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Die
vorliegende Erfindung betrifft ein verbessertes Verfahren zur Identifizierung
und gegebenenfalls zur Charakterisierung von miteinander wechselwirkenden
Molekülen,
das dazu entworfen wurde, positive Clone aus der relativ großen Anzahl
von falsch-positiven Clonen nachzuweisen, die mit Zwei-Hybrid-Systemen isoliert
wurden. Das Verfahren der Erfindung basiert auf einer neuartigen
Kombination von Selektionsschritten, die dazu verwendet werden,
Clone, die wechselwirkende Moleküle
exprimieren, gegenüber
falsch-positiven Clonen
nachzuweisen. Die vorliegende Erfindung betrifft weiterhin ein Kit,
das zur Durchführung
des Verfahrens der Erfindung nützlich
ist. Die vorliegende Erfindung stellt parallele, mit hohem Durchsatzmögen versehene
oder automatisierte Wechselwirkungs-Durchmusterungsverfahren zur zuverlässigen Identifizierung
von miteinander wechselwirkenden Molekülen bereit.
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Protein-Protein-Wechselwirkungen
sind für
fast alle biologischen Vorgänge
essentiell, wie zum Beispiel für
die Replikation, Transkription, Sekretion, Signaltransduktion und
den Stoffwechsel. Die klassischen Verfahren zur Identifizierung
solcher Wechselwirkungen, wie z. B. die Co-Immunopräzipitation
oder die Kreuzvernetzung, sind nicht für alle Proteine verfügbar, oder
sind unter Umständen
nicht ausreichend empfindlich. Diese Verfahren besitzen weiterhin
den Nachteil, dass potenziell miteinander wechselwirkende Partner
und die entsprechenden Nucleinsäurefragmente
oder -sequenzen nur mit großem
Arbeitsaufwand identifiziert werden können. Gewöhnlich geschieht dies durch
Proteinsequenzierung oder durch die Herstellung von Antikörpern, gefolgt
von der Durchmusterung einer Expressions-Genbank.
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Eine
wichtige Entwicklung zur bequemen Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen
war das Hefe-Zwei-Hybrid-(2H)-System, das durch Fields und Song
(1989) vorgestellt wurde. Dieses genetische Verfahren erlaubt nicht
nur das rasche Aufzeigen von in vivo-Wechselwirkungen, sondern auch
die einfache Isolierung der entsprechenden Nucleinsäuresequenzen,
die die miteinander wechselwirkenden Partner codieren. Das Hefe-Zwei-Hybrid-System
benutzt die Eigenschaften einer großen Anzahl der eukaryontischen
Transkriptionsfaktoren, die zwei voneinander trennbare funktionelle
Domänen
tragen: eine DNA-bindende Domäne,
sowie eine zweite Domäne,
welche den RNA-Polymerase-Komplex aktiviert (die Aktivierungsdomäne). Im klassischen
2H-System werden ein sogenanntes „Köder"-Protein, das eine DNA-Bindedomäne (GAL4bd
oder lexA) und ein Protein „X" von Interesse umfaßt, als
Fusionsprotein in der Hefe exprimiert. Die gleiche Hefezelle exprimiert
gleichzeitig ein sogenanntes „Fisch"-Protein, das eine
Aktivierungsdomäne
(GAL4ad oder VP16) und ein Protein „Y" umfaßt. Bei der Wechselwirkung
eines Köder-Proteins
mit einem Fisch-Protein werden die DNA-Binde- und die Aktivierungsdomäne der Fusionsproteine
in enge Nachbarschaft zueinander gebracht, und der so entstehende
Proteinkomplex löst
die Expression der Reportergene aus, wie zum Beispiel HIS3 oder lacZ.
Diese Expression kann durch die Anzucht der Hefezellen auf selektivem
Medium ohne Histidin, sowie über
die Aktivierung des lacZ-Gens leicht überwacht werden. Die Gensequenz,
die zum Beispiel ein unbekanntes Fisch-Protein codiert, kann durch
die Isolierung des entsprechenden Plasmids und eine anschließende Sequenzanalyse
leicht identifiziert werden. Inzwischen wurden eine Anzahl an Varianten
des 2H-Systems entwickelt. Die weitaus Wichtigsten davon sind das „Ein-Hybrid"-System zur Identifizierung
von Promotor-bindenden Proteinen und das „Drei-Hybrid(„tri-hybrid")-System" zur Identifizierung
von RNA-Protein-Wechselwirkungen (Li und Herskowitz, 1993; SenGupta
et al., 1996; Putz et al., 1996). Im Fachgebiet wird vorausgesetzt, dass
zur Identifizierung, zum Nachweis oder zum Testen der Vielzahl an
Wechselwirkungen, die in biologischen Systemen angetroffen werden,
unterschiedliche 2H-Systeme
angewendet werden müssen.
Tatsächlich wurden
andere 2H-Technologien entwickelt, um es zu ermöglichen, Protein-Protein-Wechselwirkungen
in anderen Organismen und/oder unterschiedlichen Zellkompartimenten
zu untersuchen. Zum Beispiel in Säugerzellen (Rossi et al., 1997;
PNAS 94: 8405–8410),
in Bakterienzellen (Karimova et al., 1998; PNAS 95: 5752–5756),
im Cytoplasma von Hefezellen (Johnsson & Varshavsky, 1996;
US 5503977 ) und im periplasmatischen
Raum von Hefezellen (Fowlkes et al., 1998; US 5789184).
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Diese
2H-Systeme zur Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen
wurden bis heute nur im Labormaßstab
durchgeführt.
Die zahlreichen Schritte dieser Systeme müssen der Reihe nach durchgeführt werden.
Daher sind sie sehr zeitaufwendig. Als Folge haben sich diese 2H-Systeme
bisher zur Analyse von eukaryontischen Banken vs. Bank-Durchmusterungen
zur Untersuchung von Protein-Protein-Netzwerken als ungeeignet erwiesen.
Obwohl neuere Entwicklungen diese Nachteile berücksichtigt haben (Bartel et
al., 1996), wurde eine erfolgreiche Suche nach miteinander wechselwirkenden
Proteinen in großem
Maßstab,
wie zum Beispiel auf Basis einer Durchmusterung einer eukaryontischen
Genbank gegen Genbank, nicht berichtet. Noch wichtiger ist darüber hinaus,
dass 2H-Systeme
unter dem schwerwiegenden Nachteil leiden, dass viele falsch-positive
Clone isoliert werden, die keine Wechselwirkungen zwischen den bindenden
Partnern darstellen. Dies ist besonders unbequem in den Fällen, bei
denen große
Zahlen an Clonen untersucht werden sollen, da im Falle der Durchmusterung
einer eukaryontischen Genbank mit einer Genbank es typisch ist,
dass mehrere Hunderte oder Tausende an Clonen zur Untersuchung eines
Protein-Protein-Netzwerks
analysiert werden müssen.
WO 97/47763 offenbart ein Verfahren, das nur eine Selektion auf
falsch-positive Protein-Protein-Wechselwirkungen umfaßt.
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Das
technische Problem, dem die vorliegende Erfindung zu Grunde liegt,
war es daher, diese Schwierigkeiten im Fachgebiet zu überwinden
und ein System zusammenzustellen, dass zuverlässig Clone liefert, die miteinander
wechselwirkende Moleküle
exprimieren. Diese System sollte darüber hinaus zur Durchmusterung einer
Genbank gegen Genbank im Großmaßstab unter
Verwendung eines parallelen, mit einem hohen Durchsatz versehenen,
oder automatisierten Anwendungsverfahrens geeignet sein.
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Die
Lösung
dieses technischen Problems wird durch die Bereitstellung der Ausführungsformen
erreicht, die in den Ansprüchen
beschrieben sind.
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Demgemäß betrifft
die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Identifizierung von
mindestens einem Mitglied eines Paares oder eines Komplexes miteinander
wechselwirkender Moleküle,
umfassend:
- (a) die Bereitstellung von Wirtszellen,
die mindestens zwei genetische Elemente mit unterschiedlichen selektierbaren
und gegenselektierbaren Markern enthalten, wobei die genetischen
Elemente jeweils eine genetische Information umfassen, die eines
der Mitglieder näher
bestimmt, und wobei die Wirtszellen weiterhin ein Auswertungssystem
(„Readout-System") enthalten, das
durch die Wechselwirkung der Moleküle aktiviert wird;
- (b) gegebenenfalls dem Zulassen des Eintretens von mindestens
einer Wechselwirkung;
- (c) dem Selektieren auf die Wechselwirkung durch Übertragen
von Nachkommen der Wirtszellen auf:
- (ca) mindestens zwei verschiedene selektive Medien, wobei jedes
dieser selektiven Medien das Wachstum der Wirtszellen nur in Abwesenheit
von mindestens einem gegenselektierbaren Marker und in Anwesenheit eines
selektierbaren Marken erlaubt; und
- (cb) ein weiteres selektives Medium, das die Identifizierung
der Wirtszellen nur nach Aktivierung des Auswertungssystems erlaubt;
- (d) dem Identifizieren der Wirtszellen, die wechselwirkende
Moleküle
enthalten, die
- (da) das Auswertungssystem nicht auf einem der in (ca) näher beschriebenen
selektiven Medien aktivieren; und
- (db) das Auswertungssystem auf dem in (cb) näher beschriebenen selektiven
Medium aktivieren; und
- (e) dem Identifizieren von mindestens einem Mitglied des Paares
oder des Komplexes miteinander wechselwirkender Moleküle.
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Diese
Wechselwirkung ist bevorzugt eine spezifische Wechselwirkung.
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Die
Begriffe „Identifizierung" und „Identifizieren", wie sie gemäß der vorliegenden
Erfindung verwendet werden, beziehen sich auf die Fähigkeiten
der Fachleute, aufgrund der Aktivierung des Auswertungssystems auf
dem selektiven Medium, positive Clone, die miteinander wechselwirkende
Moleküle
exprimieren, gegenüber
falsch-positiven Clonen nachzuweisen und gegebenenfalls zusätzlich mindestens
eines der miteinander wechselwirkenden Moleküle durch eine oder eine Reihe
eindeutige/r Eigenschaft/en zu charakterisieren. Diese Moleküle werden
bevorzugt durch die DNA-Sequenzen, die sie codieren, nach Nucleinsäure-Hybridisierung oder
Isolierung und Sequenzierung der entsprechenden DNA-Moleküle charakterisiert.
Alternativ und weniger bevorzugt können diese Moleküle durch
unterschiedliche Eigenschaften, wie z. B. das Molekulargewicht,
den isoelektrischen Punkt und im Falle von Proteinen, der N-terminalen
Aminosäuresequenz,
usw., charakterisiert werden. Verfahren zur Bestimmung solcher Parameter
sind im Fachgebiet wohlbekannt.
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Vorzugsweise
werden die Mitglieder, die durch diese genetischen Elemente näher bestimmt
sind, mit einer weiteren Einheit verbunden, die nach der Wechselwirkung
die Aktivierung des Auswertungssytems auslöst oder dazu mit beiträgt. Es wird
weiterhin bevorzugt, dass diese Einheit für jede Art eines genetischen
Elements konserviert ist, und dass die unterschiedliche Arten der
genetischen Elemente unterschiedliche Einheiten umfassen. Es wird
zusätzlich
bevorzugt, dass ein Mitglied eines Paares oder eines Komplexes miteinander wechselwirkender
Molekülformen,
wenn es als RNA von diesem genetischen Element transkribiert wird,
ein RNA-Transkript bildet, das mit einer RNA fusioniert ist, die
die Einheit näher
bestimmt. Am meisten wird bevorzugt, dass dieses fusionierte RNA-Transkript
translatiert wird, um ein Fusionsprotein zu bilden, das dieses Mitglied
an die Einheit fusioniert enthält.
Wie im Folgenden hierin nachstehend weiter ausgeführt wird,
kann diese Einheit in einer Art eines genetischen Elements eine
DNA-Sequenz sein, die eine DNA-bindende
Domäne
codiert, und in einer anderen Art eines genetischen Elements eine
transaktivierende Proteindomäne
sein. Vorzugsweise sind die genetischen Elemente Vektoren, wie z.
B. Plasmide. Alternativ kann die Wechselwirkung zwischen zwei Fusionsproteinen
zu einer funktionellen Einheit mit einer wieder hergestellten enzymatischen Aktivität führen, wie
z. B. das bakterielle Chloramphenicol-Acetytransferase-Protein (CAT)
(Seed & Sheen, 1988,
Gene 67: 271–277).
Die mindestens zwei in der Wirtszelle enthaltenen genetischen Elemente
sind bevorzugt Vektoren aus einer Genbank, wie z. B. aus einer cDNA- oder einer genomischen
Genbank. Daher erlaubt das Verfahren der Erfindung die Durchmusterung
einer Vielzahl an Wirtszellen, wobei der Vektoranteil des genetischen
Elements für
jede Art eines genetischen Elements bevorzugt der Gleiche ist, aber
wohingegen die potenziell miteinander wechselwirkenden Moleküle, Repräsentanten
einer Genbank darstellen und somit in der Regel, und im Falle, dass
die Genbank vorher nicht amplifiziert wurde, in jeder Wirtszelle
unterschiedlich sein können.
Diesbezüglich
bezieht sich der Ausdruck „Art
eines genetischen Elements" auf
ein Element, das die gleiche Einheit, sowie die gleichen selektierbaren
und gegenselektierbaren Marker umfaßt.
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Die „Wechselwirkung" der Moleküle ist bevorzugt
spezifisch und durch eine hohe Bindungskonstante charakterisiert.
Der Ausdruck „Wechselwirkung" kann sich jedoch
auch auf die Bindung zwischen Molekülen mit einer niedrigeren Bindungskonstante
beziehen, die jedoch ausreichend sein muß, um das Auswertungssystem
zu aktivieren. Die Wechselwirkung, die durch das Verfahren der Erfindung
nachweisbar ist, führt
bevorzugt zur Bildung einer funktionellen Einheit, die eine biologische,
physikalische oder chemische Aktivität aufweist, welche in der Wirtszelle
vor dem Auftreten der Wechselwirkung nicht vorlag.
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Diese
Wechselwirkung kann zur Bildung eines funktionellen Transkriptionsaktivators
führen,
der eine DNA-bindende und eine transaktivierende Proteindomäne umfaßt, und
der in der Lage ist, eine darauf reagierende Einheit (Antworteinheit)
zu aktivieren, die die Aktivierung des Auswertungssystems steuert.
Zum Beispiel kann es sich bei der Einheit um einen Promotor handeln.
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Alternativ
kann die Wechselwirkung zu einer nachweisbaren Fluoreszenz-Resonanz-Energieübertragung
führen,
die durch die Wechselwirkung von Fusionsproteinen erhalten wird,
die zum Beispiel die fluoreszierenden Proteine GFP-Typ a und GFP-Typ
b enthalten (Cubbitt et al., 1995; Heim & Tsien, Curr. Biol, 6: 178–182, 1996).
Die Wechselwirkung kann alternativ zur Wiederherstellung eines funktionellen
Enzyms führen,
wie zum Beispiel der β-Galactosidase
(Rossi et al., 1997) oder der Adenylat-Cyclase (Karimova et al., 1998).
Diese Ausführungsformen
werden zum Studium der Wechselwirkungen in anderen Arten von Wirtszellen
als Hefe bevorzugt.
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In
einer weiteren Ausführungsform
kann die Wechselwirkung zu einer nachweisbaren Modifizierung eines
Substrats durch ein Enzym führen,
wie z. B. einer Farbreaktion, die durch die Abspaltung eines Propeptids
durch ein Enzym erfolgen kann. Bei allen diesen Ausführungsformen
der Erfindung wird vorausgesetzt, dass die miteinander wechselwirkenden
Moleküle
bevorzugt direkt mit den Molekülen
fusioniert sind, die das Auswertungssystem steuern.
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Der
Ausdruck „Wachstum" auf selektiven Medien „in Abwesenheit
von mindestens einem der gegenselektierbaren Marker" bezieht sich auf
die Tatsache, dass eine Population an Wirtszellen, die mindestens
eines dieser genetischen Elemente enthält, auf diese selektierbaren
Medien plaziert wird, aber nur diejenigen Nachkommen der Wirtszellen
der Gesamtpopulation in der Lage sind zu wachsen, die die relevanten
genetischen Elemente verloren haben. Wenn zum Beispiel ein Hefestamm,
der gegenüber
dem Arzneimittel Canavanin resistent ist (canr),
und der auch ein Plasmid enthält,
das das CAN1-Wildtyp-Gen (Hoffmann, 1985) trägt, auf ein selektives Medium
plaziert wird, das Canavanin enthält, sind nur diejenigen Nachkommen
des Hefestammes in der Lage zu wachsen, die das das CAN1-Gen tragende Plasmid
verloren haben, da dieses Gen den Hefezellen eine Empfindlichkeit
gegenüber
Canavanin verleiht.
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In
Bezug auf Schritt (ca) sollte angemerkt werden, dass jedes der mindestens
zwei Selektionsmedien mindestens eine gegenselektierbare Verbindung
wie z. B. Cycloheximid enthält,
wobei die gegenselektierbare Verbindung in den verschiedenen Selektionsmedien
unterschiedlich ist; ihnen fehlt typischerweise zusätzlich eine
Verbindung, die einen auxotrophen Marker komplementiert, oder sie
enthalten ein Antibiotikum. Diese Verbindung oder das Antibiotikum
kann für
die zahlreichen Selektionsmedien das Gleiche sein. Es wird bevorzugt,
dass mindestens Eines unterschiedlich ist.
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Das
Verfahren der vorliegenden Erfindung stellt ein sehr wirksames Werkzeug
zur Selektion gegen falsch-positive Clone bereit, von denen sich
herausgestellt hat, dass sie die allgemeine Nützlichkeit des Zwei-Hybrid-Systems
drastisch vermindern. Zum Beispiel können durch den Einschluß eines
Markers, der auf die Abwesenheit eines genetischen Elements hin
gegenselektiert, das ein Mitglied eines Paares der potenziell miteinander
wechselwirkenden Partner bestimmt, Clone, die wachsen und daher
nur das zweite genetische Element tragen, das den zweiten Partner
bestimmt, nun auf die Aktivierung des Auswertungssystems hin untersucht
werden. Wenn der Clon, der nur das Fusionsprotein enthält, das
durch das zweite genetische Element codiert wird, das Auswertungssystem
bei Abwesenheit des anderen genetischen Elements aktiviert, wird
er als falsch-positiv klassifiziert. Durch die Gegenselektion auf
die Abwesenheit des zweiten genetischen Elements wird die gleiche
Untersuchung auf das erste genetische Element angewendet. Somit
werden nur diejenigen Clone, die das Auswertungssystem bei Anwesenheit
sowohl beider oder aller genetischen Elemente aktivieren, die aber
das Auswertungssystem nicht aktivieren, wenn eines der genetischen
Elemente verlorengegangen ist, als positive Clone klassifiziert.
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Die
Vorteile, die mit dem Verfahren der Erfindung verbunden sind, besitzen
insbesondere einen signifikanten Einfluß auf die Zahl der Clone, die
potenziell miteinander wechselwirkende Partner exprimieren, die bequem
untersucht werden können.
Zum Beispiel wird sogar die Arbeit im Labormaßstab effektiver, da positive Clone,
die miteinander wechselwirkende Partner exprimieren, leicht und
eindeutig von falsch-positiven Clonen ohne die Erzeugung von weiteren
Stämmen
unterschieden werden können.
Im Gegensatz dazu müssen,
um falsch-positive Clone unter Verwendung des derzeit gebräuchlichen
Hefe-Zwei-Hybrid-Systems
nachzuweisen, Plasmide, die Fisch-Proteine codieren, gewöhnlich isoliert
und wieder neu in Hefezellen transformiert werden, die Plasmide
tragen, die nicht verwandte Köder-Proteine
codieren. Darüber
hinaus schließt
die enorme Zahl an falsch-positiven Clonen, die isoliert werden
würden,
wenn das klassische Zwei-Hybrid-System in großem Maßstab angewendet werden würde, die
jedoch durch das Verfahren dieser Erfindung unterschieden werden,
nicht mehr länger
eine wirksame Analyse von Clonen mit hohem Durchsatz aus. Langfristig
wird erwartet, dass das Verfahren der vorliegenden Erfindung besonders
für die
Analyse einer großen
Anzahl ans Hefeclonen, die wechselwirkende Moleküle enthalten, mit hohem Durchsatz
vorteilhaft ist, da viele spezifische Wechselwirkungen und die individuellen
Mitglieder dieser Wechselwirkungen in einem parallelen und automatisierten
Anwendungsansatz identifiziert werden können.
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Einige
Forscher haben das Problem der Identifizierung von falsch-positiven
Clonen bemerkt, wenn sie das Hefe-Zwei-Hybrid-System in der Vergangenheit
angewendet haben, Bartel et al. (1996) beschrieben ein Verfahren
zum Ausschluß von
falsch-positiven Clonen durch wiederholte Plattierung (Replika-Plattierung)
von Clonen, die ein Fusionsprotein exprimieren, von SD-Leu- und
SD-Trp-Platten auf SD-His-Platten. Clone, die auf den SD-His-Platten Wachstum
zeigten, wurden als falsch-positive Clone identifiziert und wurden
anschließend
für die
Wechselwirkungspaarung nicht verwendet. Der Nachteil dieses Verfahrens
liegt darin, dass das Verfahren arbeitsintensiv ist, da Hefestämme, die
die Fisch-Proteine,
die Köder-Proteine
und die potenziell miteinander wechselwirkenden Fisch- und Köder-Proteine
exprimieren, alle erzeugt und analysiert werden müssen. Die
Verwendung des gegenselektierbaren Systems, das in dieser Erfindung
beschrieben wird, besitzt den Vorteil, dass nur ein Stamm, der die
potenziell miteinander wechselwirkenden Fusionsproteine exprimiert,
erzeugt wird und analysiert werden muß.
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Um
falsch-positive Clone aus 2H-Systemen auszuschließen, wurden
auch andere Strategien vorgeschlagen (Vidal et al., 1996a; Nandabalan
et al., 1997). Diese Systeme erfordern jedoch alle, dass das Auswertungssystem,
das auf die Aktivität
hin untersucht wird, mindestens ein Reportergen umfaßt, das
nach der Wiederherstellung der DNA-bindenden und transaktivierenden
Fusionsproteine transkribiert wird. Tatsächlich wurden, obwohl sie meist
beanspruchen, für
alle Zellarten anwendbar zu sein, diese Systeme in Richtung der speziellen
Eigenschaften des Hefe-Zwei-Hybrid-Systems hin entworfen. Das hierin
beschriebene Verfahren der Erfindung ist nicht auf den Ausschluß falsch-positiver
Clone beschränkt,
die einzelne Fusionsproteine mit DNA-Binde- oder Aktivierungsdomäne exprimieren,
die das Reportersystem aktivieren können. Im Gegenteil, es kann
dazu verwendet werden, auch falsch-positive Clone in anderen 2H-Systemen
als dem Hefe-Zwei-Hybrid-System auszuschließen, was von Vorteil ist, wenn
die Wechselwirkungs-Durchmusterungen zum Beispiel in anderen Arten
von Wirtszellen durchgeführt
werden.
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Ein
schematische Übersicht
einer Ausführungsform
des Verfahrens der Erfindung wird in 6 gezeigt.
Zur parallelen Untersuchung eines Netzwerks von Protein-Protein-Wechselwirkungen
mit dem Verfahren der Erfindung, wird eine Genbank von Plasmid-Konstrukten bereitgestellt,
die Fusionsproteine mit der DNA-Bindedomäne und der Aktivierungsdomäne exprimieren.
Diese Genbanken können
aus spezifischen DNA-Fragmenten
oder einer Vielzahl an unbekannten DNA-Fragmenten bestehen, die
in die verbesserten Plasmide mit der Bindedomäne und der Aktivierungsdomäne der Erfindung
ligiert wurden, welche unterschiedliche selektierbare und gegenselektierbare
Marker enthalten. Beide Genbanken werden durch Transformation oder
Wechselwirkungspaarung in Hefezellen kombiniert, und Hefestämme, die
potenziell miteinander wechselwirkende Proteine exprimieren, werden
auf einem Selektionsmedium ohne Histidin selektiert. Die Selektionsmarker
TRP1 und LEU2 erhalten die Plasmide in den Hefestämmen aufrecht,
die auf Selektionsmedien wachsen, wohingegen CAN1 und CYH2 die gegenselektierbaren
Marker darstellen, die auf den Verlust jedes Plasmids hin selektieren.
HIS3 und lacZ stellen Selektionsmarker dar, die in das Hefegenom
integriert sind, und die nach der Aktivierung durch miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimiert werden.
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Das
Auswertungssystem besteht im vorliegenden Fall sowohl in dem Wachstum
auf einem Medium, dem Histidin Fehlt, als auch in der enzymatischen
Aktivität
der β-Galactosidase, auf
welche anschließend durchmustert
werden kann. Dies sollte jedoch so verstanden werden, dass das Auswertungssystem
auch nur auf einem Marker basieren kann, wie z. B. HIS3. Die Kombination
der beiden Bestandteile, die das Auswertungssystem bilden, erlaubt
jedoch in vielen Fällen
eine schnellere Interpretation der Ergebnisse, insbesondere, wenn
einer der Bestandteile nach der Aktivierung eine Farbveränderung
bewirkt. Ein Kolonien pickender Roboter wird dazu verwendet, die
so entstandenen Hefekolonien in die individuellen Vertiefungen von
Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen zu picken, die Selektionsmedium
ohne Histidin enthalten, und die so erhaltenen Platten werden bei
30°C inkubiert,
tun das Wachstum der Zellen zu erlauben. Die Wechselwirkungs-Genbank,
die in den Mikrotiterplatten enthalten ist, kann gegebenenfalls
repliziert (Replika-plattiert) und gelagert werden. Die so erhaltene
Wechselwirkungs-Genbank wird untersucht, um positive Clone nachzuweisen,
die miteinander wechselwirkende Proteine enthalten, und um sie von
falsch-positiven Clonen unter Verwendung des Verfahren der Erfindung
zu unterscheiden. Unter Verwendung eines Tüpfel(Spotting)-Roboters werden
die Zellen auf Replika-Membranen übertragen,
die anschließend
auf jedes der selektiven Medien SD-Leu-Trp-His, SD-Leu+CAN und SD-Trp+CHX
plaziert werden. Nach der Inkubation auf den selektiven Platten,
werden die auf den Membranen gewachsenen Clone einem β-Gal-Testansatz
unterzogen, und es wird ein digitales Bild jeder Membran mit einer
CCD-Kamera aufgenommen, welches dann im Computer gespeichert wird.
Unter Verwendung der digitalen Bildverarbeitung und -analyse können Clone,
die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren, unter
Berücksichtigung
des Musters der β-Gal-Aktivität der Clone,
die auf den verschiedenen Selektionsmedien angezogen wurden, identifiziert
werden. Die individuellen Mitglieder, aus den sich die Wechselwirkung
zusammensetzt, können
dann durch eines oder mehrere Verfahren identifiziert werden, umfassend
PCR, Sequenzierung, Hybridisierung, Qligofingerprinting oder Antikärperreaktionen.
Ein tatsächliches
Experiment, das nach dem in 6 schematisch
aufgezeigten Weg durchgeführt
wurde, wird in den 5 bis 22 gezeigt.
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Die
hier und vorstehend näher
bestimmten genetischen Elemente können weiterhin und vorteilhaft
mit mindestens zwei weiteren Selektionsmarkern ausgestattet sein,
die in Bakterien, wie z. B. in E. coli funktionell sind. Solche
Selektionsmarker, wie z. B. aphA (Pansegrau et al., 1987) oder bla,
erlauben die leichte Trennung dieser genetischen Elemente nach der
Retransformation in E. coli-Stämme.
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In
einer bevorzugten Ausführungsform
des Verfahrens der vorliegenden Erfindung wird das Paar oder der
Komplex miteinander wechselwirkender Moleküle ausgewählt aus der Gruppe, bestehend
aus RNA-RNA-, RNA-DNA-, RNA-Protein-, DNA-DNA-, DNA-Protein-Protein-Protein-,
Protein-Peptid- oder Peptid-Peptid-Wechselwirkungen.
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Demgemäß ist das
Verfahren der Erfindung in einem großen Spektrum biologischer Wechselwirkungen
anwendbar. Zum Beispiel wird die Erfindung durch die Verwendung
synthetischer Peptid-Genbanken (Yang et al., 1995) bei der Identifizierung
von Peptid-Protein-
oder Peptid-Peptid-Wechselwirkungen nützlich sein.
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Zwei
Anwendungen von Interesse sind die Anwendung eines Zwei-Hybrid-Systems
in großem
Maßstab
zum Nachweis von Protein-Protein-Wechselwirkungen, die an medizinisch
bedeutenden Wegen beteiligt sind, welche als diagnostische oder
therapeutische Ziele zur Behandlung von Krankheiten nützlich sein
können,
sowie ein Drei-Hybrid-System in großem Maßstab, das ein Beispiel für einen
Komplex an miteinander wechselwirkenden Molekülen darstellt, und das hierin
vorstehend zur Identifizierung von zum Beispiel neuartigen postranskriptionellen
Regulatoren und ihrer Bindestellen erwähnt wurde (SenGupta et al.,
1996; Putz et al., 1996). In dieser Hinsicht sollte angemerkt werden,
dass ein Komplex in Übereinstimmung
mit der Erfindung mehr als drei miteinander wechselwirkende Moleküle umfassen
kann. Weiterhin kann ein solcher Komplex aus biologisch oder chemisch
unterschiedlichen Mitgliedern zusammengesetzt sein. Um zum Beispiel
miteinander wechselwirkende RNA-bindende Proteine und RNA-Moleküle zu identifizieren,
können
ein Plasmid, das ein LexA-HIV-1Rev-Protein exprimiert, ein Plasmid,
das eine RNA-Sequenz in Fusion mit dem auf Rev reagierenden Element
transkribiert, und ein Plasmid, das ein potenzielles, mit RNA wechselwirkendes
Protein, in Fusion mit einer Aktivierungsdomäneexprimiert, in einer Zelle
vorliegen. Die Plasmide, die das RNA-Fusionsmolekül codieren,
und diejenigen, die das Fusionsprotein mit der Aktivierungsdomäne codieren,
müssen
gemäß dem Verfahren
der Erfindung unterschiedliche selektierbare und gegenselektierbare
Marker enthalten. Wenn das RNA-Fusionsmolekül mit den entsprechenden beiden
Fusionsproteinen in Wechselwirkung tritt, wird das Auswertungssystem
aktiviert. Um zu untersuchen, ob das RNA-Fusionsmolekül oder das
Fusionsprotein mit der Aktivierungsdomäne in Wechselwirkung treten,
wird das Verfahren der Erfindung dazu verwendet, die Aktivierung
des Auswertungssystems in Abwesenheit jedes dieser Fusionsmoleküle untersucht.
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In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
handelt es sich bei den genetischen Elementen um Plasmide, künstliche
Chromosomen, Viren oder andere extrachromosomale Elemente.
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Obwohl
aufgrund der leichten Handhabung bevorzugt wird, Plasmide zu verwenden,
die die genetischen Elemente gemäß der Erfindung
bestimmen, werden Fachleute in der Lage sein, andere Systeme zu
ersinnen, die die genetischen Elemente tragen, welche vorstehend
benannt worden sind.
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In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
handelt es sich bei dem Auswertungssystem um ein nachweisbares Protein.
Im Fachgebiet sind eine Reihe von Auswertungssystemen bekannt, und
diese können, wenn
nötig,
so angepasst werden, dass sie bei dem Verfahren der Erfindung nützlich sind.
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Am
meisten bevorzugt wird, dass das nachweisbare Protein durch die
Gene lacZ, beziehungsweise HIS3, URA3, LYS2, sacB oder HPRT codiert
wird. Wie im Fachgebiet wohlbekannt ist, kann die Expression des β-Gal-Enzyms
in Hefe nach der Inkubation in X-Gal-Lösung zur
Bildung einer nachweisbaren blauen Kolonie verwendet werden. Natürlich ist
das Verfahren der Erfindung nicht auf die Verwendung nur eines Auswertungssystems
beschränkt.
Im Gegenteil können,
wenn gewünscht,
eine Reihe solcher Auswertungssysteme miteinander kombiniert werden.
Diese Kombination einer Reihe von Auswertungssystemen ist gemäß der vorliegenden
Erfindung ebenfalls in dem Begriff „Auswertungssystem" enthalten. Eine
solche Kombination wird ein zusätzliches
Sicherheitsmerkmal bei der Identifizierung von Clonen bereitstellen,
die miteinander wechselwirkende Partner enthalten.
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Obwohl
das Zwei-Hybrid-System in Hefe entwickelt wurde, kann das Verfahren
der Erfindung in einer Vielzahl von Wirtssystemen durchgeführt werden.
Davon werden Hefezellen, Bakterienzellen (Karimova et al., 1998),
Säugerzellen
(Wu et al., 1996; Rossi et al., 1997, Insektenzellen oder Pflanzenzellen
bevorzugt. Bei den Bakterienzellen handelt es sich bevorzugt um
E. coli-Zellen. Natürlich
können
die genetischen Elemente in einem Wirtsorganismus gentechnisch verändert und
hergestellt werden und dann z. B. durch die Verwendung von Austausch-Vektoren
(shuttle vectors) in einen unterschiedlichen Wirtsorganismus übertragen
werden, und dieser kann dann bei dem Verfahren der Erfindung verwendet
werden.
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In
einer anderen bevorzugten Ausführungsform
umfaßt
das Verfahren der vorliegenden Erfindung die Transformation oder
die Transfektion dieser Wirtszellen mit mindestens einem dieser
genetischen Elemente vor Schritt (a).
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Obwohl
der Fachmann das Identifikationsverfahren der Erfindung mit vollständig transformierten
oder transfizierten Wirtszellen beginnen kann, kann er wünschen,
zuerst solche Wirtszellen zu erzeugen, die in Einklang mit dem Ziel
seiner Forschung oder seinen kommerziellen Interessen stehen. Zum
Beispiel kann er wünschen,
zuerst eine bestimmte Art einer Genbank zu erzeugen, bevor er beabsichtigt,
diese mit einer zweiten Genbank zu durchmustern, die bereits in
den Wirtszellen vorliegt. Alternativ kann er beabsichtigen, zwei
oder mehrere unterschiedliche Genbanken zu erzeugen, die er gegeneinander
zu durchmustern wünscht.
In diesem Fall müßte er zuerst
die Wirtszellen mit beiden oder allen Arten der genetischen Elemente
gleichzeitig oder nacheinander transformieren.
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In
einer anderen bevorzugten Ausführungsform
werden die Wirtszellen mit den genetischen Elementen durch Zellfusion,
Konjugation oder Wechselwirkungspaarung erzeugt.
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Das
biologische Prinzip der Gegenselektion, auf das sich vorstehend
bezogen wurde, ist im Fachgebiet wohlbekannt. Demgemäß können die
Fachleute aus einer Vielzahl an solchen gegenselektierbaren Markern
auswählen.
Bevorzugt werden die Marker CAN1, CYH2, LYS2, URA3, HRPT oder sacB.
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Gemäß der vorliegenden
Erfindung wird weiterhin bevorzugt, dass es sich bei den selektierbaren
Markern um auxotrophe oder antibiotische Marker handelt.
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Es
ist wichtig anzumerken, dass einige der Marker, die als Auswertungssystem
verwendet werden, auch als selektierbare Marker verwendet werden
können.
Es ist weiterhin wichtig anzumerken, dass einer oder der gleiche
Marker nicht gleichzeitig als selektierbarer Marker und als Teil
des Auswertungssystems verwendet werden kann.
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Am
meisten bevorzugt wird, dass die auxotrophen oder die Antibiotika-Marker
ausgewählt
werden unter LEU2, TRP1, URA3, HIS3, ADE2, LYS2 und Zeocin.
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Die
Planung der Experimente kann erfordern, dass der Test auf die Wechselwirkung
nicht unmittelbar nach der Bereitstellung der Wirtszellen und, möglicherweise,
dem Auftreten der Wechselwirkungen durchgeführt werden kann. In solchen
Fällen,
kann der Forscher wünschen,
die transformierten Wirtszellen bis zur weiteren Verwendung zu lagern.
Demgemäß betrifft
eine weitere bevorzugte Ausführungsform
der Erfindung ein Verfahren, in dem die Nachkommenschaft der Wirtszellen,
die in Schritt (b) erhalten wurden, in ein Speicherkompartiment übertragen
wird.
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Besonders
in Fällen,
bei denen ein große
Zahl an Clonen analysiert werden soll, wird diese Übertragung
vorteilhaft durch Automatisierung oder einen Pickroboter bewirkt
oder unterstützt.
Natürlich
können
auch andere Automatisierungs- oder Robotersysteme verwendet werden,
die die Nachkommenschaft der Wirtszellen verläßlich in vorbestimmte Anordnungen
in den Speicherkompartimenten picken.
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Die
Wirtszellen werden bei dieser Ausführungsform in diesen Speicherkompartimenten
vermehrt und liefern weitere Nachkommen für die weiteren Untersuchungen.
Es werden bevorzugt Replika-Plattierungen dieser Speicherkompartimente
angelegt, in denen die Anordnung der Clone beibehalten wird. Diese
Speicherkompartimente, welche die transformierten Wirtszellen und
die geeigneten Medien umfassen, können gemäß den herkömmlichen Anzuchtprotokollen
weiter aufrecht erhalten werden. Alternativ können diese Speicherkompartimente
ein Gefrierschutzmittel enthalten und daher zur Aufbewahrung in
einer Gefriertruhe geeignet sein. Diese Ausführungsform ist besonders nützlich,
wenn die Bewertung der potentiell miteinander wechselwirkenden Partner
aufgeschoben werden muß.
Wie im Fachgebiet wohlbekannt ist, können eingefrorene Wirtszellen
nach dem Auftauen leicht wiedergewonnen werden und gemäß der Erfindung
weiter untersucht werden. Am meisten bevorzugt handelt es sich bei
dem Gefrierschutzmittel um Glycerin, das in dem Medium bevorzugt
in einer Konzentration von 3–25%
(Vol./Vol.) vorliegt.
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In
einer weiteren, besonders bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens der
Erfindung ist das Speicherkompartiment eine Mikrotiterplatte. Am
meisten wird bevorzugt, dass diese Mikrotiterplatte 384 Vertiefungen
enthält.
Mikrotiterplatten haben den besonderen Vorteil, dass sie eine vorgefertigte
Anordnung bereitstellen, die eine leichte Replikation/Vermehrung
von Clonen erlaubt, und darüber
hinaus eine eindeutige Identifizierung und Zuordnung von Clonen
während
der verschiedenen Schritte des Experiments. Die Mikrotiterplatte mit
384 Vertiefungen ist aufgrund ihrer vergleichsweise geringen Größe und der
großen
Zahl an Kompartimenten besonders für Experimente geeignet, bei
denen eine große
Zahl von Clonen durchmustert werden muß.
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In
Abhängigkeit
von der Planung des Experiments können die Wirtszellen in dem
Speicherkompartiment, wie z. B. der vorstehend erwähnten Mikrotiterplatte,
bis zur logarithmischen oder bis zur stationären Phase angezogen werden.
Die Anzuchtbedingungen können
durch Fachleute gemäß herkömmlichen
Verfahren eingerichtet werden. Das Zellwachstum wird gewöhnlich zwischen
15 und 45 Grad Celsius durchgeführt.
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Die Übertragung
der Wirtszellen in Schritt (c) wird durch Automatisierung unter
Verwendung eines Tüpfelroboters
oder durch die Verwendung eines Pipettier- oder eines Mikropipettiergeräts durchgeführt oder unterstützt. Wie
ein solcher Tüpfelroboter
konstruiert und ausgestattet ist, wird zum Beispiel in Lehrach et
al. (1997) beschrieben. Natürlich
können
auch andere Automatisierungs- oder Robotersysteme verwendet werden,
die verläßlich regelmäßige Anordnungen
von Clonen erzeugen.
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Am
meisten bevorzugt wird diese Übertragung
auf einen ebenen Träger
durchgeführt,
der anschließend
auf die mindestens drei selektiven Medien plaziert wird, die in
den Schritten (ca) und (cb) näher
bestimmt wurden. Alternativ kann diese Übertragung der Wirtszellen
auf einen ebenen Träger
durchgeführt
werden, der bereits auf dem Selektionsmedium plaziert ist, oder
der Transfer kann direkt auf das Selektionsmedium erfolgen.
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Am
vorteilhaftesten erfolgt die Übertragung
in einem regelmäßigen Gittermuster
in einer Dichte von 1 bis 1000 Clonen pro Quadratzentimeter. Die
Nachkommenschaft der Wirtszellen kann auf eine Vielzahl an ebenen
Trägern übertragen
werden. Am meisten wird eine Membran bevorzugt, die z. B. aus Nylon,
Nitrocellulose oder PVDF hergestellt wurde.
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Die
Selektionsmedien, die zur Anzucht der geeigneten Clone verwendet
werden, können
in flüssiger oder
in fester Form vorliegen. Die Selektionsmedien werden, wenn sie
in Verbindung mit einem Tüpfelroboter und
mit Membranen als ebenen Trägern
verwendet werden, mit Agar verfestigt, auf den anschließend die
betüpfelten
Membran plaziert werden. Alternativ und ebenfalls bevorzugt werden
die Selektionsmedien, wenn sie in flüssiger Form vorliegen, in Mikrotiterplatten
angelegt und die Übertragung
erfolgt durch Replika-Plattierung.
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Unter
Bezugnahme auf Schritt (d) des Verfahrens der Erfindung kann das
Auswertungssystem auf mehreren Wegen analysiert werden. Zum Beispiel
kann es durch Beobachtung (visuelle Beobachtung), radioaktive, chemilumineszente,
fluoreszente, photometrische, spektrometrische, Infrarot-, kolorimetrische
oder Resonanz-Nachweisverfahren
analysiert werden.
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Die
Identifizierung der Wirtszellen, die miteinander wechselwirkende
Fusionsproteine exprimieren, wird unter Berücksichtigung des Aktivierungszustandes
des Auswertungssystems der Clone, die auf den mindestens drei Selektionsmedien
angezogen wurden, die in den Schritten (ca) und (cb) näher bestimmt
wurden, bevorzugt durch visuelle Mittel bewirkt.
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Ebenfalls
bevorzugt wird die Identifizierung von Wirtszellen, die miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren, in Schritt (d) durch
digitale Bildspeicherung, -analyse oder -verarbeitung bewirkt oder unterstützt. Bei
dieser Ausführungsform
werden die positiven Clone, die bevorzugt auf einem ebenen Träger angeordnet
sind, wie z. B. einer Membran, durch den Vergleich der digitalen
Bilder identifiziert, die von der Membran nach der Aktivierung des
Auswertungssystems auf den Selektionsmedien erhalten wurden, die
in den Schritten (ca) und (cb) näher
bestimmt wurden.
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Am
meisten bevorzugt wird die Identität der positiven Wirtszellen
und der falsch-positiven
Wirtszellen in einem Computer gespeichert, zum Beispiel innerhalb
einer relationalen Datenbank.
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Die
Identifizierung mindestens eines Mitglieds des Paars oder des Komplexes
der miteinander wechselwirkenden Moleküle kann durch eine Vielzahl
an Mitteln bewirkt werden. Zum Beispiel können die Moleküle durch
Nucleinsäure-Hybridisierung,
Oligonucleotid-Hybridisierung, Nucleinsäure- oder Protein-Sequenzierung,
Restriktionsverdau, Spektrometrie oder Antikörperreaktionen charakterisiert
werden. Nachdem das erste Mitglied einer Wechselwirkung identifiziert
wurde, können
das zweite Mitglied oder weitere Mitglieder ebenfalls durch die
vorstehend erwähnten
Verfahren identifiziert werden. Die Identifizierung mindestens eines
Mitglieds einer Wechselwirkung wird durch Nucleinsäure-Hybridisierung,
Antikörper-Bindung
oder Nucleinsäure-Sequenzierung vorgenommen.
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Wenn
eine Nucleinsäure-Hybridisierung
durchgeführt
werden soll, werden die Nucleinsäuremoleküle, die
in der Wirtszelle enthalten sind und mindestens eines der miteinander
wechselwirkenden Moleküle
codieren, bevorzugt auf einem ebenen Träger fixiert. Wie im Fachgebiet
wahlbekannt ist, kann es sich bei diesem ebenen Träger, an
den die Nucleinsäure
befestigt werden kann, zum Beispiel um eine Nylon-, eine Nitrocellulose-
oder eine PVDF-Membran sowie um ein Glas- oder ein Kieselgel-Substrat
handeln (DeRisi et al., 1996; Lockhart et. al., 1996). Die Wirtszellen,
die diese Nucleinsäure
enthalten, können
auf den ebenen Träger übertragen
werden und anschließend
auf dem Träger
lysiert werden, und die Nucleinsäure,
die durch diese Lyse freigesetzt wird, wird an der gleichen Stelle
durch eine geeignete Behandlung fixiert. Alternativ kann die Nachkommenschaft
der Wirtszellen in einem Speicherkompartiment lysiert werden, und
die so erhaltene rohe oder gereinigte Nucleinsäure wird dann auf den ebenen
Träger übertragen
und anschließend
daran fixiert. Die Nucleinsäuren
werden vorteilhaft vor dem Transfer auf den ebenen Träger über PCR
amplifiziert. Am meisten bevorzugt wird, dass die Nucleinsäure in einem
regelmäßigen Gittermuster
parallel mit weiteren Nucleinsäuren fixiert
wird, welche unterschiedliche genetische Elemente darstellen, die
miteinander wechselwirkende Moleküle codieren. Wie im Fachgebiet
wohlbekannt ist, können
solche regelmäßigen Gittermuster
in Dichten zwischen 1 und 50.000 Elementen pro Quadratzentimeter
vorliegen und über
eine Vielzahl an Verfahren hergestellt werden. Solche regelmäßigen Gittermuster
werden bevorzugt unter Verwendung der Automation oder eines Tüpfelroboters
hergestellt, wie in Lehrach et al. (1997) und Maier et al. (1997)
beschrieben, und mit definierten Tüpfelmustern, einem Strichcode
und Möglichkeiten
zur Datenaufzeichnung ausgestattet. Damit ist es möglich, korrekt
und eindeutig zu einer aufbewahrten Wirtszelle zurückzufinden,
die die Nucleinsäure
aus einer bestimmten aufgetüpfelten
Position auf dem ebenen Träger
enthält.
Es wird ebenfalls bevorzugt, dass die regelmäßigen Gittermuster durch Pipettiersysteme
hergestellt werden, oder über
Technologien zur Mikroanordnung, wie sie z. B. durch Shalon et al.
(1996), Schober et al. (1993) oder Lockart et al. (1996) beschrieben wurden.
Die Identifizierung wird am Günstigsten
erneut durch Nucleinsäure-Hybridisierung
vorgenommen.
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Unter
Verwendung einer Nucleinsäure-Sonde
von Interesse, können
homologe Nucleinsäuren,
die auf dem ebenen Träger
fixiert sind, durch Hybridisierung identifiziert werden. Aus der
aufgetüpfelten
Position dieser identifizierten, homologen Nucleinsäure auf
dem ebenen Träger,
kann die entsprechende Wirtszelle, die beide oder alle Mitglieder
der Wechselwirkung enthält,
in dem Speicherkompartiment identifiziert werden. Das, zum Beispiel,
zweite Mitglied der Wechselwirkung, kann nun durch irgendeines der
vorstehend beschriebenen Verfahren identifiziert werden. Zum Beispiel
können
durch die Verwendung einer radioaktiv markierten Ras-Sonde, homologe
Nucleinsäuren
auf dem ebenen Träger
durch Hybridisierung identifiziert werden. Die mit Ras wechselwirkenden
Proteine können
nun aus der entsprechenden Wirtszelle identifiziert werden, die
sowohl das erste genetische Element, das zu der Ras-Sonde homolog
ist, als auch das zweite genetische Element enthält, das diese, mit Ras wechselwirkenden
Proteine codiert.
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Wenn
mehrfache Oligonucleotid-Hybridisierungen mit den Nucleinsäuren, die
an den ebenen Träger fixiert
wurden, durchgeführt
werden, können
Oligo-Fingerprints aller genetischen Elemente erhalten werden, die
die miteinander wechselwirkenden Proteine codieren. Diese Oligo-Fingerprints
können
dazu verwendet werden, alle Mitglieder der Wechselwirkung zu identifizieren,
oder diejenigen Mitglieder, die zu spezifischen Genfamilien gehören, wie
in Maier et al. (1997) beschrieben.
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Die
Nucleinsäuremoleküle, die
die miteinander wechselwirkenden Proteine codieren, werden günstigerweise
vor der Identifizierung, wie z. B. über DNA-Sequenzierung, durch
PCR oder in den genetischen Elementen in den Wirtszellen und bevorzugt
in E. coli amplifiziert. Die Amplifikation der genetischen Elemente
wird durch die Vermehrung der E. coli-Zellen und die Isolierung
der genetischen Elemente durchgeführt. Verfahren zur Identifizierung
der Nucleinsäuren,
die miteinander wechselwirkende Proteine codieren, durch DNA-Sequenzierung,
und die Analyse, sind im Fachgebiet wohlbekannt. Durch die Amplifikation
und die Sequenzierung der Nucleinsäuren, die beide oder alle Mitglieder
einer Wechselwirkung codieren, aus dem gleichen Clon, kann die Identität beider
oder aller Mitglieder der Wechselwirkung bestimmt werden.
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Wenn
ein spezifischer Antikörper
verwendet werden soll, um zu bestimmen, ob ein Protein von Interesse
als Fusionsprotein in einer Wechselwirkungs-Genbank exprimiert wird,
ist es vorteilhaft, alle Fusionsproteine, die in der Wechselwirkungs-Genbank
exprimiert werden, auf einem ebenen Träger zu fixieren. Zum Beispiel
können
Clone der Wechselwirkungs-Genbank, die Fusionsproteine exprimieren,
auf einen ebenen Träger unter
Verwendung eines Tüpfelroboters übertragen
werden, wie in Lehrach et al. (1997) beschrieben. Die Clone werden
anschließend
auf dem Träger
lysiert, und die freigesetzten Proteine werden an der gleichen Stelle fixiert.
Zum Beispiel können
unter Verwendung eines Anti-HIP1-Antikörpers (Wanker et al., 1997)
Clone aus der Wechselwirkungs-Genbank identifiziert werden, die
HIP1-Fusionsproteine und ein unbekanntes mit ihnen wechselwirkendes
Fusionsprotein enthalten. Das unbekannte Mitglied des miteinander
wechselwirkenden Molekülpaars
kann nun aus der entsprechenden Wirtszelle durch irgendeines der
vorstehend erwähnten
Verfahren identifiziert werden. Die Antikörper, die als Sonden verwendet
werden, können
mit einer direkt nachweisbaren Markierung versehen sein, Alternativ
können
diese Antikörper über eine
zweite Sonde nachgewiesen werden oder über einen Antikörper, der
für den
Erstantikörper
spezifisch ist. Es können
zahlreiche alternative Ausführungsformen,
die zum Beispiel Drittantikörper
verwenden, durch die Fachleute je nach Kenntnis ersonnen werden.
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Am
günstigsten
ist, wenn die Identifizierung von Mitgliedern, die an einer Wechselwirkung
beteiligt sind, unter der Verwendung der regelmäßigen Gitter vorgenommen wird,
dann ein digitales Bild des ebenen Trägers nach der Hybridisierung
oder der Antikörperreaktion
aufgenommen wird, und die Analyse durch die digitale Bildspeicherung-,
verarbeitung, oder -analyse unter Verwendung eines automatisierten
oder halbautomatisierten Bildanalysesystems erfolgt, wie in Lehrach
et al. (1997) beschrieben.
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Am
meisten bevorzugt wird, dass die Information, die die Identität der Wirtszelle
und die Identität
der miteinander wechselwirkenden Moleküle enthält, die durch die genetischen
Elemente exprimiert werden, welche in der Wirtszelle enthalten sind,
in einem Computer aufbewahrt wird, zum Beispiel innerhalb einer
relationalen Datenbank.
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Gemäß der vorliegenden
Erfindung wird weiterhin vor Schritt (a) bevorzugt, dass eine Vorselektion
gegen Clone, die ein einzelnes Molekül exprimieren, das in der Lage
ist, das Auswertungssystem zu aktivieren, auf einem Anzuchtmedium
durchgeführt
wird, das eine gegenselektierbare Verbindung enthält, wie
zum Beispiel 5-Fluor-Orotsäure,
Canavanin, Cycloheximid oder α-Aminoadipat.
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Bei
dieser Ausführungsform
wird zum Beispiel das URA3-Gen als Bestandteil des Auswertungssystems
mit eingebaut. Clone, die nur eines der genetischen Elemente enthalten,
werden auf ein selektives Medium plaziert, das 5-Fluor-Orotsäure (5-FOA)
enthält.
In dem Fall, in dem Clone, die ein einzelnes Molekül exprimieren,
das in der Lage ist, das Auswertungssystem zu aktivieren, wird 5-FOA
in das toxische 5-Fluor-Uracil umgewandelt. Demgemäß werden
Wirtszellen, die autoaktivierende Moleküle enthalten, auf dem selektiven Medium
mit 5-FOA sterben.
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Es
ist weiterhin wichtig anzumerken, dass der für diese Vorselektion verwendete
Marker nicht gleichzeitig als selektierbarer oder gegenselektierbarer
Marker verwendet werden kann.
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Ein
Inhibitor der Wechselwirkung der miteinander wechselwirkenden Moleküle, die
durch das Verfahren der Erfindung identifiziert wurden, kann gemäß herkömmlichen
Vorschriften identifiziert werden. Des weiteren können Moleküle, die
bestehende Protein-Protein-Wechselwirkungen
hemmen, mit dem Hefe-Zwei-Hybrid-System unter Verwendung des URA3-Auswertungssystems
isoliert werden. Hefezellen, die miteinander wechselwirkende GAL4ad-
und LexA-Fusionsproteine exprimieren, die das URA3-Auswertungssystem
aktivieren, sind nicht in der Lage, auf einem Selektionsmedium zu
wachsen, das 5-FOA enthält.
Wenn jedoch ein weiteres Molekül
in diesen Zellen vorhanden ist, das die Wechselwirkung der Fusionsproteine
unterbricht, wird das URA3-Auswertungssystem
nicht aktiviert, und die Hefezellen können auf einem Selektionsmedium
wachsen, das 5-FOA enthält.
Unter Verwendung dieses Verfahrens, können potenzielle Inhibitoren
einer Protein-Protein-Wechselwirkung aus einer Genbank isoliert
werden, die diese Inhibitoren enthält. Es können dem URA3-System entsprechende
Systeme durch Fachleute auf der Grundlage der Lehren der vorliegenden
Erfindung ersonnen werden, und diese sind dadurch ebenfalls in die
Erfindung mit eingeschlossen.
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Die
vorliegende Erfindung betrifft weiterhin ein Kit, das mindestens
einen der folgenden Bestandteile umfaßt:
- (f)
Wirtszellen, wie in einem der Schritte (a)–(e) identifiziert, und mindestens
ein genetisches Element, das die genetische Information umfaßt, die
mindestens eines der potenziell miteinander wechselwirkenden Moleküle näher bestimmt,
das einen gegenselektierbaren Marker enthält und hierin vorstehend näher beschrieben
wurde;
- (g) Wirtszellen, wie in einem der Schritte (a)–(e) identifiziert,
und mindestens ein genetisches Element, das die genetische Information
nicht umfaßt,
die mindestens eines der potenziell miteinander wechselwirkenden
Moleküle
näher bestimmt,
das einen gegenselektierbaren Marker enthält und hierin vorstehend näher beschrieben
wurde;
- (h) mindestens ein genetisches Element, das die genetische Information
umfaßt,
die mindestens eines der potenziell miteinander wechselwirkenden
Moleküle
näher bestimmt,
das einen gegenselektierbaren Marker enthält und hierin vorstehend näher bestimmt
wurde;
- (i) mindestens ein genetisches Element, das die genetische Information
nicht umfaßt,
die mindestens eines der potenziell miteinander wechselwirkenden
Moleküle
näher bestimmt,
das einen gegenselektierbaren Marker enthält und hierin vorstehend näher bestimmt
wurde;
- (j) Wirtszellen, die mindestens einen und bevorzugt mindestens
zwei der genetischen Elemente umfassen, die in (h) oder (i) näher bestimmt
wurden;
- (k) mindestens einen ebenen Träger, der Nucleinsäure oder
Protein aus den Wirtszellen trägt,
die mindestens ein Mitglied der genetischen Elemente umfassen, die
hierin vorstehend näher
bestimmt wurden, wobei die Nucleinsäure oder das Protein an den
Träger
in einem Gitterraster fixiert ist, und gegebenenfalls Lösungen,
um die Hybridisierung oder die Bindung von Nucleinsäuresonden
oder von Proteinen an die Moleküle zu
bewirken, die an das Gitterraster fixiert sind;
- (l) mindestens ein Speicherkompartiment, einen ebenen Träger oder
eine Computerdiskette, die die genetischen Elemente, Wirtszellen,
Speicherkompartimente oder Träger,
die in (f) bis (k) näher
bestimmt wurden, umfaßt
und/oder charakterisiert; und/oder
- (m) mindestens einen Hefestamm, der eine can1- und eine cyh2-Mutation
trägt.
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Der
Kit umfaßt
oder umfaßt
gegebenenfalls bevorzugt mindestens ein Speicherkompartiment, das
die Wirtszellen aus (f), (g) oder (j) enthalt, und/oder umfaßt oder
umfaßt
gegebenenfalls mindestens ein Speicherkompartiment, das die genetische
Information enthält
oder die potenziell miteinander wechselwirkenden Moleküle, die
durch die genetische Information codiert werden, wie in (f) oder
(h) näher
bestimmt wurde.
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Die
vorliegende Erfindung betrifft auch die Verwendung eines beliebigen
der Hefestämme,
die hierin vorstehend und in den angehängten Beispielen beschrieben
wurden, zur Identifizierung mindestens eines Mitglieds eines Paares
potenziell miteinander wechselwirkender Moleküle.
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Die
Moleküle,
die durch das Verfahren der vorliegenden Erfindung als mit vielen
unterschiedlichen Molekülen
in Wechselwirkung tretend identifiziert wurden, werden günstigerweise
registriert. Diese Information kann die Arbeit vermindern, die benötigt wird,
bestimmte Wechselwirkungen näher
zu charakterisieren, da diese Wechselwirkungen, die aus einem Molekül bestehen,
das mit vielen anderen Molekülen
im 2H-System in Wechselwirkung tritt, im Verdacht stehen, künstlich
(unspezifisch) zu sein (Bartel et al., 1993).
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Auf
die Daten, die durch die Verwendung des Verfahrens der vorliegenden
Erfindung erhalten werden, kann bevorzugt durch die Verwendung von
Software-Hilfsprogrammen oder graphischen Benutzer-Oberflächen zugegriffen
werden, die es erlauben, das errichtete Netzwerk aus Wechselwirkungen
mit einer biologischen Fragestellung zu abzufragen oder das errichtete
Netzwerk durch die Zufügung
weiterer Daten zu entwickeln.
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Demgemäß betrifft
die vorliegende Erfindung weiterhin ein in einem Computer eingerichtetes
Verfahren zur Aufbewahrung und Analyse von Daten, das sich auf potenzielle
Mitglieder mindestens eines Paares oder eines Komplexes miteinander
wechselwirkender Moleküle
bezieht, welche durch Nucleinsäuren
codiert werden, die aus biologischen Proben stammen, wobei das Verfahren
umfaßt:
- (n) Erhalten der Information über eine
erste Nucleinsäure
aus einer ersten Datentabelle, wobei die Information umfaßt;
- (oa) eine erste Kombination aus Buchstaben und/oder Zahlen,
die eindeutig die Nucleinsäure
identifizieren, und
- (ob) die Art des genetischen Elements identifizieren, das diese
Nucleinsäure
enthält,
und
- (oc) eine zweite Kombination aus Buchstaben und/oder Zahlen,
die eindeutig einen Clon identifizieren, in dem ein potenzielles
Mitglied, das durch diese Nucleinsäure codiert wird, auf die Wechselwirkung
mit mindestens einem anderen potenziellen Mitglied eines Paares
oder eines Komplexes miteinander wechselwirkender Moleküle untersucht
worden ist;
- (p) der Verwendung der zweiten Kombination aus Buchstaben und/oder
Zahlen, um aus der ersten Datentabelle oder gegebenenfalls aus weiteren
Datentabellen die Information zu ziehen, die weitere Nucleinsäuren identifiziert,
die dieses mindestens eine andere potenzielle Mitglied aus Schritt
(oc) codiert.
-
Eine
bevorzugte Ausführungsform
dieses Verfahrens umfaßt
weiterhin die Verwendung der zweiten Kombination aus Buchstaben
und/oder Zahlen aus Schritt (oc), um aus einer zweiten Datentabelle
weitere Information zu ziehen, wobei diese weitere Information mindestens
die Wechselwirkungsklasse des Clons umfaßt, und gegebenenfalls zusätzliche
Informationen, umfassend:
- (q) den physikalischen
Lagerort des Clons; und
- (r) vorbestimmte experimentelle Einzelheiten, die zur Erzeugung
des Clons gehören,
umfassend mindestens eines der Folgenden:
- (ra) Gewebe, Krankheitszustand oder zelluläre Herkunft der Nucleinsäure;
- (rb) Einzelheiten zur Clonierung; und
- (rc) Mitgliedschaft zu einer Genbank mit anderen Clonen.
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Es
wird zusätzlich
bevorzugt, dass das Verfahren die Verwendung der Information aus
Schritt (o) mit der ersten Information und/oder der Information
aus Schritt (p) über
weitere Nucleinsäuren
umfaßt,
um sie mit einer dritten Datentabelle in Beziehung zu setzen, die
die erste und/oder weitere Nucleinsäuren näher charakterisiert, wobei
die weitere Charakterisierung mindestens eines der Folgenden umfaßt:
- (s) Daten zur Hybridisierung,
- (t) Daten über
Oligonucleotid-Fingerprints,
- (u) die Nucleotidsequenz,
- (v) die Translation der Nucleinsäuren im Leseraster, und
- (w) das Gewebe, den Krankheitszustand oder Daten über die
Genexpression in der Zelle, aus der die Nucleinsäure stammt; und
gegebenenfalls
die Identifizierung der Proteindomäne, die durch die erste oder
weitere Nucleinsäuren
codiert wird.
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Das
Verfahren umfaßt
bevorzugt auch die Feststellung, ob diese potenziellen Mitglieder,
die durch die Nucleinsäuren
codiert werden, miteinander in Wechselwirkung treten, dies erfolgt
unter Berücksichtigung
der Wechselwirkungsklasse des Clons, in dem die Nucleinsäuren auf
die Wechselwirkung in Schritt (oc) hin untersucht wurden.
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Noch
stärker
bevorzugt beziehen sich diese Daten auf einen oder mehrere von 10
bis 100 potenziellen Mitgliedern, aber noch stärker bevorzugt auf 100 bis
1000 potenzielle Mitglieder, und noch stärker bevorzugt auf 1000 bis
10.000 potenzielle Mitglieder, und am stärksten bevorzugt auf mehr als
10.000 potenzielle Mitglieder.
-
In
einer bevorzugten Ausführungsform
wurden die Daten durch das vorstehend erwähnte Verfahren zur Identifizierung
von Mitgliedern eines Paares oder eines Komplexes miteinander wechselwirkender
Moleküle
erzeugt.
-
In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
umfaßt
die Wechselwirkungsklasse eines der Folgenden: positive oder negative
oder falsch-positive Clone.
-
Es
wird weiterhin bevorzugt, dass klebrige Proteine unter Berücksichtigung
der Anzahl des Erscheinens eines bestimmten Mitgliedes identifiziert
werden, das als mit vielen unterschiedlichen Mitgliedern in unterschiedlichen
Clonen der positiven Wechselwirkungsklasse in Wechselwirkung tretend
identifiziert wurde.
-
Noch
bevorzugter bildet die erste Datentabelle einen Teil einer ersten
Datenbank und die zweite und die dritte Datentabelle bilden einen
Teil mindestens einer zweiten Datenbank.
-
Aber
noch mehr bevorzugt, wird die zweite Datenbank in einem computerlesbaren
Speicher aufbewahrt, der von dem computerlesbaren Speicher getrennt
ist, der die erste Datenbank enthält, und auf diese Datenbank
wird über
ein Datenaustausch-Netzwerk zugegriffen.
-
Es
wird weiterhin bevorzugt, dass die zweite Datenbank Nucleinsäure- oder
Proteinsequenzen, Sekundär-
oder Tertiärstrukturen,
biochemische und bibliographische Daten oder Informationen zur Genexpression
umfaßt.
-
In
einer besonders bevorzugten Ausführungsform
wird die Dateneingabe in die erste, zweite oder weitere Datentabellen
automatisch von der ersten Datenbank aus kontrolliert, dies erfolgt
durch Zugriff auf weitere Computerdaten, Programme oder durch Computergesteuerte
Roboter.
-
Es
wird noch stärker
bevorzugt, dass mindestens ein Arbeitsablauf-Organisations-System (Workflow-Management-System)
um bestimmte Datensammlungen herum eingerichtet wird, um das Fortschreiten des
vorstehend beschriebenen Verfahrens zur Identifizierung von Mitgliedern
eines Paares oder eines Komplexes miteinander wechselwirkender Moleküle zu unterstützen.
-
Am
stärksten
bevorzugt handelt es sich bei dem Arbeitsablauf-Organisations-System
um eine Software, die die weitere Identifizierung von Mitgliedern
eines Paares oder eines Komplexes miteinander wechselwirkender Moleküle unter
Verwendung des vorstehend beschriebenen Verfahrens der Hybridisierung
von Nucleinsäuren
unterstützt.
-
In
einer anderen bevorzugten Ausführungsform
werden die Daten durch bestimmte Abfragefenster (Queries) untersucht,
die für
einen Forscher von Interesse sind.
-
Noch
bevorzugter umfassen die Abfragefenster mindestes eines der Folgenden:
- (aa) die Identifizierung der Wechselwirkung
oder des Wechselwirkungsweges zwischen einem ersten und einem zweiten
Mitglied eines Wechselwirkungsnetzwerks,
- (ab) die Identifizierung des Wechselwirkungsweges zwischen einem
ersten und einem zweiten Mitglied eines Wechselwirkungsnetzwerks,
und durch mindestens ein weiteres Mitglied,
- (ac) die Identifizierung der Wechselwirkung oder des Wechselwirkungsweges
zwischen mindestens zwei Mitgliedern, die durch Nucieinsäure- oder
Proteinsequenzen, Sekundär-
oder Tertiärstrukturen
charakterisiert sind, und
- (ad) die Identifizierung der Wechselwirkungen oder der Wechselwirkungswege,
die für
das unterschiedliche Gewebe, den Krankheitszustand oder die zelluläre Herkunft
unterschiedlich sind.
-
Noch
mehr bevorzugt werden die Teile der Information in einem kontrollierten
Format aufbewahrt, um die Verfahren zur Datenabfrage zu unterstützen.
-
Sogar
noch stärker
bevorzugt wird ein Verfahren, bei dem die Ergebnisse der Datenabfrage
dem Forscher auf graphische Weise dargestellt werden.
-
Noch
vorteilhafter ist ein Verfahren, bei dem eine Untergruppe an Daten,
die Daten umfaßt,
welche die Nucleinsäuren
charakterisieren, die als codierende Mitglieder eines Paares oder
eines Komplexes miteinander wechselwirkender Moleküle identifiziert
wurden, in einer weiteren Datentabelle oder Datenbank gelagert wird.
-
Doch
nach stärker
bevorzugt wird ein Verfahren, bei dem die Berücksichtigung der Anzahl des
Auftretens eines bestimmten Mitglieds, das als mit einem zweiten
oder weiteren Mitgliedern in Wechselwirkung tretend identifiziert
wurde, dazu verwendet wird, um zu entscheiden, ob die Daten, die
die Nucleinsäuren
charakterisieren, einen Teil der Untergruppe der Daten bilden.
-
Sogar
noch stärker
bevorzugt wird das Verfahren, bei dem zusätzliche Informationen oder
experimentelle Daten dazu verwendet werden, die Daten auszuwählen, um
den Teil der Untergruppe zu bilden.
-
Um
bestimmte Datenabfrage-Verfahren zu beschleunigen, wird am stärksten bevorzugt,
die Struktur zu modifizieren, in der die Daten im computerlesbaren
Speicher gelagert werden.
-
In
einer anderen bevorzugten Ausführungsform
werden die Daten in relationalen oder in objektorientierten Datenbanken
aufbewahrt.
-
Die
Erfindung betrifft weiterhin ein Schema zu Datenaufbewahrung, umfassend
eine Datentabelle, die die Information über jedes Mitglied einer Wechselwirkung
enthält,
wobei eine Aufzeichnung in dieser Datentabelle jedes Mitglied einer
Wechselwirkung darstellt, und in der die Mitglieder, die eine Wechselwirkung
bilden, durch einen gemeinsamen Namen gekennzeichnet werden.
-
In
diesem Schema zur Datenaufbewahrung ist dieser gemeinsame Name bevorzugt
der Name eines Clons, oder eine eindeutige Kombination aus Buchstaben
und/oder Zahlen, aus denen sich der Name des Clons zusammensetzt.
-
Ein
in den Computer eingebautes Verfahren zur Handhabung von gesammelten
Daten stellt eine stabile und wirkungsvolle Lösung zur Handhabung der großen Menge
an Protein-Protein-Wechselwirkungen
bereit, die durch das Verfahren der Erfindung hergestellt werden.
Es liefert die Möglichkeit,
mit anderen Datenbanken zu kommunizieren und verschiedene Datenbanken
und/oder andere Systeme zur Datenaufbewahrung über ein Intranet, das Internet
oder Schnittstellen zu nutzen, um Abfragen der Datenbank durch einen
Forscher zu ermöglichen
und die Ergebnisse der Abfrage visuell darzustellen. Relationale
oder objektorientierte Datenbanken mit Programmen, die die Datenbank
unterstützen
und welche die Daten untergliedern und darstellen, sichern eine
leichte Handhabung. Zum Beispiel stellt 2 ein Schema und die Eigenschaften einer
Gruppe an Datentabellen dar, das/die zur Handhabung solcher Wechselwirkungsdaten
geeignet ist/sind. Die primären Verbindungen
zwischen den Tabellen-Schlüsseln
werden angezeigt, sowie die Eingabefelder oder die Elemente, die
in jeder Tabelle enthalten sein sollten. Wenn gewünscht, können die
Elemente einer Tabelle zu einer weiteren Tabelle erweitert werden,
die zusätzliche
baten enthält.
Auf ähnliche
Weise können
bestimmte Tabellen zur einer weiteren Datenbank erweitert werden,
um weitere Daten aufzubewahren oder handzuhaben. Diese zusätzliche
Datenbank kann in dem gleichen oder in weiter entfernten Computern
gelagert werden. Die Elemente der Tabelle können in einem numerischen,
einem beschreibenden oder in einem vorgegebenen Format aufgezeichnet
werden, je nach dem, was zur Aufzeichnung der entsprechenden Daten
am besten geeignet ist. Um effiziente Abfragen zu ermöglichen,
werden, wenn geeignet, die Elemente in einem kontrollierten Wörterbuch
aufgezeichnet. 3 zeigt
bei welchem Teil des Arbeitsablaufs während eines Wechselwirkungsexperiments
jede Tabelle am Wichtigsten ist und wo sie die grundlegende Datensammlung
bildet, auf dem die Arbeitsablauf-Organisations-Software für diesen
Teil des Vorgang basiert.
-
Es
können
andere, auf Computern basierende, Verfahren zur Erzeugung visueller
Darstellungen spezifischer Wechselwirkungen, teilweiser oder vollständiger Protein-Protein-Wechselwirkungs-Netzwerke
angewendet werden, um automatisch die gewünschten Wechselwirkungen am
wirkungsvollsten zu berechnen und darzustellen. Wie im Fachgebiet
wohlbekannt ist, sind Computerdatenbanken eine wertvolle Quelle
für die
biologische und die molekularbiologische Forschung im Großmaßstab.
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Zusammenfassend
besteht ein signifikanter Vorteil des Verfahrens der Erfindung über bereits
bestehende Hefe-2H-Systems in der Größenordnung, mit der eine solche
Identifizierung von Wechselwirkungen und Mitgliedern der Wechselwirkung
vorgenommen werden kann. Bei dem Verfahren der Erfindung werden
bevorzugt die Wechselwirkungen einer Genbank mit einer Genbank unter
Verwendung von angeordneten Wechselwirkungs-Genbanken durchmustert. Daher erlaubt
das Verfahren der Erfindung in wirkungsvoller Weise eine vollständigere
und umfassendere (stärker
ausschöpfende)
Erzeugung von Protein-Protein-Wechselwirkungs-Netzwerken
als bestehende Verfahren. Ein einmal etabliertes und erschöpfendes
Netzwerk von Protein-Protein-Wechselwirkungen wird, wie in 1 gezeigt, für viele
Zwecke von Nutzen sein. Zum Beispiel kann es dazu verwendet werden,
die Existenz von neuen biologischen Wechselwirkungen oder Wechselwirkungswegen
vorherzusagen, oder, um Verbindungen zwischen biologischen Netzwerken
zu bestimmen. Des Weiteren kann mit diesem Verfahren durch die
Bestimmung ihrer Wechselwirkungspartner, die Funktion und die Lokalisierung
bislang unbekannter Proteine vorhergesagt werden. Es kann auch dazu
verwendet werden, die Antwortreaktion einer Zelle auf Veränderungen
der Expression bestimmter Mitglieder eines Netzwerks vorherzusagen.
Schließlich
können
diese Daten dazu verwendet werden, Proteine oder Wechselwirkungen
zwischen Proteinen in einer medizinisch relevanten Wirkungskette
zu identifizieren, die für
einen therapeutischen Eingriff, für die Diagnose oder für die Behandlung
einer Krankheit geeignet sind.
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Die
Figuren zeigen:
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1
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Die
Anwendungen eines errichteten und erschöpfenden Netzwerks von Protein-Protein-Wechselwirkungen.
Die Identität
der positiven Clone und die Identität der Mitglieder, die die Wechselwirkungen
für die
gesamte Wechselwirkungs-Genbank umfassen, werden in einer Datenbank
aufbewahrt. Diese Daten werden dazu verwendet, ein Netzwerk an Protein-Protein-Wechselwirkungen
zu errichten, das für
eine Vielzahl an Zwecken verwendet werden kann. Zum Beispiel, um
die Existenz neuer biologischer Wechselwirkungen oder Wechselwirkungswege
vorherzusagen oder, um Verbindungen zwischen biologischen Netzwerken
zu bestimmen. Darüber
hinaus kann mit diesem Verfahren die Funktion und die Lokalisierung
bislang unbekannter Proteine durch die Bestimmung ihrer Wechselwirkungspartner
vorhergesagt werden. Es kann auch dazu verwendet werden, die Antwortreaktion
einer Zelle auf Veränderungen
der Expression bestimmter Mitglieder des Netzwerks vorherzusagen.
Schließlich
können
diese Daten dazu verwendet werden, Proteine in einer medizinisch
relevanten Wirkungskette zu identifizieren, die für die Therapie,
die Diagnose und die Behandlung einer Krankheit geeignet sind.
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2
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Ein
Schema und die Eigenschaften für
eine Gruppe an Datentabellen, die zur Aufbewahrung, Handhabung und
Wiedergewinnung von Daten aus einer im Großmaßstab angelegten Protein-Protein-Wechselwirkungs-Durchmusterung
geeignet sind. Das Schema kann entweder in relationale oder in objektorientierte
Datenbanken eingebaut werden. Die primären Verbindungen zwischen den
Tabellenschlüsseln
sind angezeigt, ebenso wie Vorschläge für die Felder oder die Elemente,
die in jeder Tabelle zur Verfügung
stehen sollten.
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3
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Ein
Arbeitsablaufschema, das den experimentellen Ablauf und den Informationsfluß während einer
in großem
Maßstab
angelegten Durchmusterung von Protein-Protein-Wechselwirkungen darstellt. Die Figur
zeigt bei welchem Teil der experimentellen Schritte jede Tabelle
aus der vorstehend beschriebenen Datenbank am Besten angewendet
wird. Jede Tabelle bildet eine grundlegende Datensammlung, auf dem
die Software für
die Organisation des Arbeitsablaufs für diesen Teil des Vorgangs
basiert.
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4(I)
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Plasmide,
die für
das verbesserte Zwei-Hybrid-System konstruiert wurden. Die Plasmidkarten
der pBTM118 a, b und c-DNA-Bindedomäne-Vektorenreihe und der pGAD428
a, b, und c-Aktivierungsdomäne-Vektorenreihe.
Beide Plasmide enthalten Schnittstellen für nur die einmal vorhandenen
Restriktionsenzyme SalI und NotI, die dazu verwendet werden können, ein
Genfragment in die multiple Clonierungsstelle zu clonieren. Die
Plasmide werden in den Hefezellen durch die selektierbaren Marker
TRP1, beziehungsweise LEU2 aufrecht erhalten. Auf den Verlust der
Plasmide kann durch die gegenselektierbaren Marker CAN1, beziehungsweise
CYH2 selektiert werden.
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4(II)
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Polylinker,
die in den multiplen Clonierungsstellen (a, b, c) verwendet werden,
um die Expression des genetischen Fragments in jedem der drei Leseraster
zu ermöglichen.
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5
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Die
Struktur des URA3-Auswertungssystems, das im Plasmid pLUA enthalten
ist. Wichtige Eigenschaften von pLUA umfassen das URA3-Gen, das
sich unter der Transkriptionskontrolle des lexAop-GAL1-Promotors
befindet, den Selektionsmarker ADE2, der ade2-auxotrophen Hefen
erlaubt auf selektivem Medium ohne Adenin zu wachsen, und das β-Lactamase-Gen
(bla), das Ampicillinresistenz in E. coli verleiht. Das pLUA-Plasmid
repliziert sich sowohl in Hefe unter Verwendung des 2 μ-Replikationsursprungs
als auch in E. coli durch Verwendung des ColE1-Replikationsursprungs
autonom.
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6
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Eine
schematische Übersicht über eine
Ausführungsform
des Verfahrens der Erfindung. Zur parallelen Analyse eines Netzwerks
von Protein-Protein-Wechselwirkungen unter Verwendung des Verfahrens
der Erfindung, wird eine Genbank an Plasmidkonstrukten bereitgestellt,
die Fusionsproteine mit der DNA-Bindedomäne und Fusionsproteine mit
der Aktivierungsdomäne
exprimieren. Diese Genbanken können
aus spezifischen DNA-Fragmenten
bestehen, oder eine Vielzahl an unbekannten DNA-Fragmenten umfassen,
die in die verbesserten Plasmide mit der Bindedomäne und der
Aktivierungsdomäne
der Erfindung ligiert wurden, welche unterschiedliche selektierbare
und gegenselektierbare Marker enthalten. Beide Genbanken werden
durch Transformation oder Wechselwirkungspaarung in Hefezellen kombiniert,
und Hefestämme,
die potenziell miteinander wechselwirkende Proteine exprimieren,
werden auf Selektionsmedium ohne Histidin selektiert. Die selektierbaren
Marker TRP1 und LEU2 erhalten die Plasmide in den Hefestämmen aufrecht,
die auf Selektionsmedium angezogen werden, wohingegen CAN1 und CYH2
die gegenselektierbaren Marker darstellen, die auf den Verlust des
betreffenden Plasmids hin selektieren. HIS3 und lacZ stellen selektierbare
Marker im Hefegenom dar, die nach der Aktivierung durch miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimiert werden. Das Auswertungssystem
besteht im vorliegenden Fall sowohl in der Anzucht auf Medium ohne
Histidin als auch in der enzymatischen Aktivität der β-Galactosidase, auf die anschließend hin
durchmustert werden kann. Ein Kolonien-Pick-Roboter wird dazu verwendet,
die erhaltenen Hefekolonien in die individuellen Vertiefungen einer
Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen zu überführen, und die so erhaltenen
Platten werden bei 30°C
inkubiert, um das Wachstum der Zellen zu erlauben. Die Wechselwirkungs-Genbank,
die in den Mikrotiterplatten aufbewahrt wird, kann gegebenenfalls
repliziert (Replika-plattiert) und gelagert werden. Die Wechselwirkungs-Genbank
wird untersucht, um positive Clone nachzuweisen, die miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren, und sie von falsch-positiven
Clonen unter der Verwendung des Verfahrens der Erfindung zu unterscheiden.
Unter Verwendung eines Tüpfel-Roboters
werden die Zellen auf Replika-Membranen übertragen, die anschließend jeweils
auf eine Platte mit den Selektionsmedien SD-Leu-Trp-His, SD-Leu+CAN und SD-Trp+CHX
plaziert werden. Nach der Inkubation der selektiven Platten werden
die Clone, die auf den Membranen gewachsen sind, einem β-Gal-Testansatz
unterzogen, und es wird ein digitales Bild jeder Membran mit einer
CCD-Kamera aufgenommen, das dann im Computer aufbewahrt wird. Unter
Verwendung der digitalen Bildverarbeitung und -analyse können die
Clone, die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren,
unter Berücksichtigung
des Musters der β-Gal-Aktivität der Clone
identifiziert werden, die auf den unterschiedlichen Selektionsmedien
angezogen wurden. Die individuellen Mitglieder, aus denen sich die
Wechselwirkungen zusammensetzen, können dann durch eines oder
mehrere Verfahren identifiziert werden, einschließlich PCR,
Sequenzierung, Hybridisierung, Oligonucleotid-Fingerprinting oder
Antikörperreaktionen.
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7
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Eine
schematische Übersicht über eine
Ausführungsform
des Verfahrens der Erfindung. Zur parallelen Analyse eines Netzwerks
von Protein-Protein-Wechselwirkungen unter Verwendung des Verfahrens
der Erfindung, werden zwei Genbanken an Plasmidkonstrukten bereitgestellt,
die die DNA-Bindedomäne-
und die Aktivierungsdomäne-Fusionsproteine exprimieren.
Diese Genbanken können
aus spezifischen DNA-Fragmenten bestehen, oder aus einer Vielzahl
an unbekannten DNA-Fragmenten, die in die verbesserten Bindedomäne- und
Aktivierungsdomäne-Plasmide
ligiert wurden, die die selektierbaren Marker TRP1 und LEU2 und
gegebenenfalls die gegenselektierbaren Marker CAN1, beziehungsweise
CYH2 enthalten. Die Genbanken werden entweder in Mata oder Matα-Hefestämme transformiert,
die das URA3-Auswertungssystem enthalten, und werden anschließend auf
Selektionsmedium plattiert, das 5-Fluor-Orotsäure (5-FOA) enthält. In Gegenwart von
5-FOA werden nur diejenigen Hefestämme wachsen, die Fusionsproteine
exprimieren, welche nicht in der Lage sind, das URA3-Auswertungssystem
zu autoaktivieren. Die so erhaltenen Hefestämme, die nur die nicht autoaktivierenden
Proteine exprimieren, können
dann direkt in einer automatisierten Wechselwirkungspaarung verwendet
werden, um geordnete Gitter an diploiden Stämmen zu erzeugen, die auf die
Aktivierung des lacZ-Auswertungssystems
hin untersucht werden können.
- a) Individuelle Hefezellen, die einzelne Fusionsproteine
exprimieren, die nicht in der Lage sind, das URA3-Auswertungssystem
zu aktivieren, werden in die Vertiefungen einer 384 Vertiefungen
umfassenden Mikrotiterplatte unter Verwendung eines modifizierten
Pick-Roboters übertragen.
Die in den Mikrotiterplatten aufbewahrten Hefestämme können gegebenenfalls Replika-plattiert
und gelagert werden. Die Mikrotiterplatten enthalten ein Anzuchtmedium
ohne bestimmte Aminosäuren,
das dazu geeignet ist, die entsprechenden Plasmide in den Hefestämmen aufrecht
zu erhalten. Die Wechselwirkungspaarungen werden anschließend durch
die automatische Übertragung
eines Mata- und eines Matα-Hefestammes
an die gleiche Position auf einer Nylonmembran durchgeführt, dies
erfolgt unter Verwendung der durch Lehrach et al. (1997) beschriebenen
automatisierten Systeme. Alternativ kann ein Pipettier- oder ein
Mikropipettiersystem (Schober et al., 1993) dazu verwendet werden,
kleine Volumina individueller Flüssigkulturen
eines Hefestammes zu übertragen,
auf die ein Rasen an Hefezellen des entgegengesetzten Paarungstyps
gesprüht oder
aufgetragen wurde, der aus mindestens einem Hefeclon des anderen
Paarungstyps stammt. Die Hefestämme
können
einzeln oder als eine vereinigte Sammlung vieler Clone angewendet
werden. Die durch die beiden möglichen
Verfahren angeordneten Raster an Hefeclonen werden über Nacht
bei 30°C
inkubiert, um die Wechselwirkungspaarung stattfinden zu lassen.
Die so erhaltenen diploiden Zellen werden dann mit einem β-Gal-Testansatz
untersucht, wie in Breeden & Nasmyth
(1985) beschrieben.
- b) Hefestämme,
die auf 5-FOA enthaltendem Selektionsmedium wuchsen, werden gesammelt,
und es wird eine Wechselwirkungspaarung zwischen den Mata- und den
Matα-Stämmen in
flüssigem
YPD-Medium durchgeführt.
Diejenigen diploiden Hefestämme,
die miteinander wechselwirkende Proteine exprimieren, werden durch
Ausplattieren auf Selektionsmedium ohne Histidin und Uracil selektiert.
Die selektiven Marker TRP1 und LEU2 erhalten die Plasmide in den
Hefestämmen
aufrecht, die auf Selektionsmedien angezogen wurden. HIS3, URA3
und lacZ stellen die Reportergene in den Hefezellen dar, die nach
der Aktivierung der miteinander wechselwirkenden Fusionsproteine
exprimiert werden. Das Auswertungssystem besteht im vorliegenden
Fall aus der Anzucht auf Medium ohne Histidin und/oder Uracil und
der enzymatischen Aktivität
der β-Galactosidase,
die zu einem späteren
Zeitpunkt durchmustert werden kann. Ein modifizierter Kolonien-Pickroboter
wird dazu verwendet, die diploiden Hefekolonien in individuelle
Vertiefungen einer Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen zu picken,
die Selektionsmedium enthält,
und die so erhaltenen Platten werden bei 30°C inkubiert, um das Wachstum
der Zellen zu erlauben. Die Wechselwirkungs-Genbank kann gegebenenfalls
Replika-plattiert und gelagert werden. Unter Verwendung eines Tüpfelroboters
werden die diploiden Zellen auf Replika-Membranen übertragen,
die anschließend
auf Anzuchtmedium planiert werden. Die Replika-Membranen werden
auf die gegenselektierbaren Medien SD-Trp+CHX oder SD-Leu+CAN planiert.
Die so erhaltenen gleichmäßigen Anordnungen
an diploiden Hefeclonen werden auf β-Gal-Aktivität hin untersucht, wie durch
Breeden & Nasmyth
(1985) beschrieben.
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In
jedem Fall a) und b) wird ein digitales Bild jeder getrockneten
Membran mit einer CCD-Kamera aufgenommen, das dann im Computer aufbewahrt
wird. Unter Verwendung der digitalen Bildverarbeitung und -analyse
können
die Clone, die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren,
unter Berücksichtigung
der β-Gal-Aktivität der in
einem definiertem Muster aufgetüpfelten
Clone identifiziert werden, die auf den Membranen wuchsen und die
auf den unterschiedlichen Selektionsmedien planiert worden waren.
Die individuellen Mitglieder aus denen die Wechselwirkung besteht,
können
dann durch eines oder mehrere Verfahren identifiziert werden, einschließlich PCR,
Sequenzierung, Hybridisierung, Oligonucleotid-Fingerprinting oder Antikörperreaktionen.
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8
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Vorhergesagte
Wechselwirkungen zwischen Fusionsproteinen, die dazu verwendet wurden,
die definierte Wechselwirkungs-Genbank zu erzeugen. Von den Fusionsproteinen,
die in fett gedruckten, runden Umrahmungen stehen, wird angenommen,
dass sie wie gezeigt, miteinander in Wechselwirkung treten. Von
den LexA-HIP1- und den GAL4ad-LexA-Fusionsproteinen, die in den dünn gedruckten,
rechteckigen Umrahmungen stehen, wurde gezeigt, dass sie das lacZ-Auswertungssystem
ohne die Hilfe eines mit ihnen wechselwirkenden Fusionsproteins
aktivieren. Von den beiden Proteinen LexA und GAL4ad und den drei
Fusionsproteinen GAL4ad-HIPCT, GAL4ad-14-3-3 und LexA-MJD1 (alle
nicht umrahmt) wird angenommen, dass sie nicht miteinander, oder
mit anderen Fusionsproteinen, die in diesem Beispiel verwendet werden,
in Wechselwirkung treten.
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9
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Die
Identifizierung positiver Clone, die miteinander wechselwirkende
Fusionsproteine enthielten, gegenüber falsch-positiven Clonen
unter Verwendung der Erfindung. Drei unterschiedliche Hefeclone,
von denen jeder ein Paar von Plasmidkonstrukten enthielt (positive
Kontrolle: pBTM117c-SIM1 & pGAD427-ARNT;
negative Kontrolle: pBTM117c & pGAD427
und falsch-positive Kontrolle: pBTM117c-HIP1 & pGAD427), wurden per Hand auf vier
Agarplatten übertragen,
von denen jede ein unterschiedliches Selektionsmedium (SD-Leu-Trp, SD-Leu-Trp-His,
SD-Leu+CAN und SD-Trp+CHX) enthielt, und 48 Stunden bei 30°C inkubiert.
Die Hefekolonien wurden anschließend auf eine Nylonmembran übertragen
und auf β-Gal-Aktivität durch
das Verfahren von Breeden & Nasmyth
(1985) hin untersucht.
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10
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Digitale
Aufnahmen von β-Gal-Testansätzen, die
von den Replika-Nylonmembranen aufgenommen wurden, die die definierte
Wechselwirkungs-Genbank enthielten, die von den Selektionsmedien
(a) SD-Leu-Trp-His, (b) SD-Trp+CHX und (c) SD-Leu+CAN erhalten wurde.
In jedem der drei Fälle
enthält
die linke Seite der Membran Kontrollclone und Clone aus der definierten
Wechselwirkungs-Genbank, aber und die rechte Seite enthält nur Clone
aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank. Die Gesamtgröße jeder
Membran beträgt
22 × 8
cm, und sie enthält
6912 Tüpfelstellen
mit einem Tüpfelabstand
von 1,4 mm.
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11
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Vergrößerung von
Clonen aus der Wechselwirkungs-Genbank, die aus den gleichen Bereichen
der drei Membranen aufgenommen wurde, die von den Selektionsmedien
SD-Leu-Trp-His,
SD-Trp+CHX und SD-Leu+CAN erhalten und auf β-Gal-Aktivität hin untersucht wurden:
- a) Clone, die aus einem Bereich der rechten
Seite der Membran aufgenommen wurden, die die definierte Wechselwirkungs-Genbank
enthält.
Die Clone aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank, die miteinander
wechselwirkende Proteine exprimieren, sind umringt und entsprechen
den Adressen 06L22 und 08N24 in der Mikrotiterplatte.
- b) Clone, die aus einem Bereich der linken Seite der gleichen
Membranen aufgenommen wurden, und die Kontrollclone und Clone aus
der Wechselwirkungs-Genbank enthalten, wobei die Clone um jeden
Markierungs-Tintenfleck wie gezeigt angeordnet sind und entsprechen:
00 Markierungs-Tintenfleck; 01 falsch-positiver Kontrollclon, der
das Fusionsprotein GAL4ad-LexA exprimiert; 02 falsch-positiver Clon,
der das Fusionsprotein LexA-HIP1 exprimiert; 03 positiver Kontrollclon,
der die miteinander wechselwirkenden Fusionsproteine LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT exprimiert;
04 Clon aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank. Der pasitive
Kontrollclon (Tüpfel-Position
03) ist umringt.
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12
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- a) Eine Untergruppe der Liste an Clonen, die
durch Computerabfrage von Daten identifiziert wurden, die durch
automatische Bildanalyse und Quantifizierung der Aktivität der β-Galactosidase
hergestellt wurden. Jede Aufzeichnung stellt die β-Galactosidase-Aktivität eines
bestimmten Clons dar, der auf drei selektiven Medien angezogen wurde,
Dieses Programm fragte die Daten ab, die dazu dienten, alle Clone
aus der Wechselwirkungs-Genbank
zu identifizieren, die das Reportergen bei Anzucht auf Minimalmedium
ohne Leucin, Tryptophan und Histidin (SD-Leu-Trp-His) aktiviert
hatten (Werte > 0),
jedoch nicht auf einem der Gegenselektionsmedien (die Werte für beide
Medien betragen 0).
- b) Die positiven Clone 06L22 und 08N24, die durch Hybridisierung
charakterisiert wurden, sind in der Computerdatei vorhanden.
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13
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Charakterisierung
der genetischen Fragmente, die in den Clonen 06L22 und 08N24 enthalten
sind, durch Hybridisierung. Es wurden ein 1,3 kb großes SIM1-
und ein 1,4 kb großes
ARNT-DNA-Fragment als Nucleinsäuresonden
zur Hybridisierung mit in hoher Dichte betüpfelten Membranen verwendet,
die DNA aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank enthielten. Diese Clone wurden
durch Hybridisierung als diejenigen Clone charakterisiert, die die
genetischen Fragmente SIM1 und ARNT enthalten. Die Bilder sind aus
dem gleichen Bereich der Membranen wie diejenigen, die in 11a gezeigt werden. Die
Tüpfel-Positionen
der Clone 06L22 und 08N24 sind umringt.
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14
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Identifizierung
der DNA-Fragmente SIM1 und ARNT aus dem Hefe-Zwei-Hybrid-Plasmid, das im Clon 06L22
enthalten ist, durch Duplex-PCR. Die Plasmid-DNA wurde aus einer
Flüssigkultur
des Clons 06L22 über das
QiaPrep-Verfahren (Hilden) isoliert, und die in den Plasmiden enthaltenen
inserierten Fragmente wurden durch PCR unter Verwendung der folgenden
Primerpaare amplifiziert, 5'-TCG
TAG ATC TTC GTC AGC AG-3' & 5'-GGA ATT AGC TTG
GCT GCA GC-3' für das Plasmid
pBTM117c und 5'-CGA
TGA TGA AGA TAC CCC AC-3' & 5'-GCA CAG TTG AAG
TGA ACT TGC-3' für pGAD427.
Bahn 1 enthält
mit BstEII verdaute Lambda-DNA als Größenmarker; Bahn 2 enthält den Duplex-PCR-Reaktionsansatz
mit den Plasmiden, die aus dem Clon 06L22 isoliert wurden; die Bahnen
3 und 4 enthalten jeweils PCR-Kontrollamplifikationen mit dem Plasmid pBTM117c-SIM1, beziehungsweise
pGAD427-ARNT.
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15
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Die
Aktivierung des Auswertungssystems für Clone aus einer Wechselwirkungs-Genbank, die in einem
regelmäßigen Gittermuster
angeordnet sind. Es wurden 23 Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen
einer Seeigel-Wechselwirkungs-Genbank in einem regelmäßigen „duplizierten
3 × 3"-Gittermuster um
einen Markierungs-Tintenklecks herum auf eine 222 × 222 mm
große
poröse
Membran (Hybond N+, Amersham, UK) unter Verwendung eines Tüpfelroboters
aufgetragen. Die Membran wurde 3 Tage in SD-Leu-Trp-His-Medium inkubiert,
dann unter Verwendung des β-Gal-Testansatzes,
wie durch Breeden & Nasmyth
(1985) beschrieben, auf die Expression von lacZ hin untersucht und über Nacht
an der Luft getrocknet. Es wurde ein digitales Bild unter Verwendung
eines Standard-A3-Computerscanners
aufgenommen.
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16
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Hybridisierung
eines Genfragments (Sonde A), das für ein Protein A codiert, mit
einer DNA-Anordnung aus einer Wechselwirkungs-Genbank. Die Sonde
wurde durch Standardverfahren radioaktiv markiert, und die bei der
Hybridisierung positiven Clone der Wechselwirkungs-Genbank wurden über das
automatisierte Bildanalysesystem identifiziert. Die Position des
Clons 5K20, aus dem das Genfragment isoliert worden war, ist angezeigt.
Es tragen auch andere bei der Hybridisierung positiven Clone dieses
Genfragment, und durch die Wiedergewinnung der miteinander wechselwirkenden
Mitglieder aus diesen Clonen kann ein Protein-Protein-Wechselwirkungsweg
für das
Protein A aufgedeckt werden.
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17
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Eine
graphische Darstellung der bei der Hybridsierung positiven Clone,
die durch Hybridisierung der Sonde A mit der DNA-Anordnung erzeugt
wurden, die die Wechselwirkungs-Genbank darstellt.
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18
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Eine
graphische Darstellung der bei der Hybridsierung und bei der Wechselwirkung
positiven Clone, die durch eine anschließende Hybridisierung mit der
Sonde B (isoliert aus dem Clon, der durch ein graues Kästchen markiert
ist) erzeugt wurden. Es werden auch die Positionen der bei der Hybridisierung
mit der Sonde A positiven Clone gezeigt. Die bei der Wechselwirkung
positiven Clone, die beide Genfragmente tragen, wurden als mit beiden
Sonden hybridisierend identifiziert.
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19
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Eine
graphische Darstellung der bei der Hybridsierung und bei der Wechselwirkung
positiven Clone, die durch eine weitere Hybridisierung mit der Sonde
C erzeugt wurden, die aus dem Clon 6D18 isoliert worden war (markiert
durch ein graues Kästchen
und „B/C"). Es werden auch
die Hybridisierungssignale der Sonden A und B gezeigt. Durch die
Berücksichtigung
gemeinsamer Hybridisierungssignale der bei der Wechselwirkung positiven
Clone und der anschließenden
DNA-Sequenzierung, der in diesen Clonen enthaltenen inserierten
Fragmente, können
Protein-Protein-Wechselwirkungen aufgedeckt werden. Die Figur zeigt
auch einen Wechselwirkungsweg, der zwischen den Proteinen A, B und
C aufgedeckt wurde, und der auf diesen Daten basiert.
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20
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Automatisierte
visuelle Unterscheidung von Hefezellen, die einzelne Fusionsproteine
exprimieren, die in der Lage sind, das LacZ-Auswertungssystem zu
aktivieren. Eine definierte Genbank von L40ccu-Hefeclonen, die unterschiedliche
Fusionsproteine exprimieren und die im Plasmid pBTM117c cloniert
worden waren, wurde auf Minimalmedium ohne Tryptophan ausplattiert,
das mit Kaliumphosphat auf den pH-Wert 7,0 gepuffert war und das
2 μg/ml
X-Gal enthielt (SD-Trp/X-GAL).
Weiße
Kolonien, die das LacZ-Reportergen nicht autoaktiviert haben, werden
automatisch erkannt und mit einem roten horizontalen Kreuz markiert.
Eine Kolonie, die sieh aufgrund der Expression eines einzelnen Fusionsproteins
blau färbte,
das in der Lage war, das LacZ-Reportergen autozuaktiviern, wird
aufgrund ihrer dunkleren Färbung
und dem Vorliegen eines „Loches" automatisch erkannt.
Diese Kolonie ist durch einen Pfeil angezeigt. Alle Kolonien, die
für die
weitere Analyse und das Picken ungeeignet sind (einschließlich zu
kleiner oder einander berührender
Kolonien), werden automatisch erkannt und mit einem blauen diagonalen
Kreuz markiert.
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21
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Ergebnisse
einer automatisierten Wechselwirkungspaarung, um diploide Hefestämme zu identifizieren,
die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren.
- a) Die Nachkommenschaft der Hefestämme x1a
und x2a wurden unter Verwendung eines Tüpfelroboters, wie er in Lehrach
et al. (1997) beschrieben wurde, an den Positionen 1 und 2 auf eine
Nylonmembran aufgetüpfelt.
Die Hefestämme
y1α und
y2α des
entgegengesetzten Paarungstyps wurden anschließend an den Positionen 1 und
2 aufgetüpfelt,
die bereits die Zellen der Stämme
x1a und x2a enthielten. Um die Erkennung des duplizierten Tüpfelmusters
zu unterstützen,
wurde Tinte in Position 2 direkt rechts neben den aufgetüpfelten
Hefeclonen aufgetragen.
- b) Die Membran wurde auf YPD-Agarplatten übertragen und bei 30°C über Nacht
inkubiert, um die Wechselwirkungspaarung stattfinden zu lassen.
- c) Die diploiden Hefestämme,
die auf der Membran gewachsen waren, wurden anschließend unter
der Verwendung des Verfahrens von Breeden & Nasmyth (1985) auf ihre β-Galactosidase-Aktivität hin untersucht.
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22
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Die
beiden Vektoren, die dazu konstruiert worden waren, weitere genetische
Eigenschaften bereitzustellen, um das Verfahren der Erfindung in
einem prokaryontischen Zwei-Hybrid-System anwenden zu können. Die
Vektoren basieren auf der pBAD-Vektorenreihe,
die eine enge induzierbare Kontrolle der Expression von clonierten
Genen unter Verwendung des Arabinose-Operons ermöglicht (Guzman et al., 1995;
J. Bact. 177: 4141–4130),
und sie können
in der gleichen E. coli-Zelle aufgrund kompatibler Replikationsursprünge aufrecht erhalten
werden.
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Das
Plasmid pBAD18-αRNAP
exprimiert unter der Kontrolle des Arabinose-Promotors Fusionsproteine zwischen der α-aminoterminalen
Domäne
(NTD) der α-Untereinheit der
RNA-Polymerase und DNA-Fragmenten, die in die multiple Clonierungsstelle
cloniert wurden. Auf die Anwesenheit dieses Plasmids in Kanamycinempfindlichen
Zellen kann durch Ausplattieren auf Anzuchtmedium selektiert werden,
das mit Kanamycin ergänzt
wurde, oder es kann auf seine Abwesenheit durch das gegenselektierbare
rpsL-Allel hin selektiert werden, und zwar durch Ausplattieren auf
Medium, das mit Streptomycin ergänzt
wurde (Murphy et al., 1995).
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Das
Plasmid pBAD30-cI exprimiert unter der Kontrolle des Arabinose-Promotors
Fusionsproteine zwischen dem λcI-Protein
und DNA-Fragmenten, die in die multiple Clonierungsstelle cloniert
wurden. Auf die Anwesenheit dieses Plasmids in Ampicillinempfindlichen
Zellen kann durch Ausplattieren auf Anzuchtmedium selektiert werden,
das mit Ampicillin ergänzt
wurde, oder es kann auf seine Abwesenheit durch das gegenselektierbare
lacY-Gen hin selektiert werden, und zwar durch Ausplattieren auf
Medium, das mit 2-Nitrophenyl-β-D-thiogalactosid
(tONPG) ergänzt
wurde (Murphy et al., 1995). Darüber
hinaus ermöglicht
die oriT-Sequenz den unidirektionalen genetischen Austausch des
pBAD30-cI-Plasmids und seiner Nachkömmlinge von E. coli-Zellen,
die den F'-Fertilitätsfaktor
enthalten, hin zu F–-Stämmen, denen der Fertilitätsfaktor
fehlt.
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Beispiele
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Beispiel 1: Konstruktion
von Vektor-Hefe-Stämmen
und des Auswertungssystems für
ein verbessertes Hefe-Zwei-Hybrid-System
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1.1. Die Konstruktion
von Vektoren
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Die
Plasmide pBTM118 a, b und c und pGAD428 a, b und c, die für ein verbessertes
Hefe-Zwei-Hybrid-System konstruiert wurden, werden in 4 gezeigt. Beide Vektorenreihen
können
zur Konstruktion von Hybrid-(Fusions-)Proteinen verwendet werden.
Die Vektoren enthalten die jeweils einmal vorhandenen Restriktionsschnittstellen
SalI und NotI, die sich jeweils im Bereich der multiplen Clonierungsstelle
(MCS) am 3'-Ende
des offenen Leserasters der lexA codierenden Sequenz oder der GAL4ad-Sequenz
befinden (4b).
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Mit
den beiden Reihen der Plasmide werden Fusionsproteine in hohen Spiegeln
in den Hefe-Wirtszellen durch den konstitutiven ADH1-Promotor (P)
exprimiert, und die Transkription wird am ADH1-Transkriptions-Terminations-Signal
(T) beendet. Die beiden Zwei-Hybrid-Plasmide, die in 4a gezeigt werden, sind Austausch-Vektoren,
die sich sowohl in E. coli als auch in S. cerevisiae autonom replizieren.
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Die
drei Plasmide pBTM118 a, b und c werden dazu verwendet, Fusionen
zwischen dem LexA-Protein (Aminosäuren 1-220) und einem Protein
von Interesse zu erzeugen, das in die MCS in der korrekten Orientierung
und im korrekten Leseraster cloniert wurde. Die Plasmide pBTM118
a, b und c wurden von pBTM117c (Wanker et al., 1997) durch die Insertion
der Adapter, die in Tabelle 1 gezeigt werden, in die Restriktionsenzym-Schnittstellen SalI
und NotI abgeleitet, um die verbesserten Vektoren mit drei unterschiedlichen
Leserastern zu erzeugen.
-
Die
Plasmide pBTM118 a, b und c enthalten das Wildtyp-Hefegen CAN1 zur
Gegenselektion, das transformierten Hefezellen eine Empfindlichkeit
gegenüber
Canavanin verleiht (Hoffmann, 1985). Die Plasmide enthalten auch
den Selektionsmarker TRP1, der trp1-auxotrophen Hefen erlaubt, auf
selektivem synthetischem Medium ohne Tryptophan zu wachsen, sowie
den Selektionsmarker bla, der Ampicillin-Resistenz in E. coli verleiht.
-
Die
Plasmide pGAD428 a, b und c werden dazu verwendet, Fusionsproteine
zu erzeugen, die die GAL4-Aktivierungsdomäne (Aminosäuren 768-881) enthalten, die
mit einem Protein von Interesse funktionell verbunden ist. Die Plasmide
pGAD428 a, b und c tragen das Wiltyp-Hefegen CYH2, das transformierten
Zellen eine Empfindlichkeit gegenüber Cycloheximid verleiht (Kaeufer
et al., 1983), den Selektionsmarker LEU2, der leu2-auxotrophen Hefen
erlaubt, auf selektivem synthetischem Medium ohne Leucin zu wachsen,
sowie den bakteriellen Marker aphA (Pansegrau et al., 1987), der
Kanamycin-Resistenz in E. coli verleiht. Die Plasmide pGAD428 a
b, und c wurden aus pGAD427 durch Ligierung der Adapter, die in
Tabelle 1 gezeigt werden, in die MCS erzeugt, um die verbesserten
Vektoren mit drei unterschiedlichen Leserastern zu konstruieren.
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Zur
Konstruktion von pGAD427 wurde ein 1,2 kb großes DdeI-Fragment, das das
aphA-Gen enthielt, aus pFG101u (Pansegrau et al., 1987) isoliert
und in die PvuI-Schnittstelle von pGAD426 unter Verwendung der Oligonucleotid-Adapter
5'-GTCGCGATC-3' und 5'-TAAGATCGCGACAT-3' subcloniert. Das Plasmid pGAD426 wurde
durch Insertion eines 1,2 kb großen EcaRV-CYH2-Genfragments,
das aus pAS-1 (Clontech) isoliert worden war, in die PvuII-Schnittstelle
von pGAD425 (Han und Collicelli, 1985) erzeugt.
-
1.2. Die Konstruktion
der Hefestämme
-
Um
die Konstruktion des verbesserten Hefe-Zwei-Hybrid-System zu ermöglichen,
wurden die drei Saccharomyces cerevisiae-Stämme L40cc, L40ccu und L40ccuα erzeugt.
S. cerevisiae L44cc wurde durch ortsspezifisches Ausschalten des
CYH2- und des CAN1-Gens von L40 (Hollenberg et al., Mol. Cell. Biol.
15: 3813–3822)
erzeugt, und L40ccu wurde durch ortsspezifisches Ausschalten des
URA3-Gens von L40cc erzeugt (Current Protocols in Malecular Biology,
Hrsg. Ausubel et al., John Wiley & Sons,
1992). Der Stamm L40ccuα wurde
durch die Durchführung
einer Paarungstyp-Umschaltung (mating-type switch) des Stammes L40ccu über Standardverfahren
erzeugt (Ray BL, White CI, Haber JE (1991)). Der Genotyp des Stammes L44cc
ist: Mata his3Δ200
trp1-901 leu2-3,112 ade2 LYS2::(lexAop)4-HIS3 URA3::(lexAop)8-lacZ GAL4 can1 cyh2. Der Genotyp des Stammes
L40ccu ist: Mata his3Δ200
trp1-901 leu2-3,112 ade2 LYS2::(lexAop)4-HIS3 ura3::(lexAop)8-lacZ GAL4 can1 cyh2 und der von L40ccuα ist: Matα his3Δ200 trp1-901
leu2-3,112 ade2 LYS2::(lexAop)4-HIS3 ura3::(lexAop)8-lacZ GAL4 can1 cyh2.
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1.3. Das Auswertungssystem
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5 zeigt das im Plasmid
pLUA enthaltene URA3-Auswertungssystem. Dieses URA3-Auswertungssystem
unter der Kontrolle einer bakteriellen, stromaufwärts liegenden
LexAop-Aktivierungssequenz (UAS, upstram activation sequence) kann
im Hefe-2-Hybrid-System
sowohl als gegenselektierbares Reportergen wie auch als Reportergen
zu positiven Selektion verwendet werden, um falsch-positive Clone
zu eliminieren. Das Plasmid enthält
die Eigenschaften des UASlexAop-URA3-Auswertungssystems,
den Selektionsmarker ADE2, der ade2-auxotrophen Hefen erlaubt, auf
Selektionsmedium ohne Adenin zu wachsen, sowie das bla-Gen, das Ampicillin-Resistenz
in E. coli verleiht. Das Plasmid pLUA ist ein Austausch-Vektor (shuttle
vector), der sich in E. coli und in der Hefe autonom repliziert.
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Zur
Konstruktion von pLUA wurde ein 1,5 kb großes SacI/ClaI-UASlexAop-URA3-Fragment aus pBS-lexURA
isoliert und zusammen mit einem 2,4 kb großen SacI/ClaI-ADE2-Fragment in mit ClaI
verdautes pGAD425Δ ligiert.
pBS-lexURA wurde durch Ligierung des URA3-Fragments zusammen mit
einem UASlexAop-Fragment in pBluescript
SK+ erzeugt. Das URA3- und das UASlexAop-Fragment
wurden durch PCR unter Verwendung genomischer DNA aus dem S. cerevisiae-Stamm
L40c unter Verwendung von Standardverfahren und Ankerprimern erhalten,
die komplementäre Überhänge zwischen
den beiden aufeinanderfolgenden Fragmenten erzeugten, die anschließend einander
angelagert wurden, um die chimäre
Sequenz zu erzeugen (vergleiche zum Beispiel mit Current Protocols
in Molecular Biology, Hrsg., Ausubel et al., John Wiley & Sons, 1992).
Das ADE2-Gen wurde durch PCR unter Verwendung genomischer DNA aus
SEY6210α isoliert. pGAD425Δ wurde durch
Deletion eines 1,2 kb großen
SphI-Fragments aus pGAD425 (Han und Colicelli, 1995) und der Religierung
des Vektors erzeugt.
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1.4. Die Erzeugung einer
definierten Wechselwirkungs-Genbank
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Um
zu bestimmen, ob die Erfindung in einem verbesserten Zwei-Hybrid-System
für Hefe,
wie in 6 oder in 7 gezeigt, verwendet werden
kann, wurde eine definierte Wechselwirkungs-Genbank von Plasmiden,
die verschiedene LexA- und GAL4ad-Fusionsproteine von Interesse exprimierten,
unter Verwendung der Vektoren und der Stämme konstruiert, die in den
Abschnitten 1.1. und 1.2. beschrieben wurden. Die Orientierung der inserierten
Fragmente wurde durch Restriktionsanalyse bestimmt, und das Leseraster
wurde durch Sequenzierung kontrolliert. Die erzeugten Konstrukte
und die Original-Plasmide, die vorstehend beschrieben wurden, sind
in der Tabelle 2 aufgelistet. Die Konstruktion von pBTM117c-HD1.6,
-HD3.6 und -SIM1 wurde anderenorts beschrieben (Wanker et al., 1997;
Probst et al., 1997). pBTM117c-HIP1 und pGAD427-HIP1 wurden durch
Ligierung eines 1,2 kb großen
SalI-HIP1-Fragments, das aus pGAD-HIP1 (Wanker et al., 1997) isoliert worden
war, in pBTM117c, beziehungsweise in pGAD427 erhalten. pBTM117c-MJD
wurde durch Insertion eines 1,1 kb großen SalI/NotI-MJD1-Fragments
(Kawagushi et al., 1994) in pBTM117c erzeugt, und pGAD427-14-3-3
wurde durch die Insertion eines 1,0 kb großen EcoRI/NotI-Fragments aus
pGAD10-14-3-3 in pGAD427 erzeugt. Zur Konstruktion von pGAD427-HIPCT
wurde ein 0,5 kb großes
EcoRI-HIP1-Fragment, das aus pGAD-HIPCT (Wanker et al., 1997) isoliert
worden war, mit pGAD427 ligiert. pGAD427-lexA und pGAD427-ARNT wurden
durch Insertion eines 1,2 kb großen, mit SalI/NotI verdauten
lexA-PCR-Fragments, beziehungsweise
eines 1,4 kb großen
SalI/NotI-ARNT-Fragments in pGAD427 erzeugt.
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Es
wurde gezeigt, dass die Fusionsproteine LexA-SIM1 und GAL4ad-ARNT
im Hefe-Zwei-Hybrid-System
spezifisch miteinander in Wechselwirkung treten (Probst et al.,
1997), da, wenn beide Hybride in einem Saccharomyces cerevisiae-Stamm
zusammen exprimiert werden, der die beiden integrierten Reporterkonstrukte,
d. h. das HIS3-Hefegen und das bakterielle lacZ-Gen enthält, die
beide Bindestellen für
das LexA-Protein im Promotorbereich enthalten, die Wechselwirkung
zwischen diesen beiden Fusionsproteinen zur Transkription der Reportergene
führte.
Die Fusionsproteine alleine waren nicht in der Lage, die Transkription
zu aktivieren, da GAL4ad-ARNT die DNA-Bindedomäne und LexA-SIM1 die Aktivierungsdomäne fehlt
(Probst et al., 1997). Dagegen wurde vor Kurzem gezeigt, dass die
Fusionsproteine LexA-HIP1 und GAL4ad-LexA in der Lage sind, das
HIS3- und das lacZ-Reportergen
ohne Wechselwirkung mit einem spezifischen GAL4ad-, beziehungsweise
LexA-Fusionsprotein zu aktivieren. Daher müssen die Hefeclone, die das
LexA-HIP1-Protein exprimieren, als falsch-positive Clone bezeichnet
werden, da falsch-positive Clone hier als Clone definiert werden,
in denen ein GAL4ad-Fusionsprotein oder ein LexA-Fusionsprotein
alleine ohne entsprechende Partnerproteine die Transkription der
Reportergene aktivieren, ohne dass sie dazu irgendwelcher mit ihnen
wechselwirkender Partnerproteine bedürfen.
-
Die
vorhergesagten Protein-Protein-Wechselwirkungen dieser Fusionsproteine
werden in 8 gezeigt.
Es wurde gezeigt, dass die Fusionsproteine LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT, LexA-HD1.6 & GAL4ad-HIP1 und
LexA-HD3.6 & GAL4ad-HIP1
spezifisch im Hefe-Zwei-Hybrid-System miteinander in Wechselwirkung
treten, weil sie die Reportergene HIS3 und lacZ nur dann aktivieren,
wenn beide Proteine in einer Zelle vorliegen (Probst et al., 1997;
Wanker et al., 1997). Im Gegensatz dazu wurde gezeigt, dass das
LexA-HIP1- und das GAL4ad-LexA-Fusionsprotein in der Lage sind,
die Reportergene ohne Bedarf an irgendeinem mit ihnen wechselwirkenden
Fusionsprotein zu aktivieren. Die Proteine LexA und GAL4ad und die
Fusionsproteine LexA-MJD1 und GAL4ad-14-3-3, die ebenfalls in der
definierten Wechselwirkungs-Genbank vorliegen, sind nicht in der
Lage, die Reportergene zu aktivieren, weder alleine, noch wenn sie
in der gleichen Zelle mit irgendeinem anderen der Fusionsproteine
vorliegen, aus denen sich die Genbank zusammensetzt.
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Beispiel 2: Nachweis von
Clonen, die bekannte miteinander wechselwirkende Proteine exprimieren,
gegenüber
falsch-positiven Clonen unter Verwendung des verbesserten Zwei-Hybrid-Systems
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Paare
der Hefe-Zwei-Hybrid-Plasmide pBTM117c-SIM1 & pGAD427-ARNT, pBTM117c & pGAD427 und pTM117c-HIP1 & pGAD427 wurden
in den Hefestamm L40cc transformiert, und Trp+Leu+-Transformanten,
die mindestens eines der beiden Plasmide enthielten, wurden auf
SD-Leu-Trp-Platten selektiert. Zwei Transformanten aus jeder Transformation
wurden auf das Vorliegen von Protein-Protein-Wechselwirkungen hin
untersucht, dies erfolgte durch Austesten der Fähigkeit der Hefezellen auf
SD-Leu-Trp-, SD-Leu-Trp-His-, SD-Leu+CAN
und SD-Trp+CHX-Platten zu wachsen, sowie durch den β-Galactosidase-Testansatz
(Breeden und Nasmyth, 1985). 9 zeigt,
dass die Zellen der Hefestämme,
die sowohl die Plasmide pBTM117c-SIM1 & pGAD427-ARNT als auch pBTM117c-HIP1 & pGAD427 trugen,
auf SD-Leu-Trp-His-Platten wuchsen und sich nach der Inkubation
in X-Gal-Lösung
blau färbten,
was anzeigt, dass das HIS3- und das LacZ-Reportergen in diesen Stämmen aktiviert
sind. Zum Vergleich war der Hefestamm, der die beiden negativen
Kontrollplasmide pBTM117c & pGAD427
trug, nicht in der Lage, auf diesem Medium zu wachsen, und er zeigte
ebenfalls keine lacZ-Aktivität.
Nach der Selektion der Hefestämme,
die die verschiedenen Kombinationen der Zwei-Hybrid-Plasmide trugen,
auf SD-Leu+CAN und SD-Leu+CHX, wurden die so erhaltenen Stämme ebenfalls
mit dem β-Galactosidase-Testansatz
untersucht. Nach der Inkubation der Membran, die alle drei Stämme enthielt,
auf SD-Trp-CHX-Medium, färbte
sich nach der Inkubation in X-Gal-Lösung
nur die Nachkommenschaft des Hefestammes blau, der ursprünglich die
beiden Plasmide pBTM117c-HIP1 & pGAD427
trug, der jedoch das pGAD427-Plasmid durch Gegenselektion verloren
hatte. Dieses Ergebnis zeigt an, dass dieser Clon ein falsch-positiver
Clon ist, da er, obwohl er einen lacZ+-Phänotyp zeigt wenn er auf SD-Leu-Trp-His-Medium
angezogen wird, das LexA-HIP1-Fusionsprotein auch in der Lage war,
das HIS3- und das lacZ-Gen auf SD-Trp+CHX-Medium zu aktivieren,
ohne irgendein anderes in Wechselwirkung tretendes Fusionsprotein
zu benötigen.
Im Vergleich dazu, handelt es sich bei dem Hefestamm, der die beiden
Plasmide pBTM117c-SIM1 & pGAD427-ARNT
enthält,
um einen positiven Clon, der miteinander wechselwirkende LexA- und
GAL4ad-Fusionsproteine
exprimiert, da sowohl das LexA-, als auch das GAL4ad-Fusionsprotein
zur Aktivierung der Reportergene benötigt wird. Wenn entweder das
Plasmid pBTM117c-SIM1 oder das Plasmid pGAD4ad-ARNT durch Gegenselektion
auf SD-Trp+CHX, beziehungsweise SD-Leu+CAN aus dem Stamm verloren
geht, sind die so erhaltenen Zellen nicht mehr in der Lage, das
lacZ-Reportergen zu aktivieren und färben sich nach der Inkubation
in X-Gal-Lösung
nicht mehr blau. Mit den Membranen der SD-Leu+CAN-Platten wurden
falsch-positive Clone, die ein autoaktivierendes GAD4ad-LexA-Fusionsprotein
exprimierten, ebenfalls durch den β-Galactosidase-Testansatz nachgewiesen.
-
Beispiel 3: Die Erzeugung
regelmäßiger Gittermuster
von Wirtszellen, die potenziell miteinander wechselwirkende Fusionsproteine
exprimieren
-
3.1. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
von Clonen aus einer Wechselwirkungs-Genbank in Mikrotiterplatten
unter Verwendung der Automatisierung
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Um
die wohldefinierte Wechselwirkungs-Genbank zu erzeugen, wurden die
Konstrukte zur Expression der Fusionsproteine, die in 8 gezeigt werden, vereinigt,
und es wurden 3 μg
des Gemisches in den Hefestamm L40cc durch das Verfahren von Schiestel & Gietz (1989)
kotransformiert. Die mit den in Tabelle 2 beschriebenen Konstrukten
kotransformierten Hefezellen wurden aus große 24 × 24 cm-Agarschalen (Genetix, UK)
plattiert, die Minimalmedium ohne Tryptophan, Leucin und Histidin
(SD-Trp-Leu-His) enthielten. Die Agarschalen wurden unter Verwendung
eines Agar-Autoklaven und einer Pumpe (Integra, Schweiz) gegossen,
um Variation in der Farbe und der Tiefe des Agars von Schale zu
Schale zu minimieren. Um die Wirksamkeit des automatisierten Pickens
zu maximieren, wurde das Transformationsgemisch so plattiert, dass
zwischen 200 und 2000 Kolonien pro Agarschale nach Inkubation bei
30°C über 4 bis
7 Tage erhalten wurden.
-
Es
wurden geeignete Veränderungen
an der Hardware und der Software eines Standard-Pickroboters vorgenommen,
der zum Picken von E. coli-Zellen, wie in Lehrach et al. (1997)
beschrieben, entworfen worden war, um den speziellen Anforderungen
der Hefezellen Rechnung zu tragen. Die Beleuchtung der Agarschalen, die
die plattierten Kolonien trugen, wurde von einer Dunkelfeld-Beleuchtung
von unten zur einer Dunkelfeld-Beleuchtung
von oben verändert,
um die Hefekolonien von dem Rasen aus nicht transformierten Zellen unterscheiden
zu können.
Das bestehende, durch Sicht geleitete, Bewegungssystem (Krishnaswamy & Agapakis, 1997)
wurde modifiziert, um einen größeren Bereich
an „Klümpchen"-Größen („blob" size, Koloniengrößen) auswählen zu
können,
wenn bei der Auswahl der Hefekolonien, die nach einer Kolonie-Eigenschaften-Tabelle
zu picken waren, diese durch die Verbindungs-Algorithmen (cannectivity
algorithms) zurückgewiesen wurden,
wenn diese auf ein digitales Bild der Agarschale angewendet wurden,
die die Kolonien enthielt. Das Clon-Beimpfungs-Routineprogramm wurde
neu programmiert, um abzusichern, dass Zellmaterial, das aus den Picknadeln
im Verlauf des Pickprogramms angetrocknet war, zuerst durch 10 Sekunden
Eintauchen in die Vertiefungen einer Mikrotiterplatte wieder befeuchtet
wurde, bevor die aktive Bewegung der Nadel in der Vertiefung stattfand.
Dieses robotisierte Verfahren sicherte ab, dass ausreichend Zellmaterial
von jeder Picknadel in eine individuelle Vertiefung einer Mikrotiterplatte
angeimpft wurde. Die Picknadeln wurden nach jeder Beimpfung sterilisiert,
um den Pickzyklus wiederholen zu können, dies erfolgte durch die
Programmierung des Roboters in der Weise, dass die Picknadeln in
einer 0,3%igen (Vol./Vol.) Lösung
aus Wasserstoffperoxid abgebürstet
wurden, darauf folgte eine Spülung
in 70% Ethanol in einem zweiten Waschbad und eine abschließende Trocknung
unter Verwendung eines Hitze-Gewehrs, um alle Reste von Ethanol
von den Nadeln zu verdampfen. Des Weiteren wurde ein Algorithmus
eingebaut, um durch Bezugnahme auf die Höhe der Oberfläche des
Agars in drei Ecken, die Variation in der Höhe des Agars automatisch korrigieren
zu können,
und aus diesen Punkten wurde automatisch die Oberflächenebene
des Agars berechnet. Der Roboter wurde weiterhin so programmiert,
dass er sowohl die Bild- als auch die Pickhöhe entsprechend der Höhe der Oberfläche des Agars
automatisch justierte, so dass, wenn eine Nadel in eine Kolonie
eingestochen wurde, sie nur die Zellen von der Oberfläche der
Kolonie entfernte und nicht die ganze Kolonie in das Anzuchtmedium
eindrückte. Schließlich bauten
wir weitere Auswahlkriterien ein, die zuverlässig zwischen weißen und
blauen Kolonien aussortierten. Obwohl der Roboter ein Verfahren
bereitstellte, mit dem nur diejenigen „Klümpchen" (Kolonien) ausgewählt wurden, die sich in einem
bestimmten Bereich einer Durchschnitts-Grauskala (z. B. > 80 für weiße Kolonien)
befanden, stellte sich dies als nicht verläßlich heraus, da der tatsächliche
Wert der Durchschnitts-Grauskala, der für eine korrekte Unterscheidung
erforderlich war, aufgrund leichter Variationen in der Beleuchtungsintensität über die
Agarplatte variierte. Daher wurde ein neues Verfahren eingebaut,
das automatisch diesen Unterscheidungswert modifizierte und das
auf dem durchschnittlichen Beleuchtungswert eines (kleinen) Bereichs
der Agarschale basierte, wie er durch die Kamera auf der Grundlage
von Rahmen (Bereich) zu Rahmen (Bereich) gemessen wurde. Oft war
eine „blaue" Kolonie, die das
Auswertungssystem aktivierte, über
ihre gesamte Fläche
nicht einheitlich blau, sondern es war nur das Zentrum blau, und
das umgebende Zellmaterial war weiß. In solchen Fällen entdeckten
die Verbindungs-Algorithmen zwei „Klümpchen" – einen (das
blaue Zentrum), das direkt auf dem anderen (der weißen Umgebung)
lag, und obwohl das Erste ignoriert wurde, weil es blau war, wurde
das Letztere ausgewählt,
da sein durchschnittlicher Grauwert größer als der Unterscheidungswert
war. Solche Fälle
wurde erfolgreich durch Ignorieren jeglicher Kolonien selektiert,
die „Löcher" besaßen, dies
erfolgte unter Verwendung einer „Zahl-an-Löchern"-Funktion
des Bildanalyseprogramms, das diejenigen Klümpchen markierte, die innerhalb
ihrer Grenzen ein zweites Klümpchen
aufwiesen.
-
Unter
Verwendung dieser Modifikationen an einem Labor-Pickroboter wurden
individuelle Hefekolonien automatisch aus den Agarschalen in individuelle
Vertiefungen einer sterilen Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen
(Genetix, UK) gepickt, die steriles Minimalmedium ohne Leucin und
Tryptophan (SD-Leu-Trp) und 7% (Vol./Vol.) Glycerin enthielt. Die
so erhaltenen Mikrotiterplatten wurden 36 Stunden bei 30°C inkubiert,
die abgesetzten Kolonien wurden durch kräftiges Mischen unter Verwendung
eines Plastik-Werkzeugs
zu Replikaherstellung aus 384 Vertiefungen (Genetix, UK) verteilt
und dann weitere 2 bis 4 Tage inkubiert. Es wurde ein Pickerfolg
von über
90% der Vertiefungen erreicht, die wachsende Hefekulturen enthielten.
Nach der Anzucht der Hefestämme
in den Mikrotiterplatten wurde jede Platte mit einer unverwechselbaren
Nummer und einem Strichcode markiert. Von jeder Platte wurden außerdem zwei
Replikaplatten hergestellt, um zwei weitere Kopien zu erzeugen,
dies erfolgte unter Verwendung eines sterilen Plastik-Replikators mit 384
Nadeln (Genetix, UK), der dazu verwendet wurde, eine kleine Menge
an Zellmaterial aus jeder Vertiefung in vormarkierte Mikrotiterplatten
mit 384 Vertiefungen zu übertragen,
die mit SD-Leu-Trp-His/7% Glycerin-Flüssigmedium vorher gefüllt worden
waren. Die Replikaplatten wurden 3 Tage bei 30°C inkubiert, wobei eine Durchmischung
der Zellen nach 36 Stunden vorgenommen wurde, anschließend wurden
sie eingefroren und bei –70°C zusammen
mit den ursprünglich
gepickten Mikrotiterplatten der Wechselwirkungs-Genbank gelagert.
-
Auf
diese Weise wurde ein regelmäßiges Gittermuster
an Hefezellen, die potenziell wechselwirkende Hefeclone exprimierten,
unter Verwendung eines robotisierten und automatisierten Pick-Systems
erzeugt. Die Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen besitzen alle
4,5 mm eine Vertiefung in einer Anordnung von 16 auf 24 Vertiefungen.
Daher wurde für
jede Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen ein regelmäßiges Gittermuster
mit einer Dichte von mehr als 4 Clonen pro Quadratzentimeter automatisch
erzeugt.
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3.2. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
mit erhöhter
Dichte
-
Um
Anordnungen mit einer höheren
Dichte zu erzeugen, wurde ein Computerkontrolliertes Pipettiersystem
für 96
Vertiefungen (Opal-Jena) mit automatischer Plattenstapelung, Spitzen-Waschung,
Flüssigabfall-Entsorgung
und exakter x-y-Positionierung
der Mikrotiterplatte, die gerade mit den Spitzen bearbeitet wird, verwendet.
Die Hefe-Zwei-Hybrid-Zellen, die sich am Boden der Vertiefungen
der vorstehend beschriebenen Wechselwirkungs-Genbank abgesetzt hatten,
wurden resuspendiert, und ein Stapel dieser Platten mit 384 Vertiefungen
wurde in den Eingabe-Stapler des Pipettiersystems gestellt. Das
System wurde so programmiert, dass es eine einzelne Mikrotiterplatte
mit 384 Vertiefungen entnahm, die die angeordneten Hefe-Zwei-Hybrid-Clone
enthielt, und parallel 10 μl
Kulturmedium und Zellen in jede der 96 Pipettenspitzen aus 96 Vertiefungen
der Platte mit 384 Vertiefungen absaugte. Der Abstand zwischen den
96 Spitzen betrug 9 mm und der Abstand zwischen den Vertiefungen
der Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen betrug 4,5 mm, so dass
die Zellen jeweils nur aus jeder zweiten Vertiefung entlang jeder
Dimension der Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen entfernt wurden.
8 μl der
96 abgesaugten Proben, die in den Spitzen enthalten waren, wurden
dann parallel in eine Reihe an Vertiefungen einer sterilen Mikrotiterplatte
mit 1536 Vertiefungen (Greiner, Deutschland) pipettiert. Da der
Abstand zwischen den Vertiefungen dieser Mikrotiterplatte mit 1536
Vertiefungen 2,25 mm betrug, wurden die Hefezellen nur in jeder
vierten Vertiefung entlang der Dimensionen der Mikrotiterplatte
mit 1536 Vertiefungen hinterlegt. Die verbleibenden 2 μl an Kulturmedium
und Zellen wurden in den Abfall abgesaugt, bevor die 96 Spitzen
parallel sterilisiert wurden. Die Sterilisation erfolgte durch zweimaliges
Ansaugen und Waschen mit 50 μl
0,3% (Vol./Vol.) Wasserstoffperoxid, das in einem ersten, wieder
auffüllbaren
Waschbad im System gelagert war, sowie der Entsorgung im Abfall,
und dann durch Ansaugen und Waschen mit 50 μl sterilem Wasser, das in einem
zweiten, wieder auffüllbaren
Waschbad im System lagerte, sowie der Entsorgung im Abfall.
-
Dieser
Pipettierzyklus von Platte zu Platte wurde 3 weitere Male wiederholt,
wobei, durch die Bewegung der Mikrotiterplatten relativ zu den 96
Spitzen unter Verwendung der exakten x-y-Positionierung des Systems,
jedesmal eine unterschiedliche Reihe von 96 Clonen aus der Anordnung
mit 384 Vertiefungen der Hefe-2-Hybrid-Clone in eine unterschiedliche
Reihe von 96 Vertiefungen der Mikrotiterplatte mit 1536 Vertiefungen
abgesaugt bzw. überführt wurde.
Wenn alle Clone der ersten Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen
in einer Platte mit 1536 Vertiefungen gesammelt und angeordnet waren,
wurde die erste Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen automatisch
gegen die nächste
Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen ausgetauscht, und die in dieser zweiten
Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen angeordneten Hefe-2-Hybrid-Clone
wurden in ähnlicher
Weise in der Mikrotiterplatte mit 1536 Vertiefungen angeordnet.
Wenn die in vier Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen enthaltenen
Hefe-2-Hybrid-Clone automatisch in der ersten Platte mit 1536 Vertiefungen
angeordnet und alle Vertiefungen gefüllt waren, wurde die Platte
mit 1536 Vertiefungen automatisch gegen eine zweite sterile Platte mit
1536 Vertiefungen ausgetauscht, die in der zweiten Stapeleinheit
des Pipettierssystem lagerte. Der ganze Vorgang wurde wiederholt,
bis alle Hefe-2-Hybrid-Clone der Wechselwirkuags-Genbank aus Mikrotiterplatten mit
384 Vertiefungen in Mikrotiterplatten mit 1536 Vertiefungen automatisch überführt worden
waren.
-
Auf
diese Weise wurde ein regelmäßiges Gittermuster
an Hefezellen, die potenziell miteinander wechselwirkende Hefeclone
exprimierten, unter Verwendung eines Computerkontrollierten Pipettiersystems
erzeugt. Die Mikrotiterplatten mit 1536 Vertiefungen besitzen alle
2,25 mm eine Vertiefung in einer Anordnung von 32 auf 48 Vertiefungen.
Daher erzeugten wir für
jede Mikrotiterplatte mit 1536 Vertiefungen automatisch ein regelmäßiges Gittermuster
mit einer Dichte von mehr als 19 Clonen pro Quadratzentimeter.
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3.3. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
von Clonen aus einer Wechselwirkungs-Genbank auf porösen Trägern unter
Verwendung der Automation
-
Ein
Tüpfelroboter
mit hohem Durchsatzvermögen,
wie z. B. der von Lehrach et al. (1997) beschriebene, wurde dazu
verwendet, poröse,
ebene Träger
mit einem regelmäßigen Gittermuster
mit einer hoher Dichte von Hefeclonen aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank zu konstruieren,
die in den Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen enthalten war.
Der Roboter zeichnete die Position individueller Clone in dem Gittermuster
hoher Dichte durch die Verwendung eines vordefinierten duplizierten
Tüpfelmusters
und des Strichcodes der Mikrotiterplatte auf. Die individuell nummerierten
Membranlagen mit einer Größe von 222 × 80 mm
(Hybond N+, Amersham, UK) wurden vorher in SD-Leu-Trp-His-Medium
angefeuchtet, vorsichtig auf eine Lage 3 mm dicken Filterpapiers
(Whatman) gelegt, das im gleichen Medium vorher angefeuchtet worden
war, und in die Aufnahmeeinheit des Roboters gelegt. Die Wechselwirkungs-Genbank
wurde als Replikakopie auf den Membranen unter Verwendung eines
Tüpfel-Werkzeugs
mit 384 Nadeln, das am Roboter befestigt war, automatisch angeordnet.
Es wurden fünf
unterschiedliche Mikrotiterplatten der ersten Kopie der Wechselwirkungs-Genbank
als Replika in einem „3 × 3 duplizierten" Muster um einen
zentralen Tinten-Markierungsfleck auf 10 Nylonmembranen aufgetüpfelt – was etwa
1900 aufgetüpfelten
Clonen in einer Dichte von etwa 40 Tüpfelpositionen pro cm2 entspricht. Auf jede Replikamembran wurden
drei unterschiedliche Kontrollclone aufgetragen, die jeweils einer
anderen Mikrotiterplatte entnommen wurden, die den gleichen Kontrollclon
in jeder Vertiefung enthielt. Ein Kontrollclon exprimierte die Fusionsproteine
LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT,
ein zweiter Kontrollclon exprimierte das Fusionsprotein LexA-HIP1,
während
ein Dritter das Fusionsprotein GAL4ad-LexA exprimierte, und alle
wurden aufgetüpfelt,
um die Eigenschaften der Selektion, der Gegenselektion und des β-Gal-Testansatzes des
Verfahrens zu testen. Um abzusichern, dass die Anzahl der Hefezellen
in jedem Tüpfel
für die
Membranen ausreichend war, die auf die Gegenselektions-Medienplatten plaziert
werden sollten, wurde der Roboter so programmiert, dass er auf jede
Tüpfelposition
5 Mal aus einer leicht unterschiedlichen Position in den Vertiefungen
der Mikrotiterplatten auftüpfelte,
bzw. die Zellen entnahm. Der Roboter erzeugte eine Datei der Daten in
der das hergestellte Tüpfelmuster
und der Stichcode, der automatisch von jeder Mikrotiterplatte abgelesen worden
war, aufgezeichnet wurden, Jede Membran wurde vorsichtig auf etwa
300 ml Festagarmedium in 24 × 24
cm großen
Agarschalen gelegt. Es wurden sechs Membranen auf SD-Leu-Trp-His-Medium überführt, und von
den beiden verbleibenden Membranen wurde jeweils eine auf SD-Trp+CHX- oder auf
SD-Leu+CAN-Medium überführt. Die
Hefekolonien wurden auf der Oberfläche der Membranen 3 Tage durch
Inkubation bei 30°C angezogen.
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3.4. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
von Clonen aus einer Wechselwirkungs-Genbank auf nicht-porösen Trägern unter
Verwendung der Automation
-
Das
Plasmid pGNG1 (MoBiTec, Deutschland) trägt eine Variante des grün-fluoreszierenden
Proteins unter der Kontrolle des LexA-Operators. Diese Variante,
GFPuv ist bis zu 16-fach heller als die Wildtyp-Variante, die aus
Aequora victoria isoliert wurde (Ausubel et al., 1995; Short Protocols
in Molecular Biology, 3. Ausgabe, John Wiley & Sons, NY). Der Replikationsursprung
des 2 μm-Plasmids
der Hefe und der auxotrophe Marker URA3 erhält das Plasmid in ura3-mutierten
Hefestämmen
aufrecht. Dieses Plasmid sollte als Auswertungssystem dienen, um
einzelne Fusionsproteine oder miteinander wechselwirkende Fusionsproteine
nachzuweisen, die in der Lage sind, das Auswertungssystem bei dem
hierin beschriebenen Verfahren der Erfindung zu aktivieren. Wie
im Fachgebiet bekannt ist, werden das grün-fluoreszierende Protein und
seine Varianten als geeignete Reportergene in den meisten Wirtszelltypen
angesehen. Daher sollte es für
Fachleute möglich
sein, dieses Gen in andere Wirtzelltypen und Wechselwirkungssysteme
als diejenigen einzubauen, die in dieser Erfindung offenbart werden.
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Der
Hefestamm L40ccu wurde mit dem Plasmid pGNG1 (MoBiTec, Deutschland)
unter Verwendung des Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989) transformiert, und
es wurde ein so erhaltener, stabil transformierter Clon in Minimalmedium
ohne Uracil angezogen und anschließend dazu verwendet, zwei weitere
Hefeclone zu erzeugen, von denen jeder zwei genetische Elemente
enthielt. Der erste Stamm, GNGp, wurde durch Kotransformation eines
Gemisches der Plasmide pBTM117c-SIM1 und pGAD4ad-ARNT in L40ccu
erzeugt, der bereits das Reporter-Plasmid pGNG1 enthielt. Der zweite
Stamm, GNGn, wurde durch Kotransformation eines Gemisches der Plasmide
pBTM117c-MJD und pGAD427-14-3-3 in L40ccu erzeugt, der bereits das
Reporter-Plasmid pGNG1 enthielt. In beiden Fällen wurde die Transformation
unter Verwendung des Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989) durchgeführt, und
die Transformanten wurden durch Plattierung auf Minimalmedium ohne
Uracil, Tryptophan und Leucin selektiert.
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Individuelle
Kolonien aus den beiden Transformationen wurden in die individuellen
Vertiefungen von Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen wie in Abschnitt
3.1. beschrieben gepickt, mit der Ausnahme, dass die Mikrotiterplatten
flüssiges
Minimalmedium ohne Uracil, Tryptophan und Leucin enthielten. Es
wurde eine Mikrotiterplatte erzeugt, die individuelle Kolonien des
GNGp-Hefestammes enthielt, und eine andere, die Kolonien des GNGn-Stammes enthielt.
Unter Verwendung eines Tüpfelroboters
(Lehrach et al., 1997), der mit einem hochpräzisen Tüpfel-Werkzeug ausgerüstet war,
das 16 Nadeln in einem 4 × 4-Muster
trug, wurden die Clone auf mit Polylysin beschichteten Glas-Objektträgern (Sigma,
US) angeordnet. Die Clone wurden in einem Abstand von 440 μm mit einem
Tüpfeldurchmesser
von etwa 300 μm
aufgetragen, was eine Dichte von über 490 Clonen pro Quadratzentimeter
ergab. Um die Menge an Zellmaterial zu erhöhen, die in jedem Tüpfel hinterlegt wurde,
wurde der Roboter so programmiert, dass er jeden Tüpfel 10
Mal aus einer leicht unterschiedlichen Position aus den Vertiefungen
der Mikrotiterplatten betüpfelte
bzw. die Zellen entnahm. Es ist im Fachgebiet wohlbekannt, dass
Piezo-Tintenstrahl-Mikropipettiersysteme
(Kietzmann et al., 1997, Schober et al., 1993) ein regelmäßiges Gittermuster
an Clonen sogar mit einer noch höheren
Dichte erzeugen können.
Tatsächlich
wurden Gitterdichten von über
1600 Tüpfeln
pro Quadratzentimeter mit solchen Systemen erreicht.
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Das
Fluoreszenz-Auswertungssystem der Zellen im regelmäßigen Gittermuster
der Zellen wurde dann unter Verwendung einer empfindlichen CCD-Kamera
(LAS1000, Fuji, Japan) sichtbar gemacht. Es wurde das geeignete
Anregungslicht bereitgestellt, und ein Emissionsfilter, der sich
für das
Emissionsspektrum des GFPuv eignete, wurde
an der Linse befestigt. Es können
auch andere bilderzeugende Systeme verwendet werden, um das regelmäßige Gittermuster
der Clone zu untersuchen. Zum Beispiel werden Beobachtungssysteme
mit Laserabtastung (laser-scanning systems) einschließlich mit
Laserlicht abtastende konfokale Mikroskope bevorzugt, wenn die Bilderzeugung
mit regelmäßigen Gittermustern
sehr hoher Dichte durchgeführt
wird, oder bei denjenigen Mustern, die aus einer kleinen Zahl an
Wirtszellen gebildet werden, die an jeder Position hinterlegt sind.
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Es
würde gezeigt,
dass die Fusionsproteine LexA-SIM1 und GAL4ad-ARNT miteinander in
Wechselwirkung treten und ein Auswertungssystem unter Kontrolle
des LexA-Operators
aktivieren können.
Da sich das GNGuv-Reportergen unter der
Kontrolle des LexA-Operators
befindet, sollte eine Zelle, die das pGNG1-Plasmid trägt und diese
Fusionsproteine exprimiert, unter UV-Licht fluoreszieren. Im Gegensatz
dazu wurde gezeigt, dass die Fusionsproteine LexA-MJD und GAL4-14-3-3
nicht in der Lage waren, das gleiche Auswertungssystem zu aktivieren.
Die Bildanalyse der digitalen Aufnahme des regelmäßigen Gittermusters
der Hefezellen zeigte tatsächlich,
dass der GNGp-Hefestamm fluoreszierte, während der GNGn-Stamm dies nicht
tat.
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Als
Alternative zu pGNG1 könnte
ein Fachmann eine verbesserte GFP-Mutante subclonieren, wie z. B.
in Anderson et al. (1996) beschrieben wurde. Der Ersatz der URA
codierenden Sequenz in pLUA durch das GFP wird unter Verwendung
eines geeigneten Ankerprimers durchgeführt, um die GFP-Mutante zu
amplifizieren. Unter Verwendung des geeigneten Anzuchtmediums kann
die Analyse wie vorstehend beschrieben durchgeführt werden.
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Beispiel 4: Nachweis des
Auswertungssystems in einem regelmäßigen Gittermuster
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4.1. Nachweis der Aktivierung
des Auswertungssystems in einem regelmäßigen Gittermuster von Clonen
aus einer Wechselwirkungs-Genbank auf ebenen Trägern unter Verwendung der digitalen
Bildaufzeichnung, -verarbeitung und -analyse
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Es
wurden zwei Membranen von jedem der Selektionsmedien, die in Abschnitt
3.3. beschrieben wurden, auf die Expression von lacZ unter Verwendung
des β-Gal-Testansatzes,
wie durch Breeden & Nasmyth (1985)
beschrieben, hin untersucht und über
Nacht an der Luft getrocknet. Für
jede Membran wurde ein digitales 24-Bit-BMP(Bitmap)-Bild des β-Gal- Testansatzes unter
Verwendung eines Standard-A3-Computerscanners aufgezeichnet, und
die Bilder wurden im Computer aufbewahrt. Der Hefestamm, der dazu
verwendet worden war, die definierte Wechselwirkungs-Genbank zu
erzeugen, war eine ade2-auxotrophe Mutante, und diejenigen Kolonien,
die wuchsen, aber das Auswertungssystem nicht aktivierten, besagen
im reifen Zustand eine rosa Färbung.
Da die Bildanalyseprogramme, die zu Analyse von DNA-Gittern verwendet
werden, Einkanal (Grauwertskala)-Bilder verwenden, war es nötig, dieses
Farbbild in ein 8-Bit-Grauwertskala-Bild umzuwandeln. Die rosa Färbung der
Kolonien, die das β-Gal-Reportergen
nicht aktivierten, vermindert jedoch den Kontrast zwischen positiven
und negativen Aktivierungszuständen
des Auswertungssystems, wenn die (Bilder der Kolonien) in eine Grauwertskala
umgewandelt werden. Daher wurden die rosarötlichen Farben eines Bildes
zu schwach gelb hin neukartiert (umgewandelt), bevor das neukartierte
24-Bit-Farbbild zu einer farbumgekehrten 8-Bit-Grauwertskala-TIFF-Datei
(tagged image file format) unter Verwendung der Software Photo Magic
(Micrografix, USA) weiter verarbeitet wurde. Ein nicht farbumgekehrtes
8-Bit-Grauwertskala Bild der definierten Wechselwirkungs-Genbank,
die auf Membranen angezogen worden war, die auf jedes der 3 Selektionsmedien plaziert
und anschließend
auf β-Gal-Aktivität hin untersucht
worden war, wird in 10 gezeigt.
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Es
können
individuelle Clone der Wechselwirkungs-Genbank identifiziert werden
und ihre Position auf dem in hoher Dichte betüpfelten Filter kann spezifischen
Vertiefungen in den Mikrotiterplatten unter Verwendung eines automatisierten
Bildanalyse-Systems, wie in Lehrach et al. (1997) beschrieben, zugeordnet
werden. Hierbei wird die grundlegende Gitter- und Knoten-Position jedes Clons durch
ein iteratives Probensammelschema bestimmt, wie es von Geman & Geman (1984)
vorgeschlagen wurde. Nachdem die Knotenpositionen bestimmt worden
sind, wird der durchschnittliche Grauskalenwert einer Pixelmaske,
die auf den durchschnittlichen Koloniedurchmesser in der Größe angepasst
wurde, für
jede Kolonie auf dem Filter aus dem Bild aufgezeichnet. Aus diesen
Intensitätsdaten,
werden anhand des allgemeinen und des Blockbereich-spezifischen
Hintergrunds Korrekturen vorgenommen, die dem örtlichen Blockbereich-Hintergrund
ein größeres Gewicht
verleihen. Jede Kolonie wird dann in eine von vier β-Galactosidase-Aktivitätsklassen
durch die geeigneten Binnen-Werte (?) der auf den Hintergrund korrigierten
Intensitäten,
eingeordnet.
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Positive
Clone, die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimierten,
wurden gegenüber falsch-positiven
Clonen nachgewiesen, dies erfolgte unter Berücksichtigung der Aktivität der β-Galactosidase der
Clone, die auf den betüpfelten
Membranen gewachsen waren, die auf die unterschiedlichen Selektionsmedien
gelegt worden waren. Positive Clone sollten das LacZ-Reportergen
auf SD-Leu-Trp-His-Medium aktivieren und sich bei der Inkubation
in X-Gal-Lösung
blau färben,
aber nicht auf irgendeinem der beiden anderen Gegenselektionsmedien.
Falsch-positive Clone sollten das Reportergen aktivieren und sich
bei der Inkubation in X-Gal-Lösung
auf mindestens einen Gegenselektionsmedium, sowie auf SD-Leu-Trp-His-Medium
blau färben.
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11 zeigt vergrößerte Aufnahmen
eines β-Gal-Testansatzes
von Clonen, die auf den Membranen gewachsen waren, die auf die drei
selektiven Medien gelegt worden waren. Im vergrößerten Bereich der Membranen,
die in 11a gezeigt
werden, wurden zwei Clone als positive Clone nachgewiesen, die miteinander wechselwirkende
Fusionsproteine exprimieren, da diese das lacZ-Reportergen auf SD-Leu-Trp-His-Medium aktivierten,
aber nicht auf irgendeinem der beiden Gegenselektionsmedien, und
ihre aufgetüpfelten
Positionen sind umringt. Die beiden Clone wurden durch ihre Adresse
auf der Mikrotiterplatte in der Wechselwirkungs-Genbank als 06L22,
beziehungsweise als 08N24 identifiziert. Alle anderen Clone, die
in diesem Bereich der Membran aufgetüpfelt worden waren, wurden
als falsch-positive
Clone nachgewiesen, da sie die β-Galactosidase
sowohl auf SD-Trp+CHX-Medium als auch auf SD-Leu-Trp-His-Medium
exprimierten.
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Die
Expression des LacZ-Reportergens der drei Kontrollclone, die auf
die gleichen Membranen aufgetragen worden waren, bestätigen diese
Ergebnisse. Der positive Kontrollclon, der die miteinander wechselwirkenden
Fusionsproteine LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT
exprimierte, sollte einen LacZ+-Phänotyp bei Anzucht auf SD-Leu-Trp-His-Medium aufweisen,
aber einen LacZ(minus)-Phänotyp,
wenn er auf irgendeinem der beiden Gegenselektionsmedien angezogen
wird. Dieser Kontrollclon wurde an der Position 03 im Bereich der Membranen
aufgetragen, die in 11b gezeigt
werden, ein Beispiel ist umringt. Das Muster der β-Gal-Aktivität dieses
positiven Kontrollclons auf den drei Selektionsmedien ist wie vorhergesagt.
Der falsch-positive Clon, der das Fusionsprotein LexA-HIP1 exprimiert,
und der falsch-positive Clon, der das Fusionsprotein GAL4ad-LexA
exprimiert, sind an Position 02, beziehungsweise 01 aufgetragen.
Beide falsch-positiven Kontrollclone zeigen einen LacZ+-Phänotyp, wenn
sie auf SD-Leu-Trp-His-Medium angezogen werden, aber sie werden
als falsch-positive Clone durch das Verfahren der Erfindung nachgewiesen,
da sie auch auf SD-Leu+CAN-, beziehungsweise SD-Trp+CHX- Medium einen LacZ+-Phänotyp aufweisen.
Die Clone, die an Position 04 aufgetüpfelt wurden, sind aus der
definierten Wechselwirkungs-Genbank, und aus ihrem LacZ+-Phänotyp kann
nach Anzucht auf SD-Leu+CAN-Medium vorhergesagt werden, dass es
sich um falsch-positive
Clone handelt.
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Das
Bildanalyse-System, das vorstehend beschrieben wurde, wurde dazu
verwendet, automatisch diejenigen individuellen Clone auf jedem
regelmäßigen Gittermuster
hoher Dichte zu identifizieren, die das LacZ-Auswertungssystem aktiviert
hatten. Dies wurde für
jede der Membranen durchgeführt,
die auf die drei Selektionsmedien gelegt worden waren, und die Intensität der β-Galactosidase-Aktivität jedes
Clon, der auf den drei Medien angezogen worden war, wurde durch
das Programm unter Verwendung einer Skala von 0 bis 3 (keine Aktivität, schwache
Aktivität,
mittlere Aktivität,
hohe Aktivität)
automatisch aufgezeichnet. Diese Daten für alle Clone einer bestimmten
Membran würden
in einer Computerdatei gespeichert, und die β-Galactosidase-Aktivität eines
bestimmten Clons wurde zu seiner Aktivität bei der Anzucht auf den beiden
anderen Selektionsmedien unter Verwendung des Computerprogramms
in Beziehung gesetzt. Dieses Programm wurde dazu verwendet, alle
Clone der Wechselwirkungs-Genbank abzufragen und zu identifizieren,
die das Reportergen aktiviert hatten, wenn sie auf SD-Leu-Trp-His
gewachsen waren (Werte über
0), aber nicht auf irgendeinem der Gegenselektionsmedien (Werte
auf beiden Medien gleich 0). 12a zeigt
eine Untergruppe dieser Clone, die unter Verwendung dieses Daten-Abfrage-Verfahrens
identifiziert wurden, und 12b zeigt,
dass die beiden Clone 06L22 und 08N24 innerhalb dieser automatisch
identifizierten Datengruppe positiver Clone zu finden sind.
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4.2. Nachweis der Aktivierung
des Auswertungssystems in einem regelmäßigen Gittermuster von Clonen
aus einer Wechselwirkungs-Genbank in Mikrotiterplatten unter Verwendung
der digitalen Bildaufzeichnung, -verarbeitung und -analyse
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Die
Wechselwirkungs-Genbank, die die Hefezellen wie in Abschnitt 3.1.
beschrieben, umfaßte,
wurde im Mikrotiterplatten-Format durchmustert, um diejenigen Zellen
zu identifizieren, die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine
exprimierten. Zuerst wurden die Mikrotiterplatten, die die Wechselwirkungs-Genbank enthielten,
aus dem Gefrierlager entnommen und auf Zimmertemperatur aufgetaut.
Zum Zweiten wurde jede Platte Replikaplattiert und markiert, wie
in Abschnitt 3.1. beschrieben, um zusätzliche Kopien für die Durchmusterung
jeder Platte in den 3 getrennten Selektionsmedien zu erzeugen. Die
Zellen wurden in Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen übertragen,
die mit 40 μl
der flüssigen
Selektionsmedien SD-Leu-Trp, SD-Leu+CAN oder SD-Trp+CHX vorher gefüllt worden
waren. Zum Dritten wurden nach der Anzucht bei 30°C über 4 Tage 10 μl eines Ein-Schritt-Hefe-Lysepuffers
zugegeben, der Galacton-Star und Sapphire II (Tropix, US) enthielt, die
Zellen wurden unter Verwendung eines Plastik-Replika-Werkzeuges
verteilt, und die Platten wurden 40 Min. bei 37°C inkubiert. Abschließend wurde
eine digitale Aufnahme von sechs Platten gleichzeitig unter Verwendung
einer LAS1000-CCD-Kamera (Fuji, Japan) gemacht, wobei die Platten
Seite an Seite in einer 2 × 3-Anordnung
angeordnet wurden. Die β-Galactosidase-Substrate,
Galacton-Star in Kombination mit Sapphire II (Tropix, US), erzeugen
nach der Aktivierung des β-Gal-Reportergens
ein nachweisbares lumineszentes Licht in den Hefezellen, und es
wurde eine Belichtungszeit von 5 Minuten verwendet, um ein ausreichendes
Signal zu erhalten. Die Grauwertskala-Digitalbilder wurden aufgenommen,
auf einem Computer gespeichert und anschließend unter Verwendung des Bildanalyse-Systems
analysiert, das in Abschnitt 4.1. beschrieben wurde. In diesem Fall
war jedoch die Position jedes Clons aufgrund der geringeren Dichte
des regelmäßigen Gittermusters
der Clone in der Mikrotiterplatte viel einfacher zu bestimmen. Zweitens
betrug die Größe der Pixelmaske,
die dazu verwendet wurde, die durchschnittliche Pixel-Intensität zu messen,
in etwa der Größe einer Vertiefung
in der Mikrotiterplatte. Die positiven Clone in den sechs Mikrotiterplatten
wurden durch eine Bildanalyse der Digitalaufnahmen der Clone identifiziert,
die in den drei Selektionsmedien angezogen worden waren, und diese
Daten wurden durch das in Abschnitt 4.1. beschriebene Computerprogramm
weiter verarbeitet.
-
Beispiel 5: Die Identifizierung
individueller Mitglieder der Wechselwirkung
-
Die
Wechselwirkungs-Genbank, die für
dieses Beispiel konstruiert wurde, setzte sich aus bekannten Fusionsproteinen
mit vorhergesagten Wechselwirkungen zusammen, wie sie in 8 gezeigt werden. Von einem
wirklich positiven Clon aus dieser definierten Wechselwirkungs-Genbank
wird daher erwartet, dass er die wechselwirkenden Fusionsprotein-Paare
LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT,
LexA-HD1.6 & GAL4ad-HIP1
oder LexA-HD3.6 & GAL4ad-HIP1
exprimiert und daher die entsprechenden Paare der Plasmidkonstrukte
enthält,
d. h. pBTM117c-SIM1 & pGAD427-ARNT,
beziehungsweise pBTM117c-HD1.6 & pGAD427-HIP1
oder pBTM117c-HD3.6 & pGAD427-HIP1.
Die Identifizierung dieser individuellen Mitglieder, aus denen sich
eine Wechselwirkung zwischen Fusionsproteinen zusammensetzt, die
in einer einzelnen Zelle exprimiert werden, kann über eine
Vielzahl an Mittel erfolgen, wie in 1, 6 und 7 dargelegt. Es wurden drei voneinander
unabhängige
Verfahren angewendet, d. h. die Nucleinsäure-Hybridisierung, die PCR und die DNA-Sequenzierung,
um die individuellen Plasmidkonstrukte, die die miteinander wechselwirkenden
Fusionsproteine exprimierten, in den positiven Clonen 06L22 und
08N24 zu identifizieren.
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5.1. Die Identifizierung
individueller Mitglieder der Wechselwirkung durch Nucleinsäure-Hybridisierung
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Die
vier Membranen, die auf SD-Leu-Trp-His-Medium plaziert und nicht
für die
Untersuchung der β-Gal-Aktivität verwendet
worden waren, wurden gemäß der in
Larin & Lehrach
(1990) beschriebenen Prozedur weiter verarbeitet, um die DNA, die
in den Clonen der Wechselwirkungs-Genbank enthalten war, auf die Oberfläche der
Membran zu fixieren. Ein 1,1 kb großes SIM1-DNA-Fragment und ein
1,3 kb großes ARNT-DNA-Fragment
wurden zur Verwendung als Hybridisierungssonde durch das Standard-Verfahren
mit zufallsverteilten Primern (random priming) radioaktiv markiert
(Feinberg & Vogelstein,
1983). Jede Probe wurde 10 Min. bei 95°C hitzedenaturiert und über Nacht
bei 65°C
in 15 ml 5% SDS/0,5 M Natriumphosphat (pH 7,2)/1 mM EDTA mit einer
in hoher Dichte betüpfelten
Membran mit DNA aus der Wechselwirkungs-Genbank hybridisiert, die
wie vorstehend beschrieben an sie fixiert worden war. Die Membranen
wurden einmal 20 Min. in 40 mM Natriumphosphat/0,1% SDS bei Zimmertemperatur
und einmal 20 Min. bei 65°C
gewaschen, bevor jede Membran in Zellophanfolie eingeschlagen und über Nacht
gegenüber
einer Phosphor-Speicher-Folie (Molecular Dynamics, USA) exponiert
wurde. Durch Scannen der Phosphor-Speicher-Folie unter Verwendung eines
Phosphor-Imagers (Molecular Dynamics, USA) wurde eine digitale Aufnahme
jeder hybridisierten Membran erhalten. Die digitale Aufnahme wurde
im Computer gespeichert und analysiert, dies erfolgte unter Verwendung
des Bildanalyse-Systems zur Analyse von DNA-Anordnungen, das positive
Hybridisierungssignale mit quadratischen Kästchen markierte, wie in Lehrach
et al., 1997 beschrieben. 13 zeigt
einen vergrößerten Bereich
jeder hybridisierten Membran, der demjenigen entspricht, der in 11a gezeigt wurde, und
der die Clone 06L22 und 08N24 enthält, deren die aufgetüpfelte Positionen
umringt sind. Es wurde vorhergesagt, dass diese Clone die wechselwirkenden
Paare der Fusionsproteine exprimieren, d. h. entweder LexA-SIM1 & GAL4ad-ARNT,
LexA-HD1.b & GAL4ad-HIP1
oder LexA-HD3.6 & GAL4ad-HIP1, und die Hybridisierung
mit der spezifischen SIM1- und der ARNT-Sonde zeigten, dass beide
Clone die Plasmidkonstrukte pBTM117c-SIM1 und pGAD427-ARNT enthielten.
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5.2. Die Identifizierung
der individuellen Mitglieder der Wechselwirkung durch Nucleinsäure-Amplifikation
und Sequenzierung
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Der
individuelle Clon 06L22 wurde aus den eingefrorenen Platten der
Original-Wechselwirkungs-Genbank
entnommen und in SD-Leu-Trp-His-Flüssigmedium augeimpft. Diese
Kultur wurde 3 Tage bei 30°C
wachsen gelassen, und die entsprechenden Plasmide, die in dem Clon
enthalten waren, wurden unter Verwendung des QiaPrep-Verfahrens
(Qiagen, Hilden) isoliert. Eine Duplex-PCR wurde dazu verwendet,
die inserierten Fragmente, die in den Plasmidkonstrukten enthalten
waren, unter Verwendung von Primerpaaren, die entweder für das pBTM117-
oder das pGAD427-Plasmid spezifisch waren, gleichzeitig zu amplifizieren.
Die Anwesenheit der SIM1- und der ARNT-Insertion wurde für Clon 06L22
durch Elektrophorese der amplifizierten PCR-Produkte mit getrennten
Kontrollamplifikationen der inserierten Fragmente der Plasmide pBTM117c-SIM1
und pGAD427-ARNT als Größenmarkern
bestätigt
(14).
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Die
PCR der individuellen inserierten Fragmente der individuellen Plasmide,
die im Clon 06L22 enthalten waren, wurde wie vorstehend beschrieben
durchgeführt,
mit der Ausnahme, dass nur das entsprechende Primerpaar für ein bestimmtes
Plasmid verwendet wurde. Die individuellen inserierten Fragmente
wurden unter Verwendung eines Gesamt-Hefezellen-PCR-Kits (Bio 101, USA) auch
direkt aus der Hefekultur amplifiziert. Das Paar der inserierten
Fragmente, die aus dem Clon 06L22 entweder durch Amplifikation aus
der extrahierten Plasmid-DNA oder durch direkte PCR des Hefeclons
amplifiziert worden war, wurde einer DNA-Sequenzierung nach Standardprotokollen
unterzogen.
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Das
1,26 kb große
inserierte Fragment, das unter Verwendung der für das Plasmid pBTM117 spezifischen
Primer amplifiziert worden war, wurde durch Vergleich mit der bekannten
Sequenz für
dieses Gen (Probst et al., 1997) als das erwartete Fragment des
SIM1- Gens bestätigt. In ähnlicher
Weise wurde das 1,37 kb große
inserierte Fragment, das unter Verwendung der für das Plasmid pGAD427 spezifischen
Primer amplifiziert worden war, als das erwartete Fragment des ARNT-Gens
bestätigt.
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Beispiel 6: Nachweis und
Identifizierung miteinander wechselwirkender Proteine unter Verwendung
einer automatisierten Anwendung des verbesserten 2-Hybridsystems
im Großmaßstab
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Ein
Schema, das das Verfahren der Erfindung in einem im Großmaßstab angelegten
und automatisierten Ansatz zum parallelen Nachweis von Clonen, die
miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimieren, und der
Identifizierung von Mitgliedern, aus denen sich die Wechselwirkungen
zusammensetzten, verwendet, wird in 6 gezeigt.
Hefeclone aus einer „Wechselwirkungs-Genbank", die miteinander
wechselwirkende Proteine exprimieren, werden im Großmaßstab durch
die Verwendung der visuellen Inspektion oder der digitalen Bildverarbeitung
und -analyse von in hoher Dichte gerasterten Membranen identifiziert,
auf denen ihre β-Galactosidase-Aktivität nach der
Anzucht auf verschiedenen selektiven Medien untersucht worden ist.
Die in den vorangegangenen Beispielen beschriebenen automatisierten
Verfahren werden dazu verwendet, die Herstellung der Wechselwirkungs-Genbank
und der in hoher Dichte betüpfelten
Membranen, sowie die Analyse der digitalen Aufnahmen des β-Gal-Testansatzes
und der Aufnahmen der Hybridisierung(ergebnisse) zu vorzunehmen.
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6.1. Die Herstellung einer
Wechselwirkungs-Genbank für
einen höheren
Eukaryonten
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Eine
durch Verwendung von zufällig
verteilten Primern hergestellte und größenselektierte (1–1,5 kb) cDNA-Genbank
von Seeigel-Embryonen (Strongylocentrotus purpuratus) im Entwicklungsstadium
40 Stunden nach der Befruchtung, die in die NotI/SalI-Schnittstellen von
pSport1 (Life Technologies, USA) durch Standardverfahren cloniert
worden war, wurde als Geschenk von A. Poustka erhalten. 100 ng dieser
Genbank, die die geschätzten
6000 unterschiedlichen Transkripte repräsentiert, die in diesem Entwicklungsstadium
exprimiert werden (Davidson, 1986), wurde in elektrokompetente E. coli-Zellen
durch Standard-Elektroporationsverfahren transformiert. Die rekombinierten
Clone wurden durch die Plattierung des Transformationsgemisches
auf 2 × YT/100 μg/ml Ampicillin
selektiert, das in 24 × 24
cm großen
Agarschalen (Genetix, UK) enthalten war. Nach 18 Stunden Anzucht
bei 37°C
wurden die so erhaltenen rekombinanten Kolonien (schätzungsweise 20.000
pro Schale) mit 50 ml flüssigem
LB-Medium für
jede Schale von den 5 Schalen abgewaschen. Die amplifizierte cDNA-Genbank,
die in pSport cloniert worden war, wurde aus diesem Wasch-Gemisch
durch das QiaPrep-Plasmid-Extraktionsverfahren (Qiagen, Deutschland)
isoliert. Dann wurden etwa 1 μg
der inserierten Fragmente der Genbank aus der Plasmid-DNA durch
Verdau mit NotI/SalI isoliert und durch Reinigung über ein
Agarosegel unter Verwendung von Standardverfahren der Größe nach
selektiert (1–1,5
kb).
-
Durch
NotI/SalI-Verdau und Vereinigung von jeweils 1 μg der Vektoren pGAD428 a, b & c, beziehungsweise
pBTM118 a, b & c
wurden zwei Sammlungen hergestellt, die alle drei Leseraster der
beiden Vektorenreihen pGAD428 und pBTM118 repräsentierten. Das Gemisch der
inserierten Fragmente, das wie vorstehend isoliert worden war, wurde
in zwei gleiche Fraktionen aufgeteilt, und 300 ng wurden mit 50
ng jeder hergestellten Sammlung der Vektorenreihen ligiert. Nach
der Ligierung wurde dann jedes Reaktionsgemisch getrennt in elektrokompetente
E. coli-Zellen transformiert, und rekombinierte Clone jeder Genbank
wurden auf fünf
24 × 24
cm große
Platten unter Verwendung von Kanamycin für die pGAD428-, beziehungsweise
Ampicillin für
die pBTM118-Genbank selektiert. Etwa 500 μg der pBTM118- und 500 μg der pGAD428-Genbank
wurden aus den beiden Reihen der E. coli-Transformanten durch Abwaschen
der ausplattierten Zellen und eine anschließende QiaPrep-Plasmid-Extraktion
des Wasch-Gemisches wie vorstehend beschrieben extrahiert.
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Um
die Wechselwirkungs-Genbank zu erzeugen, wurden äquivalente molare Mengen der
DNA-Binde- und der Aktivierungs-Domäne-Genbank vereinigt, und 20 μg dieses
Gemisches wurden in den Hefestamm L40cc durch das Verfahren von
Gietz et al. (1992) kotransformiert. Das so erhaltene Transformationsgemisch wurde
auf eine einzelne 24 × 24
cm große
Agarschale ausplattiert. Die Agarschalen wurden wie in Abschnitt 1.3.1.
beschrieben hergestellt. Insgesamt wurden 20 Transformationen hergestellt
und auf getrennte Agarschalen plattiert, was durchschnittlich 1500
Hefekolonien pro Schale nach 7 Tagen Inkubation bei 30°C ergab.
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6.2. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
einer Wechselwirkungs-Genbank in Mikrotiterplatten
-
Um
ein regelmäßiges Gittermuster
der Wechselwirkungs-Genbank zu erzeugen, wurden die Agarschalen,
die die Hefekolonien enthielten, in den modifizierten Labor-Pickroboter gestellt,
und individuelle Clone wurden wie in Abschnitt 3.1. beschrieben
automatisch gepickt. Insgesamt wurden 30 Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen
erzeugt, und diese stellten eine Wechselwirkungs-Genbank mit mehr
als 10.000 Clonen des untersuchten Organismus dar. Nach der Anzucht
der Hefeclone in den Vertiefungen der Mikrotiterplatten, wurde die
Genbank Replika-plattiert, um 3 weitere Kopien zu erzeugen, dann
wurden diese markiert, und alle Kopien wurden bei –70°C gelagert,
um sie für
eine Analyse zu einem späteren
Zeitpunkt bereitzuhalten, wie in Abschnitt 3.1. beschrieben.
-
6.3. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
einer Wechselwirkungs-Genbank auf ebenen Trägern
-
Um
eine wirkungsvolle Analyse der Wechselwirkungs-Genbank bereitzustellen,
wurden die Clone, aus denen sie sich zusammensetzte, in hoher Dichte
auf 222 × 222
mm große
poröse
Membranen (Hybond N+, Amersham, UK) unter Verwendung des in Abschnitt
3.3. beschriebenen Verfahrens angeordnet. Insgesamt wurden zwanzig
Replika-Membranen, von denen jede in einem regelmäßigen „duplizierten
3 × 3" Gittermuster der
Clone angeordnet war, unter Verwendung von 23 Mikrotiterplatten
mit 384 Vertiefungen aus einer aufgetauten Kopie der aufbewahrten
Wechselwirkungs-Genbank angefertigt. Auf jeder Replika-Membran wurde
zusätzlich
eine Mikrotiterplatte in Position 24 angeordnet, die 8 unterschiedliche
Kontrollclone enthielt, die bekannte positive, negative und falsch-positive
Clone repräsentierten.
Dieses Muster entspricht über
9.000 Hefe-Zwei-Hybrid-Clonen, die in einer Dichte von etwa 40 Clonen
pro cm2 aufgetragen wurden. Um abzusichern, dass
die Zahl der Hefezellen in jedem Tüpfel für die vier Membranen ausreichte,
die auf die Platten mit Gegenselektions-Medien gelegt werden sollten,
wurde der Roboter so programmiert, dass er auf jede Tüpfelposition
5 Mal aus einer leicht unterschiedlichen Position in den Vertiefungen
der Mikrotiterplatten auftüpfelte bzw.
die Zellen entnahm. Der Roboter erzeugte eine Datei der Daten, in
der das hergestellte Tüpfelmuster
und der Strichcode, der automatisch von jeder Mikrotiterplatte abgelesen
wurden, aufgezeichnet wurde.
-
Jede
Membran wurde vorsichtig auf etwa 300 ml Festagarmedium in 24 × 24 cm
großen
Agarschalen gelegt. Es wurden vierzehn Membranen auf SD-Leu-Trp-His-Medium übertragen
und jeweils drei der Membranen, die fünfmal betüpfelt worden waren, wurden
entweder auf SD-Trp+CHX- oder auf SD-Leu+CAN-Medium übertragen.
Die Hefekolonien wurden durch 3 Tage Inkubation bei 30°C auf der
Oberfläche
der Membran angezogen.
-
6.4. Nachweis des Auswertungssystems
in einem regelmäßigen Gittermuster
und Analyse unter Verwendung der digitalen Bildanalyse, zur Identifizierung
positiver Clone
-
Um
die wirkungsvolle Identifizierung individueller Clone bereitzustellen,
die miteinander wechselwirkende Fusionsproteine exprimierten, wurde
der Aktivierungszustand der individuellen Clone, die auf den porösen Trägern angezogen
worden waren, in hochgradig paralleler Weise untersucht. Die Replika-Anordnungen der
Wechselwirkungs-Genbank, die auf den sechs Membranen angezogen worden
waren, welche auf die Gegenselektionsmedien gelegt worden waren,
sowie drei weitere Membranen, die, wie vorstehend beschrieben, auf
SD-Leu-Trp-His-Medium gelegt worden waren, wurden auf ihre lacZ-Aktivität hin untersucht,
und es wurde von jeder Membran ein digitales Bild aufgenommen und
wie in Abschnitt 1.4.1. beschrieben weiter verarbeitet. 15 zeigt ein Grauwertskala-Bild
der Aktivierung des Auswertungssystems für individuelle Clone aus der Wechselwirkungs-Genbank, die in einem
regelmäßigen Gittermuster
auf einem Membranfilter angeordnet und auf SD-Leu-Trp-His-Medium
angezogen worden waren.
-
Der
Aktivierungszustand des Auswertungssystems für jeden individuellen Clon
in dem regelmäßigen Gittermuster,
der auf den drei selektiven Medien angezogen worden war, wurde aus
jeder digitalen Aufnahme unter Verwendung des in Abschnitt 4.1.
beschriebenen Bildanalyse-Systems aufgezeichnet. Diese Daten wurden
für die
Wechselwirkungs-Genbank, die auf den drei Replikamembranen angezogen
worden war, für
jedes der drei Selektionsmedien SD-Leu-Trp-His, SD-Leu+CAN und SD-Trp+CHX
gesammelt, und sie (die Daten) wurden für jeden individuellen Clon
unter Verwendung des in 12a gezeigten
Computerprogramms zueinander in Beziehung gesetzt.
-
Dieses
Programm wurde dazu verwendet, die Daten abzufragen und diejenigen
Clone zu identifizieren, die das Auswertungssystem aktiviert hatten,
wenn sie auf zwei von drei SD-Leu-Trp-His-Replika-Membranen
gewachsen waren, aber nicht, wenn sie auf irgendeiner der beiden
Reihen der drei Replika-Membranen gewachsen waren, die auf die beiden Gegenselektionsmedien
SD-Leu+CAN oder SD-Trp+CHX plaziert worden waren. Die Datenbank
identifizierte die acht verschiedenen Kontrollclone korrekt, von
denen jeder in 48 Vertiefungen der 24. Mikrotiterplatte angeordnet
worden war. Insgesamt wurden 7.539 Clone aus der Wechselwirkungs-Genbank,
die in 23 Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen angeordnet war,
als positive Clone identifiziert – Clone, die das Auswertungssystem
nur dann aktiviert hatten, wenn beide Plasmide (und somit die Fusionsproteine)
in der Zelle exprimiert worden waren. 3983 Clone wurden als falsch-positive
Clone identifiziert, da sie das Auswertungssystem auch dann aktiviert
hatten, wenn sie auf SD-Trp+CHX-Medium angezogen worden waren, d.
h. dem Anzuchtmedium, das die Plasmide eliminierte, die das Fusionsprotein
mit der Aktivierungsdomäne
exprimierten. 113 Clone wurden durch Aktivierung des Auswertungssystems
als falsch-positive Clone identifiziert, wenn sie auf SD-Leu+CAN-Medium angezogen
worden waren, d. h. dem Anzuchtmedium, das die Plasmide eliminierte,
die das Fusionsprotein mit der DNA-Bindedomäne exprimierten. Diese Daten
wurden automatisch in einer Tabelle der relationalen Datenbank zur
Verfügung
gestellt, die, wie in Beispiel 7 beschrieben, die Information über jeden
Clon der Wechselwirkungs-Genbank
enthielt.
-
Die
relativ hohe Anzahl an falsch-positiven Clonen, die nach der SD-Trp+CHX-Selektion identifiziert wurde,
kann damit erklärt
werden, dass nach dem Ausschluß des
Plasmids mit der Aktivierungsdomäne,
das Fusionsprotein mit der DNA-Bindedomäne ohne irgendein Partnerprotein
auf seine Fähigkeit
hin ausgetestet wird, das Auswertungssystem zu aktivieren. Es ist
bekannt, dass viele Transkripte, die in Seeigel-Embryonen exprimiert
werden, Transkriptionsfaktoren darstellen (codieren), und dass Fragmente
von Transkriptionsfaktoren üblicherweise
zu falsch-positiven Clonen im Hefe-Zwei-Hybrid-System führen, wenn sie als Fusionsproteine
mit der DNA-Bindedomäne
exprimiert werden. Daher zeigen diese Ergebnisse, dass das vorstehende
Verfahren große
Mengen falsch-positiver
Clonen bei einer im Großmaßstab angelegten
Durchmusterung auf Wechselwirkungen einer Genbank mit einer Genbank
wirkungsvoll ausschließen
kann.
-
6.5. Die Identifizierung
individueller Mitglieder der Wechselwirkung durch Nucleinsäure-Amplifikation und
-Sequenzierung
-
Insgesamt
96 positive Clone wurden aus der Datenbank zufällig ausgewählt, und einer eingefrorenen Kopie
der Clone der Wechselwirkungs-Genbank entnommen, die in Mikrotiterplatten
mit 384 Vertiefungen gelagert worden war. Die DNA-Sequenzen, die
im pGAD428- und im pBTM118-Vektor cloniert worden waren, die in
jedem Clon enthalten waren, wurden, wie in Abschnitt 5.2. beschrieben,
direkt amplifiziert, mit der Ausnahme, dass die direkten PCR-Reaktionen
unter Verwendung einer Wasserbad-Thermozyklus-Maschine mit hohem
Durchsatzvermögen
(Maier et al., 1994) in Mikrotiterplatten mit 96 Vertiefungen durchgeführt wurde.
-
Im
Anschluß an
die vorstehend beschriebene pBTM428-spezifische PCR in 96 Vertiefungen
wurden Standard-Sequenzierungs-Ansätze durchgeführt, um
die Nucleinsäuren
zu charakterisieren, die die DNA-Bindedomäne-Fusionsproteine der positiven
Clone codierten. In ähnlicher
Weise wurden die Sequenzen der inserierten Fragmente, die für Fusionsproteine
mit der Aktivierungsdomäne
codierten, nach der pGAD118-spezifischen PCR bestimmt. Durch einen
Sequenzvergleich dieser inserierten Fragmente mit veröffentlichten DNA-Sequenzen
unter Verwendung von Standard-Sequenzvergleichs-Programmen (z. B. BLAST) stellte sich heraus,
dass eine Wechselwirkung zwei bislang unbekannte Genfragmente umfaßte, die
durch den positiven Clon exprimiert wurden, der sich in Platte 5
in der Vertiefung K20 befand. Nach der vorhergesagten Proteinsequenz
wurden diese beiden Gen(produkte) als Protein A und Protein B bezeichnet.
-
6.6. Die Identifizierung
individueller Mitglieder der Wechselwirkung durch Nucleinsäure-Hybridisierung
-
Es
wurden regelmäßige Gittermuster
der Nucleinsäuren
konstruiert, die die Fusionsproteine der Wechselwirkungs-Genbank
codierten. Die Membranen, die auf SD-Leu-Trp-His-Medium gelegt und nicht für die Untersuchung
der β-Gal-Aktivität benutzt
worden waren, wurden gemäß dem in
Larin & Lehrach
(1990) beschriebenen Verfahren weiter verarbeitet, um die DNA, die
in den Clonen der Wechselwirkungs-Genbank enthalten war, auf der
Oberfläche
der Membran zu fixieren. Das DNA-Fragment, das das Protein A codierte und
das wie vorstehend beschrieben isoliert worden war, wurde durch
das Verfahren von Feinberg & Vogelstein
(1983) radioaktiv markiert. Diese markierte Sonde wurde mit einer
Anordnung von DNA aus der Wechselwirkungs-Genbank hybridisiert,
und die Anordnung wurde gewaschen und wie in Abschnitt 5.1. beschrieben untersucht.
-
Die
Anzahl und die Identität
der bei der Hybridisierung positiven Clone wurde für jede Hybridisierung unter
Verwendung des Standard-Bildanalyse-Systems bestimmt, das in Lehrach
et al. (1997) beschrieben wurde. Sieben Clone aus der Wechselwirkungs-Genbank
wurden als positive Clone identifiziert, die mit der das Protein
A codierenden Sonde hybridisierten. 16 zeigt
ein digitales Bild einer DNA-Anordnung, die mit einem Genfragment
hybridisiert worden war, das das Protein A codierte, zusammen mit
den bei der Hybridisierung positiven Clonen, die durch das automatisch
Bildanalyse-System identifiziert und markiert worden waren, und 17 stellt eine graphische
Darstellung der positiven Clone dar, die durch diese Analyse gefunden
wurden. Die in Beispiel 7 beschriebene Datenbank wurde verwendet,
um sich auf die Liste der Clone zu beziehen, die durch das Bildanalyse-Programm
erzeugt worden war, und um diejenigen, bei der Hybridisierung positiven Clone
zu identifizieren, die bei der Wechselwirkung positive Clone waren,
und somit alle falsch-positiven Clone aus der weiteren Analyse auszuschließen. Wie
erwartet, war der Clon 5K20, aus dem die Protein A entsprechende
Sonde stammte, ein bei der Hybridisierung positiver Clon.
-
Um
den Wechselwirkungs-Weg von Protein A ab zu erweitern, wurde ein
zweiter Filter mit einer radioaktiv markierten Sonde hybridisiert,
die aus dem Fragment erzeugt wurde, das das Protein B codierte.
Die Analyse der Hybridisierungssignale mit der in Beispiel 7 beschriebenen
Datenbank führte
zu der Identifizierung von acht bei der Wechselwirkung positiven
Clonen, die das für
das Protein B codierende Genfragment enthielten. 18 zeigt eine graphische Darstellung
der Hybridisierungs-positiven und der Wechselwirkungs-positiven Clone,
die durch Sonde B (offene Kreise) und Sonde A (gefüllte Kreise)
identifiziert wurden. Zwei Clone (5K20 und 3L11, die durch „A/B" markiert sind) ergaben
ein Hybridisierungssignal sowohl mit Sonde A, als auch mit Sonde
B, was anzeigt, dass diese positiven Clone die gleichen miteinander
wechselwirkenden Fusionsproteine exprimierten.
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Um
die Wechselwirkungs-Wege von Protein A und B weiter fortzusetzen,
wurden die Plasmide mit der DNA-Bindedomäne und der Aktivierungsdomäne aus einem
Wechselwirkungs-positiven Clon extrahiert, der nur mit Sande B ein
Hybridisierungssignal lieferte (Clon 6D18). Die DNA-Sequenzierung
der inserierten Fragmente, die in diesen genetischen Elementen enthalten
war, bestätigte
die Anwesenheit eines Genfragments, das für Protein B in dem Plasmid
mit der DNA-Bindedomäne
codierte. Die Sequenzanalyse zeigte, dass das Plasmid mit der Aktivierungsdomäne ein Fragment
für ein
anderes unbekanntes Gen enthielt, das für ein Protein C codierte. Dieses
Genfragment wurde als Sonde verwendet, um eine andere Anordnung
zu untersuchen, und die Daten wurden wie vorstehend analysiert. 19 zeigt die Ergebnisse
dieser Hybridisierung (markiert mit Rauten), zusammen mit denen
der vorangegangenen beiden Hybridisierungen. Insgesamt wurden sechs Wechselwirkungs-positive
Clone identifiziert, die genetische Elemente trugen, die das Protein
C codierten. Von dreien dieser Wechselwirkungs-positiven Clone wurde
vorher gezeigt, dass sie mit Sonde B hybridisierten (4G19; 1D7;
6D18), und von zwei Clonen, dass sie mit Sonde A hybridisierten
(1C22; 3A11). Eine graphische Darstellung der Wechselwirkungen,
die durch diese drei einfachen Hybridisierungen identifiziert wurden,
ist in 19 skizziert.
Die Fragezeichen stellen mögliche
weitere Schritte im Netzwerk dar, die durch eine ähnliche Untersuchung
der genetischen Elemente, die durch die verbleibenden, für die Sonden
A, B und C Hybridisierungs-positiven Clone, weiter untersucht werden
könnten.
Tatsächlich
wurden durch die Befolgung dieses gezielten Hybridisierungs-Ansatzes
14 unterschiedliche Protein-Protein-Wechselwirkungen durch insgesamt neun
Hybridisierungen und anschließende
Sequenzierung der inserierten Fragmente identifiziert, die miteinander
wechselwirkende Mitglieder codierten. Alle Daten wurden in die in
Beispiel 7 beschriebene Datenbank eingetragen.
-
6.7. Die automatische
Neuanordnung positiver Clone
-
Die
3443 positiven Clone, die wie vorstehend beschrieben identifiziert
worden waren, waren über
alle 23 Mikrotiterplatten der Wechselwirkungs-Genbank verteilt.
Um die weitere Analyse der positiven Clone bedeutend zu erleichtern,
war es von Vorteil, die Clone per Hand individuell zu isolieren
und ein zweites, neu angeordnetes, regelmäßiges Gittermuster der positiven
Clone zu erzeugen, was vorzugsweise in einer weiteren Reihe an Platten
mit 384 Vertiefungen stattfand.
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Bereits
existierende Systeme der Neuanordnungs-Roboter, wie sie z. B. durch
Stanton et al. (1996) oder durch Lehrach et al. (1997) beschrieben
wurden, oder solche, die durch kommerzielle Hersteller (Genetix, UK)
verkauft werden, waren nicht in der Lage, eine zufriedenstellende
Beimpfung bereitzustellen, wenn die Hefezellen aus den individuellen
Vertiefungen einer Ursprungs („Mutter")-Platte mit 384
Vertiefungen, die die Original-Wechselwirkungs-Genbank
enthielt, in die Vertiefungen einer neuen, sterilen Ziel(„Tochter")-Platte mit 384 Vertiefungen, die Anzuchtmedium
enthielt, übertragen
wurden. Daher wurden die vorhandenen Nadeln durch gerade Nadeln
mit 2 mm Durchmesser ersetzt, die in ein flaches Ende besaßen. Zweitens
wurde das Animpfverfahren modifiziert, um die Menge an angetrocknetem
Zellmaterial zu maximieren, das die Nadel trug und das in eine neue
Vertiefung einer Tochterplatte übertragen
wurde, wie für
das automatisierte Picken von Hefekolonien in Abschnitt 3.1. beschrieben.
Die Nadeln wurden zwischen den Neuanordnungs-Zyklen durch ein Waschbad
mit 0,3% Wasserstoffperoxid, ein Waschbad mit 70% Ethanol und ein
Hitzetrocknungs-Verfahren sterilisiert, wie in Abschnitt 3.1. beschrieben.
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Die
Liste der positiven Clone wurde zusammen mit ihren Platten- und
Vertiefungs-Ortsdaten
aus der in Beispiel 7 beschriebenen Datenbank erzeugt und automatisch
als Computerdatei in den Neuanordnungs-Roboter geladen. Der Roboter
nahm durch Bezugnahme auf die Datei der Daten automatisch die Mutterplatte,
die die ersten positiven Hefe-Zwei-Hybridclone enthielt, las den
Strichcode der Platte und registrierte ihn. Die individuellen und
aufeinander folgenden Nadeln des Neuanordnungskopfes mit 96 Nadeln
wurden darüber
plaziert und in die erforderlichen Vertiefungen dieser ersten Platte
herunter gelassen, und die Mutterplatte wurde automatisch ausgetauscht,
wenn alle positiven Clone gesammelt worden waren. Wenn alle 96 Nadeln benutzt
worden waren, um Impfmaterial der positiven Clone zu sammeln, wurde
der Kopf automatisch zur ersten Tochterplatte mit 384 Vertiefungen
hinüber
bewegt, die SD-Leu-Trp/7% Glycerin enthielt, und mit allen 96 Nadeln
wurde die erste Reihe der Vertiefungen wie vorstehend beschrieben
beimpft. Dann wurde die Datenausgabedatei auf den neuesten Stand
gebracht, wodurch die neuen Platte/Vertiefungs-Ortsdaten eines bestimmten
positiven Clons in der neu angeordneten Genbank mit seinen alten
Platte/Vertiefungs-Ortsdaten der ursprünglichen Wechselwirkungs-Genbank in Beziehung
gesetzt wurden. Dann wurden alle Nadeln wie beschrieben sterilisiert,
und der Zyklus wurde vervollständigt,
bis alle positiven Clone aus der Wechselwirkungs-Genbank an einen neuen Platten/Vertiefungs-Ort übertragen
worden waren, welcher die neu angeordnete Genbank bildete. Die Datenausgabedatei
wurde dann in die zentrale Computerdatenbank übertragen und einer Tabelle
in der Datenbank hinzugefügt,
die in Beispiel 7 beschrieben wurde, um so die korrekten Ortsdaten eines
bestimmten positiven Clons in der neu angeordneten Wechselwirkungs-Genbank
aufzuzeichnen. Die so erhaltenen Clone in den Tochterplatten wurden
zu zwei weiteren Kopien Replika-plattiert und bei –70°C gelagert,
wie in Abschnitt 3.1. beschrieben.
-
Beispiel 7: Die Erzeugung
einer Datenbank der Wechselwirkungen
-
Zentral
für das
Schema (2) ist eine
Datentabelle, die die relevante Information über jedes Mitglied einer Wechselwirkung
enthält – die cDNA-Tabelle – wobei
eine getrennte Registrierung in der Tabelle jedes Mitglied einer
Wechselwirkung repräsentiert,
und durch einen gemeinsamen Clonnamen wird angezeigt, dass die Mitglieder
Wechselwirkungen bilden. Es ist aus mehreren Gründen von Vorteil, die Kern-Datentabelle
in dieser Weise zu strukturieren. Erstens kann die gleiche Kerntabelle
dazu verwendet werden, die Daten über die cDNAs aus unterschiedlichen
Arten genetischer Banken zu enthalten (zum Beispiel, eine Standard-cDNA- oder
eine genomische Genbank), die während
einer umfassenden Analyse unter Verwendung verschiedener genomischer
Verfahren erzeugt werden können,
und wobei es sich nicht nur um Daten zur Wechselwirkung handeln
muß. Zweitens
kann jedes Mitglied einer Wechselwirkung, oder die genetischen Fragmente,
durch eine Reihe an Wegen für
unterschiedliche Datensammlungen weiter charakterisiert werden.
Von direkter Bedeutung für
eine Protein-Protein-Wechselwirkung für ein bestimmtes genetisches
Fragment in der cDNA_Tabelle ist zuerst die Gen_Tabelle, die eine
direkte Beziehung zu der DNA-Sequenz des Fragments, den Nucleotid(sequenz)-Homologie-Übereinstimmungen
(zum Beispiel durch eine Suche mit BLAST) und den entsprechenden
Gennamen bereitstellt. Zweitens stellt die Domäne_Tabelle eine Möglichkeit
dar, um direkt auf die Daten der Translation der Leseraster des
Fragments, die Aminosäure(sequenz)-Homologie-Übereinstimmungen
(zum Beispiel durch eine Suche mit BLASTN) und alle 2- oder 3-dimensionalen
Strukturinformationen, die bekannt oder vorhergesagt werden können, zuzugreifen.
Wie in der Molekularbiologie allgemein bekannt ist, gibt es viele
Wege, auf denen ein bestimmtes genetisches Fragment charakterisiert
werden kann, und diese Struktur der Datenbank bietet die Möglichkeit,
sich von der zentralen cDNA_Tabelle auf jede andere Tabelle zu beziehen,
die Daten enthält,
welche diese Charakterisierung je nach Bedarf beschreibt. Zum Beispiel
auf diejenigen Tabellen, welche Daten über Informationen zur Genetik,
Expression, Richtigkeit der Zielsequenz, Proteinbiochemie oder zur
Konstruktion der Genbank enthalten. Von besonderer Relevanz für das Verfahren der
Erfindung ist die Beziehung eines bestimmten cDNA-Fragments zu einer
Tabelle, die Informationen über Oligofingerprinting-Daten
enthält.
Solche Oligofingerprinting-Daten können dazu verwendet werden,
jedes Mitglied einer Wechselwirkung in einer hochgradig parallelen
Weise zu identifizieren, und es umfaßt Felder für Daten, wie z. B. die Gruppennummer,
den Sicherheitsgrad mit dem ein Mitglied einer Gruppe angehört und die vorhergesagte
Genhomologie für
diese Gruppe (Maire et al., 1994). Drittens wird eine solche Datenbankstruktur
es eher erlauben, tertiäre
oder Wechselwirkungen höherer
Ordnung in die gleiche Datenbank mit aufzunehmen. Dies steht im
Gegensatz zu einer Struktur, bei der eher die Wechselwirkungen statt
die Mitglieder einer Wechselwirkung das grundlegende Objekt oder
einer Aufzeichnung in einer Datentabelle darstellen, und für die bei
jeder Wechselwirkung höherer
Ordnung eine neue Datentabelle benötigt oder eine bereits bestehende Datentabelle
modifiziert werden muß.
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Im
Falle einer Durchmusterung einer Hefe-Zwei-Hybrid-Wechselwirkung
wäre eine
dazu in Beziehung stehende Tabelle die H2H_Tabelle (Y2H_Table).
Diese Tabelle kann Informationen für einen bestimmten Clon umfassen,
die zur Clonierung und zu den experimentellen Einzelheiten seiner
Erzeugung gehören,
sowie zu dem Gewebe und der Genbank aus der er stammt, seinen physikalischen
Ortsdaten, um einen leichten Zugriff für weitere Studien zu ermöglichen,
und ab er aus der Paarung bestimmter Mata und Matα-Stämme stammt. Es
ist wichtig, dass die H2H_Tabelle Informationen enthält, die
zu der Wechselwirkungsklasse des Clons gehören, wobei die Wechselwirkungsklasse
danach definiert ist, ob es sich bei dem Clon um einen positiven Clon,
einen negativen Clon oder einen falsch-positiven Clon handelt, jeweils
im Hinblick auf das Fusionsprotein mit der Aktivierungsdomäne (AD)
oder das mit der Bindedomäne
(BD). Der Wert für
diese Wechselwirkungsklasse kann leicht für eine große Zahl an Clonen durch das
in den vorangegangenen Beispielen beschriebene Verfahren der Erfindung
abgeleitet werden.
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Um
jeden zielgerichteten Ansatz zur Identifizierung von Mitgliedern,
die eine Wechselwirkung bilden, zu unterstützen, wird die Hyb_Tabelle
bereitgestellt. Diese Tabelle stellt für einen bestimmten Clon eine
Beziehung zu der Hybridisierungsintensität her, die mit einer bestimmten
Sonde in einem Hybridisierungsexperiment unter Verwendung einer
bestimmten Anordnung mit hoher Dichte erhalten wurde. Diese Anordnung
hoher Dichte, die mit Tabellen in Beziehung gebracht werden soll,
die Daten aus dem Tüpfelroboter
enthalten, wie z. B. das definierte verwendete Tüpfelmuster, das Verfahren,
durch das die Anordnung hergestellt wurde, und die Identität der Genbank
und der Clone, die in dieser Anordnung angeordnet sind. Der Einbau
dieser Tabellen in eine Benutzeroberfläche erlaubt es, dass diese
Ausführungsform
des Verfahrens der Erfindung leicht durchgeführt werden kann, dies erfolgt durch
die Angabe der physikalischen Ortsdaten eines bestimmten positiven Hefe-Zwei-Hybrid-Clons, der
mit einer bestimmten Sonde hybridisierte, für den Benutzer. Dieser Zwei-Hybrid-Clon kann
dann entnommen werden, und die Mitglieder, aus denen sich die Wechselwirkung
zusammensetzt, können
durch PCR isoliert und sequenziert werden. Diese sequenzierten Mitglieder
einer Wechselwirkung liefern dann die Daten, die in die cDNA_Tabelle
und andere verwandte Tabellen bei der weiteren Analyse eingetragen
werden, Ein solches Mitglied kann dann als zweite Hybridisierungssonde
mit einer Anordnung dazu verwendet werden, durch das gleiche Verfahren
den nächsten
Schritt in einem Wechselwirkungsweg zu identifizieren.
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Nach
der Sammlung einer größeren Zahl
an miteinander wechselwirkenden Mitgliedern in der cDNA_Tabelle,
können
diese Daten per Hand und/oder mit Hilfe von Expertensystem-Programmen
kuriert werden, um eine definitive Datentabelle, wie z. B. die WegCode_Tabelle
(PathCode_Table) aus den neuesten Stand zu bringen. Diese definitive
Datenbank dient dazu, die Information mit der größten Qualität über die Wechselwirkungen aus
der c_DNA-Tabelle aufzunehmen, wobei die Information mit der größten Qualität über die
Wechselwirkungen diejenige aus der cDNA_Tabelle ist, die einen bestimmten
Grad an „Sicherheit" erreicht hat, der
durch den Kurator und/oder das Expertensystem-Programm definiert
worden ist. Um den Vorgang der Entscheidungsfindung zu unterstützen, werden
alle relevanten Daten, insbesondere diejenigen über das translatierte Leseraster
der cDNA und die entsprechende Proteindomäne, mit anderen Tabellen in
Beziehung gesetzt und in einer für
den Kurator und/oder das Expertensystem-Programm verwendbaren Form
dargestellt. Diese Darstellung erlaubt die leichte Erkennung und
den Ausschluß oder
die Korrektur grundlegender Fehler in den Daten, wie z. B. eine
schlechte Qualität
der Sequenzierung, oder nicht korrekt clonierte cDNA-Fragmente.
Diese können
z. B. verunreinigende Fragmente umfassen, die z. B. als aus einem
Organismus stammend identifiziert werden konnten, der nichts mit
der cDNA-Genbank zu tun hat.
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Eine
bestimmte cDNA wird nur einmal für
jede Wechselwirkung, in der sie gefunden wurde, in die WegCode_Tabelle
aufgenommen, zusammen mit einer Aufzeichnung über die entsprechende mit ihr
in Wechselwirkung tretende cDNA (oder die cDNAs bei multimeren Komplexen).
Wenn jedoch eine cDNA unterschiedliche Wechselwirkungen besitzt,
zum Beispiel mit unterschiedlichen Proteinen, oder wenn unterschiedliche Proteindomänen der
cDNA mit verschiedenen Proteinen in Wechselwirkung treten, wird
für jeden
Fall eine neue Aufzeichnung für
die cDNA erzeugt. Diese unterschiedlichen Aufzeichnungen werden über eine
allgemeine und unverwechselbare „Wechselwirkungs-ID" miteinander verbunden.
Eine bestimmte Wechselwirkung wird daher nur einmal in der WegCode_Tabelle
dargestellt, und sie bezieht sich auf vorangegangene Tabellen der
Datenbank über
den Wirtszellen-Clon, der die Wechselwirkung repräsentiert,
und die ID jeder cDNA der Wechselwirkung. Die Wirtszelle, die die
Wechselwirkung repräsentiert,
wird unter Berücksichtigung
und Kurierung aller Wirtszellen und der wechselwirkenden Fragmente
ausgewählt,
die diese Wechselwirkung darstellen, die in der cDNA_Tabelle enthalten
sind.
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Es
kann eine Reihe an Kriterien eingebaut werden, um die Kurierung
und die Auswahl zu unterstützen, und
um daraus ein Maß an
Sicherheit und Vertrauen in die Wechselwirkung abzuleiten. Zum Beispiel
können solche
Kriterien einen abnehmenden Informationswert besitzen, und sie umfassen
die Folgenden. Erstens, wenn eine bestimmte Wechselwirkung in beiden
Richtungen des Experiments beobachtet wird, d. h. ProteinA-AD tritt
mit ProteinB-BD in Wechselwirkung und ProteinA-BD tritt mit ProteinB-AD
in Wechselwirkung. Zweitens, wenn unterschiedliche Beispiele für die gleiche
Wechselwirkung beobachtet werden. D. h. wenn unterschiedliche Beispiele
der gleichen Wechselwirkung als Proteinfragmente mit deutlich unterschiedlicher
Länge und
Lage (zum Beispiel mit einem Unterschied von mehr als 10%), aber
aus der gleichen der Wechselwirkung zu Grunde liegenden Proteindomäne stammend,
definiert werden, und es wird herausgefunden, dass sie ebenfalls
miteinander in Wechselwirkung treten. Drittens, wenn die gleichen
Beispiele für
die gleiche Wechselwirkung beobachtet werden, zum Beispiel durch
mehrfache Clonierung der gleichen Fragmente, wobei die gleichen
Fragmente im Wesentlichen die gleiche Länge und die gleiche Lage der
zu Grunde liegenden Proteindomäne
aufweisen. Viertens, wenn die miteinander wechselwirkenden Proteindomänen eine
biologische Bedeutung haben. Das heißt, dass ähnliche Domänen oder Gene aus der veröffentlichten
Literatur als miteinander in Wechselwirkung tretend bekannt sind,
oder es ist bekannt, dass beide Gene exprimiert werden, oder es ist
wahrscheinlich, dass sie am gleichen Ort in der Zelle exprimiert
werden. Dieses Kriterium kann auch als interne Qualitätskontrolle
für die
Clonierung der Genbank, des Wechselwirkungsexperiments und der anschließenden Identifizierung
miteinander wechselwirkender Mitglieder verwendet werden, da jedes
Wechselwirkungsexperiment eine bestimmte Reihe an bereits veröffentlichten „Haushalts-Wechselwirkungen" identifizieren sollte,
und die Identifizierung solcher Wechselwirkungen kann daher als
ein Maß für die Qualität des gesamten
Wechselwirkungsexperiments dienen.
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Ein
Kriterium von besonderer Bedeutung ist die optionale Überprüfung einer
bestimmten Wechselwirkung durch weitere Experimente. Zum Beispiel
können
die cDNA-Fragmente,
die die miteinander wechselwirkenden Proteine repräsentieren,
subcloniert werden, und es können
zusätzliche
Wechselwirkungsexperimente durchgeführt werden. Diese zusätzlichen
Wechselwirkungsexperimente können
die Untersuchung jedes Proteins auf eine Wechselwirkung gegen eine
Reihe nicht verwandter Proteine beinhalten, um die Spezifität dieser Wechselwirkung
zu untersuchen. Diese Untersuchung kann unter Verwendung des gleichen
Wechselwirkungs-(Test)verfahrens vorgenommen werden, mit dem die
Wechselwirkung identifiziert wurde, wie z. B. dem Hefe-Zwei-Hybrid-System,
aber bevorzugt handelt es sich um ein anderes unabhängiges Verfahren.
Es wird bevorzugt, dass wenn eine bestimmte Wechselwirkung unter
Verwendung von biochemischen Verfahren überprüft wird, diese z. B. eine Go-Northern-Analyse
des Gewebe, eine Co-Lokalisierung des zellulären (Aufenthaltortes) oder
Ko-Präzipitationsuntersuchungen
umfassen.
-
Alle
diese Kriterien werden durch den Kurator und/oder das Expertensystem-Programm berücksichtigt,
um die Entscheidung zu unterstützen,
welche cDNA-Fragmente und welche ihrer Wechselwirkungen in die WegCode_Tabelle
eingegeben werden. Es können
auch andere bekannte oder in der wissenschaftlichen Literatur veröffentlichte
Wechselwirkungen in diese Datenbank während des Kurierungsverfahrens
mit aufgenommen werden, und daher stellt ein Feld der Tabelle die
Herkunft einer Wechselwirkung dar, wobei es sich um eine interne
oder eine externe Referenz handeln kann. Die WegCode_Tabelle besitzt
relationale Verbindungen zu nachgeordneten oder externen Datenbanken,
die Daten über
die Nucleotid- und die Proteinsequenzen und biochemische, strukturelle,
biologische und bibliographische Informationen enthalten. Diese
Daten, welche die vollständigen
Beziehungen zwischen allen Tabellen und Datenbanken darstellen,
können
unter Verwendung einfacher Benutzeroberflächen, wie sie zum Beispiel
durch die Verwendung von Java entworfen werden können, oder durch kompliziertere
Kommandos, wie z. B. solche, die durch SQL bereitgestellt werden,
abgefragt werden. Mögliche
Abfragen umfassen diejenigen, die aus diesen Daten Wechselwirkungen,
Wege oder Netzwerke für
eine bestimmte Nucleotid- oder Aminosäuresequenz oder ein Sequenzmotiv
oder für
eine bestimmte 3-dimensionale
Struktur oder ein Strukturmotiv lokalisieren können. Zweitens können für bereits
gut etablierte Netzwerke diese Daten abgefragt werden, um einen
bestimmten Weg zwischen zwei vorgegebenen Punkten abzufragen. Es
kann sein, dass einige Abfragen unter Verwendung einer grundlegend
anderen Konstruktion der WegCode_Tabelle wirkungsvoller durchgeführt werden
können,
zum Beispiel, indem eine bestimmte Wechselwirkung statt eines bestimmten
Mitglieds einer Wechselwirkung als grundlegende Aufzeichnung dargestellt
wird. Die Fachleute werden in der Lage sein, die Daten von einer
Tabellenkonstruktion auf ein anderes unter Verwendung von Standard-Zergliederungs-Systemen
zu übertragen,
um eine wirkungsvollere Durchführung
der Abfragen zu ermöglichen.
-
Das
Ergebnis dieser Abfragen wird unter Verwendung graphischer Verfahren
dargestellt, um es dem Forscher zu ermöglichen, diese Daten am Wirkungsvollsten
zu interpretieren. Diese graphischen Verfahren umfassen Elemente,
die durch Anklicken der Computer-Maus aktiviert werden können, wie
z. B. wichtige Verknüpfungen
(hotlinks), um diese Daten nahtlos mit anderen Datenquellen zu verbinden,
oder um weitere Ebenen der Wechselwirkungen abzufragen und darzustellen.
Es können
auf Computern basierende Verfahren zur Erzeugung visueller Darstellungen
spezieller Wechselwirkungen und teilweiser oder vollständiger Protein-Protein-Wechselwirkungs-Netzwerke
angewendet werden, um die erforderlichen Wechselwirkungen in der
wirkungsvollsten Weise automatisch zu berechnen und darzustellen.
Sowohl das Auffinden der Wege des Netzwerk, als auch die Berechnung
der optimalen Darstellung der aufgefundenen Wege, kann auf Algorithmen
basieren, die im Fachgebiet der mathematischen Graphentheorie wohlbekannt
sind. Zum Beispiel kann es sich um Algorithmen handeln, die ähnlich denjenigen
sind, die dazu verwendet wurden, andere biologische Verwandtschaftsbeziehungen
darzustellen, wie z. B. die genetische Nachkommenschaft und stammesgeschichtliche
Verwandtschaftsbeziehungen.
-
Eine
einmal errichtete Computer-Datenbank von Protein-Wechselwirkungen
besitzt viele nützliche
Anwendungen. Zum Beispiel kann sie dazu verwendet werden, die Existenz
neuer biologischer Wechselwirkungen oder Wege vorherzusagen, oder
Verbindungen zwischen biologischen Netzwerken zu bestimmen. Des Weiteren
können
mit diesem Verfahren die Funktion und die Lokalisierung bislang
unbekannter Proteine über die
Bestimmung ihrer Wechselwirkungspartner vorhergesagt werden. Sie
kann auch verwendet werden, um die Antwortreaktion einer Zelle auf
Veränderungen
der Expression bestimmter Mitglieder des Netzwerks vorherzusagen,
ohne ein molekularbiologisches, zellbiologisches oder ein Tier-Experiment
durchführen
zu müssen.
Schließlich
können
diese Daten dazu verwendet werden, Proteine oder Wechselwirkungen
zwischen Proteinen eines medizinisch relevanten Weges zu identifizieren,
die für
einen therapeutischen Eingriff, die Diagnose oder zur Behandlung
von Krankheiten geeignet sind.
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Beispiel 8: Die Vorselektion
von falsch-positiven Clonen und die automatisierte Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
aus Hefezellen, die ein Fusionsprotein exprimieren
-
8.1. Die genetische Vorselektion
falsch-positiver Clone
-
Es
wurden drei Hefestämme
mit dem Paarungstyp a unter Verwendung des Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989)
in L40ccu konstruiert, dies erfolgte durch Kotransformation mit
dem Plasmid pLUA, das das URA3-Auswertungssystem enthielt, und den
Plasmiden pBTM117c, beziehungsweise pBTM117c-SIM1 oder pBTM117c-HIP1.
Die Transformanten, die sowohl das pLUA-Plasmid als auch ein Plasmid
mit der DNA-Bindedomäne
enthielten, wurden auf SD-Trp-Ade-Medium selektiert. In ähnlicher
Weise wurden drei Hefestämme des
Paarungstyps a in L40ccuα konstruiert,
dies erfolgte durch Kotransformation mit pLUA und den Plasmiden pGAD427,
beziehungsweise pGAD427-ARNT oder pGAD427-LexA. Die Transformanten,
die sowohl das pLUA-Plasmid als auch jeweils eines der Plasmide
mit der Aktivierungsdomäne
enthielten, wurden auf SD-Leu-Ade-Medium selektiert. Die so erhaltenen
Hefestämme
sind in Tabelle 3 aufgelistet.
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Die
Hefestämme
x1a, x2a und x3a wurden auf die selektiven Medien SD-Trp-Ade, SD-Trp-Ade
mit 0,2% 5-FOA und SD-Trp-Ade-Ura Replika-plattiert, während die
Hefestämme
y1α, y2α und y3α auf die
selektiven Medien SD-Leu-Ade, SD-Leu-Ade mit 0,2% 5-FOA und SD-Leu-Ade-Ura
Replika-plattiert wurden. Die Tabelle 4 zeigt, dass die beiden Hefestämme x3a
und y3α,
die die Fusionsproteine LexA-HIP1, beziehungsweise GAL4ad-LexA exprimierten,
nicht in der Lage waren, auf den entsprechenden Medien zu wachsen,
die 5-FOA enthielten, jedoch in der Lage waren, auf den entsprechenden
Medien ohne Uracil zu wachsen. Im Gegensatz dazu konnten alle Hefestämme, die
Plasmide enthielten, die Fusionsproteine exprimierten, welche alleine
nicht in der Lage waren, das Auswertungssystem zu aktivieren, auf
den entsprechenden Medien wachsen, die 5-FOA enthielten, aber sie
konnten nicht auf den Selektionsmedien ohne Uracil wachsen. Dies
zeigt, dass es möglich
ist, durch eine Selektion auf einem 5-FOA enthaltendem Medium, Hefeclone
zu eliminieren, die einzelne Fusionsproteine exprimieren, die das
Auswertungssystem autoaktivieren. Somit eliminierte das URA3-Auswertungssystem
vor der Wechselwirkungspaarung erfolgreich Clone, die autoaktivierende
Fusionsproteine enthielten.
-
8.2. Die Erzeugung eines
regelmäßigen Gittermusters
genetisch vorselektierter Hefezellen, die ein Fusionsprotein exprimierten
-
Es
wurden zwei definierte Genbanken von Clonen erzeugt, die Fusionsproteine
exprimierten. Zuerst wurde der Hefestamm L40ccu mit dem Plasmid
pLUA transformiert, und eine so erhaltene, stabil transformierte Kolonie
wurde in Minimalmedium ohne Adenin angezogen. Die Zellen aus dieser
Kultur wurden kompetent gemacht und mit 3 μg eines vereinigten Gemisches
aus allen sechs pBTM117c-Konstrukten transformiert, die in Tabelle
2 gezeigt werden. Zweitens wurde der Hefestamm L40ccuα mit dem
Plasmid pLUA transformiert, und eine so erhaltene, stabil transformierte
Kolonie wurde in Minimalmedium ohne Adenin angezogen. Die Zellen aus
dieser Kultur wurden kompetent gemacht und mit 3 μg eines vereinigten
Gemisches aus allen sechs pGAD427-Konstrukten transformiert, die
in Tabelle 2 gezeigt werden. In allen Fällen erfolgte die Herstellung der
kompetenten Zellen und die Transformationen unter Verwendung des
Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989).
-
Die
beiden Transformationsgemische wurden 2 Stunden bei 30°C in 10 ml
YPD-Flüssigmedium
inkubiert, bevor sie auf große
24 × 24
cm-Agarschalen (Genetix, UK) plattiert wurden. Die Mata-Zellen,
die die pBTM117c-Fusions-Genbank enthielten, wurden auf Minimalmedium
ohne Tryptophan und Adenin aber mit 0,2% 5-FOA (SD-Trp-Ade+FOA)
plattiert, während
die Matα-Zellen,
die die pGAD427-Fusions-Genbank enthielten, auf Minimalmedium ohne
Leucin und Adenin aber mit 0,2% 5-FOA (SD-Leu-Ade+FOA) plattiert
wurden. Die Agarschalen wurden unter Verwendung eines Agar-Autoklaven
und einer Pumpe (Integra, Schweiz) gegossen, um Variationen in der
Färbung
und der Tiefe des Agars von Schale zu Schale zu minimieren. Nach dem
Ausplattieren wurden die Kolonien durch Inkubation der Schalen bei
30°C über 4 bis
7 Tage angezogen, was etwa 1500 Kolonien pro Schale ergab.
-
Die
Mata-Clone, die das Plasmid pBTM117c-HIP1 enthielten, und die Matα-Stämme, die
das Plasmid pGAD427-LexA enthielten, exprimierten die Fusionsproteine
LexA-HIP1, beziehungsweise GAL4ad-LexA. Es wurde gezeigt, dass diese
Fusionsproteine das URA3-Auswertungssystem
ohne irgendwelche andere mit ihnen in Wechselwirkung tretende Fusionsproteine
aktivierten. Daher sollten die Zellen, die diese Plasmide enthielten,
nicht in der Lage sein, auf Selektionsmedium mit 5-FOA zu wachsen.
Somit werden nur diejenigen Hefeclone, die ein einzelnes Fusionsprotein
exprimieren, das nicht in der Lage ist, das URA3-Reportergen zu aktivieren, Kolonien
bilden, die durch das modifizierte Roboter-System gepickt werden
können.
-
Unter
Verwendung des modifizierten Labor-Pick-Roboters wurden individuelle
Hefekolonien automatisch aus den Agarschalen in individuelle Vertiefungen
steriler Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen wie in Abschnitt
1.3.1. beschrieben gepickt, mit der Ausnahme, dass die Mata-Hefestämme in Mikrotiterplatten
gepickt wurden, die das Anzuchtmedium SD-Trp-Ade und 7% Glycerin
(Vol./Vol.) enthielten, während
die Matα-Hefestämme in Mikrotiterplatten
gepickt wurden, die das Anzuchtmedium SD-Leu-Ade und 7% Glycerin
(Vol./Vol.) enthielten. Die so erhaltenen Mikrotiterplatten wurden
4 Tage bei 30°C
inkubiert, wobei nach 36 Stunden eine Durchmischung der Zellen stattfand
(Abschnitt 3.1.). Nach der Inkubation wurde jede Platte Replika-plattiert, um
zwei weitere Kopien in markierten Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen
zu erzeugen, die mit dem flüssigen Anzuchtmedium
und 7% Glycerin, das für
jeden Hefestamm geeignet war, vorher gefüllt worden waren. Die Replika-Platten
wurden 4 Tage bei 30°C
inkubiert, wobei nach 36 Stunden wie vorstehend eine Durchmischung
der Zellen stattfand, anschließend
eingefroren und bei –70°C zusammen
mit den ursprünglich
gepickten Mikrotiterplatten der Genbanken der Zellen gelagert, die
Fusionsproteine exprimierten.
-
Es
ist klar, dass regelmäßige Gittermuster
einer solchen Wechselwirkungs-Genbank mit höherer Dichte leicht durch Fachleute
aus diesen Mikrotiterplatten der diploiden Hefezellen unter Verwendung
der Verfahren erzeugt werden können,
die in den Abschnitten 3.2., 3.3. und 3.4. dieser Erfindung offenbart
wurden.
-
8.3. Visuelle Unterscheidung
von falsch-positiven Clonen bei einem verbesserten Hefe-Zwei-Hybrid-System
-
Durch
die Transformation jedes der in Tabelle 2 beschriebenen pBTM117c-Plasmidkonstrukte
in L40ccu nach dem Verfahren von Schiestel & Gietz (1989) wurden sechs Hefestämme erzeugt.
Jeder Stamm wurde auf selektives Anzuchtmedium ohne Tryptophan plattiert,
das mit Kaliumphosphat auf den pH-Wert 7,0 gepuffert war und 2 μg/ml des β- Galactosidase-Substrats
X-Gal enthielt (SD-Trp/X-GAL). In ähnlicher Weise wurden durch
die Transformation jedes der in Tabelle 2 beschriebenen pGAD427-Plasmidkonstrukte
in L40ccuα sechs
weitere Stämme
konstruiert. Diese Stämme
wurde auf selektives Anzuchtmedium ohne Leucin plattiert, das mit
Kaliumphosphat auf den pH-Wert 7,0 gepuffert war und 2 μg/ml X-Gal
enthielt (SD-Leu/X-GAL). Nach 7 Tagen Inkubation bei 30°C wurden
die Stämme
auf Wachstum und Blaufärbung
hin untersucht, Tabelle 5 zeigt, dass, obwohl alle Hefestämme in der
Lage waren, auf den selektiven Medien zu wachsen, sich nur der L40ccu-Stamm,
der das Fusionsproteine LexA-HIP1 exprimierte, und der L40ccuα-Stamm, der das Fusionsprotein
GAL4ad-LexA exprimierte, blau färbten.
Im Gegensatz dazu, konnten alle anderen Hefestämme, die Plasmide enthielten,
welche Fusionsproteine exprimierten, die nicht in der Lage waren,
alleine das Auswertungssystem zu aktivieren, auf den Selektionsmedien
wachsen, färbten
sich aber nicht blau. Es wurde herausgefunden, dass für die hier
beschriebenen Fusionsproteine, die durch Auto-Aktivierung des β-Galactosidase-Auswertungssystems
erzeugte Blaufärbung
sich schneller entwickelte als die Rosafärbung der anderen Clone, die
aufgrund der ade2-Mutation erfolgte. Die Blaufärbung kann sich jedoch bei
einigen Fusionsproteinen langsamer entwickeln als die Rosafärbung, die
die Verläßlichkeit
der visuellen Unterscheidung bei der Verwendung eines automatisierten
Systems mit einem Grauwertskala-Beobachtungssystem beeinflussen
kann. Daher werden Fachleute in der Lage sein, Farberkennungssysteme
oder Farbfilter einzubauen, oder einen Hefestamm zu konstruieren,
der keine Rosafärbung
entwickelt. Dies kann zum Beispiel durch die Verwendung eines Stammes
geschehen, der das ADE2-Wildtypgen oder die komplementäre ade3-Mutation
trägt.
-
8.4. Die Verwendung der
Automation zur visuellen Unterscheidung der falsch-positiven Hefeclone
und die Erzeugung eines regelmäßigen Gittermusters
an Zellen
-
Es
wurden zwei definierte Fusionsprotein-Genbanken erzeugt. Die in
Tabelle 2 gezeigten sechs pBTM117c-Konstrukte wurden vereinigt,
und 3 μg
des Gemisches wurden in den Hefestamm L40ccu kotransformiert. Die
so erhaltenen Transformanten wurden durch Plattierung des Gemisches
auf fünf
24 × 24
cm große
Agarschalen (Genetix, UK) selektiert, die Minimalmedium ohne Tryptophan
enthielten, das mit Kaliumphosphat auf den pH-Wert 7,0 gepuffert
war, sowie 2 μg/ml
X-Gal (SD-Trp/X-GAL). Zweitens wurden die in Tabelle 5 gezeigten
sechs pGAD427-Konstrukte vereinigt, und 3 μg des Gemisches wurden in den Hefestamm L40ccuα kotransformiert.
Die so erhaltenen Transformanten wurden durch Plattierung des Gemisches
auf fünf 24 × 24 cm
große
Agarschalen (Genetix, UK) selektiert, die Minimalmedium ohne Leucin
enthielten, das mit Kaliumphosphat auf den pH-Wert 7,0 gepuffert
war, sowie 2 μg/ml
X-Gal (SD-Leu/X-GAL). Diese Agarschalen wurden unter Verwendung
eines Agar-Autoklaven und einer Pumpe (Intergra, Schweiz) gegossen,
um Variationen in der Farbe und der Tiefe des Agars von Schale zu
Schale zu minimieren. Die Agarschalen wurden 7 Tage inkubiert, um
das Wachstum und die Blaufärbung
derjenigen Hefeclone zu ermöglichen,
bzw. sich entwickeln zu lassen, die in der Lage waren, das β-Galactosidase-Reportergen
zu aktivieren. In allen Fällen
erfolgte die Herstellung der kompetenten Zellen und die Transformation
unter Verwendung des Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989).
-
Unter
Verwendung des modifizierten Labor-Pick-Roboters wurden, wie in
Abschnitt 3.1. beschrieben, individuelle Hefekolonien automatisch
aus den Agarschalen in individuelle Vertiefungen einer sterilen
Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen gepickt, mit der Ausnahme,
dass die Mata-Hefestämme
in Mikrotiterplatten gepickt wurden, die das Anzuchtmedium SD-Trp und 7% (Vol./Vol.)
Glycerin enthielten, wehrend die Matα-Hefestämme in Mikrotiterplatten gepickt
wurden, die das Anzuchtmedium SD-Leu und 7% (Vol./Vol.) Glycerin
enthielten.
-
Die
automatisierte visuelle Unterscheidung erfolgte unter Verwendung
der Blau/Weiß-Sortierungsparameter,
die in Abschnitt 3.1. beschrieben wurden. Der Roboter wurde programmiert,
nur die weißen
Kolonien in Mikrotiterplatten zu picken, und alle Kolonien zu ignorieren,
die sich durch die Aktivierung des β-Galactosidase-Reportergens
blau gefärbt
hatten. 20 zeigt die
automatisierte visuelle Unterscheidung falsch-positiver Clone unter
Verwendung des modifizierten Pick-Systems, das vorstehend beschrieben
wurde. Die so erhaltenen Mikrotiterplatten wurden 4 Tage bei 30°C inkubiert,
wobei nach 36 Stunden eine Durchmischung der Zellen stattfand (Abschnitt
3.1.). Nach der Inkubation wurde jede Platte in markierte Mikrotiterplatten
mit 384 Vertiefungen Replika-plattiert, die vorher mit dem für jeden
Hefestamm geeigneten Flüssigmedium
mit 7% Glycerin gefüllt
worden waren, um zwei zusätzliche
Kopien zu erzeugen. Die Replika-Platten wurden 4 Tage bei 30°C inkubiert,
wobei nach 36 Stunden wie vorstehend beschrieben eine Durchmischung
der Zellen durchgeführt
wurde, anschließend
wurden sie eingefroren und bei –70°C zusammen
mit den ursprünglich
gepickten Mikrotiterplatten der Genbanken der Zellen gelagert, die
Fusionsproteine exprimierten.
-
Es
ist klar, dass regelmäßige Gittermuster
mit höherer
Dichte einer solchen Wechselwirkungs-Genbank durch Fachleute aus
diesen Mikrotiterplatten mit diploiden Hefezellen unter Befolgung
der Verfahren leicht erzeugt werden können, die in den Abschnitten
3.2., 3.3. und 3.4. der Erfindung offenbart wurden.
-
Es
sollten nur diejenigen Kolonien, die das Fusionsprotein LexA-HIP1
oder das Fusionsprotein GAL4ad-LexA exprimierten, in der Lage sein,
das LacZ-Gen zu aktivieren und sich daher bei der Anzucht auf Selektionsmedium
blau färben.
Deshalb wurde von blauen Kolonien der Mata-Genbank erwartet, dass
sie das pBTM117c-HIP1-Konstrukt trugen, während von weißen Kolonien
erwartet wurde, dass sie die anderen pBTM117c-Plasmidkonstrukte enthielten. Ebenso
wurde von blauen Kolonien der Matα-Genbank
erwartet, dass sie das pGAD427-LexA-Konstrukt trugen, während von
weißen
Kolonien erwartet wurde, dass sie die anderen pGAD427-Plasmidkonstrukte
enthielten. Um diese Hypothese zu beweisen, wurden 10 weiße und 10 blaue
Kolonien aus einer bereits gepickten Agarschale der Mata-Genbank,
sowie 20 Kolonien aus einer Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen,
die von dieser Platte automatisch gepickt worden waren, zufällig ausgewählt. Alle
40 Kolonien wurden per Hand in individuelle 1 ml-Flüssigkulturen
mit SD-Trp-Medium angeimpft, und die Kulturen wurden 3 Tage bei
30°C angezogen.
Das inserierte Fragment, das jeder Clon trug, wurde durch direkte
PCR Amplifikation der pBTM117c-Insertionen aus den Hefekulturen
und durch DNA-Sequenzierung nach Standardverfahren kontrolliert.
Alle 10 Hefekolonien, die das Auswertungssystem aktiviert und sich
blau gefärbt
hatten, trugen das 1,2 kb große
HIP1-Fragment, während
die weißen
Kolonien die 1,6 kb große
HD1.6- oder die 1,1 kb große
SIM-Insertion trugen oder mit dem nicht rekombinierten Vektor kein
Amplifikations(produkt) ergaben. Von den 20 Clonen, die aus der
Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen ausgewählt worden waren, die automatisch
visuell unterschieden worden waren, trug keiner das 1,2 kb große HIP1-Fragment.
Ein ähnliches
Experiment mit Clonen, die manuell ausgewählt und automatisch aus der
Mata-Genbank gepickt worden waren, bestätigte, dass die blauen Kolonien
die LexA-Insertion des pGAD427-LexA-Konstrukts enthielten, und dass
keine automatisch gepickten Kolonien diese Insertion trugen. Von
dem pBTM117c-HIP1-Plasmid, das das LexA-HIP1-Fusionsprotein codierte,
und dem pGAD427-LexA-Plasmid,
das das GAL4ad-LexA-Fusionsprotein codierte, war bekannt, dass sie
das Auswertungssystem ohne ein Partnerprotein autoaktivieren können. Somit
hatte die automatische visuelle Unterscheidung diese falsch-positiven
Clone vorselektiert und automatisch ein regelmäßiges Gittermuster an Hefeclonen
erzeugt, die ein einzelnes Fusionsprotein exprimierten, das nicht
in der Lage war, das Auswertungssystem zu aktivieren.
-
Beispiel 9: Automatisierte
Wechselwirkungspaarung zur Kombination genetischer Elemente in Hefezellen
-
9.1. Automatisierte Wechselwirkungspaarung
auf einem festen Träger
in einem regelmäßigen Muster
-
Die
Hefestämme,
die in Abschnitt 8.1. keine autoaktivierenden Fusionsproteine exprimierten,
wurden unter Verwendung eines automatisierten Ansatzes miteinander
gepaart. Jeder der Hefestämme
x1a, x2a, y1α und
y2α wurde
in jeder Vertiefung einer von vier Mikrotiterplatten angezogen,
die SD-Trp-Ade-Medium für
die Mata-Stämme
und SD-Leu-Ade-Medium
für die
Matα-Stämme enthielten.
Jede Platte wurde mit einem unverwechselbaren Strichcode unter Verwendung
eines Tüpfel-Roboters
markiert, wie durch Lehrach et al. (1997) beschrieben, und die Hefestämme x1a
und x2a wurden in einem definierten duplizierten 2 × 2 Muster
mit einem Tüpfelabstand
von 2 mm auf eine Hyband-N+-Membran
(Amersham) übertragen,
die vorher in YPD-Medium eingetaucht worden war. Der Tüpfel-Roboter übertrug
dann automatisch die Hefestämme
y1α und
y2α auf
die gleichen entsprechenden Tüpfelpositionen
auf jede Membran, die bereits die x1a- und x2a-Clone enthielt. Der Roboter sterilisierte
automatisch das Tüpfelwerkzeug,
wechselte die Mikrotiterplatten zwischen jeder Reihe übertragener
Clone und erzeugte eine Datei der Daten, in der das hergestellte
Tüpfelmuster
und der Strichcode, der automatisch von jeder Mikrotiterplatte abgelesen
worden war, aufgezeichnet wurden. Die betüpfelten Membranen wurden auf
YPD-Platten übertragen
und über
Nacht bei 34°C
inkubiert, um die Paarung und das Wachstum stattfinden zu lassen.
Jede Membran wurde unter Verwendung des Verfahrens von Breeden & Nasmyth (1985)
auf β-Gal-Aktivität hin untersucht
und anschließend über Nacht
an der Luft getrocknet. Unter Verwendung eines Standard-A3-Computerscanners
wurde ein digitales Bild jedes getrockneten Filters aufgenommen,
und das Bild wurde wie in Abschnitt 4.1. beschrieben weiter verarbeitet.
Das verarbeitete Bild wurde im Computer gespeichert, und die Identität der Clone,
die die β-Galactosidase
exprimierten, wurde unter Verwendung des in Abschnitt 4.1. beschriebenen
Bildanalysesystems bestimmt. 21 zeigt
die Ergebnisse einer automatisierten Wechselwirkungspaarung zwischen
den Stämmen
x1a & y1α und x2a & y2α. Beide so
erhaltenen diploiden Stämme
wuchsen auf YPD-Medium,
jedoch nur der diploide Stamm, der aus der Wechselwirkungspaarung
zwischen x2a & y2α stammte,
und der die Plasmide enthielt, die die miteinander wechselwirkenden
Fusionsproteine LexA-SIM1, beziehungsweise GAL4ad-ARNT codierten,
wies einen LacZ+-Phänotyp auf
und färbte
sich nach der Inkubation mit X-Gal blau. Für den diploiden Stamm, der
aus der Wechselwirkungspaarung zwischen den Stämmen x1a & y1α stammte, und der die Plasmide
enthielt, die die Proteine LexA und GAL4ad codierten, wurde keine β-Galactosidase-Aktivität beobachtet.
-
9.2. Automatisierte Wechselwirkungspaarung
auf Grundlage der Flüssigkultur
-
Es
wurden zwei definierte Genbanken von Clonen erzeugt, die Fusionsproteine
exprimierten. Zuerst wurde der Hefestamm L40ccu mit dem Plasmid
pLUA transformiert, und eine so erhaltene, stabil transformierte Kolonie
wurde in Minimalmedium ohne Adenin angezogen. Die Zellen aus dieser
Kultur wurden kompetent gemacht und mit 3 μg eines vereinigten Gemisches
aller sechs pBTM117c-Konstrukte transformiert, die in Tabelle 2
gezeigt werden. Zweitens wurde der Hefestamm L40ccuα mit dem
Plasmid pLUA transformiert, und eine so erhaltene, stabil transformierte
Kolonie wurde in Minimalmedium ahne Adenin angezogen. Die Zellen
aus dieser Kultur wurden kompetent gemacht und mit 3 μg eines vereinigten
Gemisches aller sechs pGAD427-Konstrukte transformiert, die in Tabelle
2 gezeigt werden In allen Fällen
erfolgte die Herstellung der kompetenten Zellen und die Transformation
unter Verwendung des Verfahrens von Schiestel & Gietz (1989).
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Die
Zellen in den beiden so erhaltenen Transformationsgemischen wurden
durch 2 Stunden Inkubation in YPD-Flüssigmedium bei 30°C erlaubt
sich zu erholen, bevor sie auf große 24 × 24 cm-Agarschalen (Genetix,
UK) ausplattiert wurden. Die Mata-Zellen, die die pBTM117c-Fusions-Genbank
enthielten, wurden auf Minimalmedium ohne Tryptophan und Adenin
aber mit 0,2% 5-FOA (SD-Trp-Ade+FOA) plattiert, während die Matα-Zellen,
die die pGAD427-Fusions-Genbank enthielten, auf Minimalmedium ohne
Leucin und Adenin aber mit 0,2% 5-FOA (SD-Leu-Ade+FOA) plattiert
wurden.
-
Die
Kolonien in den Agarschalen wurden durch 4 bis 7 Tage Inkubation
bei 30°C
angezogen. Um (die Zahn der falsch-positiven Kolonien zu minimieren,
die aus ruhenden Zellen entstehen können, wurden die Kolonien aus
den beiden Agarschalen unter Verwendung der Standard-Replika-Plattierung
mit Samttuch auf neue Agarschalen Replikaplattiert, die die gleichen
entsprechenden Selektionsmedien wie die entsprechende Originalschale
enthielten. Dieses Replikaverfahren überführte nur die Zellen aus der
Spitze einer wachsenden Kolonie und verminderte somit die Übertragung
von ruhenden Zellen und damit die Anzahl falsch-positiver Clone
im Hefe-Zwei-Hybrid-System. Diese Replika-Agarschalen wurden 4 bis 7 Tage bei
30°C inkubiert,
um die Hefezellen anzuziehen.
-
Um
die Wechselwirkungspaarung in Flüssigmedium
durchzuführen,
wurden die so erhaltenen Mata- und Matα-Kolonien von den beiden Replika-Schalen
durch Abwaschen mit jeweils 20 ml flüssigem Minimalmedium getrennt
gesammelt. Diese beiden Gemische aus Hefeclonen wurden vorsichtig
resuspendiert, dann sedimentiert und mit sterilem, destilliertem
Wasser gewaschen, bevor sie in 100 ml YPD-Medium inkubiert wurden,
um sicherzustellen, dass die Zellen in beiden Gemischen paarungskompetent
waren. Die beiden Populationen der paarungskompetenten Zellen wurden
in 500 ml flüssigem
YPD-Medium vereinigt, das in einer 10-Liter-Flasche mit flachem
Boden enthalten war, und bei 30°C
unter sehr sanftem Schütteln
(< 60 UpM) über Nacht
inkubiert, um die Wechselwirkungspaarung stattfinden zu lassen.
Das so erhaltene Gemisch aus diploiden Zellen wurde 5 Min. durch
eine sanfte Zentrifugation bei 3.000 UpM sedimentiert, zweimal mit
50 ml sterilem destilliertem Wasser gewaschen, und anschließend wurden
10 ml der so erhaltenen Zellsuspension auf jeweils eine von fünf 24 × 24 cm
großen
Agarschalen ausplattiert, die 300 ml Minimalmedium ohne Leucin, Tryptophan,
Adenin, Histidin und Uracil enthielten (SD-Leu-Trp-Ade-His-Ura).
Die Agarschalen wurden unter Verwendung eines Agar-Autoklaven und
einer Pumpe (Integra, Schweiz) gegossen, um Variationen in der Farbe
und der Tiefe des Agars von Schale zu Schale zu minimieren. Nach
dem Plattieren wurden die Kolonien 4 bis 7 Tage durch Inkubation
der Schalen bei 30°C
angezogen.
-
Nach
der Inkubation wurden die so erhaltenen Hefezellen, die miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimierten, unter Verwendung unseres
modifizierten Picksystems, wie in Abschnitt 3.1. beschrieben, automatisch
gepickt, mit der Ausnahme, dass die gepickten Kolonien in Mikrotiterplatten
angeimpft wurden, die das flüssige
Selektionsmedium SD-Leu-Trp-Ade/7% Glycerin enthielten. Die Wechselwirkungs-Genbank, die die
diploiden Hefezellen umfaßte,
die in den Mikrotiterplatten enthalten waren, wurden durch Inkubation
bei 30°C
wie in Abschnitt 3.1. beschrieben angezogen. Es wurden zwei weitere
Kopien der Wechselwirkungs-Genbank in neuen Mikrotiterplatten angefertigt,
die SD-Leu-Trp-Ade/7% Glycerin-Anzuchtmedium enthielten, alle Platten
wurden individuell mit einem unverwechselbaren Strichcode markiert
und bei –70°C gelagert,
bis sie für
die weitere Analyse wie in Abschnitt 3.1. beschrieben benötigt wurden.
-
Es
ist klar, dass regelmäßige Gittermuster
einer solchen Wechselwirkungs-Genbank mit höherer Dichte leicht durch Fachleute
aus diesen Mikrotiterplatten mit diploiden Hefezellen unter Befolgung
der Verfahren erzeugt werden können,
die in den Abschnitten 3.2., 3.3. und 3.4. dieser Erfindung offenbart
wurden. Die Erzeugung regelmäßiger Gittermuster
mit hoher Dichte an diploiden Hefezellen kann unter Verwendung der
Verfahren durchgeführt
werden, die in vorangegangenen Abschnitten beschrieben wurden. Dieses
Anordnungen können
verwendet werden, um die Aktivität
eines Reportergens zu testen oder zur Erzeugung von Nucleinsäure-Anordnungen
für eine
Hybridisierung. Es können
Modifikationen des Selektionsmediums erforderlich sein, die die
Fachleute erkennen werden.
-
Beispiel 10: Die Anwendung
des verbesserten Hefe-Zwei-Hybrid-Systems auf ein prokaryontisches
Zwei-Hybrid-System
-
10.1. Stämme, Auswertungssysteme
und Vektoren
-
Es
wurden zwei E. coli-Stämme,
KS1-OR2HF+ und KS1-OR2HF–' erzeugt, die den
gegenselektierbaren Marker sacB unter der Kontrolle des placOR2-62-Promotors trugen, sowie das selektierbare
Tetracyclin-Gen unter der Kontrolle eines zweiten placOR2-62-Promotors. Beide
Stämme
besitzen das gegenselektierbare Reportergen sacB stabil das in das
E. coli-Chromosom inseriert, dies erfolgte durch Ausschalten („knock-out") des Arabinose-Operons, um durch
Arabinose kontrollierte, induzierbare Promotoren verwenden zu können. Das
selektierbare Tet-Reportergen wurde in das Chromosom durch knock-out
des Lactose-Operons
stabil inseriert, wodurch zusätzlich
ein lacY-gegenselektierbarer Marker verwendet werden kann. Der Stamm
KS1-OR2HF+ wurde durch Transformation des
Fertilität
verleihenden F'-Plasmids
in KS1-OR2HF– erzeugt.
KS1-OR2HF– wurde
durch ortsspezifisches Ausschalten und Insertion des sacB-Reportergen-Konstrukts
in das Arabinose-Operon des Stammes KS1-ORTet durch Transformation
mit dem Plasmid pKO3-araOrsacB
und anschließende
Selektion aus eine stabile Insertion unter Verwendung des Verfahrens
von Link et al. (1997) erzeugt. pKO3-araOrsacB wurde durch Ligierung
der glatten Enden eines 1,4 kb großen OrsacB-Fragments in mit
StuI verdautes pKO3-ARA hergestellt, um eine Insertion des OrsacB-Fragments
herzustellen, die von 2,5 kb und 1,0 kb des 3'-, beziehungsweise des 5'-Endes des E. coli-Arabinose-Operons flankiert
wurde. pKO3-ARA
enthält
das vollständige
E. coli-Arabinose-Operon, das über
PCR aus der genomischen DNA von E. coli unter Verwendung von mit Überhängen versehenen
Primern amplifiziert, mit SalI verdaut und in die SalI-Schnittstelle
von pKO3 unter Verwendung von Standardverfahren cloniert worden
war. Das OrsacB-Fragment wurde durch Ligierung des PCR-Fragments
des placOR2-62-Promotors mit dem Fragment des
sacB-Gens erzeugt. Das placOR2-62-Promotor-
und das sacB-PCR-Fragment wurden unter Verwendung von Standardverfahren
und Ankerprimern amplifiziert, die komplementäre Überhänge zwischen den beiden aufeinander
folgenden Fragmenten erzeugten, welche anschließend einander angelagert wurden,
um die chimäre
Sequenz (vergleiche zum Beispiel mit Current Protocols in Molecular
Biology, Hrsg. Ausubel et al., John Wiley & Sons, 1992) aus den Plasmiden KJ306-31
und pKO3 zu erzeugen. Das Derivat placOR2-62
des lac-Promotors, das im Plasmid KJ306-31 enthalten ist, wurde
durch Spaltung des Plasmids KJ306 mit HincII und der Insertion einer
31 Bp langen verbindenden Sequenz erhalten (Dove et al., 1997).
Der Stamm KS1-ORTet wurde durch ortsspezifisches Ausschalten und
Insertion eines Tetracyclin-Reportergens unter Kontrolle des placOR2-62-Promotors in das Lactose-Operon des
Stammes KS1F– erzeugt,
sowie auch durch genomisches Ausschalten unter Verwendung des pKO3-Systems.
Das Tetracyclin-Gen wurde durch PCR aus dem Plasmid pACYC184 erhalten.
Es wurden Modifikationen des vorstehenden Ausschalt-Insertions-Verfahrens vorgenommen,
um ein geeignetes pKO3-Konstrukt herzustellen, um eine Ausschalt-Insertion
des chimären Tetracyclin-Reportergens
in das Lactose-Operon zu ermöglichen,
wie sie Fachleuten ebenso möglich
sein werden. Der E. coli-Stamm KS1F– wurde
aus KS1 (Dove et al.) durch Entfernung des F'-Plasmids unter der Verwendung von Standard-Kurierungsverfahren
konstruiert.
-
Die
beiden Vektoren pBAD18-αRNAP
und pBAD30-cI wurden konstruiert, um weitere genetische Eigenschaften
bereitzustellen, die dazu dienten, das Verfahren der Erfindung zu
ermöglichen
(22). Die Vektoren
basieren auf der pBAD-Vektorenreihe, die eine strenge induzierbare
Kontrolle der Expression clonierter Gene unter der Verwendung des
Promotors des Arabinase-Operons (Guzman et al., 1995, J. Bact. 177: 4141–4130) bereitstellen,
und in der gleichen E. coli-Zelle aufgrund kompatibler Replikationsursprünge aufrecht
erhalten werden können.
Das Plasmid pBAD18-αRNAP
exprimiert unter Kontrolle des Arabinose-Promotors Fusionsproteine
zwischen der α-aminoterminalen
Domäne
(NTD) der α-Untereinheit
der RNA-Polymerase und DNA-Fragmenten, die in die multiple Clonierungsstelle
cloniert wurden. Auf die Anwesenheit dieses Plasmids in Kanamycin-sensitiven Zellen,
kann durch Planierung auf Anzuchtmedium hin selektiert werden, das mit
Kanamycin ergänzt
wurde, oder auf seine Abwesenheit durch das gegenselektierbare rpsL-Allel, durch Planierung
auf mit Streptomycin ergänztem
Medium (Murphy et al., 1995). Das Plasmid pBAD30-cI exprimiert unter
der Kontrolle des Arabinose-Promotors Fusionsproteine zwischen dem λcI-Protein
und DNA-Fragmenten, die in die multiple Clonierungsstelle cloniert
wurden. Auf die Anwesenheit dieses Plasmids in Ampicillin-sensitiven
Zellen, kann durch Planierung auf Anzuchtmedium hin selektiert werden,
das mit Ampicillin ergänzt
wurde, oder auf seine Abwesenheit durch das gegenselektierbare lacY-Gen,
durch Plattierung auf mit 2 Nitrophenyl-β-D-thiogalactosid (tONPG) ergänztem Medium
(Murphy et al., 1995). Zusätzlich
ermöglicht
die 288 Bp lange oriT-Sequenz den unidirektionalen genetischen Austausch
des pBAD30-cI-Plasmids und seiner Derivate aus E. coli-Zellen, die
den F'-Fertilitätsfaktor
enthalten, hin zu F–-Stämmen, denen der Fertilitätsfaktor
fehlt.
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Das
Plasmid pBAD18-αRNAP
wurde durch Clonierung eines 0,7 kb großen DNA-Fragments, das die α-aminotermiale Domäne (NTD)
(Reste 1-248) der α-Untereinheit
der RNA-Polymerase (α-NTD)
codiert, in mit EcoRI verdautes pBAD18-CS konstruiert. Das 0,7 kb
große α-NTD-Fragment
wurde über
PCR aus dem Plasmid pHTf1α (Tang
et al., 1994, Genes Dev. 8: 3058–3067) isoliert. Das Plasmid
pBAD18-CS wurde durch eine ortsspezifische Insertion, die durch
PCR-Clonierng des 400 Bp großen
codierenden Bereichs und der Translations-Startstelle des rpsL-Allel
unterstützt
wurde, in pBAD18-Kan (Guzman et al., 1995) vor das Transkriptions-Terminationssignal
des Kanamycin-Gens erhalten, um die polycistronische Transkription
des gegenselektierbaren und des selektierbaren Markers zu ermöglichen.
Das rpsL-Allel wurde durch PCR-Amplifizierung aus dem Plasmid pNO1523
(Murphy et al., 1995) erhalten.
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Das
Plasmid pBAD30-cI wurde durch Clonierung eines 730 Bp langen DNA-Fragments, das das λcI-Protein
codiert, in mit EcoRI verdautes pBAD30-TCS konstruiert. Das 730
Bp große
Fragment, das das λcI-Protein
codiert, wurde über
PCR aus dem Plasmid pACλcI
(Dove et al., 1997) isoliert. Das Plasmid pBAD30-TCS wurde durch
eine ortsspezifische Insertion, die durch PCR-Clonierung des 1,3
kb großen
codierenden Bereichs und der Translations-Startstelle des lacY-Gens
in pBAD30-T vor das Transkriptions-Terminationssignal des Ampicillin-Gens
erhalten, um die polycistronische Transkription des gegenselektierbaren
und des selektierbaren Markers zu ermöglichen. Das lacY-Gen wurde über PCR-Amplifikation
aus dem Plasmid pCM10 (Murphy et al., 1995) erhalten. Das Plasmid
pBAD30-T wurde durch ortsspezifische Insertion einer 288 Bp langen
oriT-Sequenz hergestellt, die durch PCR zwischen dem intergenischen
Bereich von M13 und dem cat'-Locus von pBAD30
(Guzman et al., 1995) aus dem F'-Plasmid
erhalten worden war.
-
10.2. Nachweis und Identifizierung
miteinander wechselwirkender Proteine unter Verwendung eines im
Großmaßstab angelegten
und automatisierten prokaryontischen Zwei-Hybrid-Systems
-
· Die Erzeugung einer Genbank
von E. coli-Zellen, die Fusionsproteine exprimieren
-
Es
wurde ein Extrakt des pSport1-Plasmids verwendet, das die amplifizierte
cDNA-Genbank von Strongylocentrotus
purpuratus enthielt, die in Abschnitt 6.1. beschrieben wurde. Etwa
1 μg der
inserierten Fragmente der Genbank wurden aus der Plasmid-DNA durch
Verdau mit HindIII/SalI und einer nach Größen (1–1,5 kb) selektierenden Reinigung über ein
Agarosegel unter Verwendung von Standardverfahren isoliert.
-
Die
beiden Plasmide pBAD18-αRNAP
und pBAD30-cI wurden durch Verdau mit HindIII/SalI hergestellt.
Das Gemisch der inserierten Fragmente, das wie vorstehend isoliert
worden war, wurde in zwei gleich große Fraktionen aufgeteilt, und
300 ng wurden mit jeweils 50 ng der beiden hergestellten Plasmide
ligiert. Nach der Ligierung wurde das pBAD18-αRNAP-Reaktionsgemisch
in kompetente KS1-OR2HF–-E. coli-Zellen transformiert,
und pBAD30-cI wurde in kompetente KS1-OR2HF+-E.
coli-Zellen transformiert.
-
· Die genetische Vorselektion
falsch-positiver Clone und die automatisierte Erzeugung eines regelmäßigen Gittermusters
aus E. coli-Zellen, die ein Fusionsprotein exprimierten
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Die
beiden Transformationsgemische wurden auf große 24 × 24 cm-Agarschalen (Genetix,
UK) plattiert, die Selektionsmedien enthielten. Die F–-Zellen,
die die pBAD18-αRNAP-Fusionsgenbank
enthielten, wurden auf selektives LB-Medium plattiert, das mit Kanamycin
(50 μg/ml),
Arabinose (0,2% Gew./Vol.) und Saccharose (5% Gew./Vol.) ergänzt worden
war. Die F+-Zellen, die die pBAD30-cI-Fusions-Genbank
enthielten, wurden auf selektives LB-Medium plattiert, das mit Ampicillin
(100 μg/ml),
Arabinose (0,2%) und Saccharose (5%) ergänzt worden war. Die Agarschalen
wurden unter Verwendung eines Agar-Autoklaven und einer Pumpe (Integra,
Schweiz) gegossen, um Variationen in der Farbe und der Tiefe des
Agars von Schale zu Schale zu minimieren. Mach dem Ausplattieren
wurden die Kolonien durch Inkubation der Schalen bei 37°C über 18 bis
24 Stunden angezogen. Die E. coli-Zellen exprimierten die Fusionsproteine
unter der Kontrolle des Arabinose-Promotors, und diejenigen Zellen,
die ein einzelnes Fusionsprotein exprimierten, das in der Lage war, das
sacB-Reportergen zu autoaktivieren, waren nicht in der Lage zu wachsen,
da die Expression des sacB-Gens eine Empfindlichkeit gegenüber Saccharose
verleiht, die dem Anzuchtmedium in einer hohen Konzentration zugesetzt
worden war.
-
Das
automatisierte Picken der E. coli-Clone für die DNA-Analyse unter Verwendung
Sicht-kontrollierter Robotersysteme, wie z. B. in Lehrach et al.
(1997) beschrieben, ist im Fachgebiet wohlbekannt. Solche Systeme
sollten auch zu Analyse von E. coli-Zellen geeignet sein, die miteinander
wechselwirkende oder potenzielle miteinander wechselwirkende Fusionsproteine
exprimieren. Daher wurde ein Labor-Pick-Roboter verwendet, um individuelle
E. coli-Kolonien aus den selektiven Agarschalen in die individuellen
Vertiefungen einer sterilen Mikrotiterplatte mit 384 Vertiefungen
(Genetix, UK) automatisch zu picken, die steriles Flüssigmedium
enthielt. Die Zellen, die die pBAD18-αRNAP-Fusions-Genbank exprimierten, wurden in flüssiges LB-Selektionsmedium angeimpft,
das mit Kanamycin (50 μg/ml)
und 10% (Vol./Vol.) Glycerin ergänzt
worden war (LB+KAN/10% Gly), während
die Zellen, die die pBAD30-cI-Fusions-Genbank exprimierten, in LB-Selektionsmedium
angeimpft wurden, das mit Ampicillin (100 μg/ml) und 10% (Vol./Vol.) Glycerin
ergänzt
worden war (LB+Amp/10% Gly). Die so erhaltenen Mikrotiterplatten
wurden 18 bis 24 Stunden bei 37°C
inkubiert, und nach dem Wachstum der E. coli-Stämme in den Mikrotiterplatten
wurde jede Platte mit einer unverwechselbaren Nummer und einem Strichcode
markiert. Die Platten wurden ebenfalls Replika-plattiert, um zwei
weitere Kopien zu erzeugen, dies erfolgte unter Verwendung eines
sterilen Plastik-Replikators mit 384 Nadeln (Genetix, UK), der dazu
verwendet wurde, eine kleine Menge Zellmaterial aus jeder Vertiefung
in vormarkierte Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen zu übertragen,
die vorher mit dem für
jeden E. coli-Stamm geeigneten flüssigen Selektionsmedium gefüllt worden
waren, das 10% Glycerin enthielt. Die Replika-plattierten Platten
wurden 18 bis 24 Stunden bei 37°C
inkubiert, anschließend
markiert, dann eingefroren und bei –70°C zusammen mit den ursprünglich gepickten
Mikrotiterplatten der Genbanken der E. coli-Zellen gelagert, welche
die Fusionsproteine exprimierten.
-
Auf
diese Weise erzeugten wir unter Verwendung eines automatisierten
Roboter-Picksystems
ein regelmäßiges Gittermuster
an E. coli-Zellen, die Fusionsproteine exprimierten. Mikrotiterplatten
mit 384 Vertiefungen besitzen alle 4,5 mm eine Vertiefung in einer
Anordnung von 16 auf 24 Vertiefungen. Daher erzeugten wir für jede Mikrotiterplatte
mit 384 Vertiefungen automatisch ein regelmäßiges Gittermuster mit einer
Dichte von mehr als 4 Clonen pro Quadratzentimeter. Es ist klar,
dass regelmäßige Gittermuster
mit höherer
Dichte einer solchen Wechselwirkungs-Genbank leicht durch Fachleute
aus diesen Mikrotiterplatten der E. coli-Zellen unter Befolgung
der Verfahren erzeugt werden können,
die in den Abschnitten 3.2., 3.3. und 3.4. dieser Erfindung offenbart
werden. Zum Beispiel können
Dichten von mehr als 19 Clonen pro Quadratzentimeter durch Pipettieren
von Clonen mit einem Roboter in die Vertiefungen einer Mikrotiterplatte
mit 1536 Vertiefungen erhalten werden.
-
· Die visuelle Unterscheidung
falsch-positiver Clone und die automatische Erzeugung eines regelmäßigen Gittermusters
von E. coli-Zellen, die ein Fusionsprotein exprimieren
-
Um
zu zeigen, dass die visuelle Unterscheidung von Zellen, die einzelne
Fusionsproteine exprimieren, die das Auswertungssystem autoaktivieren,
auf ein prokaryontisches Zwei-Hybrid-System angewendet werden kann,
wurden die Genbanken der Fusionsproteine verwendet, die in Abschnitt
10.2.1. beschrieben wurden. Die beiden Transformationsgemische wurden
auf große
24 × 24
cm-Agarschalen (Genetix, UK) plattiert, die Selektionsmedien enthielten.
Die F–-Zellen,
die die pBAD18-αRNAP-Fusions-Genbank enthielten,
wurden auf selektives LB-Medium plattiert, das mit Kanamycin (50 μg/ml), Arabinose
(0,2%) und X-Gal (2 μg/ml)
ergänzt
worden war. Die F+-Zellen, die die pBAD18-cI-Fusions-Genbank
enthielten, wurden auf selektives LB-Medium plattiert, das mit Ampicillin
(100 μg/ml),
Arabinose (0,2%) und X-Gal (2 μg/ml)
ergänzt
worden war. Die Agarschalen wurden unter Verwendung eines Agar-Autoklaven
und einer Pumpe (Integra, Schweiz) gegossen, um Variationen in der
Farbe und der Tiefe des Agars von Schale zu Schale zu minimieren.
Nach dem Plattieren wurden die Kolonien 18 bis 24 Stunden bei 37°C angezogen,
um die Blaufärbung
der Kolonien sich entwickeln zu lassen. Die E. coli-Zellen exprimierten
die Fusionsprotein unter der Kontrolle des Arabinose-Promotors,
und diejenigen Zellen, die Fusionsproteine exprimierten, die in
der Lage waren, das lacZ-Reportergen zu autoaktivieren, färbten sich
durch die enzymatische Reaktion des X-Gal-Substrats blau, wie im
Fachgebiet wahlbekannt ist.
-
Unter
Verwendung eines automatisierten Pick-Systems wurden weiße E. coli-Zellen,
die einzelne Fusionsproteine exprimierten, die nicht in der Lage
waren, das Auswertungssystem zu aktiveren, automatisch von falsch-positiven
E. coli-Zellen visuell unterschieden, die sich blau gefärbt hatten,
und es wurden nur weiße E.
coli-Zellen in einem regelmäßigen Gittermuster
angeordnet. Es wurde ein Standard-Labor-Pickroboter (Lehrach et
al., 1997) verwendet, mit der Ausnahme, dass die Verbesserungen,
die die zuverlässige
Aussortierung der weißen
von den blauen Hefeclonen betrafen, wie in Abschnitt 3.1. beschrieben
wurde, ebenfalls dazu verwendet wurde, um zwischen weißen und
blauen E. coli-Kolonien
zu unterscheiden. Weiße
E. coli-Kolonien aus den beiden Reihen der Agarschalen, die wie
vorstehend beschrieben hergestellt worden waren, wurden automatisch
gepickt und in Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen und geeigneten
Selektionsmedien angeimpft, wie in Abschnitt 10.2. beschrieben.
Fachleute werden erkennen, dass regelmäßige Gittermuster dieser Clone
mit höherer
Dichte leicht hergestellt werden können.
-
· Die automatisierte Wechselwirkungs-Konjugation,
um genetische Elemente in E. coli-Zellen zu kombinieren
-
Den
Fachleuten ist offensichtlich, dass die automatisierte Wechselwirkungspaarung
auf einer festen Unterlage, wie sie für die Hefezellen in Abschnitt
9.1. beschrieben wurde, ebenfalls für E. coli-Zellen mit unterschiedlichen
Konjugationstypen geeignet ist, die durch die Verfahren der genetischen
Vorselektion oder der visuellen Unterscheidung, wie in dieser Erfindung
offenbart, selektiert wurden. In solchen Fällen sind geeignete Modifikationen
der selektiven Medien erforderlich. Fachleute sind jedoch in der
Lage, diese Modifikationen der Selektionsmedien unter Befolgung
der hierin vorgelegten Offenbarungen zu erkennen und vorzunehmen.
-
Um
einen automatisierten Ansatz zur Wechselwirkungs-Konjugation aufzuzeigen,
der auf der Flüssigkultur
basiert, wurden wie in Abschnitt 10.1. beschrieben zwei Genbanken
der Clone hergestellt, die Fusionsproteine exprimierten. Die F–-Zellen,
die die pBAD18-αRNAP-Fusions-Genbank enthielten,
wurden auf selektives LB-Medium ausplattiert, das mit Kanamycin
(50 μg/ml),
Arabinose (0,2%) und Saccharose (5%) ergänzt worden war. Die F+-Zellen,
die die pBAD18-cI-Fusions-Genbank enthielten, wurden auf selektives
LB-Medium ausplattiert, das mit Ampicillin (100 μg/ml), Arabinose (0,2%) und
Saccharose (5%) ergänzt
worden war.
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Um
die Wechselwirkungs-Konjugation in Flüssigkeit durchzuführen, wurden
die so erhaltenen F–- und F+-Kolonien
von den Agarplatten durch Abwaschen mit jeweils 20 ml flüssigem LB-Medium
getrennt gesammelt. Diese beiden Gemische der E. coli-Clone wurden
vorsichtig resuspendiert, dann sedimentiert und mit LB-Medium gewaschen.
Die beiden Zell-Populationen
wurden in 500 ml LB-Flüssigmedium
kombiniert und 6 Stunden bei 37°C
unter sanftem Schütteln
inkubiert, um die Wechselwirkungs-Konjugation ablaufen zu lassen. Das
so erhaltene Gemisch der E. coli-Zellen wurde 5 Min. durch sanfte
Zentrifugation bei 3.000 UpM sedimentiert, zweimal mit 50 ml flüssigem LB-Medium
gewaschen, und abschließend
wurden 10 ml der so erhaltenen Zellsuspension auf jeweils fünf 24 × 24 cm
große
Agarschalen plattiert, die 300 ml des festen LB-Selektionsmediums
enthielten, das mit Ampicillin (100 μg/ml), Kanamycin (50 μg/ml), Arabinose
(0,2%) und Tetracyclin (35 μg/ml)
ergänzt
worden war (LB+Amp+Kan+Tet+Ara). Die Agarschalen wurden unter Verwendung
eines Agar-Autoklaven und eine Pumpe (Integra, Schweiz) gegossen,
um Variationen in der Farbe und der Tiefe des Agars von Schale zu
Schale zu minimieren. Nach dem Plattieren wurden die Kolonien durch
Inkubation der Schalen bei 37°C über 18 bis
24 Stunden angezogen.
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Nach
der Inkubation wuchsen die so erhaltenen E. coli-Zellen, die miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimierten, auf der Oberfläche des
selektiven Agars, und sie wurden unter Verwendung eines Labar-Pick-Systems
wie in Abschnitt 10.2. beschrieben automatisch gepickt, mit der
Ausnahme, dass die gepickten Clone in Mikrotiterplatten angeimpft
wurden, die flüssiges
LB-Medium enthielten, das mit Ampicillin (100 μg/ml), Kanamycin (50 μg/ml) und
10% (Vol./Vol.) Glycerin ergänzt
worden war (LB+AMP+Kan/10% Gly). Die Wechselwirkungs-Genbank, die
die E. coli-Zellen umfaßte,
die in dem Mikrotiterplatten enthalten waren, wurde durch 18 bis
24 Stunden Inkubation bei 37°C
angezogen. Es wurden zwei weitere Kopien der Wechselwirkungs-Genbank
in neuen Mikrotiterplatten hergestellt, die LB+Amp+Kan/10% Gly-Anzuchtmedium
enthielten, alle Platten wurden mit einem unverwechselbaren Strichcode
markiert und bei –70°C gelagert,
bis sie für die
weitere Analyse benötigt
wurden, wie vorstehend beschrieben. Fachleute werden erkennen, dass
regelmäßige Gittermuster
mit einer höheren
Dichte dieser Clone leicht hergestellt werden können.
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· Die Erzeugung eines regelmäßigen Gittermusters
an Clonen aus einer Wechselwirkungs-Genbank auf ebenen Trägeren unter
Verwendung der Automatisierung
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Ein
Tüpfelroboter
mit hohem Durchsatzvolumen, wie z. B. ein solcher, der durch Lehrach
et al. (1997) beschrieben wurde, wurde dazu verwendet, poröse ebene
Träger
mit einem regelmäßigen Gittermuster
mit hoher Dichte von E. coli-Clonen aus der definierten Wechselwirkungs-Genbank
zu konstruieren, die in den Mikrotiterplatten mit 384 Vertiefungen
enthalten war, die vorstehend beschrieben wurde. Der Roboter registrierte die
Positionen individueller Clone in dem Gittermuster hoher Dichte
durch die Verwendung eines vordefinierten duplizierten Tüpfelmusters
und des Strichcodes der Mikrotiterplatte. Die individuell nummerierten
Membranlagen mit der Abmessung 222 × 222 mm (Hybond N+, Amersham,
UK) wurden vorher in LB-Medium eingetaucht, dann auf eine Lage 3
MM-Filterpapier
(Whatman, UK) gelegt, die ebenfalls vorher in LB-Medium eingetaucht
worden war, und dann in die Aufnahmeeinheit des Roboters gelegt.
Die Wechselwirkungs-Genbank wurde automatisch als Replika-Kopie
auf diesen Membranen unter Verwendung eines Tüpfel-Werkzeuges mit 384 Nadeln angeordnet,
das an dem Roboter befestigt war. Die Mikrotiterplatten aus der
ersten Kopie der Wechselwirkungs-Genbank wurden in einem „duplizierten
5 × 5"-Muster um einen
zentralen Markierungs-Tintenfleck herum auf 10 Nylon-Membranen Replika-getüpfelt, was
Positionen für über 27.000
Clonen entspricht, die in einer Dichte von über 100 Tüpfeln pro cm2 aufgetüpfelt wurden.
Der Roboter erzeugte eine Datei der Daten, in der das hergestellte
Tüpfelmuster
und der Strichcode, der automatisch von jeder Mikrotiterplatte abgelesen
worden war, aufgezeichnet wurde.
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Jede
Membran wurde vorsichtig auf etwa 340 ml festes Agarmedium in 24 × 24 cm
großen
Agarschalen gelegt. Sechs Membranen wurden auf LB+Amp+Kan-Tet-Agar überführt, der
0,2% Arabinose enthielt, und jeweils zwei der verbliebenen Membranen
wurden entweder auf LB-Agar gelegt, der mit Kanamycin (50 μg/ml), Arabinose
(0,2%) und tONPG (1 mM) ergänzt
worden war (LB+Kan+Ara+tONPG), oder auf LB-Agar gelegt, der mit
Ampicillin (100 μg/ml),
Arabinose (0,2%) und Streptomycin (mit einer zur Gegenselektion
geeigneten Konzentration) ergänzt
worden war (LB+Amp+Ara+Sm). Die E. coli-Kolonien wurden durch 18
bis 24 Stunden Inkubation bei 37°C
auf der Oberfläche
der Membranen angezogen.
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· Nachweis des Auswertungssystems
in einem regelmäßigen Gittermuster
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Zwei
Membranen aus jedem der Selektionsmedien wurden weiter verarbeitet,
um die Aktivität
der β-Galactosidase
unter Verwendung des Verfahrens von Breeden & Nasmyth (1985) nachzuweisen, und
es wurde ein digitales Bild aufgenommen und im Computer gelagert,
wie in Abschnitt 4.1. beschrieben. Unter Verwendung der Bildanalyse-
und Computer-Systeme, die in Abschnitt 4.1. beschrieben wurden,
wurden positive E. coli-Clone unter Berücksichtigung des Aktivierungszustandes
des β-Galactosidase-Auswertungssystems identifiziert,
nachdem die Clone auf den unterschiedlichen Selektionsmedien gewachsen
waren. Die positiven Clone wurden als diejenigen identifiziert,
die sich nach der Anzucht auf dem Selektionsmedium, das LB+Amp+Kan+Tet+Ara
enthielt, blau färbten,
aber nicht, wenn sie auf einem der Gegenselektionsmedien LB+Kan+Ara+tONPG
oder LB+Amp+Ara+Sm gewachsen waren.
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· Die Identifizierung individueller
Mitglieder der Wechselwirkung
-
Ein
positiver E. coli-Clon (als 15F09 identifziert), der miteinander
wechselwirkende Fusionsproteine exprimierte, und der durch die Computersysteme
wie vorstehend beschrieben nachgewiesen worden war, wurde einer
aufbewahrten, eingefroren Kopie der Wechselwirkungs-Genbank entnommen.
Beide Mitglieder, aus denen sich die Wechselwirkung zusammensetzte,
wurden über
eine spezifische PCR Amplifikation der inserierten Fragmente, die
in den Plasmiden pBAD-αRNAP
und pBAD30-cI enthalten waren, direkt aus der E. coli-Kultur unter
Verwendung Plasmid-spezifischer Primer wiedergewonnen. Beide Mitglieder
der Wechselwirkung wurden durch Standardverfahren sequenziert, und
die Information wie in Beispiel 7 beschrieben in eine Datenbank
eingetragen.
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Wie
in Abschnitt 4.1. beschrieben, können
Anordnungen an DNA mit hoher Dichte, die Wechselwirkungs-Genbanken
darstellen, oder Mitglieder, die eine Wechselwirkungs-Genbank umfassen,
durch die Übertragung
auf feste Träger über eine
Vielzahl an Mitteln hergestellt werden. Um die Anwendbarkeit der
DNA-Hybridisierung zur Identifizierung von E. coli-Clonen aufzuzeigen,
die Plasmide tragen, welche miteinander wechselwirkende Fusionsproteine
codieren, wurde eine Membran, die dem LB+Amp+Kan+Tet+Ara-Anzuchtmedium entnommen
wurden, weiter verarbeitet, um gemäß dem Verfahren von Hoheisel
et al. (1991) die DNA zu fixieren, die in den E. coli-Zellen enthalten
war, aus denen sich die Wechselwirkungs-Genbank zusammensetzte.
Das im pBAD-cI-Plasmid enthaltene inserierte Fragment des Clons
15F09 wurde durch das Verfahren von Feinberg & Vogelstein (1983) radioaktiv markiert
und als Hybridiserungssonde zur Durchmusterung der DNA-Anordnung verwendet,
und positive Signale wurden wie in Abschnitt 4.1. beschrieben identifiziert.
Es wurde ein Clon (22C11) als mit der Sonde hybridisierend identifiziert,
und durch Abfrage der in Abschnitt 4.1. beschriebenen Datenbank
wurde gezeigt, dass es sich um einen positiven Clon handelte. Auf
diese Weise können
die weiteren Schritte eines Protein-Protein-Wechselwirkungs-Weges unter
Berücksichtigung
der Aktivierung des Reportergens in Hybridisierungs-positiven Clonen
und der Wiedergewinnung der Plasmide, die die Mitglieder codieren,
welche die Wechselwirkungen bilden, durch Hybridisierung identifiziert
werden. Die Wiedergewinnung der Plasmide erlaubt weitere Untersuchungen,
wie z. B. die DNA-Sequenzierung, um die Mitglieder zu identifizieren,
oder die wiederholte Hybridisierung, um weitere Schritte des Protein-Protein-Wechselwirkungs-Weges
zu identifizieren und somit ein Protein-Protein-Wechselwirkungs-Netzwerk
wie in Abschnitt 6.6. beschrieben zu entwickeln.
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Beipiel 11: Die Anwendung
des verbesserten Zwei-Hybrid-Systems auf ein Säuger-Zwei-Hybrid-System
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11.1. Stämme, Auswertungssysteme
und Vektoren
-
Die
aus menschlichen embryonalen Nieren-Fibroblasten stammende Zelllinie
HEK 293 (oder einfacher 293-Zellen) ist für 2H-Studien in Säugern aufgrund
ihrer hohen Empfänglichkeit
für DNA
während
der Transfektion besonders geeignet (Graham, F. L. und Van der Eb,
A. J. (1973), Virol. 54: 536–539;
Graham, F. L., Smiley, J., Russel, W. C. und Nairn, R. (1977), J.
Gen. Virol. 36: 59–72).
Die Zelllinie ist von der ATCC erhältlich.
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Es
wurden die Plasmide mit den Namen pG5E1bEGFPneo, pG5E1bEGFPhyg oder
pG5E1bEGFPpur verwendet, die Säuger-Auswertungssysteme
tragen. Diese Plasmide enthalten das TATA-Element des adenoviralen
E1b-Gens und fünf
Tandem-Kopien des auf GAL4-reagierenden Elements (GAL4 responsive
element) UASG (5'-CGGAGTACTGTCCTGCG-3') (Sadowski, I.,
Ma., J., Treizenberg, S. und Ptashne, M. (1988), Nature 335: 559–560), das
direkt stromaufwärts
der codierenden Sequenz für
das verstärkte
Grün-Floureszierende-Protein
(EGFP; Yang, T. T., Cheng, L. und Kain, S. R. (1996), Nucl. Acids
Res. 24(22): 4592–4593)
positioniert ist. Diese Reporter-Plasmide werden durch den Ersatz
der für
die CAT codierenden Sequenz in pG5E1bCAT (Dang, C. V, Barrett, J.,
Villa-Garcia, M., Resar, L. M. S., Kato, G. J. und Fearon, E. R.
(1991), Mol. Cell. Biol. 11: 954–962) durch die EGFP codierende
Sequenz und dem Einbau entweder des Neomycin-, des Hygromycin- oder
des Puromycin-Resistenzmarkergens (neor,
hygr oder purr)
unter Verwendung von Standard-Subclonierungsverfahren erzeugt.
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Die
Plasmide pMneo1, 2, 3 oder pMhyg1, 2, 3, die aus pM1, 2, 3 (Sadowski,
I., Bell, B., Broad, P. und Hollis, M. (1992), Gene 118: 137–141) durch
Insertion der neor- oder des hygr-Markergens unter Verwendung von Standard-Subclonierungsverfahren
abgeleitet wurden, sind Reihen (1, 2, 3 entspricht den drei möglichen Leserastern)
verbesserter Gal4p-Fusionsvektoren,
die aus dem Plasmid pSG424 abgeleitet wurden, welches zur Expression
von Fusionsproteinen in Säugern
entworfen wurde, die die DNA-Bindedomäne des Hefe-Gal4-Proteins tragen (Sadowski, I. und
Ptashne, M. (1989), Nucl. Acids Res. 17: 7539). Dieser Vektor enthält einen
Polylinker, dem die codierende Sequenz für die Aminosäuren 1-147
des Gal4p vorangestellt ist. Daher kann durch Einbau von cDNA-Sequenzen
in den Polylinker-Bereich
der pSG424/pM-Vektoren ein Hybrid-Leseraster erzeugt werden, das
ein Gal4p- Fusionsprotein
codiert. Die Transkripte des Hybrid-Leserasten werden am frühen SV40-Promotor initiiert,
und ihre Prozessierung wird durch das Polyadenylierungssignal aus SV40
erleichtert. Alternativ werden die Hybrid-Leseraster in pLXSN oder
irgendeinen ähnlichen
retroviralen Vektor subcloniert, um die durch Verpackungszelllinien
unterstützte
Infektion der Zielzellen zu ermöglichen.
-
Die
Plasmide pVP-Nconeo und pVP Ncohyg wurden von dem Vektor pVP-Nco
abgeleitet (Tsan, J., Wang, Z., Jin., Y., Hwang. L., Bash, R. O.,
Baer, R.: The Yeast Two-Hybrid
System, 1. Ausgabe, Hrsg.: Bartel, P. L., Fields, S., New York,
Oxford University Press (1997), S. 217–232), dies erfolgte durch
den Einbau des neor- oder des hygr-Markergens unter Verwendung von Standard-Subclonierungsverfahren.
pVP-Neo wiederum ist eine verbesserte Version des Plasmids pNLVP16,
das zur Expression von Fusionsproteinen mit dem Herpes-simplex-Virus-Protein
VP16 für
Säugerzellen
konstruiert wurde (Dang, C. V, Barrett, J., Villa-Garcia, M., Resar,
L. M. S., Kato, G. J. und Fearon, E. R. (1991), Mol. Cell. Biol.
11: 954–962).
Der Polylinker-Sequenz ist eine künstliches Leseraster vorangestellt,
das die elf aminoterminalen Reste von Gal4p (MKLLSSIEQAC), das Kern-Lokalisierungs-Signal
des großen
T-Antigens von SV40 (PKKKRKVD) und die saure transaktivierende Domäne (Aminosäuren 411-456)
des VP16-Proteins umfaßt.
Alternativ werden die Gal4 (1-147) umfassenden Hybrid-Leseraster
und individuelle Sequenzen aus einer cDNA-Genbank in pLXSN oder
irgendeinen ähnlichen
retroviralen Vektor subcloniert, um die durch Verpackungszelllinien
unterstützte
Infektion der Zielzellen zu ermöglichen.
-
11.2. Nachweis und Identifizierung
miteinander wechselwirkender Proteine
-
Eine
Anzahl monoclonaler 293-Zelllinien, die das pG5E1bEGFPneo-, das
pG5E1bEGFPhyg- oder das pG5E1bEGFPpur-Auswertungssystem stabil enthalten,
werden durch das Verfahren der Calciumphosphat-Transfektion (Chen,
C. und Okayama, H. (1987), Mol. Cell. Biol. 7: 2745–2752), über Lipofektamin-Transfektion
oder irgendein anderes übliches
Transfektionsverfahren erzeugt, darauf erfolgt die Selektion mit
G418, beziehungsweise mit Hygromycin B (HygB) oder Puromycin enthaltendem
Medium. Anschließend
wird untersucht, welcher spezielle Clon sich besonders gut für das Verfahren
der Erfindung eignet (die Anzahl der Kopien des Auswertungssystems
und der/die Ort/e des Einbaus in ein/die Wirtschromosomen können die
Expressionsspiegel und die Induzierbarkeit des Reportergens beeinflussen).
-
Die
ausgewählte
293-G5E1bEGFPneo-, 293-G5E1bEGFPhyg- oder 293-G5E1bEGFPpur-Reporter-Zelllinie wird
als „modifizierter
Wirtszell-Stamm" dazu
verwendet, das Verfahren der Erfindung (Nachweis und Identifizierung
miteinander wechselwirkender Proteine) durchzuführen.
-
Zwei
Sammlungen, die alle drei Leseraster der beiden Vektorenreihen pMneo
oder pMhyg und pVP-Nconeo oder pVP-Ncohyg repräsentierten, wurden durch Verdau
mit NotI/SalI und Vereinigung von jeweils 1 μg der Vektoren pMneo/pMhyg 1,
2, 3, beziehungsweise pVP-Nconeo/pVP-Ncohyg 1, 2, 3 hergestellt. 300
ng eines cDNA-Insertionen-Gemisches,
das wie in Abschnitt 6.1. isoliert worden war, wurde in zwei gleiche Fraktionen
aufgeteilt und mit jeweils 50 ng jeder Sammlung der hergestellten
Vektorenreihen ligiert. Nach der Ligierung wurde jede Reaktion getrennt
in elektrokompetente E. coli-Zellen transformiert, und es wurden
rekombinierte Clone jeder Genbank auf fünf 24 × 24 cm großen Platten mit Ampicillin
selektiert. Durch Abwaschen der plattierten Zellen und anschließende QiaPrep-Plasmid-Extraktion
des Waschgemisches wurden wie vorstehend beschrieben etwa 500 μg der pVP-Nconeo/pVP-Ncohyg-
und 500 μg
der pMneo/pMhyg-Genbank aus den E. coli-Transformanten extrahiert.
16 μg jedes
Vektors wurden dazu verwendet, eine 10 cm-Platte mit 293-Zellen zu transfizieren.
-
11.3. Die Vorselektion
falsch-positiver Clone durch visuelle Unterscheidung
-
Die
pMneo1, 2, 3- oder die pMhyg1, 2, 3-Plasmide, die die mit der Gal4-DNA-Bindedomäne fusionierte cDNA-Genbank
enthielten, wurden in die ausgewählte
293-Reporter-Zellline
transfiziert. Zur Infektion mit Retroviren werden konstruierte Verpackungs-Zelllinien mit den
entsprechenden retroviralen Vektoren transfiziert, und der die Viren
enthaltende Überstand
solcher Kulturen wird dann dazu verwendet, die Reporter-Zellinie
zu infizieren (gemäß Standardvorschriften;
z. B. Redemann, N., Holzmann, v. Rüden, T., Wagner, E. F., Schlessinger,
J. und Ullrich, A. (1992), Mol. Cell. Biol., 12: 491–498). Die
Transfektions- und die Infektionsvorschriften können durch die Einstellung
der Plasmidkonzentration zur Transfektion oder des Virus-Titers
während
der Infektion auf solche Weise optimiert werden, dass im Durchschnitt
nur jeweils ein Plasmid pro Zelle eingeführt wird. Die Antibiotika G418
oder HygB werden verwendet, um erfolgreich transfizierte/infizierte
Reporterzellen zu selektieren.
-
Zu
diesem Zeitpunkt ist es nötig,
diejenigen Zellen auszuschließen,
die als Folge davon, dass sie nur ein DNA-Bindedomäne-Fusionsprotein
exprimieren, eine Aktivierung des Auswertungssystems zeigen (in
diesem Fall wird das Fusionsprotein als „Autoaktivator" bezeichnet), statt
dass sie die gleichzeitige Expression eines geeigneten (mit ihnen
in Wechselwirkung tretenden) Fusionsproteins mit der transaktivierenden
Domäne benötigen. Daher
wird die so erhaltene polyclonale Sammlung der stabil transfizierten/infizierten
Reporter-Zellen unter Verwendung des Auswertungssystems einer Vorselektions-Durchmusterung unterworfen,
um visuell Zellen zu unterscheiden, die autoaktivierende Fusionsproteine
exprimieren. Bei dem auf EGFP basierenden Auswertungssystem können Zellen,
die Autoaktivatoren exprimieren, durch Durchmusterung auf die Expression
von EGFP hin identifiziert werden, d. h. folglich auf die Fähigkeit
der entsprechenden Zellen, grünes
Fluoreszenz-Licht (507 nm) nach Anregung mit der geeigneten Anregungs-Wellenlänge (488
nm) abzustrahlen (Yang, T. T., Cheng, L. und Kain, S. R. (1996),
Nucl. Acids Res. 24(22): 4592–4593).
Die Überwachung
und die Aufzeichnung der Aktivierung des Auswertungssystems erfolgt
entweder über
das Auge unter Verwendung eines Fluoreszenz-Mikroskops oder durch ein automatisiertes
Nachweisgerät.
Die Zellen, die das GFP-Reportersystem
aktivierten, wurden visuell unterschieden und von anderen Zellen
aussortiert, die das Reportersystem nicht aktivieren, dies erfolgte
unter Verwendung eines Fluoreszenzunterstützten Zellsortierungs-Geräts (FACS).
Alternativ kann die Eliminierung falsch-positiver Zellen, die Autoaktivatoren
exprimieren, entweder manuell oder durch Entfernung/Abtötung von
Zellen mittels einer Saugpumpe oder eines Mikromanipulators erfolgen
oder durch ein mit einem Detektor verbundenen automatisierten System,
das Mikromanipulatoren oder eine Laser-Abtragungs-Vorrichtung benutzt.
-
Nach
dem Ausschluß der
Zellen, die autoaktivierende Fusionproteine exprimieren, wird die
verbleibende polyclonale Sammlung der 293-Reporterzellen, die DNA-bindende
Fusionsproteine exprimieren, dann einem zweiten Transfektions/Infektions-Schritt
unterzogen, wie vorstehend beschrieben wurde, dies erfolgt unter Verwendung
der pVP-Nconeo-
oder der pVP-Neohyg-Plasmide oder der entsprechenden retroviralen
Derivate, die die cDNA-Genbank enthalten, die mit der VP16-Transaktivator-Sequenz
fusioniert ist. Hiernach ist die Selektion erfolgreich transfizierter/infizierter
Zellen unter Verwendung der Antibiotika G418 oder HygB optional. Wenn
eine Selektion gewünscht
wird, muß sichergestellt
sein, dass der Resistenzmarker, der einen Teil des Auswertungssystems
darstellt, sich von den Markergenen in den Vektoren unterscheidet,
mit denen vorher transfiziert/infiziert wurde. Die Zugabe der Antibiotika,
die auf den zweiten Transfektions/Infektions-Vektor hin selektieren,
kann notwendig sein, wenn die anschließenden Durchmusterungsverfahren
und die Verfahren zur abschließenden
Selektion mehrere Tage zur Fertigstellung benötigen, um einen Verlust oder
eine Ausdünnung der
Plasmide bei Abwesenheit des Selektionsdrucks zu verhindern. Eine
vollständige
Selektion eliminiert auch Zellen, die nicht erfolgreich kotransfiziert
wurden (d. h. ein pVP-Nco-Plasmid nicht erhalten haben), obwohl
solche Zellen kein Hauptproblem darstellen (so lange die Transfektions/Infektions-Effizienz
hoch ist), da sie durch die Wechselwirkungs-Durchmusterung sowieso
nicht identifiziert werden würden.
Man sollte auch anmerken, dass je länger die Zellen bis zur Zelllyse
(und der molekularen Analyse der miteinander wechselwirkenden Proteine
und ihrer entsprechenden cDNA-Sequenzen) in Kultur gehalten werden,
es immer wahrscheinlicher wird, dass diejenigen cDNAs verloren gehen,
die für
mehr oder weniger toxische Fusionsproteine codieren.
-
11.4. Die automatisierte
Identifizierung von Zellen, die miteinander wechselwirkende Proteine
exprimieren
-
Die
so erhaltene polyclonale Sammlung doppelt transfizierter Reporterzellen
wird dann der visuellen Durchmusterung auf miteinander wechselwirkende
Proteine unterworfen, wie sie für
die visuelle Vorselektion beschrieben wurde. Grün fluoreszierende („positive") Zellen, die die
Expression der beiden miteinander wechselwirkenden Proteine anzeigt,
wurden automatisch aussortiert, dies erfolgte unter Verwendung eines FACS-Systems,
um die Zellen in einem regelmäßigen Gittermuster
in den Vertiefungen einer Mikrotiterplatte anzuordnen. Anschließend wurde
eine PCR der einzelnen Zellen und eine DNA-Sequenzierung durchgeführt, um
die Mitglieder zu identifizieren, aus denen sich die Wechselwirkungen
zusammensetzen. Alternativ können die
positiven Zellen auf einer Kulturschale in einer regelmäßigen Anordnung,
bzw. einem Gittermuster ausgesät
werden. Die Zellen können
auch jede für
sich in die kleinen Vertiefungen einer Schale mit mehreren Vertiefungen
gegeben werden und mit einem geeigneten, mit Wachstumsfaktor ergänzten, Medium
oder mit einem konditionierten Medium versorgt werden, um den Zellen
in Abwesenheit von anderen Zellen, Überleben und Wachstum zu ermöglichen.
-
11.5. Die doppelte Vorselektion
und die Zellfusion
-
Die
Vorschrift zur Kotransfektion, die vorstehend beschrieben wurde,
umfaßt
nur eine einzige Vorselektion (anstelle einer doppelten Vorselektion).
Sie enthält
nicht die Möglichkeit
einer Vorselektion falsch-positiver Clone, die durch die pVP-Nco-Plasmide
(die cDNA-Fusions-Genbank
mit der transaktivierenden Domäne)
entstehen. Obwohl die Zahl der falsch-positiven Clone mit den pVP-Nco-Plasmiden
gewöhnlich
viel geringer ist, als die mit den pM1, 2, 3-Vektoren (d. h. der
cDNA-Fusions-Genbank mit der DNA-Bindedomäne), kann es unter Umständen nötig sein,
eine doppelte Vorselektion vorzunehmen.
-
Zu
diesem Zweck werden zwei unterschiedliche polyclonale Sammlungen
stabiler Zelllinien, die entweder Mitglieder der pM- oder Mitglieder
der pVP-Nco-cDNA-Fusions-Genbank
exprimieren, durch Transfektion/Infektion der 293-Reporter-Zelllinie
erzeugt und mittels der entsprechenden (unterschiedlichen) Antibiotika (G418
und HygB) wie vorstehend beschrieben selektiert. Beide Sammlungen
der Zelllinien werden dann getrennt der Vorselektion und dem Ausschluß der falsch-positiven
Clone unterzogen, wie vorstehend in Einzelheiten beschrieben wurde.
-
Um
beide Fusionsvektoren und ihre entsprechenden exprimierten Fusionsproteine
in einer Zelle zu kombinieren, werden individuelle Zellen beider
Sammlungen der Zelllinien unter Verwendung von auf dem neuesten
Stand befindlichen Zellfusions-Vorschriften fusioniert, dies umfaßt die PEG-unterstützte Elektrofusion,
wie in Li, L.-H. und Hui, S. W. (1994), Biophys. J. 67: 2361–2366; Hui,
S. W., Stoicheva, N. und Zhao, Y.-L (1996), Biophys. J. 71: 1123–1130 und
in Stoicheva, N. und Hui, S. W. (1994), Membrane Biol. 140: 177–182 beschrieben.
Gewünscht
wird die Fusion zwischen einer Zelle aus jeder Sammlung. Zu diesem
Zweck wird, wie vorstehend beschrieben, eine Zelle aus jeder Sammlung
in eine Vertiefung einer Schale mit mehreren Vertiefungen planiert.
Nach der Zellfusion werden die kombinierten Zellen der visuellen
Auswahl unterzogen. Die Zellen werden in der gleichen Schale zur
visuellen oder zur automatisierten Durchmusterung belassen oder gesammelt
und über
FACS sortiert.
-
11.6. Die doppelte Vorselektion
und die Zellfusion unter Verwendung eines induzierbaren Expressionssystems
-
Ein
Nachteil der vorstehend beschriebenen doppelten Vorselektion besteht
darin, dass Proteine mit toxischen oder die Zellteilung hemmenden
Wirkungen, und ihre entsprechenden cDNAs im Verlauf des langwierigen
Selektionsvorgangs verloren gehen, der notwendig ist, um polyclonale
Sammlungen stabiler Zelllinien für
beide cDNA-Fusions-Genbank-Sequenzen
zu errichten. Um den Ausschluß der
cDNA-Sequenzen zu verhindern, die für toxische oder die Zellteilung
hemmende Proteine codieren, kann man die doppelte Vorselektions-Strategie
mit dem folgenden induzierbaren System verbinden.
-
Der
Wirtszell-Stamm ist eine 293-Zelllinie, die einen durch Tetracyclin(Tet)-kontrollierten Transaktivator
(tTA) exprimiert, der eine Fusion der Aminosäuren 1-207 des Tetracyclin-Repressors
(TetR) mit der C-terminalen Aktivierungsdomäne (130 Aminosäuren) des
VP16-Proteins des Herpes-Simplex-Virus darstellt. Die Zelllinie
wird als 293-Tet-Aus (293-Tet-Off) bezeichnet, da tTA in der Lage
ist, die Transkription eines durch die Tet-Operator-Sequenz (tetO) kontrollierten
Gens nur bei Abwesenheit von Tet zu aktivieren. Die umgekehrte Situation
besteht in der 293-Tet-Ein(293-Tet-On)-Zelllinie, die einen reversen
tTA ((r)tTA) stabil exprimiert, der die Anwesenheit von Tet erfordert,
um die Transkription der durch tetO regulierten Gene zu induzieren.
Sowohl die 293-Tet-Aus als auch die 293-Tet-Ein-Zelllinie ist resistent gegenüber G418
(neor). Diese Zelllinien sind über Clontech
Inc. erhältlich.
Die tTA-Plasmide, die dazu verwendet wurden, die 293-Tet-Aus und
die 293-Tet-Ein-Zelllinie
zu erzeugen, werden in Gossen, M. und Bujard, H. (1992), Proc. Natl.
Acad. Sci USA 89: 5547–5551
und in Gossen, M., Freundlieb, S., Bender, G., Müller, G., Hillen, W. und Bujard,
H. (1995), Science 268: 1766–1769
beschrieben.
-
Die
293-Tet-Ein oder -Aus-Zelllinie werden dann mit einem Auswertungssystem
(beschrieben in 11.1.) transfiziert, und es werden die Reporter-Zelllinien
293-Tet-Ein- oder Aus-pG5E1bEGFPhyg/pur durch Selektion mit G418
oder mit HygB erzeugt.
-
Die
Sequenzen der Gal4-DNA-Bindedomäne
und der SV40-Kern-Lokalisierungs-Signal/VP16-transaktivierenden
Domäne
(Einzelheiten und Referenzen wie in 11.1. beschrieben) werden aus
dem pM- und dem pVP-Nco-Plasmid erhalten und getrennt in den Polylinker
von pREV-TRE subcloniert, einem retroviralen Vektor (Clontech Inc.),
um pREV-TRE-Gal4
und pREV-TRE-VP16 zu erzeugen. pREV-TRE enthält das retrovirale erweiterte
Verpackungssignal Ψ+,
das die Herstellung infektiöser,
aber zur Replikation unfähiger
Viren in Verbindung mit einer Verpackungszelllinie wie z. B. PT67
erlaubt, gefolgt von einem hygr-Gen (Selektionsmarker) und
sieben Kopien von tetO, die an den minimalen Promotor des Cytomegalovirus
(CMV) direkt 5' des
Polylinkers fusioniert sind. Ψ+
und die Polylinker-Sequenzen
werden 5', beziehungsweise
3' von LTRs flankiert. pREV-TRE
ist von Clontech Inc. erhältlich.
Die cDNA-Genbanken werden in den Polylinker von pREV-TRE cloniert.
-
Die
vorstehend beschriebenen Reporter-Zelllinien werden getrennt mit
entweder aus pREV-TRE-Gal4 oder mit aus pREV-TRE-VP16 stammenden
retroviralen Partikeln infiziert. Eine polyclonale Sammlung neuer stabiler
Zelllinien wird in beiden Fällen
unter Verwendung des Resistenz-Selektions-Markergens hygr selektiert. Die vorübergehende (transiente) Expression
der Fusionsproteine von den pREV-TRE-Plasmiden muß durch
Entzug (Tet-Aus) oder durch Zugabe (Tet-Ein) von Tet induziert werden,
um die doppelte Vorselektion und den Ausschluß falsch-positiver Clone wie
vorstehend beschrieben zu ermöglichen.
-
11.7. Die Zellfusion und
die Selektion von Zellen, die miteinander wechselwirkende Proteine
exprimieren
-
Die
verbleibenden polyclonalen Sammlungen der Zelllinien werden dann
wie vorstehend beschrieben der Zellfusion unterworfen. Die Konzentration
an HygB im Anzuchtmedium wird erhöht, um einen möglichen Verlust
jedes Bestandteils des Paares der Fusionsprotein-cDNA-Sequenzen,
die in allen fusionierten Zellen vorliegen, zu minimieren. Zum Nachweis
positiver Clone, d. h. der Zellen, die ein Paar an miteinander wechselwirkenden
Proteinen exprimieren (wie in Einzelheiten vorstehend beschrieben),
muß die
Expression der Fusionsproteine durch Zugabe oder durch Entzug von
Tet induziert werden.
-
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-
Tabelle
1
Oligonucleotid-Adaptoren zur Konstruktion der neuen Hefe-Zwei-Hybrid-Vektoren
pBTM118 a, b und c sowie pGAD428 a, b und c
-
Tabelle
2
Zwei-Hybrid-Vektoren, die zur Expression von Fusionsproteinen
verwendet wurden
-
Tabelle
3
Hefestämme,
die zur Gegenselektion mit 5-FOA und der automatisierten Wechselwirkungs-Paarung verwendet
wurden
-
Tabelle
4
Identifizierung von Fusionsproteinen, die das URA3-Auswertungssystem
aktivierten
-
- SD-Trp-Ade: Selektionsmedium ohne Tryptophan und Adenin.
- SD-Trp-Ade+5-FOA: Selektionsmedium mit 0,2% 5-FOA.
- SD-Trp-Ade-Ura: Selektionsmedium ohne Tryptophan, Adenin und
Uracil.
-
-
- SD-Leu-Ade: Selektionsmedium ohne Leucin und Adenin.
- SD-Leu-Ade+5-FOA: Selektionsmedium mit 0,2% 5-FOA.
- SD-Leu-Ade-Ura: Selektionsmedium ohne Leucin, Adenin und Uracil.
-
Tabelle 5
-
Identifizierung von Fusionsproteinen,
die das LacZ-Auswertungssystem aktivierten
-
A.
L40ccu-Hefezellen, die mit den pBTM117c-Plasmidkonstrukten transformiert
worden waren und die ein Fusionsprotein exprimierten, das die LexA-DNA-Bindedomäne umfaßt, wurden
auf Minimalmedium ohne Tryptophan plattiert, das mit Kaliumphosphat
auf den pH-Wert
7,0 gepuffert war und 2 μg/ml
X-Gal enthielt (SD-Trp/X-Gal): Ergebnisse über den Zustand des Auswertungssystems
für verschiedene
autoaktivierende und nicht autoaktivierende Fusionsproteine.
-
-
Tabelle 5 – Fortsetzung
-
B.
L40ccuα-Hefezellen,
die mit den pGAD427-Plasmidkonstrukten transformiert worden waren
und die ein Fusionsprotein exprimierten, das die GAL4ad-Aktivierungsdomäne umfaßt, wurden
auf Minimalmedium ohne Leucin plattiert, das mit Kaliumphosphat
auf den pH-Wert 7,0 gepuffert war und 2 μg/ml X-Gal enthielt (SD-Leu/X-Gal):
Ergebnisse über
den Zustand des Auswertungssystems für verschiedene autoaktivierende und
nicht autoaktivierende Fusionsproteine.
-