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Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur enzymatischen Herstellung von Fructose und Glucose durch Einwirkung von Glucoseisomerase.
Fructose hat bekanntlich die doppelte Süsswirkung von Glucose ; sie kann daher zum Süssen unter Halbierung der Kalorienzufuhr verwendet werden. Ihrer Herstellung kommt somit grosse Bedeutung zu. Die Umwandlung kann durch Einwirkung von Enzymen erfolgen, die wegen ihrer spezifischen Wirkung ohne Rücksicht auf ihre Herkunft als Glucoseisomerase bezeichnet werden.
Bei der bekannten alkalischen Isomerisation von Glucose zu Fructose entstehen nur sehr schwer wieder trennbare, unerwünschte Nebenprodukte und-folgen, wie Farben und Säuren. Diese Nachteile sollen nach
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431,miniumoxyd teilweise überwunden werden. Jedoch ist eine sehr lange Verweilzeit der Glucose erforderlich, die das günstigere, kontinuierliche Verfahren im Durchlauf ausschliesst und nur die abschnittsweise Herstellung gestattet. Da ferner anscheinend ein Gleichgewichtszustand zwischen Fructose und Glucose besteht, sind einer optimalen Umwandlung sehr enge Grenzen gesetzt.
Die bei der enzymatischen Umwandlung z. B. gemäss der USA-Patentschrift Nr. 3,623, 953 entstehenden Farbstoffe sollen nach USA-Patentschrift Nr. 3,623, 953 durch Zusatz verschiedener Sulfitsalze weitgehend unterdrückt werden. Infolge ihrer Löslichkeit gehen die teuren Enzyme aber verloren, so dass die enzymatische Herstellung unwirtschaftlich wird. Sie können an organische Träger gebunden werden, die aber leicht quellen, nicht genügend starr und zu wenig wärmebeständig sind. Anorganische Träger, wie poröses Glas, vgl. USA-Patentschriften Nr. 3,519, 538 und Nr. 3,556, 945, sind verhältnismässig teuer und kieselsäurehaltige Xerogele sind zu wenig alkalienbeständig.
Es ist Aufgabe der Erfindung, ein diese Nachteile vermeidendes Verfahren zur enzymatischen Herstellung von Fructose aus Glucose zu schaffen.
Die Aufgabe wird überraschend dadurch gelöst, dass eine Glucoselösung mit einem immobilisierten Enzympräparat aus in den Poren eines Aluminiumoxydträgers mit Porendurchmessern von 100 bis 1000 adsorbierter Glucoseisomerase inkubiert wird.
Von grosser Bedeutung für das Verfahren zur Herstellung von Fructose ist der poröse Aluminiumoxydträger für die Glucoseisomerase. Er muss eine durchschnittliche Porengrösse von 100 bis 1000 besitzen, um eine maximale Enzymbeschickung zu gewährleisten. Die untere Grenze von 100 richtet sich nach der grössten Abmessung des annähernd 100 betragenden Glucoseisomerasemo1eküls. Das Molekül muss in die Poren eindringen können und vor Adsorption auf den inneren Flächen des porösen Trägers muss eine Massendiffusion des Enzyms tief in die Poren stattfinden. Da Glucoseisomerase ein längliches Molekül ist, müssen die Poren dieser grössten Ausdehnung mindestens gleichkommen.
Die Notwendigkeit der oberen Grenze von 1000 ergibt sich aus mehreren Gesichtspunkten. Bei grösserer Porenweite nimmt die verfügbare Adsorptionsfläche ab. Ausserdem bietet die Innenstruktur der Poren weniger Schutz gegen Ablösen des Enzyms, z. B. Herauswaschen besonders unter turbulenten Bedingungen, z. B. bei kontinuierlicher Arbeitsweise im Durchlauf. Die für die Enzymbesetzung verfügbare Oberfläche des Trägers soll in der Regel grösser als 5 m2/g sein. Die bevorzugte durchschnittliche Porengrösse liegt etwa zwischen 140 und 220 A. Die physikalischen Eigenschaften des bevorzugten Trägers sind weiter unten näher angegeben.
Es kann unter Umständen notwendig sein, das poröse Aluminiumoxyd auf eine mit dem Umsetzungsgefäss vereinbare Korngrösse zu zerkleinern. Bei Verwendung einer Durchlaufkolonne ist die bevorzugte Partikelgrösse des Trägers etwa 4 bis 200 mesh. Grössere Partikel brauchen eine sehr lange Zeit zur Enzymdiffusion, eine grössere Verweildauer des Substrats, erschweren die Substratdiffusion und machen den Umwandlungsprozess weitgehend unwirtschaftlich. Kleinere Partikel sind schwierig in der Handhabung, führen zu dichter Packung in der Kolonne und damit einem sehr starken, verstärkte Auslegung der Ausrüstung erfordernden Druckabfall. Ein besonders bevorzugter Bereich liegt zwischen etwa 25 und 80 mesh.
Träger dieser Grösse wurden in den weiter unten folgenden Beispielen verwendet. Das poröse Aluminiumoxyd wird auf die gewünschte Korngrösse gemahlen und klassiert, sodann mit einem geeigneten Puffer oder Salz hydratiert oder vorbehandelt. Hydratation bei einem PH von 7 wird für den Aluminiumoxydträger bevorzugt. Der Puffer wird dann entfernt, das Aluminiumoxyd aber vor der Adsorption nass gehalten. Nunmehr wird die Glucoseisomerase in Lösungsform zu dem nassen Träger gegeben, u. zw. mit einer die optimale Adsorption bzw. Beschickung gewährleistenden Konzentration pro Gewichtseinheit Träger. Die Adsorption wird durch Rühren, Umlauf, Umdrehen, Anwendung eines fluiden Betts oder andere bekannte Weise durch Verbesserung der Massendiffusion des Enzyms durch die Poren gefördert.
Die zur Adsorption erforderliche Zeitdauer hängt von der Partikelgrösse des Trägers, der Grösse des Enzyms im Verhältnis zur durchschnittlichen Porengrösse und weiteren Faktoren wie Temperatur und PH-Wert ab. Die Mindestzeitdauer beträgt etwa 1/2 h. Für die Adsorption von Glucoseisomerase in den Poren von Aluminiumoxyd mit einer durchschnittlichen Porengrösse von etwa 175 A erzielt man in 1 1/2 bis 5 oder 6 h die maximale Adsorption. Sie geht im Bereich von PH 6, 9 bis 9 gut vonstatten, bevorzugt wird
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der Bereich 7, 1 bis 8, 5.
Nach der Adsorption wird loses Enzym durch Waschen in Wasser, Salzlösung (z. B. 0, 5 M NaC1) oder in einem andern geeigneten, den Träger oder das gebundene Enzym nicht beeinträchtigende Waschmittel entfernt.
Bei der Verwendung wird das Enzympräparat beispielsweise in eine Kolonne gegeben oder in ein konti- nuierlich gerührtes Umsetzungsgefäss, ein fluides Bett oder anders für die Einleitung der Substratlösung geeignetes Gefäss gebracht. In den Beispielen weiter unten wurde das Präparat in Kolonnen mit kontinuierlichem Durchlauf von glucosehaltigen Lösungen zur Inkubation gegeben. Die Kolonnen können mit einem wassergekühlten Mantel umgeben sein, um die optimale Inkubationstemperatur oder eine die Enzymlebensdauer möglichst weit verlängernde Temperatur aufrecht zu erhalten. Eine Inkubationstemperatur von 50 bis 70 C, vorzugsweise 60 C, sichert nicht nur eine rationelle Glucoseumwandlung zu Fructose, sondern gewährleistet auch eine lange enzymatische Halbwertzeit.
Vorzugsweise enthält die Substratlösung wenigstens etwa 45 Gew.-% Glucose.
Der Inkubations-pH-Wert und das Puffersystem hängen vom Enzym und den Umsetzungsbedingungen ab.
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Besonders günstig sind 7, 4 bis 7, 8 PH. Im allgemeinen hängt der zu wählende Puffer von der Stärke der Säure der Substratlösung selbst oder verursacht durch verschiedene, dem Substrat zugesetzte aktivierende Ionen, sowie der inneren Beschaffenheit der Poren ab. Wird z. B. eine glucosehaltige Lösung (z. B. 50% Glucose) mit dem Glucoseisomerasepräparat inkubiert, so können kleine Mengen von Kobalt- und Magnesiumionen dem Substrat vor Zusatz zum Enzympräparat beigegeben werden. Die Säurewirkung dieser Ionen kann durch Zusatz von Sulfitsalzen kompensiert werden, die gleichzeitig auch die Beständigkeit des Präparats verbessern.
Die verschiedenen, in Frage kommenden Puffer können durch den Fachmann ohne weiteres bestimmt werden.
In den folgenden Beispielen wurden Präparate aus zwei verschiedenen Glucoseisomerasequellen hergestellt und die langfristige Beständigkeit und Halbwertszeit verglichen. Die Präparate wurden unter den für Glucoseisomerase in abschnittsweisen Umsetzungen üblichen Bedingungen geprüft. Die angegebenen Werte sind in internationalen Glucoseisomeraseeinheiten ausgedrückt (IGIE), in denen eine Einheit die zur Um-
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Wirkungsgrad der Präparate wurde mit Präparaten an einen anorganischen Träger chemisch gekuppelter Glucoseisomerase verglichen. Schliesslich wurde in einem gesonderten Versuch der Einfluss des Aluminiumoxydträgers als solchem auf die Isomerisation untersucht.
Der bevorzugte Träger für die Glucoseisomerasepräparate der Beispiele hatte die folgenden Eigenschaften :
Poröser Aluminiumoxydträger
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<tb>
<tb> Porengrösse, <SEP> Durchschnitt <SEP> (Ä) <SEP> 175
<tb> Porengrösse, <SEP> Minimum <SEP> (Ä) <SEP> 140
<tb> Porengrösse, <SEP> Maximum <SEP> (A) <SEP> 220
<tb> Oberfläche <SEP> in <SEP> m2/g <SEP> 100
<tb> Porenvolumen <SEP> : <SEP> in <SEP> cm3/g <SEP> 0, <SEP> 6 <SEP>
<tb> Porosität <SEP> 62, <SEP> 5% <SEP>
<tb> Partikelgrösse <SEP> in <SEP> mesh <SEP> 25 <SEP> - <SEP> 60 <SEP>
<tb>
Die Porengrössenverteilung wurde in bekannter Weise gemessen ; sie entsprach weitgehend der durchschnittlichen Porengrösse (d. h. 90% innerhalb : I : 26% 175 ).
Beispiel l : Ein aus 444 IGIE/g bestehendes, aus Streptomyces-Organismen gewonnenes rohes Glucoseisomerasepräparat wurde in einer Menge von 5 g 28, 7 ml 0, 1 M Magnesiumacetatlösung in einem 25 ml Becher zugesetzt. Die Aufschlämmung wurde 25 min bei Zimmertemperatur gerührt und dann durch Filterpapier filtriert. Der Rückstand wurde mit 14, 3 ml 0, 1 M Magnesiumacetat, dann mit 14 ml 0, 5 M BAHCO und zuletzt mit 4, 3 ml 0, 5 M NaHCCL gewaschen. Die Wäschen wurden unmittelbar auf dem ursprünglichen Enzymfilter aufgefangen. Das Gesamtvolumen der Enzym-Waschlösung (Filtrat) betrug 50 ml.
500 mg poröse Aluminiumoxydkörper wurden in eine 50 mIKugelfi. asche gegeben und 10 ml der Glucoseisomeraselösung zugesetzt. Die Flasche wurde an einem Rotationsverdampfer befestigt, ein Vakuum angelegt und die Flasche in einem auf 30 bis 45 C gehaltenen Bad 25 min rotiert. Weitere 10 ml Glucoseisomeraselösung wurden in die Flasche gegeben und die Verdampfung unter denselben Bedingungen während der nächsten 35 min fortgesetzt. Zusatz und Verdampfung wurden unter gleichen Bedingungen 4 h fortgesetzt. Das gleiche Verfahren wurde zweimal mit getrennten 10 ml Glucoseisomeraselösungen wiederholt. Ein abschliessender Teil von 7 ml Glucoseisomerase wurde dann eingeführt und die Verdampfung bei 450C für weitere 70 min fortgesetzt. Die Flasche wurde dann übers Wochenende in einen kalten Raum gebracht.
Ins-
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gesamt wurden 47 ml Glucoseisomeraselösung dem Aluminiumoxyd zugesetzt.
50 ml Puffer (0,01 M Natriummaleat, pH 6, 8 bis 6,9, enthaltend 0,001 M Kobaltchlorid und 0,005 M Magnesiumsulfat) wurden zugesetzt und die gesamte Probe 1 h bei Zimmertemperatur extrahiert. Der Extrakt in einer Menge von 50 ml wurde aufbewahrt. Das Präparat wurde mit 200 ml Wasser und anschliessend 10 ml 0, 5 M Natriumchlorid gewaschen. Die letzte Wäsche wurde über einem Glasfrittentrichter mit Wasser durchgeführt. Das Präparat wurde dann in einen 50 ml Erlenmeyer-Kolben überprüft und im Puffer bei Zimmertemperatur gelagert. Während eines Zeitraumes von 106 Tagen wurden wiederholt Proben zur Prüfung entnommen.
Ergebnisse :
Enzymextraktprüfung (50 ml) - 39, 8 ! GIE/ml. (Enzymaktivitätsausbeute im Extrakt - 90%).
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Durchschnittliche Beschickung-260 IGIE/g.
Zur Prüfung der Lagerbeständigkeit während des Zeitraums von 106 Tagen wurden 21 periodische Proben entnommen, von denen 16 eine Aktivität von 100 bis 150 IGIE/500 mg oder 200 bis 300 IGIE/g zeigten.
Beispiel 2 : Zur Prüfung der langfristigen Stabilität und Halbwertszeit des Enzympräparats wurde eine weitere Probe für eine Durchlaufkolonne mit Glucoselösungsdurchsatz entsprechend industriellen Einsatzbedingungen bereitet. Die obigen Aluminiumoxydkörper (175 A* durchschnittliche Porengrösse, 25 bis 60 mesh Partikelgrösse) wurden folgendermassen vorbehandelt :
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gossen. 100 ml frisches Magnesium-Kobaltacetat wurden zugesetzt, der Zylinder umgedreht und bei Zimmertemperatur 2 1/2 h stehen gelassen.
Eine rohe Glucoseisomeraselösung aus der gleichen Quelle wie zuvor, enthaltend 590 IGIE/ml in 0,6 M gesättigtem Ammoniumsulfat wurde für die Umsetzung wie folgt gereinigt :
Einer 40 ml Glucoseisomeraselösung in einem Becherglas wurden zur Enzymausfällung weitere 1, 4 g Ammoniumsulfat zugesetzt und die Ausfällung bei Zimmertemperatur 20 min lang gerührt. Die Probe wurde dann bei 20C 30 min mit 16000 Umdr/min zentrifugiert, die überstehende Flüssigkeit abgegossen und weggeworfen. 12 ml der oben beschriebenen Magnesium-Kobaltacetatlösung wurden der Ausfällung zugesetzt und gerührt. Sodann wurden 3 ml 0, 5 M Natriumcarbonat zugesetzt und zur Auflösung des Enzyms gerührt.
Die Lösung wurde nun in ein 60 C warmes Bad gesetzt und 15 min belassen, anschliessend 15 min bei 20C mit 16000 Umdr/min zentrifugiert. Die klare, überstehende Enzymlösung wurde abgegossen und die Ausfällung weggeworfen. Die Enzymlösung in einer Menge von 28 ml hatte einen pH-Wert von 7, 5. Falls während der Reinigung keine Aktivität verloren ging, enthielt die Lösung 23600 IGIE.
Herstellung des Präparats :
Die Magnesium-Kobaltacetatlösung wurde nach Umdrehen von den porösen Aluminiumoxydkörpern abgegossen. 28 ml Enzymlösung wurden dem porösen Aluminiumoxyd im Zylinder zugegeben, der Zylinder ver-
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Entnahme aus dem Bad wurde die Umsetzung bei Zimmertemperatur unter Umdrehen alle 30 min für insgesamt 2 h und sodann ohne Umdrehen über Nacht bei Zimmertemperatur fortgesetzt. Die Enzymlösung in einer Menge von 28,5 ml PH 7, 1 wurde abgegossen und aufbewahrt.
Das Präparat wurde zuerst mit 60 ml dest. Wasser, dann mit 40 ml 0,5 M Natriumchlorid und schliesslich mit 40 ml Magnesium-Kobaltacetatlösung gewaschen. Drei Proben von insgesamt 1 g wurden zur Prü-
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Kolonne wurde eine 50% Glucose und 0,005 M Magnesiumsulfat enthaltende, mit Natriumsulfat auf 7,7 bis 8 gepufferte Lösung eingespeist. Während der ersten 26 h wurde der Speiselösung 0,001 M Kobaltchlorid zugesetzt, nach 26 h aber weggelassen, so dass der einzige Aktivator aus Magnesiumionen bestand. Der Anfangsdurchsatz war annähernd 190 ml/h. Durch Verringerung des Durchsatzes in periodischen Abständen wurde die Fructoseumwandlung zwischen 80 und 85% der theoretischen gehalten.
Die gesamte Laufzeit der Kolonne betrug etwa 31 Tage. Die Kolonne wurde dann durch Abbrechen der Zufuhr ausgetrocknet und 15 h trocken stehen gelassen. Die annähernde Halbwertszeit wurde durch Berechnung der gesammelten Produktmenge und der Umsetzung des Produkts mit 42 Tagen bestimmt. Die Prüfung des Produkts vor dem Gebrauch zeigte eine Beschickung von 381 IGIE/g, was einer Aktivitätsausbeute von 17, 8% der gesamten, dem Träger ausgesetzten IGIE ausmacht. Eine Prüfung der 28, 5 ml Enzymlösung zeigte 161 IGIE/ml, also eine Aktivitätsausbeute von etwa 19, 4%. Der pH-Wert der Kolonne wurde durch entsprechende Einstellung der Zufuhr auf 7, 4 bis 7, 8 gehalten. Die gesamte Kolonnenbeschickung war 3810 IGIE.
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Beispiele 3 bis 10 : Zur Bestimmung des Einflusses verschiedener Puffersysteme auf die Halbwertszeit der Präparate wurden Versuche in acht Kolonnen durchgeführt. In jedem Fall wurde die Glucoseisomerase auf dem oben beschriebenen porösen Aluminiumoxydträger adsorbiert. Das Enzym stammte aus zwei verschiedenen Quellen. In den Beispielen 3 bis 4 stammte es wie in den vorigen beiden Beispielen von Streptomyces Organismen (als Quelle A bezeichnet). In den Beispielen 5 bis 10 stammte es von einem andern Streptomyces Organismus (Quelle B). Das Adsorptionsverfahren entsprach im wesentlichen dem Beispiel 2.10 g des Präparats wurden in jede Kolonne gegeben.
Eine 50%ige Glucoseisomeraselösung mit dem jeweils angegebenen Puffersystem wurde durch jede Kolonne geleitet, wobei der Durchsatz periodisch verändert wurde, um eine Umsetzung von 84% der theoretischen Menge (theoretisch : Endprodukt mit 50/50 Glucose-Fructoselösung) zu erzielen. Alle Substratlösungen und die Kolonnen wurden durch Thermostate auf 600C gehalten und der pH-Wert auf konstant 7, 8 eingestellt. Die Enzymbeschickung jeder Kolonne ist in IGIE/g in Mittelwerten mit oberen und unteren 95%igen Wahrscheinlichkeitsgrenzen angegeben. Der Beschickungsgrad bezeichnet das prozentuale Verhältnis auf der gesamten Trägermenge adsorbierter IGIE zur Anfangszahl IGIE beim Adsorptionsverfahren.
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Beispiel <SEP> Enzym- <SEP> Beschickung <SEP> IGIE/g <SEP> Beschickungs- <SEP> Sustratzusätze <SEP> Anfange- <SEP> Halbwert
<tb> quelle <SEP> untere <SEP> mittlere <SEP> obere <SEP> grad <SEP> in <SEP> % <SEP> (M) <SEP> durchsatz <SEP> in <SEP> Tagen
<tb> Grenze <SEP> Grenze <SEP> Grenze <SEP> in <SEP> ml/h
<tb> 3 <SEP> A <SEP> 554 <SEP> 573 <SEP> 591 <SEP> 76, <SEP> 5 <SEP> 0,004 <SEP> MgSO4 <SEP> 122 <SEP> 49,0
<tb> 0, <SEP> 001 <SEP> cool2 <SEP>
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> Na2SO <SEP>
<tb> 4 <SEP> A <SEP> 510 <SEP> 563 <SEP> 616 <SEP> 70, <SEP> 8 <SEP> 0, <SEP> 005 <SEP> MgC12 <SEP> 112 <SEP> 23
<tb> 0, <SEP> 001 <SEP> CoCl2
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> NH <SEP> HCO3
<tb> 5 <SEP> B <SEP> 164 <SEP> 206 <SEP> 248 <SEP> 36, <SEP> 5 <SEP> 0, <SEP> 005MgC12 <SEP> 45 <SEP> 47, <SEP> 0 <SEP>
<tb> 0, <SEP> 001 <SEP> CoCl2
<tb> 0,
<SEP> 004 <SEP> N <SEP> SO3
<tb> 6 <SEP> B <SEP> 176 <SEP> 192 <SEP> 209 <SEP> 32, <SEP> 3 <SEP> 0, <SEP> 005 <SEP> MgC12 <SEP> 38 <SEP> 17, <SEP> 0 <SEP>
<tb> 0, <SEP> 001 <SEP> CoCl2
<tb> 0, <SEP> 004NHHCO3
<tb> 7 <SEP> B <SEP> 179 <SEP> 204 <SEP> 229 <SEP> 39,9 <SEP> 0, <SEP> 005MgCl2 <SEP> 48 <SEP> 18, <SEP> 0 <SEP>
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> NH <SEP> HCO3
<tb> No <SEP> Co++
<tb> 8 <SEP> B <SEP> 372 <SEP> 407 <SEP> 441 <SEP> 49, <SEP> 2 <SEP> 0,005 <SEP> MgSO4 <SEP> 74 <SEP> 38,0
<tb> 0,001 <SEP> CoCl2
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> Na <SEP> SQ3 <SEP>
<tb> 9 <SEP> B <SEP> 268 <SEP> 398 <SEP> 528-0, <SEP> 005MgC12 <SEP> 74 <SEP> 23, <SEP> 0 <SEP>
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> NH4HCO3
<tb> No <SEP> Co
<tb> 10 <SEP> B <SEP> 372 <SEP> 407 <SEP> 441 <SEP> 49, <SEP> 2 <SEP> 0,005 <SEP> MgSO4 <SEP> 36 <SEP> 20,0
<tb> 0, <SEP> 001 <SEP> CoCl2
<tb> 0, <SEP> 004 <SEP> Na2HPO3
<tb> 0,
<SEP> 001 <SEP> Na3PO4
<tb>
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Beispiel 11 : Die Halbwertzeiten der Präparate nach den Beispielen 2 bis 10 übertreffen noch chemisch an einen porösen Glasträger gekoppelte Glucoselsomerasepräparate unter entsprechenden Bedingungen. Die chemisch gekoppelte Glucoseisomerase wurde nach dem Verfahren der Anmeldung der gleichen Anmelderin (entsprechend USA-Anm. Ser. Nr. 227, 205) hergestellt. Der Träger bestand aus mit Zirkonoxyd überzogenem porösen Glas, an das das Enzym aus der Quelle A chemisch gekoppelt wurde. Das Material wurde in einem abschnittsweisen Umsetzungsgefäss unter gewöhnlichen Bedingungen geprüft, und besass eine Aktivität von 1068 IGIE/g.
Die Prüflösung bestand aus 2 M Glucose enthaltend 0, 02 M MgSO und 0, 001 M Cool2.
Eine 10, 2 g Trockengewicht dieses chemisch gekoppelten Enzympräparats enthaltende Kolonne wurde 18 Tage lang bei 6000 gefahren. Eine 50% ige Glucoselosung wurde mit einem konstanten Durchsatz von 124 bis 131 ml/h durch die Kolonne geleitet. Die Aktivität in der Kolonne wurde auf Grund einer die in bekannter Weise gemessene Umwandlungsrate (% Fructose) und den Durchsatz der Speiselösung in Beziehung setzenden empirischen Formel errechnet. Der Fructoseprozentsatz wurde mit einem automatischen Bendix Polarimeter in zwölf zeitlichen Abständen von 3 bis 431 h gemessen und zeigte eine Aktivitätsabnahme von 934 bis 473 IGIE/g. Die geschätzte Halbwertzeit wurde mit 16, 6 Tagen mit 95% Wahrscheinlichkeit 14, 8 bis 18, 8 Tagen ermittelt.
Während der ersten 24 h bestand die Speiselösung aus 50 Gew. -% Glucoselösung, ent- haltend 0, 005 M MgSO, 0, 004 M Na 2SO, und 0, 001 M cool2 mit einem pH-Wert von 7, 8. Während der restlichen Laufzeit wurde die Speiselösung ohne CoCl , im übrigen aber mit der gleichen Zusammensetzung eingeleitet.
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Ausser einer längeren Halbwertzeit unter gleichen Bedingungen ist das Präparat auch infolge geringerer Kosten des Trägermaterials und einer kleineren Anzahl von Verfahrensschritten auch wirtschaftlicher in der Herstellung.
Beispiel12 :ImHinblickaufdieausderUSA-PatentschriftNr.3,431,253bekannteMöglichkeitder Glucose-Fructoseumwandlung allein mit basischem Aluminiumoxydgranulat wurde der Einfluss des porösen aluminiumoxyds beim Vorgehen nach den Beispielen 2 bis 10 untersucht. Es wurde eine 11 g poröses Aluminiumoxyd mit 0, 05 M Magnesiumacetat und 0, 01 M Kobaltacetat enthaltende Kolonne unter Wiederholung der in den Beispielen angegebenen Voradsorptionsbehandlung gefahren.
Das behandelte, poröse Aluminiumoxyd wurde in eine thermostatisch auf 600C gehaltene Kolonne ge-
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005PH 7, 8 mit einem konstanten Durchsatz von etwa 45 ml/h durch die Kolonne geleitet. (Ein 277 IGIE/g enthaltendes, adsorbiertes Glucoseisomerasepräparat ergab 84% der theoretischen Umwandlung von Glucose zu Fructose unter sonst gleichen Bedingungen). Eine Probe des Ablaufs der nur Aluminiumoxyd enthaltenden Kolonne wurde täglich gesammelt und zur Bestimmung der prozentualen Umwandlung mit einem Polarimeter gemessen, wobei das Instrument mit der Speiselösung auf Null eingestellt wurde. Der pH-Wert des Produkts wurde ebenfalls gemessen.
Die Ergebnisse waren wie folgt :
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<tb>
<tb> Tag <SEP> Durchsatz <SEP> Fructose <SEP> Produkt
<tb> ml/h <SEP> theoret. <SEP> % <SEP> (PH)
<tb> 1. <SEP> 43, <SEP> 8 <SEP> 4, <SEP> 8 <SEP> 5, <SEP> 4 <SEP>
<tb> 2. <SEP> 47, <SEP> 0 <SEP> 0, <SEP> 0 <SEP> 6, <SEP> 4 <SEP>
<tb> 3. <SEP> 47, <SEP> 0 <SEP> 0, <SEP> 0 <SEP> 7, <SEP> 5 <SEP>
<tb> 4. <SEP> 47, <SEP> 0 <SEP> 0, <SEP> 0 <SEP> 7, <SEP> 5 <SEP>
<tb>
Zur Bestimmung der prozentualen Umwandlung infolge der Erhitzung der Speiselösung wurde eine weitere Kolonne ohne Aluminiumoxyd oder Enzympräparat bei 600C mit einem Durchsatz von 45 ml/h gefahren.
Die Umwandlung wurde mit 0, 5% und der Produkt-pH-Wert mit 7, 45 gemessen.
Aus den Beispielen kann geschlossen werden, dass das Aluminiumoxyd als solches nur fir einen sehr geringen oder gar keinen Teil der Glucoseumwandlung in Fructose verantwortlich ist. Um überhaupt eine Umwandlung zu zeigen, müsste wahrscheinlich die alkalische Isomerisation von Glucose in Fructose unter Verwendung von fein verteiltem oder porösem Aluminiuoxyd mit sehr viel längerer Verweilzeit durchgeführt werden.
Die Beispiele zeigen eindeutig den überraschenden und bedeutsamen technischen Fortschritt der Erfindung für die Glucoseumwandlung zu Fructose, besonders im grosstechnischen Betrieb.