EP1444258A2 - Gene, die für genetische stabilitäts-, genex-pressions- und faltungsproteine kodieren - Google Patents

Gene, die für genetische stabilitäts-, genex-pressions- und faltungsproteine kodieren

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Publication number
EP1444258A2
EP1444258A2 EP02796537A EP02796537A EP1444258A2 EP 1444258 A2 EP1444258 A2 EP 1444258A2 EP 02796537 A EP02796537 A EP 02796537A EP 02796537 A EP02796537 A EP 02796537A EP 1444258 A2 EP1444258 A2 EP 1444258A2
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
protein
proteins
ses
dna
nucleic acid
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP02796537A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Oskar Zelder
Markus Pompejus
Hartwig Schröder
Burkhard Kröger
Corinna Klopprogge
Gregor Haberhauer
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
BASF SE
Original Assignee
BASF SE
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by BASF SE filed Critical BASF SE
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Priority to EP05026934A priority patent/EP1669369A2/de
Publication of EP1444258A2 publication Critical patent/EP1444258A2/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N9/00—Enzymes; Proenzymes; Compositions thereof; Processes for preparing, activating, inhibiting, separating or purifying enzymes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09—Recombinant DNA-technology
    • C12N15/11—DNA or RNA fragments; Modified forms thereof; Non-coding nucleic acids having a biological activity
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/195—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from bacteria
    • C07K14/34—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from bacteria from Corynebacterium (G)
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N9/00—Enzymes; Proenzymes; Compositions thereof; Processes for preparing, activating, inhibiting, separating or purifying enzymes
    • C12N9/0004—Oxidoreductases (1.)
    • C12N9/0006—Oxidoreductases (1.) acting on CH-OH groups as donors (1.1)
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
    • C12P13/04—Alpha- or beta- amino acids
    • C12P13/08—Lysine; Diaminopimelic acid; Threonine; Valine

Definitions

  • Certain products and by-products of naturally occurring metabolic processes in cells are used in many industries, including the food, feed, cosmetic and pharmaceutical industries. These molecules, collectively referred to as “fine chemicals", include organic acids, both proteinogenic and non-proteinogenic amino acids, nucleotides and nucleosides, lipids and fatty acids, diols, carbohydrates, aromatic compounds, vitamins and cofactors and enzymes. Their production is best accomplished by growing large-scale bacteria that have been developed to produce and secrete large quantities of the desired molecule.
  • a particularly suitable organism for this purpose is Corynebacterium glutamicum, a gram-positive, non-pathogenic bacterium. Through strain selection, a number of mutant strains have been developed that produce a range of desirable compounds. However, selecting strains that are improved in the production of a particular molecule is a time consuming and difficult process.
  • This invention provides novel nucleic acid molecules that can be used to identify or classify Corynebacterium glutamicum or related types of bacteria.
  • C. glutamicum is a gram-positive, aerobic bacterium that is commonly used in industry for the large-scale production of a number of fine chemicals and also for the degradation of hydrocarbons (e.g. when crude oil overflows) and for the oxidation of terpenoids.
  • the nucleic acid molecules can therefore be used to identify microorganisms that can be used for the production of fine chemicals, for example by fermentation processes.
  • Corynebacterium diphtheriae the causative agent of diphtheria
  • the ability to identify the presence of Corynebacterium species can therefore also be of significant clinical importance, for example in diagnostic applications.
  • These nucleic acid molecules can also serve as reference points for mapping of the C. glutamicum genome or of genomes of related organisms.
  • SES proteins encode proteins, which are referred to here as gene stability, gene expression or protein secretion / folding (SES) proteins.
  • SES proteins can, for example, perform a function involved in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, expression of genes (ie which are involved in transcription or translation), protein folding or protein secretion in C. glutamicum. Due to the availability of cloning vectors useful in Corynebacterium glutamicum, such as disclosed in Sinskey et al., U.S. Patent No. 4,649,119, and techniques for genetically manipulating C. glutamicum and the related Brevi acterium species (e.g. lactofermentum) (Yoshihama et al., J.
  • nucleic acid molecules according to the invention can be used for the genetic manipulation of this organism so that it becomes a more efficient producer of one or more fine chemicals. This improved production or efficiency of the production of a fine chemical can take place due to a direct effect of the manipulation of a gene according to the invention or due to an indirect effect of such a manipulation.
  • Modifying proteins directly involved in transcription or translation e.g., polymerases or ribosomes
  • This increased cellular gene expression should include those proteins involved in fine chemical biosynthesis so that there can be an increase in the yield, production or efficiency in the production of one or more desired compounds.
  • Modifications of the transcription / translation protein machinery of C. glutamicum, so that the regulation of these proteins is changed, can also enable the increased expression of genes which are involved in the production of fine chemicals.
  • Modulating the activity of a number of proteins involved in peptide folding can increase the overall production of correctly folded molecules in the cell, thereby increasing the possibility will that desired proteins (eg fine chemical biosynthesis proteins) work properly. Furthermore, by mutating proteins involved in the secretion from C. glutamicum so that their number or activity is increased, it may be possible to increase the secretion of a fine chemical (for example an enzyme) from cells in the fermentation culture from which it is derived can be easily won.
  • a fine chemical for example an enzyme
  • the genetic modification of the SES molecules according to the invention can also lead to an indirect modulation of the production of one or more fine chemicals.
  • a DNA repair or recombination protein according to the invention by increasing the number or activity of a DNA repair or recombination protein according to the invention, the ability of the cell to detect and repair DNA damage can be increased. This should effectively increase the ability of the cell to hold an imitated gene in its genome and thereby increase the likelihood that a transgene introduced into C. glutamicum by genetic engineering (which, for example, encodes a protein which increases the biosynthesis of a fine chemical) will not occur during the Cultivation of the microorganism is lost.
  • genetic engineering which, for example, encodes a protein which increases the biosynthesis of a fine chemical
  • transposons proteins that are involved in the transposition or displacement of genetic elements in C. glutamicum (e.g. transposons). By mutagenesis of these proteins so that their number or activity is either increased or decreased, it is possible to simultaneously increase or decrease the genetic stability of the microorganism. This has an important effect on the fact that another mutation can be introduced into C. glutamicum and that the introduced mutation can be retained. Transposons also provide a suitable mechanism by which C. glutamicum mutagenesis can be carried out; the duplication of desired genes (e.g. of fine chemical biosynthesis genes) can easily be carried out by means of transposon mutagenesis, as well as the disruption of undesired genes (e.g. genes which are involved in the breakdown of desired fine chemicals).
  • desired genes e.g. of fine chemical biosynthesis genes
  • glutamicum cells that can produce fine chemicals during large scale cultivation.
  • the secretion apparatus for example the sec system
  • integral membrane proteins for example pores, channels or transporters
  • modulating the activity of proteins involved in C. glutamicum protein secretion can affect the ability of the cell to excrete waste products or to import necessary metabolites. If the activity of these secretory proteins is increased, the ability of the cell to produce fine chemicals can also be increased. If the activity of these secretory proteins is reduced, there may not be enough nutrients to support the overproduction of desired compounds, or waste products may interfere with this biosynthesis.
  • the invention provides new nucleic acid molecules which encode proteins, which are referred to here as SES proteins and, for example, in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, expression of genes (ie the transcription or translation processes), protein folding or Protein secretion in Corynebacterium glutamicum may be involved.
  • Nucleic acid molecules that encode an SES protein are referred to here as SES nucleic acid molecules.
  • an SES protein is involved in improving or reducing the genetic stability in C. glutamicum, the expression of genes (e.g. during transcription or translation) or the protein folding in this organism or in the protein secretion from C. glutamicum. Examples of such proteins are those encoded by the genes shown in Table 1.
  • nucleic acid molecules for example cDNAs
  • isolated nucleic acid molecules comprising a nucleotide sequence which codes for an SES protein or biologically active sections thereof, and also nucleic acid fragments which code as primers or hybridization probes for the detection or amplification of SES codes -
  • the nucleic acid e.g. DNA or mRNA
  • the isolated nucleic acid molecule comprises one of the nucleotide sequences listed in Appendix A or the coding region of one of these nucleotide sequences or a complement thereof.
  • the isolated nucleic acid molecule encodes one of the amino acid sequences listed in Appendix B.
  • the preferred SES proteins according to the invention likewise preferably have at least one of the SES activities described here.
  • nucleic acid sequences of the sequence listing together with the sequence changes at the respective position described in Table 1 are defined as Appendix A.
  • polypeptide sequences of the sequence listing are defined as Appendix B together with the sequence changes at the respective position described in Table 1.
  • the isolated nucleic acid molecule is at least 15 nucleotides long and hybridizes under stringent conditions to a nucleic acid molecule which comprises a nucleotide sequence from Appendix A.
  • the isolated nucleic acid molecule preferably corresponds to a naturally occurring nucleic acid molecule.
  • the isolated nucleic acid more preferably encodes a naturally occurring C. glutamicum SES protein or a biologically active portion thereof.
  • a further aspect of the invention relates to vectors, for example recombinant expression vectors, which contain the nucleic acid molecules according to the invention, and host cells into which these vectors have been introduced.
  • this host cell is used to produce an SES protein by growing the host cell in a suitable medium. The SES protein can then be isolated from the medium or the host cell.
  • Another aspect of the invention relates to a genetically modified microorganism in which an SES gene has been introduced or modified.
  • the genome of the microorganism has been changed by introducing at least one nucleic acid molecule according to the invention which codes the mutated SES sequence as a transgene.
  • an endogenous SES gene in the genome of the microorganism has been changed, for example functionally disrupted, by homologous recombination with an altered SES gene.
  • the microorganism belongs to the genus Corynebacterium or Brevibacterium, Corynebacterium glutamicum being particularly preferred.
  • the microorganism is also used for the production of a desired compound, such as an amino acid, with lysine being particularly preferred.
  • an isolated SES protein or a section thereof for example a biologically active section thereof.
  • the isolated SES protein or its portion can participate in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (i.e. transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum.
  • the isolated SES protein or a section thereof is sufficiently homologous to an amino acid sequence from Appendix B so that the protein or its section retains the ability, for example, to repair or recombine DNA, transposition of genetic material, Gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum.
  • host cells that have more than one of the nucleic acid molecules described in Appendix A.
  • Such host cells can be produced in various ways known to those skilled in the art. For example, they can be transfected by vectors which carry several of the nucleic acid molecules according to the invention. However, it is also possible to introduce one nucleic acid molecule according to the invention into the host cell with one vector and therefore to use several vectors either simultaneously or in a staggered manner. Host cells can thus be constructed which carry numerous up to several hundred of the nucleic acid sequences according to the invention. Such an accumulation can often achieve superadditive effects on the host cell with regard to fine chemical productivity.
  • the invention also provides an isolated SES protein preparation.
  • the SES protein comprises an amino acid sequence from Appendix B.
  • the invention relates to an isolated full length protein which essentially forms a complete amino acid sequence from Appendix B (which is encoded by an open reading frame in Appendix A) is homologous.
  • the SES polypeptide or a biologically active portion thereof can be operably linked to a non-SES polypeptide to form a fusion protein.
  • this fusion protein has a different activity than that SES protein alone.
  • this fusion protein takes part in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum. The integration of this fusion protein into a host cell modulates the production of a desired compound from the cell in particularly preferred embodiments.
  • Another aspect of the invention relates to a method for producing a fine chemical.
  • the method provides for the cultivation of a cell which contains a vector which brings about the expression of an SES nucleic acid molecule according to the invention, so that a fine chemical is produced.
  • this method also comprises the step of obtaining a cell which contains such a vector, the cell being transfected with a vector which brings about the expression of a SES nucleic acid.
  • this method also comprises the step in which the fine chemical is obtained from the culture.
  • the cell belongs to the genus Corynebacterium or Brevibactium.
  • Another aspect of the invention relates to methods for modulating the production of a molecule from a microorganism. These methods involve contacting the cell with a substance that modulates SES protein activity or SES nucleic acid expression so that a cell-associated activity is changed compared to the same activity in the absence of the substance.
  • the cell is modulated for one or more C. glufcamicum processes which are involved in genetic stability, gene expression, protein folding or protein secretion, so that the yield, production or efficiency in the production of a desired fine chemicals by this microorganism is improved .
  • the substance that modulates SES protein activity can be a substance that stimulates SES protein activity or SES nucleic acid expression.
  • Another aspect of the invention relates to methods for modulating the yields of a desired compound from a cell, comprising introducing into a cell a wild-type or mutant SES gene that either remains on a separate plasmid or is integrated into the genome of the host cell.
  • the integration into the genome can be random or by homologous recombination, so that the native gene is replaced by the inserted copy, which causes the production of the desired compound from the cell to be modulated.
  • these yields are increased.
  • the chemical is a fine chemical, which in an especially preferred embodiment is an amino acid. In a particularly preferred embodiment, this amino acid is L-lysine.
  • the present invention provides SES nucleic acid and protein molecules that are involved in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (i.e.
  • the molecules of the invention can be used to modulate the production of fine chemicals from microorganisms such as C. glutamicum, either directly (for example if the overexpression or optimization of the activity of a protein involved in the secretion of a fine chemical (for example an enzyme) has a direct effect on the yield, production and / or efficiency in the production of a fine chemical from the modified C. glutamicum) or by indirect effects which nevertheless lead to an increase in the yield, production and / or efficiency of the desired compound (for example if the modulation of the activity or number of copies C. glutamicum DNA repair protein changes in the ability of the microorganism to maintain the introduced mutation, which in turn can affect the production of one or more fine chemicals from this strain).
  • the aspects of the invention are further explained below.
  • fine chemical is known in the art and includes molecules that are produced by an organism and are used in various industries, such as, but not limited to, the pharmaceutical, agricultural, and cosmetic industries. These compounds include organic acids such as tartaric acid, itaconic acid and diaminopi melinic acid, both proteinogenic and non-proteinogenic amino acids, purine and pyrimidine bases, nucleosides and nucleotides (as described, for example, in Kuninaka, A. (1996) Nucleotides and related compounds, pp. 561-612, in Biotechnology Vol. 6 , Rehm et al., Ed. VCH: Weinheim and the quotations contained therein, lipids, saturated and unsaturated fatty acids (e.g.
  • arachidonic acid arachidonic acid
  • diols e.g. propanediol and butanediol
  • carbohydrates e.g. hyaluronic acid and trehalose
  • aromatic compounds e.g. aromatic amines, vanillin and indigo
  • vitamins and cofactors as described in Ulimann's Encyclopedia of Industrial Cheistry, Vol. A27, "Vitamins", pp. 443-613 (1996) VCH: Weinheim and den citations therein; and Ong, AS, Niki, E. and Packer, L. (1995) "Nutrition, Lipids, Health and Disease” Proceedings of the UNESCO / Confederation of Scientific and Technological Associations in Malaysia and the Society for Free Radical Research - Asia, held on Sept.
  • amino acids comprise the basic structural units of all proteins and are therefore essential for the normal cell functions in all organisms.
  • amino acid is known in the art.
  • the proteinogenic amino acids of which there are 20 types, serve as structural units for proteins in which they are linked to one another via peptide bonds, whereas the non-proteinogenic amino acids (of which hundreds are known) are usually not found in proteins (see Ulmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Vol. A2, pp. 57-97 VCH: Weinheim (1985)).
  • the amino acids can be in the optical D or L configuration, although L-amino acids are usually the only type found in naturally occurring proteins.
  • the "essential" amino acids histidine, isoleucine, leucine, lysine, methionine, phenylalanine, threonine, tryptophan and valine
  • the "essential" amino acids are routes of synthesis into the remaining 11 "non-essential" amino acids (alanine, arginine, asparagine, aspartate, cysteine, glutamate, glutamine, glycine, proline, serine and tyrosine).
  • higher Animals have the ability to synthesize some of these amino acids, but the essential amino acids must be ingested with food for normal protein synthesis to take place.
  • Lysine is not only an important amino acid for human nutrition, but also for monogastric animals such as poultry and pigs.
  • Glutamate is most commonly used as a flavor additive (monosodium glutamate, MSG) and widely used in the food industry, as well as aspartate, phenylalanine, glycine and cysteine.
  • Glycine, L-methionine and tryptophan are all used in the pharmaceutical industry.
  • Glutamine, valine, leucine, isoleucine, histidine, arginine, proline, serine and alanine are used in the pharmaceutical and cosmetic industries. Threonine, tryptophan and D- / L-methionine are widespread feed additives (Leuchtenberger, W. (1996) Amino acids - technical production and use, pp. 466-502 in Rehm et al., (Ed.) Biotechnology Vol 6, Chapter 14a, VCH: Weinheim).
  • amino acids are also used as precursors for the synthesis of synthetic amino acids and proteins such as N-acetylcysteine, S-carboxymethyl-L-cysteine, (S) -5-hydroxytryptophan and others in Ulmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry , Vol. A2, pp. 57-97, VCH, Weinheim, 1985 are suitable substances.
  • Cysteine and glycine are each produced from serine, the former by condensation of homocysteine with serine, and the latter by transferring the side chain ⁇ -carbon atom to tetrahydrofolate in a reaction catalyzed by serine transhydroxymethylase.
  • Phenylalanine and tyrosine are prepared from the precursors of the glycolysis and pentose phosphate pathways, erythrosis-4-phosphate and phosphoenolpyruvate, in a 9-step bio synthesized synthetic route, which differs only in the last two steps after the synthesis of prephenate. Tryptophan is also produced from these two starting molecules, but its synthesis takes place in an 11-step process.
  • Tyrösin can also be prepared from phenylalanine in a reaction catalyzed by phenylalanine hydroxylase.
  • Alanine, valine and leucine are each biosynthetic products from pyruvate, the end product of glycolysis.
  • Aspartate is made from oxaloacetate, an intermediate of the citrate cycle.
  • Asparagine, methionine, threonine and lysine are each produced by converting aspartate.
  • Isoleucine is made from threonine.
  • histidine is formed from 5-phosphoribosyl-1-pyrophosphate, an activated sugar.
  • Amino acids the amount of which exceeds the protein biosynthesis requirement, cannot be stored and are instead broken down, so that intermediate products are provided for the main metabolic pathways of the cell (for an overview see Stryer, L., Biochemistry, 3rd edition, chapter 21 "Amino Acid Degradation and the Urea Cycle”; S 495-516 (1988)).
  • the cell is able to convert unwanted amino acids into useful metabolic intermediates, the production of amino acids is expensive in terms of energy, precursor molecules and the enzymes required for their synthesis.
  • amino acid biosynthesis is regulated by feedback inhibition, the presence of a particular amino acid slowing down or completely stopping its own production (for an overview of feedback mechanisms in amino acid biosynthetic pathways, see Stryer, L., Biochemistry , 3rd edition, chapter 24, "Biosynthesis of Amino Acids and Heme", pp. 575-600 (1988)).
  • the output of a certain amino acid is therefore restricted by the amount of this amino acid in the cell.
  • Vitamins, cofactors and nutraceuticals comprise another group of molecules. Higher animals have lost the ability to synthesize them and must therefore absorb them, although they are easily synthesized by other organisms such as bacteria. These molecules are either biologically active molecules per se or precursors of biologically active substances that serve as electron carriers or intermediates in a number of metabolic pathways. In addition to their nutritional value, these compounds have a significant industrial value as dyes, antioxidants and catalysts or other processing aids. (For an overview of the structure, and for the industrial applications of these compounds, see, for example, Ullman's Encyclopedia of Industrial Chemistry, "Vitamins", Vol. A27, pp. 443-613, VCH: Weinheim, 1996).
  • vitamin is known in the art and encompasses nutrients which are required by an organism for normal function, but which cannot be synthesized by this organism itself.
  • the group of vitamins can include cofactors and nutraceutical compounds.
  • cofactor encompasses non-proteinaceous compounds which are necessary for the occurrence of normal enzyme activity. These compounds can be organic or inorganic; the cofactor molecules according to the invention are preferably organic.
  • nutraceutical encompasses food additives which are beneficial to plants and animals, in particular humans. Examples of such molecules are vitamins, antioxidants and also certain lipids (eg polyunsaturated fatty acids).
  • vitamin Bi Thiamine
  • Riboflavin is synthesized from guanosine 5'-triphosphate (GTP) and ribose 5'-phosphate. Riboflavin in turn is used for the synthesis of flavinononucleotide (FMN) and flavin adenine dinucleotide (FAD).
  • the family of compounds that are collectively referred to as "vitamin B ⁇ " are all derivatives of the common structural unit 5-hydroxy-6-methylpyridine.
  • Panthothenate (pantothenic acid, R- (+) -N- (2,4-dihydroxy-3,3,3-dimethyl-1-oxobutyl) -ß-alanine) can be produced either by chemical synthesis or by fermentation.
  • the final steps in pantothenate biosynthesis consist of the ATP-driven condensation of ß-alanine and pantoic acid.
  • the enzymes responsible for the biosynthetic steps for the conversion into pantoic acid, into ⁇ -alanine and for the condensation into pantothenic acid are known.
  • the metabolically active form of pantothenate is coenzyme A, whose biosynthesis takes 5 enzyatic steps runs.
  • Pantothenate pyridoxal-5 '-phosphate, cysteine and ATP are the precursors of coenzyme A. These enzymes not only catalyze the formation of pantothenate, but also the production of (R) -pantoic acid, (R) -pantolactone, (R) - Panthenol (provitamin B 5 ), Pantethein (and its derivatives) and coenzyme A.
  • Lipoic acid is derived from octanoic acid and serves as a coenzyme in energy metabolism, where it becomes part of the pyruvate dehydrogenase complex and the ⁇ -ketoglutarate dehydrogenase complex.
  • the folates are a group of substances that are all derived from folic acid, which in turn is derived from L-glutamic acid, p-aminobenzoic acid and 6-methylpterine.
  • Corrinoids such as the cobalamins and especially vitamin B ⁇
  • the porphyrins belong to a group of chemicals that are characterized by a tetrapyrrole ring system.
  • the biosynthesis of vitamin B ⁇ is sufficiently complex that it has not been fully characterized, but a large part of the enzymes and substrates involved is now known.
  • Nicotinic acid (nicotinate) and nicotinamide are pyridine derivatives, which are also called “niacin”.
  • Niacin is the precursor of the important coenzymes NAD (nicotinamide adenine dinucleotide) and NADP (nicotinamide adenine dinucleotide phosphate) and their reduced forms.
  • nucleotide includes the basic structural units of the nucleic acid molecules, which comprise a nitrogenous base, a pentose sugar (for RNA the sugar is ribose, for DNA the sugar is D-deoxyribose) and phosphoric acid.
  • nucleoside encompasses molecules which serve as precursors of nucleotides, but which, in contrast to the nucleotides, have no phosphoric acid unit.
  • nucleic acid molecules By inhibiting the biosynthesis of these molecules or their mobilization to form nucleic acid molecules, it is possible to inhibit RNA and DNA synthesis; if this activity is specifically inhibited in cancer cells, the ability of tumor cells to divide and replicate can be inhibited.
  • nucleotides that do not form nucleic acid molecules but that serve as energy stores (i.e. AMP) or as coenzymes (i.e. FAD and NAD).
  • the purine nucleotides are synthesized from ribose 5-phosphate via a series of steps via the intermediate compound inosine 5 'phosphate (IMP), which leads to the production of guanosine 5' monophosphate (GMP) or adenosine 5 'monophosphate (AMP) leads from which the triphosphate forms used as nucleotides can be easily produced. These compounds are also used as energy stores, so that their degradation provides energy for many different biochemical processes in the cell. Pyrimidine biosynthesis takes place via the formation of uridine 5 'monophosphate (UMP) from ribose 5-phosphate. UMP in turn is converted to cytidine 5 'triphosphate (CTP).
  • IMP intermediate compound inosine 5 'phosphate
  • AMP adenosine 5 'monophosphate
  • the deoxy forms of all nucleotides are produced in a one-step reduction reaction from the diphosphate ribose form of the nucleotide to the diphosphate deoxyribose form of the nucleotide. After phosphorylation, these molecules can participate in DNA synthesis.
  • the production of a desired compound from a cell is the culmination of a large number of separate, yet interlinked processes, each of which is critical to the overall production and release of the compound from the cell.
  • each of these processes must be taken into account to ensure that the cell's biochemical machinery is compatible with this genetic manipulation.
  • Particularly important cellular mechanisms include the stability of the modified gene (s) when introduced into the cell, the ability of the mutant gene to be properly transcribed and translated (including codon usage) and the ability of the mutant protein product to be properly folded and / or to be secreted.
  • DNA repair and recombination are separate but interrelated ways for DNA repair and recombination.
  • the former is used to strictly correct errors in DNA molecules either by directly reversing the damage or by cutting out the damaged area and replacing it with the correct sequence.
  • the latter recombination system also repairs nucleic acid molecules, but only damage that results in damage in both strands of DNA, so that neither strand can be used as a template to correct the other.
  • Recombination repair and SOS response can easily lead to inversions, deletions, or other genetic rearrangements within or around the damaged area, which in turn promotes a certain level of genomic instability that increases the cell's ability to adapt to changing environments or stress, can contribute.
  • High-fidelity repair mechanisms include the direct reversal of DNA damage and the cutting out of the damage and the resynthesis using the information encoded in the opposite strand. Undoing the damage directly requires an enzyme with an activity that does the opposite of what originally damaged the DNA.
  • methylation of DNA can be corrected by the action of DNA repair methyltransferases, and nucleotide dimers generated by UV radiation can be repaired by the activity of deoxyribodipyrimidine photolyase, which cleaves the dimer back into the corresponding nucleotides in the presence of light (see Michal, G. (1999) Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, Wiley: New York, and the references cited therein).
  • the repair system includes a double crossover event between the damaged area and another copy of the area on a homologous DNA molecule. This is possible because bacteria divide so quickly that a second copy of the genomic DNA is available before cell division actually takes place. This crossover event can easily lead to inversions, duplications, deletions, insertions and other genetic rearrangements and thus increases the overall genetic instability of the organism.
  • the SOS reaction is activated when there is sufficient damage in the DNA that the DNA polymerase III stops and cannot continue to replicate. Under these circumstances, single-stranded DNA is present.
  • the RecA protein is activated by binding to single-stranded DNA, and this activated form leads to activation of the LexA repressor, whereby the transcription block of more than 20 genes is released, including UvrA, UvrB, UvrC, Helicase II, DNA pol III, UmuC and UmuD.
  • the combined activities of these enzymes sufficiently fill the gap area so that DNA pol III can resume replication. However, these gaps are filled with bases that should not be present; this type of repair therefore leads to a fault-prone repair, which overall contributes to the genetic instability in the cell.
  • Transposons are genetic elements that can migrate from one site to another either within a chromosome or between a piece of extrachromosomal DNA (e.g. a plasmid) and a chromosome.
  • the transposition takes place in several ways; for example, the transposable element can be cut out of the donor site and integrated into the target site (non-replicative transposition), or the transposable element can alternatively be duplicated from the donor site to the target site, resulting in two copies of the element (replicative transposition). There is usually no sequence relationship between the donor and the target site.
  • This transposition event has a variety of possible outcomes.
  • the integration of a transposable element into a gene disrupts the gene, which usually completely eliminates its function.
  • An integration event that takes place in the DNA surrounding the gene cannot disrupt the coding sequence itself, but have a fundamental effect on the regulation of the gene and thus on its expression.
  • Recombination events between two copies of a transposable element located in different sections of the genome can lead to deletions, duplications, inversions, transpositions or amplifications of segments of the geno. It is also possible for different replicons to fuse.
  • IS elements The simplest transposon-like genetic elements are called insertion (IS) elements.
  • IS elements contain a nucleotide region of variable length (but usually less than 1500 bases) that contains no coding regions and is surrounded by inverted repeats at each end. Since the IS element does not encode proteins whose activity can be detected, the presence of an IS element is usually only observed due to a loss of function of one or more genes into which the IS element is inserted.
  • Transposons are mobile genetic elements that, in contrast to IS elements of repeats, contain nucleic acid sequences that can encode one or more proteins. It is not uncommon for these repeat areas to consist of IS elements.
  • the proteins encoded by the transposon are usually transpososes (proteins that catalyze the transposon's migration from one site to another) and antibiotic resistance genes.
  • the mechanisms and the regulation of the transposable elements are known in the art and were at least described, for example, in: Lengeier et al. (1999) Biology of Prokaryotes, Thieme Published by Stuttgart, pp. 375-361; Neidhardt et al.
  • RNA polymerase the operating DNA-transcribing enzyme
  • sigma factors which regulate gene transcription by converting the RNA polymerase into specific promoter-DNA. Direct sequences that recognize these factors).
  • the combination of RNA polymerase and sigma factors creates the RNA polymerase holoenzyme, an activated complex.
  • Gram-positive bacteria such as Coryne bacteria, contain only one type of RNA polymerase, but a number of different sigma factors, which are specific for different promoters, growth phases, environmental conditions, substrates, oxygen levels, transport processes and the like the organism can adapt to different environmental and metabolic conditions.
  • the promoter-transcription control is influenced by several repression or activation mechanisms.
  • Specific regulatory proteins that bind to promoters have the ability to block the binding of the RNA holoenzyme (repressors) or to support it (activators) and thus regulate the transcription.
  • the binding of these repressor and activator molecules is in turn regulated by their interactions with other molecules, such as proteins or other metabolic compounds.
  • the transcription can alternatively be regulated by factors which influence processes such as elongation or termination (see, for example, Sonenshein, AL, Hoch, JA, and Losick, R., ed. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press: Washington , DC).
  • the ability to regulate the transcription of genes in response to a variety of environmental or metabolic signs allows the cells to control exactly when a gene can be expressed and how much of a gene product can be present in the cell at a time. This in turn prevents the unnecessary waste of energy or the unnecessary use of possibly rare interconnections or cofactors.
  • Translation is the process by which a polypeptide is synthesized from amino acids according to the information contained in an RNA molecule.
  • the main components of this process are ribosomes and specific initiation or elongation factors such as IF1-3, ERFINDUNGSGEM ⁇ SS-G and EFTu (eg Sonenshein, AL, Hoch, JA, and Losick, R., ed. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press: Washington, DC).
  • tRNA transfer RNA
  • These molecules consist of an RNA single strand (between 60 and 100 bases), which is in an L-shaped three-dimensional structure with protruding areas or "arms". One of these arms forms base pairs with a specific codon sequence on the mRNA molecule. A second arm specifically interacts with a particular amino acid (encoded by the codon).
  • Other tRNA arms include the variable arm, the T ⁇ C arm (which carries thymidylate and pseudouridylate modifications) and the D arm (which carries a dihydrouridine modification). The function of these latter structures is still unknown, but their conservation between the tRNA molecules suggests a role in protein synthesis.
  • aminoacyl-tRNA synthetases For the nucleic acid-based tRNA molecule to pair with the correct amino acid, a family of enzymes called aminoacyl-tRNA synthetases must work. There are many different types of these enzymes, and each one is specific to a particular tRNA and amino acid. These enzymes bind the 3'-hydroxyl of the terminal tRNA adenosine ribose unit to the amino acid in a two-step reaction. First, the enzyme is activated by reaction with ATP and the amino acid, resulting in an aminoacyl-tRNA-synthetase-aminoacyl-adenylate complex. Second, the aminoacyl group is transferred from the enzyme to the target tRNA, where it remains in an energetic state.
  • amino acid-loaded tRNA occupies a binding site (the A site) next to a second site (the P site), which carries a tRNA molecule whose amino acid is bound to the nascent polypeptide chain ( Peptidyl tRNA).
  • the activated amino acid on the aminoacyl tRNA is sufficiently reactive that a peptide bond spontaneously forms between this amino acid and the next amino acid on the nascent polypeptide chain.
  • GTP hydrolysis provides the energy to transfer the tRNA now loaded with the polypeptide chain from the A site to the P site of the ribosome, and the process repeats until a stop codon is reached.
  • polypeptide chains which have to assume a three-dimensional shape before the protein can function normally.
  • the three-dimensional structure is achieved through a folding process.
  • isomerases e.g. trigger factor, cyclophilin and FKBP homologs
  • proteins from the heat shock protein group e.g. DnaK, DnaJ, GroEL, small heat shock proteins, HtpG and members of the Clp family (e.g. ClpA, ClpB, ClpW, ClpP and ClpX)
  • heat shock protein group e.g. DnaK, DnaJ, GroEL
  • small heat shock proteins e.g. DnaK, DnaJ, GroEL
  • HtpG e.g., small heat shock proteins, HtpG and members of the Clp family
  • ClpA, ClpB, ClpW, ClpP and ClpX members of the Clp family
  • the chaperones bind to the incorrectly folded protein and force it to return to an unfolded state. This cycle can be repeated until the protein is folded correctly.
  • the second group e.g. GroEL / ES
  • the GroEL / ES complex consists of two stacked 14-membered rings with a hydrophobic inner surface and a "lid" made of a 7-membered ring. The polypeptide is drawn into the channel in the center of this complex in an ATP-dependent reaction, where it can fold without interference from other polypeptides. Incorrectly folded proteins are not released from the complex.
  • Disulfide bonds are important for protein stability. Disulfide bonds are easily formed in aqueous solution, and it is difficult to reverse improper disulfide bridge formation without the help of a reducing environment.
  • thiol-containing molecules such as glutathione or thioredoxin and their corresponding oxidation / reduction systems can be found in the cytosol of most cells (Loferer, H., Hennecke, H. (1994) Trends in Biochemical Sciences 19 (4 ) .169-171).
  • the folding of nascent polypeptide chains is not desirable, for example when these proteins are to be secreted.
  • the folding process usually results in the hydrophobic regions of the protein being in the center of the protein, away from the aqueous solution, and the hydrophilic regions being presented on the outer surfaces of the protein.
  • This conformational arrangement produces one higher stability for the protein, but complicates the translocation of the protein across membranes, since the hydrophobic core of the membrane is inherently incompatible with the hydrophilic exterior of the protein.
  • the proteins synthesized by the cell, 5 which have to be secreted to the outside of the cell (eg cell surface enzymes and membrane receptors) or which have to be inserted into the membrane itself (eg transporter proteins and channel proteins), are usually secreted or inserted before folding ,
  • Polypeptide chains prevent, also prevent the folding of polypeptides until they are no longer needed.
  • these proteins can "escort" nascent polypeptide chains to a suitable location in the cell, where they are either removed so that folding is possible, or the protein can be transposed.
  • the machinery consists of a series of proteins, collectively referred to as the sec (type II secretion) system (for an overview, see Gilbert, M., et al. (1995) Critical Reviews in Biotechnology
  • the sec system consists of chaperones (e.g. SecA and SecB), integral membrane proteins, which are also referred to as translocases (e.g. SecY, SecE and SecG) and signal peptidases (e.g. LepB).
  • chaperones e.g. SecA and SecB
  • integral membrane proteins which are also referred to as translocases
  • signal peptidases e.g. LepB
  • SecB which it transfers to SecA on the inner surface of the cell membrane.
  • SecA binds to the prosequence and inserts into the membrane after ATP hydrolysis and also forces part of the polypeptide through the membrane.
  • the rest of the polypeptide is passed through the membrane through a complex of translocases such as SecY, 0 SecE and SecG.
  • the signal peptidase cleaves the prosequence, and the polypeptide is free on the extracellular side of the membrane, where it spontaneously folds.
  • the signal recognition particle dependent pathway involves binding a signal recognition particle (SRP) protein to the nascent polypeptide during its synthesis, causing the ribosom to stop.
  • a receptor for SRP on the inner surface of the membrane then binds the ribosome-polypeptide-SRP complex.
  • GTP hydrolysis provides the energy necessary to transfer the complex to the sec-translokase complex, where the polypeptide is passed through the ribosome across the membrane during its synthesis.
  • secretion mechanisms that are specific for only a few proteins.
  • the present invention is based at least in part on the discovery of new molecules, referred to here as SES nucleic acid and protein molecules, and on the repair or recombination of DNA in C. glutamicum, transposition or other rearrangement of C. glutaicur ⁇ DNA, Gene expression in C. glutamicum (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion involve this microorganism.
  • the SES molecules participate in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (i.e., transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum.
  • the activity of the SES molecules according to the invention with regard to the repair or recombination of DNA, transposition of DNA, gene expression, protein folding or protein secretion has an effect on the production of a desired fine chemical by this microorganism.
  • the activity of the SES molecules according to the invention is modulated so that the activity of the C. glutamicum cell processes in which the SES proteins according to the invention are involved (eg repair or recombination of DNA, transposition of DNA, gene expression) , Protein folding or protein secretion) is changed, which leads directly or indirectly to a modulation of the yield, production and / or efficiency of the production of a desired fine chemical by C. glutamicum.
  • SES protein or "SES polypeptide” encompasses proteins which are involved in a number of cell processes which are related to the genetic stability, gene expression, protein folding or protein secretion of C. glutamicum.
  • an SES protein can be used for DNA repair or for recombination mechanisms in C. glutamicum, rearrangements of the genetic material of C. glutamicum (such as that mediated by transposons), the transcription or translation of genes in this microorganism, during the mediation protein folding in C. glutamicum (such as the activity of chaperones) or the secretion of protein from C. glutamicum cells (eg in the sec system).
  • SES proteins include those encoded by the SES genes listed in Table 1 and Appendix A.
  • SES gene or "SES nucleic acid sequence” encompass nucleic acid sequences which encode an SES protein which consists of a coding region and corresponding untranslated 5 'and 3' sequence regions. Examples of SES genes are those listed in Table 1.
  • production or “productivity” are known in the art and include the concentration of the fermentation product (for example the desired fine chemical) which is formed within a defined period of time and a defined fermentation volume (for example kg product per hour per 1 ).
  • production efficiency encompasses the time it takes to achieve a certain amount of production (for example how long it takes the cell to erect a certain rate of ejection of a fine chemical).
  • yield or "product / carbon yield” is known in the art and encompasses the efficiency of converting the carbon source into the product (ie, the fine chemical). For example, this is usually expressed as kg product per kg carbon source. Increasing the yield or production of the compound increases the amount of molecules or suitable molecules of this compound obtained in a given amount of culture over a predetermined period of time.
  • biosynthesis or “biosynthetic pathway” are known in the art and encompass the synthesis of a compound, preferably an organic compound, by a cell from intermediate compounds, for example in a multi-step or highly regulated process.
  • degradation or “degradation path” are known in the art and include the cleavage of a compound, preferably an organic compound, by a cell into degradation products (more generally, smaller or less complex molecules), e.g. in a multi-step or highly regulated Process.
  • metabolism is known in the art and encompasses the entirety of the biochemical reactions that take place in an organism. The metabolism of a particular compound (for example the metabolism of an amino acid, such as glycine) then encompasses all biosynthesis, modification and degradation pathways in the cell which concern this compound.
  • DNA repair is known in the art and includes cellular mechanisms by which defects in the DNA (either due to damage such as, but not limited to, ultraviolet radiation, methylases, low-frequency replication or mutagens) are cut out and Getting corrected.
  • the term “recombination” or “DNA recombination” is known in the art and encompasses cellular mechanisms by which extensive DNA damage, which affects both strands of a DNA molecule, by homologous recombination with another undamaged corrected copy of the DNA molecule within the same cell can be corrected. These repairs are usually low-fidelity and can lead to gene rearrangements.
  • transposon is known in the art and encompasses a DNA element which can randomly insert into the genome of an organism and which can lead to the disruption of genes or their regulatory regions or to duplications, inversions, deletions and other gene rearrangements.
  • protein folding is known in the art and encompasses the migration of a polypeptide chain through several three-dimensional configurations until the stable, active, three-dimensional configuration is achieved. The formation of disulfide bonds and the sequestration of the hydrophobic region from the surrounding aqueous solution provide some of the driving forces for this protein folding process, and correct folding can be enhanced by the activity of chaperones.
  • secretion or "protein secretion” are known in the art and encompass the movement of proteins from the inside of the cell to the outside of the cell in a mechanism in which a system of secretion proteins allows them to pass across the cell membrane to the outside of the cell.
  • the SES molecules according to the invention are capable of modulating the production of a desired molecule, such as a fine chemical, in a microorganism, such as C. glutamicum.
  • a desired molecule such as a fine chemical
  • a microorganism such as C. glutamicum.
  • modulating proteins directly involved in transcription or translation eg polymerases or ribosomes
  • This increased cellular gene expression should include those proteins which are involved in fine chemical biosynthesis, so that an increase in the yield, production or efficiency in the production of one or more desired compounds can take place.
  • Modifications of the transcription / translation protein machinery of C. glutamicum so that the regulation of these proteins is changed can also enable the increased expression of genes which are involved in the production of fine chemicals. Modulating the activity of a number of proteins involved in peptide folding can increase the overall production of correctly folded molecules in the cell, increasing the possibility that desired proteins (eg, fine chemical biosynthesis proteins) can function properly.
  • mutating proteins involved in C. glutamicum secretion so that their number or activity is increased, it may be possible to increase the secretion of a fine chemical (eg an enzyme) from cells in the fermentation culture from which it can be easily obtained .
  • the genetic modification of the SES molecules according to the invention can also lead to an indirect modulation of the production of one or more fine chemicals.
  • a DNA repair or recombination protein of the invention by increasing the number or activity of a DNA repair or recombination protein of the invention, the ability of the cell to detect and repair DNA damage can be increased. This should effectively increase the ability of the cell to hold a mutated gene in its genome and thereby increase the likelihood that a transgene introduced into C. glutamicum by genetic engineering (which, for example, encodes a protein that increases the biosynthesis of a fine chemical) will not is lost during the growth of the microorganism.
  • genetic engineering which, for example, encodes a protein that increases the biosynthesis of a fine chemical
  • transposons proteins that are involved in the transposition or rearrangement of genetic elements in C. glutamicum (e.g. transposons). By mutagenesis of these proteins so that their number or activity is either increased or decreased, it is possible to simultaneously increase or decrease the genetic stability of the microorganism. This has an important effect on the fact that another mutation can be introduced into C. glutamicum and that the introduced mutation can be retained. Transposons also provide a suitable mechanism by which C. glutamicum mutagenesis can be carried out; the duplication of desired genes (e.g. of fine chemical biosynthesis genes) can easily be carried out by means of transposon mutagenesis, as well as the disruption of undesired genes (e.g. genes which are involved in the breakdown of desired fine chemicals).
  • desired genes e.g. of fine chemical biosynthesis genes
  • certain bacterial protein secretion pathways for example the sec system
  • integral membrane proteins for example receptors, channels, pores or transporters
  • the activity of proteins involved in protein secretion can be modulated from C. glutamicum are involved, influence the ability of the cell to excrete waste products or to import necessary metabolites. If the activity of these secretory proteins is increased, the cell's ability to produce fine chemicals can also be increased (due to an increased presence of transporters / channels in the membrane which can import nutrients or excrete waste products). If the activity of these secretory proteins is reduced, there may not be enough nutrients to support the overproduction of desired compounds, or waste products may interfere with this biosynthesis.
  • the genome of a Corynebacterium glutamicum strain which is available from the American Type Culture Collection under the name ATCC 13032, is suitable as a starting point for producing the nucleic acid sequences according to the invention.
  • nucleic acid sequences according to the invention can be produced from these nucleic acid sequences by conventional methods using the changes described in Table 1.
  • the SES protein according to the invention or a biologically active section or fragment thereof can participate in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum or one or more of the activities described in Table 1.
  • nucleic acid molecule which encode SES polypeptides or biologically active sections thereof, and to nucleic acid fragments which are used as hybridization probes or primers for identifying or amplifying SES-coding nucleic acids (for example SES-DNA).
  • SES-DNA for example SES-DNA
  • nucleic acid molecule as used here is intended to encompass DNA molecules (e.g. cDNA or genomic DNA) and RNA molecules (e.g. mRNA) as well as DNA or RNA analogs which are generated by means of nucleotide analogs.
  • This term also includes the untranslated sequence located at the 3 'and 5' end of the coding gene region: at least about 100 nucleotides of the sequence upstream of the 5 'end of the coding region and at least about 20 nucleotides of the sequence downstream of the 3 'end of the coding region of the gene.
  • the nucleic acid molecule can be single-stranded or double-stranded, but is preferably double-stranded DNA.
  • An "isolated" nucleic acid molecule is separated from other nucleic acid molecules that are present in the natural source of the nucleic acid.
  • an "isolated" nucleic acid preferably has no sequences that naturally flank the nucleic acid in the genomic DNA of the organism from which the nucleic acid originates (for example, sequences that are located at the 5 'or 3' end of the nucleic acid ).
  • the isolated SES nucleic acid molecule can contain less than about 5 kb, 4 kb, 3 kb, 2 kb, 1 kb, 0.5 kb or 0.1 kb of the nucleotide sequences that naturally comprise the nucleic acid molecule in the genomic Flank the DNA of the cell from which the nucleic acid originates (for example a C. glutamicum cell).
  • An "isolated" nucleic acid molecule such as a cDNA molecule, can also be substantially free of other cellular material or culture medium if it is produced by recombinant techniques, or of chemical precursors or other chemicals if it is chemically synthesized.
  • a nucleic acid molecule according to the invention for example a nucleic acid molecule with a nucleotide sequence from Appendix A or a section thereof, can be produced using standard molecular biological techniques and the sequence information provided here.
  • a C. utamicum SES cDNA can be isolated from a C. glutamicum library by using a complete sequence from Appendix A or a section thereof as a hybridization probe and standard hybridization techniques (as described, for example, in Sambrook, J., Fritsch , EF and Maniatis, T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd ed., Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989).
  • a isolate a small acid molecule comprising a complete sequence from Annex A or a section thereof by polymerase chain reaction, using oligonucleotide primers which have been prepared on the basis of this sequence can be isolated by polymerase chain reaction using oligonucleotide primers which have been prepared based on this same sequence from Appendix A).
  • oligonucleotide primers which have been prepared based on this same sequence from Appendix A can be isolated from normal endothelial cells (for example by the guanidinium thiocyanate extraction method of Chirgwin et al.
  • cDNA can be converted using reverse transcriptase (for example Moloney-MLV reverse -Transcriptase, available from Gibco / BRL, Bethesda, MD, or AMV reverse transcriptase, available from Seikagaku America, Inc., St. Louis, FL).
  • reverse transcriptase for example Moloney-MLV reverse -Transcriptase, available from Gibco / BRL, Bethesda, MD, or AMV reverse transcriptase, available from Seikagaku America, Inc., St. Russia, FL.
  • Synthetic oligonucleotide primers for the amplification via polymerase chain reaction can be created on the basis of one of the nucleotide sequences shown in Appendix A.
  • a nucleic acid according to the invention can be amplified using cDNA or alternatively genomic DNA as a template and suitable oligonucleotide primers according to standard PCR amplification techniques.
  • nucleic acid amplified in this way can be cloned into a suitable vector and characterized by DNA sequence analysis.
  • Oligonucleotides which correspond to an SES nucleotide sequence can also be produced by standard synthesis methods, for example using an automatic DNA synthesizer.
  • an isolated nucleic acid molecule according to the invention comprises one of the nucleotide sequences listed in Appendix A.
  • an isolated nucleic acid molecule according to the invention comprises a nucleic acid molecule which is complementary to one of the nucleotide sequences shown in Appendix A or a portion thereof, which is a nucleic acid molecule which is sufficiently complementary to one of the nucleotide sequences shown in Appendix A that it can hybridize to one of the sequences given in Appendix A, creating a stable duplex.
  • the nucleic acid molecule of the invention encodes a protein or a portion thereof which comprises an amino acid sequence which is sufficiently homologous to an amino acid sequence of Appendix B that the protein or a portion thereof retains the ability to repair or recombine DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding tion or protein secretion in Corynebacterium glutamicum.
  • the term "sufficiently homologous" refers to proteins or portions thereof whose amino acid sequences have a minimal number of identical or equivalent (e.g., an amino acid residue with a side chain similar to an amino acid residue in one of the sequences of Appendix B) amino acid residues to an amino acid sequence from Appendix B so that the protein or a portion thereof can participate in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum. Proteins involved in the genetic stability, gene expression, protein folding or protein secretion of C. glutamicum, as described here, can play a role in the production and secretion of one or more fine chemicals. Examples of these activities are also described here. Thus, the "function of an SES protein” directly or indirectly contributes to the yield, production and / or efficiency of the production of one or more fine chemicals. Examples of SES proteins are shown in Table 1.
  • Sections of proteins which are encoded by the SES nucleic acid molecules according to the invention are preferably biologically active sections of one of the SES proteins.
  • the term “biologically active section of an SES protein” as used here is intended to encompass a section, for example a domain / motif of an SES protein, which is involved in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum or has one of the activities shown in Table 1.
  • SES protein or a biologically active section thereof can participate in the repair or recombination of DNA, transposition of genetic material, gene expression (ie transcription or translation processes), protein folding or protein secretion in Corynebacterium glutamicum, a test of the enzymatic Activity.
  • nucleotide sequence of Appendix A which leads to a change in the amino acid sequence of the encoded SES protein without affecting the functionality of the SES protein.
  • nucleotide substitutions attached to "non- essential "amino acid residues lead to amino acid substitutions, in a sequence of Appendix A.
  • A" non-essential "amino acid residue is a residue that can be changed in the wild-type sequence by one of the SES proteins (Appendix B) without the activity of the SES -Proteins is changed, whereas an "essential" amino acid residue is required for SES protein activity.
  • other amino acid residues for example non-conserved or only semi-preserved amino acid residues in the domain with SES activity
  • An isolated nucleic acid molecule that encodes an SES protein that is homologous to a protein sequence from Appendix B can be prepared by introducing one or more nucleotide substitutions,
  • additions or deletions are generated in a nucleotide sequence from Appendix A, so that one or more amino acid substitutions, additions or deletions are introduced into the encoded protein.
  • the mutations can be introduced into one of the sequences from Appendix A using standard techniques such as site-directed mutagenesis and PCR-mediated mutagenesis.
  • Conservative amino acid substitutions are preferably introduced at one or more of the predicted non-essential amino acid residues.
  • the amino acid residue is replaced by an amino acid residue with a similar side chain. Families of amino acid residues with similar side chains have been defined in the art. These families include amino acids with basic side chains (e.g. lysine, arginine, histidine), acidic side chains (e.g. aspartic acid, glutamic acid), uncharged polar side chains
  • non-polar side chains e.g. alanine, valine, leucine, isoleucine, proline, phenylalanine, methionine, tryptophan
  • beta-branched side chains e.g. threonine, valine, Isoleucine
  • aromatic side chains e.g. tyrosine, phenylalanine, tryptophan, histidine.
  • a predicted non-essential amino acid residue in an SES protein is thus preferably replaced by another amino acid residue of the same side chain family.
  • the mutations can alternatively be introduced randomly over all or part of the SES coding sequence, for example by saturation mutagenesis, and the resulting mutants can be examined for SES activity described here in order to identify mutants, that maintain SES activity.
  • the encoded protein can be expressed recombinantly and the activity of the pro Teins can be determined, for example, using the tests described here (see example 8 of the example section).
  • vectors preferably expression vectors, which contain a nucleic acid which encode an SES protein (or a portion thereof).
  • vector refers to a nucleic acid molecule that can transport another nucleic acid to which it is attached.
  • plasmid which is a circular double-stranded DNA loop into which additional DNA segments can be ligated.
  • viral vector Another type of vector is a viral vector, whereby additional DNA segments can be ligated into the viral genome.
  • Certain vectors can replicate autonomously in a host cell into which they have been introduced (for example bacterial vectors with a bacterial origin of replication and episomal mammalian vectors).
  • vectors e.g., non-episomal mammalian vectors
  • Other vectors are integrated into the genome of a host cell when introduced into the host cell and thereby replicated together with the host genome.
  • certain vectors can control the expression of genes to which they are operably linked. These vectors are referred to here as "expression vectors".
  • the expression vectors that can be used in recombinant DNA techniques are usually in the form of plasmids.
  • plasmid and “vector” can be used interchangeably because the plasmid is the most commonly used vector form.
  • the invention is intended to encompass other expression vector forms, such as viral vectors (e.g., replication-deficient retroviruses, adenoviruses and adeno-related viruses), which perform similar functions.
  • the recombinant expression vectors according to the invention comprise a nucleic acid according to the invention in a form which is suitable for the expression of the nucleic acid in a host cell, that is to say that the recombinant expression vectors comprise one or more regulatory sequences, selected on the basis of the host cells to be used for expression, with the are operably linked to the nucleic acid sequence to be expressed.
  • “operably linked” means that the nucleotide sequence of interest is bound to the regulatory sequence (s) in such a way that expression of the nucleotide sequence is possible (for example in an in vitro transcription) - / translation system or in a host cell if the vector is introduced into the host cell).
  • regulatory sequence is intended to encompass promoters, enhancers and other expression control elements (for example polyadenylation signals). This regulatory sequences are described, for example, in Goeddel - Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990). Regulatory sequences include those that control the constitutive expression of a nucleotide sequence in many host cell types and those that control the expression of the nucleotide sequence only in certain host cells. The person skilled in the art is aware that the design of an expression vector can depend on factors such as the choice of the host cell to be transformed, the desired level of protein expression etc.
  • the expression vectors according to the invention can be introduced into the host cells, so that proteins or peptides are thereby , including the fusion proteins or peptides encoded by the nucleic acids as described herein (e.g., SES proteins, mutated forms of SES proteins, fusion proteins, etc.).
  • the recombinant expression vectors according to the invention can be designed for the expression of SES proteins in prokaryotic or eukaryotic cells.
  • SES genes in bacterial cells such as C. glutamicum, insect cells (with Baculovirus expression vectors), yeast and other fungal cells (see Romanos, MA et al. (1992) "Foreign gene expression in yeast: a review ", Yeast 8: 423-488; van den Hondel, CAMJJ et al. (1991)” Heterologous gene expression in filamentous fungi "in: More Gene Manipulations in Fungi, JW Bennet & LL Lasure,
  • Suitable host cells are further discussed in Goeddel , Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990).
  • the recombinant expression vector can alternatively, for example with regulatory sequences of the T7 promoter and T7 polymerase, be transcribed and translated in vitro.
  • Proteins are usually expressed in prokaryotes using vectors which contain constitutive or inducible promoters which control the expression of fusion or non-fusion proteins.
  • Fusion vectors contribute a number of amino acids to a protein encoded therein, usually at the amino terminus of the recombinant protein. These fusion vectors usually have three functions: 1) to increase the expression of reco binant protein; 2) increasing the solubility of the recombinant protein; and 3) supporting the purification of the recombinant protein by acting as a ligand in affinity purification.
  • a proteolytic cleavage site is often introduced at the junction of the fusion unit and the recombinant protein, so that the recombinant protein can be separated from the fusion unit after the fusion protein has been purified.
  • These enzymes and their corresponding recognition sequences include factor Xa, thrombin and entokinase.
  • Common fusion expression vectors include pGEX (Pharmacia Biotech Ine; Smith, DB and Johnson, KS (1988) Gene 67: 31-40), pMAL (New England Biolabs, Beverly, MA) and pRIT 5 (Pharmacia, Piscataway, NJ), in which Glutathione-S-transferase (GST), maltose E-binding protein or protein A is fused to the recombinant target protein.
  • GST Glutathione-S-transferase
  • the coding sequence of the SES protein is cloned into a pGEX expression vector so that a vector is generated which encodes a fusion protein comprising from the N-terminus to the C-terminus: GST - thrombin cleavage site - X protein.
  • the fusion protein can be purified by affinity chromatography using glutathione-agarose resin.
  • the recombinant SES protein, which is not fused with GST can be obtained by
  • Suitable inducible non-fusion E. coli expression vectors include pTrc (Amann et al., (1988) Gene 69: 301-315) and pET lld (Studier et al. Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, California (1990 ) 60-89).
  • Target gene expression from the pTrc vector is based on transcription by host RNA polymerase from a hybrid trp-lac fusion promoter.
  • the target gene expression from the pETIld vector is based on the transcription from a T7-gnl0-lac fusion promoter, which is mediated by a coexpressed viral RNA polymerase (T7 gnl). This viral polymerase is supplied by the BL 21 (DE3) or HMS174 (DE3) host strains from a resident ⁇ prophage which harbors a T7 gnl gene under the transcriptional control of the lacUV 5 promoter.
  • One strategy to maximize the expression of the recombinant protein is to express the protein in a host bacterium whose ability to proteolytically cleave the recombinant protein is impaired (Gottesman, S. Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, California ( 1990) 119-128).
  • Another strategy is to change the Nucleic acid sequence of the nucleic acid to be inserted into an expression vector, so that the individual codons for each amino acid are those which are preferably used in a bacterium selected for expression, such as C. glutamicum (Wada et al. (1992) Nucleic Acids Res. 20: from 2111 to 2118). This change in the nucleic acid sequences according to the invention can be carried out using standard DNA synthesis techniques.
  • the SES protein expression vector is a yeast expression vector.
  • yeast expression vectors for expression in the yeast S. cerevisiae include pYepSecl (Baldari et al., (1987) Embo J. 6: 229-234), pMFa (Kurjan and Herskowitz (1982) Cell 30: 933-943 ), pJRY88 (Schultz et al. (1987) Gene 54: 113-123) and pYES2 (Invitrogen Corporation, San Diego, CA).
  • Vectors and methods of constructing vectors suitable for use in other fungi, such as filamentous fungi include those described in detail in: van den Hondel, C.A.M.J.J.
  • the SES proteins according to the invention can be expressed in insect cells using baculovirus expression vectors.
  • Baculovirus vectors available for expression of proteins in cultured insect cells include the pAc series (Smith et al., (1983) Mol. Cell Biol .. 3: 2156-2165) and pVL series (Lucklow and Summers (1989) Virology 170: 31-39).
  • the SES proteins according to the invention can be expressed in cells of single-cell plants (such as algae) or in plant cells of higher plants (for example spermatophytes, such as crops).
  • plant expression vectors include those which are described in detail in: Bekker, D., Kemper, E., Schell, J. and Masterson, R. (1992) "New plant binary vectors with selectable markers located proximally to the left border ", Plant Mol. Biol. 20: 1195-1197; and Bevan, M.W. (1984) "Binary Agrobacterium vectors for plant transformation", Nucl. Acids Res. 12: 8711-8721.
  • a nucleic acid according to the invention is expressed in mammalian cells with a mammalian expression vector.
  • mammalian expression vectors include pCDM8 (Seed, B. (1987) Nature 329: 840) and pMT2PC (Kaufman et al. (1987) EMBO J. 6: 187-195).
  • pCDM8 Seed, B. (1987) Nature 329: 840
  • pMT2PC Kaufman et al. (1987) EMBO J. 6: 187-195.
  • the control functions of the expression vector often provided by viral regulatory elements. Promoters commonly used are derived, for example, from Polyoma, Adenovirus 2, Cytomegalievirus and Simian Virus 40.
  • the recombinant mammalian expression vector can preferably bring about the expression of the nucleic acid in a specific cell type (for example, tissue-specific regulatory elements are used to express the nucleic acid).
  • tissue-specific regulatory elements are known in the art.
  • suitable tissue-specific promoters include the albumin promoter (liver-specific; Pinkert et al. (1987) Genes Dev. 1: 268-277), lymphoid-specific promoters (Calame and Eaton (1988) Adv. Immunol. 43: 235-275), in particular promoters of T cell receptors (Winoto and Baltimore (1989) EMBO J.
  • mice hox promoters Kessel and Gruss (1990) Science 249: 374-379) and the ⁇ -fetoprotein promoter (Campes and Tilghman (1989) Genes Dev. 3: 537 -546).
  • the invention also provides a recombinant expression vector comprising a DNA molecule according to the invention which is cloned into the expression vector in the antisense direction.
  • the DNA molecule is operatively linked to a regulatory sequence in such a way that expression (by transcription of the DNA molecule) of an RNA molecule that is antisense to the SES mRNA becomes possible.
  • Regulatory sequences can be selected which are operably linked to a nucleic acid cloned in the antisense direction and which control the continuous expression of the antisense RNA molecule in a multiplicity of cell types, for example viral promoters and / or enhancers or regulatory sequences can be selected that control the constitutive, tissue-specific or cell-type-specific expression of antisense RNA.
  • the antisense expression vector can be in the form of a recombinant plasmid, phagemid or attenuated virus are present in which antisense nucleic acids are produced under the control of a highly effective regulatory region, the activity of which is determined by the cell type into which the vector is introduced.
  • Another aspect of the invention relates to host cells into which a recombinant expression vector according to the invention has been introduced.
  • the terms "host cell” and “recombinant host cell” are used interchangeably here. It goes without saying that these terms refer not only to a specific target cell, but also to the descendants or potential descendants of this cell. Since certain modifications may occur in successive generations due to mutation or environmental influences, these offspring are not necessarily identical to the parental cell, but are still included in the scope of the term as used here.
  • a host cell can be a prokaryotic or eukaryotic cell.
  • an SES protein can be expressed in bacterial cells such as C. glutamicum, insect cells, yeast or mammalian cells (such as Chinese hamster ovary cells (CHO) or COS cells).
  • suitable host cells are known to the person skilled in the art.
  • Microorganisms which are related to Corynebacterium glutamicum and which can be suitably used as host cells for the nucleic acid and protein molecules according to the invention are listed in Table 3.
  • vector DNA can be introduced into prokaryotic or eukaryotic cells.
  • transformation and “transfection”, “conjugation” and “transduction” as used herein are intended to encompass a variety of methods known in the art for introducing foreign nucleic acid (e.g. DNA) into a host cell, including calcium phosphate - or calcium chloride coprecipitation, DEAE-dextran-mediated transfection, lipofection, natural competence, chemically mediated transmission or electroporation. Suitable methods for transforming or transfecting host cells can be found in Sabbrook et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual.
  • a gene encoding a selectable marker (eg resistance to antibiotics) is usually introduced into the host cells together with the gene of interest.
  • selectable markers include those that confer resistance to drugs such as G418, hygromycin and methotrexate.
  • a nucleic acid encoding a selectable marker can be introduced into a host cell on the same vector as that encoding an SES protein, or can be introduced on a separate vector. Cells that have been stably transfected with the introduced nucleic acid can be identified, for example, by drug selection (for example, cells that have integrated the selectable marker survive, whereas the other cells die).
  • a vector which contains at least a section of an SES gene, into which a deletion, addition or substitution has been introduced in order to change the SES gene, for example to functionally disrupt it.
  • This SES gene is preferably a Corynebacterium glutamicum SES gene, but a homologue from a related bacterium or even from a mammalian, yeast, or insect source can be used.
  • the vector is designed in such a way that the endogenous SES gene is functionally disrupted when homologous recombination occurs (ie no longer encodes a functional protein; also referred to as a "knockout" vector).
  • the vector can be designed in such a way that the endogenous SES gene is mutated or otherwise altered in the case of homologous recombination, but still encodes the functional protein (for example the upstream regulatory region can be altered in such a way that the expression of the endogenous SES protein thereby is changed.).
  • the modified portion of the SES gene is flanked in the homologous recombination vector at its 5 'and 3' ends by additional nucleic acid of the SES gene, which is a homologous recombination between the exogenous SES gene carried by the vector and one endogenous SES gene in a microorganism.
  • the additional flanking SES nucleic acid is long enough for successful homologous recombination with the endogenous gene.
  • the vector usually contains several kilobases flanking DNA (both at the 5 'and 3' ends) (see, for example, Thomas, KR and Capecchi, MR (1987) Cell 51: 503 for a description of homologous recombination vectors).
  • the vector is introduced into a microorganism (eg by electroporation), and cells, in where the introduced SES gene is homologously recombined with the endogenous SES gene are selected using methods known in the art.
  • recombinant microorganisms can be produced which contain selected systems which allow regulated expression of the introduced gene. Inclusion of an SES gene in a vector, thereby placing it under the control of the Lac operon, enables e.g. expression of the SES gene only in the presence of IPTG. These regulatory systems are known in the art.
  • a host cell according to the invention such as a prokaryotic or eukaryotic host cell in culture, can be used to produce (i.e. express) an SES protein.
  • the invention also provides methods for producing SES proteins using the host cells of the invention.
  • the method comprises culturing the host cell according to the invention (into which a recombinant expression vector encoding an SES protein has been introduced, or into whose genome a gene encoding a wild-type or modified SES protein has been introduced) in a suitable medium until the SES protein has been produced.
  • the method comprises isolating the SES proteins from the medium or the host cell.
  • the nucleic acid molecules, proteins, protein homologs, fusion proteins, primers, vectors and host cells described here can be used in one or more of the following methods: identification of C. glutamicum and related organisms, mapping of genomes of organisms related to C. glutamicum , Identification and localization of C. glutamicum sequences of interest, evolution studies, determination of SES protein areas that are necessary for their function, modulation of the activity of an SES protein, - modulation of the metabolism of one or more cell membrane components; Modulation of the transmembrane transport of one or more compounds and modulation of the cellular production of a desired compound, such as a fine chemical.
  • the SES nucleic acid molecules according to the invention have a multitude of uses.
  • Corynebacterium glutamicum can initially be used to identify an organism as Corynebacterium glutamicum or a close relative of it. They can also be used to identify the presence of C. glutamicum or a relative thereof in a mixed population of microorganisms.
  • the invention provides the nucleic acid sequences a number of C. glutamicum genes. By probing the extracted genomic DNA from a culture of a uniform or mixed population of microorganisms under stringent conditions with a probe spanning a region of a C. glutamicum gene that is unique to this organism, one can determine whether this organism is present is.
  • Corynebacterium glutamicum itself is not pathogenic, but it is related to pathogenic species such as Corynebacterium diptheriae. The detection of such an organism is of significant clinical importance.
  • the nucleic acid and protein molecules according to the invention can also serve as markers for certain regions of the genome. This is not only suitable for mapping the genome, but also for functional studies of C. glutamicum proteins.
  • the C. glutamicum genome can be cleaved, for example, and the fragments incubated with the DNA-binding protein.
  • those who bind the protein can additionally be probed with the nucleic acid molecules according to the invention, preferably with easily detectable labels, - the binding of such a nucleic acid molecule to the genome fragment enables the fragment to be located on the genomic map of C.
  • nucleic acid molecules according to the invention can also be sufficiently homologous to the sequences of related species so that these nucleic acid molecules can serve as markers for the construction of a genomic map in related bacteria (e.g. Brevibacterium lactofermentum).
  • the SES nucleic acid molecules according to the invention are also suitable for evolution and protein structure studies.
  • the metabolic and transport processes in which the molecules according to the invention are involved are exploited by a large number of procaryotic and eukaryotic cells;
  • the degree of evolutionary kinship of the organisms can be determined. Accordingly, such a comparison enables the determination of which sequence regions are conserved and which are not, which can be helpful in determining those regions of the protein which are essential for the enzyme function. This type of determination is valuable for protein technology studies and can give an indication of how much mutagenesis the protein can tolerate without losing its function.
  • SES nucleic acid molecules according to the invention can bring about the production of SES proteins with functional differences from the wild-type SES proteins. These proteins can be improved in their efficiency or activity, can be present in the cell in larger numbers than usual or can be weakened in their efficiency or activity.
  • This modulation of the activity of proteins involved in DNA repair, recombination or transposition in C. glutamicum should affect the genetic stability of the cell. For example, by reducing the number or activity of proteins involved in DNA repair mechanisms, the cell's ability to correct genetic errors can be reduced, which makes it easier to introduce desired mutations into the genome (such as those involved in fine chemical production) Encoding proteins). Increasing the activity or number of transposons should also lead to an increased mutation rate in the genome and can easily double the desired genes (e.g. those that encode proteins involved in fine chemical production) or disruption of undesired genes (e.g. those that Encoding breakdown proteins).
  • the modulation of proteins involved in transcription and translation in C. glutamicum can have direct and indirect effects on the production of fine chemicals from these microorganisms. For example, by manipulating a protein that directly translates a gene (eg a polymerase) or directly regulates transcription (a repressor or activator protein), it is possible to directly influence the expression of the target gene. For genes that encode a protein that is on the Biosynthesis or degradation of a fine chemical, this type of genetic manipulation should have a direct effect on the production of this fine chemical. Mutagenesis of a repressor protein so that it can no longer repress its target gene, or mutagenesis of an activator protein so that its activity is optimized, should lead to increased transcription of the target gene.
  • a protein that directly translates a gene eg a polymerase
  • transcription a repressor or activator protein
  • the target gene is a fine chemical biosynthesis gene
  • an increased production of this chemical can result due to the overall larger number of available transcripts of this gene, which should also lead to an increased number of the protein.
  • transcription factors e.g sigma factors
  • translation repressors / activators that regulate transcription in C. glutamicum globally in response to environmental or metabolic factors
  • unfavorable conditions e.g. high temperature, low oxygen, high levels of waste products
  • Modulating the activity or number of proteins involved in polypeptide folding can overall increase the production of correctly folded molecules in the cell. This has two effects: first, an overall increase in the number of proteins in the cell due to the fact that fewer proteins are incorrectly folded and broken down, and secondly, an increase in the number of counter protein that is folded correctly and is therefore active (see, for example, Thomas, JG, Baneyx, F. (1997) Protein Expression and Purification 11 (3): 289-296; Luo, ZH, and Hua, ZC (1998) Biochemistry and Molecular Biology International 46 (3): 471-477; Dale, GE, et al. (1994) Protein Engineering 7 (7): 925-931; Amrein, KE et al. (1995) Proc.
  • proteins involved in polypeptide folding eg chaperones
  • the manipulation of proteins involved in the secretion of C. glutamicum polypeptides so that their activity or number is improved can directly improve the secretion of a proteinaceous fine chemical (e.g. an enzyme) from this microorganism. It is much easier to harvest and clean fine chemicals if they are secreted into the medium of a culture on a large scale than if they are retained in the cell, so the yield and production of a fine chemical should be increased by this change in the secretion system.
  • the genetic manipulation of these secretion proteins can also lead to direct improvements in the production of one or more fine chemicals. First, the increased or decreased activity of one or more C.
  • glutamicum secretion systems (as achieved by mutagenesis of one or more SES proteins involved in these pathways) can result in overall increased or decreased secretion rates from the cell.
  • Many of these secreted proteins have functions that are important for cell viability (e.g. cell surface proteases or receptors). Changing the secretion pathway so that these proteins are more easily transported to their extracellular location can affect the overall viability of the
  • the nucleic acid and protein molecules of the invention can be used to generate C. glutamicum or related bacterial strains expressing mutant SES nucleic acid and protein molecules so that yield, production and / or efficiency of production of a desired connection is improved.
  • the desired compound can be any product produced by C. glutamicum, including the end products of biosynthetic pathways and intermediates of naturally occurring metabolic pathways, as well as molecules that are not naturally occurring in the C. glutamicum metabolism, but which are produced by a C. glutamicum strain according to the invention.
  • Example 1 Preparation of the entire genomic DNA from Corynebacterium glutamicum ATCC13032
  • a culture of Corynebacterium glutamicum was grown overnight at 30 ° C with vigorous shaking in BHI medium (Difco). The cells were harvested by centrifugation, the supernatant was discarded, and the cells were resuspended in 5 ml buffer I (5% of the original volume of the culture - all stated volumes are calculated for 100 ml culture volume).
  • composition of buffer I 140.34 g / 1 sucrose, 2.46 g / 1 MgS0 4 ⁇ 7 H 2 0, 10 ml / 1 KH 2 P0 4 solution (100 g / l, with KOH to pH 6, 7 adjusted), 50 ml / 1 M12 concentrate (10 g / 1 (NH 4 ) 2 S0 4 , 1 g / 1 NaCl, 2 g / 1 MgS0 4 • 7 H 2 0, 0.2 g / 1 CaCl 2 , 0.5 g / 1 yeast extract (Difco), 10 ml / 1 trace element mixture (200 mg / 1 FeS0 • H0, 10 mg / 1 ZnS0 • 7 H 2 0, 3 mg / 1 MhCl 2 • 4 H 2 0, 30 mg / 1 H 3 B0 3 , 20 mg / 1 CoCl 2 • 6 H 2 0, 1 mg / 1 NiCl 2 • 6 H 2 0, 3 mg / 1 Na 2 Mo0 4 • 2 H 2 0, 500
  • Lysozyme was added to the suspension in a final concentration of 2.5 mg / ml. After about 4 hours of incubation at 37 ° C., the cell wall was broken down and the protoplasts obtained were harvested by centrifugation. The pellet was washed once with 5 ml of buffer I and once with 5 ml of TE buffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 8). The pellet was resuspended in 4 ml TE buffer and 0.5 ml SDS solution (10%) and 0.5 ml NaCl solution (5 M) were added. After adding proteinase K at a final concentration of 200 ⁇ g / ml, the suspension was incubated at 37 ° C. for about 18 hours.
  • the DNA was purified by extraction with phenol, phenol-chloroform-isoamyl alcohol and chloroform-isoamyl alcohol using standard procedures. Then the DNA was precipitated by adding 1/50 volume of 3 M sodium acetate and 2 volumes of ethanol, followed by incubation for 30 min at -20 ° C and 30 min centrifugation at 12000 rpm in a high-speed centrifuge with an SS34 rotor (Sorvall) , The DNA was dissolved in 1 ml of TE buffer containing 20 ⁇ g / ml RNase A and dialyzed against 1000 ml of TE buffer at 4 ° C. for at least 3 hours. During this time the buffer was exchanged 3 times.
  • Plasmids pBR322 (Sutcliffe, JG (1979) Proc. Natl Acad. Sci. USA, 75: 3737-3741) found particular use; pACYC177 (Change & Cohen (1978) J. Bacteriol. 134: 1141-1156); Plasmids of the pBS series (pBSSK +, pBSSK- and others; Stratagene, LaJolla, USA) or cosmids, such as SuperCosl (Stratagene, LaJolla, USA) or Lorist6 (Gibson, TJ Rosenthal, A., and Waterson, RH (1987) Gene 53: 283-286.
  • Genomic banks as described in Example 2, were used for DNA sequencing according to standard methods, in particular the chain termination method with ABI377 sequencing machines (see, for example, Fleischman, RD et al. (1995) "Whole-genome Random Sequencing and Assembly of Haemophilus Influenzae Rd., Science 269: 496-512)
  • the sequencing primers with the following nucleotide sequences were used: 5 '-GGAAACAGTATGACCATG-3' or 5 '-GTA ⁇ AACGACGGCCAGT-3'.
  • In vivo mutagenesis of Corynebacterium glutamicum can be carried out by passing a plasmid (or other vector) DNA through E. coli or other microorganisms (eg Bacillus spp. Or yeasts such as Saccharomyces cerevisiae), which maintain the integrity of their cannot maintain genetic information.
  • E. coli or other microorganisms eg Bacillus spp. Or yeasts such as Saccharomyces cerevisiae
  • Common mutator strains have mutations in the genes for the DNA repair system (eg, mutHLS, mutD, mutT, etc., for comparison see Rupp, WD (1996) DNA repair mechanisms, in: Escherichia coli and Salmonella, p. 2277 -2294, ASM: Washington). These strains are known to the person skilled in the art. The use of these strains is illustrated, for example, in Greener, A. and Callahan, M. (1994) Strategies 7: 32-34.
  • Example 5 DNA transfer between Escherichia coli and Corynebacterium glutamicum
  • Corynebacterium and BreviJacteri um species contain endogenous plasmids (such as, for example, pHMl519 or pBLl) which replicate autonomously (for an overview, see, for example, Martin, JF et al. (1987) Biotechnology 5: 137-146).
  • Shuttle vectors for Escherichia coli and Corynebacterium glutamicum can easily be constructed using standard vectors for E. coli (Sambrook, J. et al., (1989), "Molecular Cloning: A Laboratory Manual", Cold Spring Harbor Laboratory Press or Ausubel , FM et al.
  • origins of replication are preferably taken from endogenous plasmids which have been isolated from Corynebacterium and Brevi.foac'tertiuz ⁇ species.
  • transformation markers for these species are genes for kanamycin resistance (such as those derived from Tn5 or Tn-903 transposon) or for Chloramphenicol (Winnacker, EL (1987) "From Genes to Clones - Introduction to Gene Technology, VCH, Weinheim).
  • C. glutamicum can be carried out by protoplast transformation (Kastsumata, R. et al., (1984) J. Bacteriol. 159: 306-311), electroporation (Liebl, E. et al., (1989) FEMS Microbiol. Letters , 53: 399-303) and, in cases where special vectors are used, can also be achieved by conjugation (as described, for example, in Schwarzfer, A., et (1990) J. Bacteriol. 172: 1663-1666). It is also possible to transfer the shuttle vectors for C. glutamicum to E. coli by preparing plasmid DNA from C.
  • a suitable method for determining the amount of transcription of the mutant gene is to carry out a Northern blot (see, for example, Ausubel et al., (1988) Current Protocols) in Molecular Bio-logy, Wiley, New York), wherein a primer designed to bind to the gene of interest is provided with a detectable (usually radioactive or chemiluminescent) label so that when the total RNA of a culture of the organism is extracted, separated on a gel, transferred to a stable matrix and incubated with this probe - the binding and the quantity of binding of the probe indicate the presence and also the amount of mRNA for this gene.
  • Total cell RNA can be isolated from Corynebacterium glutamicum by various methods known in the art, such as in Bormann, ER et al., (1992) Mol. Microbiol. 6: 317-326.
  • Standard techniques such as Western blot, can be used to determine the presence or the relative amount of protein that is translated from this mRNA (see, for example, Ausubel et al. (1988) "Current Protocols in Molecular Biology", Wiley, New York).
  • total cell proteins are extracted, separated by gel electrophoresis, transferred to a matrix, such as nitrocellulose, and incubated with a probe, such as an antibody, which specifically binds to the desired protein.
  • This probe is usually provided with a chemiluminescent or colorimetric label that is easy to detect. The presence and amount of label observed indicates the presence and amount of the mutant protein sought in the cell.
  • Example 7 Growth of genetically modified Corynebacterium glutamicum media and growing conditions
  • Corynebacteria are grown in synthetic or natural growth media.
  • a number of different growth media for Corynebakterian are known and readily available (Lieb et al. (1989) Appl. Microbiol. Biotechnol. 32: 205-210; von der Osten et al. (1998) Biotechnology Letters 11: 11-16; Patent DE 4,120,867; Liebl (1992) "The Genus Corynebacterium", in: The Procaryotes, Vol. II, Balows, A., et al., Ed. Springer-Verlag).
  • These media consist of one or more carbon sources, nitrogen sources, inorganic salts, vitamins and trace elements.
  • Preferred carbon sources are sugars, such as mono-, di- or polysaccharides.
  • Very good carbon sources are, for example, glucose, fructose, mannose, galactose, ribose, sorbose, ribulose, lactose, maltose, sucrose, raffinose, starch or cellulose.
  • Sugar can also be added to the media through complex compounds such as molasses or other by-products of sugar refining. It can also be advantageous to add mixtures of different carbon sources.
  • Other possible carbon sources are alcohols and organic acids such as methanol, ethanol, acetic acid or lactic acid.
  • Nitrogen sources are usually organic or inorganic nitrogen compounds or materials containing these compounds.
  • Exemplary nitrogen sources include ammonia gas or ammonium salts, such as NH 4 CI or (NH 4 ) 2 S0 4 , NH 4 OH, nitrates, urea, amino acids or complex nitrogen sources, such as maize spring water, soy flour, soy protein, yeast extract, meat extract and others.
  • ammonia gas or ammonium salts such as NH 4 CI or (NH 4 ) 2 S0 4 , NH 4 OH, nitrates, urea
  • amino acids or complex nitrogen sources such as maize spring water, soy flour, soy protein, yeast extract, meat extract and others.
  • Inorganic salt compounds that may be contained in the media include the chloride, phosphorus or sulfate salts of calcium, magnesium, sodium, cobalt, molybdenum, potassium, manganese, zinc, copper and iron.
  • Chelating agents can be added to the medium to keep the metal ions in solution.
  • Particularly suitable chelating agents include dihydroxyphenols, such as catechol or protocatechuate, or organic acids, such as citric acid.
  • the media usually also contain other growth factors, such as vitamins or growth promoters, which include, for example, biotin, riboflavin, thiamine, folic acid, nicotinic acid, panthothenate and pyridoxine.
  • Growth factors and salts often come from complex media components such as yeast extract, molasses, corn steep liquor and the like.
  • the exact composition of the media connections strongly depends on the respective experiment and is decided individually for each specific case. Information on media optimization is available from the textbook "Applied Microbiological Physiology, A Practical Approach” (ed. P.M. Rhodes, P.F. Stanbury, IRL Press (1997) pp. 53-73, ISBN 0 19 963577 3).
  • Growth media can also be obtained from commercial suppliers, such as Standard 1 (Merck) or BHI (Brain heart infusion, DIFCO) or others.
  • All media components are sterilized either by heat (20 min at 1.5 bar and 121 ° C) or by sterile filtration.
  • the components can be sterilized either together or, if necessary, separately. All media components can be present at the beginning of the cultivation or can be added continuously or in batches.
  • the growing conditions are defined separately for each experiment.
  • the temperature should be between 15 ° C and 45 ° C and can be kept constant or changed during the experiment.
  • the pH of the medium should be in the range of 5 to 8.5, preferably around 7.0, and can be maintained by adding buffers to the media.
  • An exemplary buffer for this purpose is a potassium phosphate buffer.
  • Synthetic buffers such as MOPS, HEPES; ACES etc. can be used alternatively or simultaneously.
  • the cultivation pH can also be kept constant during the cultivation by adding NaOH or NH 4 OH. If complex media components, such as yeast extract, are used, the need for additional buffers is reduced, since many complex compounds have a high buffer capacity.
  • When using a Fermenters for the cultivation of microorganisms can also regulate the pH value with gaseous ammonia.
  • the incubation period is usually in the range of several hours to several days. This time is selected so that the maximum amount of product accumulates in the broth.
  • the disclosed growth experiments can be carried out in a variety of containers, such as microtiter plates, glass tubes, glass flasks or glass or metal fermenters of different sizes.
  • the microorganisms should be grown in microtiter plates, glass tubes or shake flasks, either with or without baffles.
  • 100 ml shake flasks are used, which are filled with 10% (by volume) of the required growth medium.
  • the flasks should be shaken on a rotary shaker (amplitude 25 mm) at a speed in the range of 100-300 rpm. Evaporation losses can be reduced by maintaining a humid atmosphere; alternatively, a mathematical correction should be carried out for the evaporation losses.
  • the medium is inoculated onto an ODeoo v ° n 0.5-1.5, using cells which are placed on agar plates, such as CM plates (10 g / 1 glucose, 2.5 g / 1 NaCl, 2 g / 1 Urea, 10 g / 1 polypeptone, 5 g / 1 yeast extract, 5 g / 1 meat extract, 22 g / 1 agar pH 6.8 with 2 M NaOH), which had been incubated at 30 ° C., were grown.
  • the inoculation of the media is carried out either by introducing a saline solution of C. glutaznicum cells from CM plates or by adding a liquid preculture of this bacterium.
  • DNA band shift assays also referred to as gel retardation assays
  • reporter gene assays as described in Kolmar, H. et al., (1995) EMBO J. 14: 3895-3904 and the references cited therein. Reporter gene test systems are well known and established for use in pro- and eukaryotic cells using enzymes such as beta-galactosidase, green fluorescent protein and several others.
  • membrane transport proteins The activity of membrane transport proteins can be determined according to techniques as described in Gennis, R.B. (1989) "Pores, Channels and Transporters", in Biomembranes, Molecular Structure and Function, Springer: Heidelberg, pp. 85-137; 199-234; and 270-322 are described.
  • Example 9 Analysis of the influence of mutated protein on the production of the desired product
  • the effect of the genetic modification in C. glutamicum on the production of a desired compound can be determined by growing the modified microorganisms under suitable conditions (such as those described above) and the medium and / or the cellular components with respect to the increased production of the desired product (ie an amino acid) is investigated.
  • suitable conditions such as those described above
  • Such analysis techniques are well known to the person skilled in the art and include spectroscopy, thin-layer chromatography, staining methods of various types, enzymatic and microbiological methods and analytical chromatography, such as high-performance liquid chromatography (see, for example, Ullman, Encyclopedia of Industrial Chemistry, Vol. A2, p. A2) 89-90 and pp.
  • the analytical methods include measurements of the amount of nutrients in the medium (e.g. sugar, hydrocarbons, nitrogen sources, phosphate and other ions), measurements of the biomass composition and growth, analysis of the production of common metabolites of biosynthetic pathways and measurements of gases that are generated during fermentation. Standard methods for these measurements are in Applied Microbial Physiology; A Practical Approach, P.M. Rhodes and P.F. Stanbury, ed. IRL Press, pp. 103-129; 131-163 and 165-192 (ISBN: 0199635773) and the literature references specified therein.
  • nutrients in the medium e.g. sugar, hydrocarbons, nitrogen sources, phosphate and other ions
  • Example 10 Purification of the desired product from C. glutamicum culture
  • the supernatant fraction from both purification processes is subjected to chromatography with a suitable resin, the desired molecule either being retained on the chromatography resin, but not many impurities in the sample, or the impurities remaining on the resin, but the sample not.
  • chromatography steps can if necessary can be repeated using the same or different chromatography resins.
  • the person skilled in the art is skilled in the selection of the suitable chromatography resins and their most effective application for a particular molecule to be purified.
  • the purified product can be 5 concentrated by filtration or ultrafiltration and kept at a temperature at which the stability of the product is maximum.
  • the identity and purity of the isolated compounds can be determined by prior art techniques. These include high-performance liquid chromatography (HPLC), spectroscopic methods, staining methods, thin-layer chromatography, NIRS, enzyme test or microbiological tests. This analysis method

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Abstract

Die Erfindung betrifft neue Nukleinsäuremoleküle, deren Verwendung zur Konstruktion von gentechnisch verbesserten Mikroorganismen und Verfahren zur Herstellung von Feinchemikalien, insbesondere Aminosäuren mit Hilfe dieser gentechnisch verbesserten Mikroorganismen.

Description

Gene die für genetische Stabilitäts-, Genexpressions- und Faltungsproteine codieren
Hintergrund der Erfindung
Bestimmte Produkte und Nebenprodukte von natürlich vorkommenden Stoffwechselprozessen in Zellen werden in vielen Industriezweigen verwendet, einschließlich der Nahrungsmittel-, Futtermittel-, Kosmetik- und pharmazeutischen Industrie. Diese Moleküle, die gemeinsam als "Feinchemikalien" bezeichnet werden, umfassen organische Säuren, sowohl proteinogene als auch nicht-proteinogene Aminosäuren, Nukleotide und Nukleoside, Lipide und Fettsäuren, Diole, Kohlehydrate, aromatische Verbindungen, Vitamine und Co- faktoren sowie Enzyme. Ihre Produktion erfolgt am besten mittels Anzucht von Bakterien im Großmaßstab, die entwickelt wurden, um große Mengen des jeweils gewünschten Moleküls zu produzieren und sezernieren. Ein für diesen Zweck besonders geeigneter Organismus ist Corynebacterium glutamicum, ein gram-positives, nicht-patho- genes Bakteriu . Über Stammselektion ist eine Reihe von Mutantenstämmen entwickelt worden, die ein Sortiment wünschenswerter Verbindungen produzieren. Die Auswahl von Stämmen, die hinsichtlich der Produktion eines bestimmten Moleküls verbessert sind, ist jedoch ein zeitaufwendiges und schwieriges Verfahren.
Zusammenfassung der Erfindung
Diese Erfindung stellt neuartige Nukleinsäuremoleküle bereit, die sich zur Identifizierung oder Klassifizierung von Corynebacterium glutamicum oder verwandten Bakterienarten verwenden lassen. C. glutamicum ist ein gram-positives, aerobes Bakterium, das gewöhnlich in der Industrie für die Produktion im Großmaßstab einer Reihe von Feinchemikalien und auch zum Abbau von Kohlenwasserstoffen (bspw. beim Überlaufen von Rohöl) und zur Oxidation von Terpenoiden gemeinhin verwendet wird. Die Nukleinsäuremoleküle können daher zum Identifizieren von Mikroorganismen eingesetzt werden, die sich zur Produktion von Feinchemikalien, bspw. durch Fermentationsverfahren, verwenden lassen. C. glutamicum selbst ist zwar nicht-pathogen, jedoch ist es mit anderen Corynebacteri- um-Arten, wie Corynebacterium diphtheriae (dem Erreger der Diphtherie) verwandt, die bedeutende Pathogene beim Menschen sind. Die Fähigkeit, das Vorhandensein von Corynebacterium-Arten zu identifizieren, kann daher auch eine signifikante klinische Bedeutung haben, z.B. bei diagnostischen Anwendungen. Diese Nu- kleinsäuremoleküle können zudem als Bezugspunkte zur Kartierung des C. glutamicum-Genoms oder von Genomen verwandter Organismen dienen.
Diese neuen Nukleinsäuremoleküle codieren Proteine, die hier als Genstabilitäts-, Genexpressions- oder Proteinsekretions-/Faltun- gs- (SES-) Proteine bezeichnet werden. Diese SES-Proteine können bspw. eine an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Expression von Genen (d. h. die an der Transkription oder Translation beteiligt sind) , Protein- faltung oder Proteinsekretion in C. glutamicum beteiligte Funktion ausüben. Aufgrund der Verfügbarkeit von in Corynebacterium glutamicum verwendbaren Klonierungsvektoren, wie bspw. offenbart in Sinskey et al., US-Patent Nr. 4 649 119, und von Techniken zur genetischen Manipulation von C. glutamicum und den verwandten Brevi acterium-Arten (z.B. lactofermentum) (Yoshihama et al., J. Bacteriol. 162:591-597 (1985); Katsumata et al . , J. Bacteriol . 159:306-311 (1984); und Santamaria et al . J. Gen. Microbiol. 130:2237-2246 (1984)), lassen sich die erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle zur genetischen Manipulation dieses Organismus ver- wenden, damit er ein effizienterer Produzent einer oder mehrerer Feinchemikalien wird. Diese verbesserte Produktion oder Effizienz der Produktion einer Feinchemikalie kann aufgrund einer direkten Auswirkung der Manipulation eines erfindungsgemäßen Gens oder aufgrund einer indirekten Auswirkung einer solchen Manipulation erfolgen.
Es gibt eine Reihe von Mechanismen, durch die die Veränderung eines erfindungsgemäßen SES-Proteins die Ausbeute, Produktion und/ oder Effizienz der Produktion einer Feinchemikalie aus einem C. glutamicum-Stamm, der dieses veränderte Protein enthält, direkt beeinflussen kann. Zum Beispiel sollte die Modulation von Proteinen, die direkt an der Transkription oder Translation beteiligt sind (z.B. Polymerasen oder Ribosomen) , so daß ihre Anzahl oder Aktivität gesteigert wird, die zelluläre Transkription oder Translation (oder die Geschwindigkeiten dieser Prozesse) insgesamt steigern. Diese erhöhte zelluläre Genexpression sollte solche Proteine umfassen, die an der Feinchemikalienbiosynthese beteiligt sind, so daß eine Steigerung der Ausbeute, Produktion oder Effizienz der Produktion einer oder mehrerer gewünschten Verbindungen erfolgen kann. Modifikationen der Transkripti- ons-/Translations-Proteinmaschinerie von C. glutamicum, so daß die Regulation dieser Proteine verändert wird, kann auch die erhöhte Expression von Genen, die an der Produktion von Feinchemikalien beteiligt sind, ermöglichen. Die Modulation der Aktivität einer Reihe von Proteinen, die an der Peptidfaltung beteiligt sind, kann eine Erhöhung der Gesamtproduktion korrekt gefalteter Moleküle in der Zelle ermöglichen, wodurch die Möglichkeit erhöht wird, daß gewünschte Proteine (z.B. Feinσhemikalienbiosynthese- Proteine) richtig funktionieren. Ferner kann es durch Mutation von an der Sekretion aus C. glutamicum beteiligten Proteinen, so daß ihre Anzahl oder Aktivität erhöht ist, möglich sein, die Se- kretion einer Feinchemikalie (z.B. eines Enzyms) aus Zellen in der Fermentationskultur zu erhöhen, aus der sie leicht gewonnen werden kann.
Die genetische Modifikation der erfindungsgemäßen SES-Moleküle kann auch zu einer indirekten Modulation der Produktion einer oder mehrerer Feinchemikalien führen. Beispielsweise kann man durch Erhöhen der Anzahl oder Aktivität eines erfindungsgemäßen DNA-Reparatur- oder -Rekombinationsproteins die Fähigkeit der Zelle, eine DNA-Schädigung zu entdecken und zu reparieren, erhö- hen. Dies sollte die Fähigkeit der Zelle, ein imitiertes Gen in ihrem Genom zu halten, wirksam erhöhen und dadurch die Wahrscheinlichkeit erhöhen, daß ein gentechnologisch in C. glutamicum eingebrachtes Transgen (das z.B. ein Protein codiert, das die Biosynthese einer Feinchemikalie steigert) nicht während der Züchtung des Mikroorganismus verloren geht. Dagegen kann es durch Verringern der Anzahl oder Aktivität eines oder mehrerer DNA-Reparatur- oder -Rekombinationsproteine möglich sein, die genetische Instabilität des Organismus zu steigern. Diese Manipulationen sollten die Fähigkeit des Organismus, durch Mutagenese modi- fiziert zu werden, verbessern, ohne daß die eingebrachte Mutation berichtigt wird. Das gleiche gilt für Proteine, die an der Transposition oder U lagerung genetischer Elemente in C. glutamicum beteiligt sind (z.B. Transposons) . Durch Mutagenese dieser Proteine, so daß ihre Anzahl oder Aktivität entweder gesteigert oder verringert wird, ist es möglich, gleichzeitig die genetische Stabilität des Mikroorganismus zu steigern oder zu verringern. Dies hat eine bedeutende Auswirkung darauf, daß eine andere Mutation in C. glutamicum eingebracht und die eingebrachte Mutation beibehalten werden kann. Transposons bieten ebenfalls einen geeigneten Mechanismus, durch den die Mutagenese von C. glutamicum durchgeführt werden kann; die Duplikation gewünschter Gene (z.B. von Feinchemikalienbiosynthese-Genen) läßt sich leicht mittels Trans- posonmutagenese durchführen, wie auch die Disruption ungewünschter Gene (z.B. Gene, die am Abbau gewünschter Feinchemikalien be- teiligt sind) .
Durch die Modulation eines oder mehrerer Proteine (z.B. Sigma- Faktoren) , die an der Regulation der Transkription oder Translation in Reaktion auf besondere Umweltbedingungen beteiligt sind, kann es möglich sein, die Zelle daran zu hindern, daß sie die Proteinsynthese unter ungünstigen Umweltbedingungen, wie man sie in einer Fermenterkultur im Großmaßstab antrifft, verlangsamt oder beendet. Dies sollte zu erhöhter Genexpression führen, was wiederum die gesteigerte Biosynthese gewünschter Feinchemikalien unter diesen Bedingungen ermöglichen kann. Die Mutagenese von an Sekretionssystemen beteiligten Proteinen kann zu modulierten Sekretionsraten führen. Viele dieser sezernierten Proteine haben Funktionen, die für die Zellebensfähigkeit wichtig sind (z.B. Zelloberflächenproteasen oder -Rezeptoren) . Eine Änderung des Sekretionswegs, so daß diese Proteine leichter an ihren extrazellulären Ort transportiert werden, kann die Gesamtlebensfähigkeit der Zelle erhöhen und somit zu höheren Zahlen an C. glutamicum- Zellen führen, die Feinchemikalien während eine Züchtung im Großmaßstab produzieren können. Ferner ist der Sekretionsapparat (z.B. das sec-System) bekanntlich auch an der Insertion von integralen Membranproteinen (z.B. Poren, Kanälen oder Transportern) in die Membran beteiligt. So kann die Modulation der Aktivität von Proteinen, die an der Proteinsekretion aus C. glutamicum beteiligt sind, die Fähigkeit der Zelle zur Ausscheidung von Abfallprodukten oder zum Import notwendiger Metabolite beeinflussen. Ist die Aktivität dieser sekretorischen Proteine erhöht, kann ebenfalls die Fähgikeit der Zelle zur Produktion von Feinchemikalien erhöht sein. Ist die Aktivität dieser sekretorischen Proteine verringert, können nicht genügend Nährstoffe zur Unterstützung der Überproduktion gewünschter Verbindungen vorhanden sein, oder Abfallprodukte können diese Biosynthese stören.
Die Erfindung stellt neue Nukleinsäuremoleküle bereit, die Proteine codieren, die hier als SES-Proteine bezeichnet werden und bspw an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Expression von Genen (d. h. den Tran- skriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum beteiligt sein können. Nukleinsäuremoleküle, die ein SES-Protein codieren, werden hier als SES-Nukleinsäuremoleküle bezeichnet. Bei einer bevorzugten Ausführungsform ist ein SES-Protein an der Verbesserung oder Verringerung der genetischen Stabilität in C. glutamicum, der Expression von Genen (z.B. bei der Transkription oder Translation) oder der Proteinfaltung in diesem Organismus oder an der Proteinsekretion aus C. glutamicum beteiligt. Beispiele für solche Proteine sind diejenigen, die von den in Tabelle 1 angegebenen Genen codiert werden.
Ein Aspekt der Erfindung betrifft folglich isolierte Nukleinsäuremoleküle (bspw. cDNAs) , umfassend eine Nukleotidseguenz , die ein SES-Protein oder biologisch aktive Abschnitte davon codiert, sowie Nukleinsäurefragmente, die sich als Primer oder Hybridisie- rungssonden zum Nachweis oder zur Amplifikation von SES-codieren- der Nukleinsäure (bspw. DNA oder mRNA) eignen. Bei besonders be- vorzugten Ausführungsformen umfaßt das isolierte Nukleinsäuremo- lekül eine der in Anhang A aufgeführten Nukleotidsequenzen oder den codierenden Bereich einer dieser Nukleotidsequenzen oder ein Komplement davon. In anderen bevorzugten Ausführungsformen co- diert das isolierte Nukleinsäuremolekül eine der in Anhang B aufgeführten Aminosäuresequenzen. Die bevorzugten erfindungsgemäßen SES-Proteine besitzen ebenfalls vorzugsweise mindestens eine der hier beschriebenen SES-Aktivitäten.
Als Anhang A werden im folgenden die NukleinsäureSequenzen des Sequenzprotokolls zusammen mit den in Tabelle 1 beschriebenen Sequenzveränderungen an der jeweiligen Position definiert.
Als Anhang B werden im folgenden die Polypeptidsequenzen des Se- quenzprotokolls zusammen mit den in Tabelle 1 beschriebenen Sequenzveränderungen an der jeweiligen Position definiert.
Bei einer weiteren Ausführungsform ist das isolierte Nukleinsäuremolekül mindestens 15 Nukleotide lang und hybridisiert unter stringenten Bedingungen an ein Nukleinsäuremolekül, das eine Nu- kleotidsequenz aus Anhang A umfaßt. Das isolierte Nukleinsäuremolekül entspricht vorzugsweise einem natürlich vorkommenden Nukleinsäuremolekül. Die isolierte Nukleinsäure codiert stärker bevorzugt ein natürlich vorkommendes C. glutamicum-SES-Protein oder einen biologisch aktiven Abschnitt davon.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft Vektoren, bspw. rekombinante Expressionsvektoren, die die erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle enthalten, und Wirtszellen, in die diese Vek- toren eingebracht worden sind. Bei einer Ausführungsform wird diese Wirtszelle zur Herstellung eines SES-Proteins verwendet, indem die Wirtszelle in einem geeigneten Medium gezüchtet wird. Das SES-Protein kann dann aus dem Medium oder der Wirtszelle isoliert werden.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft einen genetisch veränderten Mikroorganismus, bei dem ein SES-Gen eingebracht oder verändert worden ist . Das Genom des Mikroorganismus ist bei einer Ausführungsform durch Einbringen mindestens eines erfindungsgemä- ßen Nukleinsäuremoleküls verändert worden, das die mutierte SES- Sequenz als Transgen codiert. Bei einer anderen Ausführungsform ist ein endogenes SES-Gen im Genom des Mikroorganismus durch homologe Rekombination mit einem veränderten SES-Gen verändert, z.B. funktioneil disruptiert, worden. Der Mikroorganismus gehört bei einer bevorzugten Ausführungsform zur Gattung Corynebacterium oder Brevibacterium, wobei Corynebacterium glutamicum besonders bevorzugt ist . Der Mikroorganismus wird in einer bevorzugten Aus- führungsform auch zur Herstellung einer gewünschten Verbindung, wie einer Aminosäure, verwendet, wobei Lysin besonders bevorzugt ist .
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft ein isoliertes SES- Protein oder einen Abschnitt, bspw. einen biologisch aktiven Abschnitt, davon. Das isolierte SES-Protein oder sein Abschnitt kann in einer bevorzugten Ausführungsform an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilnehmen. Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform ist das isolierte SES-Protein oder ein Abschnitt davon hinreichend homolog zu einer Aminosäuresequenz von Anhang B, so daß das Protein oder sein Abschnitt die Fähigkeit behält, bspw. an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilzunehmen.
Eine weitere bevorzugte Ausführungsform sind Wirtszellen, die mehr als eine der in Anhang A beschriebenen Nukleinsäuremoleküle besitzen. Solche Wirtszellen lassen sich auf verschiedene dem Fachmann bekannte Wege herstellen. Beispielsweise können sie durch Vektoren, die mehrere der erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle tragen, transfiziert werden. Es ist aber auch möglich mit einem Vektor jeweils ein erfindungsgemäßes Nukleinsäuremolekül in die Wirtszelle einzubringen und deshalb mehrere Vektoren entweder gleichzeitig oder zeitlich abgestuft einzusetzen. Es können somit Wirtszellen konstruiert werden, die zahlreiche, bis zu mehreren Hundert der erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen tragen. Durch eine solche Akkumulation lassen sich häufig überadditive Effekte auf die Wirtszelle hinsichtlich der Feinchemikalien-Produktivität erzielen.
Die Erfindung stellt zudem ein isoliertes SES-Proteinpräparat bereit. Das SES-Protein umfaßt bei bevorzugten Ausführungsformen eine Aminosäuresequenz aus Anhang B. Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform betrifft die Erfindung ein isoliertes Vollän- genprotein, das zu einer vollständigen Aminosäuresequenz aus Anhang B (welche von einem offenen Leseraster in Anhang A codiert wird) im wesentlichen homolog ist.
Das SES-Polypeptid oder ein biologisch aktiver Abschnitt davon kann mit einem Nicht-SES-Polypeptid funktionsfähig verbunden werden, damit ein Fusionsprotein entsteht. Dieses Fusionsprotein hat bei bevorzugten Ausführungsformen eine andere Aktivität als das SES-Protein allein. Bei anderen bevorzugten Ausführungsformen nimmt dieses Fusionsprotein an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfal- tung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teil. Die Integration dieses Fusionsproteins in eine Wirtszelle moduliert bei besonders bevorzugten Ausführungsformen die Produktion einer gewünschten Verbindung von der Zelle.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung einer Feinchemikalie. Das Verfahren sieht die Anzucht einer Zelle vor, die einen Vektor enthält, der die Expression eines erfindungsgemäßen SES-Nukleinsäuremoleküls bewirkt, so daß eine Feinchemikalie produziert wird. Dieses Verfahren umfaßt bei einer bevorzugten Ausführungsform zudem den Schritt der Gewinnung einer Zelle, die einen solchen Vektor enthält, wobei die Zelle mit einem Vektor transfiziert ist, der die Expression einer SES- Nukleinsäure bewirkt. Dieses Verfahren umfaßt bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform zudem den Schritt, bei dem die Fein- chemikalie aus der Kultur gewonnen wird. Die Zelle gehört bei einer besonders bevorzugten Ausführungsform zur Gattung Corynebacterium oder Brevibact rium.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft Verfahren zur Modula- tion der Produktion eines Moleküls von einem Mikroorganismus . Diese Verfahren umfassen das Zusammenbringen der Zelle mit einer Substanz, die die SES-Proteinaktivität oder die SES-Nukleinsäure- Expression moduliert, so daß eine zeilassoziierte Aktivität verglichen mit der gleichen Aktivität bei Fehlen der Substanz verän- dert wird. Die Zelle wird bei einer bevorzugten Ausführungsform hinsichtlich einer oder mehrerer C. glufcamicum-Prozesse moduliert, die an der genetischen Stabilität, Genexpression, Proteinfaltung oder Proteinsekretion beteiligt sind, so daß die Ausbeute, Produktion oder Effizienz der Produktion einer gewünschten Feinchemikalien durch diesen Mikroorganismus verbessert wird. Die Substanz, die die SES-Proteinaktivität moduliert, kann eine Substanz sein, die die SES-Proteinaktivität oder die SES-Nuklein- säure-Expression stimuliert. Beispiele für Substanzen, die die SES-Proteinaktivität oder SES-Nukleinsäureexpression stimulieren, umfassen kleine Moleküle, aktive SES-Proteine und Nukleinsäuren, die SES-Proteine codieren und in die Zelle eingebracht worden sind. Beispiele für Substanzen, die die SES-Aktivität oder -Expression hemmen, umfassen kleine Moleküle und SES-Antisense-Nu- kleinsäuremoleküle . Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft Verfahren zur Modulation der Ausbeuten einer gewünschten Verbindung von einer Zelle, umfassend das Einbringen eines SES-Wildtyp- oder -Mutantengens in eine Zelle, das entweder auf einem gesonderten Plasmid bleibt oder in das Genom der Wirtszelle integriert wird. Die Integration in das Genom kann zufallsgemäß oder durch homologe Rekombination erfolgen, so daß das native Gen durch die eingebrachte Kopie ersetzt wird, was die Produktion der gewünschten Verbindung von der zu modulierenden Zelle hervorruft. Diese Ausbeuten sind bei einer bevorzugten Ausführungsform erhöht. Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform ist die Chemikalie eine Feinchemikalie, die in einer besonders bevorzugten Ausführungsform eine Aminosäure ist. Diese Aminosäure ist in einer besonders bevorzugten Ausführungsform L-Lysin.
Eingehende Beschreibung der Erfindung
Die vorliegende Erfindung stellt SES-Nukleinsäure- und -Proteinmoleküle bereit, die an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h.
Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum beteiligt sind. Die erfindungsgemäßen Moleküle könne zur Modulation der Produktion von Feinchemikalien von Mikroorganismen, wie C. glutamicum, entweder direkt (z.B. wenn die Überexpression oder Optimierung der Aktivität eines an der Sekretion einer Feinchemikalie beteiligten Proteins (z.B. eines Enzyms) eine direkte Auswirkung auf die Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der Produktion einer Feinchemikalie von den modifizierten C. glutamicum hat) oder durch indirekte Auswirkung verwendet werden, die dennoch zu einer Erhöhung der Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der gewünschten Verbindung führt, (z.B. wenn die Modulation der Aktivität oder Kopienzahl eines C. glutamicum-DNA-Reparaturproteins zu Änderungen in der Fähigkeit des Mikroorganismus, die eingebrachte Mutation aufrechtzuerhalten, was wiederum die Produktion einer oder mehrerer Feinchemikalien von diesem Stamm beeinflussen kann) . Die Aspekte der Erfindung sind nachstehend weiter erläutert.
I. Feinchemikalien
Der Begriff "Feinchemikalie" ist im Fachgebiet bekannt und beinhaltet Moleküle, die von einem Organismus produziert werden und in verschiedenen Industriezweigen Anwendungen finden, wie bspw. , jedoch nicht beschränkt auf die pharmazeutische Industrie, die Landwirtschafts- und Kosmetikindustrie. Diese Verbindungen umfassen organische Säuren, wie Weinsäure, Itaconsäure und Diaminopi- melinsäure, sowohl proteinogene als auch nicht-proteinogene Aminosäuren, Purin- und Pyrimidinbasen, Nukleoside und Nukleotide (wie bspw. beschrieben in Kuninaka, A. (1996) Nucleotides and re- lated compounds, S. 561-612, in Biotechnology Bd. 6, Rehm et al., Hrsg. VCH: Weinheim und den darin enthaltenen Zitaten) , Lipide, gesättigte und ungesättigte Fettsäuren (bspw. Arachidonsäure) , Diole (bspw. Propandiol und Butandiol) , Kohlehydrate (bspw. Hya- luronsäure und Trehalose) , aromatische Verbindungen (bspw. aromatische Amine, Vanillin und Indigo) , Vitamine und Cofaktoren (wie beschrieben in Ulimann' s Encyclopedia of Industrial Che istry, Bd. A27, "Vitamins", S. 443-613 (1996) VCH: Weinheim und den darin enthaltenen Zitaten; und Ong, A.S., Niki, E. und Packer, L. (1995) "Nutrition, Lipids, Health and Disease" Proceedings of the UNESCO/Confederation of Scientific and Technological Associations in Malaysia and the Society for Free Radical Research - Asien, abgehalten am 1.-3. Sept. 1994 in Penang, Malaysia, AOCS Press (1995)), Enzyme und sämtliche anderen von Gutcho (1983) in Chemicals by Fermentation, Noyes Data Corporation, ISBN: 0818805086 und den darin angegebenen Literaturstellen beschriebenen Chemika- lien. Der Metabolismus und die Verwendungen bestimmter Feinchemikalien sind nachstehend weiter erläutert .
A. Metabolismus und Verwendungen von Aminosäuren
Die Aminosäuren umfassen die grundlegenden Struktureinheiten sämtlicher Proteine und sind somit für die normalen Zellfunktionen in allen Organismen essentiell. Der Begriff "Aminosäure" ist im Fachgebiet bekannt. Die proteinogenen Aminosäuren, von denen es 20 Arten gibt, dienen als Struktureinheiten für Proteine, in denen sie über Peptidbindungen miteinander verknüpft sind, wohingegen die nicht-proteinogenen Aminosäuren (von denen Hunderte bekannt sind) gewöhnlich nicht in Proteinen vorkommen (siehe Ulmann' s Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A2, S. 57-97 VCH: Weinheim (1985)). Die Aminosäuren können in der optischen D- oder L-Konfiguration vorliegen, obwohl L-Aminosäuren gewöhnlich der einzige Typ sind, den man in natürlich vorkommenden Proteinen vorfindet. Biosynthese- und Abbauwege von jeder der 20 proteinogenen Aminosäuren sind sowohl bei prokaryotischen als auch euka- ryotischen Zellen gut charakterisiert (siehe bspw. Stryer, L. , Biochemistry, 3. Auflage, S. 578-590 (1988)). Die "essentiellen" Aminosäuren (Histidin, Isoleucin, Leucin, Lysin, Methionin, Phe- nylalanin, Threonin, Tryptophan und Valin) , so bezeichnet, weil sie aufgrund der Komplexität ihrer Biosynthese gewöhnlich mit der Ernährung aufgenommen werden müssen, werden durch einfache Bio- synthesewege in die übrigen 11 "nichtessentiellen" Aminosäuren (Alanin, Arginin, Asparagin, Aspartat, Cystein, Glutamat, Glut- amin, Glycin, Prolin, Serin und Tyrosin) umgewandelt. Höhere Tiere besitzen die Fähigkeit, einige dieser Aminosäuren zu synthetisieren, jedoch müssen die essentiellen Aminosäuren mit der Nahrung aufgenommen werden, damit eine normale Proteinsynthese stattfindet.
Abgesehen von ihrer Funktion bei der Proteinbiosynthese sind diese Aminosäuren interessante Chemikalien an sich, und man hat entdeckt, daß viele bei verschiedenen Anwendungen in der Nahrungsmittel-, Futter-, Chemie-, Kosmetik-, Landwirtschafts- und pharmazeutischen Industrie zum Einsatz kommen. Lysin ist nicht nur für die Ernährung des Menschen eine wichtige Aminosäure, sondern auch für monogastrische Tiere, wie Geflügel und Schweine. Glutamat wird am häufigsten als Geschmacksadditiv (Mononatrium- glutamat, MSG) sowie weithin in der Nahrungsmittelindustrie ver- wendet, wie auch Aspartat, Phenylalanin, Glycin und Cystein. Gly- cin, L-Methionin und Tryptophan werden sämtlich in der pharmazeutischen Industrie verwendet. Glutamin, Valin, Leucin, Isoleucin, Histidin, Arginin, Prolin, Serin und Alanin werden in der pharmazeutischen Industrie und der Kosmetikindustrie verwendet. Threo- nin, Tryptophan und D-/L-Methionin sind weitverbreitete Futtermittelzusätze (Leuchtenberger, W. (1996) Amino acids - technical production and use, S. 466-502 in Rehm et al., (Hrsg.) Biotechno- logy Bd. 6, Kapitel 14a, VCH: Weinheim) . Man hat entdeckt, daß sich diese Aminosäuren außerdem als Vorstufen für die Synthese von synthetischen Aminosäuren und Proteinen, wie N-Acetylcystein, S-Carboxymethyl-L-cystein, (S) -5-Hydroxytryptophan und anderen in Ulmann' s Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A2, S. 57-97, VCH, Weinheim, 1985 beschriebenen Substanzen eignen.
Die Biosynthese dieser natürlichen Aminosäuren in Organismen, die sie produzieren können, bspw. Bakterien, ist gut charakterisiert worden (für einen Überblick der bakteriellen Aminosäure-Biosynthese und ihrer Regulation s. Ubarger, H.E. (1978) Ann. Rev. Bio- che . 47:533-606). Glutamat wird durch reduktive Aminierung von α-Ketoglutarat, einem Zwischenprodukt im Citronensäure-Zyklus, synthetisiert. Glutamin, Prolin und Arginin werden jeweils nacheinander aus Glutamat erzeugt. Die Biosynthese von Serin erfolgt in einem Dreischritt-Verfahren, beginnt mit 3-Phosphoglycerat (einem Zwischenprodukt der Glykolyse) und ergibt nach Oxida- tions-, Transaminierungs- und Hydrolyseschritten diese Aminosäure. Cystein und Glycin werden jeweils aus Serin produziert, und zwar die erstere durch Kondensation von Homocystein mit Serin, und die letztere durch Übertragung des Seitenketten-ß-Kohlen- stoffatoms auf Tetrahydrofolat in einer durch Serin-Transhydroxy- methylase katalysierten Reaktion. Phenylalanin und Tyrösin werden aus den Vorstufen des Glykolyse- und Pentosephosphatweges, Eryt- hrose-4-phosphat und Phosphoenolpyruvat, in einem 9-Schritt-Bio- syntheseweg synthetisiert, der sich nur in den letzten beiden Schritten nach der Synthese von Präphenat unterscheidet. Tryptophan wird ebenfalls aus diesen beiden Ausgangsmolekülen produziert, jedoch erfolgt dessen Synthese in einem 11-Schritt-Weg. Tyrösin läßt sich in einer durch Phenylalaninhydroxylase katalysierten Reaktion auch aus Phenylalanin herstellen. Alanin, Valin und Leucin sind jeweils Biosyntheseprodukte aus Pyruvat, dem Endprodukt der Glykolyse. Aspartat wird aus Oxalacetat, einem Zwischenprodukt des Citratzyklus , gebildet. Asparagin, Methionin, Threonin und Lysin werden jeweils durch Umwandlung von Aspartat produziert . Isoleucin wird aus Threonin gebildet . In einem komplexen 9-Schritt-Weg erfolgt die Bildung von Histidin aus 5-Phosphoribosyl-1-pyrophosphat, einem aktivierten Zucker.
Aminosäuren, deren Menge den Proteinbiosynthesebedarf übersteigt, können nicht gespeichert werden, und werden statt dessen abgebaut, so daß Zwischenprodukte für die Haupt-Stoffwechselwege der Zelle bereitgestellt werden (für einen Überblick siehe Stryer, L., Biochemistry, 3. Aufl. Kap. 21 "Amino Acid Degradation and the Urea Cycle"; S 495-516 (1988)). Die Zelle ist zwar in der Lage, ungewünschte Aminosäuren in nützliche Stoffwechsel-Zwischenprodukte umzuwandeln, jedoch ist die Aminosäureproduktion hinsichtlich der Energie, der Vorstufenmoleküle und der für ihre Synthese nötigen Enzyme aufwendig. Es überrascht daher nicht, daß die Aminosäure-Biosynthese durch Feedback-Hemmung reguliert wird, wobei das Vorliegen einer bestimmten Aminosäure ihre eigene Produktion verlangsamt oder ganz beendet (für einen Überblick über Rückkopplungs-Mechanismen bei Aminosäure-Biosynthesewegen, siehe Stryer, L. , Biochemistry, 3. Aufl., Kap. 24, "Biosynthesis of Amino Acids and Heme", S. 575-600 (1988)). Der Ausstoß einer bestimmten Aminosäure wird daher durch die Menge dieser Aminosäure in der Zelle eingeschränkt .
B. Metabolismus und Verwendungen von Vitaminen, Co faktoren und Nutrazeutika
Vitamine, Cofaktoren und Nutrazeutika umfassen eine weitere Gruppe von Molekülen. Höhere Tiere haben die Fähigkeit verloren, diese zu synthetisieren und müssen sie somit aufnehmen, obwohl sie leicht durch andere Organismen, wie Bakterien, synthetisiert werden. Diese Moleküle sind entweder biologisch aktive Moleküle an sich oder Vorstufen von biologisch aktiven Substanzen, die als Elektronenüberträger oder Zwischenprodukte bei einer Reihe von Stoffwechselwegen dienen. Diese Verbindungen haben neben ihrem Nährwert auch einen signifikanten industriellen Wert als Farbstoffe, Antioxidantien und Katalysatoren oder andere Verarbei- tungs-Hilfsstoffe. (Für einen Überblick über die Struktur, Akti- vität und die industriellen Anwendungen dieser Verbindungen siehe bspw. Ullman's Encyclopedia of Industrial Chemistry, "Vitamins", Bd. A27, S. 443-613, VCH: Weinheim, 1996). Der Begriff "Vitamin" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt Nährstoffe, die von einem Organismus für eine normale Funktion benötigt werden, jedoch nicht von diesem Organismus selbst synthetisiert werden können. Die Gruppe der Vitamine kann Cofaktoren und nutrazeutische Verbindungen umfassen. Der Begriff "Cofaktor" umfaßt nicht-proteinartige Verbindungen, die für das Auftreten einer normalen Enzy- maktivität nötig sind. Diese Verbindungen können organisch oder anorganisch sein; die erfindungsgemäßen Cofaktor-Moleküle sind vorzugsweise organisch. Der Begriff "Nutrazeutikum" umfaßt Nahrungsmittelzusätze, die bei Pflanzen und Tieren, insbesondere dem Menschen, gesundheitsfördernd sind. Beispiele solcher Moleküle sind Vitamine, Antioxidantien und ebenfalls bestimmte Lipide (z.B. mehrfach ungesättigte Fettsäuren).
Die Biosynthese dieser Moleküle in Organismen, die zu ihrer Produktion befähigt sind, wie Bakterien, ist umfassend charakteri- siert worden (Ullman's Encyclopedia of Industrial Chemistry, "Vitamins", Bd. A27, S. 443-613, VCH: Weinheim, 1996, Michal, G. (1999) Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, John Wiley & Sons; Ong, A.S., Niki, E. und Packer, L. (1995) "Nutrition, Lipids, Health and Disease" Proceedings of the UNESCO/Confederation of Scientific and
Technological Associations in Malaysia and the Society for free Radical Research - Asien, abgehalten am 1.-3. Sept. 1994 in Penang, Malaysia, AOCS Press, Champaign, IL X, 374 S) .
Thiamin (Vitamin Bi) wird durch chemisches Kuppeln von Pyrimidin und Thiazol-Einheiten gebildet. Riboflavin (Vitamin B ) wird aus Guanosin-5'-triphosphat (GTP) und Ribose-5 ' -phosphat synthetisiert. Riboflavin wiederum wird zur Synthese von Flavinononu- kleotid (FMN) und Flavinadenindinukleotid (FAD) eingesetzt. Die Familie von Verbindungen, die gemeinsam als "Vitamin Bζ" bezeichnet werden (bspw. Pyridoxin, Pyridoxamin, Pyridoxal-5 ' -phosphat und das kommerziell verwendete Pyridoxinhydrochlorid) , sind alle Derivate der gemeinsamen Struktureinheit 5-Hydroxy-6-methylpyri- din. Panthothenat (Pantothensäure, R- (+) -N- (2 , 4-Dihydroxy-3 , 3-di- methyl-1-oxobutyl) -ß-alanin) kann entweder durch chemische Synthese oder durch Fermentation hergestellt werden. Die letzten Schritte bei der Pantothenat-Biosynthese bestehen aus der ATP-ge- triebenen Kondensation von ß-Alanin und Pantoinsäure. Die für die Biosyntheseschritte für die Umwandlung in Pantoinsäure, in ß-Ala- nin und zur Kondensation in Pantothensäure verantwortlichen Enzyme sind bekannt. Die metabolisσh aktive Form von Pantothenat ist Coenzym A, dessen Biosynthese über 5 enzyatische Schritte verläuft. Pantothenat, Pyridoxal-5 '-phosphat, Cystein und ATP sind die Vorstufen von Coenzym A. Diese Enzyme katalysieren nicht nur die Bildung von Pantothenat, sondern auch die Produktion von (R) -Pantoinsäure, (R) -Pantolacton, (R) -Panthenol (Provitamin B5) , Pantethein (und seinen Derivaten) und Coenzym A.
Die Biosynthese von Biotin aus dem Vorstufenmolekül Pimeloyl-CoA in Mikroorganismen ist ausführlich untersucht worden, und man hat mehrere der beteiligten Gene identifiziert. Es hat sich herausge- stellt, daß viele der entsprechenden Proteine an der Fe-Cluster- Synthese beteiligt sind und zu der Klasse der nifS-Proteine gehören. Die Liponsäure wird von der Octanonsäure abgeleitet und dient als Coenzym beim Energie-Metabolismus, wo sie Bestandteil des Pyruvatdehydrogenasekomplexes und des α-Ketoglutaratdehydro- genasekomplexes wird. Die Folate sind eine Gruppe von Substanzen, die alle von der Folsäure abgeleitet werden, die wiederum von L- Glutaminsäure, p-Aminobenzoesäure und 6-Methylpterin hergeleitet ist. Die Biosynthese der Folsäure und ihrer Derivate, ausgehend von den Stoffwechselzwischenprodukten Guanosin-5 ' -triphosphat (GTP) , L-Glutaminsäure und p-Aminobenzoesäure ist in bestimmten Mikroorganismen eingehend untersucht worden.
Corrinoide (wie die Cobalamine und insbesondere Vitamin Bχ ) und die Porphyrine gehören zu einer Gruppe von Chemikalien, die sich durch ein Tetrapyrrol-Ringsystem auszeichnen. Die Biosynthese von Vitamin Bχ ist hinreichend komplex, daß sie noch nicht vollständig charakterisiert worden ist, jedoch ist inzwischen ein Großteil der beteiligten Enzyme und Substrate bekannt. Nikotinsäure (Nikotinat) und Nikotinamid sind Pyridin-Derivate, die auch als "Niacin" bezeichnet werden. Niacin ist die Vorstufe der wichtigen Coenzyme NAD (Nikotinamidadenindinukleotid) und NADP (Nikotinami- dadenindinukleotidphosphat) und ihrer reduzierten Formen.
Die Produktion dieser Verbindungen im Großmaßstab beruht größten- teils auf zellfreien chemischen Synthesen, obwohl einige dieser Chemikalien, wie Riboflavin, Vitamin ζ , Pantothenat und Biotin, auch durch großangelegte Anzucht von Mikroorganismen produziert worden sind. Nur Vitamin Bχ2 wird aufgrund der Komplexität seiner Synthese lediglich durch Fermentation produziert. In-vitro-Ver- fahren erfordern einen erheblichen Aufwand an Materialien und Zeit und häufig an hohen Kosten. C. Purin-, Pyrimidin-, Nukleosid- und Nukleotid-Metabolismus und Verwendungen
Gene für den Purin- und Pyrimidin-Stoffwechsel und ihre entspre- chenden Proteine sind wichtige Ziele für die Therapie von Tumorerkrankungen und Virusinfektionen. Der Begriff "Purin" oder "Pyrimidin" umfaßt stickstoffhaltige Basen, die Bestandteile der Nukleinsäuren, Coenzyme und Nukleotide sind. Der Begriff "Nukleo- tid" beinhaltet die grundlegenden Struktureinheiten der Nuklein- Säuremoleküle, die eine stickstoffhaltige Base, einen Pentose- Zucker (bei RNA ist der Zucker Ribose, bei DNA ist der Zucker D- Desoxyribose) und Phosphorsäure umfassen. Der Begriff "Nukleosid" umfaßt Moleküle, die als Vorstufen von Nukleotiden dienen, die aber im Gegensatz zu den Nukleotiden keine Phosphorsäureeinheit aufweisen. Durch Hemmen der Biosynthese dieser Moleküle oder ihrer Mobilisierung zur Bildung von Nukleinsäuremolekülen ist es möglich, die RNA- und DNA-Synthese zu hemmen; wird diese Aktivität zielgerichtet bei Krebszellen gehemmt, läßt sich die Tei- lungs- und Replikationsfähigkeit von Tumorzellen hemmen. Es gibt zudem Nukleotide, die keine Nukleinsäuremoleküle bilden, jedoch als Energiespeicher (d.h. AMP) oder als Coenzyme (d.h. FAD und NAD) dienen.
Mehrere Veröffentlichungen haben die Verwendung dieser Chemika- lien für diese medizinischen Indikationen beschrieben, wobei der Purin- und/oder Pyrimidin-Metabolismus beeinflußt wird (bspw. Christopherson, R.I. und Lyons, S.D. (1990) "Potent inhibitors of de novo pyrimidine and purine biosynthesis as chemotherapeutic agents", Med. Res . Reviews 10:505-548). Untersuchungen an Enzy- en, die am Purin- und Pyrimidin-Metabolismus beteiligt sind, haben sich auf die Entwicklung neuer Medikamente konzentriert, die bspw. als Immunsuppressiva oder Antiproliferantien verwendet werden können (Smith, J.L. (1995) "Enzymes in Nucleotide Synthesis" Curr. Opin. Struct. Biol. 5:752-757; (1995) Biochem. Soc . Trans- act. 23:877-902). Die Purin- und Pyrimidinbasen, Nukleoside und Nukleotide haben jedoch auch andere Einsatzmöglichkeiten: als Zwischenprodukte bei der Biosysnthese verschiedener Feinchemikalien (z.B. Thiamin, S-Adenosyl-methionin, Folate oder Riboflavin) , als Energieträger für die Zelle (bspw. ATP oder GTP) und für Chemikalien selbst, die gewöhnlich als Geschmacksverstärker (bspw. IMP oder GMP) oder für viele medizinische Anwendungen verwendet werden (siehe bspw. Kuninaka, A., (1996) "Nucleotides and Related Compounds in Biotechnology Bd. 6, Rehm et al., Hrsg. VCH: Weinheim, S. 561-612). Enzyme, die am Purin-, Pyrimidin-, Nukleo- sid- oder Nukleotid-Metabolismus beteiligt sind, dienen auch immer stärker als Ziele, gegen die Chemikalien für den Pflanzen- schütz, einschließlich Fungiziden, Herbiziden und Insektiziden, entwickelt werden.
Der Metabolismus dieser Verbindungen in Bakterien ist charakteri- siert worden (für Übersichten siehe bspw. Zalkin, H. und Dixon, J.E. (1992) "De novo purin nucleotide biosynthesis" in Progress in Nucleic Acids Research and Molecular Biology, Bd. 42, Academic Press, S. 259-287; und Michal, G. (1999) "Nucleotides and Nucleo- sides"; Kap. 8 in: Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, Wiley, New York) . Der Purin-Metabolismus, das Objekt intensiver Forschung, ist für das normale Funktionieren der Zelle essentiell . Ein gestörter Purin-Metabolismus in höheren Tieren kann schwere Erkrankungen verursachen, bspw. Gicht. Die Purinnukleotide werden aus Ribose-5-phosphat über eine Reihe von Schritten über die Zwischenverbindung Inosin-5' -phosphat (IMP) synthetisiert, was zur Produktion von Guanosin-5 ' -mono- phosphat (GMP) oder Adenosin-5'-monophosphat (AMP) führt, aus denen sich die als Nukleotide verwendeten Triphosphatformen leicht herstellen lassen. Diese Verbindungen werden auch als Energies- peicher verwendet, so daß ihr Abbau Energie für viele verschiedene biochemische Prozesse in der Zelle liefert. Die Pyrimidin- biosynthese erfolgt über die Bildung von Uridin-5 ' -monophosphat (UMP) aus Ribose-5-phosphat . UMP wiederum wird in Cytidin-5 ' -triphosphat (CTP) umgewandelt. Die Desoxyformen sämtlicher Nukleo- tide werden in einer Einschritt-Reduktionsreaktion aus der Di- phosphat-Riboseform des Nukleotides zur Diphosphat-Desoxyribose- form des Nukleotides hergestellt. Nach der Phosphorylierung können diese Moleküle an der DNA-Synthese teilnehmen.
D. Trehalose-Metabolismus und Verwendungen
Trehalose besteht aus zwei Glucose olekülen, die über eine Ct,α-1, 1-Bindung miteinander verknüpft sind. Sie wird gewöhnlich in der Nahrungsmittelindustrie als Süßstoff, als Additiv für ge- trocknete oder gefrorene Nahrungsmittel sowie in Getränken verwendet. Sie wird jedoch auch in der pharmazeutischen Industrie, der Kosmetik- und Biotechnologie-Industrie angewendet (s. bspw. Nishimoto et al., (1998) US-Patent Nr. 5 759 610; Singer, M.A. und Lindquist, S. (1998) Trends Biotech. 16:460-467; Paiva, C.L.A. und Panek, A.D. (1996) Biotech Ann. Rev. 2:293-314; und Shiosaka, M. (1997) J. Japan 172:97-102). Trehalose wird durch Enzyme von vielen Mikroorganismen produziert und auf natürliche Weise in das umgebende Medium abgegeben, aus dem sie durch im Fachgebiet bekannte Verfahren gewonnen werden kann. II. Genetische Stabilität , Proteinsynthese und Proteinsekretion in C. glutamicum
Die Produktion einer gewünschten Verbindung von einer Zelle, wie C. glutamicum, ist die Kulmination einer großen Zahl an getrennten und trotzdem miteinander verknüpften Prozessen, von denen jeder für die Gesamtproduktion und die Freisetzung der Verbindung aus der Zelle entscheidend ist. Bei der Veränderung einer Zelle, so daß sie eine oder mehrere Chemikalien überproduziert, muß je- der dieser Prozesse berücksichtigt werden, um zu gewährleisten, daß die biochemische Maschinerie der Zelle mit dieser genetischen Manipulation kompatibel ist. Besonders bedeutende zelluläre Mechanismen umfassen die Stabilität das/der veränderten Gen(s/e) beim Einbringen in die Zelle, die Fähigkeit der mutierten Gens, richtig transkribiert und translatiert zu werden (einschließlich der Codonverwendung) und die Fähigkeit des mutierten Proteinproduktes, richtig gefaltet und/oder sezerniert zu werden.
Bakterielle Reparatur- und Rekombinationssysteme
Zellen sind ständig nukleinsäureschädigenden Agenzien, wie UV-Bestrahlung, Sauerstoffradikale und Alkylierung, ausgesetzt. Ferner ist sogar die Wirkung von DNA-Polymerasen nicht fehlerfrei. Die Zellen müssen ein Gleichgewicht zwischen der genetischen Stabili- tat (die gewährleistet, daß Gene, die für zelluläre Funktionen notwendig sind, nicht während des normalen Wachstums und Stoffwechsels beschädigt werden) und der genetische Variabilität (die es den Zellen ermöglicht, sich an eine sich ändernde Umwelt anzupassen) aufrechterhalten. Daher gibt es in den meisten Zellen ge- trennte, aber miteinander zusammenhängende Wege für die DNA-Reparatur und DNA-Rekombination. Ersterer dient der strikten Korrektur von Fehlern in DNA-Molekülen durch entweder das direkte Rückgängigmachen der Schädigung oder durch Ausschneiden des geschädigten Bereichs und Ersetzen durch die korrekte Sequenz. Das letztere Rekombinationssystem repariert auch Nukleinsäuremoleküle, aber nur solche Schäden, die zu einer Schädigung in beiden DNA-Strängen führen, so daß kein Strang als Matrize zur Korrektur des anderen verwendet werden kann. Die Rekombinationsreparatur und die SOS-Reaktion können leicht zu Inversionen, Deletionen oder anderen genetischen Umlagerungen innerhalb des oder um den beschädigten Bereich führen, was wiederum einen bestimmten Grad an genomischer Instabilität fördert, der zur Fähigkeit der Zelle, sich an ändernde Umgebungen oder Streß anzupassen, beitragen kann. High-fidelity-Reparaturmechanismen beinhalten das direkte Rückgängigmachen des DNA-Schadens und das Ausschneiden des Schadens und die Resynthese unter Verwendung der im Gegenstrang codierten Information. Das direkte Rückgängigmachen des Schadens erfordert ein Enzym mit einer Aktivität, die das Gegenteil desjenigen bewirkt, was ursprünglich die DNA beschädigt hat. Beispielsweise kann eine unrichtige Methylierung von DNA durch die Wirkung von DNA-Reparatur-Methyltransferasen korrigiert werden, und durch UV- Bestrahlung erzeugte Nukleotiddimere können durch die Aktivität der Desoxyribodipyrimidinphotolyase repariert werden, die in Gegenwart von Licht das Dimer wieder in die entsprechenden Nukleotide spaltet (s. Michal, G. (1999) Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, Wiley: New York, und die darin zitierten Literaturstellen) .
Die genaue Reparatur größerer Schäden erfordert spezialisierte Reparaturmechanismen. Dazu gehören die Mismatch-Reparatur- und die Ausschneide-Reparatursysteme. Die Beschädigung einer einzelnen Base kann durch eine Reihe von Spaltungsreaktionen korrigiert werden, wobei zuerst die Zuckerbindung gespalten wird, gefolgt von Spaltung des DNA-Rückgrats an der beschädigten Stelle und Entfernen der beschädigten Base selbst. Schließlich bewirken DNA- Polymerase und DNA-Ligase das Auffüllen und Versiegeln der Lücke unter Verwendung des zweiten DNA-Strangs als Matrize. Ein erhe- blicherer DNA-Schaden, der zu einer veränderten Konformation der Doppelhelix führt, wird durch das ABC-System korrigiert, bei dem Helicase II, DNA-Polymerase I, die UvrA-, UvrB- und UvrC-Proteine zusammen die Doppelhelix an der beschädigten Stelle einzelsträn- gig spalten, den beschädigten Bereich auf ATP-abhängige Weise aufwinden, den beschädigten Bereich ausschneiden und den fehlenden Bereich mit dem anderen Strang als Matrize auffüllen. Schließlich versiegelt die DNA-Ligase den Einzelstrangbruch. Spezifische Reparatursysteme gibt es auch für G-T-Mismatches (an denen das Vsr-Protein beteiligt ist) und für kleine Deletions-/In- sertionsfehler aufgrund der falschen Reparatur der beiden Stränge (an denen der methylierungsgesteuerte Weg beteiligt ist) .
Es gibt auch Low-fidelity-ReparaturSysteme, die gewöhnlich zur Korrektur sehr ausgedehnter DNA-Schäden bei Bakterien verwendet werden. DoppelStrangreparatur und Rekombination erfolgen bei Vorliegen einer Schädigung, die beide DNA-Stränge betrifft. In dieser Situation ist es unmöglich, den Schaden unter Verwendung des anderen Strangs als Matrize zu reparieren. Somit beinhaltet das Reparatursystem ein Doppel-Crossover-Ereignis zwischen dem be- schädigten Bereich und einer anderen Kopie des Bereichs auf einem homologen DNA-Molekül. Dies ist möglich, da sich Bakterien so schnell teilen, daß eine zweite Kopie der genomischen DNA gewöhn- lieh verfügbar ist, bevor die Zellteilung tatsächlich stattfindet. Dieses Crossover-Ereignis kann leicht zu Inversionen, Duplikationen, Deletionen, Insertionen und anderen genetischen Umlagerungen führen und erhöht so insgesamt die genetische Instabi- lität des Organismus .
Die SOS-Reaktion wird aktiviert, wenn eine ausreichende Schädigung in der DNA vorliegt, daß die DNA-Polymerase III anhält und nicht mit der Replikation fortfahren kann. Unter diesen Umständen ist einzelsträngige DNA zugegen. Das RecA-Protein wird durch Bindung an einzelsträngige DNA aktiviert, und diese aktivierte Form führt zur Aktivierung des LexA-Repressors , wodurch der Transkriptionsblock von mehr als 20 Genen aufgehoben wird, einschließlich UvrA, UvrB, UvrC, Helicase II, DNA pol III, UmuC und UmuD. Die kombinierten Aktivitäten dieser Enzyme bewirken ein ausreichendes Auffüllen des Lückenbereichs, daß DNA pol III die Replikation wieder aufnehmen kann. Diese Lücken werden jedoch mit Basen aufgefüllt, die nicht vorliegen sollten; somit führt dieser Reparaturtyp zu einer fehleranfälligen Reparatur, was insgesamt zur ge- netischen Instabilität in der Zelle beiträgt.
B. Transposons
Die oben genannten Systeme mit High- oder Low-fidelity sollen DNA-Schäden reparieren. Unter bestimmten Umständen kann diese Reparatur zusätzliche Genumlagerungen umfassen. Viele Bakterienzellen haben außerdem Mechanismen, die spezifisch solche Genumlagerungen verursachen sollen. Besonders gut bekannte Beispiele für solche Mechanismen sind die Transposons.
Transposons sind genetische Elemente, die von einer Stelle zu einer anderen entweder innerhalb eines Chromosoms oder zwischen einem Stück extrachromosomaler DNA (z.B. einem Plasmid) und einem Chromosom wandern können. Die Transposition auf auf mehrere Wei- sen erfolgen; beispielsweise kann das transponierbare Element aus der Donorstelle ausgeschnitten und in die Zielstelle integriert werden (nicht-replikative Transposition) , oder das transponierbare Element kann alternativ von der Donorstelle zur Zielstelle dupliziert werden, was zwei Kopien des Elements ergibt (replika- tive Transposition) . Gewöhnlich gibt es keine Sequenzverwandt- schaft zwischen der Donor- und der Zielstelle.
Dieses Transpositionsereignis hat eine Vielzahl möglicher Ergebnisse. Die Integration eines transposablen Elementes in ein Gen disrumpiert das Gen, was dessen Funktion gewöhnlich völlig ausschaltet . Ein Integrationsereignis , das in der das Gen umgebenden DNA stattfindet, kann nicht die codierende Sequenz selbst stören, aber eine grundlegende Auswirkung auf die Regulation des Gens und somit auf seine Expression haben. Rekombinationsereignisse zwischen zwei Kopien eines transposablen Elementes, das sich in verschiedenen Abschnitten des Genoms befindet, können zu Deletionen, Duplikationen, Inversionen, Transpositionen oder Amplifikationen von Segmenten des geno s führen. Es ist auch möglich, daß verschiedene Replikons fusionieren.
Die einfachsten transposonartigen genetischen Elemente werden als Insertions- (IS-) Elemente bezeichnet. IS-Elemente enthalten einen Nukleotidbereich variabler Länge (aber gewöhnlich weniger als 1500 Basen) , der keine codierenden Bereiche enthält und an jedem ende von Inverted Repeats umgeben ist. Da das IS-Element keine Proteine codiert, deren Aktivität nachgewiesen werden kann, wird das Vorliegen eines IS-Elementes gewöhnlich nur aufgrund eines Funktionsverlustes von einem oder mehreren Genen, in die das IS- Element inseriert ist, beobachtet.
Transposons sind mobile genetische Elemente, die im Gegensatz zu IS-Elementen von Repeats begrenzte Nukleinsäuresequenzen enthalten, die ein oder mehrere Proteine codieren können. Es ist nicht ungewöhnlich, daß diese Repeatbereiche aus IS-Elementen bestehen. Die vom Transposon codierten Proteine sind gewöhnlich Transposa- sen (Proteine, die die Wanderung des Transposons von einer Stelle zur anderen katalysieren) und Antibiotika-Resistenzgene. Die Mechanismen und die Regulation der transposablen Elemente sind im Fachgebiet bekannt und wurden zumindest bspw. beschrieben in: Lengeier et al. (1999) Biology of Prokaryotes, Thieme Verlag: Stuttgart, S. 375-361; Neidhardt et al . (1996) Escherichia coli and Salmonella, ASM Press: Washington, D.C.; Sonenshein, Al.L., et al . , Hrsg. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press, Washington, D.C.; Voet, D., und Voet, J.G. (1992) Biochemie, VCH: Weinheim, S. 985-990; Brock, T.D., und Madigan, M.T. (1991) Biology of Mo- croorganisms, 6. Aufl. Prentice Hall: New York, S. 267-269; und Kleckner, N. (1990) "Regulation of transposition in bacteria", Annu. Rev. Bioche . 61:297-327.
C. Transkription
Die Genexpression in Bakterien wird hauptsächlich auf der Ebene der Transkription reguliert. Der Transkriptionsapparat besteht aus einer Reihe von Proteinen, die man in zwei Gruppen einteilen kann: RNA-Polymerase (das operierende DNA-transkribierende Enzym) und Sigma-Faktoren (die die Gentranskription regulieren, indem sie die RNA-Polymerase zu spezifischer Promotor-DNA-Sequenzen lenken, die diese Faktoren erkennen) . Die Kombination von RNA-Polymerase und Sigma-Faktoren erzeugt das RNA-Polymerase-Holoenzym, einen aktivierten Komplex. Gram-positive Bakterien, wie Coryne- bakterien, enthalten nur einen Typ der RNA-Polymerase, aber eine Anzahl verschiedener Sigma-Faktoren, die für verschiedene Promotoren, Wachstumsphasen, Umweltbedingungen, Substrate, Sauerstoff- spiegel, Transportprozesse und dgl. Spezifisch sind, wodurch sich der Organismus an verschiedene Umwelt- und Stoffwechselbedingungen anpassen kann.
Promotoren sind spezifische DNA-Sequenzen, die als Andoσkstellen für das RNA-Polymerase-Holoenzym dienen. Viele Promotorelemente besitzen konservierte Sequenzelemente, die durch Homologiesuchen erkannt werden können; alternativ können Promotorbereiche für ein bestimmtes Gen unter Verwendung von Standard-Techniken, wie Pri- merextension, identifiziert werden. Viele Promotorbereiche von gram-positiven Bakterien sind bekannt (s. z.B. Sonenshein, A.L., Hoch, J.A., und Losick, R. , Hrsg. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press: Washington, D.C.).
Die Promotor-Transkriptionskontrolle wird durch mehrere Repres- sions- oder Aktivierungsmechanismen beeinflußt. Spezifische regulatorische Proteine, die an Promotoren binden, haben die Fähigkeit, die Bindung des RNA-Holoenzyms zu blockieren (Represso- ren) oder diese zu unterstützen (Aktivatoren) und so die Transkription zu regulieren. Die Bindung dieser Repressor- und Akti- vatormoleküle wird wiederum durch ihre Wechselwirkungen mit anderen Molekülen, wie Proteinen oder anderen Stoffwechselverbindun- gen, reguliert. Die Transkription kann alternativ durch Faktoren reguliert werden, die Prozesse, wie die Elongation oder Termina- tion beeinflussen (s. z.B. Sonenshein, A.L., Hoch, J.A. , und Lo- sick, R. , Hrsg. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press: Washington, D.C.). Durch die Fähigkeit, die Transkription von Genen als Reaktion auf eine Vielzahl von Umwelt- oder Stoffwechselzeichen zu regulieren, können die Zellen genau steuern, wann ein Gen expri- iert werden kann und wieviel eines Genproduktes in der Zelle zu einem Zeitpunkt vorliegen kann. Dies verhindert wiederum die unnötige Verschwendung von Energie oder die unnötige Verwendung möglicherweise rarer Zwischenverbindungen oder Cofaktoren.
D. Translation und Aminoacyl-tRNA-Synthetasen
Die Translation ist der Prozeß, durch den ein Polypeptid aus Aminosäuren gemäß der in einem RNA-Molekül enthaltenen Information synthetisiert wird. Die Hauptkomponenten dieses Prozesses sind Ribosomen und spezifische Initiations- oder Elongationsfaktoren, wie IF1-3, ERFINDUNGSGEMÄSS-G und EFTu (s. z.B. Sonenshein, A.L., Hoch, J.A., und Losick, R. , Hrsg. (1993) Bacillus subtilis, ASM Press: Washington, D.C.).
Jedes Codon des mRNA-Moleküls codiert eine bestimmte Aminosäure. Die Umwandlung von mRNA in Aminosäure wird durch Transfer-RNA- (tRNA-) Moleküle durchgeführt. Diese Moleküle bestehen aus einem RNA-Einzelstrang (zwischen 60 und 100 Basen) , der in einer L-för- igen dreidimensionalen Struktur mit hinausragenden Bereichen oder "Armen" vorliegt. Einer dieser Arme bildet Basenpaare mit einer bestimmten Codonsequenz auf dem mRNA-Molekül . Ein zweiter Arm interagiert spezifisch mit einer bestimmten Aminosäure (die vom Codon codiert wird) . Andere tRNA-Arme umfassen den variablen Arm, den TΨC-Arm (der Thymidylat- und Pseudouridylatmodifikatio- nen trägt) und den D-Arm (der eine Dihydrouridinmodifikation trägt) . Die Funktion dieser letzteren Strukturen ist immer noch unbekannt, aber ihre Konservierung zwischen den tRNA-Molekülen legt eine Rolle bei der Proteinsynthese nahe.
Damit das auf Nukleinsäure basierende tRNA-Molekül sich mit der korrekten Aminosäure paart, muß eine Familie von Enzymen, die als Aminoacyl-tRNA-Synthetasen bezeichnet werden, wirken. Es gibt viele verschiedene dieser Enzyme, und jedes ist spezifisch für eine bestimmte tRNA und eine bestimmte Aminosäure. Diese Enzyme binden das 3'-Hydroxyl der endständigen tRNA-Adenosin-Ribose-Ein- heit in einer Zwei-Schritt-Reaktion an die Aminosäure. Zuerst wird das Enzym durch Reaktion mit ATP und der Aminosäure aktiviert, woraus ein Aminoacyl-tRNA-Synthetase-Aminoacyl-Adenylat- Komplex resultiert. Zweitens wird die Aminoacylgruppe vom Enzym auf die Ziel-tRNA übertragen, an der sie in einem energiereichen Zustand bleibt. Die Bindung des tRNA-Moleküls an sein Erkennungs- codon auf dem mRNA-Molekül bringt dann die an die tRNA gebundene energiereiche Aminosäure in Kontakt mit dem Ribosom. Innerhalb des Riboso s besetzt die Aminosäure-beladene tRNA (Aminoacyl- tRNA) eine Bindungsstelle (die A-Stelle) neben einer zweiten Stelle (der P-Stelle) , die ein tRNA-Molekül trägt, dessen Aminosäure an die naszierende Polypeptidkette gebunden ist (Peptidyl- tRNA) . Die aktivierte Aminosäure an der Aminoacyl-tRNA ist ausreichend reaktiv, daß sich spontan eine Peptidbindung zwischen dieser Aminosäure und der nächsten Aminosäure an der naszierenden Polypeptidkette bildet. Die GTP-Hydrolyse liefert die Energie zum Transfer der jetzt mit der Polypeptidkette beladenen tRNA von der A-Stelle zur P-Stelle des Ribosoms, und der Prozeß wiederholt sich, bis ein Stopcodon erreicht wird.
Es gibt eine Reihe verschiedener Schritte, an denen die Translation reguliert werden kann. Dazu gehören die Bindung des Ribosoms an mRNA, das Vorliegen von mRNA-Sekundärstruktur, die Codonver- Wendung oder die Häufigkeit bestimmter tRNAs. Auch spezielle Regulationsmechanismen, wie Attenuation, können auf der Translationsebene wirken. Eine tiefgreifende Übersicht über viele dieser Mechanismen s. z.B. in Vellanoweth, R.L. (1993) "Translation and 5 its Regulation", in: Bacillus subtilis and other Gram Positive Bacteria, Sonenshein, A.L., et al., Hrsg., ASM Press: Washington, D.C., S. 699-711 und die darin zitierten Literaturstellen.
E. Proteinf ltung und -Sekretion
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Die Synthese von Proteinen durch das Ribosom führt zu Polypeptid- ketten, die eine dreidimensionale Form annehmen müssen, bevor das Protein normal funktionieren kann. Die dreidimensionale Struktur wird durch einen Faltungsprozeß erzielt. Polypeptidketten sind
15 flexibel und bewegen sich (im Prinzip) leicht und frei in Lösung, bis sie eine Konformation annehmen, die zu einer stabilen dreidimensionalen Struktur führt. Manchmal ist es jedoch für Proteine schwierig, sich richtig zu falten, entweder aufgrund der Umweltbedingungen (z.B. hohe Temperatur, bei der die im System vorhan-
20 dene kinetische Energie es dem Protein schwieriger macht, in das Energieloch einer stabilen Struktur zu fallen) oder aufgrund der Art des Proteins selbst (z.B. neigen hydrophobe Bereiche in nahe beieinander befindlichen Proteinen zur Aggregation, wodurch sie sich selbst aus wäßrigen Lösungen ausfällen) .
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Proteinartige Faktoren sind identifiziert worden, die die Faltung von Proteinen katalysieren, begleiten oder anderweitig unterstützen können und co- oder posttranslational synthetisiert werden. Zu diesen Proteinfaltungsmolekülen gehören die Prolyl-Peptidyl-
30 Isomerasen (z.B. Trigger-Faktor, Cyclophilin und FKBP-Homologa) sowie Proteine der Hitzeschockprotein-Gruppe (z.B. DnaK, DnaJ, GroEL, kleine Hitzeschockproteine, HtpG und Mitglieder der Clp- Familie (z.B. ClpA, ClpB, ClpW, ClpP und ClpX) . Viele dieser Proteine sind für die Lebensfähigkeit von Zellen wichtig: zusätzlich
35 zu ihrer Funktion bei der Proteinfaltung, -translokation und - prozessierung dienen sie häufig als Ziele für die Gesamtregulation der Proteinsynthese (s. z.B. Bukau, B. (1993) Molecular Mi- crobiology 9 (4) :671-680; Bukau, B., und Horwich, A.L. (1998) Cell 92(3) .-351-366; Hesterkamp, T., Bukau, C. (1996) FEBS Lett.
40 389(1) :32-34; Yaron, A., Naider, F. (1993) Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology 28{1):31-81; Scheibel, R. , Buchner, J. (1998) Biochemical Pharmacology 56 (6) : 675-682 ; Ellis, R.J., Hartl, F.U. (1996) FASEB Journal 10 (1) .20-26; Wawrzynow, A., et al. (1996) Molecular Micorbiology 21 (5) :895-899; Ewalt,
45 K.L., et al. (1997) Cell 90 (3) .-491-500) . Die bisher identifizierten Chaperone wirken auf zwei Weisen: sie binden entweder an Polypeptide und stabilisieren diese oder sie stellen eine Umgebung bereit, in der die Faltung ohne Störung stattfinden kann. Die erstere Gruppe, einschließlich z.B. DnaK, DnaJ und der Hitzeschockproteine, bindet direkt an das naszie- rende oder falsch gefaltete Polypeptid, häufig begleitet von ATP- Hydrolyse. Die Bindung des Chaperons verhindert, daß das Polypeptid mit anderen Polypeptiden aggregiert, und kann die Auflösung dieser Aggregate, wenn sie sich bereits gebildet haben, er- zwingen. Nach der Wechselwirkung mit einem zweiten Chaperon GrpE
(das das Auftreten eines ADP-ATP-Austauschs ermöglicht) wird das
Polypeptid im Molten-globule-Zustand freigesetzt und kann sich falten. Wenn eine falsche Faltung auftritt, binden die Chaperone wieder an das falsch gefaltete Protein und erzwingen seine Rück- kehr in einen ungefalteten Zustand. Dieser Zyklus kann wiederholt werden, bis das Protein korrekt gefaltet ist. Im Gegensatz zur ersten Chaperongruppe, die einfach an das Polypeptid bindet, bindet die zweite Gruppe (z.B. GroEL/ES) nicht nur an das Polypeptid, sondern umgibt es vollständig, so daß es vor der Umgebung geschützt ist. Der GroEL/ES-Komplex besteht aus zwei aufeinander- gestapelten 14-gliedrigen Ringen mit einer hydrophoben inneren Oberfläche und einem "Deckel" aus einem 7-gliedrigen Ring. Das Polypeptid wird in einer ATP-abhängigen Reaktion in den Kanal im Zentrum dieses Komplexes gezogen, wo es sich ohne Störung durch andere Polypeptide falten kann. Falsch gefaltete Proteine werden nicht aus dem Komplex freigesetzt .
Ein wichtiger Schritt bei der Proteinfaltung ist die Bildung von Disulfidbindungen. Diese Bindungen, entweder innerhalb einer Un- tereinheit oder zwischen Untereinheiten von Proteinen, sind für die Proteinstabilität wichtig. Disulfidbindungen bilden sich leicht in wäßriger Lösung, und es ist schwierig, eine falsche Di- sulfidbrückenbildung ohne Hilfe einer reduzierenden Umgebung rückgängig zu machen. Zur Unterstützung dieses Prozesses der kor- rekten Disulfidbrückenbildung findet man im Cytosol der meisten Zellen thiolhaltige Moleküle, wie Glutathion oder Thioredoxin und ihre entsprechenden Oxidations-/Reduktionssysteme (Loferer, H. , Hennecke, H. (1994) Trends in Biochemical Sciences 19(4) .169-171) .
Zu bestimmten Zeiten ist jedoch die Faltung naszierender Polypeptidkette nicht wünschenswert, bspw. wenn diese Proteine sezer- niert werden sollen. Der Faltungsprozeß führt gewöhnlich dazu, daß die hydrophoben Bereiche des Proteins sich im Zentrum des Proteins, entfernt von der wäßrigen Lösung, befinden und die hydrophilen Bereiche an den äußeren Oberflächen des Proteins präsentiert werden. Diese Konformationsanordnung erzeugt zwar eine höherer Stabilität für das Protein, erschwert aber die Transloka- tion des Proteins über Membranen, da der hydrophobe Kern der Membran an sich inkompatibel mit dem hydrophilen Äußeren des Proteins ist. So werden die von der Zelle synthetisierten Proteine, 5 die zum Äußeren der Zelle sezerniert werden müssen (z.B. Zello- berflächenenzyme und Me branrezeptoren) oder die in die Membran selbst inseriert werden müssen (z.B. Transporterproteine und Kanalproteine) , gewöhnlich vor der Faltung sezerniert oder inseriert. Die gleichen Chaperone, die die Aggregation naszierender
10 Polypeptidketten verhindern, verhindern auch die Faltung von Po- lypeptiden, bis sie nicht mehr gebraucht werden. Somit können diese Proteine naszierende Polypeptidketten zu einem geeigneten Ort in der Zelle "eskortieren", wo sie entweder entfernt werden, so daß die Faltung möglich wird, oder das Protein auf ein Trans-
15 portSystem übertragen, das entweder das Polypeptid sezerniert oder seine Insertion in eine Membran unterstützt.
Im Verlauf der Evolution hat sich eine spezialisierte Proteinmaschinerie gebildet, die Proteine mit spezifischen Prosequenzen
20 (die später durch Spaltung aus dem Protein entfernt werden) erkennt, bindet, Transportiert und prozessiert. Die Maschinerie besteht aus einer Reihe von Proteinen, die man gemeinsam als sec (Typ-II-Sekretions-) System bezeichnet (eine Übersicht s. in Gilbert, M. , et al. (1995) Critical Reviews in Biotechnology
25 15(l):13-39 und den Literaturstellen darin; Freudl, R. (1992) Journal of Biotechnology 23 (3) : 231-240 und Literaturstellen darin,- Neidhardt, F.C., et al. (1996) E. coli and Salmonella, ASM Press: Washington, D.C., S. 967-978; Binet, R. , et al. (1997) Gene 192(1): 7-11 und Rapoport, T.A. (1986) Critical Reviews in
30 Biochemistry 20(1): 73-137 und Literaturstellen darin). Das sec- Syste besteht aus Chaperonen (z.B. SecA und SecB) , integralen Membranproteinen, die auch als Translokasen bezeichnet werden (z.B. SecY, SecE und SecG) und Signalpeptidasen (z.B. LepB) . Das naszierende Polypeptid mit einer prosequenz, die zur Sekretion
35 führt, wird von SecB gebunden, das es an SecA an der inneren Oberfläche der Zellmembran übergibt. SecA bindet an die Prosequenz und inseriert nach ATP-Hydrolyse in die Membran und zwingt auch einen Teil des Polypeptids durch die Membran. Der Rest des Polypeptids wird durch einen Komplex aus Translokasen, wie SecY, 0 SecE und SecG, durch die Membran geleitet. Schließlich spaltet die Signalpeptidase die Prosequenz ab, und das Polypeptid befindet sind frei auf der extrazellulären Seite der Membran, wo es sich spontan faltet.
5 Auch See-unabhängige Sekretionsmechanismen sind bekannt. Beispielsweise umfaßt der Signalerkennungspartikel-abhängige Weg die Bindung eines Signalerkennungspartikel- (SRP-) Proteins an das naszierende Polypeptid während seiner Synthese, wodurch das Ribo- som anhält . Ein Rezeptor für SRP an der inneren Oberfläche der Membran bindet dann den Ribosom-Polypeptid-SRP-Komplex. GTP-Hydrolyse liefert die Energie, die zur Übertragung des Komplexes auf den sec-Translokase-Komplex nötig ist, an dem das Polypeptid während seiner Synthese durch das Ribosom über die Membran geleitet wird. Bekanntlich existieren andere, für nur wenige Proteine spezifische Sekretionsmechanismen.
III. Elemente und Verfahren der Erfindung
Die vorliegende Erfindung beruht zumindest teilweise auf der Entdeckung von neuen Molekülen, die hier als SES-Nukleinsäure- und Proteinmoleküle bezeichnet werden und an der Reparatur oder Re- kombination von DNA in C. glutamicum, Transposition oder anderen Umlagerung von C. glutaicurπ-DNA, Genexpression in C. glutamicum (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion diese Mikroorganismus teilnehmen. In einer Ausführungsform nehmen die SES-Moleküle an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teil. In einer bevorzugten Ausführungsform hat die Aktivität der erfindungsgemäßen SES-Moleküle bezüglich der Repara- tur oder Rekombination von DNA, Transposition von DNA, Genexpression, Proteinfaltung oder Proteinsekretion eine Auswirkung auf die Produktion einer gewünschten Feinchemikalie durch diesen Mikroorganismus . In einer besonders bevorzugten Ausführungsform ist die Aktivität der erfindungsgemäßen SES-Moleküle moduliert, so daß auch die Aktivität der C. glutamicum-Zellprozesse, an denen die erfindungsgemäßen SES-Proteine beteiligt sind, (z.B. Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von DNA, Genexpression, Proteinfaltung oder Proteinsekretion) verändert ist, was direkt oder indirekt zu einer Modulation der Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der Produktion einer gewünschten Feinchemikalie durch C. glutamicum führt.
Der Begriff "SES-Protein" oder "SES-Polypeptid" umfaßt Proteine, die an einer Reihe von Zellprozessen beteiligt sind, die zur ge- netischen Stabilität, Genexpression, Proteinfaltung oder Proteinsekretion von C. glutamicum in Beziehung stehen. Beispielsweise kann ein SES-Protein an der DNA-Reparatur oder an Rekombinations- mechanismen bei C. glutamicum, Umlagerungen des genetischen Materials von C. glutamicum (wie den von Transposons vermittelten) , der Transkription oder Translation von Genes in diesem Mikroorganismus, bei der Vermittlung der Proteinfaltung in C. glutamicum (wie der Aktivität von Chaperonen) oder der Sekretion von Protei- nen aus C. glutamicum-Zellen (z.B. am sec-System) beteiligt sein. Beispiele für SES-Proteine umfassen solche, die von den in Tabelle 1 und Anhang A aufgeführten SES-Genen codiert werden. Die Ausdrücke "SES-Gen" oder "SES-Nukleinsäuresequenz" umfassen Nu- kleinsäuresequenzen, die ein SES-Protein codieren, das aus einem codierenden Bereich und entsprechenden untranslatierten 5 ' - und 3 ' -Sequenzbereichen besteht. Beispiele für SES-Gene sind die in Tabelle 1 aufgelisteten. Die Begriffe "Produktion" oder "Produktivität" sind im Fachgebiet bekannt und beinhalten die Konzentra- tion des Fermentationsproduktes (bspw. der gewünschten Feinchemikalie) , das innerhalb einer festgelegten Zeitspanne und eines festgelegten Fermentationsvolumens gebildet wird (bspw. kg Produkt pro Std. pro 1) . Der Begriff "Effizienz der Produktion" umfaßt die Zeit, die zur Erzielung einer bestimmten Produktions- menge nötig ist (bspw. wie lange die Zelle zur Aufrichtung einer bestimmten Ausstoßrate einer Feinchemikalie benötigt) . Der Begriff "Ausbeute" oder "Produkt/Kohlenstoff-Ausbeute" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt die Effizienz der Umwandlung der Kohlenstoffquelle in das Produkt (d.h. die Feinchemikalie) . Dies wird bspw. gewöhnlich ausgedrückt als kg Produkt pro kg Kohlenstoffquelle. Durch Vergrößern der Ausbeute oder Produktion der Verbindung wird die Menge der gewonnenen Moleküle oder der geeigneten gewonnenen Moleküle dieser Verbindung in einer bestimmten Kulturmenge über einen festgelegten Zeitraum erhöht. Die Begriffe "Biosynthese" oder "Biosyntheseweg" sind im Fachgebiet bekannt und umfassen die Synthese einer Verbindung, vorzugsweise einer organischen Verbindung, durch eine Zelle aus Zwischenverbindungen, bspw. in einem Mehrschritt- oder stark regulierten Prozeß. Die Begriffe "Abbau" oder "Abbauweg" sind im Fachgebiet bekannt und umfassen die Spaltung einer Verbindung, vorzugsweise einer organischen Verbindung, durch eine Zelle in Abbauprodukte (allgemeiner gesagt, kleinere oder weniger komplexe Moleküle) , bspw. in einem Mehrschritt- oder stark regulierten Prozeß. Der Begriff "Metabolismus" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt die Gesamt- heit der biochemischen Reaktionen, die in einem Organismus stattfinden. Der Metabolismus einer bestimmten Verbindung (z.B. der Metabolismus einer Aminosäure, wie Glycin) umfaßt dann sämtliche Biosynthese-, Modifikations- und Abbauwege in der Zelle, die diese Verbindung betreffen. Der Begriff "DNA-Reparatur" ist im Fachgebiet bekannt und beinhaltet zelluläre Mechanismen, durch die Fehler in der DNA (entweder aufgrund von Schäden, wie, aber nicht beschränkt auf Ultraviolettbestrahlung, Methylasen, Low-fi- delity-Replikation oder Mutagene) ausgeschnitten und korrigiert werden. Der Ausdruck "Rekombination" oder "DNA-Rekombination" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt zelluläre Mechanismen, durch die ausgedehnte DNA-Schäden, die beide Stränge eines DNA-Moleküls betreffen, durch homologe Rekombination mit einer anderen unbeschä- digten Kopie des DNA-Moleküls innerhalb der gleichen Zelle korrigiert werden. Diese Reparaturen sind gewöhnlich low-fidelity und können zu Genumlagerungen führen. Der Begriff "Transposon" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt ein DNA-Element, das zufallsgemäß in das Genom eines Organismus inserieren kann und zur Disruption von Genen oder ihrer regulatorisehen Bereiche oder zu Duplikatio- nen, Inversionen, Deletionen und anderen Genumlagerungen führen kann. Der Begriff "Proteinfaltung" ist im Fachgebiet bekannt und umfaßt die Wanderung einer Polypeptidkette durch mehrere dreidi- mensionale Konfigurationen, bis die stabile, aktive, dreidimensionale Konfiguration erzielt wird. Die Bildung von Disulfidbin- dungen und die Sequestrierung hydrophober Bereich aus der umgebenden wäßrigen Lösung liefern einige der Antriebskräfte für diesen Proteinfaltungsprozeß, und die korrekte Faltung kann durch die Aktivität von Chaperonen verstärkt werden. Die Begriffe "Sekretion" oder "Proteinsekretion" sind im Fachgebiet bekannt und umfassen die Bewegung von Proteinen vom Inneren der Zelle zum Äußeren der Zelle in einem Mechanismus, bei dem ein System von Sekretionsproteinen ihren Durchtritt über die Zellmembran zum Äu- ßeren der Zelle ermöglicht.
Die erfindungsgemäßen SES-Moleküle sind in einer anderen Ausfüh- rungsform befähigt, die Produktion eines gewünschten Moleküls, wie einer Feinchemikalie, in einem Mikroorganismus, wie C. gluta- micum, zu modulieren. Es gibt eine Reihe von Mechanismen, durch die die Veränderung eines erfindungsgemäßen SES-Proteins die Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der Produktion einer Feinchemikalie aus einem C. glutamicum-Sta m, der dieses veränderte Protein enthält, direkt beeinflussen kann. Zum Beispiel sollte die Modulation von Proteinen, die direkt an der Transkription oder Translation beteiligt sind (z.B. Polymerasen oder Riboso- men) , so daß ihre Anzahl oder Aktivität gesteigert wird, die zelluläre Transkription oder Translation (oder die Geschwindigkeiten dieser Prozesse) insgesamt steigern. Diese erhöhte zelluläre Ge- nexpression sollte solche Proteine umfassen, die an der Feinchemikalienbiosynthese beteiligt sind, so daß eine Steigerung der Ausbeute, Produktion oder Effizienz der Produktion einer oder mehrerer gewünschten Verbindungen erfolgen kann. Modifikationen der Transkriptions-/Translations-Proteinmaschinerie von C. gluta- micum, so daß die Regulation dieser Proteine verändert wird, kann auch die erhöhte Expression von Genen, die an der Produktion von Feinchemikalien beteiligt sind, ermöglichen. Die Modulation der Aktivität einer Reihe von Proteinen, die an der Peptidfaltung beteiligt sind, kann eine Erhöhung der Gesamtproduktion korrekt ge- falteter Moleküle in der Zelle ermöglichen, wodurch die Möglichkeit erhöht wird, daß gewünschte Proteine (z.B. Feinchemikalienbiosynthese-Proteine) richtig funktionieren können. Ferner kann es durch Mutation von an der Sekretion aus C. glutamicum beteiligten Proteinen, so daß ihre Anzahl oder Aktivität erhöht ist, möglich sein, die Sekretion einer Feinchemikalie (z.B. eines Enzyms) aus Zellen in der Fermentationskultur zu erhöhen, aus der sie leicht gewonnen werden kann.
Die genetische Modifikation der erfindungsgemäßen SES-Moleküle kann auch zu einer indirekten Modulation der Produktion einer oder mehrerer Feinchemikalien führen. Beispielsweise kann man durch Erhöhen der Anzahl oder Aktivität eines erfindungsgemäßen DNA-Reparatur- oder -Rekombinationsproteins die Fähigkeit der Zelle, eine DNA-Schädigung zu entdecken und zu reparieren, erhöhen. Dies sollte die Fähigkeit der Zelle, ein mutiertes Gen in ihrem Genom zu halten, wirksam erhöhen und dadurch die Wahr- scheinlichkeit erhöhen, daß ein gentechnologisch in C. glutamicum eingebrachtes Transgen (das z.B. ein Protein codiert, das die Biosynthese einer Feinchemikalie steigert) nicht während der Züchtung des Mikroorganismus verloren geht. Dagegen kann es durch Verringern der Anzahl oder Aktivität eines oder mehrerer DNA-Re- paratur- oder -Rekombinationsproteine möglich sein, die genetische Instabilität des Organismus zu steigern. Diese Manipulationen sollten die Fähigkeit des Organismus, durch Mutagenese modifiziert zu werden, verbessern, ohne daß die eingebrachte Mutation berichtigt wird. Das gleiche gilt für Proteine, die an der Trans- position oder Umlagerung genetischer Elemente in C. glutamicum beteiligt sind (z.B. Transposons). Durch Mutagenese dieser Proteine, so daß ihre Anzahl oder Aktivität entweder gesteigert oder verringert wird, ist es möglich, gleichzeitig die genetische Stabilität des Mikroorganismus zu steigern oder zu verringern. Dies hat eine bedeutende Auswirkung darauf, daß eine andere Mutation in C. glutamicum eingebracht und die eingebrachte Mutation beibehalten werden kann. Transposons bieten ebenfalls einen geeigneten Mechanismus, durch den die Mutagenese von C. glutamicum durchgeführt werden kann; die Duplikation gewünschter Gene (z.B. von Feinchemikalienbiosynthese-Genen) läßt sich leicht mittels Trans- posonmutagenese durchführen, wie auch die Disruption ungewünschter Gene (z.B. Gene, die am Abbau gewünschter Feinchemikalien beteiligt sind) .
Durch die Modulation eines oder mehrerer Proteine (z.B. Sigma- Faktoren) , die an der Regulation der Transkription oder Translation in Reaktion auf besondere Umweltbedingungen beteiligt sind, kann es möglich sein, die Zelle daran zu hindern, daß sie die Proteinsynthese unter ungünstigen Umweltbedingungen, wie man sie in einer Fermenterkultur im Großmaßstab antrifft, verlangsamt oder beendet. Dies sollte zu erhöhter Genexpression führen, was wiederum die gesteigerte Biosynthese gewünschter Feinchemikalien unter diesen Bedingungen ermöglichen kann. Viele dieser sezernierten Proteine haben Funktionen, die für die Zellebensfähigkeit wichtig sind (z.B. Zelloberflächenproteasen oder -Rezeptoren). Eine Änderung des Sekretionswegs, so daß diese Proteine leichter an ihren extrazellulären Ort transportiert werden, kann die Gesamtlebensfähigkeit der Zelle erhöhen und somit zu höheren Zahlen an C. glutamicum-Zellen führen, die Feinchemikalien während eine Züchtung im Großmaßstab produzieren können. Da ferner bestimmte bakterielle Proteinsekretionswege (z.B. das sec-System) bekannt- lieh auch an der Insertion von integralen Membranproteinen (z.B. Rezeptoren, Kanälen, Poren oder Transportern) in die Membran beteiligt sind, kann die Modulation der Aktivität von Proteinen, die an der Proteinsekretion aus C. glutamicum beteiligt sind, die Fähigkeit der Zelle zur Ausscheidung von Abfallprodukten oder zum Import notwendiger Metabolite beeinflussen. Ist die Aktivität dieser sekretorischen Proteine erhöht, kann ebenfalls die Fähigkeit der Zelle zur Produktion von Feinchemikalien (durch ein gesteigertes Vorliegen von Transportern/Kanälen in der Membran, die Nährstoffe importieren oder Abfallprodukte ausscheiden können) erhöht sein. Ist die Aktivität dieser sekretorischen Proteine verringert, können nicht genügend Nährstoffe zur Unterstützung der Überproduktion gewünschter Verbindungen vorhanden sein, oder Abfallprodukte können diese Biosynthese stören.
Als Ausgangspunkt zur Herstellung der erfindungsgemäßen Nuklein- säuresequenzen eignet sich das Genom eines Corynebacterium gluta- micum-Stamm.es , der von der American Type Culture Collection unter der Bezeichnung ATCC 13032 erhältlich ist.
Von diesen Nukleinsäuresequenzen lassen sich durch die in Tabelle 1 bezeichneten Veränderungen die erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen mit üblichen Verfahren herstellen.
Das erfindungsgemäße SES-Protein oder ein biologisch aktiver Ab- schnitt oder Fragment davon kann an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilnehmen oder eine oder mehrere der in Tabelle 1 beschriebenen Ak- tivitäten haben.
In den nachstehenden Unterabschnitten sind verschiedene Aspekte der Erfindung ausführlicher beschrieben: A. Isolierte Nukleinsäuremoleküle
Ein Aspekt der Erfindung betrifft isolierte Nukleinsäuremoleküle, die SES-Polypeptide oder biologisch aktive Abschnitte davon co- dieren, sowie Nukleinsäurefragmente, die zur Verwendung als Hy- bridisierungssonden oder Primer zur Identifizierung oder Amplifi- zierung von SES-codierenden Nukleinsäuren (z.B. SES-DNA) hinreichen. Der Begriff "Nukleinsäuremolekül", wie hier verwendet, soll DNA-Moleküle (z.B. cDNA oder genomische DNA) und RNA-Moleküle (z.B. mRNA) sowie DNA- oder RNA-Analoga, die mittels Nukleotida- naloga erzeugt werden, umfassen. Dieser Begriff umfaßt zudem die am 3 ' - und am 5 ' -Ende des codierenden Genbereichs gelegene un- translatierte Sequenz: mindestens etwa 100 Nukleotide der Sequenz stromaufwärts des 5 ' -Endes des codierenden Bereichs und minde- stens etwa 20 Nukleotide der Sequenz stromabwärts des 3 '-Endes des codierenden Bereichs des Gens . Das Nukleinsäuremolekül kann einzelsträngig oder doppelsträngig sein, ist aber vorzugsweise doppeisträngige DNA. Ein "isoliertes" Nukleinsäuremolekül wird von anderen Nukleinsäuremolekülen abgetrennt, die in der natürli- chen Quelle der Nukleinsäure zugegen sind. Eine "isolierte" Nu- kleinsäure hat vorzugsweise keine Sequenzen, die die Nukleinsäure in der genomischen DNA des Organismus, aus dem die Nukleinsäure stammt, natürlicherweise flankieren (bspw. Sequenzen, die sich am 5'- bzw. 3 '-Ende der Nukleinsäure befinden). In verschiedenen Ausführungsformen kann bspw. das isolierte SES-Nukleinsäuremole- kül weniger als etwa 5 kb, 4 kb, 3 kb, 2 kb, 1 kb, 0,5 kb oder 0,1 kb der Nukleotidsequenzen, die natürlicherweise das Nukleinsäuremolekül in der genomischen DNA der Zelle, aus der die Nukleinsäure stammt (bspw. eine C. glutamicum-Zelle) flankieren. Ein "isoliertes" Nukleinsäuremolekül, wie ein cDNA-Molekül, kann überdies im wesentlichen frei von anderem zellulären Material oder Kulturmedium sein, wenn es durch rekombinante Techniken hergestellt wird, oder frei von chemischen Vorstufen oder anderen Chemikalien sein, wenn es chemisch synthetisiert wird.
Ein erfindungsgemäßes Nukleinsäuremolekül, bspw. eine Nukleinsäuremolekül mit einer Nukleotidsequenz aus Anhang A oder ein Abschnitt davon, kann mittels molekularbiologischer Standard-Techniken und der hier bereitgestellten Sequenzinformation herge- stellt werden. Bspw. kann eine C. utamicum-SES-cDNA aus einer C. glutamicum-Bank isoliert werden, indem eine vollständige Sequenz aus Anhang A oder ein Abschnitt davon als Hybridisierungs- sonde und Standard-Hybridisierungstechniken (wie bspw. beschrieben in Sambrook, J., Fritsch, E.F. und Maniatis, T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2. Aufl., Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989) verwendet werden. Überdies läßt sich ein Nu- kleinsäuremolekül, umfassend eine vollständige Sequenz aus Anhang A oder einen Abschnitt davon, durch Polymerasekettenreaktion isolieren, wobei Oligonukleotidprimer, die auf der Basis dieser Sequenz erstellt wurden, verwendet werden (z.B. kann ein Nuklein- säuremolekül, umfassend eine vollständige Sequenz aus Anhang A oder einen Abschnitt davon, durch Polymerasekettenreaktion isoliert werden, indem Oligonukleotidprimer verwendet werden, die auf der Basis dieser gleichen Sequenz aus Anhang A erstellt worden sind) . Bspw. läßt sich mRNA aus normalen Endothelzellen iso- lieren (bspw. durch das Guanidiniumthiocyanat-Extraktionsverfah- ren von Chirgwin et al. (1979) Biochemistry 18:5294-5299), und die cDNA kann mittels reverser Transkriptase (bspw. Moloney-MLV- Reverse-Transkriptase, erhältlich bei Gibco/BRL, Bethesda, MD, oder AMV-Reverse-Transkriptase, erhältlich von Seikagaku America, Inc., St. Petersburg, FL) hergestellt werden. Synthetische Oligonukleotidprimer für die Amplifizierung via Polymerasekettenreaktion lassen sich auf der Basis einer der in Anhang A gezeigten Nukleotidsequenzen erstellen. Eine erfindungsgemäße Nukleinsäure kann mittels cDNA oder alternativ genomischer DNA als Matrize und geeigneten Oligonukleotidprimern gemäß PCR-Standard-Amplifikati- onstechniken amplifiziert werden. Die so amplifizierte Nukleinsäure kann in einen geeigneten Vektor kloniert werden und durch DNA-Sequenzanalyse charakterisiert werden. Oligonukleotide, die einer SES-Nukleotidsequenz entsprechen, können ferner durch Stan- dard-Syntheseverfahren, bspw. mit einem automatischen DNA-Synthesegerät, hergestellt werden.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform umfaßt ein erfindungsgemäßes isoliertes Nukleinsäuremolekül eine der in Anhang A aufge- führten Nukleotidsequenzen.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform umfaßt ein erfindungsgemäßes isoliertes Nukleinsäuremolekül ein zu einer der in Anhang A gezeigten Nukleotidsequenzen komplementäres Nukleinsäu- remolekül oder einen Abschnitt davon, wobei es sich um ein Nukleinsäuremolekül handelt, das zu einer der in Anhang A gezeigten Nukleotidsequenzen hinreichend komplementär ist, daß es mit einer der in Anhang A angegebenen Sequenzen hybridisieren kann, wodurch ein stabiler Duplex entsteht.
Bei einer Ausführungsform codiert das erfindungsgemäße Nukleinsäuremolekül ein Protein oder einen Abschnitt davon, der eine Aminosäuresequenz umfaßt, die hinreichend homolog zu einer Aminosäuresequenz von Anhang B ist, daß das Protein oder ein Abschnitt davon die Fähigkeit behält, an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfal- tung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilzunehmen. Wie hier verwendet, betrifft der Begriff "hinreichend homolog" Proteine oder Abschnitte davon, deren Aminosäuresequenzen eine minimale Anzahl identischer oder äquivalenter (bspw. einen Aminosäurerest mit einer ähnlichen Seitenkette wie ein Aminosäurerest in einer der Sequenzen von Anhang B) Aminosäurereste zu einer Aminosäuresequenz aus Anhang B aufweisen, so daß das Protein oder ein Abschnitt davon an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilnehmen kann. An der genetischen Stabilität, Genexpression, Proteinfaltung oder Proteinsekretion von C. glutamicum beteiligte Proteine, wie hier beschrieben, können eine Rolle bei der Produktion und Sekretion einer oder mehrerer Feinchemikalien spielen. Beispiele dieser Aktivitäten sind ebenfalls hier beschrieben. Somit trägt die "Funktion eines SES-Proteins" direkt oder indirekt zur Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der Produktion einer oder mehrerer Feinchemikalien bei. Beispiele für SES-Proteine sind in Tabelle 1 gezeigt.
Abschnitte von Proteinen, die von den erfindungsgemäßen SES-Nu- kleinsäuremolekülen codiert werden, sind vorzugsweise biologisch aktive Abschnitte von einem der SES-Proteine. Der Begriff "biolo- gisch aktiver Abschnitt eines SES-Proteins", wie er hier verwendet wird, soll einen Abschnitt, bspw. eine Domäne/ein Motiv eines SES-Proteins, umfassen, die/das an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Protein- faltung oder Proteinsekretion in Corynebacterium glutamicum teilnimmt oder eine der in Tabelle 1 dargestellten Aktivitäten hat. Zur Bestimmung, ob ein SES-Protein oder ein biologisch aktiver Abschnitt davon an der Reparatur oder Rekombination von DNA, Transposition von genetischem Material, Genexpression (d. h. Transkriptions- oder Translationsprozessen) , Proteinfaltung oder Proteinεekretion in Corynebacterium glutamicum teilnehmen kann, kann ein Test der enzymatischen Aktivität durchgeführt werden. Diese Testverfahren, wie eingehend in Beispiel 8 des Beispielteils beschrieben, sind dem Fachmann geläufig.
Zusätzlich zu natürlich vorkommenden Varianten der SES-Sequenz, die in der Population existieren können, ist der Fachmann sich ebenfalls bewußt darüber, daß Änderungen durch Mutation in eine Nukleotidsequenz von Anhang A eingebracht werden können, was zur Änderung der Aminosäuresequenz des codierten SES-Proteins führt, ohne daß die Funktionsfähigkeit des SES-Proteins beeinträchtigt wird. Bspw. lassen sich Nukleotidsusbtitutionen, die an "nicht- essentiellen" Aminosäureresten zu Aminosäuresubstitutionen führen, in einer Sequenz von Anhang A herstellen. Ein "nicht-essentieller" Aminosäurerest ist ein Rest, der sich in der Wildtypsequenz von einem der SES-Proteine (Anhang B) verändern läßt, ohne daß die Aktivität des SES-Proteins verändert wird, wohingegen ein "essentieller" Aminosäurerest für die SES-Proteinaktivität erforderlich ist. Andere Aminosäurereste jedoch (bspw. nicht-konser- vierte oder lediglich semikonservierte Aminosäurereste in der Domäne mit SES-Aktivität) können für die Aktivität nicht essentiell sein und lassen sich somit wahrscheinlich verändern, ohne daß die SES-Aktivität verändert wird.
Ein isoliertes Nukleinsäuremolekül, das ein SES-Protein codiert, das zu einer Proteinse uenz aus Anhang B homolog ist, kann durch Einbringen von einer oder mehreren Nukleotidsubstitutionen,
-additionen oder -deletionen in eine Nukleotidsequenz aus Anhang A erzeugt werden, so daß eine oder mehrere Aminosäuresubstitutionen, -additionen oder -deletionen in das codierte Protein eingebracht werden. Die Mutationen können in eine der Sequenzen aus Anhang A durch Standard-Techniken, wie stellengerichtete Mutagenese und PCR-vermittelte Mutagenese, eingebracht werden. Vorzugsweise werden konservative Aminosäuresubstitutionen an einem oder mehreren der- vorhergesagten nicht-essentiellen Aminosäurereste eingeführt. Bei einer "konservativen Aminosäuresubstitution" wird der Aminosäurerest durch einen Aminosäurerest mit einer ähnlichen Seitenkette ausgetauscht . Im Fachgebiet sind Familien von Aminosäureresten mit ähnlichen Seitenketten definiert worden. Diese Familien umfassen Aminosäuren mit basischen Seitenketten (z.B. Lysin, Arginin, Histidin) , sauren Seitenketten (z.B. Aspa- raginsäure, Glutaminsäure) , ungeladenen polaren Seitenketten
(z.B. Glycin, Asparagin, Glutamin, Serin, Threonin, Tyrösin, Cystein) , nicht-polaren Seitenketten, (bspw. Alanin, Valin, Leucin, Isoleucin, Prolin, Phenylalanin, Methionin, Tryptophan) , betaverzweigten Seitenketten (z.B. Threonin, Valin, Isoleucin) und aromatischen Seitenketten (z.B. Tyrösin, Phenylalanin, Tryptophan, Histidin) . Ein vorhergesagter nicht-essentieller Aminosäurerest in einem SES-Protein wird somit vorzugsweise durch einen anderen Aminosäurerest der gleichen Seitenkettenfamilie ausgetauscht. In einer weiteren Ausführungsform können die Mutationen alternativ zufallsgemäß über die gesamte oder einen Teil der SES- codierenden Sequenz eingebracht werden, bspw. durch Sättigungsmu- tagenese, und die resultierenden Mutanten können auf eine hier beschriebene SES-Aktivität untersucht werden, um Mutanten zu identifizieren, die eine SES-Aktivität beibehalten. Nach der Mu- tagenese von einer der Sequenzen aus Anhang A kann das codierte Protein rekombinant exprimiert werden, und die Aktivität des Pro- teins kann bspw. mit den hier beschriebenen Tests (siehe Beispiel 8 des Beispielteils) bestimmt werden.
B. Rekombinante Expressionsvektoren und Wirtszellen
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft Vektoren, vorzugsweise Expressionsvektoren, die eine Nukleinsäure enthalten, die ein SES-Protein (oder einen Abschnitt davon) codieren. Wie hier verwendet, betrifft der Begriff "Vektor" ein Nukleinsäuremolekül, das eine andere Nukleinsäure transportieren kann, an welche es gebunden ist. Ein Vektortyp ist ein "Plasmid", was für eine zirkuläre doppelsträngige DNA-Schleife steht, in die zusätzliche DNA-Segmente ligiert werden können. Ein weiterer Vektortyp ist ein viraler Vektor, wobei zusätzliche DNA-Segmente in das virale Genom ligiert werden können. Bestimmte Vektoren können in einer Wirtszelle, in die sie eingebracht worden sind, autonom replizieren (bspw. Bakterienvektoren mit bakteriellem Replikations- ursprung und episomale Säugetiervektoren). Andere Vektoren (z.B. nicht-episomale Säugetiervektoren) werden in das Genom einer Wirtszelle beim Einbringen in die Wirtszelle integriert und dadurch zusammen mit dem Wirtsgenom repliziert. Zudem können bestimmte Vektoren die Expression von Genen, mit denen sie funktionsfähig verbunden sind, steuern. Diese Vektoren werden hier als "Expressionsvektoren" bezeichnet. Gewöhnlich haben die Expres- sionsvektoren, die bei DNA-Rekombinationstechniken verwendet werden können, die Form von Plasmiden. In der vorliegenden Beschreibung können "Plasmid" und "Vektor" austauschbar verwendet werden, da das Plasmid die am häufigsten verwendete Vektorform ist. Die Erfindung soll jedoch andere Expressionsvektorformen, wie virale Vektoren (bspw. replikationsdefiziente Retroviren, Adenoviren und adenoverwandte Viren) , die ähnliche Funktionen ausüben, umfassen.
Die erfindungsgemäßen rekombinanten Expressionsvektoren umfassen eine erfindungsgemäße Nukleinsäure in einer Form, die sich zur Expression der Nukleinsäure in einer Wirtszelle eignet, d.h. daß die rekombinanten Expressionsvektoren eine oder mehrere regulatorische Sequenzen, ausgewählt auf der Basis der zur Expression zu verwendenden Wirtszellen, umfassen, die mit der zu exprimierenden Nukleinsäuresequenz funktionsfähig verbunden sind. In einem re- kombinanten Expressionsvektor bedeutet "funktionsfähig verbunden", daß die Nukleotidsequenz von Interesse derart an die regulatorische (n) Sequenz (en) gebunden ist, daß die Expression der Nukleotidsequenz möglich ist (bspw. in einem in-vitro-Tran- skriptions-/Translationssystem oder in einer Wirtszelle, wenn der Vektor in die Wirtszelle eingebracht ist) . Der Begriff "regulatorische Sequenz" soll Promotoren, Enhancer und andere Expressionskontrollelemente (bspw. PolyadenylierungsSignale) umfassen. Diese regulatorischen Sequenzen sind bspw beschrieben in Goeddel .- Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990) . Regulatorische Sequenzen umfassen solche, die die konstitutive Expression einer Nukleotidsequenz in vielen Wirtszelltypen steuern, und solche, die die Expression der Nukleotidsequenz nur in bestimmten Wirtszellen steuern. Der Fachmann ist sich dessen bewußt, daß die Gestaltung eines Expressionsvektors von Faktoren abhängen kann, wie der Wahl der zu transformierenden Wirtszelle, dem gewünschten Ausmaß der Protei- nexpression usw. Die erfindungsgemäßen Expressionsvektoren können in die Wirtszellen eingebracht werden, so daß dadurch Proteine oder Peptide, einschließlich der Fusionsproteine oder -peptide, die von den Nukleinsäuren, wie hier beschrieben, codiert werden, hergestellt werden (bspw. SES-Proteine, mutierte Formen von SES- Proteinen, Fusionsproteine, usw.).
Die erfindungsgemäßen rekombinanten Expressionsvektoren können zur Expression von SES-Proteinen in prokaryotischen oder eukaryo- tischen Zellen ausgestaltet sein. Bspw. können SES-Gene in bakte- riellen Zellen, wie C. glutamicum, Insektenzellen (mit Baculovi- rus-Expressionsvektoren) , Hefe- und anderen Pilzzellen (siehe Romanos, M.A. et al. (1992) "Foreign gene expression in yeast: a review", Yeast 8: 423-488; van den Hondel, C.A.M.J.J. et al . (1991) "Heterologous gene expression in filamentous fungi" in: More Gene Manipulations in Fungi, J.W. Bennet & L.L. Lasure,
Hrsg., S. 396-428: Academic Press: San Diego; und van den Hondel, C.A.M.J.J. & Punt, P.J. (1991) "Gene transfer Systems and vector development for filamentous fungi. in: Applied Molecular Genetics of Fungi, Peberdy, J.F. et al., Hrsg, S. 1-28, Cambridge University Press: Cambridge) , Algenzellen und Zellen vielzelliger Pflanzen (siehe Schmidt, R. und Willmitzer, L. (1988) "High efficiency Agrobacterium turnefaciens-mediated transformation of Arabidopsis thaliana leaf and cotyledon explants" Plant Cell Rep. : 583-586) oder Säugetierzellen exprimiert werden. Geeignete Wirtszellen werden weiter erörtert in Goeddel, Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990) . Der rekombinante Expressionsvektor kann alternativ, bspw. mit regulatorischen Sequenzen des T7-Promotors und T7-Polymerase, in vitro transkribiert und translatiert werden.
Die Expression von Proteinen in Prokaryoten erfolgt meist mit Vektoren, die konstitutive oder induzierbare Promotoren enthalten, die die Expression von Fusions- oder Nicht-Fusionsproteinen steuern. Fusionsvektoren steuern eine Reihe von Aminosäuren zu einem darin codierten Protein, gewöhnlich am Aminoterminus des rekombinanten Proteins, bei. Diese Fusionsvektoren haben gewöhnlich drei Aufgaben: 1) die Verstärkung der Expression von reko - binantem Protein; 2) die Erhöhung der Löslichkeit des rekombinanten Proteins; und 3) die Unterstützung der Reinigung des rekombinanten Proteins durch Wirkung als Ligand bei der Affinitätsreinigung. Bei Fusions-Expressionsvektoren wird oft eine proteolyti- sehe Spaltstelle an der Verbindungsstelle der Fusionseinheit und des rekombinanten Proteins eingebracht, so daß die Trennung des rekombinanten Proteins von der Fusionseinheit nach der Reinigung des Fusionsproteins möglich ist. Diese Enzyme und ihre entsprechenden Erkennungsse uenzen umfassen Faktor Xa, Thrombin und Ent- erokinase.
Übliche Fusionsexpressionsvektoren umfassen pGEX (Pharmacia Biotech Ine; Smith, D.B. und Johnson, K.S. (1988) Gene 67:31-40), pMAL (New England Biolabs, Beverly, MA) und pRIT 5 (Pharmacia, Piscataway, NJ) , bei denen Glutathion-S-Transferase (GST) , Maltose E-bindendes Protein bzw. Protein A an das reko binante Ziel- protein fusioniert wird. Bei einer Ausführungsform ist die codierende Sequenz des SES-Proteins in einen pGEX-Expressionsvektor kloniert, so daß ein Vektor erzeugt wird, der ein Fusionsprotein codiert, umfassend vom N-Terminus zum C-Terminus: GST - Thrombin- Spaltstelle - X-Protein. Das Fusionsprotein kann durch Affinitätschromatographie mittels Glutathion-Agarose-Harz gereinigt werden. Das rekombinante SES-Protein, das nicht mit GST fusioniert ist, kann durch Spaltung des Fusionsproteins mit Thrombin gewon- nen werden.
Beispiele geeigneter induzierbarer Nicht-Fusions-E. -coli-Expres- sionsvektoren umfassen pTrc (Amann et al., (1988) Gene 69:301-315) und pET lld (Studier et al. Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, Kalifornien (1990) 60-89) . Die Zielgenexpression aus dem pTrc- Vektor beruht auf der Transkription durch Wirts-RNA-Polymerase von einem Hybrid-trp-lac-Fusionspromotor. Die Zielgenexpression aus dem pET lld-Vektor beruht auf der Transkription von einem T7-gnl0-lac-Fusions-Promotor, die von einer coexprimierten vira- len RNA-Polymerase (T7 gnl) vermittelt wird. Diese virale Polymerase wird von den Wirtsstämmen BL 21 (DE3) oder HMS174 (DE3) von einem residenten λ-Prophagen geliefert, der ein T7 gnl-Gen unter der Transkriptionskontrolle des lacUV 5-Promotors birgt.
Eine Strategie zur Maximierung der Expression des rekombinanten Proteins ist die Expression des Proteins in einem Wirtsbakterium, dessen Fähigkeit zur proteolytischen Spaltung des rekombinanten Proteins gestört ist (Gottesman, S. Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, Kalifornien (1990) 119-128) . Eine weitere Strategie ist die Veränderung der Nukleinsäuresequenz der in einen Expressionsvektor zu inserierenden Nukleinsäure, so daß die einzelnen Codons für jede Aminosäure diejenigen sind, die vorzugsweise in einem zur Expression ausgewählten Bakterium, wie C. glutamicum, verwendet werden (Wada et al. (1992) Nucleic Acids Res . 20:2111-2118). Diese Veränderung der erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenzen kann durch Standard- DNA-Synthesetechniken erfolgen.
Bei einer weiteren Ausführungsform ist der SES-Protein-Expres- sionsvektor ein Hefe-Expressionsvektor. Beispiele für Vektoren zur Expression in der Hefe S. cerevisiae umfassen pYepSecl (Bal- dari et al., (1987) Embo J. 6:229-234), pMFa (Kurjan und Hersko- witz (1982) Cell 30:933-943), pJRY88 (Schultz et al. (1987) Gene 54:113-123) sowie pYES2 (Invitrogen Corporation, San Diego, CA) . Vektoren und Verfahren zur Konstruktion von Vektoren, die sich zur Verwendung in anderen Pilzen, wie filamentösen Pilzen, eignen, umfassen diejenigen, die eingehend beschrieben sind in: van den Hondel, C.A.M.J.J. & Punt, P.J. (1991) "Gene transfer Systems and vector development for filamentous fungi, in: Applied Molecu- lar Genetics of Fungi, J.F. Peberdy et al., Hrsg., S. 1-28, Cambridge University Press : Cambridge .
Alternativ können die erfindungsgemäßen SES-Proteine in Insektenzellen unter Verwendung von Baculovirus-Expressionsvektoren ex- primiert werden. Baculovirus-Vektoren, die zur Expression von Proteinen in gezüchteten Insektenzellen (bspw. Sf9-Zellen) verfügbar sind, umfassen die pAc-Reihe (Smith et al., (1983) Mol. Cell Biol.. 3:2156-2165) und die pVL-Reihe (Lucklow und Summers (1989) Virology 170:31-39).
In einer weiteren Ausführungsform können die erfindungsgemäßen SES-Proteine in Zellen einzelliger Pflanzen (wie Algen) oder in Pflanzenzellen höherer Pflanzen (bspw. Spermatophyten, wie Feldfrüchte) exprimiert werden. Beispiele für Pflanzen-Expressions- vektoren umfassen solche, die eingehend beschrieben sind in: Bek- ker, D., Kemper, E., Schell, J. und Masterson, R. (1992) "New plant binary vectors with selectable markers located proximal to the left border", Plant Mol. Biol. 20:1195-1197; und Bevan, M.W. (1984) "Binary Agrobacterium vectors for plant transformation" , Nucl. Acids Res. 12:8711-8721.
In einer weiteren Ausführungsform wird eine erfindungsgemäße Nukleinsäure in Säugetierzellen mit einem Säugetier-Expressionsvektor exprimiert. Beispiele für Säugetier-Expressionsvektoren um- fassen pCDM8 (Seed, B. (1987) Nature 329:840) und pMT2PC (Kaufman et al. (1987) EMBO J. 6:187-195). Bei der Verwendung in Säugetierzellen werden die Kontrollfunktionen des Expressionsvektors oft von viralen regulatorischen Elementen bereitgestellt . Gemeinhin verwendete Promotoren stammen bspw. aus Polyoma, Adenovirus 2, Cytomegalievirus und Simian Virus 40. Weitere geeignete Expressionssysteme für prokaryotische und eukaryotische Zellen siehe in Kapitel 16 und 17 von Sambrook, J. , Fritsch, E.F. und Maniatis, T. , Molecular cloning: A Laboratory Manual, 2. Auflage, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989.
Bei einer weiteren Ausführungsform kann der rekombinante Säugetier-Expressionsvektor die Expression der Nukleinsäure vorzugsweise in einem bestimmten Zelltyp bewirken (bspw. werden gewebespezifische regulatorische Elemente zur Expression der Nukleinsäure verwendet) . Gewebespezifische regulatorische Elemente sind im Fachgebiet bekannt. Nicht-einschränkende Beispiele für geeignete gewebespezifische Promotoren umfassen den Albuminpromotor (leberspezifisch; Pinkert et al . (1987) Genes Dev. 1:268-277), lymphoid-spezifische Promotoren (Calame und Eaton (1988) Adv. Im- munol. 43:235-275), insbesondere Promotoren von T-Zellrezeptoren (Winoto und Baltimore (1989) EMBO J. 8:729-733) und Immunglobuli- nen (Banerji et al. (1983) Cell 33:729-740; Queen und Baltimore (1983) Cell 33:741-748), neuronenspezifische Promotoren (bspw. der Neurofilament-Promotor; Byrne und Ruddle (1989) PNAS 86:5473-5477), pankreasspezifische Promotoren (Edlund et al., (1985) Science 230:912-916) und milchdrüsenspezifische Promotoren (bspw. Milchserum-Promotor; US-Patent Nr. 4 873 316 und europäische Patentanmeldungsveröffentlichung Nr. 264 166) . Entwicklungs- regulierte Promotoren sind ebenfalls umfaßt, bspw. die Maus-hox- Promotoren (Kessel und Gruss (1990) Science 249:374-379) und der α-Fetoprotein-Promotor (Campes und Tilghman (1989) Genes Dev. 3:537-546) .
Die Erfindung stellt zudem einen rekombinanten Expressionsvektor bereit, umfassend ein erfindungsgemäßes DNA Molekül, das in Anti- sense-Richtung in den Expressionsvektor kloniert ist. D.h. daß das DNA-Molekül derart mit einer regulatorischen Sequenz funktionsfähig verbunden ist, daß die Expression (durch Transkription des DNA-Moleküls) eines RNA-Moleküls, das zur SES-mRNA antisense ist, möglich wird. Es können regulatorische Sequenzen ausgewählt werden, die funktionsfähig an eine in Antisense-Richtung klo- nierte Nukleinsäure gebunden sind und die kontinuierliche Expression des Antisense-RNA-Moleküls in einer Vielzahl von Zelltypen steuern, bspw. können virale Promotoren und/oder Enhancer oder regulatorische Sequenzen ausgewählt werden, die die konstitutive, gewebespezifische oder zelltypspezifische Expression von Antisen- se-RNA steuern. Der Antisense-Expressionsvektor kann in Form eines rekombinanten Plasmids, Phagemids oder attenuierten Virus vorliegen, in dem Antisense-Nukleinsäuren unter der Kontrolle eines hochwirksamen regulatorischen Bereichs produziert werden, dessen Aktivität durch den Zelltyp bestimmt wird, in den der Vektor eingebracht wird. Für eine Diskussion der Regulation der Ge- nexpression mittels Antisense-Genen siehe Weintraub, H. et al., Antisense-RNA as a molecular tool for genetic analysis, Reviews - Trends in Genetics, Bd. 1(1) (1986).
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft Wirtszellen, in die ein erfindungsgemäßer rekombinanter Expressionsvektor eingebracht worden ist. Die Begriffe "Wirtszelle" und "rekombinante Wirtszelle" werden hier untereinander austauschbar verwendet. Es ist selbstverständlich, daß diese Begriffe nicht nur eine bestimmte Zielzelle, sondern auch die Nachkommen oder potentiellen Nachkom- men dieser Zelle betreffen. Da in aufeinanderfolgenden Generationen aufgrund von Mutation oder Umwelteinflüssen bestimmte Modifikationen auftreten können, sind diese Nachkommen nicht unbedingt mit der Parentalzelle identisch, sind jedoch im Umfang des Begriffs, wie er hier verwendet wird, noch umfaßt.
Eine Wirtszelle kann eine prokaryotische oder eukaryotische Zelle sein. Bspw. kann ein SES-Protein in Bakterienzellen, wie C. glutamicum, Insektenzellen, Hefe- oder Säugetierzellen (wie Ovarzel- len des chinesischen Hamsters (CHO) oder COS-Zellen) exprimiert werden. Andere geeignete Wirtszellen sind dem Fachmann geläufig. Mikroorganismen, die mit Corynebacterium glutamicum verwandt sind und sich geeignet als Wirtszellen für die erfindungsgemäßen Nukleinsäure- und Proteinmoleküle verwenden lassen, sind in Tabelle 3 aufgeführt .
Durch herkömmliche Transformations- oder Transfektionsverfahren läßt sich Vektor-DNA in prokaryotische oder eukaryotische Zellen einbringen. Die Begriffe "Transformation" und "Transfektion" , "Konjugation" und "Transduktion", wie sie hier verwendet werden, sollen eine Vielzahl von im Stand der Technik bekannten Verfahren zum Einbringen fremder Nukleinsäure (bspw. DNA) in eine Wirtszelle umfassen, einschließlich Calciumphosphat- oder Calciumchlo- rid-Copräzipitation, DEAE-Dextran-vermittelter Transfektion, Li- pofektion, natürlicher Kompetenz, chemisch vermittelter Übertra- gung oder Elektroporation. Geeignete Verfahren zur Transformation oder Transfektion von Wirtszellen lassen sich nachlesen in Sa - brook et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2. Aufl., Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989) und anderen Labor-Handbüchern. Es ist bekannt, daß für die stabile Transfektion von Säugetierzellen je nach dem verwendeten Expressionsvektor und der verwendeten Transfektionstechnik nur ein kleiner Teil der Zellen die fremde DNA in ihr Genom integrieren kann. Zur Identifizierung und Selektion dieser Integranten wird gewöhnlich ein Gen, das einen selektierbaren Marker (z.B. Resistenz gegen Antibiotika) codiert, zusammen mit dem Gen von Interesse in die Wirtszellen eingebracht. Bevorzugte selektierbare Marker umfassen solche, die die Resistenz gegen Medikamente, wie G418, Hygromycin und Methotre- xat, verleihen. Eine Nukleinsäure, die einen selektierbaren Marker codiert, kann in eine Wirtszelle auf dem gleichen Vektor eingebracht werden, wie derjenige, der ein SES-Protein codiert, oder kann auf einem gesonderten Vektor eingebracht werden. Zellen, die mit der eingebrachten Nukleinsäure stabil transfiziert worden sind, können bspw. durch Medikamentenselektion identifiziert werden (z.B. überleben Zellen, die den selektierbaren Marker integriert haben, wohingegen die anderen Zellen sterben) .
Zur Erzeugung eines homolog rekombinierten Mikroorganismus wird ein Vektor hergestellt, der zumindest einen Abschnitt eines SES- Gens enthält, in den eine Deletion, Addition oder Substitution eingebracht worden ist, um das SES-Gen zu verändern, bspw. funktioneil zu disrumpieren. Dieses SES-Gen ist vorzugsweise ein Corynebacterium glutamicum-SES-Gen, jedoch kann ein Homologon von einem verwandten Bakterium oder sogar aus einer Säugetier-, Hefeoder Insektenquelle verwendet werden. Bei einer bevorzugten Ausführungsform ist der Vektor derart ausgestaltet, daß das endogene SES-Gen bei homologer Rekombination funktioneil disrumpiert ist (d.h. nicht länger ein funktionelles Protein codiert; auch als "Knockout"-Vektor bezeichnet) . Der Vektor kann alternativ derart ausgestaltet sein, daß das endogene SES-Gen bei homologer Rekombination mutiert oder anderweitig verändert ist, jedoch noch das funktionelle Protein codiert (z.B. kann der stromaufwärts gelegene regulatorische Bereich derart verändert sein, daß dadurch die Expression des endogenen SES-Proteins verändert wird.). Der veränderte Abschnitt des SES-Gens ist im homologen Rekombinationsvektor an seinem 5'- und 3 '-Ende von zusätzlicher Nukleinsäure des SES-Gens flankiert, die eine homologe Rekombination zwischen dem exogenen SES-Gen, das von dem Vektor getragen wird, und einem endogenen SES-Gen in einem Mikroorganismus ermöglicht . Die zusätzliche flankierende SES-Nukleinsäure ist für eine erfolgreiche homologe Rekombination mit dem endogenen Gen hinreichend lang. Gewöhnlich enthält der Vektor mehrere Kilobasen flankierende DNA (sowohl am 5'- als auch am 3'-Ende) (siehe z.B. Thomas, K.R. und Capecchi, M.R. (1987) Cell 51:503 für eine Beschreibung von homologen Rekombinationsvektoren) . Der Vektor wird in einen Mikroorganismus (z.B. durch Elektroporation) eingebracht, und Zellen, in denen das eingebrachte SES-Gen mit dem endogenen SES-Gen homolog rekombiniert ist, werden unter Verwendung im Fachgebiet bekannter Verfahren selektiert .
Bei einer anderen Ausführungsform können rekombinante Mikroorganismen produziert werden, die ausgewählte Systeme enthalten, die eine regulierte Expression des eingebrachten Gens ermöglichen. Der Einschluß eines SES-Gens in einen Vektor, wodurch es unter die Kontrolle des Lac-Operons gebracht wird, ermöglicht z.B. die Expression des SES-Gens nur in Gegenwart von IPTG. Diese regulatorischen Systeme sind im Fachgebiet bekannt.
Eine erfindungsgemäße Wirtszelle, wie eine prokaryotische oder eukaryotische Wirtszelle in Kultur, kann zur Produktion (d.h. Ex- pression) eines SES-Proteins verwendet werden. Die Erfindung stellt zudem Verfahren zur Produktion von SES-Proteinen unter Verwendung der erfindungsgemäßen Wirtszellen bereit. Bei einer Ausführungsform umfaßt das Verfahren die Anzucht der erfindungsgemäßen Wirtszelle (in die ein rekombinanter Expressionsvektor, der ein SES-Protein codiert, eingebracht worden ist, oder in deren Genom ein Gen eingebracht worden ist, das ein Wildtyp- oder verändertes SES-Protein codiert) in einem geeigneten Medium, bis das SES-Protein produziert worden ist. Das Verfahren umfaßt in einer weiteren Ausführungsform das Isolieren der SES-Proteine aus dem Medium oder der Wirtszelle.
C. Erfindungsgemäße Verwendungen und Verfahren
Die hier beschriebenen Nukleinsäuremoleküle, Proteine, Proteinho- mologa, Fusionsproteine, Primer, Vektoren und Wirtszellen können in einem oder mehreren nachstehenden Verfahren verwendet werden: Identifikation von C. glutamicum und verwandten Organismen, Kartierung von Genomen von Organismen, die mit C. glutamicum verwandt sind, Identifikation und Lokalisation von C. glutamicum-Se- quenzen von Interesse, EvolutionsStudien, Bestimmung von SES-Pro- teinbereichen, die für die Funktion notwendig sind, Modulation der Aktivität eines SES-Proteins,- Modulation des Stoffwechsels einer oder mehrerer Zellmembrankomponenten; Modulation des Transmembrantransports einer oder mehrerer Verbindungen und Modulation der zellulären Produktion einer gewünschten Verbindung, wie einer Feinchemikalie. Die erfindungsgemäßen SES-Nukleinsäuremoleküle haben eine Vielzahl von Verwendungen. Sie können zunächst zur Identifikation eines Organismus als Corynebacterium glutamicum oder naher Verwandter davon verwendet werden. Sie können zudem zur Identifikation des Vorliegens von C. glutamicum oder eines Verwandten davon in einer Mischpopulation von Mikroorganismen verwendet werden. Die Erfindung stellt die Nukleinsäuresequenzen einer Reihe von C. glutamicum-Genen bereit. Durch Sondieren der extrahierten genomischen DNA einer Kultur einer einheitlichen oder gemischten Population von Mikroorganismen unter stringenten Bedingungen mit einer Sonde, die einen Bereich eines C. glutami- cum-Gens überspannt, das für diesen Organismus einzigartig ist, kann man bestimmen, ob dieser Organismus zugegen ist. Corynebacterium glutamicum selbst ist zwar nicht pathogen, jedoch ist es mit pathogenen Arten, wie Corynebacterium diptheriae, verwandt. Der Nachweis eines solchen Organismus ist von signifikanter kli- nischer Bedeutung.
Die erfindungsgemäßen Nukleinsäure- und Proteinmoleküle können ferner als marker für bestimmte Bereiche des Genoms dienen. Dies eignet sich nicht nur zum Kartieren des Genoms, sondern auch für funktionelle Studien von C. glutamicum-Proteinen. Zur Identifikation des Genombereichs, an den ein bestimmtes C. gluta icum-DNA- bindendes Protein bindet, kann das C. glutamicum-Genom bspw. gespalten und die Fragmente mit dem DNA-bindenden Protein inkubiert werden. Diejenigen, die das Protein binden, können zusätzlich mit den erfindungsgemäßen Nukleinsäuremolekülen, vorzugsweise mit leicht nachweisbaren Markierungen, sondiert werden,- die Bindung eines solchen Nukleinsäuremoleküls an das Genomfragment ermöglicht die Lokalisation des Fragmentes auf der genomischen Karte von C. glutamicum, und wenn dies mehrmals mit unterschiedlichen Enzymen durchgeführt wird, erleichtert es eine rasche Bestimmung der Nukleinsäuresequenz, an die das Protein bindet. Die erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle können zudem hinreichend homolog zu den Sequenzen verwandter Arten sein, so daß diese Nukleinsäuremoleküle als Marker zur Konstruktion einer genomischen Karte in verwandten Bakterien (z.B. Brevibacterium lactofermentum) dienen können.
Die erfindungsgemäßen SES-Nukleinsäuremoleküle eignen sich ebenfalls für Evolutions- und Proteinstruktur-Untersuchungen. Die Stoffwechsel- und Transportprozesse, an denen die erfindungsgemäßen Moleküle beteiligt sind, werden von einer Vielzahl von proka- ryotischen und eukaryotischen Zellen ausgenutzt; durch Vergleich der Sequenzen der erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle mit solchen, die ähnliche Enzyme aus anderen Organismen codieren, kann der Evolutions-Verwandschaftsgrad der Organismen bestimmt werden. Entsprechend ermöglicht ein solcher Vergleich die Bestimmung, welche Sequenzbereiche konserviert sind und welche nicht, was bei der Bestimmung solcher Bereiche des Proteins hilfreich sein kann, die für die Enzymfunktion essentiell sind. Dieser Typ der Bestim- mung ist für Proteintechnologie-Untersuchungen wertvoll und kann einen Hinweis darauf geben, wieviel Mutagenese das Protein tolerieren kann ohne die Funktion zu verlieren.
Die Manipulation der er indungsgemäßen SES-Nukleinsäuremoleküle kann die Produktion von SES-Proteinen mit funktionellen Unterschieden zu den Wildtyp-SES-Proteinen bewirken. Diese Proteine können hinsichtlich ihrer Effizienz oder Aktivität verbessert werden, können in größerer Anzahl als gewöhnlich in der Zelle zugegen sein oder können hinsichtlich ihrer Effizienz oder Aktivi- tat geschwächt sein.
Diese Modulation der Aktivität von Proteinen, die an der DNA-Reparatur, Rekombination oder Transposition in C. glutamicum beteiligt sind, sollte die genetische Stabilität der Zelle beeinflus- sen. Beispielsweise kann man durch Verringern der Anzahl oder Aktivität von Proteinen, die an DNA-Reparaturmechanismen beteiligt sind, die Fähigkeit der Zelle, genetische Fehler zu korrigieren, verringern, was das einfachere Einbringen gewünschter Mutationen in das Genom (wie solchen, die an der Feinchemikalienproduktion beteiligte Proteine codieren) ermöglichen sollte. Die Steigerung der Aktivität oder Anzahl von Transposons sollte ebenso zu einer erhöhten Mutationsrate im Genom führen und kann die leichte Verdopplung gewünschter Gene (bspw. solcher, die an der Feinchemikalienproduktion beteiligte Proteine codieren) oder Disruption un- erwünschter Gene (z.B. solcher, die Feinchemikalien-Abbauproteine codieren) möglich machen. Dagegen kann es durch Verringern der Anzahl oder Aktivität von Transposons oder Erhöhen der Anzahl oder Aktivität von DNA-Reparaturproteinen möglich sind, die genetische Stabilität von C. glutamicum zu erhöhen, was wiederum zur besseren Aufrechterhaltung eingebrachter Mutationen in diesen Mikroorganismen durch mehrere Generationen in Kultur führen sollte. Idealerweise wird während der Mutagenese und Stammkonstruktion die Aktivität eines oder mehrerer DNA-Reparatursysteme verringert und die Aktivität eines oder mehrerer Transposons erhöht, aber wenn die gewünschte Mutation in dem Stamm erzielt worden ist, tritt das Gegenteil auf. Diese Manipulation ist möglich, indem ein oder mehrere DNA-Reparaturgene oder Transposons unter die Kontrolle eines induzierbaren Repressors gestellt wird/werden.
Die Modulation von an der Transkription und Translation in C. glutamicum beteiligten Proteinen kann direkte und indirekte Wirkungen auf die Produktion einer Feinchemikalien von diesen Mikroorganismen haben. Beispielsweise ist es durch Manipulation eines Proteins, das direkt ein Gen translatiert (z.B. einer Polymerase) oder direkt die Transkription reguliert (eines Repressor- oder Aktivatorproteins) möglich, die Expression des Zielgens direkt zu beeinflussen. Bei Genen, die ein Protein codieren, das an der Biosynthese oder am Abbau einer Feinchemikalie beteiligt ist sollte dieser Typ der genetischen Manipulation eine direkte Wirkung auf die Produktion dieser Feinchemikalie haben. Die Mutagenese eines Repressorproteins, so daß es sein Zielgen nicht länger reprimieren kann, oder die Mutagenese eines Aktivatorproteins, so daß seine Aktivität optimiert wird, sollte zu einer erhöhten Transkription des Zielgens führen. Ist das Zielgen z.B. ein Fein- chemikalienbiosynthesegen, kann eine erhöhte Produktion dieser Chemikalie aufgrund der insgesamt größeren Anzahl an für vorlie- genden Transkripten dieses Gens resultieren, was ebenfalls zu einer vergrößerten Anzahl des Proteins führen sollte. Die Erhöhung der Anzahl oder Aktivität eines Repressorproteins für eine Zielsequenz oder die Verringerung der Anzahl oder Aktivität eines Aktivatorproteins für eine Zielsequenz sollte, wenn diese Sequenz bspw. ein Feinchemikalien-Abbauprotein ist, zu einer ähnlichen Steigerung der Produktion der Feinchemikalie führen.
Auch indirekte Wirkungen auf die Feinchemikalienproduktion können aus der Manipulation von Proteinen, die an der Transkription und Translation beteiligt sind, hervorgehen. Durch die Modulation der Aktivität oder Anzahl von Transkriptionsfaktoren (z.B. der Sigma- Faktoren) oder von Translationsrepressoren/-aktivatoren, die die Transkription in C. glutamicum in Reaktion auf Umwelt- oder Stoffwechselfaktoren global regulieren, sollte es möglich sein, die zelluläre Transkription von der Umwelt- oder Stoffwechselregulation abzukoppeln. Dies könnte wiederum eine kontinuierliche Transkription unter Bedingungen ermöglichen, die gewöhnlich die Genexpression verlangsamen oder beenden würden, wie ungünstigen Bedingungen (z.B. hohe Temperatur, niedriger Sauerstoffgehalt, hoher Spiegel an Abfallprodukten) , die in einer Fermenterkultur im Großmaßstab vorliegen. Durch Erhöhen der Rate der Expression des Gens (z.B. Feinchemikalienbiosynthesegens ) in diesen Situationen kann auch, zumindest aufgrund der vergleichsweise größeren Anzahl der Feinchemikalienbiosyntheseproteine in der Zelle, die Gesamtrate der Feinproduktproduktion erhöht werden. Prinzipien und Beispiele für die Modifikation der Transkriptions- und Translationsregulation sind beschrieben in z.B. Lewin, B. (1990) Genes IV, Teil 3: "Controlling procaryotic genes by transcrip- tion", Oxford Univ. Press: Oxford, S. 213-301.
Die Modulation der Aktivität oder Anzahl von Proteinen, die an der Polypeptidfaltung beteiligt sind (z.B. Chaperone) kann insgesamt die Erhöhung der Produktion korrekt gefalteter Moleküle in der Zelle ermöglichen. Dies hat zwei Auswirkungen: zunächst ins- gesamt eine Erhöhung der Anzahl an Proteinen in der Zelle aufgrund der Tatsache, daß weniger Proteine falsch gefaltet und abgebaut werden und, zweitens, eine Erhöhung der Anzahl eines gege- benen Proteins, das korrekt gefaltet und somit aktiv ist (s. z.B. Thomas, J.G. , Baneyx, F. (1997) Protein Expression and Purifica- tion 11(3) :289-296; Luo, Z.H., und Hua, Z.C. (1998) Biochemistry and Molecular Biology International 46 (3) :471-477; Dale, G.E. , et al. (1994) Protein Engineering 7 (7) :925-931; Amrein, K.E. et al. (1995) Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 92 (4) :1048-1052 und Caspers, P., et al. (1994) Cell. Mol. Biol. 40 (5) : 635-644) . Solche Mutationen führen zwar zu einer Erhöhung der Anzahl aktiver Proteine jeder Art, aber wenn sie mit zusätzlichen Mutationen, die die Ak- tivität oder Anzahl von z.B. einem Feinchemikalienbiosynthesepro- tein erhöhen, gekoppelt werden, kann eine additive Wirkung auf die Menge an korrekt gefaltetem aktivem gewünschtem Protein erhalten werden.
Die Manipulation von Proteinen, die an der Sekretion von Polypep- tiden aus C. glutamicum beteiligt sind, so daß ihre Aktivität oder Anzahl verbessert ist, kann die Sekretion einer proteinartigen Feinchemikalie (z.B. eines Enzyms) aus diesem Mikroorganismus direkt verbessern. Es ist erheblich leichter, Feinchemikalien zu ernten und zu reinigen, wenn sie in das Medium einer Kultur im Großmaßstab sezerniert werden als wenn sie in der Zelle zurückgehalten werden, so daß die Ausbeute und Produktion einer Feinchemikalie durch diese Veränderung des Sekretionssystems erhöht werden sollte. Die genetische Manipulationen dieser Sekretionspro- teine kann auch zu direkten Verbesserungen der Produktion einer oder mehrerer Feinchemikalien führen. Erstens kann die gesteigerte oder verringerte Aktivität eines oder mehrerer C. glutami- cum-SekretionsSysteme (wie sie durch Mutagenese eines oder mehrerer SES-Proteine, die an diesen Wegen beteiligt sind, erzielt wird) zu insgesamt erhöhten oder verringerten Sekretionsraten aus der Zelle führen. Viele dieser sezernierten Proteine haben Funktionen, die für die Zellebensfähigkeit wichtig sind (z.B. Zello- berflächenproteasen oder -Rezeptoren) . Eine Änderung des Sekretionswegs, so daß diese Proteine leichter an ihren extrazellulären Ort transportiert werden, kann die Gesamtlebensfähigkeit der
Zelle erhöhen und somit zu höheren Zahlen an C. glutamicum-Zellen führen, die Feinchemikalien während eine Züchtung im Großmaßstab produzieren können. Zweitens spielen bestimmte bakterielle Sekretionssysteme (z.B. das sec-System) bekanntlich auch eine signifi- kante Rolle bei dem Prozeß, durch den integrale Membranproteinen (z.B. Kanäle, Poren oder Transporter) in die Zellmembran inserieren. Wird die Aktivität eines oder mehrerer Sekretionswegproteine gesteigert, kann die Fähigkeit der Zelle, Feinchemikalien zu produzieren, aufgrund des Vorliegens erhöhten intrazellulärer Nähr- stoffmengen oder verringerter Mengen an intrazellulären Abfallstoffen ebenfalls erhöht werden. Ist die Aktivität eines oder mehrerer dieser Sekretionswegproteine verringert, können nicht genügend Nährstoffe zur Unterstützung der Überproduktion gewünschter Verbindungen vorhanden sein, oder Abfallprodukte können diese Biosynthese stören.
Diese vorstehend genannten Mutagenesestrategien für SES-Proteine, die erhöhte Ausbeuten einer Feinchemikalie aus C. glutamicum bewirken sollen, sollen nicht einschränkend sein; Variationen dieser Mutagenesestrategien sind dem Fachmann leicht ersichtlich. Unter Verwendung dieser Strategien und einschließlich der hier offenbarten Mechanismen können die erfindungsgemäßen Nukleinsäure- und Proteinmoleküle verwendet werden, um C. glutamicum- oder verwandte Bakterienstämme, die mutierte SES-Nukleinsäure- und Proteinmoleküle exprimieren, zu erzeugen, so daß die Ausbeute, Produktion und/oder Effizienz der Produktion einer ge- wünschten Verbindung verbessert wird. Die gewünschte Verbindung kann jedes von C. glutamicum hergestellte Produkt sein, einschließlich der Endprodukte von Biosynthesewegen und Zwischenprodukte natürlich vorkommender Stoffwechselwege sowie Moleküle, die im Metabolismus von C. glutamicum nicht natürlich vorkommen, die jedoch von einem erfindungsgemäßen C. glutamicum-Stamm produziert werden.
Diese Erfindung wird durch die nachstehenden Beispiele weiter veranschaulicht, die nicht als einschränkend aufgefaßt werden sollen. Die Inhalte sämtlicher, in dieser Patentanmeldung zitierter Literaturstellen, Patentanmeldungen, Patente und veröffentlichter Patentanmeldungen sind hiermit durch Bezugnahme aufgenommen.
Beispiele
Beispiel 1: Präparation der gesamten genomischen DNA aus Corynebacterium glutamicum ATCC13032
Eine Kultur von Corynebacterium glutamicum (ATCC 13032) wurde über Nacht bei 30°C unter starkem Schütteln in BHI-Medium (Difco) gezüchtet. Die Zellen wurden durch Zentrifugation geerntet, der Überstand wurde verworfen, und die Zellen wurden in 5ml Puffer I (5% des UrsprungsVolumens der Kultur - sämtliche angegebenen Vo- lumina sind für 100 ml Kulturvolumen berechnet) resuspendiert. Zusammensetzung von Puffer I: 140,34 g/1 Saccharose, 2,46 g/1 MgS04 ■ 7 H20, 10 ml/1 KH2P04-Lösung (lOOg/l, mit KOH auf pH-Wert 6,7 eingestellt), 50 ml/1 M12-Konzentrat (10 g/1 (NH4)2S04, 1 g/1 NaCl, 2 g/1 MgS04 • 7 H20, 0,2 g/1 CaCl2, 0,5 g/1 Hefe-Extrakt (Difco), 10 ml/1 Spurenelemente-Mischung (200 mg/1 FeS0 • H0, 10 mg/1 ZnS0 • 7 H20, 3 mg/1 MhCl2 • 4 H20, 30 mg/1 H3B03, 20 mg/1 CoCl2 • 6 H20, 1 mg/1 NiCl2 • 6 H20, 3 mg/1 Na2Mo04 • 2 H20, 500 mg/1 Komplexbildner (EDTA oder Citronensäure) , 100 ml/1 Vitamingemisch (0,2 ml/1 Biotin, 0,2 mg/1 Folsäure, 20 mg/1 p-Aminobenzoesäure, 20 mg/1 Riboflavin, 40 mg/1 Ca-Panthothenat, 140 mg/1 Nikotinsäure, 40 mg/1 Pyridoxolhydrochlorid, 200 mg/1 Myo-Inositol) . Ly- sozym wurde in einer Endkonzentration von 2 , 5 mg/ml zur Suspension gegeben. Nach etwa 4 Std. Inkubation bei 37°C wurde die Zellwand abgebaut, und die erhaltenen Protoplasten wurden durch Zen- trifugation geerntet. Das Pellet wurde einmal mit 5 ml Puffer I und einmal mit 5 ml TE-Puffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH-Wert 8) gewaschen. Das Pellet wurde in 4 ml TE-Puffer resuspendiert, und 0,5 ml SDS-Lösung (10%) und 0,5 ml NaCl-Lösung (5 M) wurden zugegeben. Nach Zugabe von Proteinase K in einer Endkonzentration von 200 μg/ml wurde die Suspension etwa 18 Std. bei 37°C inkubiert. Die DNA wurde durch Extraktion mit Phenol, Phenol-Chloro- form-Isoamylalkohol und Chloroform-Isoamylalkohol mittels Standard-Verfahren gereinigt. Dann wurde die DNA durch Zugabe von 1/50 Volumen 3 M Natriumacetat und 2 Volumina Ethanol, anschließender Inkubation für 30 min bei -20°C und 30 min Zentrifugation bei 12000 U/min in einer Hochgeschwindigkeitszentrifuge mit einem SS34-Rotor (Sorvall) gefällt. Die DNA wurde in 1 ml TE-Puffer gelöst, der 20 μg/ml RNase A enthielt, und für mindestens 3 Std. bei 4°C gegen 1000 ml TE-Puffer dialysiert. Während dieser Zeit wurde der Puffer 3mal ausgetauscht. Zu Aliquots von 0,4 ml der dialysierten DNA-Lösung wurden 0,4 ml 2 M LiCl und 0 , 8 ml Ethanol zugegeben. Nach 30 min Inkubation bei -20°C wurde die DNA durch Zentrifugation gesammelt (13000 U/min, Biofuge Fresco, Heraeus, Hanau, Deutschland) . Das DNA-Pellet wurde in TE-Puffer gelöst. Durch dieses Verfahren hergestellte DNA konnte für alle Zwecke verwendet werden, einschließlich Southern-Blotting oder zur Kon- struktion genomischer Banken.
Beispiel 2: Konstruktion genomischer Corynebacterium glutamicum (ATCC13032) -Banken in Escherichia coli
Ausgehend von DNA, die wie in Beispiel 1 beschrieben hergestellt wurde, wurden gemäß bekannter und gut eingeführter Verfahren (siehe bspw. Sambrook, J. et al. (1989) "Molecular Cloning: A Laboratory Manual". Cold Spring Harbor Laboratory Press oder Ausubel, F.M. et al. (1994) "Current Protocols in Molecular Bio- logy", John Wiley & Sons) Cos id- und Plas id-Banken hergestellt.
Es ließ sich jedes Plasmid oder Cosmid einsetzen. Besondere Verwendung fanden die Plasmide pBR322 (Sutcliffe, J.G. (1979) Proc. Natl Acad. Sei. USA, 75:3737-3741); pACYC177 (Change & Cohen (1978) J. Bacteriol. 134:1141-1156); Plasmide der pBS-Reihe (pBSSK+, pBSSK- und andere; Stratagene, LaJolla, USA) oder Cosmide, wie SuperCosl (Stratagene, LaJolla, USA) oder Lorist6 (Gibson, T.J. Rosenthal, A. , und Waterson, R.H. (1987) Gene 53: 283-286.
Beispiel 3 : DNA-Sequenzierung und Computer-Funktionsanalyse
Genomische Banken, wie in Beispiel 2 beschrieben, wurden zur DNA- Sequenzierung gemäß Standard-Verfahren, insbesondere dem Kettenabbruchverfahren mit ABI377-Sequenziermaschinen (s. z.B. Flei- schman, R.D. et al. (1995) "Whole-genome Random Sequencing and Assembly of Haemophilus Influenzae Rd. , Science 269:496-512) verwendet. Die Sequenzierprimer mit den folgenden Nukleotidsequenzen wurden verwendet: 5 ' -GGAAACAGTATGACCATG-3 ' oder 5 ' -GTAÄAACGACGGCCAGT-3 ' .
Beispiel 4 : In-vivo-Mutagenese
In vivo-Mutagenese von Corynebacterium glutamicum kann durchgeführt werden, indem eine Plasmid- (oder andere Vektor-) DNA durch E. coli oder andere Mikroorganismen (z.B. Bacillus spp. oder He- fen, wie Saccharomyces cerevisiae) geschleust wird, die die Integrität ihrer genetischen Information nicht aufrechterhalten können. Übliche Mutatorstamme weisen Mutationen in den Genen für das DNA-Reparatursystem auf (z.B., mutHLS, mutD, mutT, usw., zum Vergleich siehe Rupp, W.D. (1996) DNA repair mechanisms, in: Esche- richia coli and Salmonella, S. 2277-2294, ASM: Washington) . Diese Stämme sind dem Fachmann bekannt. Die Verwendung dieser Stämme ist bspw. in Greener, A. und Callahan, M. (1994) Strategies 7:32-34 veranschaulicht.
Beispiel 5: DNA-Transfer zwischen Escherichia coli und Corynebacterium glutamicum
Mehrere Corynebacterium- und BreviJacteri um-Arten enthalten endogene Plasmide (wie bspw. pHMl519 oder pBLl) die autonom replizie- ren (für einen Überblick siehe bspw. Martin, J.F. et al. (1987) Biotechnology 5:137-146). Shuttle-Vektoren für Escherichia coli und Corynebacterium glutamicum lassen sich leicht mittels Standard-Vektoren für E. coli konstruieren (Sambrook, J. et al., (1989), "Molecular Cloning: A Laboratory Manual", Cold Spring Harbor Laboratory Press oder Ausubel, F.M. et al. (1994) "Current Protocols in Molecular Biology", John Wiley & Sons), denen ein Replikationsursprung für und ein geeigneter Marker aus Corynebacterium glutamicum beigegeben wird. Solche Replikationsursprünge werden vorzugsweise von endogenen Plasmiden entnommen, die aus Corynebacterium- und Brevi.foac'tertiuzπ-Arten isoliert worden sind. Besondere Verwendung als Transformationsmarker für diese Arten sind Gene für Kanamycin-Resistenz (wie solche, die vom Tn5- oder Tn-903-Transposon stammen) oder für Chloramphenicol (Winnacker, E.L. (1987) "From Genes to Clones - Introduction to Gene Technology, VCH, Weinheim) . Es gibt zahlreiche Beispiele in der Literatur für die Herstellung einer großen Vielzahl von Shuttle-Vekto- 5 ren, die in E. coli und C. glutamicum replizieren und für verschiedene Zwecke verwendet werden können, einschließlich Gen- Überexpression (siehe bspw. Yoshihama, M. et al. (1985) J. Bacteriol. 162:591-597, Martin, J.F. et al., (1987) Biotechnology, 5:137-146 und Eikmanns, B.J. et al. (1992) Gene 10 102:93-98) .
Mittels Standard-Verfahren ist es möglich, ein Gen von Interesse in einen der vorstehend beschriebenen Shuttle-Vektoren zu klonie- ren und solche Hybrid-Vektoren in Corynebacterium glutamicum-
15 Stämme einzubringen. Die Transformation von C. glutamicum läßt sich durch Protoplastentransformation (Kastsumata, R. et al., (1984) J. Bacteriol. 159:306-311), Elektroporation (Liebl, E. et al., (1989) FEMS Microbiol . Letters, 53:399-303) und in Fällen, bei denen spezielle Vektoren verwendet werden, auch durch Konju- 0 gation erzielen (wie z.B. beschrieben in Schäfer, A. , et (1990) J. Bacteriol. 172:1663-1666). Es ist ebenfalls möglich, die Shuttle-Vektoren für C. glutamicum auf E. coli zu übertragen, indem Plasmid-DNA aus C. glutamicum (mittels im Fachgebiet bekannter Standard-Verfahren) präpariert und in E. coli transformiert 5 wird. Dieser Transformationsschritt kann mit Standard-Verfahren erfolgen, jedoch wird vorteilhafterweise ein Mcr-defizienter E. coli-Stamm verwendet, wie NM522 (Gough &. Murray (1983) J. Mol. Biol. 166:1-19) .
0 Beispiel 6: Bestimmung der Expression des mutanten Proteins
Die Beobachtungen der Aktivität eines mutierten Proteins in einer transformierten Wirtszelle beruhen auf der Tatsache, daß das u- tante Protein auf ähnliche Weise und in ähnlicher Menge expri- 5 miert wird wie das Wildtyp-Protein. Ein geeignetes Verfahren zur Bestimmung der Transkriptionsmenge des mutanten Gens (ein Anzeichen für die mRNA-Menge, die für die Translation des Genprodukts verfügbar ist) ist die Durchführung eines Northern-Blots (s. bspw. Ausubel et al., (1988) Current Protocols in Molecular Bio- 0 logy, Wiley. New York) , wobei ein Primer, der so ausgestaltet ist, daß er an das Gen von Interesse bindet, mit einer nachweisbaren (gewöhnlich radioaktiven oder chemilumineszierenden) Markierung versehen wird, so daß - wenn die Gesamt-RNA einer Kultur des Organismus extrahiert, auf einem Gel aufgetrennt, auf eine 5 stabile Matrix übertragen und mit dieser Sonde inkubiert wird - die Bindung und die Quantität der Bindung der Sonde das Vorliegen und auch die Menge der mRNA für dieses Gen anzeigt. Diese Infor- mation ist ein Hinweis auf das Ausmaß der Transkription des mutanten Gens . Gesamt-Zell-RNA läßt sich durch verschiedene Verfahren aus Corynebacterium glutamicum isolieren, die im Fachgebiet bekannt sind, wie in Bormann, E.R. et al., (1992) Mol. Mi- crobiol . 6:317-326 beschrieben.
Zur Bestimmung des Vorliegens oder der relativen Menge an Protein, das von dieser mRNA translatiert wird, können Standard- Techniken, wie Western-Blot, eingesetzt werden (s. bspw. Ausubel et al. (1988) "Current Protocols in Molecular Biology", Wiley, New York) . Bei diesem Verfahren werden Gesamt-Zellproteine extrahiert, durch Gelelektrophorese aufgetrennt, auf eine Matrix, wie Nitrσcellulose, übertragen und mit einer Sonde, wie einem Antikörper, die an das gewünschte Protein spezifisch bindet, inku- biert, . Diese Sonde ist gewöhnlich mit einer chemilumineszieren- den oder colorimetrischen Markierung versehen, die sich leicht nachweisen läßt. Das Vorliegen und die beobachtete Menge an Markierung zeigt das Vorliegen und die Menge des gesuchten Mutantenproteins in der Zelle an.
Beispiel 7 : Wachstum von genetisch verändertem Corynebacterium glutamicum - Medien und Anzuchtbedingungen
Genetisch veränderte Corynebakterien werden in synthetischen oder natürlichen Wachstumsmedien gezüchtet. Eine Anzahl unterschiedlicher Wachstumsmedien für Corynebakterian sind bekannt und leicht erhältlich (Lieb et al. (1989) Appl. Microbiol. Biotechnol . 32:205-210; von der Osten et al. (1998) Biotechnology Letters 11:11-16; Patent DE 4 120 867; Liebl (1992) "The Genus Corynebacterium", in: The Procaryotes, Bd. II, Balows, A. , et al . , Hrsg. Springer-Verlag). Diese Medien bestehen aus einer oder mehreren Kohlenstoffquellen, Stickstoffquellen, anorganischen Salzen, Vitaminen und Spurenelementen. Bevorzugte Kohlenstoff- quellen sind Zucker, wie Mono-, Di- oder Polysaccharide . Sehr gute Kohlenstoffquellen sind bspw. Glucose, Fructose, Mannose, Galactose, Ribose, Sorbose, Ribulose, Lactose, Maltose, Saccharose, Raffinose, Stärke oder Cellulose. Man kann Zucker auch über komplexe Verbindungen, wie Melassen, oder andere Nebenprodukte der Zucker-Raffinierung zu den Medien geben. Es kann auch vor- teilhaft sein, Gemische verschiedener Kohlenstoffquellen zuzugeben. Andere mögliche Kohlenstoffquellen sind Alkohole und organische Säuren, wie Methanol, Ethanol, Essigsäure oder Milchsäure. Stickstoffquellen sind gewöhnlich organische oder anorganische Stickstoffverbindungen oder Materialien, die diese Verbindungen enthalten. Beispielhafte Stickstoffquellen umfassen Ammoniak-Gas oder Ammoniumsalze, wie NH4CI oder (NH4) 2S04, NH4OH, Nitrate, Harnstoff, Aminosäuren oder komplexe Stickstoffquellen, wie Mais- quellwasser, Sojamehl, Sojaprotein, Hefeextrakt, Fleischextrakt und andere.
Anorganische SalzVerbindungen, die in den Medien enthalten sein können, umfassen die Chlorid-, Phosphor- oder Sulfatsalze von Calcium, Magnesium, Natrium, Kobalt, Molybdän, Kalium, Mangan, Zink, Kupfer und Eisen. Chelatbildner können zum Medium gegeben werden, um die Metallionen in Lösung zu halten. Besonders geeignete Chelatbildner umfassen Dihydroxyphenole, wie Catechol oder Protocatechuat, oder organische Säuren, wie Citronensäure . Die Medien enthalten üblicherweise auch andere Wachstumsfaktoren, wie Vitamine oder Wachstumsförderer, zu denen bspw. Biotin, Riboflavin, Thiamin, Folsäure, Nikotinsäure, Panthothenat und Pyridoxin gehören. Wachstumsfaktoren und Salze stammen häufig von komplexen Medienkomponenten, wie Hefeextrakt, Melassen, Maisquellwasser und dergleichen. Die genaue Zusammensetzung der Medienverbindungen hängt stark vom jeweiligen Experiment ab und wird für jeden spezifischen Fall individuell entschieden. Information über die Medienoptimierung ist erhältlich aus dem Lehrbuch "Applied Micro- biol. Physiology, A Practical Approach" (Hrsg. P.M. Rhodes, P.F. Stanbury, IRL Press (1997) S. 53-73, ISBN 0 19 963577 3). Wachstumsmedien lassen sich auch von kommerziellen Anbietern beziehen, wie Standard 1 (Merck) oder BHI (Brain heart infusion, DIFCO) oder anderen.
Sämtliche Medienkomponenten werden, entweder durch Hitze (20 min bei 1,5 bar und 121°C) oder durch Sterilfiltration, sterilisiert. Die Komponenten können entweder zusammen oder nötigenfalls getrennt sterilisiert werden. Sämtliche Medienkomponenten können zu Beginn der Anzucht zugegen sein oder wahlfrei kontinuierlich oder chargenweise hinzugegeben werden.
Die Anzuchtbedingungen werden für jedes Experiment gesondert definiert. Die Temperatur sollte zwischen 15°C und 45°C liegen und kann während des Experimentes konstant gehalten oder verändert werden. Der pH-Wert des Mediums sollte im Bereich von 5 bis 8,5, vorzugsweise um 7,0 liegen, und kann durch Zugabe von Puffern zu den Medien aufrechterhalten werden. Ein beispielhafter Puffer für diesen Zweck ist ein Kaliumphosphatpuffer. Synthetische Puffer, wie MOPS, HEPES; ACES usw., können alternativ oder gleichzeitig verwendet werden. Der Anzucht-pH-Wert läßt sich während der Anzucht auch durch Zugabe von NaOH oder NH4OH konstant halten. Werden komplexe Medienkomponenten, wie Hefe-Extrakt, verwendet, sinkt der Bedarf an zusätzlichen Puffern, da viele komplexe Ver- bindungen eine hohe Pufferkapazität aufweisen. Beim Einsatz eines Fermenters für die Anzucht von Mikroorganismen kann der pH-Wert auch mit gasförmigem Ammoniak reguliert werden.
Die Inkubationsdauer liegt gewöhnlich in einem Bereich von mehre- ren Stunden bis zu mehreren Tagen. Diese Zeit wird so ausgewählt, daß sich die maximale Menge Produkt in der Brühe ansammelt . Die offenbarten Wachstumsexperimente können in einer Vielzahl von Behältern, wie Mikrotiterplatten, Glasröhrchen, Glaskolben oder Glas- oder Metallfermentern unterschiedlicher Größen durchgeführt werden. Zum Screening einer großen Anzahl von Klonen sollten die Mikroorganismen in Mikrotiterplatten, Glasröhrchen oder Schüttelkolben, entweder mit oder ohne Schikanen, gezüchtet werden. Vorzugsweise werden 100-ml-Schüttelkolben verwendet, die mit 10% (bezogen auf das Volumen) des erforderlichen Wachstumsmediums ge- füllt sind. Die Kolben sollten auf einem Kreiselschüttler (Amplitude 25 mm) mit einer Geschwindigkeit im Bereich von 100-300 U/ min geschüttelt werden. Verdampfungsverluste können durch Aufrechterhalten einer feuchten Atmosphäre verringert werden; alternativ sollte für die VerdampfungsVerluste eine mathematische Kor- rektur durchgeführt werden.
Werden genetisch modifizierte Klone untersucht, sollte auch ein unmodifizierter Kontrollklon oder ein Kontrollklon getestet werden, der das Basisplasmid ohne Insertion enthält. Das Medium wird auf eine ODeoo v°n 0,5 - 1,5 angeimpft, wobei Zellen verwendet werden, die auf Agarplatten, wie CM-Platten (10 g/1 Glucose, 2,5 g/1 NaCl, 2 g/1 Harnstoff, 10 g/1 Polypepton, 5 g/1 Hefeextrakt, 5 g/1 Fleischextrakt, 22 g/1 Agar pH-Wert 6,8 mit 2 M NaOH) , die bei 30°C inkubiert worden sind, gezüchtet wurden. Das Animpfen der Medien erfolgt entweder durch Einbringen einer Kochsalzlösung von C. glutaznicum-Zellen von CM-Platten oder durch Zugabe einer flüssigen Vorkultur dieses Bakteriums .
Beispiel 8 : In-vitro-Analyse der Funktion mutanter Proteine
Die Bestimmung der Aktivitäten und kinetischen Parameter von Enzymen ist im Fachgebiet gut bekannt. Experimente zur Bestimmung der Aktivität eines bestimmten veränderten Enzyms müssen an die spezifische Aktivität des Wildtypenzyms angepaßt werden, was in- nerhalb der Fähigkeiten des Fachmann liegt. Überblicke über Enzyme im allgemeinen sowie spezifische Einzelheiten, die die Struktur, Kinetiken, Prinzipien, Verfahren, Anwendungen und Beispiele zur Bestimmung vieler Enzymaktivitäten betreffen, können bspw. in den nachstehenden Literaturstellen gefunden werden: Di- xon, M. , und Webb, E.C: (1979) Enzy es, Longmans, London; Fersht (1985) Enzyme Structure and Mechanism, Freeman, New York; Walsh (1979) Enzy atic Reaction Mechanisms . Freeman, San Francisco; Price, N.C., Stevens, L. (1982) Fundamentals of Enzymology.
Oxford Univ. Press: Oxford; Boyer, P.D: Hrsg. (1983) The Enzymes,
3. Aufl., Academic Press, New York; Bisswanger, H. (1994)
Enzymkinetik, 2. Aufl. VCH, Weinheim (ISBN 3527300325); Berg- meyer, H.U., Bergmeyer, J., Graßl, M. Hrsg. (1983-1986) Methods of Enzymatic Analysis, 3. Aufl. Bd. I-XII, Verlag Chemie:
Weinheim; und Ulimann' s Encyclopedia of Industrial Chemistry
(1987) Bd. A9, "Enzymes", VCH, Weinheim, S. 352-363.
Die Aktivität von Proteinen, die an DNA binden, kann durch viele gut eingeführte Verfahren gemessen werden, wie DNA-Banden-Shift- Assays (die auch als Gelretardations-Assays bezeichnet werden) . Die Wirkung dieser Proteine auf die Expression anderer Moleküle kann mit Reportergen-Assays (wie in Kolmar, H. et al., (1995) EMBO J. 14:3895-3904 und den darin zitierten Literaturstellen beschrieben) gemessen werden. Reportergen-Testsysteme sind wohlbekannt und für Anwendungen in pro- und eukaryotischen Zellen etabliert, wobei Enzyme, wie beta-Galactosidase, Grün-Fluoreszenz- Protein und mehrere andere verwendet werden.
Die Bestimmung der Aktivität von Membran-Transportproteinen kann gemäß Techniken, wie sie in Gennis, R.B. (1989) "Pores, Channels and Transporters", in Biomembranes, Molecular Structure and Func- tion, Springer: Heidelberg, S. 85-137; 199-234; und 270-322 be- schrieben sind, erfolgen.
Beispiel 9 : Analyse des Einflusses von mutiertem Protein auf die Produktion des gewünschten Produktes
Die Wirkung der genetischen Modifikation in C. glutamicum auf die Produktion einer gewünschten Verbindung (wie einer Aminosäure) kann bestimmt werden, indem die modifizierten Mikroorganismen unter geeigneten Bedingungen (wie den vorstehend beschriebenen) gezüchtet werden und das Medium und/oder die zellulären Komponenten bezüglich der erhöhten Produktion des gewünschten Produktes (d.h. einer Aminosäure) untersucht wird/werden. Solche Analysetechniken sind dem Fachmann wohlbekannt und umfassen Spektroskopie, Dünnschichtchromatographie, Färbeverfahren verschiedener Art, enzyma- tische und mikrobiologische Verfahren sowie analytische Chromato- graphie, wie Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (s. bspw. Ullman, Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. A2, S. 89-90 und S. 443-613, VCH: Weinheim (1985); Fallon, A. , et al . , (1987) "Applications of HPLC in Biochemistry" in: Laboratory Techniques in Biochemistry and Molecular Biology, Bd. 17; Reh et al. (1993) Biotechnology, Bd. 3, Kapitel III: "Product recovery and purification", S. 469-714, VCH: Weinheim; Belter, P.A. et al .
(1988) Bioseparations: downstream processing for Biotechnology, John Wiley and Sons; Kennedy, J.F. und Cabral, J.M.S. (1992) Recovery processes for biological Materials, John Wiley and Sons; Shaeiwitz, J.A. und Henry, J.D. (1988) Biochemical Separations, in Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Bd. B3 ; Kapi- tel 11, S. 1-27, VCH: Weinheim; und Dechow, F.J. (1989) Separation and purification techniques in biotechnology, Noyes Publica- tions) .
Zusätzlich zur Messung des Fermentationsendproduktes ist es eben- falls möglich, andere Komponenten der Stoffwechselwege zu analysieren, die zur Produktion der gewünschten Verbindung verwendet werden, wie Zwischen- und Nebenprodukte, um die Gesamt-Effizienz der Produktion der Verbindung zu bestimmen. Die Analyseverfahren umfassen Messungen der Nährstoffmengen im Medium (bspw. Zucker, Kohlenwasserstoffe, Stickstoffquellen, Phosphat und andere Ionen) , Messungen der Biomassezusammensetzung und des Wachstums, Analyse der Produktion gemeinsamer Metabolite von Biosynthesewegen und Messungen von Gasen, die während der Fermentation erzeugt werden. Standardverfahren für diese Messungen sind in Applied Mi- crobial Physiology; A Practical Approach, P.M. Rhodes und P.F. Stanbury, Hrsg. IRL Press, S. 103-129; 131-163 und 165-192 (ISBN: 0199635773) und den darin angegebenen Literaturstellen beschrieben.
Beispiel 10: Reinigung des gewünschten Produktes aus C. glutami- cum-Kultur
Die Gewinnung des gewünschten Produktes aus C. glutamicum-Zellen oder aus dem Überstand der vorstehend beschriebenen Kultur kann durch verschiedene, im Fachgebiet bekannte Verfahren erfolgen. Wird das gewünschte Produkt von den Zellen nicht sezerniert, können die Zellen aus der Kultur durch langsame Zentrifugation geerntet werden, die Zellen können durch Standard-Techniken, wie mechanische Kraft oder Ultraschallbehandlung, lysiert werden. Die Zelltrümmer werden durch Zentrifugation entfernt, und die Überstandsfraktion, die die löslichen Proteine enthält, wird zur weiteren Reinigung der gewünschten Verbindung erhalten. Wird das Produkt von den C. glutamicum-Zellen sezerniert, werden die Zellen durch langsame Zentrifugation aus der Kultur entfernt, und die Überstandsfraktion wird zur weiteren Reinigung behalten.
Die Überstandsfraktion aus beiden Reinigungsverfahren wird einer Chromatographie mit einem geeigneten Harz unterworfen, wobei das gewünschte Molekül entweder auf dem Chromatographieharz zurückge- halten wird, viele Verunreinigungen in der Probe jedoch nicht, oder die Verunreinigungen auf dem Harz zurückbleiben, die Probe hingegen nicht. Diese Chromatographieschritte können nötigenfalls wiederholt werden, wobei die gleichen oder andere Chromatographieharze verwendet werden. Der Fachmann ist in der Auswahl der geeigneten Chromatographieharze und ihrer wirksamsten Anwendung für ein bestimmtes zu reinigendes Molekül bewandert . Das gerei- 5 nigte Produkt kann durch Filtration oder Ultrafiltration konzentriert und bei einer Temperatur aufbewahrt werden, bei der die Stabilität des Produktes maximal ist.
Im Fachgebiet sind viele Reinigungsverfahren bekannt, und das 10 vorhergehende Reinigungsverfahren soll nicht einschränkend sein. Diese Reinigungstechniken sind bspw. beschrieben in Bailey, J.E. & Ollis, D.F. Biochemical Engineering Fundamentals, McGraw-Hill: New York (1986) .
15 Die Identität und Reinheit der isolierten Verbindungen kann durch Techniken des Standes der Technik bestimmt werden. Diese umfassen Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC) , spektroskopische Verfahren, Färbeverfahren, Dünnschichtchromatographie, NIRS, Enzymtest oder mikrobiologische Tests. Diese Analyseverfahren
20 sind zusammengefaßt in: Patek et al. (1994) Appl. Environ.
Microbiol. 60:133-140; Malakhova et al. (1996) Biotekhnologiya 11 27-32; und Schmidt et al . (1998) Bioprocess Engineer. 19:67-70. Ulmann' s Encyclopedia of Industrial Chemistry (1996) Bd. A27, VCH: Weinheim, S. 89-90, S. 521-540, S. 540-547, S. 559-566,
25 575-581 und S. 581-587; Michal, G (1999) Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, John Wiley and Sons; Fallon, A. et al . (1987) Applications of HPLC in Biochemistry in: Laboratory Techniques in Biochemistry and Molecular Biology, Bd. 17.
30
Äquivalente
Der Fachmann erkennt oder kann - indem er lediglich Routineverfahren verwendet - viele Äquivalente der erfindungsgemäßen spezi- 35 fischen Ausführungsformen feststellen. Diese Äquivalente sollen von den nachstehenden Patentansprüchen umfaßt sein.
Die Angaben in Tabelle 1 sind folgendermassen zu verstehen:
40 In Spalte 1"DNA-ID" bezieht sich die jeweilige Zahl auf die SEQ ID NO des anhängenden Sequenzprotokolls. Eine "5" in der Spalte "DNA-ID" bedeutet demzufolge ein Verweis auf SEQ ID NO: 5.
In Spalte 2"AS-ID" bezieht sich die jeweilige Zahl auf die SEQ ID 45 NO des anhängenden Sequenzprotokolls. Eine "6" in der Spalte "AS-ID" bedeutet demzufolge ein Verweis auf SEQ ID NO: 6. In Spalte 3"Identifikation" wird eine eindeutige interne Bezeichnung für jede Sequenz aufgeführt.
In Spalte 4 "AS-POS" bezieht sich die jeweilige Zahl auf die Ami- nosäureposition der Polypeptidsequenz "AS-ID" in der gleichen Zeile. Eine "26" in der Spalte "AS-POS" bedeutet demzufolge die Aminosäureposition 26 der entsprechend angegebenen Polypeptidsequenz. Die Zählung der Position beginnt N-Terminal bei +1.
In -Spalte 5 "AS-Wildtyp" bezeichnet der jeweilige Buchstabe die Aminosäure - dargestellt im Ein-Buchstaben-Code- an der in Spalte 4 angegebenen Position beim entsprechenden Wildtyp-Stamm.
In Spalte 6 "AS-Mutante" bezeichnet der jeweilige Buchstabe die Aminosäure - dargestellt im Ein-Buchstaben-Code- an der in Spalte 4 angegebenen Position beim entsprechenden Mutanten-Stamm.
In Spalte 7"Funktion" wird die physiologische Funktion der entsprechenden Polypeptidsequenz aufgeführt .
Ein-Buchstaben-Code der proteinogenen Aminosäuren:
A Alanin
C Cystein
D Aspartat
E Glutamat
F Phenylalanin
G Glycin
H His
I Isoleucin
K Lysin
L Leucin
M Methionin
N Asparagin
P Prolin
Q Glutamin
R Arginin
S Serin
T Threonin
V Valin
W Tryptophan
Y Tyrösin Tabelle 1
Gene die für genetische Stabilitäts-, Genexpressions- und Faltungsproteine codieren
DNA AS Identifikation: AS AS AS Funktion:
ID: ID: Pos: Wildtyp Mutai
1 2 RXA00019 337 P S SINGLE-STRANDED-DNA-SPECIFIC EXONUCLEASE RECJ (EC 3.1.-.-) 405 T I SINGLE-STRANDED-DNA-SPECIFIC EXONUCLEASE RECJ (EC 3.1.-.-)
504 P S SINGLE-STRANDED-DNA-SPECIFIC EXONUCLEASE RECJ (EC 3.1.-.-)
3 4 RXA00061 754 s N DNA POLYMERASE I (EC 2.7.7.7)
5 6 RXA00209 414 V A GLUTAMYL-TRNA(GLN) A IDOTRANSFERASE SUBUNIT A (EC 6.3.5.-)
454 L F GLUTA YL-TRNA(GLN) AMIDOTRANSFERASE SUBUNIT A (EC 6.3.5.-)
7 8 RXA00211 44 V 1 GLUTAMYL-TRNA(GLN) AMIDOTRANSFERASE SUBUNIT B (EC 6.3.5.-)
9 10 RXA00314 319 E K CYSTEINYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.16)
11 12 RXA00458 170 L F GLUTAMYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.17)
13 14 RXA00493 363 A T 60 KD CHAPERONIN GROEL
15 16 RXA00588 23 A V TRANSCRIPTION ELONGATION FACTOR GREA
17 18 RXA00669 68 A T TRNA PSEUDOURIDINE SYNTHASE A (EC 4.2.1.70)
19 20 RXA01061 686 P S LEUCYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.4)
21 22 RXA01277 704 G S PROLYL ENDOPEPTIDASE (EC 3.4.21.26)
23 24 RXA01278 543 T 1 Protein Translation Elongation Factor G (EF-G)
25 26 RXA01284 164 D N Bacterial Protein Translation Elongation Factor Tu (EF-TU)
362 S F Bacteriai Protein Translation Elongation Factor Tu (EF-TU)
28 RXA01344 5 P L DNA-DIRECTED RNA POLYMERASE BETA CHAIN (EC 2.7.7.6)
429 D V DNA-DIRECTED RNA POLYMERASE BETA CHAIN (EC 2.7.7.6)
30 RXA01345 308 A V DNAK PROTEIN
32 RXA01404 108 T I TRANSCRIPTIONAL REPRESSOR
34 RXA01431 46 A T THIOREDOXIN
36 RXA01438 182 A T FERREDOXIN— ADP REDUCTASE (EC 1.18.1.2)
38 RXA01490 277 A V TRNA PSEUDOURIDINE SYNTHASE B (EC 4.2.1.70)
40 RXA01493 32 A V Na+ DRIVEN MULTIDRUG EFFLUX PUMP
42 RXA01559 400 T A PROTEIN TRANSLOCASE SUBUNIT SECD
44 RXA01596 334 R C DNA REPAIR PROTEIN RECN
493 G D DNA REPAIR PROTEIN RECN
46 RXA01651 7 S F TRANSPOSASE
33 L F TRANSPOSASE
48 RXA01 10 69 P S TRANSCRIPTIONAL REGULATOR
50 RXA01852 120 P S HISTIDYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.21 )
52 RXA01913 61 L F Protein Translation Elongation Factor Ts (EF-Ts)
54 RXA02145 321 P L MENAQUINOL-CYTOCHROME C REDUCTASE CYTOCHROME B SUBUNIT
56 RXA02236 87 L F Integration host factor
58 RXA02267 65 A T DNA (CYTOSINE-5)-METHYLTRANSFERASE (EC 2.1.1.37)
60 RXA02280 502 A V HEAT SHOCK PROTEIN HTPG
62 RXA02388 401 E K COME OPERON PROTEIN 3
451 V M COME OPERON PROTEIN 3
64 RXA02416 484 G D EXCINUCLEASE ABC SUBUNIT A
66 RXA02418 45 V I Bacteriai Protein Translation Initiation Factor 3 ( IF-3)
68 RXA02429 670 M 1 PROTEIN TRANSLOCASE SUBUNIT SECA
70 RXA02431 73 A V DNA POLYMERASE IV
72 RXA02445 17 G E ATP-DEPENDENT DNA HELICASE RECG
74 RXA02476 167 S F A/G-SPECIFIC ADENINE GLYCOSYLASE (EC 3.2.2.-)
76 RXA02726 286 A V ISOLEUCYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.5)
78 RXA02731 374 E K EXCINUCLEASE ABC SUBUNIT B
398 M L EXCINUCLEASE ABC SUBUNIT B
410 R L EXCINUCLEASE ABC SUBUNIT B
80 RXA02736 312 S F PUTATIVE OXPPCYCLE PROTEIN OPCA
82 RXA02742 179 G S DNA/RNA HELICASE (DEAD/DEAH BOX FAMILY)
84 RXA02748 100 P S SIGNAL RECOGNITION PARTICLE, SUBUNIT FFH/SRP54
164 G D SIGNAL RECOGNITION PARTICLE, SUBUNIT FFH/SRP54
86 RXA03070 249 A V TRANSPOSASE
88 RXA03098 164 S N DNA alkylation repair enzyme
90 RXA03206 98 G D D-Tyr-tRNATyr deacylase
92 RXA03260 56 S F TRANSPOSASE
94 RXA03394 11 S F METHIONYL-TRNA SYNTHETASE (EC 6.1.1.10)
96 RXA03674 342 V 1 ATP-DEPENDENT HELICASE HEPA
98 RXA03793 414 A V RNA POLYMERASE SIGMA FACTOR RPOD
100 RXA06048 3 L F PS1 PROTEIN PRECURSOR
4 L P PS1 PROTEIN PRECURSOR
5 T S PS1 PROTEIN PRECURSOR
9 A T PS1 PROTEIN PRECURSOR
26 I V PS1 PROTEIN PRECURSOR
31 S τ PS1 PROTEIN PRECURSOR
66 S N PS1 PROTEIN PRECURSOR
158 N D PS1 PROTEIN PRECURSOR
101 102 RXA07005 339 P S PROBABLE ATP-DEPENDENT HELICASE LHR (EC 3.6.1.-)
103 104 RXA07006 239 P L EXODEOXYRIBONUCLEASE VII LARGE SUBUNIT (EC 3.1.11.6)

Claims

Patentansprüche
1. Isoliertes Nukleinsäuremolekül codierend für ein Polypeptid mit der jeweils in Tabellel/Spalte2 in Bezug genommenen Aminosäuresequenz wobei das Nukleinsäuremolekül in der in Ta- bellel/Spalte4 angegebenenen Aminosäureposition eine andere proteinogene Aminosäure codiert als die jeweilige in Ta- bellel/SpalteS in der gleichen Zeile angegebene Aminosäure.
2. Isoliertes Nukleinsäuremolekül nach Anspruch 1, wobei das Nukleinsäuremolekül in der in Tabellel/Spalte4 angegebenenen Aminosäureposition die in Tabellel/Spalte6 in der gleichen Zeile angegebene Aminosäure codiert.
3. Ein Vektor, der wenigstens eine Nukleinsäuresequenz nach Anspruch 1 enthält.
4. Eine Wirtszelle, die mit wenigstens einem Vektor nach An- spruch 3 transfiziert ist.
5. Eine Wirtszelle nach Anspruch 4, wobei die Expression des besagten Nukleinsäuremoleküls zur Modulation der Produktion einer Feinchemikalie aus besagter Zelle führt.
6. Verf hren zur Herstellung einer Feinchemikalie welches die Kultivierung einer Zelle beinhaltet, die mit wenigstens einen Vektor nach Anspruch 3 transfiziert worden ist, so dass die Feinchemikalie produziert wird.
7. Verf hren nach Anspruch 6 , dadurch gekennzeichnet, daß die Feinchemikalie eine Aminosäure ist.
8. Verfahren nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Aminosäure Lysin ist.
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Families Citing this family (10)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2006340603A (ja) * 2003-06-23 2006-12-21 Ajinomoto Co Inc Ｌ−グルタミン酸の製造法
DE10359594A1 (de) * 2003-12-18 2005-07-28 Basf Ag PEF-TU-Expressionseinheiten
DE10359661A1 (de) 2003-12-18 2005-07-28 Basf Ag Genvarianten die für Proteine aus dem Stoffwechselweg von Feinchemikalien codieren
DE102004035065A1 (de) * 2004-07-20 2006-02-16 Basf Ag P-ET-TS-Expressionseinheiten
DE102004061846A1 (de) * 2004-12-22 2006-07-13 Basf Ag Mehrfachpromotoren
DE102005023829A1 (de) * 2005-05-24 2006-11-30 Degussa Ag Allele des opcA-Gens aus coryneformen Bakterien
US20070072194A1 (en) * 2005-09-28 2007-03-29 Alper Hal S Global transcription machinery engineering
DE102007044134A1 (de) * 2007-09-15 2009-03-19 Evonik Degussa Gmbh Verfahren zur Herstellung von L-Aminosäuren unter Verwendung von verbesserten Stämmen der Familie Enterobacteriaceae
JP7081832B2 (ja) 2016-06-13 2022-06-07 ザ リージェンツ オブ ザ ユニバーシティ オブ カリフォルニア α（Ｖ）β（６）インテグリン結合ペプチドおよびその使用方法
KR20200105861A (ko) * 2017-12-29 2020-09-09 더 스크립스 리서치 인스티튜트 비천연 염기쌍 조성물 및 사용 방법

Family Cites Families (9)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US4649119A (en) 1983-04-28 1987-03-10 Massachusetts Institute Of Technology Cloning systems for corynebacterium
JP2874751B2 (ja) 1986-04-09 1999-03-24 ジェンザイム・コーポレーション 希望する蛋白質をミルク中へ分泌する遺伝子移植動物
US4873316A (en) 1987-06-23 1989-10-10 Biogen, Inc. Isolation of exogenous recombinant proteins from the milk of transgenic mammals
DE4120867A1 (de) 1991-06-25 1993-01-07 Agfa Gevaert Ag Fotografisches verarbeitungsverfahren und vorrichtung dafuer
EP0693558B1 (de) 1994-07-19 2002-12-04 Kabushiki Kaisha Hayashibara Seibutsu Kagaku Kenkyujo Trehalose, ihre Herstellung und ihre Verwendung
DE19929365A1 (de) * 1999-06-25 2000-12-28 Basf Lynx Bioscience Ag Teilsequenzen der Gene des Primär- und Sekundärmetabolismus aus Corynebacterium glutamicum und ihr Einsatz zur mikrobiellen Herstellung von Primär- und Sekundärmetaboliten
TR200103709T2 (tr) * 1999-06-25 2002-08-21 Basf Aktiengesellschaft Corynebacterium glutamicum gen kodlayıcı stres, direnç ve tolerans proteinleri
CN100352926C (zh) * 1999-07-09 2007-12-05 德古萨股份公司 编码opcA基因的核苷酸序列
JP4623825B2 (ja) 1999-12-16 2011-02-02 協和発酵バイオ株式会社 新規ポリヌクレオチド

Non-Patent Citations (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
See references of WO03040180A2 *

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