CN116063576A - Fshr-dtt重组去势疫苗及其制备方法和应用 - Google Patents

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Abstract

本发明属于分子疫苗学技术领域,公开了一种FSHR‑DTT重组去势疫苗,其含有如序列表Seq_1所示的动物FSHR序列以及如序列表Seq_2所示的白喉毒素跨膜区域氨基酸序列;其氨基酸序列,如序列表Seq_3所示。同时,公开了一种FSHR‑DTT重组去势疫苗的制备方法和应用。本发明中采取FSHR和DTT蛋白重组的方式,生产的FSHR‑DTT重组去势疫苗,抗原免疫原性高,免疫效果好,稳定性高;同时使用的是重组FSHR‑DTT蛋白,减少了多肽合成制剂成本,使用更加便利;采用FSHR和DTT重组蛋白表达方式,表达量高,免疫原性好,疫苗制剂简单,有利于产业化应用。

Description

FSHR-DTT重组去势疫苗及其制备方法和应用
技术领域
本发明涉及分子疫苗学技术领域,具体为FSHR-DTT重组去势疫苗及其制备方法和应用。
背景技术
传统去势术较为常用的方式为手术阉割法,这种方法对场地、环境、操作等均有较高的要求,与此同时手术会产生副作用,如感染率高导致一定的死亡,且对家畜年出栏量巨大的中国而言带来一定的困难,另外手术成本较高,也不利于动物福利,这种沿袭千年的手术阉割正受到规模化、标准化畜牧生产需求的挑战,研究表明,免疫去势术具有方便高效、可逆、安全等优点,因此,免疫去势技术最有望成为传统去势术的替代者。
FSH(follicle-stimulating hormone)主要提高雌性动物卵泡壁细胞的摄氧能力,促进有腔卵泡发育,促进雄性动物睾丸支持细胞增殖、抑制素B的分泌及维持精子发生。完整的FSH不是推荐的疫苗靶点。将完整的hFSHβ亚基作为抗原对大鼠进行免疫,虽然能够产生明显的抗体滴度,但是避孕效果不佳,并且产生的抗体会针对相关糖蛋白激素保守区域,这样可能会干扰如LH等激素的功能。
FSHR(follicle-stimulating hormone receptor)受体蛋白可以代替FSH在避孕疫苗开发中的位置。FSHR疫苗是通过刺激机体产生相应抗体与细胞表面的FSHR结合,从而抑制其与FSH结合,间接抑制FSH发挥生物学功能,达到去势的目的。
目前,传统的的FSHR去势疫苗,抗原免疫原性不高,生产表达量低,制备困难,免疫效果不好,生产成本高,不利于产业化应用。
发明内容
本发明的目的在于:提供一种FSHR-DTT重组去势疫苗及其制备方法和应用,以解决以上缺陷。
为了实现上述目的,本发明提供如下技术方案:
一种FSHR-DTT重组去势疫苗,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,含有如序列表Seq_1所示的动物FSHR序列。
优选地,所述动物FSHR序列,为家猪的FSHR序列,或宠物猫的FSHR序列,或啮齿类宠物的FSHR序列。
优选地,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,含有如序列表Seq_2所示的白喉毒素跨膜区域氨基酸序列。
优选地,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,如序列表Seq_3所示。
优选地,所述FSHR-DTT重组去势疫苗,是由含有如序列表Seq_4所示的工程菌BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT表达出的重组蛋白。
优选地,一种FSHR-DTT重组去势疫苗的制备方法,包括如下步骤:
S1.根据如序列表Seq_1所示的动物FSHR序列和如序列表SEQ_2所示的白喉毒素跨膜区域氨基酸序列,设计出包含选定的FSHR重组DTT序列;
S2.采用密码子优化系统设计合成带Nde I和Xho I酶切位点的如序列表SEQ_4所示DNA序列,经Nde I和Xho I双酶切后DNA产物与同样酶切的载体pET28a连接;
S3.随后将连接液转入大肠杆菌DH5α,筛选得到质粒pET28a-FSHR-DTT,通过将质粒FSHR-DTT转入大肠杆菌BL21(DE3)菌株,得到工程菌BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT,最终表达出含序列表Seq_3所示的氨基酸的重组蛋白。
优选地,所述FSHR-DTT重组去势疫苗应用于哺乳动物生育能力控制。
本发明的有益效果在于:
本发明中,采取FSHR和DTT蛋白重组的方式,生产的FSHR-DTT重组去势疫苗,提高了抗原免疫原性,提高了抗原的免疫效果,避免了多肽不稳定的效果;同时本发明使用的是重组FSHR-DTT蛋白,减少了多肽合成制剂成本,使用更加便利。而且本发明采用FSHR和DTT重组蛋白表达方式,作为制备动物去势疫苗的一种方法,其表达量高,免疫原性好、疫苗制剂简单,能够有效的提高其免疫效果,使去势技术更优化,有利于产业化应用。
附图说明
图1为本发明实施例中合成重组蛋白FSHR-DTT的DNA的结构示意图;
图2为本发明实施例中的pET28a-FSHR-DTT质粒图谱图;
图3为本发明实施例中重组蛋白FSHR-DTT纯化后SDS-PAGE电泳胶考马斯亮蓝染色图;
图4为本发明实施例中的重组蛋白FSHR-DTT纯化后蛋白免疫印迹(Western BLot)分析图;
图5为本发明实施例中的试验组与对照组的动物睾丸图;
图6为本发明实施例中的试验动物免疫后睾丸切片图;
图7为本发明实施例中的实验动物免疫后对试验组与对照组睾丸发育的影响图。
具体实施方式
在本发明中所使用的术语,除非有另外说明,一般具有本领域普通技术人员通常理解的含义。
下面结合具体的制备实施例和应用实施例,并参照数据进一步详细地描述本发明。应理解,这些实施例只是为了举例说明本发明,而非以任何方式限制本发明的范围。
在以下的实施例中,未详细描述的各种过程和方法是本领域中公知的常规方法。所用到的引物,均在首次出现时标明,其后所用相同引物,均以首次标明的内容相同。
实施例1:
一、FSHR-DTT重组去势疫苗表达载体的构建
质粒pET28a-FSHR-DTT的构建:
白喉毒素(Diphtheria toxin,DT)来自β棒状噬菌体溶源化白喉杆菌,常用于重组免疫毒素的细菌毒素,由535个氨基酸组成,分子量大约为58KDa。毒素可以分为22KD的A片段和38KD的B片段。A片段位于毒素氨基末端,它进入细胞内会导致细胞死亡。B片段由酶活性区、跨膜区和受体结合区组成,不包含致毒因素。白喉毒素跨膜区(DTT domain)氨基酸序列在202-378,由9个α螺旋构成,包含两个主要T辅助表位,DTT271-290和DTT321-370。使用DTT作为疫苗制作的载体蛋白,可以增强目的蛋白的免疫原性,加强疫苗的效果。
本发明中,首先,根据家猪FSHR序列(包括但不限于家猪序列,也可以为宠物猫的FSHR序列,或啮齿类等宠物的FSHR序列,例如荷兰猪、小鼠等)和白喉毒素跨膜区域氨基酸序列,设计出包含选定的FSHR重组DTT序列。
其中,家猪FSHR序列,如序列表Seq_1所示,具体如下:
Mskvteippdlpggsihncafngtqggggsskvteippdlpggsihncafngtqggggsskvteippdlpggsihncafngtqggggs。
其中,白喉毒素跨膜区域氨基酸序列,如序列表Seq_2所示,具体如下:
Inldwdvirdktktkieslkehgpiknkmsespnktvseekakqyleefhqtalehpelselkt vtgtnpvfaganyaawavnvaqvidsetadnlekttaalsilpgigsvmgiadgavhhnteeivaqsi alsslmvaqaiplvgelvdigfaaynfvesiinlfqvvhnsynrp。
合成FSHR-DTT的DNA序列,其5’端和3’端分别加Nde I和Xho I酶切位点,FSHR和DTT之间加BamH I酶切位点,其结构示意图如图1所示。
合成FSHR-DTT的DNA序列,如序列表Seq_4所示,具体如下:
catatgATGAGCAAAGTGACCGAAATTCCGCCGGATCTGCCGGGTGGTTCTATTCACAACTGCGCATTCAACGGTACCCAGGGTGGTGGTGGTTCTAGCAAAGTGACCGAAATTCCGCCGGATCTGCCGGGTGGTTCTATTCACAACTGCGCATTCAACGGTACCCAGGGTGGTGGTGGTTCTAGCAAAGTGACCGAAATTCCGCCGGATCTGCCGGGTGGTTCTATTCACAACTGCGCATTCAACGGTACCCAGGGTGGTGGTGGTTCTggatcCataaatcttgattgggatgtcataagggataaaactaagacaaagatagagtctttgaaagagcatggccctatcaaaaataaaatgagcgaaagtcccaataaaacagtatctgaggaaaaagctaaacaatacctagaagaatttcatcaaacggcattagagcatcctgaattgtcagaacttaaaaccgttactgggaccaatcctgtattcgctggggctaactatgcggcgtgggcagtaaacgttgcgcaagttatcgatagcgaaacagctgataatttggaaaagacaactgctgctctttcgatacttcctggtatcggtagcgtaatgggcattgcagacggtgccgttcaccacaatacagaagagatagtggcacaatcaatagctttatcatctttaatggttgctcaagctattccattggtaggagagctagttgatattggtttcgctgcatataattttgtagagagtattatcaatttatttcaagtagttcataattcgtataatcgtcccCTCGAg。
将合成的FSHR-DTT的DNA片段和pET28a质粒分别用Nde I和Xho I进行双酶切,双酶切体系分别为FSHR-DTT DNA片段(100ng/μL)或pET28a(100ng/μL)40μL,其余体系均为10×CutSmart Buffer10μL,Nde I和Xho I各1μL以及灭菌超纯水48μL。37℃酶切10h,核酸电泳分离目的片段,将目的条带切下来,用DNA凝胶回收试剂盒进行纯化。将Nde I和Xho I双酶切的FSHR-DTT片段和pET28a载体按照摩尔比5:1使用T4连接酶4℃连接过夜,连接混合液转化大肠杆菌DH5α后在含有50μg/mL卡那霉素(K+)的LB固体培养基上培养过夜,挑取几个单克隆测序,选择序列正确的菌提取质粒,即为质粒pET28a-FSHR-DTT,其质粒图谱如图2所示。
质粒提取及双酶切电泳回收均使用“北京艾德莱生命科技有限公司”的相应试剂盒。质粒、DNA连接液转化进入大肠杆菌皆用感受态细胞方法;所有限制性内切酶和连接酶皆购自于“北京纽英伦生物技术有限公司”。
二、FSHR-DTT重组去势疫苗蛋白的诱导表达和纯化
1.菌的制备:将上述的质粒pET28a-FSHR-DTT用常规方法转化大肠杆菌BL21(DE3),在含有K+(50μg/mL)的LB固体培养基上培养12-15h,挑取一个转化子于含有K+(50μg/mL)的LB液体培养基(10mL)中37℃,200rpm,16h;取1mL,16h培养后的菌液,加入100mL新鲜的含有K+(50μg/mL)的LB液体培养基中,于37℃下转速200rpm摇动培养至3h,使OD600为1.0时,加入终浓度为1.0mM的IPTG,20℃继续以转速200rpm摇动培养12h,以4000g,4℃离心45min,收集菌沉淀。
其中,质粒pET28a-FSHR-DTT转化大肠杆菌BL21(DE3)菌株后得到的工程菌即为BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT。BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT工程菌目前已经进行保藏,其由安徽农业大学提供,保藏单位:中国微生物菌种保藏管理委员会普通微生物中心,保藏号CGMCC No.25690。
2.破菌:取100mL菌沉淀加入8mL(8%)非变性裂解液进行重悬,其中非变性裂解液为终浓度的50mMTris>500mMNaC1,pH7.5;将重悬的菌体于-20℃冻存或直接用于超声,超声时可加入蛋白酶抑制剂PMSF(按1:100-1:1000稀释,工作浓度为17-174μg/mL);超声功率为200W,超声4s,间歇2s,超声20min;超声结束后,菌液在4℃下,10000g,离心30min,弃沉淀,取上清,将上清进行镍柱纯化后经SDS-PAGE电泳检测(80V电压下电泳30min,随后120V电压下电泳60min),考马斯亮蓝染色。
图3为本发明实施例中重组蛋白FSHR-DTT纯化后SDS-PAGE电泳胶考马斯亮蓝染色图。其中E1-E4为纯化后FSHR-DTT(29.0KDA)的蛋白条带,如图3所示可见,pET28a-FSHR-DTT大肠杆菌(BL21)在经过HIS标签的镍柱纯化后,可以得到高浓度的FSHR-DTT蛋白。
测定纯化后的蛋白的分子量大小,将纯化的蛋白经WB分析。图4为重组蛋白FSHR-DTT纯化后蛋白免疫印迹(Western BLot)分析图,其中,条带1表示Mark条带,条带2-3表示FSHR-DTT(29.0KDa)与FSHR抗体反应条带。如图4所示可见,研制出的FSHR-DTT蛋白与FSHR抗体具有良好的反应原性。
由此可见,证实纯化的蛋白为抗原蛋白FSHR-DTT,其氨基酸序列(带有BamH I酶切位点)如序列表Seq_3所示,具体如下:
Mskvteippdlpggsihncafngtqggggsskvteippdlpggsihncafngtqggggsskvteippdlpggsihncafngtqggggsgsinldwdvirdktktkieslkehgpiknkmsespnktvs eekakqyleefhqtalehpelselktvtgtnpvfaganyaawavnvaqvidsetadnlekttaalsilpgigsvmgiadgavhhnteeivaqsialsslmvaqaiplvgelvdigfaaynfvesiinlfqvvhnsynrp。
三、FSHR-DTT重组去势疫苗的应用
1.对比试验。选取幼年雄性大鼠20只,对照组和试验组各10只,20日龄初次免疫,其中试验组采用的是本发明制备的FSHR-DTT重组去势疫苗,而对照组采用的是相同剂量的DTT蛋白和佐剂。间隔2周加强免疫,共免疫2次,首免后第16周处死。取睾丸样品制备切片,苏木精-伊红染色观察组织学结构。
2.FSHR-DTT疫苗的免疫去势结果评估:
图5为上述试验组与对照组的动物睾丸图。如图5所示,肉眼可见试验免疫组(左)的睾丸大小明显小于对照组(右)的睾丸大小,可见FSHR-DTT抑制了大鼠睾丸的发育,最终发生萎缩,说明研制出的FSHR-DTT具有很强的免疫原性。
图6为本发明实施例中的试验动物免疫后睾丸切片图。其中,A.对照组DTT组(100×);B.FSHR组(100×);a.对照组DTT组(400×);b.FSHR组(400×)。S指生精小管;方框:精子;短箭:精原细胞;三角形:初级精母细胞。如图6所示,试验组大鼠的睾丸组织切片可以观察到试验组睾丸曲细精管内部精原细胞减少,管腔内空隙增大,曲细精管之间的空隙增大。对照组大鼠的睾丸生精小管结构正常,生精小管中有正常的精原细胞、精母细胞、精子细胞及精子,并且层次分明,有大量精子产生。
图7为本发明实施例中的实验动物免疫后对试验组与对照组睾丸发育的影响图;其中,FSHR组即为采用FSHR-DTT重组去势疫苗的试验组,A.睾丸指数;B.睾丸纵径;C.睾丸横径;通过SPSS软件分析,*代表俩组数据之间存在显著差异,用(p<0.05)表示。如图7所示,可以看出在首次免疫16w后,试验组公鼠的睾丸指数显著低于对照组组(p<0.05),试验组睾丸纵径显著小于对照组(p<0.05),试验组睾丸横径显著小于对照组(p<0.05)。。由此可说明FSHR-DTT重组去势疫苗可以有效抑制大鼠睾丸的发育。
本发明中,采取FSHR和DTT蛋白重组的方式,生产的FSHR-DTT重组去势疫苗,提高了抗原免疫原性,提高了抗原的免疫效果,避免了多肽不稳定的效果;同时本发明使用的是重组FSHR-DTT蛋白,减少了多肽合成制剂成本,使用更加便利。而且本发明采用FSHR和DTT重组蛋白表达方式,作为制备动物去势疫苗的一种方法,其表达量高,免疫原性好、疫苗制剂简单,能够有效的提高其免疫效果,使去势技术更优化,有利于产业化应用。
上述是对发明进行了示例性描述,显然本发明具体实现并不受上述方式的限制,只要采用了本发明的方法构思和技术方案进行的这种非实质改进,或未经改进将发明的构思和技术方案直接应用于其他场合的,均在本发明的保护范围之内。

Claims (7)

1.一种FSHR-DTT重组去势疫苗,其特征在于,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,含有如序列表Seq_1所示的动物FSHR序列。
2.根据权利要求1所述的FSHR-DTT重组去势疫苗,其特征在于,所述动物FSHR序列,为家猪的FSHR序列,或宠物猫的FSHR序列,或啮齿类宠物的FSHR序列。
3.根据权利要求1所述的FSHR-DTT重组去势疫苗,其特征在于,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,还含有如序列表Seq_2所示的白喉毒素跨膜区域氨基酸序列。
4.根据权利要求1所述的FSHR-DTT重组去势疫苗,其特征在于,所述FSHR-DTT重组去势疫苗的氨基酸序列,如序列表Seq_3所示。
5.根据权利要求4所述的FSHR-DTT重组去势疫苗,其特征在于,所述FSHR-DTT重组去势疫苗,是由含有如序列表Seq_4所示的工程菌BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT表达出的重组蛋白。
6.一种如权利要求1-4所述的FSHR-DTT重组去势疫苗的制备方法,其特征在于,包括如下步骤:
S1.根据如序列表Seq_1所示的动物FSHR序列和如序列表Seq_2所示的白喉毒素跨膜区域氨基酸序列,设计出包含选定的FSHR重组DTT序列;
S2.采用密码子优化系统设计合成带Nde I和Xho I酶切位点的如序列表Seq_4所示DNA序列,经Nde I和Xho I双酶切后DNA产物与同样酶切的载体pET28a连接;
S3.随后将连接液转入大肠杆菌DH5α,筛选得到质粒pET28a-FSHR-DTT,通过将质粒FSHR-DTT转入大肠杆菌BL21(DE3)菌株,得到工程菌BL21(DE3)-pET28a-FSHR-DTT,最终表达出含序列表Seq_3所示的氨基酸的重组蛋白。
7.一种如权利要求1-4所述的FSHR-DTT重组去势疫苗的应用,其特征在于,所述FSHR-DTT重组去势疫苗应用于哺乳动物生育能力控制。
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