KR101945962B1 - 돌연변이 채널로돕신 2 - Google Patents

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막스-플랑크-게젤샤프트 츄어 푀르더룽 데어 비쎈샤프텐 에.파우.
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Abstract

본 발명은 향상된 특성을 가지는 돌연변이 채널로돕신(channelrhodopsin), 이를 코딩하는 핵산 구조물, 핵산 구조물을 담지하는 발현벡터, 상기 핵산 구조물 또는 발현벡터를 포함하는 세포 및 이들 각각의 용도에 관한 것이다.

Description

돌연변이 채널로돕신 2{MUTANT CHANNELRHODOPSIN 2}
본 발명은 향상된 특성을 가지는 돌연변이 채널로돕신(channelrhodopsin), 이를 코딩하는 핵산 구조물, 핵산 구조물을 담지하는 발현벡터, 상기 핵산 구조물 또는 발현벡터를 포함하는 세포 및 이들 각각의 용도에 관한 것이다.
광 개폐성, 내향 정류(rectifying) 양이온 채널, 채널로돕신-2(ChR2)는 생체외 및 생체내 모두에서 뉴런의 표적화된 광활성화를 위한 바람직한 도구가 되고 있다1 -4. 야생형(WT) ChR2가 광 유도성 탈분극(depolarization)에 적용될 수 있지만, 잠재적인 향후 임상적용을 위해 증가된 감광성을 가진 ChR2 돌연변이에 대해 지속적으로 연구중이다(WO 03/084994 및 5-7). 예를 들어, 뇌 조직의 낮은 광학 투과도에도 불구하고 높은 효율은 적용된 광원에서 떨어진 세포 층의 탈분극을 가능하게 할 수 있다. 감광성의 증가는 또한 전체 WT ChR2 활성화에 필요한 높은 청색광 강도(480 nm에서 1018-1019 ph s-1 cm-2)로 인해 연속 조명 하에서의 잠재적 세포 손상 문제를 해결할 수 있다. 감광성이 높은 변이종은 또한 시력 회복과 관련한 연구에 중요하다8,9. 단백질 농도에 있어서, 감광성 자체는 ChR2 발색단 레티날(retinal)의 성질로 인해 미미하게 개선될 수 있을 뿐이므로 높은 광효율은 단지 개방 상태의 수명을 증가시키거나/시키고 채널의 단위 전도도(unit conductance)를 상승시켜서 얻어질 수 있다. 이전 연구들에서는 헬릭스 3과 4의 위치 C128과 D156 각각에서의 돌연변이가 최대 30분까지 개방 수명을 갖는 현저하게 저속된 채널 동역학을 유발하여 500배 이상의 높은 감광성을 얻는 것을 입증하였다5 ,6. 이러한 C128과 D156 돌연변이는 적색광에 의한 가변적인 개방 시간(open time)에 스위치 오프될 수 있다. 우수한 감광성에도 불구하고, 그의 저속 폐쇄 동역학은 이들의 적용가능성에 대한 제한요소가 되고 있다.
따라서, 고감광성과 더 빠른 반응 동역학을 나타내는 광 유도성 양이온 채널이 여전히 필요하다.
발명의 요약
세포 내막 표면 전위가 Ca++에 의해 강력하게 영향을 받는 것으로 알려져 있기 때문에 막하(submembraneous) 세포내 Ca++ 농도를 개질하면 막의 탈분극과 뉴런에서 전압 개폐 Na+ 채널의 활성화를 유도하게 될 것이다. 따라서, 본 발명자들은 뉴런의 감광성을 Ca++-유입(influx)으로 그의 내막 표면 전위를 상승시켜서 간접적으로 증가시킬 수 있다고 가정하였다. 놀라웁게도, 본 발명자들은 향상된 Ca++ 투과성을 갖는 ChR2 돌연변이를 발견하였으며, 이하에서 CatCh, 즉 칼슘 이행성(translocating) 채널로돕신으로 표시하였다. CatCh는 해마 뉴런에서 발현될 때 WT ChR2와 비교하여 4배 더 높은 Ca++ 투과성, 70배 더 높은 감광성 및 더 빠른 반응속도를 갖는다. 향상된 감광성과 빠른 반응속도는 내막 표면 전위를 상승시키고 Ca++-활성화 거대 전도성 칼륨 (BK) 채널을 활성화시키는 상대적으로 높은 광 개폐(light-gated) Ca++-유입에서 기인하는 것으로 보인다. [Ca++]i의 증가는 내부 표면 전위를 상승시켜서 전압 개폐 Na+-채널의 활성화를 촉진하고 감광성을 간접적으로 증가시킨다. 광 자극에 따른 재분극은 Ca++ 의존성 BK 채널 활성화에 의해 현저하게 가속된다. CatCh는 광 개폐 채널이 뉴런성 자극의 감광성을 증가시키기 위해 조작될 수 있는 새로운 원리를 예시한다. 활성화를 위해 낮은 광 강도를 필요로 하면서 정확하고 신속한 활성 전위를 촉발하는 것과 같은 그의 특징은 임상적 적용에서 광 개폐 채널의 사용을 위한 방법을 제시한다.
따라서, 제1 측면에서, 본 발명은 광 유도성 이온 채널에 관한 것으로, 여기에서 광 유도성 이온 채널은 SEQ ID NO: 1 (CHOP-2)의 1-309 위치에 나타낸 아미노산 서열에 대하여 적어도 70%의 상동성을 가지며, SEQ ID NO: 1에서 L132에 상응하는 위치에 돌연변이를 포함하는 아미노산 서열을 포함한다.
유사한 제2 측면에서, 본 발명은 또한 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널과 레티날(retinal) 또는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신에 관한 것이다.
또한, 제3 측면에서 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물을 제공한다.
또다른 측면에서, 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열 또는 제3 측면에 따른 핵산 구조물을 포함하는 발현벡터를 제공한다.
게다가, 제2 측면에 따른 채널로돕신, 제3 측면에 따른 핵산 구조물 또는 제4 측면에 따른 발현벡터를 포함하는 세포를 제공한다.
또한, 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널, 제2 측면의 채널로돕신, 본 발명에 따른 핵산 구조물 또는 발현벡터, 및 본 발명에 따른 세포의 의약으로서의 용도에 관한 것이다. 특히, 유전자 요법에서 본 발명에 따른 발현벡터의 용도가 고려된다.
보다 상세하게, 실명 또는 시력 저하의 치료에서 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널, 채널로돕신, 핵산 구조물, 발현벡터 또는 세포의 용도가 고려된다.
또다른 측면에서, 본 발명은 SEQ ID NO: 1의 128 위치에 상응하는 위치에 트레오닌, 세린 또는 알라닌; 및/또는 SEQ ID NO: 1의 156 위치에 상응하는 위치에 알라닌을 추가로 갖는 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널의 암 세포 제거에서의 용도를 제공한다.
최종 측면에서, 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널, 또는 제2 측면에 따른 채널로돕신, 또는 본 발명에 따른 세포의 고속대량스크리닝(high-throughput screening)에서의 용도에 관한 것이다.
바람직한 구체예의 상세한 설명
제1 측면에서, 본 발명은 광 유도성 이온 채널에 관한 것으로, 여기에서 광 유도성 이온 채널은 SEQ ID NO: 1 (CHOP-2)의 1-309 위치에 나타낸 아미노산 서열, 더욱 바람직하게 SEQ ID NO: 1의 1-315 위치에 나타낸 아미노산 서열, 더 정확히 SEQ ID NO: 1의 1-737 위치에 나타낸 아미노산 서열에 대하여 적어도 70%의 상동성을 가지며, SEQ ID NO: 1에서 L132에 상응하는 위치에 돌연변이를 포함하는 아미노산 서열을 포함한다.
야생형 CHOP2는 다음 아미노산 서열을 가진다:
Figure 112013029378546-pct00001
Figure 112013029378546-pct00002
본 발명의 광 유도성 이온 채널은 감광성 폴리엔(polyene)과 결합할 수 있는, 적어도 5 막관통 헬릭스(helix)를 갖는 막 단백질이다. 6 또는 7 막관통 (Transmembrane) 헬릭스를 갖는 막관통 단백질이 바람직하다. 그러나, 본 발명은 7 헬릭스 초과, 예를 들어 8, 9 또는 10 막관통 헬릭스를 갖는 막관통 단백질을 포함한다. 또한, 본 발명은 막관통 부분 이외에 C- 및/또는 N-터미널 서열을 포함하는 막관통 단백질에 관한 것으로, 여기서 C-터미널 서열은 막으로 둘러싸인 루멘 (lumen)의 내부, 예를 들어 세포의 세포질 또는 리포좀의 내부까지 이어지거나, 또한 막 외부 표면에 배열될 수 있다. 이것은 선택적으로 존재하는 N-터미널 서열에 적용되며, 마찬가지로 루멘 내 및 막의 외부 표면에 모두 배열될 수 있다. C- 및/또는 N-터미널 서열의 길이는 원칙적으로 제한이 없지만; 1 내지 1000 아미노산, 바람직하게 1 내지 500, 특히 바람직하게 5 내지 50 아미노산을 갖는, 막 내에 내재되어 있지 않은 C-터미널 서열을 갖는 광 유도성 이온 채널이 바람직하다. C-터미널 서열의 길이와 무관하게, 막 내에 내재되지 않은 N-터미널 위치 서열은 바람직하게 1 내지 500 아미노산, 특히 바람직하게 5 내지 50 아미노산을 포함한다. 막관통 헬릭스의 개념은 당업자들에게 잘 알려져 있다. 이것은 일반적으로 α-헬릭스 단백질 구조이며, 대체로 20 내지 25 아미노산을 포함한다. 그러나, 천연 막, 예를 들어 세포 또는 플라즈마막, 또는 합성 막일 수 있는 막의 성질에 따라, 막관통 세그먼트는 또한 더 짧거나 길 수 있다. 예를 들어 인공적 막에서 막관통 세그먼트는 최대 30 아미노산을 포함할 수 있는 반면, 또한 소수의 아미노산, 예를 들어 12 내지 16만을 포함할 수 있다.
바람직한 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 SEQ ID NO: 1의 1-309 위치에 나타낸 아미노산 서열에 대하여 적어도 70% 상동성, 바람직하게 적어도 75% 상동성, 더욱 바람직하게 적어도 80% 상동성, 보다 더 바람직하게 적어도 85% 상동성, 예를 들어 적어도 90% 상동성, 가장 바람직하게 적어도 95% 상동성을 갖는 아미노산 서열을 포함한다.
다른 바람직한 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 SEQ ID NO: 1의 1-315 위치에 나타낸 아미노산 서열에 대하여 적어도 70% 상동성, 바람직하게 적어도 75% 상동성, 더욱 바람직하게 적어도 80% 상동성, 보다 더 바람직하게 적어도 85% 상동성, 예를 들어 적어도 90% 상동성, 가장 바람직하게 적어도 95% 상동성을 갖는 아미노산 서열을 포함한다.
일반적으로, 아미노산 서열은 정렬된 서열에 대해 서열들 간의 서열 상동성이 적어도 x %일 때 다른 아미노산 서열 또는 상기한 SEQ ID NO: 1과 "적어도 x % 상동성"을 가진다. 이러한 정렬(alignment)은, 예를 들어 http://www.ncbi.nlm. nih.gov/blast/blast.cgi의 NCBI 홈페이지에 제공된 "BLAST" 프로그램 같은 공개적으로 이용가능한 컴퓨터 상동성 프로그램으로 거기에서 제공된 디폴트 세팅을 사용하여 수행할 수 있다. 핵산 서열 세트의 서열 상동성 백분율을 계산하는 다른 방법이 당분야에 공지되어 있다.
SEQ ID NO: 1의 1-309 또는 1-315 위치에 나타낸 아미노산 서열에 대하여 적어도 70% 상동성을 갖는 아미노산 서열을 포함하는 광 유도성 이온 채널의 예는 C. reinhardtii (gi: 15811379)에서 유래한 CHOP1, Volvox carteri에서 유래한 CHOP2 (gi: 167650748) 및 CHOP1 (gi: 167650744), 또는 CHOP2 또는 CHOP1의 다른 오솔로그(ortholog) 또는 대립유전자 변이체(allelic variant)이다.
보다 더 바람직한 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 L132 위치의 돌연변이를 제외한, SEQ ID NO: 1 (CHOP-2)의 1-309 위치에 나타낸 아미노산 서열을 포함하며, 바람직하게 이것으로 구성된다.
보다 더 바람직한 다른 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 L132 위치의 돌연변이를 제외한, SEQ ID NO: 1 (CHOP-2)의 1-315 위치에 나타낸 아미노산 서열을 포함하며, 바람직하게 이것으로 구성된다.
SEQ ID NO: 1에서 L132 위치 또는 L132에 상응하는 위치의 돌연변이는 치환, 첨가 및/또는 결실일 수 있다. 그러나, 바람직하게 돌연변이는 치환이고, 더욱 바람직하게 L132C, L132S, L132E, L132D, 및 L132T에서 선택된 치환이고, 가장 바람직하게 여기에서 치환은 L132C이다. 실험 데이터는 L132C에 한정되었지만, 치환 L132S, L132E, L132D, 및 L132T 모두가 채널의 극성을 증가시키므로 유사한 특성을 나타낼 것으로 생각된다.
또한, 광 유도성 이온 채널은 (반)보존적((semi-)conservative) 치환을 추가로 포함한다. 보존적 치환은 아미노산 측쇄와 화학적 특성에 연관된 아미노산 그룹 내에서 발생하는 것들이다. 이러한 그룹의 예는 염기성 측쇄, 산성 측쇄, 비극성 지방족 측쇄, 비극성 방향족 측쇄, 비하전 극성 측쇄, 소형 측쇄, 거대 측쇄 등을 갖는 아미노산이다. 전형적인 반-보존적 및 보존적 치환은 다음과 같다:
Figure 112013029378546-pct00003
또한, 당업자라면 입체적으로 까다로운 위치의 글리신은 치환되지 않아야 하고 프롤린은 알파-헬릭스 또는 베타-시트 구조를 가지는 단백질의 일부에 삽입되지 않아야 하는 것을 알 수 있다.
다른 바람직한 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 컨센서스 모티프(motif) L(I)DxxxKxxW(F,Y)를 포함한다. 괄호 안의 아미노산은 각각의 경우에 선행 아미노산을 대체할 수 있다. 이 컨센서스 서열은 레티날 결합 아미노산 리신을 둘러싸고 있는 모티프이다.
높은 주기 정밀도를 유지하면서 자연적으로 발생한 광 강도로 CatCh를 활성화하는 가능성은 이것을 특히 유전자 치료 시력 회복 노력뿐만 아니라 다른 생물의학적 적용에서 독특한 후보물질이 되게 한다. 그의 감소된 광 요구성으로 인해 CatCh 스파이크(spike)는 그의 스펙트럼 최대값 474 nm를 벗어난, 예를 들어 녹색광(532 nm - 도 4d 참조)으로의 여기에 의해서도 생성될 수 있다. 활성 스펙트럼의 외부 측면에서의 작용이 그의 감소된 광 요구성으로 인하여 가능하고 조직 투과를 촉진한다.
따라서, 본 발명의 돌연변이성 광 유도성 이온 채널의 감광성은 해마 뉴런의 WT CHOP-2에 비하여 바람직하게 5 배 이상, 바람직하게 10 배 이상, 더욱 바람직하게 20 배 이상, 예를 들어 30 배, 보다 더 바람직하게 40 배 이상, 예를 들어 50 배, 가장 바람직하게 60 배 이상, 또는 70 배 이상까지도 증가한다. 또한, 본 발명의 돌연변이성 광 유도성 이온 채널은 해마 뉴런에서 전세포(whole-cell) 전기생리학적 기록으로 측정된 WT CHOP-2에 비하여 적어도 1.5 배, 더욱 바람직하게 2 배, 보다 더 바람직하게 2.5 배 증가된 자극 빈도를 나타낸다. 실시예에 나타낸 바와 같이, WT-Chop2는 약 10 Hz에서 최대 약 20 Hz까지 해마 뉴런에서 자극 빈도를 나타내며, 여기서 20 Hz에서 시그널링은 이미 오류가 있다. 또한, 당업자라면 고유 스파이크 빈도 또한 세포 종류에 따라 다르다는 것을 인식할 것이다. 예를 들어, 청세포는 최대 500 Hz의 고유 스파이크 빈도를 갖는다. 또한, 실험은 생체외, 즉 주위온도에서 수행된다. 그러나, 당업자라면 반응속도 또한 온도 의존적이므로 자극 빈도는 온혈동물, 예를 들어 포유동물에서 훨씬 더 높다고 예상할 수 있다. 따라서, 세포 종류와 온도에 따라 본 발명의 돌연변이성 광 유도성 이온 채널은 또한 전세포 전기생리학적 기록으로 측정된 WT CHOP-2와 비교하여 적어도 5배, 바람직하게 적어도 10배, 예를 들어 적어도 20배, 적어도 30배, 더욱 바람직하게 적어도 40배, 적어도 50배, 예를 들어 적어도 60배, 적어도 70배, 보다 더 바람직하게 적어도 80배, 적어도 90배, 또는 적어도 100배, 가장 바람직하게 적어도 125배, 예를 들어 적어도 150배, 적어도 175배, 가장 바람직하게 적어도 200배까지도 증가된 자극 빈도를 나타낼 수 있을 것으로 기대된다. 해마 뉴런 배양물과 해마 뉴런의 전기생리학적 기록을 아래 실시예에 예시하였다.
요약하면, 출생 후의 PI Sprague-Dawley 래트(Jackson Laboratory)에서 해마를 분리하여 파파인(20 U ml-1)으로 20분 동안 37 ℃에서 처리하였다. 해마를 10% 소태아혈청이 보충된 DMEM (Invitrogen/Gibco, 고글루코스)으로 세척하여 소량의 이 용액으로 분쇄하였다. ~75,000 세포를 24웰 플레이트에서 폴리-D-리신/라미닌(laminin) 코팅된 유리 커버 슬립에 도포하였다. 3시간 후에 도포 배지를 배양 배지[Neurobasal A(2% B-27 보충액, 2 mM Glutamax-I 및 100 U/ml 페니실린 및 100 μg/ml 스트렙토마이신 함유)]로 대체하였다. 돌연변이 ChR2(L132C)-YFP와 ChR2 (WT)-YFP를 도포한 5-10일 후에 리포펙타민(lipofectamine) 2000 시약(Invitrogen)을 사용하여 형질감염시켰다. 선택적으로, 2-5 × 109 GC/ml의 바이러스(AAV2/7-CAG-ChR2(L132C)-2A-EGFP-WPRE-bGH)를 도포한 4-9일 후에 각 웰에 첨가할 수 있다. Adeno-결합 바이러스 벡터 구조물의 대표적 구성을 이하의 실시예에 상세히 기술하였다. 발현은 형질도입 5일 후에 가시화되었다. 전트랜스형(all-trans) 레티날은 배양 배지 또는 어떤 실험용 기록 배지에도 첨가하지 않았다.
배양된 해마 뉴런의 전세포 기록에 있어서, 5-10 MΩ의 저항을 갖는 패치 피펫을 pH 7.2로 적정된, 129 mM 포타슘 글루코네이트, 10 mM HEPES, 10 mM KCl, 4 mM MgATP 및 0.3 mM Na3GTP로 충전하였다. Tyrode 용액을 세포외 용액(125 mM NaCl, 2 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 30 mM 글루코스 및 25 mM HEPES, pH 7.4로 적정)으로 사용하였다. 명목상 Ca++가 없는 세포외 용액은 0 mM Ca++와 3 mM Mg++를 갖는 것을 제외하고 동일한 용액을 함유한다. 흥분성 시냅스 전달 차단제, 1,2,3,4-테트라하이드로-6-니트로-2,3-디옥소-벤조[f]퀴녹살린-7-설폰아미드 (NBQX, 10 μM, Sigma) 및 D(-)-2-아미노-5-포스포노펜탄산 (AP-5, 50 μM, Sigma)의 존재 하에 기록하였다. 전압 클램프 기록을 위하여 1 μM 테트로도톡신을 세포외 용액에 첨가하였다. BK-채널 활성을 저해하기 위하여 1 mM TEA를 첨가하였다. 형광램프가 구비된 Zeiss Axiovert 25 도립 현미경으로 기록을 수행하였다. 성공적인 단백질 발현이 EGFP- 또는 YFP -매개 형광으로 입증되었다. 뉴런 접촉 저항은 15-40 MΩ였고 실험 전체에서 안정성을 모니터하였다. Axopatch 200A 증폭기(Axon Instruments, Union City, CA, 미국)를 사용하여 전기생리학적 시그널을 증폭하고, 10 kHz로 필터하고 Axon Digidata 1600 (50 Hz)로 디지털화하여 pClamp9 소프트웨어(Axon Instruments)를 사용하여 획득 및 분석하였다. 광전류를 다이오드 펌프 고체 상태 레이저(Pusch Opto Tech GmbH; λ1 = 473 nm, P1 = 100 mW, λ2 = 532 nm, P2 = 50 mW)의 다양한 길이의 광 펄스 또는 엑시머 펌프 다이 레이저(Coumarin 2, λ = 450 nm)의 10 ns 플래쉬를 사용하여 유발하였다. 특정 광 강도는 400 μm 직경 석영 광섬유(STE-F100/400-Y-VIS/NIR; Laser 2000, Wessling, 독일)의 말단에서 세포로부터 ~500 μm 거리에서의 강도이다. ChR2(L132C)-YFP와 ChR2(L132C)-2A-EGFP를 발현하는 뉴런에서 측정된 전류는 동일하였다.
또한, 다른 바람직한 구체예에서, 본 발명의 돌연변이 광 유도성 이온 채널의 칼슘 전도도는 HEK293 세포에 대한 Fura-2-이미징에 의해 측정된 WT CHOP-2와 비교하여 적어도 2배, 바람직하게 적어도 3배, 더욱 바람직하게 적어도 4배 증가하였다. 칼슘 전도도를 측정하기 위해 Fura-2 AM (5 mM; Invitrogen)을 실온에서 30분 내지 1시간 동안 로딩하였다. 로딩 후, 세포를 Ca++가 없는 140 mM NaCl 용액(140 mM NaCl, 7 mM EGTA, 2 mM MgCl2 및 10 mM HEPES)에 회수하였다. 황색 형광 단백질을 460/40 nm 필터(Visitron Systems, Puchheim, 독일)를 사용하여 500 ms 노광으로 여기하여 각 세포의 발현수준을 그의 YFP-형광으로부터 측정하였다. 이후, 용액을 90 mM CaCl2, 7 mM EGTA, 2 mM MgCl2 및 10 mM HEPES를 포함하는 세포외 Ca++ 용액으로 대체하였다. 암소 내에서 15분 후에 광 개폐 채널을 청색광(460/40 nm)으로 10초 동안 자극하였다. Fura-2를 340 nm (340/20) 및 380 nm (380/20)로 여기시키고 방출된 빛(540/80 nm)을 CCD 카메라(모든 필터는 Visitron Systems(Puchheim, 독일) 제품)로 검출하였다.
위에서 시사한 바와 같이, 돌연변이 광 유도성 이온 채널은 추가적으로 다른 돌연변이, 바람직하게 치환을 포함할 수 있다. 바람직한 일 구체예에서, 광 유도성 이온 채널은 다음 아미노산 잔기 중 적어도 하나를 추가적으로 포함할 수 있다: SEQ ID NO: 1의 253 위치에 상응하는 위치의 아스파트산; SEQ ID NO: 1의 257 위치에 상응하는 위치의 리신; SEQ ID NO: 1의 260 위치에 상응하는 위치의 트립토판; SEQ ID NO: 1의 123 위치에 상응하는 위치의 글루탐산; SEQ ID NO: 1의 134 위치에 상응하는 위치의 히스티딘 또는 아르기닌, 바람직하게 아르기닌; SEQ ID NO: 1의 128 위치에 상응하는 위치의 트레오닌, 세린 또는 알라닌; 및/또는 SEQ ID NO: 1의 156 위치에 상응하는 위치의 알라닌. 따라서, 돌연변이 광 유도성 이온 채널은 SEQ ID NO: 1에 상응하는, 표시된 위치의 아미노산 잔기들의 다음 조합들 중 하나를 포함할 수 있다:
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그러나, 상기한 리스트에서 Cys 132는 또한 Ser 132, Glu 132, Asp 132, 또는 Thr 132로 치환될 수 있다.
일반적으로, 광 유도성 이온 채널의 작용에 필요한 레티날 또는 레티날 유도체는 상기한 이온 채널로 형질감염될 세포에 의해 생산된다. 형태에 따라, 레티날은 전trans 레티날, 11-cis-레티날, 13-cis-레티날, 또는 9-cis-레티날일 수 있다. 그러나, 본 발명의 돌연변이 광 유도성 이온 채널은 베시클(vesicle), 리포좀 또는 기타 인공적 세포막에 결합될 수 있다. 따라서, 제2 측면에서 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널과 레티날 또는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신을 제공한다. 바람직하게, 레티날 유도체는 3,4-데하이드로레티날, 13-에틸레티날, 9-dm-레티날, 3-하이드록시레티날, 4-하이드록시레티날, 나프틸레티날; 3,7,11-트리메틸-도데카-2,4,6,8,10-펜타에날; 3,7-디메틸-데카-2,4,6,8-테트라에날; 3,7-디메틸-옥타-2,4,6-트리에날; 및 6-7 회전-차단된 레티날, 8-9 회전-차단된 레티날, 및 10-11 회전-차단된 레티날로 구성되는 군에서 선택된다. 또한, 제1 측면의 바람직한 구체예는 제2 측면의 바람직한 구체예에 해당한다.
제3 측면에서, 본 발명은 또한 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물에 관한 것이다. 최적 발현을 확보하기 위하여 코딩 DNA는 또한, 예를 들어 선택된 숙주의 바람직한 코돈 사용에 적합한 조절 서열 및/또는 타겟팅 서열을 첨가하거나/하고 코딩 DNA 서열을 매칭하여 적합하게 변성될 수 있다. 타겟팅 서열은 광 유도성 이온 채널을 세포내 특정 부위 또는 컴파트먼트, 예를 들어 시냅스 또는 시냅스 후부위, 축삭소구(axon-hillock), 또는 소포체 (endoplasmic reticulum)에 타겟팅하는 C-터미널 연장을 코딩할 수 있다. 본 발명의 단백질 서열의 발현을 제공하기 위해 핵산은 다른 요소(element), 예를 들어 프로모터 및 전사 개시 및 중지 시그널 및 번역 개시 및 중지 시그널 및 폴리아데닐화 시그널과 조합될 수 있다. 프로모터는 유도성 또는 구성적, 일반적 또는 세포 특이적 프로모터일 수 있다. 세포 특이적 프로모터의 예로는 양극성 세포에 특이적인 mGlu6-프로모터가 있다. 프로모터, 벡터 및 다른 요소의 선택은 당분야의 통상적 기술 수준 내에서 일반적 설계의 문제이다. 이와 같은 수많은 요소들이 문헌에 기술되어 있으며 상업적 공급체로부터 입수가능하다.
따라서, 제4 측면에서 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열 또는 제3 측면에 따른 핵산 구조물을 포함하는 발현벡터를 제공한다. 바람직한 구체예에서, 벡터는 유전자 요법에 적합하고, 특히 여기에서 벡터는 바이러스 매개 유전자 전달에 적합하다. "바이러스 매개 유전자 전달에 적합한"이란 용어는 여기에서 상기 벡터가 바이러스 내에 인입될 수 있고, 그에 따라 관심있는 부위 또는 세포에 전달될 수 있음을 의미한다. 유전자 요법에 적합한 바이러스의 예는 레트로바이러스, 아데노바이러스, 아데노 결합 바이러스, 렌티바이러스(lentivirus), 수두 바이러스, 알파바이러스, 광견병(rabies) 바이러스, 셈리키(semliki) 삼림열 바이러스 및 헤르페스 바이러스이다. 이러한 바이러스들은 이 바이러스들이 이들이 인식하고 감염시킬 수 있는 세포에 유전자를 얼마나 잘 전달하는지와 이들이 세포의 DNA를 영구적으로 또는 일시적으로 변경하는지에 따라 다르다. 그러나, 유전자 요법은 또한 비바이러스성 방법, 예를 들어 네이키드(naked) DNA, 접합체(lipoplexes)와 폴리플렉스, 및 덴드리머(dendrimer)의 적용을 포함한다.
상기한 바와 같이, 얻어진 핵산 서열은, 예를 들어 바이러스를 담체로 사용하거나, 예를 들어 화학적 형질감염체(예: Lipofectamine, Fugene 등), 전기천공법, 인산칼슘 공침전 및 DNA의 직접 확산을 포함하는 형질감염으로 세포에 도입될 수 있다. 세포를 형질감염시키는 방법은 실시예에 상세히 기술하였으며 각각의 수용체 세포에 적합화할 수 있다. 형질감염된 DNA가 게놈 또는 불안정한(일시적인) 세포 또는 세포주에 통합될 경우 DNA를 사용한 형질감염은 안정한 세포 또는 세포주를 얻으며, 여기에서 형질감염된 DNA는 염색체외 형태로 존재한다. 또한, 안정한 세포주는 에피솜 복제 플라스미드를 사용하여 얻어질 수 있으며, 이것은 염색체외 플라스미드의 유전이 세포 게놈에 통합된 조절 요소로 조절되는 것을 의미한다. 일반적으로 적합한 벡터 또는 플라스미드의 선택은 목적하는 숙주 세포에 따라 달라진다.
따라서, 제5 측면에서 본 발명은 제2 측면에 따른 채널로돕신, 제3 측면에 따른 핵산 구조물 또는 제4 측면에 따른 발현벡터를 포함하는 세포에 관한 것이다.
이하에 기술된 바와 같이, 본 발명에 따른 돌연변이 광 유도성 이온 채널의 적용 중 하나는 사람 또는 동물 등의 시각장애의 치료이다. 자연적인 시각 세포가 더이상 작용하지 않지만 모든 신경연결이 계속 작동할 수 있는 수많은 질환들이 있다. 오늘날, 다양한 연구센터들에서 망막에 인공적 세라믹 광전지(photocell)를 갖는 박막을 이식하는 것이 시도되고 있다. 이 광전지들은 레티날의 2차적인, 거의 온전한 세포를 탈분극하여 신경충격을 촉발시키게 된다(생체공학적 눈). 이러한 신경절 (ganglion) 세포, 아마크린 세포 또는 양극성 세포에서 본 발명에 따른 광 조절 이온 채널의 의도적인 발현은 대단히 명쾌한 해결책이 될 것이며 더 큰 3차원 시각적 해상도를 실현할 수 있다.
상응하는 채널을 자연적으로 발현하지 않는 세포의 막에 돌연변이 광 유도성 이온 채널을 결합하는 것은, 예를 들어 재조합 DNA 기술의 공지된 방법을 사용하여 이온 채널을 코딩하는 DNA를 먼저 적합한 발현벡터, 예를 들어 플라스미드, 코스미드(cosmid) 또는 바이러스에 결합한 다음, 타겟 세포를 이것으로 형질전환하고 단백질을 숙주에서 발현하여 간단하게 수행할 수 있다. 다음으로, 단백질과 레티날 간 Schiff 염기의 연결이 가능하도록 세포를 적합한 방법, 예를 들어 레티날로 처리한다.
바람직한 구체예에서, 이것은 박테리오로돕신(bacteriorhodopsin) 및/또는 소 로돕신 같은 로돕신에 대해 이미 성공적으로 수행된 Saccharomyces cerevisiae , Schizosaccharomyces pombe 또는 Pichia pastoris 같은 다양한 효모에서 일어난다.
발현은 또한 임의의 포유동물 세포계 또는 곤충 세포계에서 일어날 수 있다. 따라서, 바람직한 구체예에서 세포는 포유동물 세포 또는 곤충 세포이다. 발현은, 바람직하게 흑색종 세포(예를 들어 BLM 세포주), COS 세포("African green monkey kidney CV1" 세포의 감염에 의해 생성) 또는 HEK 세포("인간 배아 신장 세포", 예를 들어 HEK293 세포), 또는 BHK-세포 ("베이비 햄스터 신장 세포")에서 일시적 발현으로서 에피솜 벡터로, 또는 CHO 세포 ("차이니즈 햄스터 난소 세포"), 골수종 세포 또는 MDCK 세포("Madine-Darby 개 신장 세포") 또는 바큘로바이러스 (baculovirus)로 감염된 Sf9 곤충 세포에서 (게놈으로의 통합에 의한)안정한 발현 형태로 일어난다. 따라서, 더욱 바람직한 구체예에서 포유동물 세포는 COS 세포; BHK 세포; HEK293 세포; CHO 세포; 골수종 세포; 또는 MDCK 세포이다.
시력 회복과 관련하여, 가장 바람직한 구체예에서, 포유동물 세포는 광수용체 세포; 망막 막대세포; 망막 원뿔세포; 망막 신경절세포; 양극성 뉴런; 신경절세포; 위단극(pseudounipolar) 뉴런; 다극성 뉴런; 피라미드 뉴런, 푸르키네 (Purkinje) 세포; 또는 과립 세포이다.
뉴런은 전기적 및 화학적 시그널링에 의해 정보를 처리 및 전달하는 전기적으로 여기가능한 세포이며, 여기에서 화학적 시그널링은 다른 세포와의 특정한 연결인 시냅스에 의해 발생한다. 촉감, 소리, 빛 그리고 감각 기관의 세포에 영향을 주는 수많은 다른 자극에 반응하는 감각 뉴런, 뇌와 척수에서 시그널을 수신하고 근육 수축을 유발하여 분비에 영향을 미치는 운동 뉴런, 및 뇌 또는 척수의 같은 영역 내 다른 뉴런에 뉴런을 연결하는 인테뮤론(intemeurons) 같은 수많은 특정화된 종류의 뉴런이 존재한다. 일반적으로, 뉴런은 소마(soma), 수상돌기 (dendrites), 및 축색돌기(axon)를 포함한다. 수상돌기들은 세포체에서 발생하는 필라멘트로, 대개 수백 마이크론 이어지며 여러 번 분지한다. 축색돌기는 축삭소구라고 불리는 부위에서 세포체에서 발생하는 특별한 세포 필라멘트이다. 축색돌기는 종료 전에 수백 번 분지하지만, 뉴런의 세포체는 대개 다수의 수상돌기를 발생하나 하나를 초과하는 축색돌기는 결코 발생하지 않는다. 대부분의 시냅스에서 시그널은 하나의 뉴런의 축색돌기에서 다른 뉴런의 수상돌기로 보내진다. 그러나, 이러한 규칙에 많은 예외가 있으며: 수상돌기가 없는 뉴런, 축색돌기가 전혀 없는 뉴런, 축색돌기를 다른 축색돌기에 연결하거나 수상돌기를 다른 수상돌기에 연결한 시냅스 등이다. 대부분의 뉴런은 또한 해부학적으로 단극성(unipolar) 또는 위단극성(수상돌기와 축색돌기가 같은 과정에서 발생한다), 양극성(소마 양 말단에 축색돌기와 단일 수상돌기), (둘 이상의 수상돌기를 갖는)다극성으로 특성화될 수 있으며, 추가로 (i) 추상세포, 푸르키네 세포 및 전각세포 같은 길게 돌출한 축색돌기 가지를 갖는 골지(Golgi) I 뉴런, 및 (ii) 골지 II: 축색돌기 가지가 국소적으로 돌출한 뉴런, 예를 들어 과립세포로 분류할 수 있다.
광수용체 세포는 광변환(phototransduction)할 수 있는 망막에서 발견된 특정화된 뉴런이다. 2개의 대표적인 광수용체는 막대와 원뿔이며, 각각은 시각계에 의해 사용된 정보를 제공한다. 망막 신경절세포는 눈 망막의 내부표면 가까이에 위치한 뉴런의 일종이다. 이 세포들은 수상돌기와 긴 축색돌기를 가지며, 피개 (protectum) (중뇌), 시상하부의 시교차상핵 및 외측 슬상(lateral geniculate)(시상)으로 돌출해 있다. 적은 비율도 시력에 전혀 또는 거의 기여하지 않지만, 그 자체는 감광성이다. 이것의 축색돌기는 망막시상하부 신경로를 형성하고 일주기(circadian) 리듬과 동공대광반사, 동공의 리사이징에 기여한다. 이것은 2개의 중간 뉴런 타입, 양극성 세포와 아마크린 세포에 의해 광수용체에서 시각 정보를 받는다. 아마크린 세포는 망막 내 인테뮤론이고, 망막 신경절세포로의 입력의 70%를 담당한다. 양극성 세포는 망막 신경절로의 입력의 나머지 30%를 담당하고 아마크린 세포에 의해 조절된다. 망막의 일부로서, 양극성 세포는 광수용체(막대 세포 및 원뿔 세포)와 신경절세포 사이에 존재한다. 이들은, 직접적으로 또는 간접적으로 광수용체에서 신경절세포로 시그널을 전달하는 작용을 한다.
세포는 단리하여 (유전적으로 변성하고) 적절한 온도와 기체 혼합물(전형적으로, 37 ℃, 5% C02) 하에, 임의로 당업자들에게 알려진 세포 인큐베이터에서, 실시예에서 임의의 세포주 또는 세포 종류에 대해 예시된 바와 같이 유지 및 배양할 수 있다. 배양 조건은 각각의 세포 종류에 따라 달라질 수 있고, 특정 세포 종류에 대한 조건의 차이가 상이한 표현형을 생성할 수 있다. 온도와 기체 혼합물과 별개로, 세포 배양 시스템에서 가장 통상적으로 변화되는 인자는 성장 배지이다. 성장 배지의 레서피는 pH, 글루코스 농도, 성장인자 및 특히 다른 영양성분의 존재에 따라 달라질 수 있다. 성장 배지는 상업적으로 입수하거나, 조성물에 따라 제조할 수 있으며, American Tissue Culture Collection(ATCC)으로부터 입수할 수 있다. 보충 배지에 사용된 성장인자는 주로 소 혈청 같은 동물 혈액에서 유도된다. 또한, 항생제를 성장 배지에 첨가할 수 있다. 배양 세포에 대해 수행된 일반적인 조작 중에는 배지 교환과 패시징(passaging) 세포가 있다.
CatCh의 적용에 대한 추가적인 잠재 영역이 있다. Ca++는 중요한 세포내 조절자(regulator)이므로, CatCh가 세포의 잘 조정된 Ca++ 항상성 내로의 광학적 개입에 대한 문을 개방하여 그 상태와 활성을 조절한다. 기초 연구에서, CatCh는 케이지된(caged) Ca++에 대한 대안으로서 Ca++-의존성 세포외 배출을 임의로 조절하거나26 (예를 들어, 시냅스에서 전달물질 방출), 칼슘 활성화 키나제 및 포스파타제에 의해 하방 세포내 공정을 임의로 활성화하거나 골지 장치 또는 소포체 같은 세포내 컴파트먼트에 CatCh를 타겟팅하여 세포자멸사를 유발하는데 사용될 수 있다.
그러므로, 본 발명의 추가적인 측면은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널 또는 제2 측면에 따른 채널로돕신, 또는 제3 측면에 따른 핵산 구조물 또는 본 발명에 따른 세포의 의약으로서의 용도이다. 특히, 본 발명의 발현벡터는 유전자 요법에 사용될 수 있다. 더욱 구체적으로, 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널, 제2 측면에 따른 채널로돕신, 제3 측면에 따른 핵산 구조물 또는 본 발명에 따른 세포는 실명 또는 시력 저하의 치료에 사용될 수 있다. 그러나, 최대 300 Hz까지의 그의 작용의 빠른 스파이크 개시와 가속된 재분극으로 인하여 청력 재건 또는 난청의 치료에서 광 유도성 이온 채널의 사용도 고려되고 있다.
또한, 제1 측면에 따른 돌연변이 광 유도성 이온 채널은 추가 치환을 포함하여(소위 SFO's, 또는 슬로우 돌연변이라 함, 표 1 참조), 영구적인 광 유도성 칼슘 유입을 유도한 다음, 세포 사멸을 유발한다. 따라서, SEQ ID NO: 1의 128 위치에 상응하는 위치에 트레오닌, 세린 또는 알라닌; 및/또는 SEQ ID NO: 1의 156 위치에 상응하는 위치에 알라닌을 추가적으로 갖는 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널을 암 세포의 절제에서 사용하는 것이 고려되고 있다. 예를 들어, 본 발명에 따른 발현벡터는 암 세포에 대한 암세포 표면 마커를 통해 바이러스 매개 유전자 전달의 표적이 될 수 있다. 또한, 특히 레트로바이러스가 바람직하게 암 세포 같은 빠른 분화 세포에 결합하는 것을 주목해야 한다. 결론적으로, 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널은 암 세포의 세포막에서 주로 발현되고 결합된다. 빛에 의해 자극되면, 이러한 이온 채널들이 개방되어 영구적인 칼슘 유입을 유발하므로써 암 세포의 사멸을 유도한다. 이러한 용도는 흑색종 암 세포 같은 빛에 자연적으로 노출된 암 세포의 절제에 특히 유리하다. 그러므로, 바람직한 구체예에서 암은 흑색종 암이다.
최종 측면에서, 본 발명은 제1 측면에 따른 광 유도성 이온 채널 또는 제2 측면에 따른 채널로돕신, 또는 본 발명에 따른 세포의 고속대량스크리닝에서의 용도에 관한 것이다. 고속대량스크리닝(HTS)은 약물 발견과, 생물학 및 화학 분야와 관련하여 특별히 사용되는 과학적 실험방법이다. HTS에 의해 연구자는 주로 현대적 로보틱스, 데이터 처리 및 컨트롤 소프트웨어, 액체 취급 장비, 및 예민한 검출기의 조합으로 단시간 내에 수많은 생화학적, 유전적 또는 약리학적 시험을 효과적으로 수행할 수 있다. 이 방법으로 특정 생체분자 경로를 조절하는 활성 물질, 특히 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널, Ca++-유도성 칼륨 채널, 또는 BK 채널 같은 이온 채널을 변성하는 물질을 신속하게 동정할 수 있다. 예를 들어, Ca++-유도성 칼륨 채널과 광 유도성 이온 채널을 숙주 세포에서 동시 발현할 수 있다. 빛에 의한 자극시, 광 유도성 채널이 개방되고 세포내 Ca++ 농도가 증가하여 칼륨 채널을 활성화한다. 따라서, 막 전위의 변화를 감지하게 되고, 이것은 RH 421 (N-(4-설포부틸)-4-(4-(4-(디펜틸아미노)페닐)부타디에닐)피리디늄, 이너(inner) 염) 같은 전위 민감성 염료에 의해 모니터할 수 있다. 그러므로, 이러한 HTS는 다음 단계들을 포함할 수 있다: (i) Ca++-유도성 (칼륨) 채널과 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널을 발현하는 세포를 Ca++-유도성 채널에 대한 캔디데이트 물질과 접촉시키고, (ii) 광 유도성 채널을 유발하기 위해 광 자극을 적용하고, (iii) 막 전위의 변경(혼합 시그널)을 측정하고, (iv) 단계 (iii)에서 측정된 시그널과, 단계 (ii)가 수행된 본 발명에 따른 광 유도성 이온 채널을 발현한 세포에서만 측정된 시그널(싱글 시그널)과 비교한다. 막 전위 변화의 감소는 Ca++-유도성 (칼륨) 채널의 유망한 조절자임을 나타내는 것이다. 이러한 방법은 약 5:1의 시그널 대 노이즈 비율을 얻을 것으로 예상되며, 이것은 Ca++-유도성 채널을 발현하는 세포에서만 수행된 직접 측정과 비교하여 상당히 개선되었다. 개선된 시그널 대 노이즈 비율로 인하여 상기 방법은, 특히 광 유도성 이온 채널을 사용하여 HTS에 특히 적합할 수 있다.
본질적으로, HTS는 특정 타겟에서의 다수 물질의 효과에 대한 다량의 실험 데이터를 상대적으로 단시간 내에 수집하는 방법을 사용한다. 스크린은, 이 내용에서 (일반적으로 과학적 가설을 시험하는) 단일 목표를 갖는 대규모 실험이며, 여기에서 이러한 데이터는 모두 차후에 적용될 수 있다. HTS에서 본 발명에 따른 세포는 다수 웰 플레이트 같은 조직 플레이트, 예를 들어 96웰 플레이트에 접종할 수 있다. 그런 다음, 플레이트의 세포를 타겟 이온 채널과 상호작용하는데 충분한 시간 동안 시험 물질과 접촉시킨다. 시험 물질은 플레이트를 가로지르는 웰 대 웰이 상이할 수 있다. 인큐베이션 시간이 경과한 후, 플레이트 웰 모두에 대해 수동으로 또는 기계에 의해 측정하여 임의로 시험 물질과 접촉되지 않은 세포의 측정과 비교한다. 연구자가 패치 클램프를 사용하면서 아직 자동화된 방법으로 구현되지 않는 효과를 찾는다면, 수동 측정이 필요할 수 있다. 반면, 전문화된 자동화 분석기가 웰에 대한 수많은 실험을 수행할 수 있다(예를 들어, 특정 빈도의 광 분석 또는 고속대량 패치-클램프 측정). 이 경우, 분석기는 각 실험의 결과를, 예를 들어 수치의 그리드로 출력하고, 각 숫자는 단일 웰에서 얻어진 값으로 맵핑한다. 이러한 최초 에세이의 결과에 따라, 연구자는 동일한 스크린 내에서 새로운 에세이 플레이트에 활성(즉, 세포내 사이클릭 뉴클레오티드 수준을 변성)인 것으로 확인된 것들과 유사한 물질을 사용하여 후속 에세이를 수행할 수 있으며, 이후 실험을 재실행하여 추가 데이터를 수집하고 세포에서 약물의 효과를 개선하는 화학제의 구조를 최적화할 수 있다. 자동화는 HTS의 유용성에 있어서 중요한 요소이다. 전문 로봇이 생성에서 최종 분석까지 단일 에세이 플레이트의 수명 동안 대부분 공정을 주로 담당한다. HTS 로봇은 일반적으로 많은 플레이트를 동시에 제조 및 분석할 수 있고, 데이터 수집 공정을 더 가속화한다. 본 발명에 따른 HTS에 적합한 장치의 예는 형광이미징 플레이트 판독기(FLIPRTM; 분자 장비), FLEXstationTM (분자 장비), 전압 이온 프로브 판독기(VIPR, Aurora Biosciences), Attofluor® Ratio Vision® (ATTO)을 포함한다.
이하에서, 본 발명을 도면과 실시예에 의해 상세히 설명하였으며, 본 발명의 범위가 이에 한정되지는 않는다.
도 1 감각 로돕신 2 구조(PDB 코드 1H2S)에 기초한 ChR2의 상동성 모델. 시스테인 스캐닝의 타겟 영역(R115 내지 T139)은 막관통 헬릭스 3 (TM3)에 위치하며 빨간색으로 강조되었다. 삽입 그림은 돌연변이 L132C의 가능한 위치, 점선으로 표시된 TM3와 TM4를 연결하는, 수소결합된 C128과 D156, 및 프로톤 공여체(H134)와 프로톤 억셉터(E123)의 상동성 잔기 각각을 나타낸다. 발색단은 Schiff 염기로 공유결합된 전트랜스레티날 (ATR) 및 K257에 의해 형성된다. 루이신의 메틸그룹을 제거하여 형성된 공동은 구로 표시하였으며 시스테인 잔기의 변이된 설프히드릴 그룹 (황색 볼) 상에 오버레이되었다. 이 도면은 VMD30로 제작되었다.
도 2 HEK293 세포와 Xenopus 난모세포에서 CatCh의 생물물리학적 특성화, (a) 좌: CatCh (검정)와 WT ChR2 (빨강)를 발현하는 -60 mV에서 HEK293 세포로 측정된 500 ms 청색광 펄스에 대한 반응에서 정상상태 전류 진폭의 요약, 평균 ± s.d. (n=6)로 표시. 우: 정상상태 전류로 정규화된 광전류의 오프-키네틱스(off-kinetics) 비교, (b) 좌: 1-s 청색 473-nm 광 펄스에 대한 반응에서의 실제 광전류. 트레이스는 WT (빨강)와 비교하여 CatCh (검정)의 정상상태 대 피크 전류의 증가를 나타내는 피크 광전류 진폭으로 정규화되었다. 우: 피크 전류로 정규화된 광전류의 온-키네틱스의 비교. (c) -120 mV(연속 저트레이스)의 80 mM 세포외 Ca++ (pH 9)에서 CatCh 및 WT ChR2 발현 Xenopus 난모세포의 473-nm 광 반응. Ca++ 킬레이터 BAPTA를 1mM의 최종 시토졸 농도로 주사하여 고유 Ca++-활성화 클로라이드 채널의 중첩 전류를 제거하고, 반면에 잔류 채널로돕신 Ca++-전류가 남았다(점선 상부 트레이스). 전류를 WT ChR2 피크 전류로 정규화하였고 6개 다른 실험에 대해 전형적이다. WT ChR2와 비교하여 그의 증가된 Ca++ 투과성을 나타내는 CatCh의 BAPTA 주사 전후 거대 광전류 진폭 차이 표시. (d) -80 mV에서 HEK293 세포 내 CatCh의 이온 플럭스 특성(n=6, 방법 참조). (e) 140 mM NaCl(-●-, WT ChR2와 CatCh 중첩)과 비교된 90 mM CaCl2에서 WT ChR2(-■-)와 CatCh(-▲-)의 전류-전압 연관성. 전류는 -100 mV의 WT ChR2 전류로 정규화되었다. CaCl2에서 CatCh의 반전 전위는 포지티브 전위로 이동하여 증가된 Ca++ 투과성을 나타냈다(평균 ± s.d., n=5). (f) CatCh에서 세포내 Ca++의 4배 증가된 상승을 나타내는, 90 mM 세포외 Ca++ (n=10)의 존재 하에서 10 s의 460 nm 광 (청색 바)에 대한 WT ChR2(●) 및 CatCh(■)를 발현하는 HEK293 세포에서 Ca++-유입의 Fura-2 측정(대조용 형질감염되지 않은 HEK293 세포, ▲).
도 3 배양된 해마 뉴런에서 CatCh 발현, (a) CAG 프로모터 하에서 ChR2(L132C)-2A-EGFP를 발현하는 배양된 해마 뉴런의 공초점 이미지. 스케일 바 20 μm, (b) 600 ms 펄스의 473-nm 청색광(J 473nm 1 x 1019 포톤(포톤s) s-1 cm-2)으로 야기된 CatCh (검정) 및 WT (빨강)의 전형적 광전류 비교. (c) 정상상태 전류 진폭의 요약(-60 mV, n=6).
도 4 급속 및 고민감성 신경 광자극. (a-d) 2-s 광 펄스에 대한 반응에서 CatCh를 발현하는 해마 뉴런에서의 대표적 전세포 전류-클램프 기록, (a) WT에 필요한 473 nm 광 강도가 탈분극 블록을 유도한다(J 473nm 2.5 x 1017 포톤 s-1 cm-2). (b) 광 강도를 감소하여 점화를 재구성한다(J 473nm 2.5 x 1016 포톤 s-1 cm-2). (c) 스파이크 점화에 대한 대표적 광조절 곡선(J max 9.7 x 1016 포톤 s-1 cm-2, 평균 ± s.d., 2 회). (d) 중간 그린 532-nm 조명 또한 작동 전위의 트레인(trains)을 야기한다(J 532nm 2.5 x 1017 포톤 s-1 cm-2). (e) 2 mM 세포외 Ca++(■) 및 대조용으로, 레이턴시(latency)를 WT ChR2와 유사한 값까지 증가하는 5 Hz의 3 mM 세포외 Mg++(■)에서 25 1-ms 473-nm 광 펄스(J 473nm 3 x 1018 포톤 s-1 cm-2, 평균 ± s.d. [jitter])로 구성되는 광 펄스 트레인 전체에서 광 펄스 대 스파이크 피크 레이턴시. (f) 50 Hz에서 1-ms 473-nm 펄스에 대한 반응에서 스파이크 점화(J 473nm 2.8 x 1019 포톤 s-1 cm-2) 및 (g) 10 Hz에서 10 ns 473-nm 광 펄스에 대한 반응에서 스파이크 점화(J 473nm 1.1 x 1025 포톤 s-1 cm-2). (h) 1 mM TEA에 의한 BK 채널의 저해로 인한 불완전 막 재분극(양방향 화살표). 펄스 트레인의 3rd 스파이크(검정), 1st 스파이크(빨강) 및 TEA 적용 후 3rd 스파이크(파랑)의 오버레이(J 473nm 1.8 x 1018 포톤 s-1 cm-2). (i) 세포외 용액 내에서 Mg++로 Ca++를 대체하여 스파이크 재분극을 늦추고 지연된 탈분극(5 Hz, 좌)과 고빈도에서 다수 스파이크의 형성(20 Hz, 우)을 유발한다(J 473nm 8.3 x 1018 포톤 s-1 cm-2).
도 5 CatCh의 분광학적 특성화. 광 여기 후, CatCh(검정 트레이스) 돌연변이는 동역학과 광중간체(photointermediate) 존재 하에서 WT(빨강 트레이스)와 비교가능한 광사이클에 유입된다. 이 도면은 탈프로톤화 Schiff 염기, P390 (381 nm, 맨위 패널), 개방 상태(541 nm, 제2 패널), 및 바닥 상태(440 nm, 제3 패널)에서 우세한 P520에 대해 특징적 파장을 갖는 450 nm 여기 이후의 스펙트럼 변화를 나타낸 것이다. 최초의 적색으로 이동된 중간체, 아마도 P500은 분해되지 않고 단지 상쇄로서 검출된다. Schiff 염기는 마이크로초 시간 범위(τ=50 μs)로 탈프로톤화하며, 이것은 541 nm에서의 상승에 수반하는, 381 nm에서의 낮은 진폭으로 인해 거의 관찰할 수 없다. P520 중간체가 감쇠하여(t=9 ms) 제2 지속성 종(P480)을 차지하기 전에 그의 상승이 후속 공정(t=1.5 ms)에서 발생한다. 바닥상태(D470)는 후속 공정에서 되돌아간다(t=10 s). 광사이클에서의 전이는 WT에서 관찰된 것과 유사하다. 전류 측정에서 개방 및 폐쇄 동역학에 대해 말하자면, 돌연변이가 작용 상태에서 중대한 변화를 일으키지는 않는다. 개방 상태는 주로 P520 중간체로 측정된다. 주요 차이는 WT에서보다도 더 낮은 P520과 비교하여 P390 진폭의 범위에서 확인된다. 따라서, L132C 돌연변이는 발색단 부위에서의 광 반응에 영향을 주지 않는다. 광사이클의 분광학적 동역학 데이터는 50 mM Ca++의 존재 하에서 변경되지 않았다.
도 6 Xenopus 난모 세포에서 2 전극 전압 클램프로 측정된 CatCh의 활성 스펙트럼. 전류 진폭을 (실시예에 나타낸 바와 같이)Ca++의 부재 하에서 상이한 파장(λ)으로 측정하여 포톤 플럭스로 정규화하였다(n=6). 바닥상태(-)와 활성 스펙트럼(■)의 비교.
도 7 Ca++에 의해 유도된 표면 전위 변화. 막을 관통한 전압 강하는 적용된 전위 차이(Ψ')에 따라 다르고 표면 전위(φ0)에 의해 변성된다고 알려져 있다. 일반적으로 φ0는 네가티브 표면 전하밀도에 따르며, 이것은 짝이온으로 스크리닝하여 변성할 수 있다. 그러므로, 전압 개폐 나트륨 채널(및 다른 전압 민감성 채널)의 활성화는 막의 외면 또는 내면 상의 표면전하 변화로 영향받을 수 있다18. 본 발명에서, CatCh에 의해 전도된 Ca++는 뉴런의 막 내부면에서 네가티브 표면전하를 중화한다. 이것으로 막 전위에 대한 탈분극 효과가 유도되어 더 낮은 광 강도에서의 활동 전위가 유도된다. 이 메카니즘의 도해를 a-c에 나타내었다(Hille 2001 이후). (a) 암소에서 CatCh 채널이 폐쇄되고 막에서의 전위 차이, EM(적용된 외부 전위)은 정지 막 전위(여기에서 -60 mV로 세팅)에 해당한다. 간편성을 위해 φ0를 φ0'으로 세팅하였다. (b) CatCh의 광 활성화 시에 Na+ 유입을 탈분극하는 통상 막이 발생한다. 그러나, 뉴런에 유입하는 추가 Ca++는 막의 내부면에서 표면 전위(φ0")를 증가한다. Ca++ 유입이 높아질수록 φ0"(양방향 화살표로 표시)가 더 포지티브해지고 막을 통과하는 전압 강하는 더 작아진다. 이것이 전압 개폐 나트륨 채널의 활성화를 촉진한다. (c) 세포외 Ca++를 CatCh를 투과하지 않으며 시토졸 내에 이미 ~4 mM로 존재하고 있는 Mg++로 대체하여 단지 약간의 탈분극효과만이 발생한다. 이것은 Ca++와 비교하여 Mg++가 세포외 막측에 약하게 결합하기 때문이며, 이것은 세포외 표면 전위 φ0'을 약간 저하시킨다. 표면 전위의 탈분극 효과가 증가하면 막 통과 전압 강하의 기울기가 감소되는 것을 주목해야 한다.
실시예
CatCh 의 구성 및 생물물리학적 특성화
이전의 방법과 대조하여, 본 발명자들의 목표는 돌연변이가 양이온 투과성을 변성하는 WT ChR2 내의 잔기들을 동정하는 것이다. 본 발명자들은 제3 막관통 도메인 내의 몇몇 돌연변이된 잔기가 광사이클과 채널의 게이팅을 변경하는 것으로 나타났기 때문에 이 도메인에 촛점을 맞추었다(도 1)5 -7,12. Arg115에서 Thr139까지의 각 잔기들은 개별적으로 시스테인으로 대체되고 Xenopus laevis 난모세포에서 작용 변화를 스크린하였다.
분광학 CatCh를 앞서 기술된 Pichia pastoris에서 발현하여 정제하였다5 ,13.플래쉬 광분해 시험을 수행하고 엑시머 펌프 다이 레이저(450 nm, 2-3 mJ)에서의 10 ns 레이저 플래쉬의 여기 후 흡광도 변화를 측정하였다13.
L132C(CatCh)는 전류 트레이스의 진폭과 형태에서 상당한 변화를 나타냈다.
HEK293 세포 배양 및 분자 생물학 C-터미널 절단된(truncated) ChR2(L132C)-YFP (벡터: pcDNA3(-)-chop2-309-(L132C)-EYFP)를 HEK293 세포에서 형질감염하여 항상 G418 셀렉션 하에 유지하였다(0.6 mg/ml; PAA Germany, Coelbe, 독일). 야생형 WT ChR2에 대하여, C-터미널 절단된 ChR2-YFP(벡터: pcDNA4TO-chop2-309-EYFP)를 HEK293-Trex 세포(Invitrogen)에 안정하게 형질감염하여, 상기한 바와 같이 배양 및 유도하였다13. 피크 대 정상성(stationary) 관련성을 측정하기 24시간 전에 인간 코돈으로 최적화된 pcDNA3.1(-)-ChR2-YFP 구조물 (WT, H134R 또는 L132C)로 일시적으로 형질전환된 HEK293 세포(Effectene, QIAGEN)에서 측정하였다.
HEK293 세포에서의 전기생리학적 기록 2-4 MΩ의 저항을 갖는 패취 피펫을 박판(thin-walled) 붕규산 유리(GB150-8P, Science Products, Hofheim, 독일)로부터 수평 DMZ-Universal puller(일련번호. 5318904120B, Zeitz-Instruments, Augsburg, 독일)에서 제조하였다. 광전류를 전세포 패치-클램프 방법으로 기록하고 400 μm 광섬유에 포커스된 다이오드 펌프 고체상 레이저(Pusch Opto Tech GmbH, Baden Baden, 독일; λ = 473 nm)의 광 펄스로 활성화하였다. 광 펄스는 고속 컴퓨터 제어 셔터(Uniblitz LS6ZM2, Vincent Associates)로 적용되었다. 제공된 광 강도는 모두 광 가이드의 말단에서 측정되었다. 상이한 양이온들에 대한 투과성 추정값을 얻기 위해 광전류-전압 연관성을 측정하고 반전 전위를 결정하였다. 세포내 용액은 140 mM NaCl, 7 mM EGTA, 2 mM MgCl2 및 10 mM Tris (pH=9)를 함유하였고 세포외 용액은 140 mM NaCl, 2 mM MgCl2 및 10 mM Tris (pH=9)를 함유하였다. 양이온 투과성에 있어서, 외부 140 mM NaCl을 140 mM KCl, 90 mM CaCl2 또는 90 mM MgCl2 각각으로 교환하였다. 프로톤 투과성은 pH가 9에서 7.4(또는 6)으로 감소될 때 전류-전압-연관성의 반전 전위 이동으로부터 결정하였다. 투과성 비율은 Na+, K+, H+ 및 Ca++에 대한 항목을 포함하는 Goldman-Hodgkin-Katz (GHK) 방정식에 의해 계산하였다.
HEK293 세포에서, CatCh의 청색광 유도 정상전류는 형질감염 24 h 이후에 WT ChR2와 비교하여 ~2.5배 더 높은 진폭을 가졌다(CatCh: 25.0 ± 8.8 pA/pF; WT: 10.1 ± 4.1 pA/pF; 평균값 ± s.d., n=6, -60 mV, 도 2a). 정상상태 대 피크 전류의 비는 또한 WT에서 0.37 ± 0.18로부터 CatCh에서 0.71 ± 0.16으로 증가했다(도 2b). 반복적 청색광 자극 동안 CatCh 피크 전류가 사라졌다. 회복이 황색광에 의해 너무 이르게 유도되지 않았을 때 이것은 암소에서 바로 회복되었다. 그에 반해, 동일 조건 하에서 WT ChR2 피크 전류의 완전한 회복은 20초가 소요되었다13. CatCh의 활성화 및 불활성화 시간 상수(τon = 590 ± 3 μs, τoff = 15 ± 2 ms, n=9, pH 7.4, -60 mV, 평균값 ± s.d.)는 WT ChR2(τon = 214 ± 2 μs, τoff = 10 ± 1 ms, n= 9, pH 7.4, -60 mV; 평균값 ± s.d.; 도 2a,b, 도 5 하부 패널, 표 1)와 비교하여 약간 더 길었다.
다음으로, 본 발명자들은 채널 특성에 대해 기술된 효과를 광 사이클에서의 스펙트럼 변화와 비교하였다. 정제된 CatCh에 대한 플래쉬 광분해 실험에서는 WT ChR2 스펙트럼과 미소한 편차만을 보였다13(도 5 참조). 1. 초기 P390 중간체는 탈프로톤화된 Schiff 염기를 나타내며 겨우 검출할 수 있다. 2. 중간체 P520은 채널의 개방 상태를 나타내며, 전기생리학적으로 측정된 τoff 값과 비교할 수 있는 9 ms의 약간 연장된 수명을 나타낸다. 유사한 개방 수명값이 돌연변이 H134R에 대해 얻어졌으며, 이것은 불변 단위 전도도에서 2배 활성을 나타내었다2 ,14. 그러므로, 또한 CatCh의 경우에 개방 상태의 감속 동역학이 HEK293 세포에서 측정된 2.5배 증가된 정상 전류를 담당할 수 있으므로 단위 전도도는 변하지 않는다. 이것은 앞서 기술된 정류 노이즈(stationary noise) 분석을 사용하는 CatCh의 싱글 채널 전도도를 측정하여 확인되었다14.
노이즈 분석 앞서 기술된 HEK293 세포에 대해 실험을 수행하고14 실온(23 ℃)에서 수행하였다. 피펫 용액은 1 mM 구아니딘-HCl, 199 mM NMG-Cl (N-메틸글루카민), 10 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 및 20 mM Hepes (pH 7.4)를 함유하고, 배쓰 용액은 200 mM 구아니딘-HCl, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 및 20 mM Hepes (pH 7.4)를 함유하였다. 청색광 자극에 대한 전류 반응을 포화 광 조건 하, 및 다시 -60 mV에서의 전류 반응이 최대 전류의 절반(I0 .5; 2 kHz low-pass Bessel 필터; 샘플링 속도: 100 kHz; 셀 직경: 15 μm)인 광 조건 하에서 전압 단계 프로토콜을 적용하여 기록하였다. -60 mV 홀딩 전위의 지속된 조명(2분) 동안 정상 I0 .5의 기록을 사용하여 싱글 채널의 전도도를 추정하였다(2 kHz low-pass Bessel 필터; 샘플링 속도 20 kHz). 조명이 없는 기록(대조, 3 기록)과 조명이 있는 기록(2 기록, 광 자극 개시 30초 후)을 교대하여, 변환된 푸리에(Fourier)와 Lorentzian 함수를 사용한 근사로부터 추정된 싱글 채널 전도도를 수집하였다(상세하게는 14 참조). 광 개폐 채널의 개방과 폐쇄의 최대 변동을 얻기 위해 더 낮은 광 강도를 선택하였다.
WT ChR2와 H134R 노이즈 분석 실험에 따라 구아니딘이 전도성 이온으로 사용되었다. 채널의 동역학 특성이 투과성 양이온에 대하여 독립적인 것을 주지해야 한다1 4. 차등 파워 스펙트럼의 평가로 실온(23 ℃)에서 200 mM 구아니딘에 대해 140 ± 5 fS (n=6, -60 mV)의 싱글 채널 전도도 γ를 얻었으며, 이것은 150 fS의 외삽된 실온 WT ChR2 싱글 채널 전도도와 유사하다14. 노이즈 분석에서 측정된 CatCh의 개방 확률은 H134R (P0 ~ 0.6)과 비교하여 변하지 않았다. 따라서, 증가된 개방 채널 수명이 2.5 배수의 관찰된 광전류 증가를 용이하게 설명할 수 있지만, CatCh 카피의 약간 개선된 발현을 배제할 수 없다.
Xenopus laevis 난모세포 제조 및 분자 생물학 세포외적으로 노출된 시스테인 잔기가 없는(돌연변이 C34A와 C36A를 함유) C-터미널 절단된 ChR2 변이체(잔기 1-315)를 벡터 pTLN27에 서브클로닝하였다. 단일 시스테인 돌연변이를 QuickChange Site-Directed Mutagenesis (Stratagene)에 의해 도입하고 시퀀싱으로 확인하였다. mRNA를 SP6 mMessage mMachine 키트(Ambion, Austin, TX, 미국)를 사용하여 제조하였다. 30 ng의 WT ChR2/CatCh mRNA를 포함하는 50 nl cRNA를 각각의 Xenopus 난모세포에 주입하였다. 난모세포는 부분적 난소절제술 후 콜라게나제 처리에 의해 얻어졌다. cRNA 주입 후에 난모세포를 전트랜스 레티날(1 mM의 에탄올 저장용액으로부터의 1 μM)에서 인큐베이션하고 1 mg/ml 겐타마이신을 함유하는 ORI 완충액(90 mM NaCl, 2 mM KCl, 2 mM CaCl2 및 5 mM Mops, pH 7.4)으로 18 ℃에서 2 내지 4일 동안 유지하였다.
Xenopus laevis 난모세포에 대한 2전극 전압 클램프 광전류를 75-W 제논 아크 램프와 450 ± 25 nm 밴드 필터로 활성화하였고, 그의 광은 ~1018 포톤 s-1 cm-2의 출력으로 1-mm-광 가이드에 연결되었다. 작용 스펙트럼을 중성 밀도 필터와 조합하여 좁은 밴드폭 필터(398-645 nm; ± 10 nm ; K-series Balzer)를 사용하여 기록하여 각 파장에 대해 ~ 1.4 x 1017 포톤 s-1 cm-2의 광섬유 출력을 얻었다. 작용 스펙트럼 생성에 있어서, ORI 용액 중 Ca++를 Ba++로 대체하여 CaCC 전류를 억제하였다. 각 파장에서의 전류 진폭을 정규화하여 동등한 포톤 노출을 나타내었다. 이후, 분광학으로 측정된 바닥(ground) 스펙트럼을 평균 데이터 포인트로 조정하였다. 칼슘으로 활성화된 클로라이드 채널(CaCC) 활성화를 억제하기 위해 20 mM의 급속 Ca2 +-킬레이터 1,2-비스(2-아미노페녹시)에탄-N,N,N',N'-테트라아세테이트(BAPTA) 용액 50nl를 각각의 난모세포에 주입하였다(난모세포에서 ~ 1 mM의 최종 농도).
Xenopus laevis 난모세포에서 다양한 파장을 갖는 CatCh의 여기는 474 nm에서 최대 여기 파장을 갖는 WT ChR2 스펙트럼과 거의 동일한 작용 스펙트럼이 거의 동일한 것으로 나타났다(도 6). 세포외 Ca++의 존재 하 및 네가티브 홀딩 전위에서, CatCh 전류는 칼슘 활성화 클로라이드 채널(CaCC)15,16과 유사한 중첩된 외향성 전류로 인해 조명시 진폭의 급격한 증가를 나타내었다(도 2c). WT ChR2-발현 난모세포에서 CaCC 전류도 관찰되었으나, 이들은 CatCh에 의해 유도된 것보다 현저하게 작았다(도 2c). 80 mM 세포외 Ca++에서, WT ChR2와 CatCh 모두에 대해, 급속 Ca++ 킬레이터 BAPTA 1,2-비스(2-아미노페녹시)에탄-N,N,N',N'-테트라아세테이트의 세포로의 주입은 CaCC 전류를 소거하였지만, 잔류 Ca++ 전류가 남았다(도 2c)l. CatCh에 대한 BAPTA 주사 전후의 광전류의 커다란 차이가 CatCh 활성화에 이은 증가된 Ca++ 플럭스의 가설을 지지한다.
CatCh 의 증가된 칼슘 투과성 CatCh 이온 투과성의 예상치를 얻기 위해 광전류-전압 연관성과 상이한 양이온에 대한 반전 전위를 HEK293 세포에서 측정하였다. 이 실험에서는 나트륨, 칼륨 및 마그네슘의 투과성이 WT ChR2에 필적할 수 있는 것으로 나타났다(도 2d)1. CatCh의 프로톤 투과성(pH/pNa = 4*106)은 WT ChR2(pH/pNa = 2.5*106)와 비교하여 약간 증가하였다. 140 mM Na+의 세포외 용액을 90 mM Ca++로 대체하였을 때 Ca++ 투과성(pCa/pNa)을 반전 전위 이동으로 측정하였다. -30.7 ± 2.7 mV (WT ChR2, 평균값 ± s.d., n=5)에서 -21.6 ± 3.8 mV (CatCh, 평균값 ± s.d., n=5; 도 2e)로 이동하는 반전 전위(bi-ionic potential)에서 입증된 바와 같이 CatCh의 상대적 Ca++ 투과성은 WT ChR2의 0.15에서 0.24로 증가되었다. CatCh의 증가된 Ca++ 투과성을 추가로 정량하기 위해, CatCh-발현 HEK293 세포에서 Fura-2 칼슘 이미징을 수행하고 측정된 340/380 비율을 WT ChR2-발현세포에서 측정된 비율과 비교하였다.
HEK293 세포에서 Fura -2- 이미징 Fura-2 AM (5 mM; Invitrogen)을 실온에서 30분 내지 1시간 동안 로딩하였다. 로딩 후, 세포를 Ca++가 없는 140 mM NaCl 용액(140 mM NaCl, 7 mM EGTA, 2 mM MgCl2 및 10 mM HEPES)에 회수하였다. 노란색 형광 단백질을 그의 YFP-형광에서 각 세포의 발현 수준을 추정하기 위해 460/40 nm 필터(Visitron Systems, Puchheim, 독일)를 사용하여 500 ms 노광으로 여기시켰다. 이후, 용액을 90 mM CaCl2, 7 mM EGTA, 2 mM MgCl2 및 10 mM HEPES를 포함하는 세포외 Ca++-용액으로 대체하였다. 암소에서 15분 후에 광-개폐 채널을 청색광(460/40 nm)으로 10 s 동안 자극하였다. Fura-2를 340 nm (340/20) 및 380 nm (380/20)로 여기하고 방출된 빛(540/80 nm)을 CCD 카메라(모든 필터는 Visitron Systems(Puchheim, 독일) 제품)로 검출하였다.
다양한 단백질 발현수준을 칼슘 흡수 내 팩터로서 제외시키기 위해서, 측정된 340/380 비율을 각 개별 세포의 YFP-형광값으로 정규화하였다. 도 2f는 90 mM Ca++ 포화용액에서 10-s 청색광(470 nm) 광자극 시 CatCh-발현 세포에서 세포내 Ca++ 증가가 WT-발현 세포에서 보다 약 4배 더 큰 것을 나타내고 있다.
해마 뉴런에 대한 적용
뉴런 적용에 대한 CatCh의 적합성을 시험하기 위해 구조물을 배양된 해마 추상세포(hippocampal pyramidal cell)에서 발현시켰다.
해마 뉴런 배양 해마를 출생 후의 P1 Sprague-Dawley 래트 (Jackson Laboratory)에서 단리하여 파파인(20 U ml-1)으로 20분 동안 37 ℃에서 처리하였다. 해마를 10% 소태아혈청이 보충된 DMEM (Invitrogen/Gibco, 고글루코스)로 세척하고 이 용액의 소량 중에 분쇄하였다. ~ 75,000 세포를 24웰 플레이트의 폴리-D-리신 / 라미닌(laminin) 코팅된 유리커버 슬립에 도포하였다. 3시간 후에 도포 배지를 배양 배지(2% B-27 보충물, 2 mM Glutamax-I 및 100 U/ml 페니실린 및 100 μg/ml 스트렙토마이신을 함유하는 Neurobasal A)로 대체하였다. ChR2(L132C)-YFP 및 ChR2-YFP를 도포 5-10일 후에 리포펙타민(lipofectamine) 2000 시약(Invitrogen)을 사용하여 형질감염시켰다. 선택적으로, 2-5 x 109 GC/ml의 바이러스 (AAV2/7-CAG-ChR2(L132C)-2A-EGFP-WPRE-bGH)를 도포한 4-9일 후에 각 웰에 첨가하였다. 발현은 형질도입한 5일 후에 가시화되었다. 배양물의 수명(~5주) 동안 신경독성은 관찰되지 않았다. 어떤 전트랜스 레티날도 배양 배지 또는 여기에 기술된 실험을 위한 기록 배지에 첨가되지 않았다.
아데노 -결합 바이러스 벡터 구조물 사이토메갈로바이러스(cytomegalovirus) 조기 인핸서 / 치킨 β-액틴(actin)(CAG) 프로모터를 PCR-증폭하고 pAAV2-Rho-EGFP (Alberto Auricchio28 제공)에 삽입하여 pAAV2-CAG-EGFP를 얻었다. pAAV2-CAG-EGFP 바이러스 발현 플라스미드는 추가적으로 우드척(woodchuck) 전사후 조절요소(WPRE)와 소 성장호르몬(BGH) 폴리아데닐레이션 서열을 포함하였다. ChR2(L132C)-2A-EGFP (Volker Busskampoe 제공 - 2A 자기절단 펩티드 / CHYSEL29)를 어댑터 PCR로 구성하고 Clontech의 인퓨젼 키트를 사용하여 EGFP의 대체에 의해 pAAV2-CAG-EGFP에 서브클론하였다. 바이러스 벡터(pAAV2-CAG-ChR2(L132C)-2A-EGFP-WPRE-bGH)를 패키징하고(세로타입(serotype) 7), 펜실베니아 대학의 Gene Therapy Program에서 2.26x1011 게놈 카피/ml의 최종 감염 바이러스 역가로 친화도 정제하였다.
해마 뉴런에서의 전기생리학적 기록 배양된 해마 뉴런에서의 전세포 기록을 위하여 5-10 MΩ의 저항을 갖는 패치 피펫을 pH 7.2로 적정된, 129 mM 포타슘 글루코네이트, 10 mM HEPES, 10 mM KCl, 4 mM MgATP 및 0.3 mM Na3GTP로 충전하였다. Tyrode 용액을 세포외 용액(125 mM NaCl, 2 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 30 mM 글루코스 및 25 mM HEPES, pH 7.4로 적정)으로 사용하였다. 명목상 Ca++가 없는 세포외 용액은 0 mM Ca++ 및 3 mM Mg++를 갖는 것을 제외하고 동일한 용액을 함유하였다. 기록은 흥분성 시냅스 전달 차단제, 1,2,3,4-테트라하이드로-6-니트로-2,3-디옥소-벤조[f]퀴녹살린-7-설폰아미드(NBQX, 10 μM, Sigma) 및 D(-)-2-아미노-5-포스포노펜탄산 (AP-5, 50 μM, Sigma)의 존재 하에 수행되었다. 전압-클램프 기록을 위해 1 μM 테트로도톡신을 세포외 용액에 첨가하였다. BK-채널 활성을 저해하기 위해 1 mM TEA를 첨가하였다. 형광 램프가 구비된 인버팅 Zeiss Axiovert 25 현미경에서 기록을 수행하였다. 성공적 단백질 발현이 EGFP- 또는 YFP-매개 형광으로 입증되었다. 뉴런 접근저항은 15-40 MΩ였고 실험하는 동안 안정성을 관찰하였다. 전기생리학적 시그널을 Axopatch 200A 증폭기(Axon Instruments, Union City, CA, 미국)를 사용하여 증폭하고, 10 kHz에서 필터한 다음, Axon Digidata 1600 (50 Hz)으로 디지털화하여 얻고 pClamp9-소프트웨어(Axon Instruments)를 사용하여 분석하였다. 다이오드 펌프 고체상태 레이저(Pusch Opto Tech GmbH; λ1 = 473 nm, P1 = 100 mW, λ2 = 532 nm, P2 = 50 mW)의 다양한 길이의 광 펄스 또는 엑시머 펌프 염료 레이저(쿠마린 2, λ = 450 nm)의 10 ns 플래쉬를 사용하여 광전류를 유발하였다. 특이적 광 강도는 도면과 텍스트에 표시하였으며, 셀로부터 ~500 μm의 거리에서 400 μm 직경 석영 광섬유(STE-F100/400-Y-VIS/NIR; Laser 2000, Wessling, 독일) 말단에서의 강도이다. ChR2(L132C)-YFP 및 ChR2(L132C)-2A-EGFP를 발현하는 뉴런에서 측정된 전류가 동일하였다.
공초점 이미징 이미지화를 위해 해마 뉴런이 있는 커버 슬립을 4 ℃에서 10분 동안 2% 슈크로스를 함유하는 PBS 완충액 중의 4% 파라포름알데히드에 고정하였다. 이어서, 세포를 래빗 α-GFP IgG (Invitrogen, A11122)에서 1.5시간 동안 인큐베이션하고, 45분 동안 Alexa Fluor 488 당나귀-α-래빗 IgG (Invitrogen, A21206)에서 인큐베이션하였다. 장착된 커버 슬립의 면역형광을 Zeiss LSM 510 공초점 현미경(Zeiss, Plan-Neofluar 40x/0.75)에서 촬영하였다.
CatCh 돌연변이가 신경독성의 신호 없이 수 주 동안 해마 배양물에서 급격하게 발현되었고(도 3a), HEK293 세포에서처럼 전세포 기록에서 더 높은 정상상태 대 피크 비율 및, 473-nm 청색광에 대한 반응에서 164 ± 39 pA (-60 mV, n=6, 평균값 ± s.d.)를 갖는 WT와 비교하여 644 ± 31 pA (-60 mV, n=6, 평균값 ± s.d.)의 약 4배 증가된 전류 진폭을 나타내었다(도 3b). 전류 클램프 모드에서, WT를 활성화하기 위해 전형적으로 사용된 인공적인 높은 빛 강도(1018-1019 포톤 s-1 cm-2)는 CatCh-발현 추상세포를 탈분극 블록으로 보냈다(도 4a). 신뢰성 있는 스파이크 트레인(spike train)을 유도하기 위해 빛 강도를 2 로그 단위(5*1016-2*1017 포톤 s-1 cm-2)로 콘(cone) 광수용체 유도 주간시(photopic vision)의 자연적 범위 내 광 강도로 감소시켰다(도 4b)17. 도 4c는 추상세포의 발화율에 따른 광 강도의 대표적인 조절 곡선을 나타낸 것이다. 평균 최대 발화율은 8.2 x 1016 ± 2.5 x 1016 포톤 s-1 cm-2 (평균값 ± s.d., n=5)에 위치한다. 도 4d에서 녹색광(532 nm)에 대해 예시된 바와 같이, Catch-발현 뉴런의 높은 광 효율은 피크 감도에서 벗어난 파장으로의 활성화를 용이하게 한다. 이것은 더 깊이 침투하는 녹색광으로 더욱 효과적인 조직 점증이라는 면에서 혜택을 제공할 수 있다. 본 발명에서는 증가된 Ca++ 투과성에 CatCh-발현 뉴런의 급격하게 향상된 감광성을 부여함으로써 사이토졸 막 표면에서 일시적으로 표면 전위를 증가시켰다10 ,11,18,19(표면 전위에 대한 Ca++ 효과의 설명은 도 7 참조). 광 여기 동안 CatCh는 국소 세포내 표면 Ca++ 농도를 일시적으로 증가시켜서 막에 결합된 신속한 Ca++ 공급원으로 작용하여 네가티브 표면 전하를 중성화한다(도 7). 이것으로 인해 내부 표면 전위가 더 포지티브한 값으로 이동하여 막을 탈분극한다고 알려져 있다(도 7)11 ,18. 중요한 것은 전압 개폐 Na+ 채널이 더 네가티브한 막 전위에서 활성화된다는 점이다18. 짧은 광 펄스 이후 또는 고정광(stationary light)의 소등 이후에 Ca++가 세포질 내에서 급속하게(마이크로초) 평형되어 활동 전위의 신속한 회복과 즉각적 소멸을 유발한다. 따라서, CatCh에 대하여 더 적은 광전류와 차후 더 작은 빛이 WT ChR2와 비교하여 스파이크 개시에 필요하다. CatCh의 광 펄스 대 스파이크 레이턴시(latency)는 유사한 광 강도(2.8 x 1018 포톤 s-1 cm-2)에서 WT ChR2에 대한 레이턴시(~10 ms) 보다 더 빠르고(~5-6 ms; 도 4e) 지터(jitter)가 더 작다3. 본 발명에서는 또한 고빈도 광 자극에서 단일 활동 전위를 유발하는 CatCh의 능력을 시험하였다. 1-ms 길이 청색 473-nm 광 펄스(2.8 x 1019 포톤 s-1 cm-2)의 트레인이 50 Hz 빈도까지 100% 신뢰성 스파이크 트레인을 끌어올렸다(n=8; 도 4f - 대부분의 추상세포는 직류 주입으로도 50 Hz를 잘 초과하지 않는다). 한편, WT는 신뢰성 있게 스파이크를 유도하기 위해 적어도 2-ms 광 펄스를 필요로 하며 이것은 단지 20 Hz의 빈도까지일 뿐이다12. 본 발명자들은 CatCh의 짧은 활성화 시간을 더욱 추진하여 각각의 CatCh 단백질에서 단일 턴오버를 유발하기만 할 뿐인 정도로 짧은 펄스 길이인 10 ns 청색광 펄스(1.1 x 1025 포톤 s-1 cm-2)로 10 Hz의 빈도까지 단일 활동 전위를 야기하였다(도 4g). 그러나, 빠른 자극 빈도 또한 각 스파이크 이후에 세포의 빠른 재분극을 필요로 한다. WT와 비교하여 CatCh의 감속된 τ0 ff에도 불구하고, CatCh 활성화에서 Ca++-플럭스의 ~4배 증가(도 2f Fura-2 측정 참조)는 세포를 각각의 활동 전위 후 밀리세컨드 이내에 그의 원래 휴지 전위로 강력하게 재분극하는데 필요한 Ca++-활성화 거대 전도성 칼륨 채널(BK 채널)20을 활성화하기에 충분한 것으로 보인다. 신속한 재분극이 BK 채널을 통해 매개되는 것을 증명하기 위해서, 100 μM의 칼륨 채널 저해제 테트라에틸암모늄(TEA)을 세포외 용액에 첨가하고 불완전한 막 재분극과 WT ChR2를 사용한 펄스 자극 전략에서 전형적으로 보이는 고원 전위의 생성을 관찰하였다3(도 4h).
종합해 보면, CatCh-발현 뉴런은 WT-발현세포와 비교하여 더 빠른 스파이크 개시, 더 빠른 재분극 및 증가된 감광성을 나타낸다(비교를 위해 표 1 참조). 표면 전위에 대한 뚜렷한 효과가 거의 없고11 ,18(도 7) WT ChR2 또는 CatCh에 의해 수행되지 않은 외부 Ca++가 없고 3 mM Mg++ 존재 하의 대조 실험은 상기한 설명을 뒷받침한다: 1) 광 펄스 대 스파이크 레이턴시가 WT ChR2 값으로 증가하였고(도 4e), 2) Ca++의 존재 하에 관찰된 빠른 스파이크 재분극 대신에 WT ChR2 실험에서 나타난 것과 유사한 지연된 인공 탈분극이 관찰되었으며(도 4i, 왼쪽), 3) Ca++의 부재 하에서 동일한 광 강도는 달리 동등한 실험 조건 하에 ~ 10 mV까지 감소된 탈분극을 야기하고 4) CatCh의 지연된 개방 시간에서 예상된 멀티 스파이킹이 Ca++의 부재 하에서 재발하였다(도 4i, 오른쪽).
따라서, 본 발명자들은 높은 Ca++-투과성을 갖는 채널로돕신, CatCh가 빠른 반응속도와 증가된 감광성이 짝을 이루어 WT ChR2 및 공개된 슬로우 돌연변이와 패스트(fast) 돌연변이(상이한 ChR2 변이체들의 특성 비교는 표 1 참조)를 능가하는 것을 입증하였다.
결론
일견하여 WT ChR2의 L132C 돌연변이인 CatCh는 WT ChR2와의 비교에서 그다지 특별하지 않은 결과를 보인다: 1) 개방 상태의 수명 2배 증가, 2) 광사이클 동역학에서 P520 중간체의 감속된 쇠퇴, 3) 변하지 않은 단일 채널 전도성, 및 4) 미미하게 적색으로 이동된 흡수 최대값(4 nm). 2.5배 증가된 광전류는 발현 수준에서 적절한 증가가 없는 측정 매개변수로 용이하게 설명할 수 있다. 그러나, 한번 더 보면, Xenopus laevis 난모세포를 발현하는 CatCh에서 얻어진 전압 클램프 데이터의 정밀한 검사에서 상승된 Ca++-투과성에 대한 최초 징후를 나타내었고, 이후 HEK293 세포에서 반전 전위와 칼슘 이미지화 실험의 측정으로 확인되었다. 도 1의 모델을 보면, Ca++-투과성의 증가는 광 유도성 프로톤 펌프 박테리오로돕신의 L94A 돌연변이에서 보이는 바와 같이 더 유연한 구조의 형성 및, 그리하여 공동 (cavity)의 형성에 의해 촉진될 수 있다(도 1 비교)21. 이 공동은 C128에서 떨어진 유일한 헬릭스 회전인 보존된 막관통 헬릭스 3(TM3)의 일부로서 소수성 패치에 위치할 수 있다. C128(TM3)과 D156(TM4) 사이의 상호작용을 조작하여 박테리오로돕신 돌연변이 L93A22,23, 즉 L94의 이웃 잔기에서도 관찰된 효과인, ChR2의 반응 주기를 급격하게 감속한다5,6. ChR2에서 TM3 및 TM4의 상호작용은 게이팅과 선택성 모두에 영향을 주어 구조 인자를 이온 기공에 대한 광 반응의 트랜스듀서(transducer)로서 표시하는 것으로 보인다24. 더 작고 보다 친수성인 시스테인의 삽입은 헬릭스 세그먼트의 신축성을 증가시켜서 Ca++의 접근을 용이하게 한다.
해마의 추상세포에 전달될 때, CatCh는 WT ChR2와 비교하여 ~70배 증가된 감광성을 나타냈다. 일반적으로, 이러한 증가된 광 효율은 대폭 연장된 개방 채널 수명에 의해 수반된다2 ,6,13. 이것은 CatCh의 경우는 아니다. 관찰된 감광성은 이제까지 다른 채널로돕신에 대해 관찰된 것과는 분명히 다르다. 이하에 설명된 바와 같이, 뉴런 흥분성에 대한 2차적인 효과는 CatCh에 의해 Ca++ 유입으로 유발된다. WT와 비교하여 더 늦은 클로징 동역학을 가짐에도 불구하고, CatCh는 고빈도 광 자극에서 증가된 스파이크 신뢰성과 정확도를 나타내어 여분의 스파이크를 감소하고 20 Hz 이상의 자극 빈도로 WT-발현세포에서 전형적으로 관찰된 인위적인 고원 전위를 제거한다3,7,12. 실온에서 전달된 1-ms 광 펄스는 CatCh-발현 추상세포에서 50 Hz(이들의 자연적 스파이킹(spiking)의 자연적 제한: 도 4f)까지 신뢰성 있는 스파이크 트레인을 유도하였다. 피질 파라브알부민(paravalbumin) 사이뉴런(interneuron) 같은 고속 스파이킹 세포에서 고빈도 CatCh 매개 스파이크 유도는 계속 시험되어야 한다1 2. 채널로돕신 동역학은 ~2.3의 Q10을 갖는 온도 의존성이므로14, 본 발명자들은 37 ℃의 생체 내 실험에서 감광성을 잃지 않으면서 3.2배 가속된 CatCh 동역학을 예상하였다. 이것으로 CatCh 매개 스파이크 자극이 적어도 300 Hz까지 가능할 것이다. 본 발명에서는 신속한 동역학 및 높은 시간 정확도와 결합된 증가된 감광성으로 10 ns의 짧은 광 펄스로 CatCh를 활성화하여, 단일 스파이크 이전에 각각의 CatCh 분자에서 단일 턴오버를 활성화할 수 있다. 흥분성 세포의 관찰은 조명 하에서 뉴런으로의 증가된 Ca++ 유입에 의해 매우 잘 설명된다. Ca++의 증가된 투과성으로 인한 구동력에 대한 Ca++ 기여는 무시될 수 있음을 주지해야 한다. 그러나, 본 발명자들은 CatCh를 Ca++ 공급원과 결합된 광 개폐 막("갇힌 Ca++와 결합된 막")으로 고려할 수 있으며, 이것은 CatCh 채널이 개방되어 있는 한 Ca++를 세포막의 사이토졸 표면에 일시적으로 전달한다. 이것은 네가티브 전하를 막의 내면에서 일시적으로 중화함에 따라 막표면 전위를 증가시키고, 이것이 막의 탈분극에 해당한다1 1(도 7). 예상된 바와 같이, 세포외 Ca++가 비투과성 Mg++로 대체되면, 활동 전위에 대해 모든 관찰된 Ca++ 효과가 소멸되어 WT ChR2의 표현형을 회복한다. 이것은 관찰된 Ca++ 효과가 세포외 Ca++의 유입 때문이고 소포체 같은 세포기관에서 CatCh의 전위 발현에 의한 [Ca++]i의 상승으로 유발되지 않는 것임을 입증한다. 표면 전위에 의한 빠른 초기 탈분극은 광 자극 대 피크 레이턴시를 WT ChR2 발현세포의 ~10 ms3에서 CatCh 발현세포의 ~5 ms로 반감한다. WT ChR2와 비교하여 피크-정상 전류 비율은 CatCh에서 더 많이 감소된다(표 1 참조). 그러므로, CatCh에 대한 지속적 조명 하에서 세포의 탈분극 수준은 거의 정지되어 있다. 지속적 조명 하에서 연속 Ca++ 유입은 칼슘 활성화 비선택성 양이온 채널을 활성화할 수 있으며, 이것은 추가로 정상 탈분극 수준의 유지를 지지한다. 반면에, 성공적인 고빈도 펄스 자극에 대한 전제 조건은 각각의 활동 전위 이후 세포의 빠른 재분극이다. WT와 비교하여 CatCh의 개방 상태의 다소 증가된 수명은 그의 최대 자극 빈도를 제한하여야 한다. 그러나, 향상된 Ca++ 투과성은 거대 전도성 칼슘 개폐 칼륨 채널(BK 채널)의 강력한 활성화에 의해 이러한 제한을 상쇄한다. 이것이 각 활동 전위 이후 밀리세컨드 이내에 뉴런의 휴지 막 전위를 재구성한다. 이 이론은 펄스 자극 전략에서 뉴런의 영구적인 탈분극을 야기하는, 개방 채널 차단제 TEA를 사용한 BK 채널의 저해에 의해 확인되었다
이미 입수가능한 옵토제네틱 툴(optogenetic tool)과 비교하여, CatCh는 슬로우 돌연변이13 또는 SFO6와 유사한 증가된 감광성을 가지지만, 그의 증가된 Ca++-투과성 및 뉴런 흥분성에 대한 중요성으로 인해 훨씬 가속된 반응 동역학을 가진다. 이것이 CatCh를 입수가능한 ChR2 변이체 보다 월등하게 하며, 여기에서 고감광성은 빠른 채널로돕신과 관련하여 빠른 동역학의 대가로 확립되었고 역으로도 마찬가지이다(개요에 대하여는 표 1 참조).
옵토제네틱 적용과 관련하여, 특이적 반응은 결과적으로 뉴런의 고유한 생체물리학적 특성과 CatCh 발현 수준에 의해 조절되므로 각각의 실험 준비에서 자극 길이와 강도 같은 최적 광 펄스 파라미터를 확인하는 것이 중요하다.
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참고문헌
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Claims (19)

  1. 서열번호 1(CHOP-2)의 1-309 위치에 기재된 아미노산 서열을 포함하며, 서열번호 1의 L132 위치에 광 유도성 이온 채널의 극성을 증가시키는 L132C, L132S, L132E, L132D 및 L132T 중에서 선택되는 치환을 포함하는, 광 유도성 이온 채널.
  2. 제1항에 있어서, 서열번호 1(CHOP-2)의 1-309 위치에 기재된 아미노산 서열로 구성되며, 서열번호 1의 L132 위치에 광 유도성 이온 채널의 극성을 증가시키는 L132C, L132S, L132E, L132D 및 L132T 중에서 선택되는 치환을 포함하는 것을 특징으로 하는, 광 유도성 이온 채널.
  3. 제1항에 있어서, 치환이 L132C인 것을 특징으로 하는, 광 유도성 이온 채널.
  4. 제1항에 있어서,
    (a) 감광성이 해마 뉴런의 wt CHOP-2와 비교하여 5배 이상 증가되거나/되고;
    (b) 칼슘 전도도가 HEK293 세포에서 Fura-2 이미징에 의해 측정되는 경우 wt CHOP-2와 비교하여 적어도 2배 증가되거나/되고;
    (c) 자극 빈도가 해마 뉴런에서 전세포(whole-cell) 전기생리학적 기록으로 측정되는 경우 wt CHOP-2와 비교하여 적어도 1.5배 증가되는 것을 특징으로 하는, 광 유도성 이온 채널.
  5. 제1항에 있어서,
    서열번호 1의 253 위치의 아스파트산;
    서열번호 1의 257 위치의 리신;
    서열번호 1의 260 위치의 트립토판;
    서열번호 1의 123 위치의 글루탐산;
    서열번호 1의 134 위치의 히스티딘 또는 아르기닌;
    서열번호 1의 128 위치의 트레오닌, 세린 또는 알라닌; 및/또는
    서열번호 1의 156 위치의 알라닌을 포함하는 아미노산 잔기들 중 적어도 하나를 추가로 포함하는 것을 특징으로 하는, 광 유도성 이온 채널.
  6. 제1항에 있어서, 컨센서스 모티프(motif) L(I)DxxxKxxW(F,Y)를 포함하는 것을 특징으로 하는, 광 유도성 이온 채널.
  7. 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 및
    레티날, 또는 3,4-데하이드로레티날, 13-에틸레티날, 9-dm-레티날, 3-하이드록시레티날, 4-하이드록시레티날, 나프틸레티날; 3,7,11-트리메틸-도데카-2,4,6,8,10-펜타에날; 3,7-디메틸-데카-2,4,6,8-테트라에날; 3,7-디메틸-옥타-2,4,6-트리에날; 6-7 회전-차단된 레티날, 8-9 회전-차단된 레티날 및 10-11 회전-차단된 레티날로 구성되는 군에서 선택되는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신(channelrhodopsin).
  8. 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물.
  9. 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열 또는 상기 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물을 포함하는 발현벡터.
  10. (ⅰ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 및 레티날, 또는 3,4-데하이드로레티날, 13-에틸레티날, 9-dm-레티날, 3-하이드록시레티날, 4-하이드록시레티날, 나프틸레티날; 3,7,11-트리메틸-도데카-2,4,6,8,10-펜타에날; 3,7-디메틸-데카-2,4,6,8-테트라에날; 3,7-디메틸-옥타-2,4,6-트리에날; 6-7 회전-차단된 레티날, 8-9 회전-차단된 레티날 및 10-11 회전-차단된 레티날로 구성되는 군에서 선택되는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신;
    (ⅱ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물; 또는
    (ⅲ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열 또는 상기 (ⅱ)의 핵산 구조물을 포함하는 발현벡터를 포함하는, 단리된 세포.
  11. 제10항에 있어서, 포유동물 세포 또는 곤충 세포, 또는 효모 세포인 것을 특징으로 하는 단리된 세포.
  12. 제11항에 있어서, 포유동물 세포가
    (a) 광수용체 세포; 망막 막대세포; 망막 원뿔세포; 망막 신경절세포; 양극성 뉴런; 신경절세포; 위단극(pseudounipolar) 뉴런; 다극성 뉴런; 피라미드 뉴런, 푸르키네(Purkinje) 세포; 또는 과립 세포; 또는
    (b) 흑색종 세포, COS 세포; BHK 세포; HEK293 세포; CHO 세포; 골수종 세포; 또는 MDCK 세포인 것을 특징으로 하는 단리된 세포.
  13. 제9항에 따른 발현벡터를 포함하는, 암세포의 절제(ablation)를 위한, 또는 실명 또는 시력 저하의 치료를 위한 유전자 치료요법용 약제.
  14. (ⅰ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 또는
    (ⅱ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 및 레티날, 또는 3,4-데하이드로레티날, 13-에틸레티날, 9-dm-레티날, 3-하이드록시레티날, 4-하이드록시레티날, 나프틸레티날; 3,7,11-트리메틸-도데카-2,4,6,8,10-펜타에날; 3,7-디메틸-데카-2,4,6,8-테트라에날; 3,7-디메틸-옥타-2,4,6-트리에날; 6-7 회전-차단된 레티날, 8-9 회전-차단된 레티날 및 10-11 회전-차단된 레티날로 구성되는 군에서 선택되는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신; 또는
    (ⅲ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열을 포함하는 핵산 구조물; 또는
    (ⅳ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널을 코딩하는 뉴클레오티드 서열 또는 상기 (ⅲ)의 핵산 구조물을 포함하는 발현벡터를 포함하는,
    실명 또는 시력 저하의 치료용 약제.
  15. 제10항에 따른 단리된 세포를 포함하는, 실명 또는 시력 저하의 치료용 약제.
  16. 서열번호 1의 128 위치에 트레오닌, 세린 또는 알라닌; 및/또는 서열번호 1의 156 위치에 알라닌을 가지는 제5항에 따른 광 유도성 이온 채널을 포함하는, 암세포의 절제(ablation)용 약제.
  17. (ⅰ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 또는
    (ⅱ) 제1항 내지 제6항 중 어느 한 항에 따른 광 유도성 이온 채널; 및 레티날, 또는 3,4-데하이드로레티날, 13-에틸레티날, 9-dm-레티날, 3-하이드록시레티날, 4-하이드록시레티날, 나프틸레티날; 3,7,11-트리메틸-도데카-2,4,6,8,10-펜타에날; 3,7-디메틸-데카-2,4,6,8-테트라에날; 3,7-디메틸-옥타-2,4,6-트리에날; 6-7 회전-차단된 레티날, 8-9 회전-차단된 레티날 및 10-11 회전-차단된 레티날로 구성되는 군에서 선택되는 레티날 유도체를 포함하는 채널로돕신을 고속 대량 스크리닝(high-throughput screening)에 사용하는 방법.
  18. 제10항에 따른 세포를 고속 대량 스크리닝(high-throughput screening)에 사용하는 방법.
  19. 삭제
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