ES2261740T3 - Composiciones de fsh con alto grado de sialilacion y su uso para la preparacion de medicamentos. - Google Patents
Composiciones de fsh con alto grado de sialilacion y su uso para la preparacion de medicamentos.Info
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Abstract
Una composición farmacéutica que comprende FSH recombinante, en la que la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos 200, preferiblemente al menos 220, más preferiblemente al menos 240, muy preferiblemente al menos 260.
Description
Composiciones de FSH con alto grado de
sialilación y su uso para la preparación de medicamentos.
El invento se refiere al campo de las
gonadotropinas y, particularmente, a su uso en tecnologías de
reproducción asistida (ART; del inglés, assisted
reproductive technologies), inducción de la ovulación
(OI; del inglés, ovulation induction), inseminación
intrauterina (IUI; del inglés, intrauterine
insemination) y pacientes masculinos estériles.
Las gonadotropinas son un grupo de
glicoproteínas heterodímeras que incluyen la hormona estimulante del
folículo (FSH; del inglés, follicle stimulating
hormone), la hormona luteinizante (LH; del inglés,
luteinising hormone) y la gonadotropina coriónica
(CG; del inglés, chorionic gonadotrophin). Estas
hormonas regulan la función gonadal en el macho y la hembra.
Cada una de estas hormonas está compuesta por
dos subunidades no covalentemente unidas: una subunidad \alpha,
que es común a FSH, LH y hCG, y una subunidad \beta que es única
para cada una de ellas y que confiere especificidad biológica a
cada hormona.
En todas las gonadotropinas, cada subunidad
tiene cadenas laterales oligosacáridas unidas a asparagina
(N-unidas). En la subunidad \alpha común de las
hormonas humanas, éstas están fijadas en las posiciones 52 y 78.
Tanto en la FSH como en la CG humanas, dos cadenas laterales
oligosacáridas N-unidas están fijadas a la subunidad
\beta, en las posiciones 7 y 24 en la FSH y en las posiciones 13
y 30 en la hCG. En la LH humana, un oligosacárido está fijado en la
posición 30 de la subunidad \beta. La hCG tiene además cuatro
cadenas laterales oligosacáridas unidas a serina
(O-unidas), presentes en la porción terminal
carboxílica (CTP; del inglés, carboxyl terminal
portion).
Como con todas las glicoproteínas, en las
gonadotropinas se presentan variaciones en la estructura
oligosacárida, lo que da lugar a un conjunto de isoformas que se
hallan en la glándula hipofisaria y en circulación. Además, hay
diferencias en el grado de "remate" del hidrato de carbono
terminal por ácido siálico. Las isoformas pueden ser separadas
basándose en su carga, la cual viene determinada en gran medida por
el número y la distribución de oligosacáridos
N-unidos sialilados. Las formas muy sialiladas
tendrán un punto isoeléctrico (pI) más ácido que la media y son
denominadas "ácidas". Las formas menos sialiladas tienen un pI
comparativamente mayor y son denominadas "básicas".
Como consecuencia de sus diferencias
estructurales, las isoformas gonadotropínicas difieren en su
capacidad para unirse a receptores de células diana. El grado de
sialilación afecta a su capacidad para sobrevivir en circulación.
En el caso de la FSH, varios grupos han demostrado que isoformas muy
ácidas/sialiladas tienen semividas plasmáticas considerablemente más
largas en modelos animales, tales como el ratón y la rata^{1}.
Se ha mostrado que el perfil de isoformas de la
FSH endógena varía en los seres humanos. Las isoformas ácidas con
largas semividas in vivo y relativamente baja potencia
biológica in vitro son predominantes en el suero de niños
prepúberes, pacientes hipogonadales y en mujeres durante la fase
folicular. Por contraste, las isoformas menos sialiladas, más
básicas, con cortas semividas in vivo y relativamente elevada
actividad biológica in vitro se encuentran durante la
pubertad, en la terapia con hormona liberadora de gonadotropina
(GnRH; del inglés, Gonadotropin-Releasing
Hormone) y alrededor de la oleada gonadotropínica del ciclo
medio en las mujeres^{2}.
Las isoformas de FSH que poseen un mayor
contenido de ácido siálico circulan durante periodos de tiempo más
prolongados porque los restos de ácido siálico terminales
"taponan" los restos de galactosa, lo que evita una interacción
con receptores asialo-glicoproteínicos hepáticos y
su eliminación de la circulación^{3}.
Los grupos oligosacárido (glicanos) fijados a
proteínas están ramificados, y a cada resto de azúcar terminal se
hace referencia como "antena". El parámetro "número Z"
proporciona una medida de qué proporción de las antenas de los
grupos hidrato de carbono de una glicoproteína llevan restos
cargados, tal como ácido siálico. La FSH desialilada tiene un
número Z de 0. La FSH totalmente sialilada tendría un número Z de
entre aproximadamente 230 y 280.
La potencia de las preparaciones de FSH se
estima in vitro mediante el ensayo de
Steelman-Pohley, que compara, bajo unas condiciones
especificadas, la capacidad de una preparación para aumentar la masa
ovárica de ratas inmaduras en comparación con una preparación de
norma/referencia internacional, calibrada en unidades
internacionales (IU; del inglés, International
Units)^{4}.
Muchos grupos han investigado el papel de la
glicosilación y la sialilación en cuanto a su influencia en el
perfil biológico de la FSH.
D'Antonio et al. evaluaron en ratas
hembra los índices de aclaramiento metabólico (MCR; del inglés,
metabolic clearance rate) de isoformas ácidas
(pI < 4,8) y básicas (pI > 4,8) de rhFSH, obtenidas mediante
cromatoenfoque. Como se esperaba, se halló que las isoformas
básicas tienen un aclaramiento más rápido que las isoformas ácidas
(t_{1/2} = 0,4 h para las básicas, 0,9 h para las ácidas). Cuando
se compararon (sobre una base másica) las formas ácida y básica en
el ensayo de Steelman-Pohley, se halló que la
isoforma básica era considerablemente menos activa que la isoforma
ácida (ED_{50} = 0,9 \mug/rata para la básica, 0,3 \mug/rata
para la ácida). Cuando se compararon las isoformas sobre una base de
IU, no hubo diferencias entre las dos^{5}.
Vitt et al. llevaron a cabo un estudio
in vitro en el que cuatro preparaciones de FSH humana
recombinante de diferentes pI eran comparadas en cuanto a su
capacidad para causar un aumento de tamaño y de producción de
estradiol (E_{2}) en folículos aislados de ratón. Se halló que la
FSH básica (pI de 5,0-5,6) conducía a un
crecimiento más rápido de los folículos y daba lugar al tamaño
máximo de folículo, seguida de la FSH recombinante no fraccionada.
Las preparaciones de FSH medias (pI de 4,5-5,0) y
ácidas (pI de 3,6-4,6) iban detrás tanto en
velocidad de crecimiento como en tamaño máximo de los folículos. Se
mostró que la FSH básica induce la secreción de E_{2} más pronto
y con menor dosis que las otras isoformas. Folículos cultivados con
FSH ácida, independientemente de la concentración, secretaban
concentraciones mensurables de E_{2} sólo después de una
incubación prolongada^{6}.
Timossi et al. usaron el cromatoenfoque
para separar siete fracciones diferentes de FSH hipofisaria humana,
de glicosilación/acidez variables. Las fracciones fueron analizadas
en cuanto a su capacidad para causar una suprarregulación de la
expresión de aromatasa (necesaria para la producción de estradiol) y
del activador de tipo tisular del plasminógeno (tPA; del inglés,
tissue-type plasminogen
activator) in vitro en células granulosas de rata. Se
halló que la relación de bioactividad a inmunorreactividad (B/I)
disminuía conforme decaía el valor del pH de elución de la isoforma.
Los autores concluyeron que las isoformas básicas presentaban una
mayor capacidad que las variantes ácidas para inducir la expresión
de mRNAs y proteínas tanto de aromatasa como de tPA^{7}.
Zambrano et al. fraccionaron FSH
hipofisaria humana en 9 fracciones de pI variable usando
cromatoenfoque y analizaron las isoformas ácidas y básicas usando
tres inmunoensayos y dos ensayos in vitro: la producción de
estradiol por células granulosas de rata y la producción de cAMP por
una línea celular fetal humana que expresa el receptor de FSH. La
relación de actividad en los bioensayos a inmunorreactividad (B/I)
se reducía conforme disminuía el pI de la isoforma, para todos los
bioensayos^{8}.
En otro estudio, Zambrano et al.
compararon la afinidad ligante de siete diferentes fracciones de
isoformas ácidas y básicas de FSH hipofisaria humana hacia un
sistema receptor heterólogo (células granulosas de rata) y un
sistema receptor homólogo (células HEK-293 humanas
recombinantes que expresan el receptor humano de FSH). El receptor
heterólogo mostraba un aumento de afinidad ligante conforme
aumentaba el pI de la isoforma, mientras que el receptor homólogo
no. La producción de cAMP en células HEK-293 también
aumentaba conforme aumentaba el pI de la isoforma^{9}.
Ciertos estudios han mostrado que las formas más
ácidas de FSH presentan la mayor bioactividad in vivo (con
respecto a una base másica) cuando ésta se evalúa mediante los
clásicos ensayos de aumento de peso ovárico^{10,11}. Timossi
et al. presentaron el postulado de que las formas básicas
pueden ser más activas in vivo pero que, a causa de su
semivida más corta, el efecto no puede ser observado como una
ganancia de peso de los ovarios de rata. Examinaron el efecto de
dos preparaciones sobre un sistema de respuesta rápida: la
suprarregulación de la actividad de tPA^{12}. Los autores
concluyeron que la rhFSH que tiene un perfil de distribución de
cargas menos ácido presenta mayor bioactividad in vitro y
mayores índices de aclaramiento plasmático e induce una actividad
enzimática tPA más rápidamente que una preparación de FSH muy
ácida.
Las gonadotropinas desempeñan papeles cruciales
en el ciclo reproductivo, y su uso es esencial para las técnicas de
reproducción asistida (ART), tales como fertilización in
vitro (IVF; del inglés, in vitro
fertilisation), IVF junto con inyección intracitoplásmica de
esperma [IVF/ICSI (del inglés, IVF/intracytoplasmic
sperm injection)] y transferencia de embriones (ET;
del inglés, embryo transfer), así como para la
inducción de ovulación (OI) en paciente con anovulación que son
sometidos a fertilización in vivo de forma natural o por
medio de inseminación intrauterina (IUI).
Las ART se llevan típicamente a cabo usando
hiperestimulación ovárica controlada (COH; del inglés,
controlled ovarian hyperstimulation) para
aumentar el número de gametos femeninos^{13}. Los regímenes
estándares^{14} para COH incluyen una fase de infrarregulación en
que se suprimen las gonadotropinas endógenas mediante la
administración de un agonista de la hormona liberadora de
gonadotropina (GnRH), seguida de una fase estimuladora en que se
induce el desarrollo folicular (foliculogénesis) mediante la
administración diaria de FSH, normalmente en una cantidad de
aproximadamente 150-225 IU/día. Alternativamente, se
inicia la estimulación después de una menstruación espontánea o
inducida mientras se evita la aparición de una oleada intempestiva
de LH mediante la administración de un antagonista de GnRH
(comenzando típicamente alrededor del día seis de la fase
estimuladora). Cuando hay al menos 3 folículos > 16 mm (uno de
18 mm), se administra un bolo único de hCG (5-10.000
IU) para remedar la oleada natural de LH e inducir
la ovulación. Se calcula un tiempo de 36-38 horas después de la inyección de hCG para la recuperación de ovocitos.
la ovulación. Se calcula un tiempo de 36-38 horas después de la inyección de hCG para la recuperación de ovocitos.
La OI se lleva típicamente a cabo con la
administración diaria de FSH en una dosis de aproximadamente
75-150 IU/día. Puede usarse una infrarregulación
con agonistas o antagonistas de GnRH, aunque menos frecuentemente
que en la indicación de ART. Se administra hCG para remedar la
oleada de LH antes de la fertilización in vivo, la cual se
alcanza por medio del contacto sexual regular o de una IUI.
Los regímenes típicos anteriormente descritos
para ART y OI requieren inyecciones diarias de gonadotropinas a lo
largo de un período prolongado, es decir, durante un período medio
de 10 días, y hasta 21 días en algunos pacientes. El desarrollo de
preparaciones de FSH de eficacia aumentada permitiría que la
administración diaria de FSH fuera disminuida y/o permitiría un
acortamiento del período de tratamiento (es decir, menos
inyecciones) y/o permitiría que las inyecciones se administraran
menos frecuentemente. Esto haría que los regímenes de ART y OI
fueran más convenientes y cómodos para el paciente.
Además, las ART en que se usa fertilización
in vitro están plagadas de posibles contratiempos. Por
ejemplo, no todo folículo producirá un ovocito viable, no todo
ovocito viable resultará exitosamente fertilizado, y puede que
algunos embriones no sean viables. Más aún, una vez que se han
seleccionado embriones viables, puede que la transferencia al útero
y la implantación no sean exitosas. Por lo tanto, con objeto de
maximizar las posibilidades de un nacimiento con vida, es deseable
estimular el crecimiento y la maduración de varios folículos para
asegurar la recogida de múltiples ovocitos.
Por contraste, en la indicación de OI, el
objetivo es obtener no más de tres, y preferiblemente uno, folículos
dominantes (para evitar embarazos múltiples).
Algunos pacientes sometidos a ART y OI presentan
un número reducido de folículos en crecimiento cuando se tratan con
preparaciones de FSH convencionales. Éste es un factor limitante
para el éxito cuando se lleva a cabo una ART ya que limita el
número de embriones disponibles para transferencia y/o
crioconservación. Puede ser también un factor limitante para el
éxito en pacientes sometidos a IUI, en la que es importante obtener
más de un folículo. Los pacientes que presentan este tipo de
respuesta incluyen pacientes con una edad superior a
aproximadamente 33-35 años y pacientes con un valor
de FSH de línea de base elevado, un valor de estradiol de línea de
base elevado o un valor de inhibina b de línea de base
reducido.
En el varón, la espermatogénesis depende de la
estimulación de las células de Sertoli por la FSH. La deficiencia
de FSH da lugar a oligospermia y, por lo tanto, a esterilidad. El
tratamiento de la esterilidad masculina con preparaciones de FSH
convencionales requiere inyecciones de FSH tres veces a la semana
durante hasta 18 meses. El desarrollo de preparaciones de FSH con
capacidad potenciada para estimular la foliculogénesis es una
necesidad actual. También existe la necesidad de nuevas
preparaciones de FSH para tratar a pacientes con una respuesta
disminuida a la FSH. También son deseables preparaciones de FSH de
eficacia potenciada que permitan protocolos de tratamiento más
cortos y/o dosis acumulativas disminuidas y/o administraciones menos
frecuentes, para las ART, la OI y la esterilidad masculina.
Un objeto del invento es proporcionar una
preparación de gonadotropina para uso en la inducción de ovulación
y la COH, particularmente en asociación con las ART.
En un primer aspecto, el invento proporciona una
preparación de FSH recombinante en que el número Z de la preparación
es al menos 200.
En un segundo aspecto, el invento proporciona
una preparación de FSH recombinante en que la preparación tiene un
pI medio inferior a 3,4.
En un tercer aspecto, el invento proporciona una
composición farmacéutica que comprende FSH recombinante, en la que
la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
En un cuarto aspecto, el invento proporciona el
uso de FSH recombinante en la estimulación de la foliculogénesis,
en el que la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos
200.
En un quinto aspecto, el invento proporciona el
uso de FSH recombinante en la preparación de un medicamento para
uso en la estimulación de la foliculogénesis, en el que la FSH
recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
En un sexto aspecto, el invento proporciona un
método para inducir la foliculogénesis en un paciente humano,
método que comprende administrar FSH recombinante al paciente, en el
que la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
En un séptimo aspecto, el invento proporciona un
método para preparar una preparación de FSH recombinante que tiene
un número Z que es al menos 200, método que comprende una operación
seleccionada entre:
- \bullet
- hacer reaccionar FSH con un agente donante de ácido siálico en presencia de 2,3-sialiltransferasa;
- \bullet
- seleccionar un tipo celular adecuado, para la expresión de FSH recombinante;
- \bullet
- cultivar una célula, preferiblemente recombinante, que esté expresando FSH, bajo unas condiciones que favorezcan niveles elevados de sialilación; y
- \bullet
- aislar isoformas de FSH que tengan un número Z elevado usando una técnica cromatográfica.
En un octavo aspecto, el invento proporciona el
uso de FSH recombinante en el tratamiento de la esterilidad
masculina, en el que la FSH recombinante tiene un número Z que es al
menos 200.
En un noveno aspecto, el invento proporciona el
uso de FSH recombinante en la preparación de un medicamento para
uso en el tratamiento de la esterilidad masculina, en el que la FSH
recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
En un décimo aspecto, el invento proporciona un
método para tratar la esterilidad masculina en un paciente humano,
método que comprende administrar FSH recombinante al paciente, en el
que la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
La Figura 1 muestra un cromatograma relativo a
la elución, a través de una columna GlycoSep® C, de glicanos
liberados de rFSH: columna de 4,6 x 100 mm, rellena de resina de
divinilbenceno revestida con polímero (5 \mum), con una fase
móvil de acetonitrilo:agua (20:80), con un gradiente lineal de 0,25%
por minuto de acetato amónico (500 mM) de 5 a 21 minutos, seguido
de un gradiente lineal de 0,525% por minuto de acetato amónico (500
mM) de 21 a 61 minutos. El eje X muestra el tiempo de retención en
minutos y el eje Y muestra la intensidad de señal en mV.
La Figura 2 muestra el número de folículos por
categoría de tamaños, el día 8 (en el eje Y), en pacientes que han
recibido isoformas ácidas y básicas de FSH hasta el día 7. Las
líneas onduladas representan el resultado con isoformas ácidas y las
líneas oblicuas representan el resultado con isoformas básicas.
La Figura 3 muestra el número de folículos por
categoría de tamaños, el día 10 (en el eje Y), en pacientes que han
recibido isoformas ácidas y básicas de FSH hasta el día 7. Las
líneas onduladas representan el resultado con isoformas ácidas y las
líneas oblicuas representan el resultado con isoformas básicas.
La Figura 4 muestra niveles séricos medios de
FSH en pacientes después de la última dosis de isoformas ácidas y
básicas de FSH. El eje X representa el tiempo en horas desde la
primera inyección de FSH y el eje Y representa la concentración
sérica en IU inmunorreactivas/l. Los cuadrados (\blacksquare)
muestran la concentración sérica después de la inyección de
isoformas ácidas; los rombos (\blacklozenge) muestran la
concentración sérica después de la inyección de isoformas de FSH
básicas. Las concentraciones séricas se midieron mediante un
inmunoensayo, por ejemplo, un radioinmunoensayo, usando un sistema
como el suministrado por Daiichi Isotope Laboratory, Japón.
La Figura 5 muestra la secuencia de aminoácidos
de la subunidad alfa de FSH humana madura.
La Figura 6 muestra la secuencia de aminoácidos
de la subunidad beta de FSH humana madura.
Los inventores han hallado sorprendentemente que
las isoformas de FSH recombinante muy sialiladas presentan una
mayor eficacia a la hora de inducir foliculogénesis en pacientes
humanos que las isoformas menos sialiladas. El uso de una
preparación de FSH del invento permite el uso de dosis acumulativas
menores de FSH para alcanzar un resultado clínico igual o mejor.
Los inventores han hallado que, cuando se tratan
pacientes con cantidades iguales de FSH ácida y FSH básica, con
respecto a una base de IU, según se determinan mediante el ensayo
convencional, el número de folículos en crecimiento en los pacientes
tratados con FSH ácida es significativamente mayor.
Cuando los pacientes se tratan con cantidades
iguales de FSH ácida y FSH básica, con respecto a una base másica,
el número de folículos en los pacientes tratados con FSH ácida es
también sustancialmente mayor.
Algunos pacientes presentan un número reducido
de folículos en crecimiento cuando son tratados con preparaciones
de FSH convencionales. Esto es un factor limitante para el éxito
cuando se lleva a cabo una ART. Los pacientes que presentan este
tipo de respuesta incluyen pacientes con una edad superior a
aproximadamente 33-35 años y pacientes con un valor
de FSH de línea de base elevado, un valor de estradiol de línea de
base elevado o un valor de inhibina b de línea de base
reducido. La preparación de FSH recombinante de acuerdo con el
invento puede ser inyectada una vez al día, o un día sí y otro no,
para provocar una mejor respuesta ovárica que con las preparaciones
convencionales. Esto aumenta las posibilidades de concepción de
estos pacientes.
Los inventores también han hallado
sorprendentemente que se pueden obtener preparaciones de FSH
recombinante que tengan mayor eficacia, lo que permitiría
administraciones menos frecuentes, usando una FSH recombinante que
tenga un número Z que sea al menos 200, preferiblemente al menos
210, 220, 230, 240, 250, 260, 270, 280 y 290, aumentando el orden
de preferencia al aumentar el número Z (por supuesto, los números Z
que caen entre estos valores están dentro del alcance del invento).
Para inducir foliculogénesis, las preparaciones de FSH
convencionales se administran generalmente cada día, con una
dosificación de aproximadamente 75-600 IU/día. En
la mayoría de los pacientes, puede administrarse la misma dosis
acumulativa de una preparación de FSH convencional cada dos días,
alcanzándose un resultado clínico similar al de las inyecciones
diarias^{15}. La expresión "administraciones menos
frecuentes" se quiere aplicar a preparaciones de FSH que pueden
ser administradas menos frecuentemente que cada dos días,
alcanzándose el mismo resultado clínico, en términos de volumen
folicular total, que con las preparaciones convencionales
administradas cada uno o dos días.
Los términos "ácida" y "básica" se
usan mucho para referirse a preparaciones de FSH que tienen grados
variables de sialilación. Puesto que el ácido siálico es ácido, las
moléculas más sialiladas tendrán menores pI. Usando enfoque
isoeléctrico, cromatoenfoque u otros métodos de separación, tales
como cromatografía de intercambio iónico, cromatografía rápida de
proteínas en fase líquida (FPLC; del inglés, fast
protein liquid chromatography) y cromatografía
de alta eficacia en fase líquida (HPLC; del inglés, high
performance liquid
chromatography)^{16}, una mezcla de isoformas puede
ser sometida a una separación de fracciones, fracciones que pueden
ser denominadas ácidas o básicas basándose preferiblemente en el
número Z.
La expresión "ácido siálico" se refiere a
cualquier miembro de una familia de azúcares carboxilados de nueve
carbonos. El miembro más común de la familia del ácido siálico es el
ácido N-acetilneuramínico (ácido
2-ceto-5-acetamido-3,5-didesoxi-D-glicero-D-galactononulopiranos-1-ónico,
a menudo abreviado Neu5Ac, NeuAc o NANA). Un segundo miembro de la
familia es el ácido
N-glicolil-neuramínico (Neu5Gc o
NeuGc), en el que el grupo N-acetilo de NeuAc está
hidroxilado). Un tercer miembro de la familia del ácido siálico es
el ácido
2-ceto-3-desoxi-nonulosónico
(KDN)^{17}. También están incluidos ácidos siálicos
9-sustituidos tales como
9-O-acil-C_{1}-C_{6}-Neu5Ac,
por ejemplo,
9-O-lactil-Neu5Ac y
9-O-acetil-Neu5Ac,
9-desoxi-9-fluoro-Neu5Ac
y
9-azido-9-desoxi-Neu5Ac.
Para una revisión de la familia del ácido siálico véanse, por
ejemplo, Varki, Glycobiology 2 1.992, 25-40;
y "Sialic Acids: Chemistry, Metabolism and Function", compilado
por R. Schauer [Springer-Verlag, New York, EE.UU.
(1.992)].
Los grupos hidrato de carbono (alternativamente
"glicano") están fijados a la cadena principal peptídica por
medio de un solo azúcar, con un enlace glicosídico
O-unido o N-unido. Puesto que el
grupo hidrato de carbono se vuelve complicado, puede tener lugar
ramificación, con el resultado de que el grupo hidrato de carbono
tiene uno, dos, tres o cuatro (a veces más) restos de azúcar
terminales o "antenas". A dichos grupos hidrato de carbono se
hace referencia como mono-, di-, tri- o
tetra-ramificados. El parámetro "índice de
antenas" (AI; del inglés, antennarity index)
proporciona una medida del grado de ramificación en los restos
hidrato de carbono, proporcionando además una medida del tamaño
tridimensional de los grupos hidrato de carbono. Para determinar
este parámetro, se trata químicamente una glicoproteína para liberar
todos los grupos hidrato de carbono, por ejemplo, mediante
calentamiento con hidrazina, o se puede escindir enzimáticamente el
hidrato de carbono con, por ejemplo, una endoglicosidasa
(N-glicanasa)^{18}. La mezcla de hidratos
de carbono es aislada. Si se desea, la mezcla de hidratos de
carbono es hecha reaccionar con un marcador, tal como un marcador
radiactivo, un marcador cromóforo (es decir, activo en el espectro
UV-visible), un marcador fluoróforo, un marcador
inmunorreactivo, etc. La mezcla de hidratos de carbono marcados es
luego desialilada con la enzima sialidasa para obtener una mezcla
de hidratos de carbono neutros marcados (alternativamente, puede
invertirse el orden de las operaciones de marcación y
desialilación). Luego se separan los componentes de la mezcla de
hidratos de carbono neutros marcados, usando un método
cromatográfico que permite distinguir las diferentes especies
(mono-, di-, tri- y tetra-ramificadas). La
cromatografía (fase normal o inversa) puede ser llevada a cabo
usando esencialmente cualquier método, incluyendo, por ejemplo,
cromatografía en capa gruesa o delgada y cromatografía de alta
eficacia en fase líquida (HPLC). Alternativamente, la mezcla de
hidratos de carbono neutros aislada puede ser hecha reaccionar con
un agente que vuelva volátiles a los componentes, y luego ser
sometida a cromatografía en fase gaseosa (GC; del inglés, gas
chromatography). La visualización será llevada a cabo con un
método apropiado para el marcador y el método cromatográfico usado.
Por ejemplo, si se usa un agente fluoróforo como marcador, se usará
un fluorímetro para la detección; si se usa un agente cromóforo
como marcador, se usará un espectrofotómetro
UV-visible para la detección. Si no se usa marcador
alguno, puede usarse la espectrometría de masas para medir los
picos y los tiempos de retención. Las asignaciones de picos a las
especies mono-, di-, tri- y tetra-ramificadas pueden
realizarse usando la espectrometría de masas o mediante comparación
con patrones conocidos.
Luego se analiza el cromatograma integrando los
picos asociados con las especies mono-, di-, tri- y
tetra-ramificadas de hidratos de carbono. El
porcentaje representado por cada especie con relación al total de
hidratos de carbono puede ser luego utilizado para calcular AI de
acuerdo con la ecuación siguiente:
AI = 2
P_{di} + 3 P_{tri} + 4
P_{tetra}
en la que AI es el índice de
antenas, y P_{di}, P_{tri} y P_{tetra} son, respectivamente,
los porcentajes de hidratos de carbono, con respecto al total, que
están di-, tri- y tetra-ramificados. Pueden estar
presentes cantidades insignificantes de otros componentes (por
ejemplo, de una sola antena), pero no contribuyen significativamente
al valor
AI.
Un índice de antenas elevado indica que los
grupos hidrato de carbono están muy ramificados, con muchas antenas.
La FSH humana recombinante tiene típicamente un AI de
aproximadamente 220-280 o, por término medio,
aproximadamente 255.
El parámetro número Z proporciona una medida de
cuántas antenas de los grupos hidrato de carbono de una
glicoproteína llevan restos cargados, tal como ácido siálico. Para
determinar el número Z, los grupos hidratos de carbono son
liberados del péptido, del modo anterior, y, si se desea, son
marcados. La mezcla es luego sometida a separación por
cromatografía de intercambio iónico, lo que permite la separación de
especies basándose en la carga. La visualización de los picos
eluidos puede ser en virtud de un marcador, como se mencionó
anteriormente, o puede ser mediante algún otro método, tal como
espectrometría de masas. Luego se analiza el cromatograma
integrando los picos asociados con las especies de hidrato de
carbono di-, tri- y tetra-cargadas. El porcentaje
representado por cada especie con respecto al total de hidratos de
carbono puede ser luego utilizado para calcular el número Z, de
acuerdo con la ecuación siguiente:
Z =
P'_{mono} + 2 P'_{di} + 3 P'_{tri} + 4
P'_{tetra}
en la que Z es el número Z, y
P'_{mono}, P'_{di}, P'_{tri} y P'_{tetra} son,
respectivamente, los porcentajes de hidratos de carbono, con
respecto al total, que están mono-, di-, tri- y
tetra-cargados.
Un número Z elevado indica que un gran número de
antenas llevan restos cargados y que, por lo tanto, la glicoproteína
estará muy cargada y, en el caso de restos de ácido siálico, será
ácida. La FSH humana recombinante tiene típicamente valores de
número Z en el intervalo de aproximadamente 150 a aproximadamente
190 o, por término medio, de aproximadamente 184.
Los inventores han hallado sorprendentemente que
las isoformas de FSH recombinante que tienen números Z superiores a
200 muestran una eficacia aumentada, en términos de número de
folículos, cuando se comparan, con respecto a una base de IU, con
una "dosis equivalente" de isoformas de FSH que tienen números
Z inferiores a 200. Por "dosis equivalente" se quiere
significar que cuando se mide la cantidad de diferentes isoformas de
FSH mediante el ensayo in vivo convencional comparando, bajo
condiciones especificadas, su capacidad para aumentar la masa
ovárica en ratas, la dosis en IU es la misma. En otras palabras,
dosis equivalentes de isoformas diferentes, en IU, según se
determinan en ratas, tienen diferente eficacia clínica cuando se
administran a seres humanos.
Las preparaciones de FSH que tienen números Z
aumentados pueden ser aisladas mediante diversas maneras. Por
ejemplo, una partida de FSH recombinante puede ser sometida a
enfoque isoeléctrico o cromatoenfoque del modo descrito, por
ejemplo, por cualquiera de Mulders et al.^{19}, Zambrano
et al.^{20} y Timossi et al.^{21}. Las fracciones
que tienen diferentes pI pueden ser aisladas. Las preparaciones de
FSH recombinante preferidas del invento tienen pI medios inferiores
a 3,4, más preferiblemente inferiores a 3,3, particularmente
preferiblemente inferiores a 3,2, aumentando el grado de
preferencia conforme disminuye el pI medio.
El parámetro número Z refleja el grado medio de
sialilación de una población de especies de FSH. Es posible que una
preparación de FSH que tenga un número Z elevado pueda aún tener una
proporción sustancial de especies básicas (menos sialiladas).
Dichas especies básicas pueden actuar como antagonistas en el
receptor de FSH y, por lo tanto, son indeseables. La
"cobertura" de las especies presentes puede ser determinada por
enfoque isoeléctrico o cromatoenfoque. El análisis del número Z
puede proporcionar también una idea de la cobertura de especies. Se
prefiere que la preparación tenga menos de aproximadamente 4% de
especies de hidrato de carbono neutras (es decir, grupos glicano
que no llevan carga) y menos de aproximadamente 16% de especies
monosialiladas, y se prefiere más que la preparación tenga menos de
aproximadamente 3%, 2% o 1% de especies neutras y menos de
aproximadamente 15%, 12%, 10%, 8% o 5% de especies monosialiladas,
aumentando el grado de preferencia al disminuir los porcentajes.
Dentro del alcance del invento hay preparaciones
de FSH recombinante que tienen una eficacia aumentada sobre la
foliculogénesis como resultado de un grado aumentado de sialilación
en uno o más sitios de glicosilación adicionales de la proteína.
Dichos sitios pueden ser introducidos mediante la sustitución de
restos de la cadena principal proteica de FSH por restos de serina,
treonina, lisina o asparagina usando, por ejemplo, mutagénesis. En
el Ejemplo 7 se presenta un ejemplo de un método que puede ser
utilizado para generar dichas formas mutantes de FSH. Para
glicosilación in vivo, el sitio introducido debe ser tal que
se forme un "sitio de N-glicosilación" con la
secuencia siguiente:
N-X'-S/T/C-X", en
la que X' es un resto de aminoácido salvo prolina, X" es
cualquier resto de aminoácido, que puede ser idéntico a X' o no y
que es preferiblemente diferente de prolina, N es asparagina, y
S/T/C representa un resto que puede ser serina, treonina o cisteína,
preferiblemente serina o treonina, y muy preferiblemente treonina.
Las isoformas ácidas (pI \leq 3,4) de dichas moléculas de FSH
caen dentro del alcance del invento. En, por ejemplo, el documento
WO 01/58493 (Maxygen) se describen dichas moléculas de FSH
modificadas que llevan sitios de glicosilación adicionales. Se
prefieren particularmente las mutaciones siguientes:
- En la subunidad \beta: E4N, A70N, L73N, V78N, G100N, Y103N, F19N/I21T, L37N/Y39T, D41N/A43T, E55N/A43T, E59N/V61T y R97N/L99T; y
- En la sububnidad \alpha: E9N, F17T, F17N, R67N, V68T, E56N, H83N Y F33N/R35T,
en las que A es alanina, D es ácido
aspártico, E es ácido glutámico, F es fenilalanina, G es glicocola,
H es histidina, I es isoleucina, L es leucina, N es asparagina, R
es arginina, T es treonina, V es valina, Y es tirosina, y la
anotación "E4N" representa la sustitución de un ácido glutámico
(E) de la posición 4 por una asparagina (N). Para la numeración de
secuencias, la secuencia de aminoácidos de la subunidad alfa de FSH
humana es numerada de acuerdo con la secuencia madura mostrada en la
Figura 5 o la SEQ ID NO: 1. La secuencia de aminoácidos de la
subunidad beta de FSH humana es numerada de acuerdo con la secuencia
madura mostrada en la Figura 6 o la SEQ ID NO:
2.
Dentro del alcance del invento también están
preparaciones de FSH recombinante que tienen una eficacia aumentada
sobre la foliculogénesis como resultado de un grado aumentado de
sialilación en uno o más sitios de glicosilación adicionales
presentes en un péptido adjunto. Por "péptido adjunto" se
quiere significar cualquier péptido que incluye un sitio de
glicosilación, y que puede estar fijado al extremo amínico y/o
carboxílico de la subunidad \alpha y/o \beta de FSH sin afectar
deletéreamente a la actividad FSH de la molécula resultante. Por
ejemplo, la subunidad \beta de hCG es sustancialmente mayor que
la de las demás gonadotropinas a causa de aproximadamente 34
aminoácidos adicionales en el extremo C, a los que aquí se hace
referencia como porción terminal carboxílica (CTP). En la hCG
urinaria, la CTP contiene cuatro oligosacáridos
O-unidos de tipo mucina. Esta CTP puede estar
ligada a la subunidad \beta de FSH, preferiblemente al extremo
carboxílico de la subunidad \beta de FSH, lo que daría lugar a
una molécula que tendría actividad FSH y tendría cuatro sitios
adicionales de glicosilación. Las isoformas ácidas (pI \leq 4,4)
de dichas moléculas de FSH caen dentro del alcance del invento.
Dichas moléculas son descritas en el documento WO 93/06844
(Washington University) y por Boime et al.^{22}. En el
documento WO 90/09800 (Washington University) se describen otras
moléculas de FSH que tienen sitios de glicosilación modificados.
Para los fines de esta descripción, las
preparaciones de FSH que tienen sitios de glicosilación adicionales
serán denominadas FSH^{gli+}. Cuando se añaden sitios de
glicosilación adicionales, el parámetro número Z ya no puede ser
usado para comparar con preparaciones de FSH "normales" (es
decir, aquéllas que tienen cuatro sitios de glicosilación) ya que
este parámetro está normalizado (es una suma de porcentajes). Cuando
una preparación de FSH^{gli+} es sometida a un análisis de
especies de glicano, puede calcularse el parámetro "número
Z^{+}" de una manera análoga a la usada para el número Z. Las
preparaciones de FSH^{gli+} del invento tienen números Z^{+}
superiores a 200, preferiblemente superiores a, 210, 220, 230, 240,
250, 260 y 270, aumentando el grado de preferencia conforme aumenta
el número Z^{+}.
Las preparaciones de FSH^{gli+} del invento
tienen perfiles de pI significativamente menores que la FSH normal.
En cuanto a su eficacia aumentada, son particularmente preferidas
las preparaciones de FSH^{gli+} que tienen pI medios inferiores a
4,4 y son más preferidas las que tienen pI medios inferiores a 4,2,
4,0, 3,8, 3,6, 3,4, 3,3 y 3,2, aumentando el grado de preferencia al
disminuir el pI medio.
En todas las realizaciones del invento se usa
FSH recombinante. Para el tratamiento de pacientes humanos, se
prefiere FSH recombinante humana. Las preparaciones del invento
pueden ser aisladas de FSH recombinante convencional o pueden ser
aisladas de preparaciones de FSH^{gli+}.
Un aspecto del invento es también proporcionar
un método para enriquecer el contenido de ácido siálico usando un
método que los inventores llaman "refuerzo sialílico". Las
preparaciones de FSH recombinante o FSH^{gli+} recombinante
pueden ser sometidas a refuerzo sialílico por tratamiento con una
enzima, tal como una glicosil transferasa, en particular
sialiltransferasa, en presencia de un agente dador de ácido siálico,
por ejemplo, CMP-ácido siálico, como se describe en el Documento WO
98/31826 (Cytel Corporation). En, por ejemplo, la Patente de EE.UU.
nº 5.541.083 (Universidad de California; Amgen) se encuentran
ejemplos de sialiltransferasas recombinantes así como métodos para
producir sialiltransferasas recombinantes. Se han documentado al
menos 15 sialiltransferasas de mamífero diferentes y se han clonado
los cDNAs de trece de éstas. Estos cDNAs pueden ser usados para la
producción recombinante de sialiltransferasas, las cuales pueden ser
luego usadas en los métodos del invento.
La sialiltransferasa que se usa será capaz de
transferir ácido siálico a la secuencia Gal\beta1, 4GlcNAc, que
son los penúltimos grupos más comunes que están debajo del ácido
siálico terminal de las glicoproteínas sialiladas. Un ejemplo de
una sialiltransferasa que puede utilizarse es ST3Gal III, a la que
también se hace referencia como una
(2,3)-sialiltransferasa (EC 2.4.99.6). Esta enzima
cataliza la transferencia de ácido siálico al Gal de un glicosido
Gal-\beta-1,3-glicosilNAc
o
Gal-\beta-1,4-glicosilNAc^{23}.
El ácido siálico está unido a un resto galactosilo (Gal) con la
formación de un enlace \alpha entre los dos sacáridos. La unión
de los sacáridos es entre la posición 2 de NeuAc y la posición 3 de
Gal. Esta particular enzima puede ser aislada de hígado de
rata^{24}; se conocen las secuencias de cDNA^{25} y DNA
genómico^{26} humanas, lo que facilita la producción de esta
enzima por expresión recombinante. En una realización preferida, en
los métodos de sialilación se usa una ST3Gal III (preferiblemente de
rata), ST3Gal IV, ST3Gal I, ST6Gal I, ST3Gal V, ST6Gal II,
ST6GalNAc I o ST6GalNAc II, más preferiblemente ST3Gal III, ST6Gal
I, ST3Gal IV, ST6Gal II o ST3Gal V, y, más particularmente,
preferiblemente ST3Gal III de rata.
La cantidad de sialiltransferasa estará
preferiblemente en el intervalo de aproximadamente 50 mU por mg de
FSH o menos, preferiblemente de aproximadamente 5-25
mU por mg de FSH. Bajo condiciones preferidas, la concentración de
sialiltransferasa será aproximadamente 10-50 mU/ml y
la concentración de FSH será aproximadamente 2 mg/ml.
También es posible producir FSH enriquecida en
isoformas ácidas al transfectar una célula, recombinante o no, que
esté expresando FSH, con un gen que codifica una sialiltransferasa,
gen que es expresable en la célula. El gen puede comprender
secuencias de codificación genómicas (es decir, con intrones) o
puede comprender secuencias de codificación de cDNA.
Alternativamente, si el genoma de la célula contiene secuencias
endógenas que codifican sialiltransferasa, puede insertarse en el
genoma de la célula una construcción que cause la expresión de FSH.
Se puede aumentar la expresión de sialiltransferasa al insertar
secuencias reguladoras no nativas, activas en la célula, en
conexión operativa con las secuencias endógenas que codifican
sialiltransferasa. También es posible insertar un gen multiplicable
en conexión operativa con las secuencias que codifican
sialiltransferasa, con objeto de causar la multiplicación de las
secuencias genómicas que codifican sialiltransferasa. Estas
manipulaciones pueden ser llevadas a cabo utilizando recombinación
homóloga, como se describe, por ejemplo, en el documento EP
0.505.500 (Applied Research Systems ARS Holding N.V.).
El grado de sialilación de una preparación de
FSH puede ser también aumentado seleccionando una célula para
expresión de FSH recombinante de la que se sabe que favorece la
sialilación. Dichas células incluyen células hipofisarias y células
de ovario de hámster chino seleccionadas que expresan niveles
elevados de sialiltransferasas. Una preparación de FSH preparada en
dicha célula puede ser adicionalmente sometida a un método de
aislamiento, como el aquí mencionado, con objeto de aislar las
isoformas que tienen un grado elevado de sialilación.
El grado de sialilación de una preparación de
FSH puede ser también aumentado cultivando una célula que está
expresando FSH, preferiblemente FSH recombinante, bajo unas
condiciones que favorezcan un nivel elevado de sialilación. La
sialilación puede ser favorecida al complementar los medios de
cultivo con inhibidores de neuraminidasa y/o con precursores
intracelulares directos para la síntesis de ácido siálico, tal como
acetilmanosamina. Una preparación de FSH preparada bajo dichas
condiciones de cultivo puede ser adicionalmente sometida a un
método de aislamiento, como el aquí mencionado, con objeto de aislar
las isoformas que tienen un grado elevado de sialilación.
Si se usa el refuerzo sialílico, es deseable
que, antes de la sialilación enzimática, la preparación de FSH
tenga un AI elevado con objeto de proporcionar muchas antenas para
la fijación de restos de ácido siálico. Preferiblemente, la FSH
debería tener un AI superior a 220, más preferiblemente debería
tener un AI superior a 240 y, más particularmente, debería tener
preferiblemente un AI superior a 270. Las FSH que tienen mayores AI
pueden ser aisladas usando, por ejemplo, cromatografía de afinidad
sobre Sepharose derivatizada con concanavalina A
(Con-A), realizándose la elución con un gradiente de
metil-glucosa, o mediante HPLC preparativa.
El método de refuerzo de la sialilación del
invento puede ser ventajosamente aplicado a preparaciones de FSH
que hayan sido modificadas para introducir uno o más sitios
adicionales de glicosilación (preparaciones de FSH^{gli+}). De
dichas preparaciones de FSH^{gli+} pueden separarse también
aquellas fracciones que tengan AI elevados antes del refuerzo
sialílico.
El invento incluye preparaciones de FSH
recombinante obtenidas al hacer que se exprese FSH en células que
no son capaces de sialilación y someter luego la FSH a refuerzo
sialílico. Por ejemplo, en el Documento WO 99/13081 (Akzo Nobel
N.V.) se describe la expresión de FSH de tipo silvestre y muteínas
en el eucarionte unicelular Dictyostelium, particularmente
muteínas que tienen sitios de glicosilación adicionales.
Dictyostelium no es capaz de sialilar glicanos. El invento
incluye preparaciones de FSH recombinante obtenidas al someter FSH
de tipo silvestre o muteínas expresadas en Dictyostelium a
refuerzo sialílico.
Después del refuerzo sialílico, las
preparaciones de FSH recombinante que tienen el deseado grado de
sialilación pueden ser aisladas usando cromatografía de intercambio
iónico, enfoque isoeléctrico, cromatoenfoque, o cromatografía sobre
concanavalina A (Con-A).
La FSH recombinante del invento tiene un número
Z de al menos 200, más preferiblemente al menos 210, particularmente
preferiblemente al menos 220, más particularmente preferiblemente
al menos 230, 240, 250, 260 ó 270, aumentando el grado de
preferencia al aumentar el número Z. La FSH totalmente sialilada
tiene un número Z de 230 a 280 dependiendo del índice de antenas.
Las preparaciones de FSH muy preferidas de acuerdo con el invento
tiene un número Z de 230 a 280.
Las preparaciones de FSH recombinante del
invento son preparadas para que tengan consistentemente un número Z
de al menos 200, o los números Z preferidos anteriormente
mencionados. La FSH del invento puede ser aislada de una mezcla de
isoformas usando diversos métodos que serán conocidos por un experto
en la técnica. Por ejemplo puede utilizarse enfoque isoeléctrico,
cromatoenfoque o cromatografía de intercambio iónico para separar
las isoformas basándose en el pI. Las diferentes fracciones pueden
ser analizadas en cuanto al contenido de ácido siálico, y las
fracciones deseadas pueden ser seleccionadas para su uso. En los
Ejemplos se da un ejemplo de condiciones adecuadas para
cromatografía de intercambio iónico. Dichos métodos de separación
pueden ser utilizados para aislar la FSH del invento a partir de
rFSH convencionalmente producida, o pueden ser utilizados para
aislar isoformas deseadas a partir de FSH tratada con
sialiltransferasa o las otras técnicas recombinantes anteriormente
mencionadas.
En un aspecto, el invento proporciona una
composición farmacéutica que comprende una FSH recombinante de
acuerdo con el invento (es decir, que tiene un número Z de al menos
200; los valores preferidos para el número Z mínimo son como se
indicaron anteriormente). Dichas composiciones farmacéuticas pueden
ser utilizadas para estimular la foliculogénesis, por ejemplo,
junto con inducción de la ovulación o técnicas de reproducción
asistida (ART). Puesto que la FSH del invento es particularmente
eficaz a la hora de inducir el desarrollo y la maduración de
múltiples folículos, es particularmente adecuada para uso en ART, en
las que se desea recoger múltiples
ovocitos.
ovocitos.
Alternativamente, con un cuidadoso ajuste de la
dosis, puede usarse la FSH recombinante del invento para inducir
una monofoliculogénesis para OI o una paucifoliculogénesis (hasta
aproximadamente tres folículos) para IUI, para fertilización in
vivo. La monofoliculogénesis puede ser también alcanzada con una
dosis reducida de FSH o con administraciones menos frecuentes en
comparación con las preparaciones de FSH convencionales. Por
ejemplo, en OI, puede administrarse una preparación de FSH
recombinante del invento en una cantidad de 225-400
IU cada tres días, o en dosis menores, dependiendo de la respuesta
del paciente. La respuesta del paciente puede ser seguida por
sonografía.
La FSH recombinante del invento será típicamente
formulada como una composición farmacéutica, la cual comprenderá
además un agente diluyente o excipiente. Una persona experta en la
técnica está al corriente de la gran variedad de tales agentes
diluyentes o excipientes adecuados para formular una composición
farmacéutica.
La FSH recombinante del invento es típicamente
formulada como una dosificación unitaria en forma de un sólido
listo para disolución, para formar una disolución inyectable estéril
para uso intramuscular o subcutáneo. El sólido procede normalmente
de una liofilización. Los excipientes y vehículos típicos incluyen
sacarosa, lactosa, cloruro sódico y agentes tampón tales como
fosfato monobásico de sodio y fosfato dibásico de sodio. La
disolución puede ser preparada al diluir con agua para inyección
inmediatamente antes del uso.
La FSH recombinante del invento puede ser
también formulada como una disolución para inyección, que comprende
cualesquiera de los excipientes y tampones anteriormente indicados y
otros conocidos por los expertos en la técnica.
La FSH recombinante del invento puede ser usada
en un régimen de hiperestimulación ovárica controlada (COH). Los
regímenes estándares^{27} para COH incluyen una fase de
infrarregulación en la que se infrarregula la hormona luteinizante
(LH) endógena mediante la administración de un agonista de la
hormona liberadora de gonadotropina (GnRH), seguida de una fase
estimuladora en la que se induce un desarrollo folicular
(foliculogénesis) mediante la administración diaria de hormona
estimulante del folículo (FSH), normalmente en una cantidad de
aproximadamente 75-600 IU/día, preferiblemente de
aproximadamente 150-225 IU/día. Alternativamente, se
inicia la estimulación con FSH después de una menstruación
espontánea o inducida, lo que va seguido de la administración de un
antagonista de GnRH (comenzando típicamente cerca del día seis de
la fase estimuladora). Cuando hay al menos 3 folículos > 16 mm
(uno de 18 mm), se administra un único bolo de hCG
(5-10,000 IU) para remedar la oleada natural de LH
e inducir la ovulación. La inyección de hCG es típicamente
administrada cualquiera de los días 10 a 14, pero puede ser
administrada más tarde, dependiendo de cuándo se cumplen los
parámetros anteriores. Se calcula un tiempo de
36-38 horas después de la inyección de hCG para la
recuperación de ovocitos.
La FSH recombinante del invento puede ser
también utilizada para OI e IUI. Por ejemplo, la estimulación de
FSH con una preparación del invento se inicia después de una
menstruación espontánea o inducida, con una dosis diaria de
75-150 IU. Cuando 1 ó 3 folículos han alcanzado un
diámetro de al menos 16 mm, se administra un bolo único de hCG para
inducir la ovulación. La inseminación se lleva a cabo in vivo
por contacto sexual regular o IUI.
Puesto que la FSH recombinante del invento tiene
una eficacia aumentada con respecto a las preparaciones de FSH
conocidas, pueden emplearse dosis menores de FSH (en IU) en
regímenes tales como los anteriormente descritos y/o pueden
modificarse estos disminuyendo el período de estimulación con FSH,
alcanzándose una respuesta igual o mejor en términos de número y
viabilidad de folículos. Por ejemplo, usando una preparación de FSH
del invento, puede alcanzarse una foliculogénesis adecuada con
aproximadamente 50-150 IU de FSH, preferiblemente
aproximadamente 50-100, más preferiblemente
aproximadamente 50-75 IU de FSH. La dosificación de
FSH se realiza normalmente con respecto a una base diaria o
semidiaria. El período de administración puede ser inferior a
aproximadamente 14 días, preferiblemente inferior a aproximadamente
12 días, más preferiblemente inferior a aproximadamente 11 ó 10
días.
Para OI, las preparaciones de FSH recombinante
del invento pueden ser administradas en dosis de
25-150 IU de FSH/día, preferiblemente de
50-125 IU de FSH/día.
Para el tratamiento de la esterilidad masculina,
puede administrarse una preparación de FSH recombinante del invento
en cantidades de 3 x 150 a 300 IU/semana hasta que la
espermatogénesis alcance los niveles adecuados para la
inseminación, sea por medio de contacto sexual regular o mediante
técnicas ART.
Los inventores han hallado además que, a causa
de su eficacia aumentada, las preparaciones de FSH recombinante que
tienen un número Z de al menos 200 pueden administrarse menos
frecuentemente que las preparaciones de FSH que tienen un número Z
inferior a 200 (para los fines de esta descripción, se usarán los
términos FSH^{+200}, FSH^{+210}, FSH^{+220}, etc. para
representar preparaciones de FSH que tienen números Z en el
intervalo de 200-210, 211-220,
221-230, etc.). Esto significa que pacientes que
normalmente requerirían cada día, por ejemplo, 150 IU de FSH
convencional para alcanzar una foliculogénesis adecuada, pueden
alcanzar el mismo resultado con, por ejemplo, 225 IU de
FSH^{+200} cada tres días o 300 IU de FSH^{+200} cada cuatro
días. A causa de la eficacia aumentada de FSH^{+200} en
comparación con las preparaciones de FSH convencionales, las dosis
anteriormente citadas pueden ser disminuidas en aquellos pacientes
que muestren una buena respuesta. Con preparaciones de FSH
recombinante del invento que tienen números Z no inferiores a 230,
puede ser posible administrar inyecciones sólo cada cinco, seis o
siete días, dependiendo de la respuesta del paciente. La respuesta
puede ser evaluada por sonografía y/o midiendo los niveles séricos
de estradiol. Otros regímenes adecuados son los siguientes: 100 IU
de FSH^{+210} cada dos días, 200 IU de FSH^{+210} cada tres
días, 275 ó 300 IU de FSH^{+210} cada cuatro,
80-100 IU de FSH^{+220} cada dos días,
180-200 IU de FSH^{+220} cada tres días,
260-300 IU de FSH^{+220} cada cuatro días,
75-100 IU de FSH^{+230} cada dos días,
170-200 IU de FSH^{+230} cada tres días,
250-300 IU de FSH^{+230} cada cuatro días,
275-400 IU de FSH^{+250} cada cinco días,
375-450 IU de FSH^{+250} cada seis días, y
450-525 IU de FSH^{+250} cada siete días.
La expresión "eficacia aumentada", como se
usa aquí en relación con un efecto sobre la foliculogénesis, incluye
cualquier mejora o aumento mensurable en el número y/o la
viabilidad de los folículos en un individuo, por ejemplo, cuando se
compara con el número y/o la viabilidad de los folículos en uno o
más pacientes tratados con una dosis equivalente (IU/IU), según se
determina en el ensayo convencional del aumento de peso ovárico en
ratas, de FSH que tiene un número Z inferior a 200. Preferiblemente,
la mejora o aumento será aquél estadísticamente significativo,
preferiblemente con un valor de probabilidad de < 0,05. Los
métodos para determinar la significación estadística de resultados
son bien conocidos y están documentados en la técnica, y puede
usarse cualquier método apropiado.
El invento será ilustrado con los siguientes
Ejemplos no restrictivos.
El mapeo de glicanos permite la determinación
del número Z de una glicoproteína.
Se liberaron los grupos glicano de FSH humana
recombinante, usando un instrumento GlycoPrep® 1000 totalmente
automatizado de Oxford GlycoSciences u otro equivalente, con
hidrazina a 100ºC durante 5 horas.
Las especies de glicano fueron separadas de la
hidrazina sin reaccionar y las hidrazidas de aminoácido usando una
columna de glóbulos de vidrio revestido. Las especies de glicano
fueron eluidas con un reactivo de acetato sódico.
Las especies de glicano fueron acetiladas con
anhídrido acético. Los reactivos en exceso fueron eliminados usando
una columna de intercambio iónico y lecho mixto. Toda especie de
glicano no reducida es recogida en una disolución diluida de tampón
de acetato.
Las especies de glicano fueron recogidas en un
filtro de 0,5 \mum (Oxford GlycoSciences) y fueron liofilizadas.
Las especies de glicano secadas fueron marcadas al hacerlas
reaccionar con un agente reductor que tenía un grupo fluoróforo
(por ejemplo, 2-aminobenzamida o
2-AB), bajo condiciones ácidas durante 120 minutos a
65ºC.
Las especies de glicano marcadas fueron
separadas de los reactivos en exceso usando una membrana hidrófila
de adsorción que retiene las especies de glicano. Las especies de
glicano fueron recuperadas en agua y fueron guardadas congeladas
hasta la separación cromatográfica.
Las especies de glicano marcadas fueron
separadas por cromatografía de intercambio aniónico. El
procedimiento cromatográfico se lleva a cabo del modo
siguiente:
- \bullet
- La columna es una columna GlycoSep® C, de 4,6 x 100 mm, rellena de resina de divinilbenceno revestida con polímero (5 \mum).
- \bullet
- El caudal de la fase móvil es 0,4 ml/minuto;
- Fase móvil A: acetonitrilo (calidad cromatográfica);
- Fase móvil B: acetato amónico 500 mM, pH de 4,5;
- Fase móvil C: agua ultrapura.
- \bullet
- La detección es con un fluorímetro ajustado así: \lambda_{excitación} = 330 nm, \lambda_{emisión} = 420 nm.
- \bullet
- La elución es bajo las siguientes condiciones de elución:
- Condiciones iniciales: 20% de fase A, 80% de fase C;
- Gradiente lineal de fase B (0,25% por min) de 5 a 21 min, 20% de fase A constante;
- Gradiente lineal de fase B (0,525% por min) de 21 a 61 min, 20% de fase A constante;
- \bullet
- La columna es mantenida a una temperatura de 30 \pm 2ºC.
Las especies de glicano resultan eluidas de
acuerdo con su carga de especies neutras, mono-, di-, tri- y
tetra-sialiladas. En la Figura 1 se muestra un
cromatograma típico.
En el cromatograma obtenido, los picos fueron
agrupados de acuerdo con los intervalos de tiempos de retención que
corresponden a los grados de sialilación indicados en la Tabla
1.
Tiempos de retención y números de cargas para glicanos liberados de rFSH | ||
Tiempos de retención (min) | Especies de glicano | Número de cargas |
2 a 4 | Neutras | 0 |
15 a 21 | Monosialiladas | P_{mono} |
21 a 35 | Disialiladas | P_{di} |
35 a 45 | Trisialiladas | P_{tri} |
45 a 52 | Tetrasialiladas | P_{tetra} |
Los resultados para cada grupo de glicanos se
expresaron como el porcentaje del área total de los diferentes
grupos de glicanos (neutros, mono-, di-, tri- y tetra-), y se
calcula un número Z a partir de las proporciones de las diferentes
especies (P_{glicano}):
Z =
P'_{mono} + 2 P'_{di} + 3 P'_{tri} + 4
P'_{tetra}
Los glicanos fueron liberados de la cadena
principal peptídica por hidrazinolisis y fueron luego marcados
fluorescentemente utilizando 2-aminobenzamida
(2-AB), como se detalló en el Ejemplo 1.
Los glicanos marcados con 2-AB
fueron desialilados enzimáticamente con sialidasa (Vibrio
cholerae) en acetato amónico 250 mM, pH de 5,5, que contenía
cloruro cálcico 20 mM, durante 18 horas a 37ºC. Se usan
aproximadamente 0,05 U de sialidasa para glicanos procedentes de
una cantidad inicial de 100 \mug de rhFSH.
Los glicanos desialilados fueron secados bajo
vacío y fueron guardados a -20ºC antes de la separación por HPLC
preparativa en fase inversa, bajo las condiciones siguientes:
- \bullet
- La columna era una columna GlycoSep® R;
- \bullet
- El caudal de la fase móvil era 0,7 ml/minuto;
- Eluyente A: acetato amónico 50 mM, pH de 6,0;
- Eluyente B: acetato amónico 50 mM, pH de 6,0, que contenía acetonitrilo al 8%;
- \bullet
- La detección fue con un fluorímetro ajustado así: \lambda_{excitación} = 330 nm, \lambda_{emisión} = 420 nm.
- \bullet
- Temperatura de la columna: 30ºC.
Antes de su aplicación a la columna, las
muestras secadas fueron reconstituidas con Eluyente A (200 \mul):
se aplicaron 50 \mul de esta disolución.
Se usó el gradiente siguiente:
- t = 0 (min):
- A al 55%, B al 45%
- t = 15 (min):
- A al 55%, B al 45%
- t = 70 (min):
- A al 0%, B al 100%
- t = 75 (min):
- A al 0%, B al 100%
- t = 76 (min):
- A al 55%, B al 45%.
Los picos son asignados a di-, tri- y
tetra-antenas usando espectrometría de masas con
ionización por electropulverización (ESMS; del inglés,
electrospray mass spectrometry) y
espectrometría de masas mediante desorción/ionización por láser
asistida por matriz y analizador de tiempo de vuelo
(MALDI-TOF MS; del inglés,
matrix-assisted laser
desorption/ionization
time-of-flight mass
spectrometry).
Los resultados se expresan como porcentajes
relativos P de di-antenas,
tri-antenas y tetra-antenas, siendo
100% la suma de todos los glicanos. Luego se calcula el AI usando la
ecuación siguiente:
AI = 2
P_{di} + 3 P_{tri} + 4
P_{tetra}
en la que AI es el índice de
antenas, y P_{di}, P_{tri} y P_{tetra} son, respectivamente,
los porcentajes de hidratos de carbono, con relación al total, que
están di-, tri- y
tetra-ramificados.
Se separaron fracciones ácidas y básicas de FSH
recombinante usando cromatografía de intercambio aniónico sobre
DEAE-Sepharose FF.
- \bullet
- La columna usada tenía unas dimensiones de 1,6 x 20 cm (XK Pharmacia o equivalente) para una purificación a escala de laboratorio (aproximadamente 60 mg de carga proteica) y 3,4 x 40 cm (Vantadge Amicron o equivalente) para purificaciones a mayor escala, y estaba rellena de resina DEAE-Sepharose FF;
- \bullet
- El caudal de la fase móvil era 150-250 cm/hora;
- Tampón 1 de Equilibrio: Tris-HCl 2 M, pH de 7,0 \pm 0,1;
- Tampón 2 de Equilibrio: Tris-HCl 25 mM, pH de 7,0 \pm 0,1, conductividad de 2,15 \pm 1,5 mS/cm;
- Tampón 1 de Elución: Tris 25 mM, pH de 7,0 \pm 0,1, NaCl 35 mM, conductividad de 5,8 \pm 0,4 mS/cm (este tampón permite eluir las isoformas más básicas)
- Tampón 2 de Elución: Tris 25 mM, pH de 7,0 \pm 0,1, NaCl 150 mM, conductividad de 18,3 \pm 0,5 mS/cm (este tampón permite eluir las isoformas más ácidas)
- Disolución de regeneración: NaOH 0,5 M, NaCl 1 M;
- Disolución de almacenamiento: NaOH 10 mM;
- \bullet
- La columna fue mantenida a 23 \pm 3ºC o 5 \pm 3ºC.
Se preparó la FSH para carga en la columna del
modo siguiente:
La masa de rhFSH congelada fue descongelada a 5
\pm 3ºC. Una vez completada la descongelación, la disolución
[3-4 mg de rhFSH, según se estima por densidad
óptica (DO) a 276,4 nm, por ml de resina] fue diluida con
Tris-HCl 2 M, pH de 7,0 \pm 0,1, en la relación
siguiente: 1 parte de tampón y 79 partes de masa de rhFSH. La
concentración final de Tris-HCl era 25 mM. El pH se
ajustó a 7,0 \pm 0,1 con HCl 1 M.
Se preparó la columna haciendo pasar 3 volúmenes
de lecho (BV; del inglés, bed volume) de NaOH 0,5 M,
seguidos de 6 BV de agua. Se alcanzó el equilibrio al hacer pasar
4-5 BV de Tampón 1 de Equilibrio, hasta que se midió
un pH de aproximadamente 7. Luego se continuó haciendo pasar
7-8 BV de Tampón 2 de Equilibrio.
Se cargó una muestra de rhFSH, preparada del
modo anterior, en la columna. Una vez completada la carga, se
hicieron pasar 3 BV de Tampón 1 de Equilibrio por la columna.
Luego se inició la elución con Tampón 1 de
Elución y se empezó la recogida de la fracción básica cuando el
valor de absorbancia (276,4 nm) comenzó a aumentar, recogida que se
continuó durante 20 \pm 1 volúmenes de lecho. Luego se cambió el
eluyente por Tampón 2 de Elución y se empezó la recogida de la
fracción ácida tan pronto como el valor de absorbancia (276,4 nm)
comenzó a aumentar, recogida que se continuó durante 3 \pm 1
volúmenes de lecho.
Luego se sometieron las fracciones a
ultrafiltración, con objeto de concentrarlas, con un equipo de
ultrafiltración para células tipo 8400 (Amicon o equivalente)
provisto de una membrana YM3 para la fracción básica y de una YM10
para la fracción ácida. Todas las operaciones se llevaron a cabo a 5
\pm 3ºC.
Se evaluó comparativamente la eficacia de dos
partidas experimentales de rhFSH sobre voluntarios.
Se generaron dos preparaciones de FSH al dividir
la rhFSH en dos fracciones usando cromatografía de intercambio
iónico, como se describió anteriormente en el Ejemplo 3. La partida
A fue considerada "ácida" y tenía un número Z de 220 (es
decir, la fracción ácida del Ejemplo 3), mientras que la partida B
fue considerada "básica" y tenía un número Z de 160 (es decir,
la fracción básica del Ejemplo 3).
Utilizando el ensayo convencional del aumento de
peso ovárico en ratas, se cargaron partida A y partida B en
ampollas de modo que cada una de éstas contuviera aproximadamente
150 IU de FSH.
En la Tabla 2 se presentan las características
de las dos partidas. Ha de advertirse que, puesto que los viales
estaban cargados con IU, la cantidad real de FSH en las ampollas de
la partida B básica era aproximadamente el 250% de la cantidad de
FSH en la partida A ácida (aproximadamente 24 \mug frente a
aproximadamente 9 \mug).
Características de las partidas de FSH usadas en el estudio clínico | ||
Partida A "ácida" | Partida B "básica" | |
Contenido de FSH por ampolla | 8,7 \mug/ampolla | 23,8 \mug/ampolla |
Bioactividad específica | 19.753 IU/mg | 7.386 IU/mg |
Número Z | 220 | 160 |
Índice de antenas (AI) | 274 | 237 |
La bioactividad específica se calcula dividiendo
la actividad en IU por el peso de proteína.
El grupo de pacientes era 32 voluntarias
premenopáusicas. Las pacientes fueron sometidas a infrarregulación
hipofisaria mediante inyecciones diarias de Decapeptyl (0,1 mg).
Después de 14 días, se llevó a cabo un examen sonográfico y, en
ausencia de quistes, se inició una estimulación con la Partida A o
la Partida B de rFSH (150 IU/día). Se evaluó diariamente el
crecimiento folicular por sonografía y las concentraciones séricas
de E_{2}.
Durante la estimulación con FSH, se
desarrollarán folículos y crecerá su diámetro. Se midieron y
contaron los folículos de cada paciente los días 8 y 10 de
estimulación y se anotó el número de folículos cuyo tamaño caía en
las categorías 0-10 mm, 11-15 mm y
16-25 mm. En la Figura 2 se muestra el número medio
de folículos por paciente que caen en cada categoría, para grupos
de pacientes tratados con isoformas ácidas y básicas, el día 8. En
la Figura 3 se muestra el mismo gráfico para el día 10.
Los resultados del estudio mostraron que, aunque
el tamaño folicular progresaba regularmente con el tiempo en el
grupo básico, el grupo ácido daba lugar a una segunda cohorte de
folículos, ligeramente retrasada con respecto a la primera, con un
consiguiente aumento acusado en la formación de folículos, que casi
duplicaba a la del grupo básico. El tamaño de esta segunda cohorte
aumentaba del día 8 al 10. El resultado es que, en el grupo de
pacientes tratados con FSH "ácida", el día 10 había por término
medio un total de 18 folículos con un tamaño superior a 11 mm,
mientras que, en el grupo tratado con isoforma "básica", el
número medio de folículos con un tamaño superior a 11 mm era sólo
11 el día 10.
El número total medio de folículos el día 10 es
28 en el grupo "ácido", mientras que es 19 en el grupo
"básico".
Se determinó el volumen folicular total (TFV;
del inglés, total follicular volume) medio por
paciente usando sonografía. El TFV era 30% mayor en el grupo que
había recibido FSH "ácida" que en el grupo que había recibido
FSH "básica".
Los niveles séricos de FSH de los pacientes,
medidos mediante un radioinmunoensayo, eran mayores en el grupo
básico, como se esperaba según la masa proteica inyectada; sin
embargo, la diferencia era sólo aproximadamente 30% (véase la
Figura 4) para una diferencia de administración de 250%, lo que está
de acuerdo con la mayor resistencia metabólica de las formas
ácidas.
Las preparaciones de FSH que tienen índices de
antenas mayores que los normales pueden ser aisladas utilizando
HPLC o cromatografía de afinidad con Sepharose derivatizada con
concanavalina A (Con-A).
Se disolvió FSH humana recombinante ("material
de partida"; 10 mg) en tampón (HEPES 0,1 M, pH de 7,5) en una
concentración de 4,3 mg/ml. A esta disolución se añadió
sialil-transferasa recombinante de rata (ST3Gal III)
a una concentración de 100 mU/ml y ácido
citidina-5'-monofosfato-N-acetil-neuramínico
(CMP-NeuAc), como agente dador de ácido siálico, en
una concentración de 20 mM. Alternativamente, el agente dador de
ácido siálico puede ser generado in situ utilizando NeuAc
20 mM y CMP 2 mM en presencia de CMP-ácido siálico sintetasa. La
mezcla de reacción fue incubada a 37ºC durante 24 horas. Las
fracciones enriquecidas en ácido siálico fueron aisladas usando las
técnicas descritas en el Ejemplo 3.
El refuerzo sialílico puede ser llevado también
a cabo usando un material de partida que consiste en una FSH que
tiene un índice de antenas potenciado, preparada de acuerdo con el
Ejemplo 5.
Alternativamente, el refuerzo sialílico puede
ser llevado a cabo con un material de partida de FSH que ya tiene
un número Z elevado en comparación con la FSH recombinante
convencional. Dicho material de partida puede ser aislado usando las
técnicas del Ejemplo 3.
Los cDNAs de las subunidades \alpha y \beta
de FSH humana fueron subclonados en el vector pDONR (Invitrogen).
Se utilizó el sistema QuikChange™ (Stratagene) de mutagénesis
dirigida al sitio, para introducir sitios de glicosilación
N-unidos en las subunidades \alpha y \beta de
FSH. En el sistema QuikChange™ se usan dos cebadores
oligonucleotídicos sintéticos que contienen la(s)
mutación(es) deseada(s). Se usaron los siguientes
pares de oligonucleótidos para introducir los sitios de
glicosilación N-unidos: CC TTG TAT ACA TAC CCA AAC
GCC ACC CAG TGT CAC y GTG ACA CTG GGT GGC GTT TGG GTA TGT ATA CAA GG
para V78N, GC TGT GCT CAC CAT AAC GAT TCC TTG TAT ACA TAC C y GGT
ATG TAT ACA AGG AAT CGT TAT GGT GAG CAC AGC para A70N, GAT CTG GTG
TAT AAG AAC CCA ACT AGG CCC AAA ATC CA y TGG ATT TTG GGC CTA GTT GGG
TTC TTA TAC ACC AGA TC para D41N/A43T, TGT ACT GTG CGA GGC CTG AAC
CCC AGC TAC TGC TCC y GGA GCA GTA GCT GGG GTT CAG GCC TCG CAC AGT
ACA para G100N, G AAC GTC ACC TCA AAC TCC ACT TGC TG y CA GCA AGT
GGA GTT TGA GGT GAC GTT C para E56N, y CAG GAA AAC CCA ACC TTC TCC
CAG CC Y GG CTG GGA GAA GGT TGG GTT TTC CTG para F17T. Se
confirmaron las secuencias de DNA de los cDNAs mutantes usando el
sistema ABI PRISM BigDye™ Terminator v3.0 Ready para secuenciación
por ciclos de reacción, seguido de un análisis con el analizador
genético ABI PRISM 310.
El vector de expresión pCI de mamífero (Promega)
fue convertido en un vector de destino GATEWAY usando el sistema
GATEWAY para conversión de vectores (Invitrogen). Los mutantes
\alpha y \beta, junto con las subunidades de tipo silvestre,
fueron subclonados en el vector de expresión pCI usando la
tecnología de clonación Gateway™ (Invitrogen). El vector de
expresión pCI contiene el potenciador/promotor
inmediato-precoz del citomegalovirus humano para
regular la expresión del gen insertado, un intrón cadena arriba del
gen para promover la expresión, y la señal de poliadenilación
tardía del virus 40 de simios, cadena abajo del gen insertado, para
terminar la transcripción. Los mutantes alfa E56N y F17T, en pCI,
fueron cotransfectados con FSH \beta de tipo silvestre en PCI,
mientras que los mutantes \beta A70N, G100N, V78N y D41N/A43T, en
PCI, fueron cotransfectados con la subunidad \alpha de tipo
silvestre en PCI. Como testigos, se cotransfectaron la subunidad
\beta de tipo silvestre de FSH en PCI y la subunidad \alpha en
PCI. Se transfectaron transitoriamente células HEK293 (ATTC,
CRL-10852) con los plásmidos usando el método del
fosfato cálcico (por ejemplo, del modo descrito en el Documento WO
96/07750). Alternativamente, el plásmido pCI que contiene la
subunidad \beta de tipo silvestre o el mutante \beta V78N fue
cotransfectado con la subunidad \alpha de tipo silvestre en pCI.
También pueden transfectarse transitoria o establemente células CHO
con los plásmidos. Un día después de la transfección, el medio fue
cambiado a DMEM/F12 (Invitrogen, 11320-033) que
contenía 1 \mug/ml de insulina (Invitrogen,
18140-020), 6,8 ng/ml de selenito sódico (Sigma,
S5261) y 12,2 ng/ml de citrato férrico (Sigma, F3388). Un día
después del cambio de medio, el medio acondicionado fue recogido y
fue centrifugado durante 5 min a aproximadamente 800 x g, a
4\betaC, para eliminar todo fragmento celular. El sobrenadante fue
separado y fue centrifugado a 16.000 x g en una centrífuga Biofuge
Fresco (Heraeus Instruments) durante 5 minutos, y el medio fue luego
adicionalmente clarificado por filtración a través de un filtro
Acrodisc de 0,45 \mum (Gelman Sciences, 4184). Al extracto
celular clarificado se añadió Tris 1 M, pH de 7,4, para
una concentración final de Tris de 50 mM, y se añadió Tween20 para una concentración final de Tween 20 de 0,1%.
una concentración final de Tris de 50 mM, y se añadió Tween20 para una concentración final de Tween 20 de 0,1%.
Los mutantes de FSH fueron purificados del
extracto celular utilizando cromatografía de inmunoafinidad sobre
Sepharose derivatizada con anticuerpos monoclonales
anti-FSH inmovilizados utilizando divinilsulfona
(Inmunoresina de anticuerpo monoclonal
anti-FSH-DVS-Sepharose).
Dichas resinas pueden ser producidas mediante métodos conocidos por
el técnico experto, como se describe, por ejemplo, en el Documento
WO 88/10270.
La resina fue equilibrada en un tampón de
equilibrio que consistía en un tampón de Tris-HCl
0,1 M y NaCl 0,3 M, pH = 7,5, a 4ºC. Se cargó en la columna una
cantidad de IU de FSH (por radioinmunoensayo, RIA) correspondiente
al 80-90% de la capacidad ligante total de FSH de la
columna.
Las proteínas no retenidas fueron eluidas con
tampón de equilibrio (como el anterior) hasta que la DO_{280} del
producto de elución fue inferior a 0,02.
La FSH mutante absorbida fue eluida de la
inmunoresina con una disolución 1 M de amoniaco a 4ºC.Se reunieron
los productos de elución correspondientes a aproximadamente cuatro
veces el volumen de la inmunoresina, se ajustó el pH a 9,0 mediante
la adición de ácido acético glacial a 4ºC, lo más pronto posible
después de la recogida, y se ultrafiltró la disolución en un
aparato Amicon (corte de membrana de 10.000 Da) y se concentró hasta
un volumen pequeño.
La disolución concentrada de FSH mutante fue
luego sometida a una operación de HPLC en fase inversa usando un
cromatógrafo Waters Prep LC 500A para fases líquidas provisto de un
detector UV y un generador de gradientes preparativos. Antes de la
aplicación a la columna, se ajustó el pH de la disolución a
aproximadamente 5,6. Se cargó la disolución en una columna de fase
inversa C_{18} (cartuchos de Prepak 500 C_{18}, Waters) que
había sido previamente equilibrada con tampón de acetato amónico
0,05 M, pH = 5,6, a temperatura ambiental. El caudal fue 100
ml/minuto y el producto de elución fue observado a 280 nm.
La FSH mutante fue eluida mediante un gradiente
de isopropanol de hasta el 50% de la fase móvil. Las fracciones
fueron controladas mediante cromatografía en fase gaseosa (GPC; del
inglés, gas phase chromatography) analítica y
radioinmunoensayo (RIA). El disolvente orgánico fue eliminado por
destilación bajo vacío a menos de 40ºC y la disolución fue
congelada y liofilizada.
Las preparaciones de FSH mutante expresadas en
células CHO fueron sometidas a cromatografía de intercambio iónico,
del modo descrito en el Ejemplo 3, con objeto de aislar fracciones
que tuvieran números Z^{+} superiores a 180, 190, 200, 210, 220,
230, 240, 250 y mayores.
Las preparaciones de FSH mutante expresadas en
células CHO o HEK293 fueron sometidas a refuerzo sialílico, del
modo descrito en el Ejemplo 6. Después del refuerzo sialílico, la
FSH mutante fue sometida a cromatografía de intercambio iónico, de
acuerdo con el Ejemplo 3, para aislar fracciones que tuvieran
números Z^{+} superiores a 180, 190, 200, 210, 220, 230, 240, 250
y mayores.
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<120> Hormonas estimulantes del
folículo
\vskip0.400000\baselineskip
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Claims (23)
1. Una composición farmacéutica que
comprende FSH recombinante, en la que la FSH recombinante tiene un
número Z que es al menos 200, preferiblemente al menos 220, más
preferiblemente al menos 240, muy preferiblemente al menos 260.
2. Una composición farmacéutica de
acuerdo con la reivindicación 1, para uso en medicina.
3. Una composición farmacéutica de
acuerdo con la reivindicación 1 ó 2, en la que la FSH recombinante
tiene un índice de antenas AI de 220-280.
4. Una composición farmacéutica de
acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones precedentes, en la
que la FSH recombinante se expresa en células de ovario de hámster
chino.
5. Un uso de FSH recombinante en la
preparación de un medicamento para uso en foliculogénesis, en el
que la FSH recombinante tiene un número Z que es al menos 200.
6. Un uso de acuerdo con la
reivindicación 5, en el que la FSH se administra sobre una base
diaria o semidiaria en una dosis de 50-75 IU
durante menos de 14 días.
7. Un uso de una FSH recombinante en la
preparación de un medicamento para uso en hiperestimulación ovárica
controlada, en el que la FSH recombinante tiene un número Z que es
al menos 200.
8. Un uso de una FSH recombinante en la
preparación de un medicamento para uso en inducción de la ovulación
o inseminación intrauterina, en el que la FSH recombinante tiene un
número Z que es al menos 200.
9. Un uso de una FSH recombinante en la
preparación de un medicamento para uso en el tratamiento de la
esterilidad masculina, en el que la FSH recombinante tiene un número
Z que es al menos 200.
10. Un uso de acuerdo con la
reivindicación 9, en el que la FSH se administra en 3 cantidades de
150 a 300 IU por semana hasta que la espermatogénesis alcanza los
niveles adecuados para una inseminación.
11. Un uso de acuerdo con cualquiera de
las reivindicaciones 5 a 10, en el que la FSH recombinante tiene un
número Z que es al menos 220, preferiblemente al menos 240, más
preferiblemente al menos 260.
12. Una composición farmacéutica o un uso
de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones precedentes, en
que la FSH tiene un pI medio inferior a 3,4, más preferiblemente
inferior a 3,3, particularmente preferiblemente inferior a 3,2.
13. Una composición farmacéutica o un uso
de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones precedentes, en
que la FSH tiene un grado aumentado de sialilación en uno o más
sitios de glicosilación adicionales presentes en un péptido adjunto
a la proteína de FSH.
14. Una composición farmacéutica o un uso
de acuerdo con la reivindicación 13, en que el péptido adjunto es la
porción terminal carboxílica de la subunidad \beta de hCG.
15. Una composición farmacéutica o un uso
de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones precedentes, en
que la FSH tiene una o más mutaciones que introducen uno o más
sitios de glicosilación adicionales en la proteína de FSH y aumentan
el grado de sialilación.
16. Una composición farmacéutica o un uso
de acuerdo con la reivindicación 15, en que las mutaciones son
seleccionadas entre una o más de A70N, V78N, G100N y D41N/A43T en la
subunidad \beta de FSH y/o una o más de F17T, E56N y H83N en la
subunidad \alpha de FSH.
17. Un método para preparar una
preparación de FSH recombinante que tenga un número Z que sea al
menos 200, método que comprende la operación de hacer reaccionar
FSH con un agente dador de ácido siálico en presencia de
2,3-sialiltransferasa.
18. Un método de acuerdo con la
reivindicación 17, en el que la FSH recombinante tiene un número Z
que es al menos 220, preferiblemente al menos 240, más
preferiblemente al menos 260.
19. Un método de acuerdo con cualquiera de
las reivindicaciones 17 y 18, en el que el agente dador de ácido
siálico es CMP-ácido siálico.
20. Un método de acuerdo con cualquiera de
las reivindicaciones 17 a 19, en el que la sialiltransferasa es
ST3Gal III de rata.
21. Un método para preparar una
preparación de FSH recombinante que tenga un número Z que sea al
menos 200, método que comprende una operación de enfoque
isoeléctrico, cromatoenfoque o cromatografía de intercambio
iónico.
22. Un método para preparar una
preparación de FSH recombinante que tenga un número Z que sea al
menos 200, método que comprende complementar el medio de cultivo en
que se expresa la FSH recombinante, con inhibidores de
neuraminidasa y/o con precursores intracelulares directos para la
síntesis de ácido siálico, tal como acetilmanosamina.
23. Un método de acuerdo con la
reivindicación 21 ó 22, en el que la FSH recombinante se expresa en
células de ovario de hámster chino.
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