ES2891333T3

ES2891333T3 - Método de combinación de cultivo de microalgas y desnitrificación de gas residual industrial

Info

Publication number: ES2891333T3
Application number: ES15824186T
Authority: ES
Inventors: Junfeng Rong; Xuhua Zhou; Lin Cheng; Junying Zhu; Xugeng Huang; Baoning Zong
Original assignee: Sinopec Research Institute of Petroleum Processing; China Petroleum and Chemical Corp
Current assignee: Sinopec Research Institute of Petroleum Processing; China Petroleum and Chemical Corp
Priority date: 2014-07-23
Filing date: 2015-03-17
Publication date: 2022-01-27
Anticipated expiration: 2035-03-17
Also published as: US20170211036A1; KR102447188B1; JP2017522035A; AU2015292150B2; KR20170031244A; EP3173473B1; EP3173472A1; US20180195036A1; AU2015292150A1; JP6668326B2; KR20170032457A; WO2016011785A1; US11434466B2; AU2015292149B2; EP3173472B1; JP2017522033A; US10533154B2; EP3173473A4; AU2015292149A1; WO2016011784A1

Abstract

Método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial, que comprende las etapas de: (1) una etapa de cultivo de cultivar microalgas; (2) una etapa de separación de separar una suspensión de microalgas obtenida de la etapa (1) en microalgas húmedas (biomasa de microalgas) y una disolución de cultivo residual; (3) una etapa de inmovilización de NOx de desnitrificar el gas residual industrial con la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2), que comprende: (i) una subetapa de convertir el NOx en el gas residual industrial en ácido nítrico y/o ácido nitroso; y (ii) mezclar la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2) con el ácido nítrico y/o ácido nitroso obtenidos de la etapa (i), para lograr la desnitrificación del gas residual industrial; (4) opcionalmente, una etapa de secado de secar la biomasa de microalgas obtenida de la etapa (2) para proporcionar un producto de microalgas; en el que la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx obtenida de la etapa (3) se usa para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas de la etapa (1), en el que no se proporciona CO2, ni un regulador del pH, en la última fase durante el cultivo de microalgas, que provoca que la suspensión de microalgas sea alcalina al final del cultivo a través del metabolismo de las microalgas, en el que el medio de cultivo de microalgas contiene uno de nitrato alcalino, nitrito alcalino, carbonato alcalino, bicarbonato alcalino, fosfato alcalino y bifosfato alcalino, o una combinación de los mismos.

Description

DESCRIPCIÓN

Método de combinación de cultivo de microalgas y desnitrificación de gas residual industrial

Campo técnico

La presente invención se refiere a un procedimiento de cultivar microalgas y a un método conjunto del mismo con desnitrificación de un gas residual industrial.

Antecedentes

La fuente de energía y el medioambiente son desafíos importantes que enfrenta el ser humano para el desarrollo sostenible. Por un lado, las fuentes de energía fósil no son renovables y es emergente el desarrollo de fuentes de energía alternativas. Por otro lado, los gases residuales y las aguas residuales generados por el consumo de fuentes de energía fósil han tenido como consecuencia un impacto grave sobre el medioambiente, que necesita ser resuelto de manera sintética.

Las microalgas son una planta inferior ampliamente distribuida que comprende una gran cantidad de categorías, que convierte la energía óptica en una energía química de hidratos de carbono, tales como grasa o almidón, mediante una fotosíntesis eficaz, y por tanto se denomina “fábrica activadora impulsada por el sol”. La generación de energía biológica y productos químicos por las microalgas tiene la esperanza de lograr el doble propósito de sustituir las fuentes de energía fósil y limpiar los gases residuales y las aguas residuales.

En la naturaleza, existe una complicada relación ecológica entre microalgas y bacterias. Algunas microalgas y bacterias específicas pueden beneficiarse entre sí, mientras que otras pueden inhibirse entre sí. Una dificultad conocida del cultivo de microalgas es la presencia de muchas bacterias dañinas en el agua y el aire, lo que es desfavorable para el crecimiento de microalgas, resultando incluso en un cultivo fallido. Cuando se usa un sistema abierto para cultivar microalgas, es imposible lograr un estado aséptico, entonces existe un alto riesgo de contaminación por bacterias. Un sistema de cultivo cerrado con esterilización rigurosa puede lograr un estado aséptico, mientras que para un cultivo de microalgas a gran escala es demasiado costoso.

El NOx en un gas residual industrial es uno de los contaminantes atmosféricos más importantes. El NOx no sólo crea niebla fotoquímica y lluvia ácida, sino que también produce un efecto invernadero grave. El NOx también es uno de los principales inductores de la neblina atmosférica. Por tanto, la desnitrificación de un gas residual industrial se considera cada vez más. Los procedimientos de desnitrificación de un gas residual industrial pueden clasificarse en un procedimiento en seco y un procedimiento en húmedo. La reducción catalítica Selectiva (SCR) y la reducción no catalítica selectiva (SNCR) son procedimientos en seco convencionales, que implican altos costes de inversión y operación, donde el NOx se reduce a gas nitrógeno de bajo valor sin volver a obtener NOx. El procedimiento en húmedo absorbe NOx en un gas residual y lo inmoviliza en una disolución de absorción. Un procedimiento de este tipo tiene bajos costes de inversión y operación, mientras que deben resolverse dos problemas. En primer lugar, el NOx en el gas residual industrial se encuentra principalmente en forma de NO (generalmente el 90% o más), que es poco soluble en agua, por lo que se necesita un medio correspondiente para resolver el problema de la solubilidad del NO. En segundo lugar, el ácido nitroso o nitrito es generalmente inevitable durante la absorción, que provoca hipertoxicidad, por lo que se necesita un medio correspondiente al problema que implica la separación, reutilización o eliminación del mismo.

Por otro lado, el nitrógeno es uno de los elementos nutrientes que se consumen con mayor rapidez y de los que se carece más fácilmente durante el crecimiento de las microalgas. El consumo de una gran cantidad de fertilizante nitrogenado es costoso para el cultivo de microalgas. Por tanto, es deseable combinar el cultivo de microalgas y la desnitrificación de un gas residual industrial, que por un lado puede usar NOx para proporcionar fertilizante nitrogenado al crecimiento de microalgas, para disminuir el coste del cultivo de microalgas; mientras que por otro lado puede purificarse el gas residual para reducir la descarga de NOx, beneficiando al medioambiente. Hay algunos documentos publicados que divulgan los procedimientos de alimentación de un gas residual industrial en un dispositivo de cultivo de microalgas para su desnitrificación; sin embargo, estos procedimientos conllevan algunos problemas que no pueden resolverse: (1) la desnitrificación de un gas residual industrial usando microalgas debe resolver los problemas que restringen la comercialización del mismo, tales como la iluminación y las condiciones climáticas templadas para el cultivo de microalgas, mientras que el cambio atmosférico da como resultado necesariamente eficiencias de desnitrificación variadas, de modo que en la alimentación directa de un gas residual industrial es difícil de sincronizar la operación de emisión del gas residual industrial con la operación de cultivo de microalgas, donde las dos operaciones interactúan entre ellas siendo insuficiente para satisfacer el requisito de reducción de la emisión de una producción industrial; (2) el óxido de nitrógeno (NO) es el componente principal del NOx, mientras que el NO es poco soluble en agua, por lo que la alimentación directa de gas residual industrial no puede resolver el problema de la gran cantidad de NO insoluble en agua en el NOx que va a absorberse poco.

Una gran cantidad de NOx se produce a partir de la industria química. Si se desea que las microalgas inmovilicen el NOx en el gas residual industrial, la tasa de inmovilización de NOx por las microalgas debe coincidir con la tasa de emisión de NOx de la descarga industrial, y debe minimizarse el espacio ocupado por el dispositivo de cultivo de microalgas. Generalmente, la productividad de la biomasa de microalgas fotoautótrofas es un cultivo fotoautótrofo menor de 30 g.m-2d-1, que se reduce a menos de 10 g.m-2d-1 para un cultivo al aire libre a gran escala. Con una productividad de la biomasa de este tipo, la planta para la desnitrificación de un gas residual industrial ocupará una gran superficie. Por tanto, es necesario aumentar la productividad de la biomasa de las microalgas. Un cultivo heterótrofo o mixótrofo mediante la adición de una fuente de carbono orgánico es un método viable para acelerar el crecimiento de las microalgas; sin embargo, después de añadir la fuente de carbono orgánico, la suspensión de microalgas se contamina muy fácilmente con bacterias dañinas, lo que da como resultado un crecimiento rápido de las bacterias significativamente más rápido que el de las microalgas, lo que incluso provoca un cultivo fallido de microalgas.

Un cultivo de microalgas a escala necesita mucha agua. Si el agua no se recicla, el cultivo es costoso. La mayoría de las categorías conocidas de microalgas no pueden adaptarse a una disolución de amonio de alta concentración, por ejemplo, sulfato de amonio que se usa generalmente como inhibidor de microalgas. Mientras tanto, cuando se usa un nitrato para proporcionar una fuente de nitrógeno a las microalgas, es difícil reciclar el agua usada en el cultivo, porque los iones metálicos se acumulan en el agua de cultivo, lo que da como resultado una mayor salinidad, mientras que una salinidad alta inhibe generalmente el crecimiento de las microalgas.

El documento WO 98/22201 A1 se refiere a un método y a un aparato para purificar aire que contiene óxido de nitrógeno.

Sumario de la invención

El primer propósito de la presente invención es aumentar la productividad de la biomasa de las microalgas, en particular, aumentar la productividad de la biomasa del cultivo heterótrofo y el cultivo mixótrofo. El segundo propósito de la presente invención es evitar una operación aséptica durante el cultivo heterótrofo y el cultivo mixótrofo. El tercer propósito de la presente invención es combinar de manera sintética el cultivo de microalgas y la desnitrificación de un gas residual industrial, que no sólo puede usar NOx como fuente de nitrógeno para el crecimiento de microalgas, sino también evitar cualquier interferencia provocada por las diferentes condiciones de operación entre la emisión de gases residuales y el cultivo de microalgas. El cuarto propósito de la presente invención es usar una disolución acuosa de ácido nítrico/peróxido de hidrógeno como disolución de absorción para la desnitrificación de un gas residual industrial, para evitar la generación de cualquier ácido nitroso tóxico y aumentar la disponibilidad del peróxido de hidrógeno durante el procedimiento.

La presente invención es un método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial según la reivindicación 1.

Descripción de los dibujos

La figura 1 representa una curva que muestra el crecimiento de microalgas mediante cultivo fotoautótrofo. La figura 2 representa una curva que muestra el crecimiento de microalgas mediante cultivo mixótrofo. La figura 3 representa una curva que muestra el crecimiento de microalgas usando un nitrato como fuente de nitrógeno. Las figuras 4 y 5 representan curvas que muestran el crecimiento de microalgas con una gran cantidad de fuente de carbono orgánico. La figura 6 representa un diagrama de flujo que muestra un procedimiento de inmovilización de NOx. Las figuras 7 y 8 representan curvas que muestran el crecimiento de microalgas usando corriente de nutrientes inmovilizados por NOx como fuente de nitrógeno. La figura 9 representa una curva que muestra el crecimiento de microalgas a las que se les han añadido bacterias EM en condiciones heterótrofas sin luz. La figura 10 representa una curva que muestra la tasa de inmovilización de NOx a lo largo del tiempo. La figura 11 representa una curva que muestra el crecimiento de Chlorella sp. en diferentes condiciones. La figura 12 representa una curva que muestra el crecimiento de Spirulina sp. en diferentes condiciones. La figura 13 representa un diagrama de flujo general que muestra un método conjunto según la presente invención. La figura 14 representa un diagrama de flujo que muestra un método conjunto que implica un procedimiento ácido según la presente invención. La figura 15 representa un diagrama de flujo que muestra un método conjunto que implica un procedimiento ácido combinado con un cultivo fotoautótrofo adicional según la presente invención. En estas figuras:

1: unidad de inmovilización de NOx;

1-1: reactor de desnitrificación;

1-2: dispositivo de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx

2: dispositivo de cultivo de microalgas;

3: separador;

4: secadora;

5: dispositivo de formulación de la corriente de nutrientes que absorben CO2;

6: dispositivo de cultivo de microalgas con CO2;

7: separador de cultivo de microalgas con CO2

A: gas que contiene NOx;

B: corriente de nutrientes inmovilizados por NOx;

C: gas purificado;

D: variedad de microalgas;

E: disolución de nutrientes;

F: disolución de cultivo residual;

G: microalgas húmedas;

H: producto de microalgas;

I: disolución de nutrientes de microalgas que absorben CO2;

J: corriente de nutrientes que absorben CO2;

K: variedad de microalgas que absorben CO2;

L: CO2; y

M: suspensión de microalgas de cultivo con CO2.

Realizaciones

Las realizaciones de la presente invención se ilustrarán a continuación, aunque debe entenderse que los alcances de protección de la presente invención no están restringidos a las mismas; en cambio, los alcances de protección se definen mediante las reivindicaciones adjuntas. A menos que se defina lo contrario, los términos científicos y técnicos usados en la memoria descriptiva tienen los significados conocidos de manera convencional por los expertos en la técnica. Para los significados contradictorios de los términos, estarán sujetos a las definiciones de la presente memoria descriptiva. Según la presente invención, por ejemplo, medio/medio de cultivo significa un sistema acuoso usado para el crecimiento de microalgas en el mismo durante un cultivo de microalgas, que comprende sustancias nutrientes esenciales para el crecimiento de las microalgas, a menos que se designe específicamente. Según la presente invención, por ejemplo, corriente de nutrientes significa una corriente que comprende una o más fuentes de nutrientes, tales como una fuente de nitrógeno, una fuente de fósforo o una fuente de carbono, usada para formular el medio, a menos que se designe específicamente. Según la presente invención, por ejemplo, suspensión de microalgas significa un sistema formado añadiendo microalgas en un medio de cultivo, a menos que se designe específicamente. Según la presente invención, cuando una solución técnica se define en un modo abierto, por ejemplo, por “que comprende”, “que contiene” o similares, para proporcionar algunos elementos, los expertos en la técnica entenderían que una realización que consiste en, o que consiste esencialmente en, estos elementos pueden usarse para la práctica de la solución técnica de manera obvia. Por tanto, los expertos en la técnica entenderían que una solución técnica definida en un modo abierto también abarca las realizaciones específicas definidas con “que consiste en”, o con “que consiste esencialmente en”. En el contexto de la memoria descriptiva, cualquier característica o medio técnico no comentado específicamente se entenderá con los significados entendidos en la técnica sin ninguna modificación sustancial, a menos de que se designe lo contrario. Además, cualquier realización descrita en la memoria descriptiva puede asociarse libremente con una o más de otras realizaciones descritas en la memoria descriptiva, y la solución técnica o idea formada a partir de la misma se considera como parte de la divulgación o del registro original, pero no puede considerarse como nuevo contenido no divulgado o esperado por la memoria descriptiva, a menos que los expertos en la técnica crean que la combinación es obviamente inviable. Todas las características divulgadas por la memoria descriptiva pueden combinarse de manera arbitraria, y debe entenderse que la combinación se divulga por la presente invención, a menos que los expertos en la técnica crean que la combinación es obviamente no razonable. Los puntos numéricos divulgados por la memoria descriptiva comprenden no sólo los números individuales mencionados específicamente, sino también los extremos de cada uno de los intervalos numéricos, mientras que cualquiera de los intervalos formados por la combinación de los puntos numéricos debe considerarse como divulgado o registrado por la memoria descriptiva, independientemente de que los pares numéricos de los límites inferior y superior de los intervalos se divulguen uno por uno específicamente o no.

(I) Procedimiento de cultivo de microalgas

La presente divulgación proporciona un procedimiento de cultivo de microalgas, en el que en la corriente de nutrientes para cultivar microalgas, al menos una de la fuente de nitrógeno, fuente de fósforo y fuente de carbono se proporciona en forma de una sal de nutriente, en el que durante el cultivo, el pH de la suspensión de microalgas se ajusta con ácido nítrico y/o ácido nitroso. El cultivo puede ser un cultivo fotoautótrofo (bajo iluminación, usando sólo una fuente de carbono inorgánico, tal como CO2, para el crecimiento), un cultivo heterótrofo (usando sólo una fuente de carbono orgánico para el crecimiento) o un cultivo mixótrofo (bajo iluminación simultáneamente con el uso de una fuente de carbono inorgánico, tal como CO2, y una fuente de carbono orgánico para el crecimiento). El crecimiento de microalgas necesita condiciones esenciales, por ejemplo, una temperatura adecuada para la suspensión de microalgas, suficiente iluminación (cultivo fotoautótrofo o mixótrofo), suficiente agua, CO2 y una sustancia nutriente proporcionada en forma de una disolución de nutrientes, tal como un fertilizante nitrogenado, un fertilizante de fosfato y similares, y controlando el oxígeno disuelto y el pH de la suspensión de microalgas dentro de intervalos apropiados. Aunque estas condiciones pueden variar de microalga a microalga, las condiciones se conocen en la técnica. Generalmente, el cultivo se lleva a cabo a una temperatura de 15-40°C, preferiblemente de 25-35°C; y la suspensión de microalgas tiene un pH de 6-11, preferiblemente de 7-9. Para un cultivo fotoautótrofo o un cultivo mixótrofo, una intensidad de iluminación útil es de 1000-200000 lux, preferiblemente de 5000-150000 lux. Los inventores han descubierto, mediante mucho estudio y experimentos, que cuando las microalgas metabolizan uno cualquiera de un nitrato alcalino, un nitrito alcalino, un carbonato alcalino, un bicarbonato alcalino, un fosfato alcalino y un bifosfato alcalino, o una combinación de los mismos, el pH de la suspensión de microalgas aumenta sin añadir CO2 ni un regulador del pH en la suspensión de microalgas durante el cultivo de microalgas. En particular, cuando las microalgas metabolizan un nitrato alcalino, un nitrito alcalino o una combinación de los mismos, el pH de la suspensión de microalgas aumenta rápidamente. Las microalgas se cultivan generalmente a un pH de 6-11. Cuando el medio de cultivo contiene una sustancia nutriente anterior, se usa preferiblemente ácido nítrico y/o ácido nitroso para ajustar el pH de la suspensión de microalgas para evitar que el pH del medio de cultivo esté fuera del intervalo permitido por el crecimiento de microalgas. La presente invención no tiene ninguna restricción especial en la categoría de microalgas. Según la presente invención, se cultivan preferiblemente las microalgas con alto contenido de lípidos, que no sólo producen una fuente de energía biológica, sino que también reducen la contaminación por el gas residual. Aunque el coste del cultivo heterótrofo o mixótrofo puede aumentarse parcialmente debido al uso de una fuente de carbono orgánico, la productividad de la biomasa del mismo se aumenta significativamente. Por consiguiente, pueden simplificarse los procedimientos de procesamiento posteriores. Si puede evitarse un cultivo aséptico, puede evitarse una esterilización rigurosa al sistema que consume una gran cantidad de corriente, para reducir significativamente el coste del cultivo. Según la presente divulgación, es especialmente preferible usar microalgas adaptables al cultivo heterótrofo o mixótrofo, tales como Chlorella sp., Scenedesmus sp., Spirulina sp. o Monoraphidium sp. Sorprendentemente, cuando estas categorías de microalgas se cultivan mediante un cultivo heterótrofo o mixótrofo, una vez que se añade una determinada cantidad de bacterias EM, el cultivo puede realizarse con éxito incluso sin esterilización. La tasa de crecimiento de microalgas se acelera mucho. Incluso si la fuente de agua contiene muchas bacterias dañinas y/o el cultivo se lleva a cabo en un lugar abierto sin sellado, el resultado es igualmente positivo. En comparación, sin añadir las bacterias EM, un cultivo heterótrofo o mixótrofo falla generalmente. Según la presente divulgación, un cultivo heterótrofo o mixótrofo se realiza con la adición de bacterias EM, preferiblemente sin esterilización o la adición de un bactericida. Se conocen bacterias EM (microorganismos efectivos), que consisten esencialmente en decenas de microorganismos pertenecientes a bacterias fotosintéticas, Lactobacillus, microzima, Actinomyces grampositiva y filamentos. Las bacterias EM pueden formularse según la enseñanza de la técnica anterior, o pueden obtenerse comercialmente y fermentarse según la enseñanza de la técnica anterior o la memoria descriptiva de la formulación comercial antes de su uso. Según la presente invención, la cantidad de bacterias EM debería satisfacer la necesidad de facilitar el crecimiento de las microalgas. La cantidad de bacterias EM no puede ser demasiado pequeña para que sea eficaz, ni demasiado grande para que consuma sustancias nutrientes en exceso debido a la competencia de las mismas con las microalgas. Cualquier manera de añadir las bacterias EM (tal como una adición de una sola vez o una adición en lotes) y cualquier cantidad de bacterias EM son útiles, siempre que pueda facilitarse el crecimiento de las microalgas. Según la presente invención, las bacterias EM se añaden en una cantidad de 1*105 células/l de suspensión de microalgas-9*108 células/l de suspensión de microalgas, preferiblemente es de 1*10® células/l de suspensión de microalgas-5*108 células/l de suspensión de microalgas, de manera adicionalmente preferible es de 1*10® células/l de suspensión de microalgas-1*108 células/l de suspensión de microalgas. Según la presente divulgación, cuando se cultivan microalgas mediante un cultivo heterótrofo o mixótrofo, la fuente de carbono orgánico útil incluye, pero no se limita a, al menos uno de azúcar, ácido orgánico, sal de un ácido orgánico, alcohol, hidrolizado de celulosa e hidrolizado de almidón; tal como al menos uno de glucosa, levulosa, ácido acético, acetato de sodio, ácido láctico, etanol, metanol e hidrolizado de celulosa, preferiblemente glucosa. Según el perfil creciente de la biomasa de las microalgas y el perfil de consumo de la sustancia nutriente en el medio de cultivo, la sustancia nutriente consumida debe complementarse a lo largo del tiempo.

La sustancia nutriente puede complementarse de cualquier manera, tal como un complemento en lotes o un complemento continuo, siempre que la cantidad de la sustancia nutriente añadida se controle dentro de un intervalo apropiado. Para un cultivo heterótrofo o mixótrofo, la concentración de una fuente de carbono orgánico se controla generalmente a 1 g/l de suspensión de microalgas-30 g/l de suspensión de microalgas, preferiblemente a 2 g/l de suspensión de microalgas-10 g/l de suspensión de microalgas. La fuente de carbono orgánico puede añadirse mediante una adición de una sola vez o una adición por lotes. En la sal alcalina de nutriente, el ion metálico es sodio y/o potasio. La fuente de nitrógeno es preferiblemente un nitrato alcalino y/o un nitrito alcalino. La fuente de fósforo es preferiblemente un fosfato alcalino y/o un bifosfato alcalino. Una parte de la fuente de carbono puede ser un carbonato alcalino y/o un bicarbonato alcalino. Cuando se usa un cultivo fotoautótrofo, toda o la mayoría de la fuente de carbono se proporciona en forma de CO2. La cantidad de la fuente de nitrógeno, fuente de fósforo o fuente de carbono se proporciona tal como se conoce en la técnica, por ejemplo, la cantidad de la fuente de nitrógeno, calculada como átomos de nitrógeno, es de 0,1-400 mmol/l, preferiblemente es de 10-300 mmol/l, todavía más preferiblemente es de 20-200 mmol/l. El procedimiento comprende además separar una biomasa de microalgas de la suspensión de microalgas, y recircular una disolución de cultivo residual obtenida mediante la separación de la biomasa de microalgas para cultivar microalgas.

(II) Método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial

La presente invención proporciona un método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial, que comprende las etapas de:

(1) una etapa de cultivo de cultivar microalgas;

(2) una etapa de separación de separar una suspensión de microalgas obtenida de la etapa (1) en microalgas húmedas (biomasa de microalgas) y una disolución de cultivo residual;

(3) una etapa de inmovilización de NOx de desnitrificar un gas residual industrial con la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2); y

(4) opcionalmente, una etapa de secado de secar la biomasa de microalgas obtenida de la etapa (2) para proporcionar un producto de microalgas;

en el que la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx obtenida de la etapa (3) se usa para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas de la etapa (1). La etapa (3) anterior puede realizarse de diversas maneras. La técnica anterior considera que el nitrato puede usarse como fuente de nitrógeno para el cultivo de microalgas. Sin embargo, en determinadas situaciones, la acumulación de ion metálico contenido en el nitrato puede inhibir probablemente el crecimiento de microalgas. Por tanto, el método conjunto según la presente invención implica un procedimiento ácido, en el que la etapa (3) comprende:

(i) una subetapa de convertir el NOx en el gas residual industrial en ácido nítrico y/o ácido nitroso; y

(ii) mezclar la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2) con el ácido nítrico y/o ácido nitroso (preferiblemente el ácido nítrico y opcionalmente el ácido nitroso) obtenidos de la etapa (i), para lograr la desnitrificación del gas residual industrial. En la realización, la disolución obtenida a partir del mezclado se usa como corriente de nutrientes inmovilizados por NOx para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas en la etapa (1). En otra realización preferible, el método conjunto implica un procedimiento alcalino, en el que la etapa (3) comprende:

(i') inmovilizar el NOx en el gas residual industrial directamente con la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2). En la realización, la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx se usa para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas. La etapa (1) puede llevarse a cabo usando cualquier realización específica en la sección de “Procedimiento de cultivo de microalgas” anterior, y las características, etapas, condiciones o una combinación de las mismas son útiles. Según la presente invención, el contenido de NOx en el gas residual industrial no está específicamente restringido. En general, el contenido de NOx en un gas residual industrial es de desde varios cientos de ppm (volumen) hasta varios miles de ppm, por ejemplo, desde 100 ppm hasta 5000 ppm. Según la presente invención, en el gas residual industrial que va a tratarse, la fracción molar de NO, basada en la cantidad total de NOx, es >80%. Además, en el gas residual industrial, la fracción molar de NO, basada en la cantidad total de NOx, es >90%. Según la presente invención, en el procedimiento ácido, puede usarse cualquier procedimiento conocido en la etapa (i) para convertir el NOx en el gas residual industrial en ácido nítrico y/o ácido nitroso. Algunas categorías de microalgas no pueden metabolizar el NO2'. Cuando se cultivan estas categorías de microalgas, es necesario seleccionar un procedimiento apropiado para inmovilizar el NOx, para convertir la mayoría de o todo el NOx en NO3'. Según la presente invención, cualquier procedimiento conocido que sea apropiado es útil, tal como un procedimiento de absorción por oxidación usando ácido nítrico/peróxido de hidrógeno como absorbente. Según la presente invención, es preferible cultivar microalgas capaces de metabolizar tanto NO3' como NO2', tales como Chlorella sp., Monoraphidium sp., Scenedesmus sp. o Spirulina sp. seleccionadas por la presente invención, donde el problema de la conversión en NO2' se evita sustancialmente. Considerando que la fuente de nitrógeno se consume rápidamente en algunas circunstancias de cultivo de microalgas, se usa preferiblemente un procedimiento ácido para el cultivo heterótrofo, y/o se usa preferiblemente un procedimiento ácido para el cultivo de Spirulina sp. Según la presente invención, en una realización, se usa preferiblemente una desnitrificación en húmedo en la etapa (i) para convertir el NOx en el gas residual industrial en ácido nítrico y. La disolución de absorción usada para absorber el NOx en la desnitrificación en húmedo consiste en el 0,5% en masa-58% en masa de ácido nítrico, el 0,001% en masa-25% en masa de peróxido de hidrógeno y el resto agua. Por tanto, una realización de este tipo se denomina método conjunto que implica un procedimiento ácido. Los inventores han encontrado mediante investigación que, en lo que se refiere a un método conjunto que implica un procedimiento ácido, aunque o bien una disolución acuosa que tiene una alta concentración de ácido nítrico/una baja concentración de peróxido de hidrógeno o bien una disolución acuosa que tiene una alta concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico puede absorber de manera eficaz el NOx con baja oxidabilidad, los dos métodos pueden tener ambos el defecto de una descomposición rápida y una gran disipación de peróxido de hidrógeno. En una disolución acuosa que tiene una baja concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico, la descomposición de peróxido de hidrógeno es relativamente lenta, mientras que la disolución acuosa que tiene una baja concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico tiene una actividad de absorción muy baja sobre el NOx con baja oxidabilidad. Los inventores han descubierto sorprendentemente mediante un estudio profundo que, aunque la disolución acuosa que tiene una baja concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico muestra una actividad de absorción muy baja sobre el NOx con baja oxidabilidad en la fase inicial de cultivo, la actividad de absorción sobre el NOx con baja oxidabilidad de la disolución acuosa aumenta gradualmente. Después de un periodo (fase de activación), la actividad de absorción sobre el NOx con baja oxidabilidad de la disolución acuosa alcanza una fase estable a un nivel alto. Por tanto, preferiblemente, en una realización, la disolución de absorción que tiene una concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico según la presente invención se somete a una fase de activación antes del uso para absorber el NOx. Según la presente invención, en la desnitrificación en húmedo mencionada anteriormente, la disolución de absorción consiste preferiblemente en el 10% en masa-25% en masa de ácido nítrico, el 0,1% en masa-1% en masa de peróxido de hidrógeno y el resto agua; más preferiblemente el 10% en masa-25% en masa de ácido nítrico, el 0,2% en masa-1% en masa de peróxido de hidrógeno y el resto agua. Tal como se indicó anteriormente, la disolución de absorción que tiene una composición de este tipo tiene una actividad de desnitrificación muy baja, disolución de absorción que puede satisfacer el requisito mediante la desnitrificación de un gas residual industrial sólo después de una fase de activación. La fase de activación comprende: poner en contacto una disolución que consiste en el 10% en masa-25% en masa de ácido nítrico, el 0,1% en masa-1% en masa de peróxido de hidrógeno y el resto agua con un gas que contiene NOx, hasta que la actividad de desnitrificación de la disolución no aumente más, lo que significa que la etapa de activación se ha completado. En el gas que contiene NOx, el NO ocupa una fracción molar, basada en la cantidad total de NOx, de >80%. El gas que contiene NOx usado para activar la disolución de absorción puede denominarse gas residual industrial. Según la presente invención, en la desnitrificación en húmedo mencionada anteriormente, la desnitrificación puede realizarse a una temperatura de desde -10°C hasta 40°C y una presión de 0,1 MPa-1 MPa; preferiblemente una temperatura ambiente (10°C-40°C) y presión atmosférica. Según la presente invención, en la desnitrificación en húmedo anterior, no existe ninguna restricción especial en el modo de contacto para el contacto entre el gas residual industrial y la disolución de absorción activa, tal como uno cualquiera de los siguientes (A), (B), (C) o una combinación de los mismos:

(A) dispersar el gas residual industrial como burbujas en la disolución de absorción;

(B) dispersar la disolución de absorción como gotas de líquido en el gas residual industrial;

(C) poner en contacto el líquido con el gas residual industrial en forma de un movimiento similar a una película. Se usa preferiblemente el modo (A). Según la presente invención, en la desnitrificación en húmedo, pueden usarse una columna de absorción o más columnas de absorción en serie; preferiblemente una columna de absorción o 2-3 columnas de absorción en serie. No hay ninguna restricción especial en la forma de la columna de absorción, tal como una o una combinación de las siguientes: una columna de absorción de platos, una columna de absorción de burbujeo, una columna de absorción de burbujeo con agitación, una columna de pulverización que dispersa la disolución de absorción como gotas de líquido en una fase gaseosa, una columna de absorción de relleno y una columna de absorción de película descendente; preferiblemente una columna de absorción de burbujeo o una columna de absorción de burbujeo con agitación. Cuando está implicado un procedimiento alcalino o un procedimiento ácido, es preferible ajustar el pH del medio de cultivo mediante el metabolismo de las microalgas en la etapa (1), de manera que la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2) tiene un pH >8, más preferiblemente un pH de 9-11. Tal como se indicó anteriormente, cuando el medio de cultivo de microalgas contiene uno de nitrato alcalino, nitrito alcalino, carbonato alcalino, bicarbonato alcalino, fosfato alcalino y bifosfato alcalino, o una combinación de los mismos, el pH de la suspensión de microalgas aumenta si no se proporciona o se proporciona menos CO2 (o un regulador del pH). Mediante el uso de este fenómeno, no puede proporcionarse CO2 (ni un regulador del pH) en la última fase durante el cultivo de microalgas, pero en cambio provoca que la suspensión de microalgas sea alcalina al final de cultivo a través del metabolismo de las microalgas. Por consiguiente, la disolución de cultivo residual puede separarse del cultivo de microalgas para inmovilizar el NOx en el gas residual o para neutralizar el líquido ácido después de inmovilizar el NOx, que se usa posteriormente para proporcionar a su vez la fuente de nitrógeno esencial al cultivo de microalgas. Por tanto, en una realización, el pH de la disolución de cultivo residual se controla, ajustando la cantidad de CO2 suministrado al cultivo de microalgas, para que sea >8, más preferiblemente de 9-11. Los inventores han encontrado que la disolución de cultivo residual alcalina después de la separación de microalgas puede inmovilizar el NOx en un gas residual o neutralizar el líquido ácido después de inmovilizar el NOx con una alta eficiencia, para obtener una disolución que contiene NO3' y/o NO2', disolución que puede usarse posteriormente para proporcionar directamente una fuente de nitrógeno a un lote posterior de cultivo de microalgas. Después del metabolismo de la fuente de nitrógeno por las microalgas, el lote posterior de suspensión de microalgas se vuelve alcalino de nuevo. Como tal, se establece una recirculación cerrada entre el medio de cultivo de un cultivo de microalgas y la disolución de absorción o la disolución de neutralización de una desnitrificación de gas residual industrial, para combinar de manera sintética un “cultivo de microalgas” y una “desnitrificación de gas residual industrial”, que puede no sólo convertir el contaminante de nitrógeno en una biomasa útil mediante las microalgas de manera eficaz, sino también mantener el “cultivo de microalgas” y la “desnitrificación de gas residual” como dos procedimientos relativamente independientes, evitando cualquier interacción desfavorable entre los mismos. En la técnica se conocen un procedimiento de absorción/inmovilización por disolución alcalina para la desnitrificación de un gas residual. Hay una gran cantidad de investigaciones sobre la absorción/inmovilización del NOx de gas residual con una disolución acuosa alcalina. La presente invención puede usar uno cualquiera de los procedimientos conocidos. Tal como se conoce en la técnica, para inmovilizar el No completamente, se añade una columna de oxidación antes de una columna de absorción de disolución alcalina, que oxida el NO a NO2 con el oxígeno restante en el gas residual o añadiendo ozono, para proporcionar una oxidabilidad óptima (una razón molar de NO2/NO) al procedimiento de inmovilización con disolución alcalina. En la técnica se conocen catalizadores catalíticamente oxidantes útiles para varios casos. Por ejemplo, pueden usarse carbón activo, fibra de carbón activo, tamiz molecular Na-ZSM-5 con alto contenido de sílice o tamiz molecular de sílice p pura como catalizador para oxidar NO a NO2 a temperatura ambiente. Según la presente invención, la etapa (i') usa un procedimiento de absorción con disolución alcalina para absorber/inmovilizar el NOx, en el que una disolución de cultivo residual obtenida del cultivo de microalgas se usa como disolución de absorción para absorber/inmovilizar el NOx de un gas residual. Cabe señalar que se omite una etapa de extracción de nitrato según el procedimiento de inmovilización con disolución alcalina convencional. Más bien, la disolución obtenida después de la inmovilización de NOx se usa directamente para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas según la presente invención. Según la presente invención, es preferible cultivar microalgas capaces de metabolizar tanto NO3" como NO2", tales como Chlorella sp., Monoraphidium sp., Scenedesmus sp. o Spirulina sp. seleccionadas por la presente invención. Según la presente invención, se prefieren las microalgas resistentes a un ambiente muy alcalino, donde el pH de la disolución de cultivo residual para cultivar microalgas de este tipo puede aumentarse adicionalmente, para aumentar la eficiencia de la reacción de las mismas con ácido nítrico y/o ácido nitroso o de la inmovilización de NOx. Los inventores han seleccionado, mediante numerosas pruebas, una microalga resistente a un ambiente muy alcalino, tal como Chlorella sp., Monoraphidium sp., Scenedesmus sp. o Spirulina sp., microalgas que pueden crecer de manera sana a un pH de 9-11. Según la presente invención, se prefieren las microalgas capaces de aumentar rápidamente el pH de la suspensión de microalgas mediante su propio metabolismo sin la adición de CO2, donde la eficiencia del cultivo de microalgas puede aumentarse adicionalmente cultivando microalgas de este tipo. Los inventores han seleccionado, mediante numerosas pruebas, microalgas capaces de aumentar rápidamente el pH de la suspensión de microalgas, tales como Chlorella sp., Monoraphidium sp., Scenedesmus sp. o Spirulina sp., microalgas que pueden aumentar el pH de la suspensión de microalgas para que sea de 9-11 en el plazo de 1 24 horas, lo que permite la reacción de la suspensión de microalgas con ácido nítrico y/o ácido nitroso o la absorción/inmovilización del NOx con una alta eficiencia. Preferiblemente, en la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx obtenida de la etapa (i') para proporcionar una fuente de nitrógeno a las microalgas, la cantidad del compuesto que contiene nitrógeno, calculada como átomos de nitrógeno, es de 0,1-400 mmol/l, preferiblemente de 10-300 mmol/l, todavía más preferiblemente de 20-200 mmol/l. Además de NOx, un gas residual industrial también puede contener otros contaminantes, tales como SOx. Los expertos en la técnica pueden determinar, mediante una prueba simple (por ejemplo, mediante la medición de la tasa de inmovilización del NOx o la medición de la tasa de crecimiento variada de las microalgas), si un gas residual comprende, incluso en una cantidad excesiva, un contaminante que daña significativamente el método conjunto según la presente invención. Los inventores han descubierto que cuando el gas de combustión de una descarga industrial contiene un alto contenido de SOx, puede reducirse la eficiencia de inmovilización del NOx por la disolución de cultivo residual. Según sea necesario, los expertos en la técnica pueden reducir el SOx en un gas residual hasta un nivel que no dañe significativamente el método conjunto según la presente invención mediante un medio técnico convencional. Un gas de combustión de una descarga de una industria general, especialmente un gas de combustión de carbón, contiene mucho SOx. Por tanto, en lo que se refiere a un gas residual industrial de este tipo, el SOx contenido en el gas residual industrial debe eliminarse antes de desnitrificar el gas residual. Según la presente invención, el gas residual industrial está libre de SOx o se ha desulfurizado (eliminado con el SOx en el gas residual). Debe entenderse que el “cultivo de microalgas” y la “desnitrificación de gas residual industrial” implicados en la presente invención son dos procedimientos relativamente independientes. El gas que contiene CO2 se usa principalmente para proporcionar una fuente de carbono al crecimiento de las microalgas, gas que está sustancialmente libre de SOx o NOx. El gas que contiene CO2 puede ser un gas residual industrial purificado (eliminado con el SOx y NOx en el gas residual), o un gas residual industrial libre de SOx y NOx. La presente invención establece un patrón económico cíclico de reducción de la descarga de contaminante a partir de un gas residual industrial y la producción de una biomasa de microalgas. El NOx en un gas residual de una descarga industrial se usa como fuente de nitrógeno para la corriente de nutrientes, que no sólo reduce la descarga de contaminantes, sino que también proporciona una biomasa de microalgas valiosa. En un patrón económico cíclico de este tipo, una parte del coste para tratar un gas residual industrial se recupera mediante el cultivo de microalgas, y se reducen la descarga de gas residual y agua residual, así como la contaminación ambiental, por parte de la industria. Por tanto, se forma una recirculación cerrada, donde sólo se obtiene una biomasa de microalgas en la salida. El método conjunto según la presente invención también puede asociarse adicionalmente con un cultivo de microalgas adicional. Por ejemplo, se proporcionan microalgas de la fase inicial de un método conjunto, y en particular, se proporcionan microalgas adicionales cuando las microalgas en el método conjunto anterior necesitan un complemento. El cultivo de microalgas adicional puede ser un procedimiento separado independiente de las etapas del cultivo de microalgas del método conjunto, para aportar las microalgas en, por ejemplo, el dispositivo de cultivo de microalgas según sea necesario, véase, por ejemplo, la figura 15. El cultivo de microalgas adicional también puede incorporarse en el método conjunto, por ejemplo, aguas abajo de las etapas de cultivo de microalgas comentadas anteriormente. El cultivo de microalgas adicional puede ser un cultivo fotoautótrofo, un cultivo mixótrofo y/o un cultivo heterótrofo, siempre que la cantidad de microalgas generada satisfaga la necesidad de complemento del método conjunto. En una realización, el cultivo de microalgas adicional es un cultivo fotoautótrofo, llevado a cabo mediante cualquier procedimiento conocido en la técnica, véase, por ejemplo, el procedimiento mostrado por la figura 15. La invención se ha ilustrado mediante un ejemplo del método conjunto que implica un gas residual industrial que contiene NOx y un cultivo de microalgas, mientras que los expertos en la técnica entenderán que el método conjunto también es útil para cualquier otro gas que contiene NOx que requiere desnitrificación, siempre que el gas sea compatible con el cultivo de microalgas.

(III) Sistema usado para el método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial

La presente divulgación proporciona un sistema útil para el método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial, que comprende, opcionalmente desde aguas arriba hasta aguas abajo:

una unidad de inmovilización de NOx, que tiene una entrada para un gas residual industrial que contiene NOx, una entrada para una disolución de cultivo residual, una salida para una corriente de nutrientes inmovilizados por NOx y una salida para un gas residual industrial purificado, y opcionalmente una entrada para una disolución de nutrientes, útil para la desnitrificación y proporción de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx;

un dispositivo de cultivo de microalgas, que tiene una entrada para la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx, una entrada para una variedad de microalgas y una salida para una suspensión de microalgas, y opcionalmente una entrada para una disolución de nutrientes, opcionalmente una entrada para bacterias EM, útil para el cultivo de microalgas usando la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx;

un separador, que tiene una entrada para la suspensión de microalgas, una salida para una biomasa de microalgas y una salida para la disolución de cultivo residual, útil para separar la suspensión de microalgas obtenida del dispositivo de cultivo de microalgas en la biomasa de microalgas y la disolución de cultivo residual; y

una línea de recirculación, que une la salida para la disolución de cultivo residual del separador a la entrada para la disolución de cultivo residual de la unidad de inmovilización de NOx;

y opcionalmente, una secadora, útil para secar la biomasa de microalgas para proporcionar un producto de microalgas. Preferiblemente, para un método conjunto que implica el procedimiento ácido, la unidad de inmovilización de NOx tiene una entrada para la disolución de nutrientes. Preferiblemente, para un método conjunto que implica el procedimiento alcalino, el dispositivo de cultivo de microalgas tiene una entrada para la disolución de nutrientes. En una realización preferible, el método conjunto implica el procedimiento ácido, en el que la unidad de inmovilización de NOx comprende un reactor de desnitrificación y un dispositivo de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx. En una realización preferible, el método conjunto implica el procedimiento alcalino, en el que la unidad de inmovilización de NOx es un reactor de desnitrificación. En lo que se refiere a la figura 13, una realización del sistema según la presente invención comprende: la unidad 1 de inmovilización de NOx; el dispositivo 2 de cultivo de microalgas; el separador 3; y la secadora 4. En lo que se refiere a un procedimiento ácido, la unidad 1 de inmovilización de NOx comprende: el reactor 1-1 de desnitrificación; y el dispositivo 1-2 de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx (en lo que se refiere a la figura 14); mientras que en lo que se refiere a un procedimiento alcalino, 1 es 1-1: reactor de desnitrificación. Por tanto, en el sistema, se alimentan un gas A que contiene NOx, una disolución F de cultivo residual del separador 3 y opcionalmente una disolución E de nutrientes a la unidad 1 de inmovilización de NOx, y se obtienen una corriente B de nutrientes inmovilizados por NOx y un gas C purificado después del tratamiento; posteriormente, se alimentan la corriente B de nutrientes inmovilizados por NOx de la unidad 1 de inmovilización de NOx, una variedad D de microalgas y opcionalmente una disolución E de nutrientes al dispositivo 2 de cultivo de microalgas; se alimenta una suspensión de microalgas del cultivo al separador 3 y se separa en el mismo para proporcionar microalgas G húmedas (biomasa de microalgas) y una disolución F de cultivo residual; y se alimenta la biomasa G de microalgas a la secadora 4, en la que se seca para proporcionar un producto H de microalgas. Preferiblemente, para un procedimiento ácido, la disolución E de nutrientes se añade a la unidad 1 de inmovilización de NOx. Preferiblemente, para un procedimiento alcalino, la disolución E de nutrientes se añade al dispositivo 2 de cultivo de microalgas.

La figura 14 ejemplifica un procedimiento ácido conforme a la realización de la figura 13. Tal como se comentó anteriormente, para un procedimiento ácido, la unidad 1 de inmovilización de NOx consiste en un reactor 1-1 de desnitrificación y un dispositivo 1-2 de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx. Por consiguiente, en lo que se refiere a la unidad 1 de inmovilización de NOx, se alimentan un gas A que contiene NOx y una disolución acuosa que tiene una baja concentración de peróxido de hidrógeno/una baja concentración de ácido nítrico usada como disolución de inmovilización de NOx (no mostrada en la figura) al reactor 1-1 de desnitrificación, en el que se obtienen una corriente de nutrientes inmovilizados por NOx y un gas C purificado después del tratamiento; se alimentan la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx y una disolución F de cultivo residual del separador 3 y la disolución E de nutrientes a la unidad 1 de inmovilización de NOx, en la que se obtiene una corriente B de nutrientes inmovilizados por NOx después del tratamiento. Las otras instalaciones y procedimientos de procesamiento son los mismos que en la realización general mostrada en la figura 13.

La figura 15 ejemplifica una combinación del método conjunto según la presente invención con un cultivo de microalgas adicional. En el procedimiento combinado, el método conjunto según la presente invención tiene procedimientos de procesamiento tal como se muestran en la figura 13, excepto que la variedad D de microalgas alimentada al dispositivo 2 de cultivo de microalgas procede específicamente de un procedimiento de cultivo de microalgas adicional, que es un cultivo fotoautótrofo. El cultivo de microalgas adicional proporciona al método conjunto microalgas de la fase inicial, en particular proporcionando microalgas adicionales cuando las microalgas en el método conjunto anterior necesitan un complemento. En el procedimiento combinado mostrado en la figura 15, el cultivo de microalgas adicional puede ser un procedimiento separado independiente de las etapas del cultivo de microalgas del método conjunto, para aportar microalgas a, por ejemplo, el dispositivo de cultivo de microalgas según sea necesario.

Ejemplos

La presente invención se ilustrará adicionalmente mediante los ejemplos a continuación, que son útiles para comprender la invención.

Medición de la densidad óptica de la suspensión de microalgas (valor de DO680): medido mediante espectrofotometría, usando agua destilada como control, y midiendo la absorción óptica por la suspensión de microalgas a una longitud de onda de 680 nm, que se usó como indicador de la concentración de microalgas.

Medición del contenido de nitrógeno de una disolución: usando un cromatógrafo iónico, modelo ICS3000 (Dionex Company, EE.UU.) para medir el contenido de NO3- o el contenido de NO2- en una disolución acuosa, cromatógrafo que estaba equipado con un generador de eluyente EG40, un detector de conductividad eléctrica y una estación de trabajo de cromatograma Chameleon; columna de separación modelo lonpac AS11-HC (250 mm*4 mm d.i.); precolumna modelo lonpac AG11 (50 mm*4 mm d.i.); supresor autogenerador de aniones ASRS-ULTRA. Eluyente: disolución de KOH; con una velocidad de flujo de 1 ml/min; una concentración de eluyente de 30 mmol/l; un volumen de alimentación de 60 |il; una temperatura de columna de 30°C; una corriente de supresión de 100 mA; un método convencional externo para cuantificar el área de los picos.

Recuento de bacterias: llevado a cabo según las etapas de:

1. lavar la muestra: tomar 1 ml de la muestra y lavar 2-3 veces con 1*PBS;

2. separar de manera preliminar: centrifugar a 1000 rpm durante 2 min usando diferentes fuerzas centrífugas entre las microalgas y las bacterias, para separar de manera preliminar las microalgas (las bacterias permanecen en el sobrenadante, mientras que las microalgas precipitan); y opcionalmente repetir esta etapa para obtener un mayor contenido de microalgas;

3. recoger el sobrenadante, en el que la cantidad de microalgas en el sobrenadante podría ignorarse, centrifugar a 8000 rpm durante 5 min y eliminar el sobrenadante;

4. resuspender la precipitación con 500 ul de permeabilizador de membranas bacterianas y hacer reaccionar a temperatura ambiente durante 15 min;

5. centrifugar a 8000 rpm durante 5 min y lavar la disolución de bacterias 2 veces con 1*PBS;

6. resuspender las bacterias añadiendo 100 ul de 1*PBS y añadir una disolución madre de 5 ul de disolución de tinción de Pl, para la reacción a temperatura ambiente durante 30 min;

7. observar y contar las bacterias bajo un microscopio de fluorescencia, en el que se restringió a 1000 la cantidad máxima de bacterias en 4 rejillas grandes, y cuando la cantidad máxima era mayor de 1000, diluir la disolución de bacterias para volver a contar.

8. Ecuación de cálculo:

Densidad de bacterias en la disolución medida = resultado del recuento/4*veces de diluciónx4x104/ml

Reactivos principales:

Instrumentos principales:

Medio de cultivo para microalgas: los componentes del medio de cultivo se muestran en la tabla 1 -tabla 5.

En la presente invención, una actividad de desnitrificación indicaba una razón molar del contenido de NOx en un gas residual industrial después del tratamiento con respecto al contenido de NOx en el gas residual industrial antes del tratamiento.

Tabla 1: medio de cultivo BG11

Componentes Composición, mg/l

K2HPO43H2O 40

NaNOa 1500

Na2CO3 20

MgSO4-7H2O 75

CaCl2-2H2O 36

Ácido cítrico 6

Citrato de amonio férrico 6

EDTA disódico 1

Elemento traza A5 (tabla 2) 1

Tabla 2: elemento traza A5

______________________________________________________

Componentes Composición, mg/l

H3BO3 2860

MnCl²-4H²O 1810

ZnSO⁴-7H²O 222

CuSO⁴-5H²O 79

NaMoO⁴-5H²O 390

Co(NOa)²'6H²O 50

Tabla 3: medio Z

Componentes Composición, g/l

KH2PO43H2O 0,50

NaNO3 2,5

NaHCO3 16,8

NaCl 1,0

MgSO⁴-7H²O 0,20

K²SO⁴1,0

CaCl²-2H²O 0,04

FeSO⁴-7H²O 0,01

EDTA disódico 0,08

Elemento traza A5 (tabla 2) 1 ml

Tabla 4: medio de cultivo heterótrofo

Componentes Composición, g/l

KNO3 10

Na²HPO⁴-12H²O 8,8

KH2PO4 0,3

MgSO⁴-7H²O 0,2

CaCl²-2H²O 0,02

Disolución de Fe-EDTA 1 ml

Elemento traza (tabla 5) 3,5 ml

Disolución de Fe-EDTA: FeSO⁴,7H²O 15 g/l y EDTA 1,4 g/l

Tabla 5: elemento traza

Componentes Composición, g/l

H3BO3 2,86

MnCl²-4H²O 0,11

ZnSO⁴-7H²O 9,22

CuSO⁴-5H²O 1,00

(NH⁴)⁶MoyO²⁴'4H²O 0,10

Co(NO³)²'6H²O 0,90

Ejemplo 1

El ejemplo ilustró el impacto de la adición de bacterias EM sobre un cultivo fotoautótrofo.

Se usó un medio BG11 (que tiene los componentes nutrientes según la tabla 1, sin esterilización) para cultivar Chlorella sp., con una temperatura controlada entre 20 y 30°C. Se alimentaron aire comprimido y CO2 para el cultivo. Cuando la suspensión de microalgas tenía un pH>10, se alimentó CO2, mientras que cuando la suspensión de microalgas tenía un pH<7,5, se detuvo la alimentación de CO2. Se usó luz solar natural para el cultivo. Se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Se detecto el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 14 días. Se detuvo la alimentación de gas mixto que contenía CO2 1 día antes del final del cultivo. Luego, se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 1. Las dos pruebas en la figura 1 fueron sustancialmente iguales, excepto que en una de ambas pruebas no se añadieron bacterias EM, mientras que en la otra se añadieron bacterias EM en una cantidad de 3,6*10® células/l de suspensión de microalgas. Con respecto a la prueba con la adición de bacterias EM, durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue <6,7*10®/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 9,8. Puede observarse a partir de la figura 1 que, en condiciones de cultivo fotoautótrofo, la adición de bacterias EM fomentó el crecimiento de microalgas.

Los ejemplos 2-5 ilustraron el impacto de la cantidad de bacterias EM añadidas sobre el cultivo de microalgas para un cultivo mixótrofo.

Ejemplo 2

Se usó un medio BG11 (que tiene los componentes nutrientes según la tabla 1, sin esterilización) para cultivar Chlorella sp., con adición de 2 g/l de glucosa durante el cultivo, a una temperatura controlada entre 20 y 30°C. Se alimentaron aire comprimido y CO2 para el cultivo. Cuando la suspensión de microalgas tenía un pH>10, se alimentó CO2, mientras que cuando la suspensión de microalgas tenía un pH<7,5, se detuvo la alimentación de CO2. Se usó luz solar natural para el cultivo. Se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 2. Se añadieron las EM en una cantidad de 3,6 * 10® células/l de suspensión de microalgas. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue <8 * 10⁶/ml de suspensión de microalgas. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 14 días. Se detuvo la alimentación de gas de combustión que contenía CO2 un día antes del final del cultivo, y se dejó que el pH de la suspensión de microalgas aumentara hasta 9,4. Luego, se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga.

Ejemplo 3

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 2, excepto que se añadieron EM en una cantidad de 1,8*10⁷células/l de suspensión de microalgas. Después de la adición de las EM, durante el estado estable del cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue <1*10⁷/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 9,3. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 2.

Ejemplo 4

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 2, excepto que se añadieron EM en una cantidad de 3,6*10⁷células/l de suspensión de microalgas. Después de la adición de las EM, durante el estado estable del cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue <2*10⁷/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 8,9. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 2.

Ejemplo 5

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 2, excepto que se añadieron EM en una cantidad de 7,2*10⁷células/l de suspensión de microalgas. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue <5,8*10⁷/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 8,7. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 2.

Ejemplo comparativo 1

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 2, excepto que no se añadieron bacterias EM. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 1,2*10⁸/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 7,9. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 2.

Puede observarse a partir de la figura 2 que, en condiciones de cultivo mixótrofo, la adición de bacterias EM fomentó el crecimiento de microalgas.

Los ejemplos 6-8 ilustraron el metabolismo de nitrato y nitrito por las microalgas.

Ejemplo 6

Se usó un medio BG11 (que tiene los componentes nutrientes según la tabla 1, sin esterilización) para cultivar Chlorella sp., a una temperatura controlada entre 20 y 30°C. Se alimentaron aire comprimido y CO2 para el cultivo. Cuando la suspensión de microalgas tenía un pH>10, se alimentó CO2, mientras que cuando la suspensión de microalgas tenía un pH<7,5, se detuvo la alimentación de CO2. Se usó luz solar natural para el cultivo. Se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. Se realizó un cultivo continuo durante 14 días. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 3.

Ejemplo 7

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 6, excepto que 1,5 g/l de nitrato de sodio en el medio se reemplazaron por 1,35 g/l de nitrito de sodio y 0,15 g/l de nitrato de sodio. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 3.

Ejemplo 8

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 7, excepto que las microalgas cultivadas fueron Monoraphidium sp. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 3.

Puede observarse a partir de la figura 3 que la variedad de microalgas seleccionada pudo crecer con éxito usando o bien nitrato o bien nitrito.

Los ejemplos 9-16 ilustraron el impacto de bacterias EM sobre el metabolismo de la fuente de nitrógeno inorgánico por las microalgas, con la adición de una gran cantidad de fuente de carbono orgánico.

Ejemplo 9

En primer lugar, se usó un medio BG11 (que tiene los componentes nutrientes según la tabla 1, sin esterilización) para cultivar Chlorella sp. Cuando el valor de DO680 alcanzó 4, se complementó una vez con una cantidad de componentes nutrientes de medio heterótrofo tal como se especifica en la tabla 4. Se controló la temperatura entre 20 y 30°C. Se alimentó aire comprimido y CO2 para el cultivo. Cuando la suspensión de microalgas tenía un pH>10, se alimentó CO2, mientras que cuando la suspensión de microalgas tenía un pH<7,5, se detuvo la alimentación de CO2. Se usó luz solar natural para el cultivo. Se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Se añadieron 2 g/l de glucosa, y se añadieron bacterias EM en una cantidad de 2,9*107 células/l de suspensión de microalgas. Se detecto el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. Después de 1 día de cultivo, se añadieron de nuevo 10 g/l de glucosa, y se complementó con bacterias EM en una cantidad de 3,6*107 células/l de suspensión de microalgas. Cuando se realizó el cultivo en el quinto día, se complementó de nuevo con 10 g/l de glucosa. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 9,7 * 106/ml de suspensión de microalgas. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 8 días. Después de la última vez que se añadió glucosa, se detuvo la alimentación de CO2. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 8,6. Se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 4.

Ejemplo 10

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 9, excepto que las microalgas cultivadas fueron Monoraphidium sp. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 4,6*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 8,2. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <200 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 4.

Ejemplo 11

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 9, excepto por los siguientes aspectos: siendo la cantidad para la primera adición de bacterias EM de 7,9*107 células/l de suspensión de microalgas, sin una segundad adición de bacterias EM; y siendo la cantidad de la segunda adición de glucosa de 30 g/l, sin una tercera adición de bacterias EM. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 2,6*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 8,2. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 4.

Ejemplo 12

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 11, excepto que las microalgas cultivadas fueron Monoraphidium sp. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 5,2*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 7,8. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <200 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 4.

Ejemplo comparativo 2

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 9, excepto que no se añadieron bacterias EM. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 13,6*108/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 7,2. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 4.

Puede observarse a partir de la figura 4 que la adición de bacterias EM fomentó el crecimiento de microalgas y consumió rápidamente la fuente de nitrógeno inorgánico.

Ejemplo 13

En primer lugar, se usó un medio BG11 (que tiene los componentes nutrientes según la tabla 1, sin esterilización) para cultivar Chlorella sp. Cuando el valor de DO680 alcanzó 4, se complementó una vez con una cantidad de componentes nutrientes de medio heterótrofo tal como se especifica en la tabla 4. Se controló la temperatura entre 20 y 30°C. Se alimentó aire comprimido y CO2 para el cultivo. Cuando la suspensión de microalgas tenía un pH>10, se alimentó CO2, mientras que cuando la suspensión de microalgas tenía un pH<7,5, se detuvo la alimentación de CO2. Se usó luz solar natural para el cultivo. Se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Desde la inoculación de Chlorella sp., en primer lugar se realizó el cultivo durante 2 días en condiciones autótrofas mediante iluminación. Luego, se añadieron 2 g/l de glucosa. Se añadieron bacterias EM en una cantidad de 1,8 * 108 células/l de suspensión de microalgas. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. Después de 3 días de cultivo, se añadieron de nuevo 10 g/l de glucosa, y se complementó con bacterias EM en una cantidad de 1,8* 108 células/l de suspensión de microalgas. Después de 2 días de cultivo, se complementó de nuevo con 10 g/l de glucosa. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 2,9 *107 células/ml de suspensión de microalgas. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 14 días. Después de la última vez que se añadió glucosa, se detuvo la alimentación de CO2. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 9,2. Se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 5.

Ejemplo 14

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 13, excepto por los siguientes aspectos: la ausencia de una segunda adición de bacterias EM; y siendo la cantidad de la segunda adición de glucosa de 30 g/l, sin una tercera adición de bacterias EM. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 2,9*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas había aumentado de manera natural hasta 9,3. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 5.

Ejemplo 15

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 13, excepto que se reemplazó el NaNO3 en el medio BG11 por KNO3, y se añadió KNO3 en una cantidad de 0,5 g/l. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 1,3*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 9,4. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 5.

Ejemplo 16

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 14, excepto que se reemplazó el NaNO3 en el medio BG11 por KNO3, y se añadió KNO3 en una cantidad de 0,5 g/l. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 1,7*107/ml de suspensión de microalgas. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 9,3. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <10 |ig/g. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 5.

Puede observarse a partir de la figura 5 que, usando o bien nitrato de potasio o bien nitrato de sodio como fuente de nitrógeno, la adición de bacterias EM fomentó el crecimiento de microalgas.

Los ejemplos 17-18 ilustraron la inmovilización de NOx usando una disolución de cultivo residual obtenida de un cultivo de microalgas y un cultivo de microalgas continuado usando la disolución inmovilizada por NOx.

Ejemplo 17

Se absorbió NOx con la ayuda de O3.

Se usó un gas mixto de NO2 y NO para simular un gas de combustión práctico. Se usó aire comprimido como gas portador. La velocidad de flujo del NOx fue de 0,3 l/min. Se proporcionó un gas que contenía O3 mediante un ozonizador portátil modelo XM-Y disponible de Qingdao Xin Mei purification equipment Co., Ltd., con una velocidad de flujo de 1 l/min. Se mezcló aire hasta una velocidad de flujo total de 150 l/h. Se midieron las concentraciones de NOx en los gases de entrada y de salida. Se calculó la razón de inmovilización de NOx como:

Razón de inmovilización de NOx = (1-concentración de NOx en la salida/concentración de NOx en la entrada)*100;

en la que la concentración de NOx total en la entrada era sustancialmente estable a 620 mg/m3 (con un contenido de NO de aproximadamente 600 mg/m3 y un contenido de NO2 de aproximadamente 20 mg/m3)

El diagrama de flujo se muestra en la figura 6. La columna de absorción tenía un diámetro de 100 mm y una altura de 700 mm. Se equipó el fondo de la columna con un distribuidor de tamiz de gases. La columna contenía 3 l de la disolución de cultivo residual generada a partir del ejemplo 16. Durante la operación, se alimentó un gas mixto de NOx directamente a la columna de absorción. Se detuvo la operación después de 22 h. Se extrajo la disolución de cultivo residual de la columna y se midió para determinar el contenido total de NO3- y NO2- de 5900 |ig/g.

La microalgas se cultivaron usando la disolución inmovilizada por NOx.

Se usó la disolución inmovilizada por NOx anterior como medio de microalgas para cultivar Chlorella sp., en el que las otras sustancias nutrientes además de la fuente de nitrógeno se proporcionaron haciendo referencia al medio BG11.

Las otras partes del procedimiento de cultivo fueron iguales que en el ejemplo 16. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 1,8*107/ml de suspensión de microalgas. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 14 días. Después de la última vez que se añadió glucosa, se detuvo la alimentación de CO2. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 9,1. Se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2 <10 |ig/g. Puede observarse a partir de la figura 7 que, usando la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx como disolución de nutrientes de cultivo, se fomentó el crecimiento de microalgas después de la adición de bacterias EM, mediante lo cual se inmovilizó de nuevo el NO3- y NO2- en la suspensión de microalgas y se transformó de nuevo la suspensión de microalgas en alcalina, para usarse adicionalmente como disolución de inmovilización alcalina para la desnitrificación de gas residual.

Ejemplo 18

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 17, excepto que la columna de absorción contenía 3 l de disolución de cultivo residual obtenida a partir del ejemplo 10. Después de 22 h de inmovilización, se extrajo la disolución de cultivo residual de la columna, que se midió para tener un contenido total de NO3- y NO2- de 5800 |ig/g.

Se cultivaron microalgas usando la disolución inmovilizada por NOx.

Se usó la disolución inmovilizada por NOx anterior como medio de microalgas para cultivar Monoraphidium sp., en el que las otras sustancias nutrientes además de la fuente de nitrógeno se proporcionaron haciendo referencia al medio BG11. Las otras partes del procedimiento de cultivo fueron iguales que en el ejemplo 10. Durante el cultivo, el recuento de bacterias de la suspensión de microalgas monitorizado fue de hasta 9,2*106/ml de suspensión de microalgas. Se realizó la recogida después de un cultivo continuo de 8 días. Después de la última vez que se añadió glucosa, se detuvo la alimentación de gas de combustión que contenía CO2. Al final del cultivo, el pH de la suspensión de microalgas era de 8,7. Se obtuvieron una biomasa de microalgas y una disolución de cultivo residual mediante separación centrífuga. Un análisis de la disolución de cultivo residual mostró un contenido total de NO3- y NO2- <200 |ig/g. Puede observarse a partir de la figura 8 que, usando la disolución inmovilizada por NOx como disolución de nutrientes de cultivo, se fomentó el crecimiento de microalgas después de la adición de bacterias EM, mediante lo cual se inmovilizó de nuevo el NO3- y NO2- en la suspensión de microalgas y se transformó de nuevo la suspensión de microalgas en alcalina, para usarse adicionalmente como disolución de inmovilización alcalina para la desnitrificación de gas residual.

El ejemplo ilustró el impacto de las bacterias EM sobre el crecimiento de microalgas en condiciones heterótrofas sin luz.

Ejemplo 19

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 9, excepto que las microalgas se cultivaron en condiciones sin luz. Se midió el pH de la suspensión de microalgas al final de cultivo era de 7,7. La curva de crecimiento de las microalgas se muestra en la figura 9.

Ejemplo comparativo 3

El ejemplo comparativo ilustró la asimilación de nitrato por las bacterias EM.

El presente ejemplo comparativo era sustancialmente igual que el ejemplo 9, excepto que: sólo se realizó el cultivo de bacterias EM; se esterilizó el medio antes del cultivo; el medio era todavía BG11 (tabla 1), mientras que la concentración inicial de NO3- fue de 6900 ug/g; y el cultivo duró 14 días. Un análisis al final del cultivo mostró un contenido total de NO3- y NO2- de 5600 |ig/g. Puede observarse que, durante el crecimiento, las bacterias EM consumieron la fuente de nitrógeno inorgánico con una velocidad mucho menor que la de las microalgas.

Ejemplo 20

El ejemplo ilustró la inmovilización de NOx usando una disolución de cultivo residual alcalina.

Se analizaron 3 l de la disolución de cultivo residual alcalina del ejemplo 14 para determinar las concentraciones de iones potasio y sodio. Se formularon 3 l de una disolución acuosa que tenía la misma concentración de iones potasio y concentración de iones sodio, en la que los contraaniones fueron HCO3- y CO32-. La disolución acuosa formulada tenía un pH de 9,27, sustancialmente igual que el de la disolución de cultivo residual alcalina del ejemplo 14. Se usaron respectivamente la disolución de cultivo residual alcalina mencionada anteriormente y la disolución acuosa formulada como disolución de inmovilización para inmovilizar el NOx usando el procedimiento del ejemplo 17. En la figura 10 se proporciona una curva que muestra la eficiencia de la inmovilización del NOx.

Puede observarse a partir de la figura 10 que la disolución de cultivo residual tenía una eficiencia de inmovilización de NOx significativamente mayor que la de la disolución alcalina formulada.

Ejemplo comparativo 4

El ejemplo comparativo ilustró el efecto de cultivar Chlorella sp. con baja concentración de NH4HCO3.

Se usó medio BG11 (tabla 1) para cultivar Chlorella sp., mientras que la fuente de nitrógeno en el medio BG11 se reemplazó por NH4HCO3 que tenía una concentración de 3,3 mmol/l, que era mucho menor que la del medio BG11 (17,6 mmol/l). La concentración inicial de la variedad de microalgas, DO680, fue de 0,5. Se alimentó aire comprimido para el cultivo. Se controló la temperatura entre 20-30°C. Durante el cultivo, se usó luz solar natural para el cultivo, y se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Ejemplo comparativo 5

El ejemplo comparativo ilustró el efecto de cultivar Chlorella sp. con baja concentración de NaNO3.

El ejemplo comparativo era sustancialmente igual que el ejemplo comparativo 4, excepto que la fuente de nitrógeno en el medio se reemplazó por NaNO3. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Ejemplo comparativo 6

El ejemplo comparativo ilustró el efecto de cultivar Chlorella sp. con una concentración aún más alta de NaNO3. El ejemplo comparativo era sustancialmente igual que el ejemplo comparativo 4, excepto que la fuente de nitrógeno en el medio se reemplazó por NaNO3, mientras que se aumentó la concentración de la fuente de nitrógeno hasta 176 mmol/l, que era mucho más alta que la del medio BG11 (17,6 mmol/l). Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Ejemplo 20

El ejemplo ilustró el efecto de un cultivo autótrofo de Chlorella sp. según la presente invención.

El ejemplo era sustancialmente igual al ejemplo comparativo 4, excepto que la fuente de nitrógeno y la concentración de la misma seguía siendo la de la formulación del medio BG11, y cuando el pH era mayor de 10 durante la última fase del cultivo, se complementó con ácido nítrico para ajustar el pH en un intervalo adecuado. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Ejemplo 21

El ejemplo ilustró el efecto de un cultivo autótrofo de Spirulina sp. según la presente invención.

Se usó medio Z (tabla 3) para cultivar Spirulina sp. La variedad de microalgas tenía una concentración inicial, DO680, de 0,3. Se alimentó aire comprimido para el cultivo. Se controló la temperatura entre 20-30°C. Cuando el pH era mayor de 10,5 durante la última fase del cultivo, se complementó con ácido nítrico para ajustar el pH en un intervalo adecuado. Durante el cultivo, se usó luz solar natural para el cultivo, y se controló la intensidad de iluminación diurna hasta 60000 lux. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 12.

Ejemplo 22

El ejemplo ilustró el efecto de un cultivo mixótrofo de Chlorella sp. según la presente invención (sin esterilización). El ejemplo era sustancialmente igual al ejemplo comparativo 4, excepto que se usó un medio de cultivo heterótrofo para Chlorella sp. (tabla 4). Se añadieron 2 g/l de glucosa y bacterias Em en una cantidad de 5*107 células/l de suspensión de microalgas cada tres días Durante el cultivo, y cuando el pH era mayor de 10, se complementó con ácido nítrico para ajustar el pH en un intervalo apropiado. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Ejemplo 23

El ejemplo ilustró el efecto de un cultivo mixótrofo de Spirulina sp. según la presente invención (sin esterilización). El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 21, excepto que se añadieron 2 g/l de glucosa y bacterias EM en una cantidad de 5*10,57 células/l de suspensión de microalgas cada tres días Durante el cultivo, y cuando el pH era mayor de 10,5, se complementó con ácido nítrico para ajustar el pH en un intervalo apropiado. Se detectó el valor de DO680 cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 12.

Ejemplo 24

El ejemplo ilustró el efecto de un cultivo heterótrofo aséptico de Chlorella sp. según la presente invención.

El ejemplo era sustancialmente igual al ejemplo comparativo 4, usando un medio heterótrofo de Chlorella sp. (tabla 4) para el cultivo heterótrofo. La variedad de microalgas tenía una concentración inicial, DO680, de 0,5. Se alimentó aire comprimido. El cultivo se realizó en un estado aséptico sin luz. Se controló la temperatura entre 20-30°C. Cuando se consumió sustancialmente la glucosa, se añadieron 10 g/l de glucosa a su debido tiempo; mientras que cuando el pH era mayor de 10, se complementó con ácido nítrico para ajustar el pH en un intervalo apropiado. Se detectó el valor de DO680 de la suspensión de microalgas cada día. La curva de crecimiento se proporciona en la figura 11.

Puede observarse a partir de la figuras 11-12 que el procedimiento según la presente invención aumentó la eficiencia de crecimiento de las microalgas. Si se añadía una gran cantidad de nitrato en la fase inicial de cultivo, la alta concentración de nitrato no fomentaría significativamente el crecimiento de microalgas.

Ejemplo 25

El ejemplo ilustró el impacto de la concentración variada de ácido nítrico o H2O2 sobre la descomposición de peróxido de hidrógeno.

Se formularon disoluciones acuosas de ácido nítrico/H2O2 con diversas concentraciones. Después de 10 días, se determinó la concentración de H2O2. Por consiguiente, se calculó la tasa de descomposición de H2O2 en las diferentes concentraciones de las disoluciones acuosas de ácido nítrico/H2O2, los resultados se proporcionan en la tabla 6 (la concentración de peróxido de hidrógeno se midió en referencia al procedimiento del documento GB1616-2003).

Tabla 6

Puede observarse a partir de la tabla 6 que, a pesar de aumentar la concentración de ácido nítrico o aumentar la concentración de peróxido de hidrógeno, la disipación de peróxido de hidrógeno aumentó significativamente.

Ejemplo 26

El ejemplo ilustró el efecto de la desnitrificación de una baja concentración de NOx según la presente invención.

Se formuló un gas residual simulado mediante NO, NO2 y gas nitrógeno, con una concentración de NO de 500 ppm (volumen) y una concentración de NO2 de 20 ppm (volumen). La disolución de absorción consistía en el 15% en masa de ácido nítrico, el 0,4% en masa de peróxido de hidrógeno y el resto agua. El dispositivo de absorción era una columna de vidrio, que tenía un diámetro de 100 mm y una altura de 700 mm. Se equipó el fondo de la columna de vidrio con una placa de tamiz, que tenía un diámetro de orificio de 16 |im-30 |im. La columna contenía 3000 ml de disolución de absorción. La velocidad de flujo del gas residual simulado fue de 150 l/h. La prueba se llevó a cabo a temperatura ambiente bajo presión atmosférica. El resultado de la prueba se proporciona en la tabla 7 (con referencia al procedimiento del documento GB/T14642-2009, no se encontró nitrito en la disolución de absorción después de la prueba).

Tabla 7

NOx en la salida/ppm

461 420 360 260 150 40 40 37 38 40 40 40 Puede observarse a partir de la tabla 7 que, en la fase inicial de desnitrificación, la actividad de desnitrificación de la disolución de absorción fue muy baja. La actividad de desnitrificación de la disolución de absorción aumentó de manera gradual y sucesiva a lo largo del tiempo. 16 horas más tarde, la actividad de desnitrificación de la disolución de absorción alcanzó una fase estable, en la que la razón de desnitrificación era mayor del 90%.

Ejemplo 27

El ejemplo ilustró el efecto de la desnitrificación de una baja concentración de NOx según la presente invención. El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 26, excepto que la concentración de peróxido de hidrógeno fue del 1% en masa y la concentración de ácido nítrico fue del 25% en masa. El resultado de la prueba se proporciona en la tabla 8 (con referencia al procedimiento del documento GB/T14642-2009, no se encontró nitrito en la disolución de absorción después de la prueba).

Tabla 8

Ejemplo 28

El ejemplo ilustró el efecto de la desnitrificación de una alta concentración de NOx usando una única columna según la presente invención.

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 26, excepto que la concentración de peróxido de hidrógeno fue del 0,3% en masa y la concentración de ácido nítrico fue del 15% en masa; y el gas residual simulado tenía una concentración de NO de 3200 ppm (volumen) y una concentración de NO2 de 100 ppm (volumen). El resultado de la prueba se proporciona en la tabla 9 (con referencia al procedimiento del documento GB/T14642-2009, no se encontró nitrito en la disolución de absorción después de la prueba).

Tabla 9

Ejemplo comparativo 7

El ejemplo ilustró el efecto de la desnitrificación usando una alta concentración de H2O2.

El ejemplo fue sustancialmente igual que el ejemplo 26, excepto que la concentración de peróxido de hidrógeno fue del 2,5% en masa y la concentración de ácido nítrico fue del 15% en masa. El resultado de la prueba se proporciona en la tabla 10.

Tabla 10

Ejemplo 29

El ejemplo ilustró un procedimiento que implica el procedimiento ácido usando el sistema según la presente invención.

Con referencia a la figura 14, en primer lugar se alimentaron 150 l/h de un gas mixto que comprendía 480 ppm de NO y el resto de aire en el reactor 1-1 de desnitrificación (que contenía peróxido de hidrógeno acuoso al 0,5% y disolución acuosa diluida de ácido nítrico al 15%) para la reacción para proporcionar un ácido nítrico diluido. El rendimiento de ácido nítrico fue de 0,19 kg/h. Se descargó el gas C purificado después de la inmovilización.

Se alimentaron 3 kg de disolución E de nutrientes de microalgas al dispositivo 1-2 de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx (consistiendo la disolución de nutrientes en medio Z 10 g/l de NaNOa), mezclados de manera homogénea con disolución F de cultivo residual y ácido nítrico diluido, y se alimentaron al dispositivo 2 de cultivo de microalgas, al que se le añadió una concentración de variedad D de microalgas para proporcionar una concentración final de suspensión de microalgas de DO = 0,3. Se alimentó CO2 con una concentración del 2% (en volumen) al dispositivo 2 de cultivo de microalgas a una velocidad de flujo de 200 l/h. Cuando el pH de la suspensión de microalgas era <8,5, se detuvo la alimentación de CO2; mientras que cuando el pH de la suspensión de microalgas era >10,5, se continuó con la alimentación de CO2. La intensidad de iluminación era de 10000 lux.

Después de completarse cultivo, se alimentó la suspensión de microalgas al separador 3 de filtración de microalgas para la filtración y separación, y se devolvieron 2,5 kg de disolución F de cultivo residual obtenidos a partir del mismo al dispositivo 1-2 de formulación de la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx para el cultivo de recirculación. Se alimentaron 250 g de biomasa G de microalgas concentrada a la secadora 4 de microalgas para el secado, para proporcionar 25 g de producto de microalgas.

Claims

REIVINDICACIONES

i. Método conjunto de cultivar microalgas y desnitrificar un gas residual industrial, que comprende las etapas de:

(1) una etapa de cultivo de cultivar microalgas;

(2) una etapa de separación de separar una suspensión de microalgas obtenida de la etapa (1) en microalgas húmedas (biomasa de microalgas) y una disolución de cultivo residual;

(3) una etapa de inmovilización de NOx de desnitrificar el gas residual industrial con la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2), que comprende:

(i) una subetapa de convertir el NOx en el gas residual industrial en ácido nítrico y/o ácido nitroso; y

(ii) mezclar la disolución de cultivo residual obtenida de la etapa (2) con el ácido nítrico y/o ácido nitroso obtenidos de la etapa (i), para lograr la desnitrificación del gas residual industrial;

(4) opcionalmente, una etapa de secado de secar la biomasa de microalgas obtenida de la etapa (2) para proporcionar un producto de microalgas;

en el que la corriente de nutrientes inmovilizados por NOx obtenida de la etapa (3) se usa para proporcionar una fuente de nitrógeno al cultivo de microalgas de la etapa (1),

en el que no se proporciona CO2, ni un regulador del pH, en la última fase durante el cultivo de microalgas, que provoca que la suspensión de microalgas sea alcalina al final del cultivo a través del metabolismo de las microalgas,

en el que el medio de cultivo de microalgas contiene uno de nitrato alcalino, nitrito alcalino, carbonato alcalino, bicarbonato alcalino, fosfato alcalino y bifosfato alcalino, o una combinación de los mismos.

2. Método conjunto según la reivindicación 1, caracterizado porque, en la etapa (2), el NOx en el gas residual industrial se convierte en ácido nítrico mediante una desnitrificación en húmedo; y la disolución de absorción usada en la desnitrificación en húmedo consiste en el 0,5% en masa-58% en masa de ácido nítrico, preferiblemente el 10% en masa-25% en masa de ácido nítrico, el 0,001% en masa-25% en masa de peróxido de hidrógeno, preferiblemente el 0,1% en masa-1% en masa de peróxido de hidrógeno, y el resto agua.

3. Método conjunto según la reivindicación 1 ó 2, caracterizado porque, en la corriente de nutrientes de la etapa (1), la fuente de nitrógeno se proporciona en forma de un nitrato alcalino y/o un nitrito alcalino.

4. Método conjunto según la reivindicación 1 ó 2, caracterizado porque la etapa (1) se lleva a cabo usando un procedimiento de cultivar microalgas, en el que en la corriente de nutrientes para cultivar microalgas se proporciona al menos una de la fuente de nitrógeno, fuente de fósforo y fuente de carbono en forma de una sal de nutriente, caracterizado porque, durante el cultivo, el pH de la suspensión de microalgas se ajusta con ácido nítrico y/o ácido nitroso.

5. Método conjunto según la reivindicación 4, caracterizado porque, durante el cultivo, se añaden bacterias EM en la suspensión de microalgas, y

opcionalmente, caracterizado porque se añaden bacterias EM en una cantidad de 1*105 células/l de suspensión de microalgas-9*108 células/l de suspensión de microalgas, preferiblemente es de 1*10® células/l de suspensión de microalgas-5*108 células/l de suspensión de microalgas, de manera adicionalmente preferible es de 1*106 células/l de suspensión de microalgas-1*108 células/l de suspensión de microalgas.

6. Método conjunto según una cualquiera de las reivindicaciones 4-5, caracterizado porque las microalgas son microalgas heterótrofas o mixótrofas.

7. Método conjunto según una cualquiera de las reivindicaciones 4-6, caracterizado porque las microalgas son una cianófita o una clorófita, preferiblemente Chlorella sp., Scenedesmus sp., Monoraphidium sp. o Spirulina sp., y/o

caracterizado porque el ácido nítrico se obtiene convirtiendo el NOx en un gas residual industrial en ácido nítrico mediante una desnitrificación en húmedo; y la disolución de absorción usada en la desnitrificación en húmedo consiste en el 0,5% en masa-58% en masa de ácido nítrico, preferiblemente el 10% en masa-25% en masa de ácido nítrico, el 0,001% en masa-25% en masa de peróxido de hidrógeno, preferiblemente el 0,1% en masa-1% en masa de peróxido de hidrógeno, y el resto agua.

8 Método conjunto según la reivindicación 6, caracterizado porque la fuente de carbono orgánico usada es al menos una seleccionada del grupo que consiste en azúcar, ácido orgánico, sal de ácido orgánico, alcohol, hidrolizado de celulosa e hidrolizado de almidón, o

caracterizado porque la fuente de carbono orgánico se usa a una concentración de 1 g/l de suspensión de microalgas-30 g/l de suspensión de microalgas.

9 Método conjunto según la reivindicación 4, caracterizado porque, cuando el cultivo es un cultivo fotoautótrofo o un cultivo mixótrofo, la intensidad de iluminación es de 1000-200000 lux.

10. Método conjunto según una cualquiera de las reivindicaciones 1-4, caracterizado porque el método conjunto comprende además una etapa de cultivo de microalgas adicional, que proporciona microalgas de la fase inicial del método conjunto, y/o proporciona microalgas complementarias cuando las microalgas en la etapa (1) de cultivo de microalgas necesitan un complemento.

11. Método conjunto según la reivindicación 10, caracterizado porque la etapa de cultivo de microalgas adicional es un procedimiento separado independiente de la etapa (1) de cultivo de microalgas, para aportar microalgas a la etapa (1) de cultivo de microalgas según sea necesario, o

caracterizado porque la etapa de cultivo de microalgas adicional se incorpora en el método conjunto, y se coloca aguas arriba de la etapa (1) de cultivo de microalgas.