CN105683750A - 用于细胞检测和分离的微流体分拣器 - Google Patents

Abstract

公开一种微流体装置。该装置包括：用于接收样本中的循环肿瘤细胞和其他细胞的至少一个入口；至少一个曲线形和/或螺旋形通道，通过该通道，所述样本被促使经历沿至少部分迪恩涡的迁移，以将所述循环肿瘤细胞与所述其他细胞分离；以及至少一个出口，该出口设置为与所述通道连通，以提供已分离的所述循环肿瘤细胞。所述通道设置为，根据所述循环肿瘤细胞的所需阈值细胞尺寸，提供预设施力比。还公开一种制造所述装置的相应方法，以及一种相关诊断系统。

Description

用于细胞检测和分离的微流体分拣器

背景技术

传统宏观细胞分离方法包括：采用膜类过滤器的物理过滤法；以及利用细胞大小、变形性及密度差异过滤出目标细胞的密度梯度离心法。这些技术均为劳动密集型工艺，而且需要实施多步骤的样本制备过程。这些过程可能引入人为现象，或者导致所需细胞的损失。此外，膜过滤方法易发生堵塞且需要频繁清理。另外，已有报告证明，经过滤及离心技术处理的目标细胞的原始表现型会发生机械应力所致变化。

因此，很显然地，需要开发更加简单有效的血样处理技术，以减小细胞损失并为后续分析保持目标细胞的原始表现型。

发明内容

微流体在长度上具有较小尺寸，因此可在血液分离过程中实现更佳的细胞微环境控制，从而极其适用于初步血样处理。许多研究组已展示了芯片内血液分析法在红细胞(RBC)变形性研究、血小板和血浆分离、白细胞分离、以及血液中循环肿瘤细胞(CTC)或胎儿细胞等罕量细胞的分离等不同方面的应用。然而，这些微流体系统因主要限制于样本稀释或流量较低造成的低处理量，而不适合处理体积通常为数毫升的临床血样。本文描述了可克服上述问题的微流体装置。

在本发明的第一种具体表现形式中，提供一种检测个人样本中的一种或多种循环肿瘤细胞(CTC)的方法，包括：将所述样本导入微流体装置的至少一个入口，所述微流体装置包括一个或多个螺旋形通道，其中，每个通道具有长度和截面，所述截面的高度和宽度定义了适于根据细胞大小沿所述通道截面各部分分离循环肿瘤细胞的高宽比；当所述循环肿瘤细胞存在时，该细胞则沿所述通道的径向最内部分流至第一出口，而所述样本中的其他细胞沿所述通道的另一部分流至第二出口，从而检测出所述个人样本中的一种或多种循环肿瘤细胞。

各实施方式可具有许多优点，包括：在较高流量下连续运行而不使样本发生化学改性，从而实现更快的临床样品处理速度，并减少处理时间和成本；以及/或者收集活细胞，用于后续生物测定。

附图说明

以下，通过对附图展示的例示实施方式进行更加具体的描述，上述内容将变得容易理解。各附图中，类似附图标记指代相同部件。各附图并非一定按比例绘制，相反，其重点在于对实施方式进行说明。

图1A和图1B为具有单入口和八等分出口(标为1～8)的PDMS制螺旋形CTC分离微通道(该微通道内填有可视化染料)的照片。图1A还示出了所述螺旋形微通道出口部分的显微图像。

图2为CTC分离螺旋形分拣器的示意图。在入口处，血液细胞(RBC、白细胞以及CTC)随机分布于微通道截面上。在惯性升力和迪恩涡(Deanvortices)的影响下，这些细胞根据大小，在所述截面的不同位置处达到平衡，其中，较大的CTC在最靠近微通道内侧壁处达到平衡。其后，利用所述八个均匀间隔的出口提取各个细胞流，从而实现分离。

图3为本发明超高处理量CTC分离芯片的工作原理示意图。其中，全血经该装置的内侧入口泵送，而鞘液经外侧入口输入。在迪恩拖曳力的影响下，较小血液细胞(RBC和WBC)因所述曲线形通道的几何形状而随两个反向旋转涡流(剖面图)朝通道外侧壁迁移。此外，CTC因其较大的尺寸而承受较强的惯性升力，该力使得CTC沿所述微通道内侧壁达到平衡，从而实现分离。

图4A和图4B为表明所述螺旋形微通道出口处的RBC、白细胞和CTC的平均合成图像4A和扫描曲线图4B。如图所示，血液细胞(RBC和白细胞)在迪恩拖曳力的影响下转移至通道外半部分，而较大的CTC在惯性升力的影响下在通道内侧壁附近发生聚集。

图5包括根据一种实施方式的微流体装置曲线形通道俯视图5a～5d，以及利用半迪恩周期细胞分离原理分离细胞的相应方法示意图。

图6包括根据另一实施方式的微流体装置螺旋形通道俯视图6a～6d，以及利用单全迪恩周期原理分离细胞的相应方法示意图。

图7为图5a或图6a中用于将CTC与样本中其他细胞分离的微流体装置的制造方法流程图。

图8a所示为根据另一实施方式的本发明生物芯片俯视图，该生物芯片设有微通道，该微通道具有两个相对并联设置的曲线形部分。

图8b所示为具有阻尼器822的单个圆弧部分820。

具体实施方式

各实施方式可总体涉及微流体装置，以及该装置用于从含有两种或更多(多种)细胞类型(如细胞集合或细胞混合物)的样本中检测和/或分离出一种或多种特定类型细胞(如待检测和/或待分离的目标细胞)的用途。具体而言，本发明可用于许多将细胞/颗粒分离的高分辨率和高处理能力作为重要要求的环境及生物用途。更具体地，下述实施方式涉及具有简单曲线形微通道几何形状的微流体装置，所述几何形状用于实现基于尺寸和惯性的细胞/颗粒分离。所述微流体装置包括用于引入所述样本的一个或多个入口，一个或多个样本流经通道，以及一个或多个出口，通常为至少两个出口，其中，样本中的待检测和/或待分离细胞流经所述出口中的一个出口(如第一出口)，样本中的其余细胞不与待分离细胞流经同一出口，而是/或者流经另一(不同)出口(如第二出口)。所述一个或多个通道中的每个通道均具有长度和截面，所述截面的高度和宽度定义了适于沿所述通道截面的至少一部分分离所述目标细胞的高宽比，其中，所述目标细胞沿每个通道的第一部分流至第一出口，而其余细胞沿每个通道的第二部分流过，而且不与所述目标细胞流经相同出口，并且/或者流经一个或多个(不同，如第二、第三、第四、第五、第六、第七、第八等)出口。

如本文所述，所述微流体装置可具有一个或多个(至少一个)入口，用于将所述样本导入该装置中。举例而言，所述装置可具有一个、两个、三个、四个、五个、六个、七个、八个、九个、十个等入口。

所述样本可采用本领域技术人员已知的各种技术导入所述装置中。举例而言，所述样本可由注射器和/或泵导入所述装置中。

同样地，所述微流体装置可具有一个或多个出口。在某些方面，所述装置可具有一个、两个、三个、四个、五个、六个、七个、八个、九个、十个等出口。在一个具体方面，所述装置具有至少两个出口。在另一方面，所述装置具有三个出口。在另外一方面，所述装置具有四个出口。在其他方面，所述装置具有八个出口。

所述装置还包括将所述一个或多个入口连接至所述一个或多个出口的一个或多个通道(例如平行通道，如一个、两个、三个、四个、五个、六个、七个、八个、九个、十个等平行通道)。所述各通道包括截面，该截面的高度和宽度定义了可将目标细胞与样本中其余细胞分离的高宽比。本文中，高宽比是指通道高度除以其宽度之比，该高宽比为所述通道提供了合适的截面，以使目标细胞沿该通道截面的至少一部分流至第一出口，而其余细胞则沿该通道的不同(如第二、第三、第四等)部分或截面流动，从而不与所述目标细胞流至相同出口，而是流至不同(如第二、第三、第四等)出口。所述合适高宽比使得样本中的目标细胞根据其结构特征与样本中其余细胞的相同或相似结构特征之间的差异，流经所述通道的不同部分。此类结构特征例如包括细胞大小、刚性、变形性、黏附性(如细胞黏附性)等。举例而言，如本文所示，可采用1、2.5、3.75、5或7的高宽比。

在一个具体方面中，所述通道为一螺旋。举例而言，所述螺旋形通道的高度处于约10μm和约200μm之间的范围内，例如约100μm和约140μm之间。所述螺旋形通道的宽度可处于约100μm和约500μm之间的范围内。所述螺旋形通道的长度可处于约1cm和约100cm之间的范围内。

所述样本可以各种流量流经所述微流体装置，例如生理流量(如小动脉生理流量)或非生理流量。例示流量包括约2千万细胞/分钟，或处于约2.5毫升/分钟和约5微升/分钟之间的范围内。

本文所述微流体装置可用于从细胞样本中检测、分离和/或离析目标细胞。所述细胞样本可例如为血液(例如全血)、血浆、腹水、淋巴、髓液、尿液、组织等生物样本。所述样本还可以为细胞培养样本。在一个具体方面，所述样本为血液样本(例如全血样本)。所述血液样本具有低的红细胞比容(例如约1～10％)，或高的红细胞比容(例如约20～50％)。

血液为一种复杂的细胞血浆悬浮液(细胞约占血液体积的40～45％)，而且起到包括向细胞运输氧气和营养、移除细胞废液以及提供免疫保护在内的若干关键作用。红细胞(RBC)占所有血液细胞组分的>99％(每毫升全血约有5×10⁹个RBC)，其余的<1％由外周血白细胞(PBL)和血小板组成。由于其复杂特性，采用微流体生物芯片分析血液一直是一个难题。除了RBC和白细胞之外，在患者外周血中还存在胎儿有核红细胞、循环肿瘤细胞(CTC)、干细胞以及白血病细胞等低丰度细胞，这些细胞可用于患者监测、疾病诊断、治疗监测以及实施基础科学研究等各种生物医学应用。然而，由于这些细胞数量极其稀少，因此在几乎所有分析之前，均需要实施富集或分离步骤，以从血液中有效地分离出此类细胞。

由此可见，本文所述的一个或多个微流体装置(例如以并联或串联等方式级联的微流体装置)可用于各种目的，而且在一个方面，可用于各种目标细胞的检测、分离和/或离析。各种目标细胞均可被检测出。可检测出的目标细胞例如包括病变细胞(如被疟疾感染的红细胞、白血病红细胞、镰状细胞贫血红细胞或其组合，非同步混合物中的同步细胞，以及循环肿瘤细胞(CTC)等病变血细胞)。

在另一方面，所述微流体装置可用于循环肿瘤细胞的检测、分离和/或离析。在所有癌症相关死亡中，癌症转移以及肿瘤形成所带来的致命性后果约占90％。具体而言，在癌症转移患者的外周血中，已发现了活的肿瘤衍生上皮细胞，即所谓的循环肿瘤细胞或CTC。这些CTC负责外渗至较远的器官，以形成新的转移位点，从而将癌症扩散。临床报告显示，CTC的存在数目通常与疾病阶段相关，而且可用作预后指标。除了上述在预后方面的意义，CTC计数还可用于评估治疗效果，而且对活的CTC的研究有助于理解复杂的癌症转移过程。也就是说，对主要负责转移的循环肿瘤细胞(CTC)的检测可提供有关于疾病阶段和癌症进程的有价值的见解。此外，CTC计数还有助于治疗响应的临床评价和监测。由于CTC极其稀少，少至数毫升内的10⁷～10⁹个血液细胞中才存在一个，而且其形貌和分子特征具有高度异构性，因此血液中CTC的分离一直是一项技术难题。

因此，在一个方面，本发明还涉及从个人样本中检测一种或多种循环肿瘤细胞的方法。该方法包括将所述样本引入微流体装置的至少一个入口内，所述微流体装置包括一个或多个螺旋形通道，其中，每个通道具有长度和截面，所述截面的高度和宽度定义了适于根据细胞大小沿所述通道截面各部分分离循环肿瘤细胞的高宽比；所述循环肿瘤细胞沿所述通道的径向最内部分流至第一出口，而所述样本中的其他细胞沿所述通道的另一部分流至第二出口。该方法还可包括从所述第一出口收集循环肿瘤细胞，以及通过分析所述循环肿瘤细胞，评估治疗效果。其中，所述样本可以为血样。

本文描述了一种利用微流体从血液中分拣循环肿瘤细胞(CTC)的高处理量细胞分离技术。在一个方面，上述设计由经聚二甲基硅氧烷(PDMS)制造的低高宽比螺旋形微通道构成。所述分离过程依靠较大细胞尺寸导致的惯性升力与螺旋几何形状导致的迪恩拖曳力之间的相互作用，使细胞在所述微通道截面内的不同位置处达到平衡。如此，通过设计合适的二叉出口，便可根据细胞大小对细胞进行单独收集。此技术用于从血液细胞(RBC约8μm，白细胞(WBC)约8～12μm)中分离尺寸更大的CTC(直径通常约15～20μm)，以进行早期癌症检测及治疗效率监测。

在螺旋形微通道内流动时，细胞承受惯性升力以及离心加速度引起的迪恩拖曳力的合力。所述惯性升力随细胞大小的四次方变化，而且用于将细胞聚集于所述微通道截面内的多个不同平衡位置上。通过设计螺旋形微通道而增加迪恩拖曳分力后，可将上述多个平衡位置减少至仅一个靠近微通道壁内侧壁的平衡位置。由于升力与迪恩拖曳力的比值随细胞大小的变化而变化，各细胞可根据其尺寸平衡于沿所述微通道截面的不同位置处，其中，最大的细胞在最靠近微通道壁的位置达到平衡。如此，便可演化出不同的细胞流，通过设计合适的出口，可实现这些细胞流的分别单独收集。

因此，通过在所述微流体装置的至少一个入口处将细胞悬浮液限制于所述截面的内半部分，并确保只有较大细胞受惯性力影响，而较小细胞仅受迪恩拖曳力影响，便可实现高分辨率细胞分离。所述微通道的设计参数可易于通过下文所述数值模型调整，以变更临界尺寸(即尺寸大于所述临界尺寸的细胞因惯性力聚集，而尺寸小于所述临界尺寸的细胞则不因惯性力聚集)，从而为任何类型的细胞/颗粒混合物轻易地设计及配置出所需的通道。

所述装置由聚二甲基硅氧烷(PDMS)制成，并且结合至显微镜载玻片上(图1A和图1B)。所述微通道设计由具有一外扩8等分出口系统的500×100μm(宽×高)微通道组成。所述入口处样本由含不同CTC浓度的稀释全血(0.1％红细胞比容)构成。当样本流经所述微通道时，正常RBC、白细胞和CTC根据其尺寸在微通道截面上达到平衡。CTC因尺寸较大(约15～20μm)而主要受惯性升力影响，从而在靠近通道内侧壁处达到平衡。相对于CTC而言较小的RBC(约8μm)和白细胞(约8-12μm)因更多受迪恩拖曳力影响而聚集于离所述微通道内侧壁更远的位置，从而实现分离。如图2所示，通过设计低高宽比的微通道，可将上述平衡位置差异放大，以便于在出口1处收集罕量CTC，同时使其他出口处含有其余血细胞，从而实现基于尺寸的持续高处理量的分离。在本技术的另一实施方式中，所述分离技术还可用于分离其它罕量细胞，包括从腹水中分离基质细胞，从血液中分离白血病细胞，以及从母体血中分离胎儿有核红细胞。

在一些实施方式中，所述通道的高宽比处于约1和约5之间的范围内，例如为约3.75。在某些实施方式中，所述方法可包括，根据细胞直径，将混合细胞类型细胞群内的干细胞或前驱细胞分离为功能相异的子群。其后，可从所述装置中收集上述子群并分析其特有的新陈代谢功能，例如，对可能具有更高增值、分化、或响应特定药物的能力的特定子群进行分离和富集。在某些实施方式中，所述通道宽度可以为约500μm，所述通道高度可以为约100μm。

本文描述了一种基于尺寸的高处理量细胞分离技术，该技术利用螺旋形微通道几何形状从全血中分拣循环肿瘤细胞(CTC)。该设计利用作用于各种尺寸细胞上的惯性升力和粘滞拖曳力实现差速迁移。起主要作用的惯性力以及螺旋形微通道几何形状引起的迪恩旋转力使得较大的CTC聚集并占据靠近所述微通道内侧壁的单个平衡位置。较小的血液成分(RBC和白细胞)在迪恩力的影响下迁移至通道的外半部分，从而形成两个不同的细胞流，该细胞流随后在不同出口处被收集。利用其全血处理能力，本发明技术在处理1毫升全血时只需花费不到10分钟的时间，同时可以将99％的血液细胞移除，并在内侧出口处回收90％的CTC。

当流体流经曲线形通道时，将承受径向向外的离心加速度，从而在通道顶半部和底半部形成两个反向旋转涡流，称为迪恩涡。这些次级流的大小由无量纲参数——迪恩数(De)量化，迪恩数如下式所示：

$D_e=\frac{{\mathrm{\&rho;U}}_F{D}_H}{\mathrm{\&mu;}}\sqrt{\frac{D_H}{2R_C}}=R_e\sqrt{\frac{D_H}{2R_C}}---\left(1\right)$

其中，ρ为流体密度(kg/m³)，U_f为平均流速(m/s)，μ为流体粘度(kg/ms)，R_c为通道路径的曲率半径(m)，D_H为通道液压直径(m)，Re为流动雷诺数(惯性力与粘性力之比)。所述流速通过改变流量或泵压单元(如注射泵)所受压力的方式得到调整。因此，在上述横向迪恩流的作用下，流动于曲线形通道内的颗粒承受拖曳力，该拖曳力沿所述旋涡内流动方向挟裹并驱动所述颗粒。当从顶部或底部观察时，上述运动体现为所述颗粒沿通道宽度在内外侧壁之间所作的前后运动，而且越处于下游，所述前后运动的距离越大。在通道内流动时，细胞的横向迁移速度取决于迪恩数，并可通过下式计算：

$U_{Dean}={\mathrm{kDe}}^2\frac{\mathrm{\&mu;}}{{\mathrm{\&rho;D}}_H}(m/s)---\left(2\right)$

其中，ρ为流体密度(kg/m³)，μ为流体粘度(kg/ms)，D_H为通道液压直径(m)，k为针对此类曲线通道确定的经验比例系数，其值约为0.01，而且已利用此类通道的COMSOL模型对其进行了验证。

颗粒沿迪恩涡的横向经过距离可根据“迪恩周期”进行定义。举例而言，初始位置靠近微通道内而且在给定下游距离处迁移至通道外侧壁的颗粒定义为完成1/2个迪恩周期。而且，当颗粒返回微通道内侧壁附近的原始位置时，则完成整个迪恩周期。因此，对于给定的微通道长度，在流量(Re)增大的条件下，颗粒可经历多个迪恩周期的迁移。一个完整迪恩周期的迁移长度可计算为：

L_DC～2w+h(m)(3)

其中，w为微通道宽度(m)，h为微通道高度(m)。因此。迪恩迁移所需的微通道总长度表示为：

$L_C=\frac{U_f}{U_{Dean}}\&times;L_{DC}\left(m\right)---\left(4\right)$

应当理解的是，迪恩拖曳力的大小由斯托克斯定律给出：

F_D＝3πμU_Deana_c(N)(5)

其中，a_c为细胞直径(m)。

除了迪恩拖曳力之外，直径与微通道尺寸相当的较大细胞还承受较大的惯性升力(F_L)(由剪切和壁面两者所致)，该惯性升力使得所述细胞发生聚集并达到平衡。泊肃叶流中的抛物线速度剖面产生剪切所致惯性升力F_IL，该力作用于颗粒并使其具有从微通道中心向通道壁移动的趋势。当这些颗粒移动至通道壁近处时，通道壁的突然出现打乱了形成于颗粒周围的旋转尾流，从而产生使该颗粒具有从通道壁向微通道中心移动的趋势的升力(F_WL)。在这两种相反的升力作用下，颗粒沿微通道周边平衡(聚集)于不同的可预测位置上。当颗粒大小与微通道尺寸相当，即a_c/h约0.1，上述效应起主要作用。具体而言，所述惯性升力(F_L)的大小如下式所示：

$F_L=C_L{\mathrm{\&rho;G}}^2{a}_c^4\left(N\right)---\left(6\right)$

其中，C_L为升力系数，其为颗粒在通道截面内位置的函数且平均值为0.5，G为流体的剪切速率(1/s)。对于泊肃叶流，G的平均值表示为G＝U_max/D_H，其中，U_max为最大流速(m/s)，且可近似为2×U_F。相应地，上式(6)中的惯性升力(F_L)则可重新表示为：

$F_L=\frac{2{\mathrm{\&rho;U}}_F^2{a}_c^4}{D_H^2}\left(N\right)---\left(7\right)$

在具有曲线几何形状的微通道中，所述惯性升力(F_L)与迪恩拖曳力(F_D)之间的相互作用使得所述平衡位置减少至仅两个靠近通道内侧壁的位置，这两个位置分别位于顶部和底部迪恩涡中。所述两个平衡位置在微通道高度方向上彼此重叠，而且对于给定颗粒尺寸，位于距微通道内侧壁相同距离处，即在微通道宽度方向上看，处于同一位置。

利用迪恩迁移和惯性聚集这两种现象，即可实现不同大小颗粒和细胞混合物的分离。按照上述数学模型选择微通道参数(即宽度、高度、长度、曲率半径以及流量)大小，可保证较大细胞/颗粒受惯性聚集影响，而较小细胞/颗粒(小于临界尺寸)则不受此聚集效应影响。在入口处，所述细胞/颗粒混合物被限制于所述微通道内侧壁近处，而且随着这些细胞/颗粒向下游移动，较小颗粒在迪恩拖曳力的影响下迁移至通道截面的另半部分。另一方面，大于临界尺寸的细胞/颗粒因承受强大的惯性升力而仍然聚集于通道内侧壁附近。因此，在出口处，可在小细胞出口处收集所述较小细胞/颗粒，而在大细胞出口处收集所述较大细胞/颗粒，从而实现分离离析。如下式所示，所述临界尺寸可由上述两种力(即惯性升力(F_L)和迪恩拖曳力(F_D))的施力比进行估算：

$i_F=F_L/F_D=\frac{85.11R_C{a}_C^3}{D_H^4}=\frac{85.11R_C{a}_C^3}{h^4}---\left(8\right)$

其中，i_F即为所述施力比，而其余参数可参考上式(1)、式(5)和式(6)中的定义。所述流体密度(ρ)和流体粘度(μ)是指总密度和总粘度。我们可通过改变鞘液或样本而对最终的流体密度和粘度进行调节。根据所获实验数据，为实现颗粒/细胞的惯性聚集，i_F的阈值约为2。在i_F小于2的试验条件下，颗粒/细胞仅受迪恩拖曳力影响，因此随迪恩流作环流运动。也就是说，为了使颗粒/细胞发生惯性聚集，i_F须大于或等于2(即i_F≥2)。由此可见，所述施力比i_F为决定颗粒/细胞是否发生惯性聚集的阈值系数。由式(8)可知，i_F由曲率半径、颗粒/细胞直径(即细胞/颗粒大小)以及液压直径等若干参数决定。

在上述各参数当中，液压直径和颗粒/细胞大小在决定细胞/颗粒能否发生惯性聚集方面具有最为显著的影响。由于分离所使用通道为低高宽比矩形截面通道，通道高度h即成为决定已知直径颗粒/细胞是聚集于通道侧面，还是随迪恩流运动的重要参数(对于低高宽比通道，D_H可由h替代)。因此，在所关注颗粒/细胞的尺寸范围内，将通道高度选择为h<10×a_c，对于待聚集于通道内侧的颗粒/细胞而言是合理的。

由上可知，需要强调的是，本文所述工作原理利用迪恩迁移和惯性聚集这两种现象，展示其从血液中分离CTC的能力。更具体而言，下文描述一种基于尺寸的分离方法，该方法用于在微流体装置中从血液分离离析CTC。该方法的工作原理利用CTC与其他血液细胞(如上所述)之间的大小差异。需要强调的是，与现有CTC分离技术相比，本发明装置可实现超高纯度，其WBC滤除率为5×log₁₀。

在一个方面，所述设计包括总长度约为10cm的两入口两出口螺旋形微通道。所述微通道宽度约为500μm，高度约为140μm。如图4A和图4B所示，所述通道尺寸选择为，使得较大的CTC承受惯性聚集，而较小血液细胞(RBC和白细胞)的迁移受迪恩拖曳力影响(即仅CTC满足比值a_c/h约为0.1)。在入口处，全血样本泵送至螺旋形微通道的内侧入口，而鞘液(例如1×PBS)经该螺旋形微通道的外部入口泵送(图3)。鞘液可用于在入口处将全血挤压限制于通道宽度方向上的狭窄区域内，从而使得所有细胞从大致相同的位置开始迁移。试验期间，小细胞在迪恩拖曳力的影响下开始沿迪恩涡迁移，并朝通道外侧壁移动。CTC所承受的强大的惯性升力阻止CTC在迪恩拖曳力的影响下迁移，并使CTC聚集并占据微通道内侧壁附近的两个平衡位置。另一方面，由于RBC和白细胞不受惯性力影响，因此这些细胞继续沿迪恩涡环流。通过计算出可确保细胞经历半个迪恩周期的迁移的合适流量，在出口处，CTC聚集于通道内侧壁附近，而RBC和白细胞则移位至通道外半部分。如此，即可实现CTC的离析并在内侧出口处对CTC进行收集，而在外侧出口处收集其它血液细胞(图3)。使用该技术的优点在于，其具有处理极高红细胞比容样本(全血)的能力，因此可减少样本制备步骤并显著缩短分析时间。通过采用该技术，可在10分钟以内处理1毫升全血。

在另一不同方面，图5a所示为另一设计，该图为微流体装置(未图示)的曲线形微通道502的俯视图，相应附图还展示了一种使用半迪恩周期原理分离细胞的方法504。具体而言，曲线形微通道502，顾名思义，由单条曲线形微通道段形成，该微通道段具有鞘液入口506a、样本入口506b以及两个出口，分别记为小细胞出口508a和大细胞出口508b。此外，曲线形微通道502总体成C形。为了使用曲线形微通道502从个人血液(即样本)中分离富集CTC，参考式(8)，曲线形微通道502选择为：R_C等于1.5cm；且总长度约为10cm。此外，曲线形微通道502的宽度和高度分别选择为600μm和160μm。具体而言，可以理解的是，曲线形微通道502的上述尺寸有意选择为使得仅较大的CTC承受惯性聚集，而较小的血液细胞(RBC和白细胞)受迪恩拖曳力影响。

相应地，方法504的起始步骤为，从曲线形微通道502(即见图5a)的样本入口506b引入全部的血液样本，并从鞘液入口506a引入鞘液(如1×PBS)。最初，细胞/颗粒混合物限制于靠近曲线形微通道502内侧壁一侧，而且如图5b中曲线形微通道502的A-A剖面所示，保持混合十分均匀的状态。随着细胞/颗粒向更下游移动，较小细胞/颗粒所受次级迪恩流的影响更加强烈，并朝曲线形微通道502的外侧壁(与内侧壁相对)一侧移动，与此同时，如图5c中曲线形微通道502的B-B剖面所示，较大细胞/颗粒仍保留于所述内侧壁一侧(这是因为，其在惯性升力的作用下发生聚集)。可以理解的是，与所述外侧壁相比，所述内侧壁在径向上更加靠近曲线形微通道502所形成圆形的假想圆心。也就是说，在迪恩拖曳力的影响下，所有小细胞开始沿迪恩涡迁移并朝所述外侧壁移动。然而，CTC所承受的强大的惯性升力阻止CTC在迪恩拖曳力的影响下迁移，并使CTC聚集并占据所述内侧壁附近的两个平衡位置。另一方面，由于RBC和白细胞不受惯性力影响，因此这些细胞继续沿迪恩涡环流。因此，通过计算并选择合适流量，以确保细胞在流体抵达所述两个出口时经历了半个迪恩周期的迁移，可使CTC聚集于通道内侧壁附近，而RBC和白细胞则移位至外侧壁。也就是说，在此设计中，样本在曲线形微通道502内只经历半个迪恩周期。

因此，通过为已选定流量设计合适的通道长度，可将目标细胞/颗粒与非目标细胞/颗粒完全分离(即如图5d中曲线形微通道502的C-C剖面所示)，并且通过各种不同出口对其进行收集。可以理解的是，CTC可被分离并于大细胞出口508b处被收集，而其他血液细胞于小细胞出口508a处被收集。使用较短长度的优点在于，其具有在极高流量下处理血液样本的能力，从而转化为更大体积的血液处理能力，这对于任何罕量细胞分离技术而言，均为一项重要的考虑因素。举例而言，通过使用此技术，约10分钟之内即可处理8毫升血液。重要而且可以理解的是，这可能是迄今为止微流体系统所实现的最快处理速度。此外，此技术还实现了在同一平面内以背对背方式设置多路通道。

在另一不同方面，图6a所示为另一设计，该图为微流体装置(未图示)的螺旋形微通道602的俯视图，相应附图还展示了一种使用单全迪恩周期细胞分离原理分离细胞的方法604。所述微流体装置为用于从个体血液(即样本)分离富集CTC的本发明生物芯片(未图示)的形式。在此例中，螺旋形微通道602由螺旋构型的单条极长(与图5a中曲线形微通道502相比)曲线形微通道段形成，该微通道段具有鞘液入口606a、样本入口606b以及两个出口，分别记为小细胞出口608a和大细胞出口608b。小细胞出口608a和大细胞出口608b还分别记为外侧出口和内侧出口。从所述俯视图可知，样本入口606b位于鞘液入口606a左侧，而小细胞出口608a位于大细胞出口608b左侧。具体而言，此设置方式保证任何引入螺旋形微通道602内的样本在初始阶段均沿靠近螺旋形微通道602外侧壁一侧流动，而不沿其内侧壁一侧流动。可以理解的是，与所述外侧壁相比，所述外侧壁在径向上离螺旋形微通道602所形成圆形的假想圆心更远。此外，从图6a可看出，鞘液入口606a和样本入口606b均连接阻尼腔室(未图示)，且亦大致设置于螺旋形微通道602的圆心。具体而言，所述阻尼腔室用于调节分别从鞘液入口606a和样本入口606b引入的鞘液和样本的流量，且用于在所述微通道内获得稳定的层状流体流。这一设置对于下文所述泵类型为蠕动泵的情况而言可能非常重要。另外，小细胞出口608a和大细胞出口608b设置于螺旋形微通道602外部。

通过参考式(8)，螺旋形微通道602按需要选择为：R_C等于1.0cm；螺旋形微通道602的宽度和高度分别选择为500μm和175μm；长度为10cm。因此，根据将所选各参数作为考量因素的式(8)，在样本流量为100μL/min且鞘液流量为800μL/min的条件下，15μm聚苯乙稀颗粒(代表CTC)的施力比i_F为0.154，10μm颗粒(代表WBC的聚苯乙稀颗粒)的施力比i_F为0.046。无需赘言，选择螺旋形微通道602的上述尺寸的目的在于，仅较大的CTC承受惯性聚集，而较小血液细胞(RBC和白细胞)的迁移只受迪恩拖曳力的影响。

方法604的起始步骤为，从样本入口606b引入血液样本，并从鞘液入口606a引入鞘液，从而使血液样本最初沿螺旋形微通道602外侧壁近处一侧流动(如上所述)。如图6b中螺旋形微通道602的A-A剖面所示，在鞘液的作用下，细胞大致排列于所述外侧壁附近。半个迪恩周期过后，大小细胞均将移动至靠近螺旋形微通道602的内侧壁一侧(如图6c中螺旋形微通道602的B-B剖面所示)。当液流抵达螺旋形微通道602的长度尽头时，较小细胞随迪恩周期循环一周，而较大细胞仍旧沿所述内侧壁聚集(如图6d中螺旋形微通道602的C-C剖面所示)。

由此可见，在此例中，方法604并非在最初就使大细胞聚集于内侧壁一侧(如同图5b～5d所示方法504)，而是使所有细胞自外侧壁一侧移动至内侧壁一侧，然而，其结果是，当液流抵达螺旋形微通道602末端时，小细胞完成整个迪恩周期并返回至所述外侧壁一侧。也就是说，在此设计中，样本在螺旋形微通道602内经历一个完整的迪恩周期。此设计要求更长的通道长度及较低的流量，因此适于分离对剪切力敏感的细胞。此外，所述完整周期的液流也可提高CTC的聚集质量，并拉大临界尺寸细胞之间的距离，从而获得更佳细胞分离效果。再次，在此实施方式中，小细胞出口608a和大细胞出口608b均设为相应优化宽度和长度，以调节小细胞出口608a和大细胞出口608b处的流动阻力以及收集体积比。这一设置因所述阻尼腔室的使用而得到进一步补充。具体而言，大细胞出口608b的长度和宽度分别选为18mm和350μm。另外，小细胞出口608a的长度和宽度分别选为10mm和150μm。如此，小细胞出口608a和大细胞出口608b之间的收集体积比则相应为约2.85±0.20。作为促进(微流体装置的)微通道尺寸设置参数的选择，以实现从血液细胞中分离CTC的指导原则，参考图5a和图6a，根据待分离CTC的细胞大小，微通道502，602的高度建议选择为约120μm至180μm的范围，微通道502，602的宽度建议选择为约300μm至650μm的范围，微通道502，602的曲率半径建议选择为5mm至20mm之间。

图7为图5a或图6a中用于将CTC与样本(如血液样本)中其他细胞分离的微流体装置的制造方法700的流程图。总体而言，我们将液压直径(Dh)选择为约为临界细胞尺寸的10倍(步骤702)。在CTC的情况下，临界尺寸为15μm，因此所述液压直径约为150μm。其后，选择可实现此液压直径的宽度和高度范围。之后，可首先根据各种考虑因素选择曲率半径(步骤704)，所述考虑因素包括，但不限于：

1.通道圆心处用于容纳输入液的部件；

2.制造能力；

3.所需微通道长度(2πRc)

在此之后，可利用式(8)确定上述施力比是否大于2(步骤706)。然后，根据式(2)选择速率(步骤708)，并根据式(4)选择微通道长度(步骤710)。其后，便可根据通道尺寸(w，h)、曲率半径(R_C)、以及长度(L_C)，设计所述微通道(步骤712)。

可以理解的是，上述具有曲线形微通道502的图5a微流体装置以及具有螺旋形微通道602的图6a微流体装置，可分别实施为适于在相关细胞/颗粒(如CTC)分离检测专用诊断系统(未图示)内可更换使用的外形构件(如一次性卡盒)内的生物芯片。具体而言，根据待分离细胞/颗粒的类型，可设置各种不同生物芯片。此外，生物芯片在使用过一次后便可丢弃及更换，以防止后续分析中发生样本污染。上述丢弃后，即可换入新的生物芯片，此操作对于技术人员而言是容易理解的。此外，所述诊断系统包括根据所检测出的由生物芯片分离的循环肿瘤细胞数量生成诊断读数的处理器，而且还包括对流经所述微流体装置的样本流速进行调节(根据式(8)，以实现循环肿瘤细胞的惯性聚集)的液流调节器。此外，可以理解的是，根据待分离和待检测细胞/颗粒的类型，还可对所述诊断系统的其他不同控制属性进行适当调整(例如，确定样本流速)，以达到所需目的。

图9为所述诊断体系900的示意图。其主要控制属性为发送至样本泵902和稀释液泵904的两个控制信号。所述流速为稀释液和样本的混合物在曲线形微通道502或螺旋形微通道602中的流动速率。该速率通过设定上述两泵处流量的方式进行控制。一旦按图7所示方式确定了所述曲率半径，则可通过调节流量，以在给定通道长度内获得迪恩周期。反之亦然，也可将所述流量设为固定值，然后根据上述各式选择通道半径和长度。压力传感器906，908用于检测所述微通道是否发生堵塞，从而可能影响分离质量。当压力值增加至设定阈值以上时，将被检测为故障。此时，分离停止，且需要用户对机器执行操作。当发生大堵塞时，系统内的压力将增至安全限以上，从而可能导致生物危害性溢溅以及操作人员受伤。压力传感器906，908用于防止此类事故。由于大部分压力传感器在低压等级上灵敏度不高，因此还使用流量传感器910作为冗余机构，用于验证各泵所泵送的流量是否正确，以及所述通道和流体线路内是否发生了堵塞。

根据另一方面，图8a为本发明生物芯片800的俯视图，该生物芯片设有微通道802，该微通道具有两个(第一和第二)相对并联设置的曲线形部分804a，804b(即圆弧部分)。本发明生物芯片800同样设置为用于上述诊断系统内，且同样可在使用若干次(例如一次)后更换。微通道802具有起始端和收集端，分别用于导入样本和收集废液。所述两个曲线形部分804a，804b位于微通道802的起始端。具体而言，所述两个曲线形部分804a，804b设置为相互为镜像反射。可以理解的是，这实际上说明，当以俯视角度观察时，生物芯片800具有左右两个部分。此外，生物芯片800包括连接至相应(第一和第二)阻尼腔室807a，807b的鞘液入口806，所述两个阻尼腔室分为两个大致相同的部分，阻尼腔室807a，807b分别位于生物芯片800的左右两部分内。鞘液入口806也直接连接至微通道802。此外，生物芯片800还包括两个(第一和第二)样本入口808a，808b(连接至相应阻尼腔室)，该入口设置为具有预设长度和宽度的曲线形部分，该曲线形部分分别位于生物芯片800的左右两个部分内。

在此例中，第一样本入口808a的曲线形部分设置为大致呈半圆形，而第二样本入口808b设置为大致呈C形。第二样本入口808b直接连接于微通道802的起始端，而第一样本入口808a通过高流动阻力通道部分810间接连接于微通道802的起始端。高流动阻力通道部分810包括一系列绕设的半圆形微通道。此外，微通道802还具有自微通道802的收集端分支而出的内侧出口812和外侧出口814。如此，在生物芯片800的左侧部分，第一曲线形部分804a围绕第一样本入口808a和高流动阻力通道部分810，而第一阻尼腔室807a围绕第一曲线形部分804a。另一方面，在生物芯片800的右侧部分，第二样本入口808b围绕内侧出口812，此两者均由第二曲线形部分804b围绕，而且第二阻尼腔室807b围绕第二曲线形部分804b。外侧出口814位于生物芯片800左右两部分之间形成的相隔间隙内。

与图5a和图6a所示设计相比，此例中本发明生物芯片800的上述简单通道设计的优点在于，可简单地实现并行处理，从而使处理能力加倍，与现有微流体系统相比，其处理能力在同类设备已展现处理能力中为最高。使用本发明生物芯片800从个人血液中分离(以及富集)CTC的方法与上述针对图5a和图6a中实施方式所描述的图7中方法700类似，因此，为了简单起见，此处不再重复描述。另一优点在于，连接于鞘液和样本入口806，808a，808b的相应阻尼腔室、样本入口808a，808b的曲线形部分以及高流动阻力通道部分810所形成的设置方式在功能上类似于IC设计中的RC-π滤波器，并且可起到稳定流量的作用，以有利地实现蠕动泵等大脉动泵在样本和鞘液输送中的应用。由此可见，上述设置方式提供一种流量调节功能，该功能通过合理设计(鞘液入口806的)阻尼腔室807a，807b的体积以及高流动阻力通道部分810所提供的流动阻力，使得流动脉动可控制于1％至5％之内。

可以理解的是，此实施方式提供上述流量调节功能的原因在于现有系统所存在的问题。目前，存在着多种微流体样本输送方法，例如使用注射泵、活塞泵、齿轮泵、蠕动泵、微型压电泵，或使用可控压力调节器。然而，对于生物学样本而言，需要对样本的复杂性加以考虑。举例而言，齿轮泵和压电泵在泵送过程中可对样本中的细胞产生不利影响。在样本流仅由压力差驱动的情况下，流量取决于流体系统结构，如此，当发生血液凝块等微小波动时，发生流量偏离预定值的概率非常大。另一方面，注射泵的连续输送体积有限，而活塞泵在许多情况下性价比不高。考虑到样本污染问题，系统简单性，以及流动可控性、一致性和连贯性，使用蠕动泵最为合适。蠕动泵使用中的一个问题在于，样本流在周期性脉动的作用下不稳定。具体而言，橡胶管的间歇性释放所引起的流动脉动将显著改变流动状态，从而对本发明生物芯片800的分离质量造成影响。因此，此问题的解决方法在于引入过滤/阻尼功能，以对蠕动泵的流量进行调节。

图8a所示装置的通道尺寸范围与图5所示装置类似。该通道的高度可处于约10μm和约200μm之间的范围，例如约100μm、140μm、160μm和约175μm。该通道的宽度可处于约100μm和约700μm之间的范围。该通道的长度可处于约1cm和约100cm之间的范围。

在图8a中生物芯片800的另一实施方式中，为了结构的简单性，微通道802可仅具有一个曲线形部分，其余部分与针对图8a所述相同。例如，图8b所示为具有阻尼器822的单个圆弧部分820。

综上所述，上述实施方式描述了本发明微流体装置，该装置具有至少一个曲线形/螺旋形微通道502，602(具有两个入口和两个出口)，该通道专门设计为用于根据细胞大小和惯性实现细胞/微粒的分离。可以理解的是，一个入口用于引入带细胞/颗粒的样本溶液，而另一入口用于引入无细胞/颗粒的缓冲液(即缓冲鞘液)；一个出口用于收集目标细胞/颗粒，而另一出口用于收集含非目标细胞/颗粒的废液。

曲线形/螺旋形微通道502，602的曲率半径R_C和液压直径D_H使得：在流体流量U_F的条件下，直径较小的细胞/颗粒在较大迪恩拖曳力的作用下被驱动至通道截面一侧，而相对较大的细胞/颗粒在较小迪恩拖曳力及较大惯性升力的作用下，仍旧保留于曲线形/螺旋形微通道502，602的一定长度L_C处的另一侧。

通过使用上述本发明设计，业已证明，作为所述微流体装置的一个可能例示应用，其可用于以高处理量从血液细胞中分离循环肿瘤细胞(CTC)。从患者血液样本中分离循环肿瘤细胞(CTC)对于癌症的诊断和治疗非常重要。上述证明过程中已发现，本发明微流体装置可将流速为0.25mL/min的1.5倍浓缩RBC已滤除血液溶液中的99.999％的血液白细胞与目标CTC分离。此外，通过简单添加在同一生物芯片内集成两个曲线形部分的并行设计(参考图8)，上述处理量还可加倍，从而实现在约10分钟内对8mL血液样本的处理。由此可见，本发明装置和方法适于以高处理量从混合物中分离罕量目标细胞，而且其分离纯度极高，从而允许在其下游联合单细胞测定或其他分子测定。可设想的其他应用例如包括，从混合物中分离细胞用于疾病诊断、水的过滤以及快速溶剂交换等。

需要注意的是，在图5a的设计中，样本入口设置于曲线形微通道502的内侧，以使较小细胞在半个迪恩周期内从通道内侧壁迁移至通道外侧壁。然而，作为图5a设计的一种变体，还提出图6a所示的另一设计，其中，样本入口设置于螺旋形微通道602的外侧。具体地，在此设计中，较大细胞和较小细胞在螺旋形微通道602的第一半部分同时从外侧壁迁移至内侧壁(即耗费半个迪恩周期的时间)。但是，较大细胞随后惯性聚集于所述内侧壁(由于所生成的大的惯性升力)，从而使得其可在大细胞出口608b(即内侧出口)处收集，而与此同时，较小细胞则继续随迪恩流迁移，并在另一半个迪恩周期后，再次返回所述外侧壁处，从而使得其可在小细胞出口608a(即外侧出口)处收集。

与现有基于尺寸的微流体细胞/颗粒分离系统相比，本发明微流体装置包括以下优点：

(1)处理量—每分钟分离的细胞/颗粒总数

由于规模较小，现有微流体细胞/颗粒分离系统普遍因其特征性的低流量而受限于低的处理量。在本发明微流体装置中，由于需要高的流量才能达到有效分离，因此其可实现大约每分钟5×10⁶个细胞/颗粒的平均处理量。此处理量还可通过增加所述曲线形/螺旋形微通道的尺寸，以使该曲线形/螺旋形微通道具有较大设计临界尺寸的方式，获得进一步提高。

(2)通道堵塞所致问题

大多数现有微流体系统的微通道具有极小的设计尺寸，因此常因高浓度或细胞/颗粒在通道壁上的吸附而发生通道堵塞。当发生此类状况时，由于总体流动状态的变化，分离分辨率也将大幅降低。与此相对，本发明微流体装置的微通道尺寸设置为数百微米级，因此不易受通道堵塞所致相关问题的影响。

(3)分离分辨率为处理量的函数

大多数现有微流体系统的分离分辨率与流量成反比(而且，因此与处理量也成反比)。这意味着，当流量(即处理量)增大时，分离分辨率变小。然而，在本发明微流体装置中，即使在高流量条件下，分离分辨率仍相当恒定。此外，除流量外，由于细胞/颗粒的浓度的增加将导致颗粒间(或细胞间)相互作用的增大，因此细胞/颗粒的浓度也可能对分离分辨率造成影响。在此方面，由于本发明曲线形/螺旋形微通道502，602具有极大的通道尺寸，因此可适应更高的颗粒浓度。

在CTC分离中的应用方面，本发明微流体装置解决了现有CTC分离方法的诸多关键问题。作为背景技术描述，现有CTC富集方法包括密度-梯度离心法，该方法利用单核组分间相似的浮力密度以及相似的免疫磁分离步骤，获得含CTC的单核组分。其中，所述免疫磁分离步骤中，使用针对通常表达于恶性上皮细胞的黏附分子(如EpCAM)的抗体。富集后，还利用免疫分析对CTC进行鉴定，以用于角蛋白染色和逆转录PCR(RT-PCR)等分子检测方法。此外，还开发出流式细胞法等其他技术，用于从外周血分拣及富集CTC。然而，此类方法比较复杂，成本高，且所需处理时间较长。此外，由于需要多步骤的样本制备过程，因此其还导致细胞污染或细胞损失等不利结果，从而影响细胞测定结果的灵敏度。此外，由于大多数上述现有技术需要实施细胞固定和细胞标记，因此其还将导致CTC失活。

近年来，在CTC分离和检测方面，微流体法已成为极具吸引力的替代方案。这是因为，此类方法可实现用于临床样本处理的全封闭集成系统，从而有利地帮助减少样本损失，并获得更加灵敏的CTC计数。目前，已有各种微流体系统用于CTC分离，这些系统使用不同的分离原理，例如，利用微结构的物理过滤，介电电泳，抗EpCAM涂敷的通道、微柱或免疫标记超顺磁性颗粒。然而，物理过滤的常见问题包括堵塞问题，以及CTC形状和大小的异质性所致的低灵敏度。在此方面，介电电泳技术因无需标记或化学改性而更加有利。但是，介电电泳技术受限于CTC较少的存在数量，以及CTC与白细胞在尺寸上的类似性。此外，EpCAM等表面分子的使用也不尽如人意。这是因为，对于不同肿瘤类型，EpCAM的存在数量通常变化较大，从而使得已分离CTC的回收可能因微流体系统内发生的细胞结合而变得非常困难。

鉴于上述问题，本发明微流体装置以及图7中方法700提供了一系列优于现有微流体CTC分离方法的显著优点。首先，本发明微流体装置和方法可实现高流量(即每分钟0.8mL血液)下的连续工作模式，从而加快临床样本的处理速度(即10分钟以内处理8mL全血)。此外，使用本发明微流体装置和方法在处理血液样本时无需对通道实施化学改性或抗体标记，从而进一步减少处理时间和成本，并促进了本发明微流体装置在有限资源状况下的使用。再者，由于曲线形/螺旋形微通道502，602的尺寸较大，本发明微流体装置基本(亦或完全)消除了堵塞问题，从而有益地增加了CTC检测的敏感度，并实现了CTC检测的高重复性。最后，本发明微流体装置可实现在单个步骤内以简单方式收集活的已分离CTC，从而使得其适用于已分拣CTC的后续生物测定。

结论

本文中描述了一种利用曲线形通道从血液中分离活的罕量细胞的高处理量高灵敏度技术。所述装置利用惯性细胞聚集法并根据尺寸，从血液中分离低丰度细胞。通过调节所述曲线形微通道的尺寸以使惯性力和迪恩拖曳力之间的施力比(i_F)大于2，可使得大颗粒/细胞(在此情形中为CTC)实现聚集并被收集于微通道截面内侧附近，而施力比(i_F)小于2的血液细胞被收集于截面外侧。作为本发明装置的一项应用，本文对其从外周血中对CTC的高效高处理量分离进行了展示。其简单的通道设计实现了便捷的并行处理，以及在数分钟内分析数毫升临床血样的能力。此外，在该装置的下游集成基于芯片的检测手段时，可实现高性能的临床癌症诊断工具。最后，本文还描述了一种在微通道设计中纳入阻尼器，从而实现稳定层流的技术。

所有本文所引用的专利、已公布申请以及参考文献的相关教示内容通过引用整体并入本文。

虽然以上已参考例示实施方式对本发明进行了具体展示和描述，本领域技术人员应当理解的是，在不脱离下附权利所涵盖的本发明范围的前提下，还可对其作出各种形式和细节上的变化。

Claims (25)

1.一种微流体装置，其特征在于，包括：

至少一个入口，用于接收一样本中的循环肿瘤细胞和其他细胞；

至少一个曲线形和/或螺旋形通道，通过该通道，所述样本被促使经历沿至少部分迪恩涡的迁移，以将所述循环肿瘤细胞与所述其他细胞分离；以及

至少一个出口，设置为与所述通道连通，以提供已分离的所述循环肿瘤细胞，

其中，所述通道设置为根据所述循环肿瘤细胞的所需的阈值细胞尺寸，提供一预设施力比。

2.如权利要求1所述装置，其特征在于，该装置包括被设置成位于微流体封装物内的生物芯片，所述微流体封装物设置为一次性卡盒。

3.如权利要求1或2所述装置，其特征在于，所述通道高度设置为小于所述阈值细胞尺寸的十倍。

4.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述通道包括曲率半径，该曲率半径设置为进一步提供所述预设施力比。

5.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述通道包括液压直径，该液压直径设置为进一步提供所述预设施力比。

6.如权利要求5所述装置，其特征在于，所述液压直径由一通道宽度和一通道高度定义，该通道宽度和通道高度形成所述通道的一高宽比。

7.如权利要求6所述装置，其特征在于，所述通道宽度设置为大约在300μm至650μm之间。

8.如权利要求7所述装置，其特征在于，所述通道高度设置为大约在120μm至180μm之间。

9.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述预设施力比定义为惯性升力与迪恩拖曳力的比率。

10.如权利要求9所述装置，其特征在于，所述预设施力比进一步根据下式定义：

$i_F=F_L/F_D=\frac{85.11R_C{a}_C^3}{D_H^4}=\frac{85.11R_C{a}_C^3}{h^4},$

其中，i_F为所述施力比，R_c为所述曲率半径，a_c为所述细胞尺寸，D_H为所述液压直径，h为所述微通道高度。

11.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述预设施力比的值大于或等于2。

12.如权利要求4所述装置，其特征在于，所述曲率半径设置为大约在5mm至20mm之间。

13.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述至少一个出口包括第一和第二出口，以分别提供已分离的所述循环肿瘤细胞和其他细胞。

14.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述通道的总长度设置为在5cm至100cm之间。

15.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述样本为全血样本或已滤除红细胞的血液样本。

16.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，在所述至少部分迪恩涡期间，所述循环肿瘤细胞被促使从所述通道一侧迁移至相对一侧。

17.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述至少一个入口包括第一和第二入口，该第一和第二入口设置为连接于相应的阻尼腔室，以对所述样本在所述通道内的流量进行调节，其中，所述第一入口用于将所述样本引入所述通道，所述第二入口用于将鞘液引入所述通道。

18.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述通道为圆弧，所述长度设置为生成半个迪恩涡。

19.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，所述通道为螺旋，所述长度设置为生成整数个迪恩涡。

20.如前述任一权利要求所述装置，其特征在于，还包括流动阻力通道，该流动阻力通道设置为连接于所述入口中的任何一个入口。

21.一种微流体装置的制造方法，其特征在于，包括：

提供用于接收一样本中的循环肿瘤细胞和其他细胞的至少一个入口，以及至少一个曲线形和/或螺旋形通道，通过该通道，所述样本被促使经历沿至少部分迪恩涡的迁移，以将所述循环肿瘤细胞与所述其他细胞分离；

提供至少一个出口，该出口设置为与所述通道连通，以提供已分离的所述循环肿瘤细胞，以及

选择一通道高度、曲率半径、长度和流量，以根据所述循环肿瘤细胞的所需的阈值细胞尺寸，提供一预设施力比。

22.如权利要求21所述方法，其特征在于，还包括选择所述通道的液压直径，以进一步提供所述预设施力比。

23.如权利要求22所述方法，其特征在于，还包括选择流速，以进一步提供所述预设施力比。

24.一种用于检测样本中循环肿瘤细胞的诊断系统，其特征在于，包括：

如权利要求1～20中任何一项所述的微流体装置，该装置设置为将所述样本中的循环肿瘤细胞与其他生物学细胞分离；以及

一处理器，设置为根据由所述微流体装置分离的循环肿瘤细胞生成诊断指示。

25.如权利要求24所述系统，其特征在于，还包括一液流调节器，用于对所述样本流经所述微流体装置的流速进行调节。