CN110384042A - 一种新几内亚凤仙组培快繁方法 - Google Patents

Abstract

本发明涉及植物栽培领域，具体涉及一种新几内亚凤仙组培快繁方法，通过将无菌苗处理成带下胚轴及近轴半端子叶的子叶节作为诱导不定芽为诱导不定芽的最佳外植体，使得发明不定芽诱导率为100％，外植体诱导不定芽诱导率高，平均诱导不定芽40.71个，且诱导出的未分化芽点较多，具有较高的分化能力；本发明通过种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养利于新几内亚凤仙的快速与大量繁殖。

Description

一种新几内亚凤仙组培快繁方法

技术领域

本发明涉及植物栽培领域，具体涉及一种新几内亚凤仙组培快繁方法。

背景技术

新几内亚凤仙多年生常绿草本。茎肉质，分枝多。叶互生，有时上部轮生状，叶片卵状披针形，叶脉红色。花单生或数朵成伞房花序，花柄长，花瓣桃红色、粉红色、橙红色、紫红白色等。花期6--8月。喜炎热，要求充足阳光及深厚、肥沃、排水良好的土壤。怕寒冷，遇霜全株枯萎。雨季排水不良，通风不好，易患白粉病或使根茎腐烂以至落叶，注意通风，降低温度。播种繁殖。适作花坛，花境布置或盆栽观赏。

新几内亚凤仙可以通过种子得到幼苗，其优点是根系比较发达，后期生长快，但育苗期较长(从播种到开花约15周)，播种时易受土壤条件、气候条件、温湿度等的影响，往往发芽率较低，而且种子较贵，成本高。另外，目前人们还采用扦插方式来进行几内亚凤仙的繁殖，其优点是开花早，生长周期较短(从扦插到开花约12周)。但扦插时生根率较低，而且需材量大，成本高，花期难以整齐一致。因此，以上两种方法都不利于新几内亚凤仙的快速与大量繁殖。

目前已经出现了关于新几内亚凤仙组织培养方面的报道，但是现有组织培养的外植体诱导不定芽诱导率低。

发明内容

针对现有技术的不足，本发明提供了一种新几内亚凤仙组培快繁方法，具有外植体诱导不定芽诱导率高等优点。

为实现以上目的，本发明通过以下技术方案予以实现：

一种新几内亚凤仙组培快繁方法，具体步骤包括：种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养；

a、种子灭菌：将新几内亚凤仙种子用单层纱布包裹，用自来水流水冲洗30min后，用70％酒精表面灭菌10s，无菌水洗涮两次，将新几内亚凤仙种子置于2％次氯酸钠溶液中灭菌8-18min，灭菌期间不断摇晃盛有灭菌剂的玻璃瓶，再用无菌水洗涮4-5次，无菌的滤纸吸干种子表面水分，接种于MS培养基中，培养35d后记录灭菌处理的污染率、种子发芽率，观察无菌苗的生长状态，得到无菌苗；

b、外植体诱导不定芽：将步骤a无菌苗作为外植体材料，对外植体进行处理，将处理后的外植体接种于添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基中，每瓶接种一个外植体，外植体接种15瓶，培养40d后记录丛生芽诱导率及增殖系数，诱导得到不定芽；

外植体处理如下：

外植体4：去除上胚轴，保留近端一半子叶、子叶节及与其相连的部分下胚轴，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体5：上胚轴及幼嫩真叶；

外植体6：子叶，并刻伤；

c、不定芽增殖培养：步骤b的基础上，设置基本培养基有MS、B5、N6、WHITE、植物分裂素6-BA、植物生长素IBA和TDZ，将诱导出的不定芽于超净工作台中用解剖刀将其切割成约0.5cm×0.5cm的小块作为增殖实验的外植体接入不同培养瓶中，培养30d后记录平均增殖系数及平均芽高；

d、生根培养:将步骤c中的不定芽进行壮苗，壮苗培养一段时间后，截取高约2cm，茎段较粗、长势良好的无根苗，将其接种到添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基中，培养7d后便可观察到接种茎段基部、节间开始出现不定根，随着培养时间的增长，根不断伸长、加粗，14d后观察根系发育情况。

优选的，所述步骤a中无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min。

优选的，所述步骤b中处理后的外植体选择外植体4。

优选的，所述外植体1-5按照植物形态学生长方向垂直插入培养基中，刻伤的子叶节及子叶部分与培养基表面相接触；外植体6叶背朝下与培养基表面相接触；外植体7切面与培养基表面相接触，并将下胚轴部分插入培养基中。

优选的，所述步骤c中的植物分裂素为6-BA浓度选择为0.2、0.4、0.6和0.8mg/L。

优选的，所述步骤c中的植物生长素IBA浓度为0、0.05、0.1和0.2mg/L。

优选的，所述步骤c中的TDZ浓度为0.25、0.5、0.75、1.0mg/L。

优选的，所述增殖系数＝增殖培养后可分割成外植体块数÷原接入外植体块数。

有益效果：

本发明提供了一种新几内亚凤仙组培快繁方法，通过将无菌苗处理成带下胚轴及近轴半端子叶的子叶节作为诱导不定芽为诱导不定芽的最佳外植体，使得发明不定芽诱导率为100％，外植体诱导不定芽诱导率高，平均诱导不定芽40.71个，且诱导出的未分化芽点较多，具有较高的分化能力。本发明通过种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养利于新几内亚凤仙的快速与大量繁殖。

附图说明

为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例或现有技术描述中所需要使用的附图作简单地介绍。显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的一些实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据这些附图获得其他的附图。

图1为本发明的无菌苗的生长状态图；

图2为本发明的外植体的生长状态图；

图3为本发明的外植体4接入MS培养基培养的生长状态图；

图4为本发明的外植体4培养出的不定芽接入培养瓶的生长状态图；

具体实施方式

为使本发明实施例的目的、技术方案和优点更加清楚，下面将结合本发明实施例，对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有作出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。

实施例1：

一种新几内亚凤仙组培快繁方法，具体步骤包括：种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养；

a、种子灭菌：将新几内亚凤仙种子用单层纱布包裹，用自来水流水冲洗30min后，于超净工作台中用70％酒精表面灭菌10s，无菌水洗涮两次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，将新几内亚凤仙种子置于2％次氯酸钠溶液中灭菌8min，灭菌期间不断摇晃盛有灭菌剂的玻璃瓶，再用无菌水洗涮4-5次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，用灭过菌的滤纸吸干种子表面水分，接种于MS培养基中，将每组新几内亚凤仙种子处理30瓶，每瓶接种2颗，培养35d后记录每个灭菌处理的污染率、种子发芽率，观察无菌苗的生长状态，得到无菌苗(图1)；

b、外植体诱导不定芽：将步骤a无菌苗作为外植体材料，对外植体进行处理，将处理后的外植体接种于添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基中，每瓶接种一个外植体，外植体1-5按照植物形态学生长方向垂直插入培养基中，刻伤的子叶节及子叶部分与培养基表面相接触；外植体6叶背朝下与培养基表面相接触；外植体7切面与培养基表面相接触，并将下胚轴部分插入培养基中，外植体接种15瓶，培养40d后记录丛生芽诱导率及增殖系数，得到丛生芽；

外植体处理如下(图2)：

外植体1：去除上胚轴、下胚轴以及子叶，仅保留子叶节部位，并对其进行刻伤；

外植体2：去除上胚轴、下胚轴，保留近端一半子叶及子叶节部位，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体3：去除上胚轴及子叶，保留子叶节及与其相连的部分下胚轴，对子叶节进行刻伤；

外植体4：去除上胚轴，保留近端一半子叶、子叶节及与其相连的部分下胚轴，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体5：上胚轴及幼嫩真叶；

外植体6：子叶，并刻伤；

外植体7：外植体4的基础上以胚轴为中心对子叶节进行对切，刻伤子叶节部位。

c、不定芽增殖培养正交实验：步骤b的基础上，对基本培养基、植物分裂素与植物生长素的浓度进行调整，设计L16(4⁴)正交实验，筛选出较优的不定芽增殖培养基并探究不同基本培养基、不同浓度的植物分裂素、植物生长素对不定芽增殖的影响，设置基本培养基有MS、B5、N6、WHITE、植物分裂素6-BA、植物生长素IBA和TDZ，植物分裂素为6-BA浓度选择为0.2、0.4、0.6和0.8mg/L，植物生长素IBA浓度为0、0.05、0.1和0.2mg/L，步骤c中的TDZ浓度为0.25、0.5、0.75、1.0mg/L，将诱导出的不定芽于超净工作台中用解剖刀将其切割成约0.5cm×0.5cm的小块作为增殖实验的外植体接入培养瓶中，培养30d后记录平均增殖系数及平均芽高，增殖系数＝增殖培养后可分割成外植体块数÷原接入外植体块数；

d、生根培养:将步骤c中的不定芽进行壮苗，壮苗培养一段时间后，截取高约2cm，茎段较粗、长势良好的无根苗，将其接种到添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基中，培养7d后便可观察到接种茎段基部、节间开始出现不定根，随着培养时间的增长，根不断伸长、加粗，

14d后观察根系发育情况。

实施例2-6：其余条件一致，仅有次氯酸钠溶液中灭菌时间不同，实施

例2-6次氯酸钠溶液中灭菌时间为10、12、14、16和18min。

实验结果如下：

通过上述表格可知，随着使用2％次氯酸钠溶液灭菌时间的增长，种子的污染率下降，种子的萌发率也随之下降。但使用2％次氯酸钠溶液灭菌12min以内的种子(图1a4.)污染率虽较高，但无菌苗生长健壮，植株呈鲜绿色，子叶肥大完全展开，胚轴粗壮挺立，根系较多且长；当灭菌时间达到14min时(图1a5.)，无菌苗生长畸形，呈淡黄色至淡绿色，子叶不完全展开，胚轴较短，根系少且短，甚至无法生根。部分种子吸水涨破开裂，没有生长出子叶及下胚轴。其原因可能是次氯酸钠灭菌时间过长导致种子吸胀后其内部产生的生理变化，使得种子的萌发及正常生长受到影响。另外次氯酸钠可能导致种子对赤霉素的反应减弱，进而降低了种子的萌发。

因此，综合各处理种子的污染率以及发芽率情况以及无菌苗的生长状况，选择70％酒精灭菌10s，2％次氯酸钠溶液灭菌12min为最佳的种子灭菌处理。

实施例7-14：

一种新几内亚凤仙组培快繁方法，具体步骤包括：种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养；

a、种子灭菌：将新几内亚凤仙种子用单层纱布包裹，用自来水流水冲洗30min后，于超净工作台中用70％酒精表面灭菌10s，无菌水洗涮两次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，将新几内亚凤仙种子置于2％次氯酸钠溶液中灭菌12min，灭菌期间不断摇晃盛有灭菌剂的玻璃瓶，再用无菌水洗涮4-5次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，用灭过菌的滤纸吸干种子表面水分，接种于MS培养基中，将每组新几内亚凤仙种子处理30瓶，每瓶接种2颗，培养35d后记录每个灭菌处理的污染率、种子发芽率，观察无菌苗的生长状态，得到无菌苗(图1)；

b、外植体诱导不定芽：将步骤a无菌苗作为外植体材料，步骤b中外植体如下处理(图2)：

外植体1：去除上胚轴、下胚轴以及子叶，仅保留子叶节部位，并对其进行刻伤；

外植体2：去除上胚轴、下胚轴，保留近端一半子叶及子叶节部位，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体3：去除上胚轴及子叶，保留子叶节及与其相连的部分下胚轴，对子叶节进行刻伤；

外植体4：去除上胚轴，保留近端一半子叶、子叶节及与其相连的部分下胚轴，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体5：上胚轴及幼嫩真叶；

外植体6：子叶，并刻伤；

外植体7：外植体4的基础上以胚轴为中心对子叶节进行对切，刻伤子叶节部位；

对外植体进行处理，将处理后的外植体接种于添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基中，每瓶接种一个外植体，外植体1-5按照植物形态学生长方向垂直插入培养基中，刻伤的子叶节及子叶部分与培养基表面相接触；外植体6叶背朝下与培养基表面相接触；外植体7切面与培养基表面相接触，并将下胚轴部分插入培养基中，外植体接种15瓶，培养40d后记录丛生芽诱导率及增殖系数，得到丛生芽(图3)；

c、不定芽增殖培养正交实验：步骤b的基础上，对基本培养基、植物分裂素与植物生长素的浓度进行调整，设计L16(4⁴)正交实验，筛选出较优的不定芽增殖培养基并探究不同基本培养基、不同浓度的植物分裂素、植物生长素对不定芽增殖的影响，设置基本培养基有MS、B5、N6、WHITE、植物分裂素6-BA、植物生长素IBA和TDZ，植物分裂素为6-BA浓度选择为0.2、0.4、0.6和0.8mg/L，植物生长素IBA浓度为0、0.05、0.1和0.2mg/L，步骤c中的TDZ浓度为0.25、0.5、0.75、1.0mg/L，将诱导出的不定芽于超净工作台中用解剖刀将其切割成约0.5cm×0.5cm的小块作为增殖实验的外植体接入培养瓶中，培养30d后记录平均增殖系数及平均芽高，增殖系数＝增殖培养后可分割成外植体块数÷原接入外植体块数；

d、生根培养:将步骤c中的不定芽进行壮苗，壮苗培养一段时间后，截取高约2cm，茎段较粗、长势良好的无根苗，将其接种到添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基中，培养7d后便可观察到接种茎段基部、节间开始出现不定根，随着培养时间的增长，根不断伸长、加粗，14d后观察根系发育情况。

利用不同外植体诱导不定芽的实验中，外植体4外植体诱导不定芽诱导率为100％，平均诱导不定芽数最多，为40.71个，其诱导出的绿色愈伤组织、未分化芽点较多，具有较高的分化能力，综合考虑认为是新几内亚凤仙’Pink’不定芽增殖的最佳外植体。外植体5所分化出的不定芽，真叶丛状生长，分化程度较高，作为壮苗材料时，在相同培养条件下，可在较短时间内长成壮苗，认为是不定芽壮苗的最佳外植体。

实施例15-30：

一种新几内亚凤仙组培快繁方法，具体步骤包括：种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养；

a、种子灭菌：将新几内亚凤仙种子用单层纱布包裹，用自来水流水冲洗30min后，于超净工作台中用70％酒精表面灭菌10s，无菌水洗涮两次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，将新几内亚凤仙种子置于2％次氯酸钠溶液中灭菌12min，灭菌期间不断摇晃盛有灭菌剂的玻璃瓶，再用无菌水洗涮4-5次，无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min，用灭过菌的滤纸吸干种子表面水分，接种于MS培养基中，将每组新几内亚凤仙种子处理30瓶，每瓶接种2颗，培养35d后记录每个灭菌处理的污染率、种子发芽率，观察无菌苗的生长状态，得到无菌苗(图1)；

b、外植体诱导不定芽：将步骤a无菌苗作为外植体材料，步骤b中外植体如下处理(图2)：

外植体4：去除上胚轴，保留近端一半子叶、子叶节及与其相连的部分下胚轴，并对子叶节及子叶进行刻伤；

将外植体4接种于添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基中，每瓶接种一个外植体，外植体1-5按照植物形态学生长方向垂直插入培养基中，刻伤的子叶节及子叶部分与培养基表面相接触；外植体6叶背朝下与培养基表面相接触；外植体7切面与培养基表面相接触，并将下胚轴部分插入培养基中，外植体接种15瓶，培养40d后记录丛生芽诱导率及增殖系数，得到丛生芽(3)；

c、不定芽增殖培养正交实验：步骤b的基础上，对基本培养基、植物分裂素与植物生长素的浓度进行调整，设计L16(4⁴)正交实验，筛选出较优的不定芽增殖培养基并探究不同基本培养基、不同浓度的植物分裂素、植物生长素对不定芽增殖的影响，设置基本培养基有MS、B5、N6、WHITE、植物分裂素6-BA、植物生长素IBA和TDZ，植物分裂素为6-BA浓度选择为0.2、0.4、0.6和0.8mg/L，植物生长素IBA浓度为0、0.05、0.1和0.2mg/L，步骤c中的TDZ浓度为0.25、0.5、0.75、1.0mg/L，将诱导出的不定芽于超净工作台中用解剖刀将其切割成约0.5cm×0.5cm的小块作为增殖实验的外植体接入培养瓶中，培养30d后记录平均增殖系数及平均芽高(图4)，增殖系数＝增殖培养后可分割成外植体块数÷原接入外植体块数；

d、生根培养:将步骤c中的不定芽进行壮苗，壮苗培养一段时间后，截取高约2cm，茎段较粗、长势良好的无根苗，将其接种到添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基中，培养7d后便可观察到接种茎段基部、节间开始出现不定根，随着培养时间的增长，根不断伸长、加粗，14d后观察根系发育情况。

对比实施例：对比实施例采用原不定芽诱导培养基，在培养基中添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基为B0。

L16(4⁴)正交实验配方如下：

结果分析：

通过L16(44)正交实验结果发现，在四种不同基本培养基中，MS培养基是新几内亚凤仙’Pink’的不定芽增殖的最适培养基，于MS作为基本培养基的四个处理中，丛生芽生长健壮，叶绿、芽高，增殖速度快，培养30d后增殖系数均可达11以上；在MS及WHITE培养基中随着6-BA浓度的增加，不定芽的增殖系数随之增大，但芽高也出现相应的降低，说明较高浓度的6-BA对不定芽增殖具有促进作用，但在一定程度上抑制了芽的生长；B5与N6培养基中情况与之相反。随着IBA浓度的增加，各处理芽高均呈现出先降低后升高的现象，当IBA浓度为0或0.2mg/L时，在四种不同培养基中芽高均达到最高值。在正交试验中根据不同处理的平均增殖系数及平均芽高，筛选出的不定芽增殖最佳培养基为B4MS+6-BA0.8mg/L+TDZ1.0mg/L+IBA0.2mg/L，其平均增殖系数为12.93，平均芽高达1.34cm，与B0MS+6-BA0.4mg/L+TDZ0.5mg/L相比，平均增殖系数与平均芽高均低于B0。因此仍选择B0培养基作为不定芽增殖的最佳培养基。

综上所述：使用70％酒精灭菌10s，2％次氯酸钠溶液灭菌12min为新几内亚凤仙’Pink’的种子灭菌的最佳处理时间，种子污染率较低且植株生长健壮。在MS+6-BA0.4mg/L+TDZ0.5mg/L培养基中以带下胚轴及近轴半端子叶的子叶节作为诱导不定芽为诱导不定芽的最佳外植体，不定芽诱导率为100％，平均诱导不定芽40.71个，且诱导出的未分化芽点较多，具有较高的分化能力。通过L16(44)正交实验对比发现，MS+6-BA0.4mg/L+TDZ0.5mg/L为不定芽增殖的最佳培养基，其平均增殖系数为18.333，平均芽高达1.53cm。并以添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基作为生根培养基。

需要说明的是，在本文中，诸如第一和第二等之类的关系术语仅仅用来将一个实体或者操作与另一个实体或操作区分开来，而不一定要求或者暗示这些实体或操作之间存在任何这种实际的关系或者顺序。而且，术语“包括”、“包含”或者其任何其他变体意在涵盖非排他性的包含，从而使得包括一系列要素的过程、方法、物品或者设备不仅包括那些要素，而且还包括没有明确列出的其他要素，或者是还包括为这种过程、方法、物品或者设备所固有的要素。在没有更多限制的情况下，由语句“包括一个……”限定的要素，并不排除在包括所述要素的过程、方法、物品或者设备中还存在另外的相同要素。

以上实施例仅用以说明本发明的技术方案，而非对其限制；尽管参照前述实施例对本发明进行了详细的说明，本领域的普通技术人员应当理解：其依然可以对前述各实施例所记载的技术方案进行修改，或者对其中部分技术特征进行等同替换；而这些修改或者替换，并不使相应技术方案的本质脱离本发明各实施例技术方案的精神和范围。

Claims (8)

1.一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于，具体步骤包括：种子灭菌、外植体诱导不定芽、不定芽增殖培养和生根培养；

a、种子灭菌：将新几内亚凤仙种子用单层纱布包裹，用自来水流水冲洗30min后，用70％酒精表面灭菌10s，无菌水洗涮两次，将新几内亚凤仙种子置于2％次氯酸钠溶液中灭菌8-18min，灭菌期间不断摇晃盛有灭菌剂的玻璃瓶，再用无菌水洗涮4-5次，无菌的滤纸吸干种子表面水分，接种于MS培养基中，培养35d后记录灭菌处理的污染率、种子发芽率，观察无菌苗的生长状态，得到无菌苗；

b、外植体诱导不定芽：将步骤a无菌苗作为外植体材料，对外植体进行处理，将处理后的外植体接种于添加有0.4mg/L6-BA，0.5mg/LTDZ的MS培养基中，每瓶接种一个外植体，外植体接种15瓶，培养40d后记录丛生芽诱导率及增殖系数，诱导得到不定芽；

外植体处理如下：

外植体4：去除上胚轴，保留近端一半子叶、子叶节及与其相连的部分下胚轴，并对子叶节及子叶进行刻伤；

外植体5：上胚轴及幼嫩真叶；

外植体6：子叶，并刻伤；

c、不定芽增殖培养：步骤b的基础上，设置基本培养基有MS、B5、N6、WHITE、植物分裂素6-BA、植物生长素IBA和TDZ，将诱导出的不定芽于超净工作台中用解剖刀将其切割成约0.5cm×0.5cm的小块作为增殖实验的外植体接入不同培养瓶中，培养30d后记录平均增殖系数及平均芽高；

d、生根培养:将步骤c中的不定芽进行壮苗，壮苗培养一段时间后，截取高约2cm，茎段较粗、长势良好的无根苗，将其接种到添加0.3mg/LNAA的1/2MS培养基中，培养7d后便可观察到接种茎段基部、节间开始出现不定根，随着培养时间的增长，根不断伸长、加粗，14d后观察根系发育情况。

2.根据权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于，所述步骤a中无菌水洗涮时需振荡玻璃瓶1-2min。

3.据权权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述步骤b中处理后的外植体选择外植体4。

4.根据权利要求3所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述外植体1-5按照植物形态学生长方向垂直插入培养基中，刻伤的子叶节及子叶部分与培养基表面相接触；外植体6叶背朝下与培养基表面相接触；外植体7切面与培养基表面相接触，并将下胚轴部分插入培养基中。

5.根据权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述步骤c中的植物分裂素为6-BA浓度选择为0.2、0.4、0.6和0.8mg/L。

6.根据权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述步骤c中的植物生长素IBA浓度为0、0.05、0.1和0.2mg/L。

7.根据权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述步骤c中的TDZ浓度为0.25、0.5、0.75、1.0mg/L。

8.根据权利要求1所述的一种新几内亚凤仙组培快繁方法，其特征在于：所述增殖系数＝增殖培养后可分割成外植体块数÷原接入外植体块数。