = OC2H5 bedeutet,
Verbindungen
der Formel C1, in denen X = CH3, OCH3 oder OC2H5 bedeutet,
Verbindungen der Formel
C2, in denen X = CH3, OCH3 oder
OC2H5 bedeutet,
Verbindungen
der Formel D1, in denen X = CH3 oder OC2H5 bedeutet,
Verbindungen
der Formel D2, in denen X = CH3, OCH3 oder OC2H5 bedeutet,
Verbindungen der Formel
E1, in denen X = OCH3 oder OC2H5 bedeutet,
Verbindungen der Formel
E2, in denen X = OCH3 oder OC2H5 bedeutet,
Verbindungen der Formel
F1, in denen X = H, CH3, OCH3 oder
OC2H5 bedeutet,
Verbindungen
der Formel F2, in denen X = H, CH3, OCH3 oder OC2H5 bedeutet.
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In
Anlehnung an
US 2,842,598 können die
Verbindungen der Formel (I) über
eine Diels-Alder Reaktion eines 1,3-Diens der Formel (II) und einer α,β-ungestättigten
Carbonylverbindung der Formel (III) erhalten werden, wie das folgende
Reaktionsschema verdeutlichen mag:
wobei
die gestrichelte Linie, R
1, R
2 und
X jeweils die oben angegebene Bedeutung haben.
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Als
Edukt der Formel (II) wird vorzugsweise Myrcen (7-Methyl-3-methylen-1,6-octadien) eingesetzt (die
gestrichelte Linie in den Formeln (I) und (II) steht dann für eine Doppelbindung).
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Als
Edukte der Formel (III) werden vorzugsweise Acrolein, Methacrolein
oder Crotonaldehyd eingesetzt, wobei die Edukte der Formel (III)
auch in-situ generiert werden können.
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Die
Verbindungen der Formel C, D und F (d.h. solche, für die in
Formel (I) die gestrichelte Linie eine Einfachbindung bedeutet),
können
beispielsweise mittels partieller Hydrierung aus den Verbindungen
der Formel A, B und E (d.h. solche, für die in Formel (I) die gestrichelte
Linie eine Doppelbindung bedeutet) synthetisiert werden. Beispielsweise
können
Verbindungen der Formeln A1 und A2 bzw. B1 und B2 mittels partieller Hydrierung
(gegebenenfalls unter Anwendung einer Schutzgruppe für die Carbonylfunktion,
wie beispielsweise einer Acetalisierung oder Ketalisierung) in Verbindungen
der Formeln C1 und C2 bzw. D1 und D2 überführt werden (siehe auch Angew.
Chem. 2000, 112, 3106–3138).
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Verbindungen
der Formel A1 und A2, in denen X jeweils H bedeutet, sind kommerziell
erhältlich,
beispielsweise unter dem Namen Precyclemone B.
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Verbindungen
der Formel B1 und B2, in denen X jeweils H bedeutet, sind kommerziell
erhältlich,
beispielsweise unter dem Namen Vertomugal, Myrac aldehyde oder Citrusal.
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Verbindungen
der Formel C1 und C2, in denen X jeweils H bedeutet, sind kommerziell
erhältlich,
beispielsweise unter dem Namen Vernaldehyd.
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Die
Verbindungen der Formel (I), insbesondere die Verbindungen der Formeln
A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1 und F2 und namentlich
die oben als neu bezeichneten Substanzen der Formel (I), werden erfindungsgemäß angegeben
als Duftstoffe. Sie sind geeignet zum spezifischen Binden an einen
Rezeptor wie oben beschrieben, insbesondere an ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
und zum Auslösen
einer Signaltransduktionskaskade wie oben beschrieben. Ferner hat
sich gezeigt, wie unten näher
ausgeführt
wird, dass Verbindungen der Formel (I) die Ca2+-Konzentration in
einer den beschriebenen Rezeptor exprimierenden Zelle steigern und
die Geißelschlagfrequenz
eines Spermiums erhöhen
können.
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Erfindungsgemäß wird deshalb
auch die Verwendung einer Verbindung der Formel (I), insbesondere der
Verbindungen der Formeln A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2,
F1 und F2 und namentlich der oben als neu bezeichneten Substanzen
der Formel (I), gelehrt
- a) zum Binden an und/oder
zum Aktivieren eines OR7A5-Duftstoffrezeptors oder eines Duftstoffrezeptors mit
einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von zumindest 70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
111 bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder eines erfindungsgemäßen Fusionsproteins,
- b) zum Auslösen
oder Erhöhen
der Bildung von Cycloadenosinmonophosphat und/oder zum Auslösen eines
Einstroms oder Erhöhen
der Konzentration an Ca2+ in einer Zelle, die einen OR7A5-Duftstoffrezeptor oder
einen Duftstoffrezeptor mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie von zumindest
70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
exprimiert,
- c) zum Steigern der Geißelschlagfrequenz
eines Spermiums,
- d) zum Herstellen eines Arzneimittels zum Behandeln einer niedrigen
Spermiengeißelschlagfrequenz.
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Zum
Herstellen eines erfindungsgemäßen Expressionssystems
ist es zweckmäßig, ein
Gen für
den Rezeptor durch einen Vektor in eine Wirtszelle einzuführen. Gemäß einem
weiteren Aspekt der Erfindung wird deshalb ein Vektor angegeben,
der einen Nucleinsäure-Abschnitt
umfasst, der für
einen Rezeptor nach einem der vorherigen Aspekte der Erfindung codiert,
also ein Vektor umfassend einen Nucleinsäureabschnitt codierend für a) einen
OR7A5-Duftstoffrezeptor
oder b) einen Duftstoffrezeptor mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie von zumindest 70 %
zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder c) ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein.
Ein solcher Vektor erleichtert es, eine für den erfindungsgemäßen Rezeptor
codierende Nucleinsäure
zu klonieren. Der Vektor kann auch ein sogenannter suicide-Vektor
sein, insbesondere ein solcher, der die Integration des für den Rezeptor
codierenden Nucleinsäure-Abschnitts
in das Genom der Wirtszelle ermöglicht.
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In
besonders bevorzugten Ausführungsformen
ist der Vektor ein Expressionsvektor. Solche Vektoren ermöglichen
die Transkription und Translation des im Vektor enthaltenen, für den erfindungsgemäßen Rezeptor
codierenden Nucleinsäureabschnitts,
wenn der Vektor in eine geeignete Wirtszelle eingebracht wird. Geeignete
Wirtszellen sind insbesondere solche aus Drosophila melanogaster,
Caenorhabditis elegans, Xenopus laevis-Oocyten und menschliche HEK293-Zellen
sowie CHO- (Chinese Hamster Ovary), COS- (Afrikan Green Monkey Kidney), BHK-
(Syrian Baby Hamster Kidney) und PC12-(Rat Adrenal Phenochromocytoma)-Zellen, wobei
HEK293-Zellen besonders bevorzugt sind.
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Das
erfindungsgemäße Expressionssystem
umfasst wie eingangs angegeben eine Zelle, die einen erfindungsgemäßen Rezeptor überexprimiert.
Unter "überexprimieren" wird dabei jeder
Vorgang verstanden, in dessen Folge der Rezeptor über das
für die
jeweilige Wirtszelle unter natürlichen
Bedingungen maximal erreichbare Genexpressionsniveau hinausgehend
vorliegt. Dabei kann der Rezeptor insbesondere auch ein für die Wirtszelle
heterologer Rezeptor sein. Stellt die betreffende Wirtszelle normalerweise
keinen erfindungsgemäßen Rezeptor
her, so findet eine Überexpression
im Sinne der Erfindung bereits dann statt, wenn sie (erstmals) überhaupt
einen solchen Rezeptor herstellt. Besonders bevorzugt sind dabei
solche Wirtszellen, die neben der funktionellen Expression des Rezeptors
auch die für
eine vom Rezeptor durch die Bindung eines Agonisten beeinflusste
Signaltransduktionskaskade notwendigen Elemente bereitstellen.
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Zweckmäßigerweise
handelt es sich bei der Wirtszelle um eine Säugerzelle, wobei die Wirtszelle
insbesondere auch eine entartete Säugerzelle sein kann. Ein Beispiel
hierfür
ist die auf humane embryonale Nierenzellen zurückgehende Zellinie HEK293 (s. Graham
et al., J. Gen. Virol. (1977): 59-72).
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Gemäß einem
weiteren Aspekt der Erfindung wird ein Komplex angegeben, wobei
der Komplex ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein,
sowie daran spezifisch gebunden, eine Verbindung der Formel (I)
umfasst, insbesondere der Formel A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2,
E1, E2, F1 oder F2.
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Ein
solcher Komplex ist besonders vorteilhaft dazu geeignet, die Wechselwirkungen
zwischen dem Rezeptor und einem Agonisten und/oder einem möglichen
Antagonisten zu untersuchen. Dabei kann es sich bei dem Antagonisten
um einen reversiblen oder irreversiblen handeln. Wenn der Rezeptor
mit einer Signaltransduktionskaskade in Wirkverbindung steht, so
ermöglicht
das Herstellen eines solchen Komplexes aus Rezeptor und Agonist
das Einschalten oder Aktivieren der entsprechenden Signaltransduktionskaskade.
Das Herstellen eines Rezeptor-Antagonisten-Komplexes ermöglicht es in diesem Fall, das
Einschalten der Signaltransduktionskaskade auch bei Vorliegen des
Agonisten zu verhindern. Weitere vorteilhafte Anwendungsmöglichkeiten
eines Komplexes aus Rezeptor und Agonist oder Antagonist sind unten
beschrieben. Besonders bevorzugt sind dabei die Komplexe aus einem
erfindungsgemäßen Rezeptor
und Myracaldehyd (Verbindung der Formel B1 mit X=H). Diese bilden
sich schon bei geringen Konzentrationen an Myracaldehyd.
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Insbesondere
wird gemäß einem
weiteren Aspekt der Erfindung ein Biosensor angegeben, umfassend
- a) einen erfindungsgemäßen Rezeptor und
- b) Mittel zum Nachweisen einer Bindung einer Verbindung der
Formel (I) an den Rezeptor, vorzugsweise einer Verbindung der Formel
A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1 oder F2.
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Der
Fachmann kann die zum Nachweisen der Bindung des Agonisten, insbesondere
einer Verbindung der Formel (I) und insbesondere der Formel A1,
A2, B1, B2, C1, C2, D1, C2, E1, E2, F1 oder F2, an den Rezeptor
geeigneten Mittel je nach der Art des gewählten Rezeptors leicht auswählen. In
einer bevorzugten Ausführungsform
umfasst der Biosensor eine Zelle, die einen erfindungsgemäßen Rezeptor
exprimiert, also a) einen OR7A5-Duftstoffrezeptor oder b) einen
Duftstoffrezeptor mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie von zumindest
70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder c) ein erfindungsgemäßes Fusionsprotein
exprimiert, und in der der Rezeptor in Wirkverbindung mit einer Signaltransduktionskaskade
steht. Durch das spezifische Binden des Agonisten an den Rezeptor
wird ein Rezeptor-Agonist-Komplex wie soeben beschrieben hergestellt.
Dabei kann es zu einer nicht im wesentlichen lediglich auf den Ort
der Bindung des Agonisten begrenzten Konformationsänderung
des Rezeptors kommen. Durch diese Konformationsänderung oder auf andere Weise
löst der
Rezeptor nach der Bindung des Agonisten die Signaltransduktionskaskade
aus. Diese wiederum erzeugt ein messbares Signal, beispielsweise
in Form einer Erhöhung
der cytosolischen Ca2+-Konzentration. Anstelle
der cytosolischen Ca2+-Konzentration kann auch der Konzentrationsanstieg
oder der Konzentrationsabfall einer anderen Substanz, insbesondere
eines second messegers wie cAMP, cGMP, IP3 und
dergleichen gemessen werden. Der Fachmann kann anhand der vom Rezeptor
durch die spezifische Bindung eines Agonisten beeinflusste Signaltransduktionskaskade leicht
eine geeignete Substanz zum Nachweisen dieser Bindung auswählen, deren
Konzentration oder Konformation sich entsprechend der spezifischen
Bindung des Agonisten an den Rezeptor ändert.
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Ein
solcher Biosensor ist insbesondere vorteilhaft dazu geeignet, weitere
Rezeptoren zu suchen. Dazu wird der Fachmann zunächst ein Expressionssystem
bereitstellen, in dem der vermutete Rezeptor funktionell exprimiert
wird. Auf das Expressionssystem werden vermutete Agonisten appliziert
und eine gegebenenfalls hierdurch ausgelöstes Signal des Biosensors
gemessen. Wenn eine Substanz ein Biosensor-Signal auslöst und dieses
Signal nicht auch in den natürlichen
Zellen des Expressionssystems (also Zellen, die nicht zu einem Expressionssystem
verändert
wurden) auftritt, so wird vom Expressionssystem tatsächlich ein
Rezeptor für diese
Substanz exprimiert.
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Ebenfalls
wird erfindungsgemäß eine Sonde
zum Nachweisen einer Nucleinsäure
angegeben, die für einen
Abschnitt eines erfindungsgemäßen Rezeptors
codiert. Eine solche Sonde ist zweckmäßigerweise eine Nucleinsäure, insbesondere
eine RNA oder eine, vorzugsweise einzelsträngige, DNA, wobei die Nucleinsäure mit
einer Nucleinsäure
hybridisieren kann, die für
einen Abschnitt eines erfindungsgemäßen Rezeptors codiert. Bevorzugte
Sonden besitzen die Sequenz SEQ ID NO. 1, SEQ ID NO. 2, SEQ ID NO.
3 oder SEQ ID NO. 4 oder eines 12–30, vorzugsweise 15–20 Aminosäuren langen
Ausschnitt der Sequenzen SEQ ID NO 3 oder SEQ ID NO 4. Die Nucleinsäure ist
verbunden mit einer nachweisbaren Markierung, beispielsweise mit
einer Fluoreszenz-, Lumineszenz-, Farbmarkierung, einer radioaktiven
Markierung oder einem Enzym, das die Bildung eines nachweisbaren
Reaktionsprodukts katalysiert. Anstelle einer solchen nachweisbaren
Markierung kann die Sonde auch an einen Feststoff, beispielsweise
an Metallpartikel wie magnetische Beads, gekoppelt sein (gegebenenfalls über einen
Linker).
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In
diesem Zusammenhang wird erfindungsgemäß gelehrt, eine Nucleinsäure, vorzugsweise
eine Sonde wie zuvor beschrieben, zum Nachweisen einer Nucleinsäure, die
für ein
Fragment eines Rezeptors codiert, zu verwenden. So können zum
einen weitere Rezeptoren mit gleicher oder ähnlicher Aminosäuresequenz
wie der erfindungsgemäße Rezeptor
gefunden werden. Dabei wird die Sonde unter vorzugsweise stringenten
Hybridisierungsbedingungen mit Nucleinsäuren einer zu untersuchenden
Zelle in Kontakt gebracht, um ein Hybridisieren der Sonde an eine
dieser entsprechenden Wirts-Nucleinsäure zu ermöglichen, falls eine solche entsprechende
Nucleinsäure
vorliegt. Je weniger stringent die Hybridisierungsbedingnungen sind,
desto weniger ähnlich
können
die Nucleinsäuren
sein, die mit der Sonde hybridisieren. Nach dem Hybridisieren werden
die mit der Sonde hybridisierten Nucleinsäuren aufgereinigt und sequenziert.
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Soll
mit der Sonde nur die Anwesenheit von Nucleinsäuren, die für ein Fragment eines Rezeptors
codieren, nachgewiesen werden, so reicht es aus, diese Nucleinsäuren – vorzugsweise
unter stringenten Hybridisierungsbedingungen – mit der Sonde in Kontakt
zu bringen, um ein Hybridisieren der Sonde an die entsprechende
Nucleinsäure
zu ermöglichen,
wenn eine solche entsprechende Nucleinsäure vorliegt. Dabei ist es zweckmäßig, wenn
die Nucleinsäure,
die mit der Sonde nachgewiesen werden soll, an einem festen Träger immobilisiert
ist, beispielsweise in einem Gel oder auf einem Nylonfilter. In
diesem Fall ist das Hybridisieren der Sonde an die nachzuweisende
Nucleinsäure
leicht dadurch nachweisbar, dass die Sonde – vermittelt durch die nachzuweisende
Nucleinsäure – ebenfalls
an den festen Träger
gebunden ist und bei Durchführen
eines Waschschrittes im wesentlichen nicht vom festen Träger abgewaschen
wird. Dem Fachmann sind derartige Nachweisverfahren als Southern-
oder Northern-Blot bekannt.
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Primer
zum Amplifizieren einer für
OR7A5 codierenden Nucleinsäure
sind mit den Sequenzen SEQ ID NO. 1 und SEQ ID NO. 2 angegeben.
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Zudem
wird erfindungsgemäß angegeben,
einen erfindungsgemäßen Rezeptor
zu verwenden zum Nachweisen und/oder spezifischen Binden einer Verbindung
der Formel (I), insbesondere der Formel A1, A2, B1, B2, C1, C2,
D1, D2, E1, E2, F1 oder F2. Dadurch werden die oben beschriebenen
Komplexe erzeugt, die die oben genannten Vorteile besitzen.
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Eine
besonders bevorzugte Verwendung einer Verbindung der Formel (I),
insbesondere der Formel A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2,
F1 oder F2 besteht darin, die Geißelschlagfrequenz eines Spermiums zu
beeinflussen. Es hat sich herausgestellt, dass auch Spermien Rezeptoren
gemäß dem ersten Aspekt
der Erfindung exprimieren und chemokinetische Reaktionen zeigen,
die durch die Bindung einer Verbindung der Formel (I), insbesondere
Myracaldehyd, ausgelöst
werden können.
Die Agonisten, also Verbindungen der Formel (I), insbesondere der
A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1 oder F2, insbesondere
mit X=H, können daher
auch dazu verwendet werden, die Schwimmgeschwindigkeit von Spermien
zu erhöhen.
Die Zugabe eines Antagonisten zu Spermien führt dazu, dass die beschriebenen
Effekte – bei
gleichbleibender Agonistenkonzentration – entweder nicht oder nicht
in dem sonst üblichen
Maße eintreten.
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Dementsprechend
wird erfindungsgemäß auch ein
Arzneimittel angegeben, insbesondere ein Kontrazeptivum oder empfängnisförderndes
Arzneimittel, umfassend als Agonist eine oder mehrere Verbindungen der
Formel (I), insbesondere der A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1,
E2, F1 oder F2, insbesondere mit X=H, in einer pharmazeutisch wirksamen
Menge, insbesondere in einer kontrazeptiven oder empfängnisfördernden Menge.
Die eine oder mehrere Verbindung(en) der Formel (I) können dabei
insbesondere als pharmazeutisch verträgliches Salz der jeweiligen
Verbindung der Formel (I) vorliegen. Unter einem Arzneimittel wird
dabei jedes Mittel verstanden, das zur Vorbeugung, Diagnose oder
zur Behandlung eines körperlichen
Zustandes eines Menschen und/oder Tieres eingesetzt wird. Arzneimittel
im erfindungsgemäßen Sinne
können
daher insbesondere Arzneimittel gemäß § 1 des Arzneimittelgesetzes
sein, aber auch Medizinprodukte gemäß § 3 des Medizinproduktegesetzes,
jeweils in ihrer am 01. August 2002 geltenden Fassung. Ein solches
Arzneimittel nutzt die mit der oben beschriebenen Verwendung von
Agonisten und Antagonisten erzielbaren Vorteile. Neben den Agonisten
und/oder dem Antagonisten umfasst das Arzneimittel zweckmäßigerweise
einen pharmazeutisch akzeptablen Träger. Anstelle des Agonisten
oder Antagonisten selbst kann das Arzneimittel auch eine Vorstufe
des Agonisten bzw. Antagonisten umfassen, die im menschlichen und/oder
tierischen Körper
zu einem Agonist bzw. Antagonist umgesetzt wird.
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Bei
einem kontrazeptiv wirkenden Arzneimitteln kann es besonders zweckmäßig sein,
einen Antagonisten – bevorzugt
einen den Rezeptor irreversibel hemmenden Antagonisten – im oder
auf dem menschlichen Körper,
vorzugsweise in der Scheide, dem Uterus und/oder dem Eileiter freizusetzen,
um dort gegebenenfalls vorhandenen Spermien die Orientierung hin
zu einer gegebenenfalls vorhandenen Eizelle zu erschweren. Dies kann
durch ein Intravaginalpräparat
erfolgen, aus dem der Antagonist freigesetzt wird. Ebenfalls möglich ist es,
ein Präservativ
mit einem Antagonisten – wiederum
bevorzugt einem irreversiblen – zu
versehen, beispielsweise zu imprägnieren
oder zu beschichten, so dass der Antagonist bei bestimmungsgemäßer Verwendung des
Präservativs
freigesetzt wird.
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Bei
einem empfängnisfördernden
Arzneimittel kann es insbesondere vorteilhaft sein, einen oder mehrere
Agonisten – gegebenenfalls
in Kombination mit weiteren Substanzen – im Eileiter und/oder Uterus
freizusetzen, um Spermien mit einer niedrigen Geißelschlagfrequenz
zu beschleunigen.
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Ferner
wird erfindungsgemäß ein Antagonist
gegen das spezifische Binden eines Agonisten der Formel (I), insbesondere
der A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1 oder F2, insbesondere
mit X=H zum Beeinflussen der Geruchswahrnehmungsfähigkeit
eines Menschen und/oder eines Tieres verwendet. Die Verwendung eines
Antagonisten ermöglicht
es auf einfache Weise, die Geruchswahrnehmungsschwelle für einen oder
mehrere Agonisten bei Mensch und/oder Tier anzuheben, so dass der
betreffende Agonist weniger leicht gerochen wird. Dies kann insbesondere
in den Fällen
sinnvoll sein, in denen ein Agonist einen störenden Geruch entwickelt, jedoch
nur mit unverhältnismäßig hohem
Aufwand aus der Luft oder einem anderen Trägermedium entfernt werden kann.
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Zum
Herstellen eines erfindungsgemäßen Fusionsproteins
oder Expressionssystems wird ein Verfahren angegeben, das die Schritte
umfasst:
- a) Einbringen eines erfindungsgemäßen Vektors
in eine Zelle, und
- b) Einstellen von Bedingungen, so dass der Nucleinsäureabschnitt
des Vektors, der für
den Rezeptor codiert, in der Zelle exprimiert wird.
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Mit
Hilfe dieses Verfahrens ist es möglich,
ein erfindungsgemäßes Expressionssystem
und damit den erfindungsgemäßen Rezeptor
und gegebenenfalls auch einen erfindungsgemäßen Biosensor herzustellen. Der
erfindungsgemäße Rezeptor
kann aus den Zellen des Expressionssystems weiter aufgereinigt werden.
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Gemäß einem
weiteren Aspekt der Erfindung wird ein Verfahren angegeben zum Nachweisen
einer Verbindung der Formel (I), insbesondere der A1, A2, B1, B2,
C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1 oder F2, insbesondere mit X=H, in einer
Probe, wobei das Verfahren die Schritte umfasst:
- a)
Bereitstellen eines erfindungsgemäßen Rezeptors, insbesondere
eines OR7A5-Rezeptors, eines Duftstoffrezeptor smit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von zumindest 70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder eines erfindungsgemäßen Fusionsproteins,
- b) Inkontaktbringen des Rezeptors mit der zu untersuchenden
Probe und Einstellen von Bedingungen, bei denen eine gegebenenfalls
in der Probe enthaltene Verbindung der Formel (I) spezifisch an
den Rezeptor bindet, und
- c) Überprüfen, ob
eine Verbindung der Formel (I) eine spezifische Bindung mit dem
Rezeptor eingegangen ist.
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Der
Rezeptor kann insbesondere in Form eines Expressionssystems bereitgestellt
werden, in dem der Rezeptor in Wirkverbindung mit einer Signaltransduktionskaskade
steht. In diesem Fall kann eine spezifische Bindung der Verbindung
der Formel (I) an den Rezeptor durch das Einschalten der betreffenden
Signaltransduktionskaskade überprüft werden,
während
das spezifische Binden des Antagonisten durch das Ausbleiben eines
solchen Einschaltens der Signaltransduktionskaskade bei Anwesenheit
einer Verbindung der Formel (I) überprüft werden
kann. Ein solches Expressionssystem kann jedoch auch künstlich
nachgebildet werden, indem der Rezeptor und die übrigen Bestandteile der Signaltransduktionskaskade
in vitro zusammengestellt werden.
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Der
Rezeptor kann jedoch auch als aufgereinigtes Protein vorliegen,
das an die Oberfläche
eines festen Trägers,
insbesondere einer Metalloberfläche,
gebunden ist. In diesem Fall kann sich durch das spezifische Binden
einer Verbindung der Formel (I) und/oder eines Antagonisten an den
Rezeptor eine physikalische Oberflächeneigenschaft ändern. Dies
kann beispielsweise die Änderung
der Oberflächen-Plasmon-Resonanz sein,
wie sie in einem Biacore-Verfahren bestimmt werden kann.
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Ebenfalls
möglich
ist es, den Rezeptor und/oder eine Verbindung der Formel (I) und/oder
einen Antagonisten mit einem Fluoreszenzfarbstoff zu versehen und
die durch die spezifische Bindung der Verbindung der Formel (I)
und/oder des Antagonisten an den Rezeptor hervorgerufene Änderung
der Fluoreszenz zu bestimmen.
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Insbesondere
kann der Rezeptor als Fusionsprotein mit einem green fluorescent
protein-(GFP-)-Anteil vorliegen, so dass sich die Fluoreszenz des
Fusionsproteins bzw. des GFP-Anteils des Fusionsproteins bei spezifischer
Bindung einer Verbindung der Formel (I) und/oder eines Antagonisten
entsprechend ändert.
Dem Fachmann sind solche Untersuchungsverfahren unter der Bezeichnung "FRET-Assays" (Fluorescence resonance
energy transfer assays) bekannt. Auf vergleichbare Weisekann der
Rezeptor auch als Fusionsprotein mit einem Luciferase-Anteil vorliegen,
so dass sich die Lumineszenz des Fusionsproteins bzw. des Luciferase-Anteils
des Fusionsproteins bei spezifischer Bindung eines Agonisten und/oder
eines Antagonisten ändert ("BRET-Assay").
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Dabei
ist insbesondere ein Verfahren zum Nachweisen des Antagonisten in
einer Probe bevorzugt, das folgende Schritte umfasst:
- a) Bereitstellen eines erfindungsgemäßen Rezeptors, insbesondere
eines OR7A5-Rezeptors, eines Duftstoffrezeptors mit einer Aminosäure-Sequenzhomologie
von zumindest 70 % zur Aminosäuresequenz
der Transmembrandomänen
III bis VI des OR7A5-Duftstoffrezeptors oder eines erfindungsgemäßen Fusionsproteins,
- b) Inkontaktbringen des Rezeptors mit der zu untersuchenden
Probe und Einstellen von Bedingungen, bei denen ein gegebenenfalls
in der Probe enthaltener Antagonist spezifisch an den Rezeptor bindet,
- c) Inkontaktbringen des Rezeptors mit einer Verbindung der Formel
(I), insbesondere der A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1, D2, E1, E2, F1
oder F2, insbesondere mit X=H, um der Verbindung ein spezifisches
Binden an den Rezeptor zu ermöglichen,
falls kein Antagonist spezifisch an den Rezeptor gebunden ist, und
- d) Überprüfen, ob
die Verbindung der Formel (I) und/oder ein Antagonist eine spezifische
Bindung mit dem Rezeptor eingegangen ist.
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Der
Fachmann erkennt, dass die Schritte b) und c) gleichzeitig oder
in einer beliebigen Reihenfolge nacheinander durchgeführt werden
können,
vorausgesetzt, dass Schritt c) vor oder gleichzeitig mit Schritt
d) durchgeführt
wird. Insbesondere können
folgende Verfahrensausführungen
zweckmäßig sein:
In
einer bevorzugten Ausführungsform
wird zunächst
der erfindungsgemäße Rezeptor
bereitgestellt. Hierzu kann sich der Fachmann der Möglichkeiten
bedienen, die oben für
ein erfindungsgemäßes Verfahren
zum Nachweisen eines Agonisten, insbesondere einer Verbindung der
Formel (I), und/oder Antagonisten beschrieben wurden. Anschließend wird
der Rezeptor mit der gegebenenfalls antagonistenhaltigen Probe in
Kontakt gebracht. Dabei werden solche Bedingungen eingestellt, unter
denen ein Antagonist spezifisch an den Rezeptor binden könnte, so
er denn in der Probe vorhanden ist. Nach dem Inkontaktbringen mit
dem Antagonisten wird der Rezeptor mit einem Agonisten in Kontakt
gebracht. Hierbei werden die Bedingungen so eingestellt, dass der
Agonist an den Rezeptor spezifisch binden kann, wenn kein Antagonist
an den Rezeptor spezifisch gebunden hat. Abschließend wird überprüft, ob der
Agonist an den Rezeptor spezifisch gebunden hat. Dies kann beispielsweise
dadurch geschehen, dass das Einschalten einer Signaltransduktionskaskade überprüft wird,
mit der der Rezeptor in Wirkverbindung steht. Wenn der Agonist an
den Rezeptor gebunden hat, dann liegt der Antagonist wahrscheinlich
nicht in einer Konzentration in der zu untersuchenden Probe vor,
bei der er das spezifische Binden des Agonisten verhindern könnte. Insbesondere
kann es möglich
sein, das Maß der Agonistenbindung
an den Rezeptor zu bestimmen und hieraus – gegebenenfalls nach einer
entsprechenden Kalibrierung – auf
die Konzentration des Antagonisten in der zu untersuchenden Probe
zu schließen.
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In
einer bevorzugten Abwandlung des Verfahrens wird der Rezeptor zuerst
mit dem Agonisten und anschließend
mit der den Antagonisten gegebenenfalls enthaltenden Probe in Kontakt
gebracht. In diesem Fall kann aus der Abnahme des Maßes, in
dem der Agonist spezifisch an den Rezeptor gebunden ist, auf die
Anwesenheit des Antagonisten und gegebenenfalls auch auf dessen
Konzentration in der zu untersuchenden Probe geschlossen werden.
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Die
Erfindung wird nachfolgend anhand der Figuren und der Beispiele
näher erläutert, ohne
dass diese den Schutzbereich der Patentansprüche einschränken sollen.
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1 zeigt
die spezifische Aktivierung von HEK293-Zellen durch Myracaldehyd.
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Beispiel 1: Spezifische Aktivierung von
HEK293-Zellen durch Myracaldehyd
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HEK293-Zellen
wurden transient mit einem Vektor transfiziert, der für OR7A5
codierte Zum Herstellen des Vektors wurde das Gen für OR7A5
mit den Primern SEQ ID NO. 1 und SEQ ID NO: 2 amplifiziert, mit
der Restriktionsnuklease EcoR V verdaut und das erhaltene Fragment
in die entsprechende Schnittstelle des Vektors pCDNA3 (Invitrogen,
USA) kloniert.
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Das
verwendete Transfektionsprotokoll in diesem und den folgenden Beispielen
entspricht dem der
WO
2004/033496 A1 , auf deren Inhalt, insbesondere auf deren
Beispiele 3 bis 13, in soweit verwiesen wird.
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HEK293-Zellen
unter Standardbedinungen in DMEM (Sambrook et al., Molecular
cloning: A laboratory manual; Cold Spring Harbour 1982)
mit 10% fötalem
Kälberserum,
100 U/ml Penicillin und Streptomycin und 2 mM L-Glutamin gehalten.
Die Transfektion erfolgte durch Calciumphosphat-Präzipitation.
Etwa 1 h vor Beginn der Transfektion wurde das Medium durch 2 ml
frisches DMEM ersetzt. Zur Transfektion wurden 100 bis 200 μl des Transfektionsreagens
zugegeben. Nach 24 h wurden die Zellen mit frischem PBS++ (2.7
mM KCl, 1,5 mM KH2PO4,
137 mM NaCl, 8,1 mM Na2HPO4,
0,9 mM CaCl2, 0,48 mM MgCl2,
pH 7,3–7,5)
gewaschen und erneut mit frischem DMEM kultiviert. Zur Calcium-Darstellung
wurde das DMEM drei Tage nach der Transfektion durch übliche Ringer-Lösung ausgetauscht.
Als Indikator der Calcium-Konzentration wurde Fura2 (Molecular Probes)
nach Anleitung des Herstellers verwendet.
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1 zeigt
eine repräsentative
Abbildung einer Ca2+-Verteilung in den transfizierten
HEK293-Zellen. HEK293-Zellen wurden mit einem Vektor transfiziert,
der für
OR7A5 codiert. Etwa 5% der transfizierten Zellen zeigten eine signifikante
Zunahme des intrazellulären
Calciumgehalts nach Zugabe von Myracaldehyd.
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Beispiel 2: Spezifität von Spermien-Duftstoffrezeptoren
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HEK293-Zellen
wurden wie in Beispiel 1 beschrieben mit Vektoren transfiziert,
die für
OR7A5 oder OR1D2 codierten. Die transfizierten Zellen wurden auf
ihre Reaktion auf verschiedene Substanzen hin untersucht.
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2 zeigt
in Teilbild a, dass die Wirkung von Myracaldehyd ("Myrac") nicht durch vorherige
Verabreichung von n-Undecanal verringert wird, stattdessen kommt
es nach wie vor bei Verabreichung von Myracaldehyd zu einer vorüebrgehenden
signifikanten Erhöhung
des intrazellulären
Ca2+-Gehalts.
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In
den Teilbildern b und c der
2 ist gezeigt,
dass OR1D2-transfizierte Zellen mit einer Erhöhung des intrazellulären Ca
2+-Gehalts nur bei Verabreichung von Bourgeonal
reagieren, nicht aber bei Verabreichung von Myracaldehyd. Die Wirkung
von Bourgeonal kann zudem durch vorherige oder gleichzeitige Verabreichung
von n-Undecanal verringert werden. Zu den Wirkungen von n-Undecanal auf OR1D2
findet der Fachmann nähere
Informationen in der
WO
2004/033496A1 , deren Inhalt in soweit in Bezug genommen
wird.
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Die
stärkste
Erhöhung
des intrazellulären
Ca2+-Gehalts von OR7A5-transfizierten
HEK293-Zellen wurde erhalten bei Verabreichung von Myracaldehyd,
PI-21788 (Verbindung der Formel A1 mit X=H) und Vernaldehyd.
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Beispiel 3: Beeinflussung des Verhaltens
von Spermien
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Die
Reaktion von Spermien auf Myracaldehyd wurde untersucht wie in Beispiel
17 der
WO 2004/033496A1 für Bourgeonal
beschrieben, wobei jedoch frische Spermaproben statt gefrorener
Spermaproben verwendet wurden.
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Die
Reaktionen von Sperma auf Myracaldehyd und wurde (a) durch computerassisted
video motion analysis (CAVMA) gemessen, um Veränderungen in der Schwimmgeschwindigkeit
(Spermaaktivierung) zu detektieren, und (b) in einem flat capillary-Assay
um eine Chemotaxis in der Nähe
einer Diffusionsmaterialquelle zu untersuchen. Für jede Test- oder Kontroll-Behandlung wurden
fünf wiederholte
Experimente unter Verwendung von Sperma der fünf Spender durchgeführt. Die
Daten der Bioassays wurden statistisch durch Ein-Weg-Varianzanalyse
(ANOVA) unter Verwendung eines post-hoc Scheffé-Tests (R. W. Day
and G. P. Quinn, Ecol. Monogr. 59, 433–463 (1989)) analysiert.
Eine Bonferroni-Korrektur wurde zum Angleichen der α-Levels für multiple
Vergleiche verwendet.
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Zur
Untersuchung der Spermien-Aktivierung wurden Bioassays für die Schwimmgeschwindigkeit
bei 37 °C
durchgeführt.
Spermien wurden sanft einer Kontroll- oder Testlösung einheitlicher Konzentration
zugefügt.
Die Bilder von Spermien (3,0 × 103 Zellen/ml) wurden dann unter Verwendung
einer Videokamera (NEC Modell TI 23A), die auf einem Olympus IX70-Lichtmikroskop
montiert war, bei 90-facher Vergrößerung aufgenommen. Um mögliche Artefakte
durch Reibungskräfte
zu minimieren, besaß die
Kamera eine 100 μm
Feldtiefe und fokussierte auf eine Region, die annäherend 2
mm von der nächsten
Oberfläche
entfernt war. Videobilder von Spermien wurden mit 30 Bildern/Sekunde
digitalisiert und über
10-Sekundenintervalle unter Verwendung eines CAVMA-Systemes (Motion
Analysis Corporation, Modell VP 320, Expert Vision und Benutzter-Software),
verbunden mit einer Sun SPARC 2 Computer-Arbeitsstation bearbeitet (J.
A. Riffell, P. J. Krug, R. K. Zimmer, Journal of Experimental Biology
205, 1439–1450
(2002)). Die Schwimmgeschwindigkeit wurde auf einer Bild-zu-Bild-Basis
bestimmt und danach über
jeden einzelnen zurückgelegten
Weg gemittelt. Um zu vermeiden, sich horizontal anstatt vertikal
bewegende Zellen zu messen, wurden kurze Wege mit weniger als 11
Bildern verworfen, bei denen sich die Spermien um mehr als 20 %
in ihrer scheinbaren Größe veränderten.
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Zur
Untersuchung der Spermien-Chemotaxis wurden Kammern mit vier getrennten
Kompartimenten verwendet, wobei die Kapillar-Methode von Adler (J.
Adler, Science 153, 708–716
(1966); J. Adler, Journal of General Microbiology
74, 77–91
(1973)) modifiziert wurde. Jedes Kompartiment bestand aus
zwei durch einen Kanal verbundenen Vertiefungen. Die Spermienproben
(106 Zellen/ml) wurden jeweils in den Vertiefungen
vorgelegt. Ein flaches 6 μl-Mikrokapillarröhrchen (Drummond
Scientific Co.), das entweder Test- oder Kontrolllösung enthielt,
wurde in den Kanal eingeführt,
wobei seine beiden Enden die frischen Spermien-Suspensionen innerhalb
der zwei Vertiefungen berührten.
Nach vier Stunden Inkubation bei 37 °C wurden die Inhalte jeder Kapillare
in die Vertiefung eines Toxoplasmose-Objektträgers transferiert, hitzefixiert
und mit 0,1 Acridin-Orange 1 Minute lang gefärbt. Zellzählungen wurden dann unter Verwendung
eines Olympus-BH2-Mikroskopes, das für Phasenkontrast- und Epifluoreszenz-Applikationen
ausgerüstet
war (J. A. Riffell, P. J. Krug, R. K. Zimmer, Journal of
Experimental Biology 205, 1439–1450
(2002); C. C. Gee and R. K. Zimmer-Faust, Journal
of Experimental Biology 200, 3185–3192 (1997)), bei
67-facher Vergrößerung durchgeführt.
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Zur
Bestimmung der Chemoattraktion von Spermien wurde 10–6,
10–7,
10–8 oder
10–9 M
Myracaldehyd getestet. Während
der Durchführung
der Chemotaxis-Bioassays
wurde das Spermienverhalten innerhalb eines Bereiches von 300 μm vor jeder
Kapillarspitze 30 Sekunden lang auf Video aufgenommen. Die Videoaufnahme
begann 10 bis 15 Minuten nach dem Experimentbeginn, um die Bildung
eines chemischen Gradienten zu ermöglichen. Die Spermien-Orientierung zum
Gradienten hin wurde unter Verwendung von CAVMA quantifiziert. Durch
Anwendung zirkulärer
Statistiken wurde die mittlere Vektorlänge (r) und die Schwimmrichtung berechnet,
um das Bewegungsmuster der untersuchten Spermien zu beschreiben.
Der Winkel der Spermienorientierung wurde in Bezug auf einen Ursprung
angegeben, der als die kürzeste
Verbindung zwischen jeder individuellen Zelle und der Kapillarenspitze
(0°) definiert
wurde. Um zu bestimmen, ob die Zellbewegung innerhalb des chemischen
Gradienten nicht-zufällig
war, wurde jede mittlere Ausrichtung mit einer uniformen zirkulären Verteilung
unter Verwendung eines unimodalen Rayleigh-Tests (J. H.
Zar, Biostatistical Analysis (1984)) verglichen.
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Die
Spermien reagierten (vgl. 3) auf Myracaldehyd
in einer Dosisabhängigen
Weise, indem sie erhöhte
Schwimmgeschwindigkeiten und Chemotaxis in Kapillar-Assays zeigten.
Die 3 stellt diese Ergebnisse graphisch dar, wobei
die Werte Mittelwerte und Standartabweichung mit aus den Rohdaten
berechneten Regressionsgeraden sind. Ab einer Konzentration von
10 nM erhöhte
Myracaldehyd die Schwimmgeschwindigkeit von Spermien. Weiterhin
zeigte Myracaldehyd für
Spermien einen chemotaktischen Effekt.
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Es folgt ein
Sequenzprotokoll nach WIPO St. 25.
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