CN105393914A - 大叶藻离体花序愈伤组织的诱导方法 - Google Patents

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Abstract

本发明涉及一种大叶藻愈伤组织的诱导方法,是以大叶藻花序为外植体,将经过表面消毒的花序切成3-5mm长接种到愈伤组织诱导培养基中进行愈伤组织的诱导,每半月转接一次,培养近1个月后花序轴两侧膨大,逐渐形成愈伤组织;所述愈伤组织培养基是以改良MS培养基为基础培养基,并添加2,4-D、水解酪蛋白、蔗糖、琼脂和海盐。本发明采用改良的MS培养基,可有效地促进大叶藻愈伤组织的诱导,为大叶藻组培再生苗的产生和快速繁殖的实现提供重要的技术支撑。

Description

大叶藻离体花序愈伤组织的诱导方法
技术领域
本发明所属植物组织培养研究领域,本发明涉及一种大叶藻离体花序愈伤组织的诱导方法。
背景技术
愈伤组织的诱导是植物组织培养技术中最为重要的中间环节,多数植物的无菌苗再生需经历愈伤组织的诱导这一中间环节,因此,愈伤组织的成功诱导是植物无菌苗再生的重要技术支撑,同时,培养愈伤组织也可成为植物次生代谢物快速生产的一条途径。
大叶藻(ZosteramarinaL.)隶属于大叶藻科(Zosteraceae)大叶藻属(Zostera),广布于北半球温带的浅水海域如海湾、泻湖和河流入海口,在我国辽宁、河北和山东近海广为分布。但近一个世纪里,其种群在全球范围内大面积衰退。因此,种群恢复研究成为大叶藻科学研究中的重点,其中,不断有学者试图通过植物组织培养手段来获得大叶藻无菌再生苗,以推进大叶藻种群恢复中种苗移栽的研究进程。虽对其的组织培养研究已有一段时间,研究进展却并不大,日本学者2001年以其茎尖为外植体,历经180d的培养获得了少量的愈伤组织;中国海洋大学2011年8月公开了“一种大叶藻属愈伤组织的诱导方法”专利,采用无菌实生苗的胚根、胚轴、子叶为外植体诱导出了愈伤组织。
本发明以大叶藻花序为外植体,短时间内诱导出愈伤组织,目前采用该技术方案的相关专利和文献未见报导。
发明内容
本发明的目的是提供一种大叶藻离体花序愈伤组织的诱导方法,采用花序为外植体,可有效地获得愈伤组织,为大叶藻的快速繁殖和无菌组培苗再生提供重要的技术支撑。
本发明所采用的技术方案为:
本发明的一种大叶藻离体花序愈伤组织的诱导方法,是以大叶藻的花序为诱导愈伤组织的外植体。
本发明的具体步骤如下:
1)外植体的选取:采集大叶藻花枝,取其健康佛焰苞花序,经表面除杂、清洗后在超净工作台内进行消毒处理,剥去佛焰苞花序外的苞叶,得到无菌的花序;
2)愈伤组织的诱导培养:在无菌条件下将无菌花序切成3-5mm长的外植体片段,接种于诱导培养基中,于15-25℃、黑暗条件下进行培养。其中,所述诱导培养基是以改良MS培养基为基础培养基,并添加水解酪蛋白0-100mg/L、蔗糖或葡萄糖30-80g/L、2,4-D2-20mg/L、琼脂5-7g/L、海盐20-30g/L。培养30-40d后可见到花序两侧组织膨大,产生愈伤组织。
本发明中,所述改良MS培养基是以MS培养基为基础,在其它成分不变的情况下调整其中的硝酸钾为0-3800mg/L、硝酸铵为0-3300mg/L、磷酸二氢钾为0-340mg/L、七水硫酸镁0-740mg/L、二水氯化钙0-880mg/L。
本发明中,诱导培养基中添加的水解酪蛋白、蔗糖、2,4-D、琼脂、海盐分别优选为100mg/L、30g/L、2mg/L、5g/L、20g/L。
本发明的优点在于:大叶藻花期可持续3个月之久,因此外植体供体可获取时间较长;以其花序为外植体,表面消毒效果大大提升;采用改良培养基,愈伤组织获得时间较短。本发明为大叶藻无菌组培菌再生提供了重要的技术支撑,也为海草组织培养的成功奠定了基础。
具体实施方式
以下实施例仅用于发明本发明,然其并非用以限制本发明,凡采用等同替换或者等效变换方式所获得的技术方案,均落在本发明的保护范围之内。
实施例1:一种大叶藻愈伤组织的诱导方法,其实施步骤包括:
1)外植体的选取:采集大叶藻花枝,取其健康幼嫩佛焰苞花序,刮除表面的附生物等,在海水中清洗后转入超净工作台内,用10%的过氧化氢溶液浸泡15-20min,灭菌海水冲洗3次后,剥去佛焰苞花序外的苞叶,得到无菌的花序;
2)愈伤组织的诱导培养:将无菌花序切成3-5mm长的外植体片段,接种于诱导培养基中,在20℃、黑暗条件下进行培养,每半月转接一次。28d后可陆续见到花序两侧组织萌动、开始膨大,逐渐形成愈伤组织,诱导率高达34%;
3)所述改良MS培养基是以MS培养基为基础,在其它成分不变的情况下调整其中的为硝酸钾为0-3800mg/L、硝酸铵为0-3300mg/L、磷酸二氢钾为0-340mg/L、七水硫酸镁为0-740mg/L、二水氯化钙为0-880mg/L,诱导培养基中添加的水解酪蛋白、蔗糖、2,4-D、琼脂、海盐分别为100mg/L、30g/L、2mg/L、5g/L、20g/L。
实施例2:一种大叶藻愈伤组织的诱导方法,其实施步骤为:
1)外植体的选取:取大叶藻花枝上健康幼嫩佛焰苞花序,刮除表面的附生物等,在海水中清洗后转入超净工作台内,用10%的过氧化氢溶液浸泡15-20min,灭菌海水冲洗3次后,剥去佛焰苞花序外的苞叶,得到无菌的花序;
2)愈伤组织的诱导培养:将无菌花序切成3-5mm长的外植体片段,接种于诱导培养基中,在20℃、黑暗条件下进行培养,每半月转瓶一次。40d后可陆续见到花序两侧组织萌动、开始膨大,逐渐形成愈伤组织,诱导率为26%;
3)所述改良MS培养基是以MS培养基为基础,在其它成分不变的情况下调整其中的为硝酸钾为0-3800mg/L、硝酸铵为0-3300mg/L、磷酸二氢钾为0-340mg/L、七水硫酸镁为0-740mg/L、二水氯化钙为0-880mg/L,诱导培养基中添加的水解酪蛋白、蔗糖、2,4-D、琼脂、海盐分别为100mg/L、30g/L、10mg/L、5g/L、20g/L。
实施例3:一种大叶藻体细胞胚的诱导方法,其实施步骤为:
1)外植体的选取:取大叶藻花枝上健康幼嫩佛焰苞花序,刮除表面的附生物等,在海水中清洗后转入超净工作台内,用10%的过氧化氢溶液浸泡15-20min,灭菌海水冲洗3次后,剥去佛焰苞花序外的苞叶,得到无菌的花序;
2)愈伤组织的诱导培养:将无菌花序切成3-5mm长的外植体片段,接种于诱导培养基中,在20℃、黑暗条件下进行培养,每半月转接一次。40d后可陆续见到花序两侧组织萌动、开始膨大,逐渐形成愈伤组织,诱导率为7%;
3)所述改良MS培养基是以MS培养基为基础,在其它成分不变的情况下调整其中的为硝酸钾为0-3800mg/L、硝酸铵为0-3300mg/L、磷酸二氢钾为0-340mg/L、七水硫酸镁为0-740mg/L、二水氯化钙为0-880mg/L,诱导培养基中添加的水解酪蛋白、蔗糖、2,4-D、琼脂、海盐分别为100mg/L、30g/L、20mg/L、5g/L、20g/L。

Claims (4)

1.一种大叶藻愈伤组织的诱导方法,其特征在于,是以大叶藻的花序为诱导愈伤组织的外植体。
2.如权利要求1所述的诱导方法,其特征在于,步骤如下:
1)外植体的选取:采集大叶藻花枝,取其健康佛焰苞花序,经表面除杂、清洗后在超净工作台内进行消毒处理,剥去佛焰苞花序外的苞叶,得到无菌的花序;
2)愈伤组织的诱导培养:在无菌条件下将无菌花序切成3-5mm长的外植体片段,接种于诱导培养基中,于15-25℃、黑暗条件下进行培养;其中,所述诱导培养基是以改良MS培养基为基础培养基,并添加水解酪蛋白0-100mg/L、蔗糖或葡萄糖30-80g/L、2,4-D2-20mg/L、琼脂5-7g/L、海盐20-30g/L;培养30-40d后可见到花序两侧组织膨大,产生愈伤组织。
3.如权利要求2所述的诱导培养方法,其特征在于,所述改良MS培养基是以MS培养基为基础,在其它成分不变的情况下调整其中的硝酸钾为0-3800mg/L、硝酸铵为0-3300mg/L、磷酸二氢钾为0-340mg/L、七水硫酸镁0-740mg/L、二水氯化钙0-880mg/L。
4.如权利要求2所述的诱导培养方法,其特征在于,诱导培养基中添加的水解酪蛋白、蔗糖、2,4-D、琼脂、海盐分别优选为100mg/L、30g/L、2mg/L、5g/L、20g/L。
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