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Diese Erfindung betrifft wässrige Dispersionen
von Gas oder Gasvorläufer
enthaltenden Vesikeln und Kontrastmittel zur Verwendung in der diagnostischen
Bilderzeugung, die aus diesen erhalten werden können.
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Die veröffentlichte internationale
Patentanmeldung Nr. WO 92/17212 offenbart Ultraschall-Kontrastmittel,
welche Gasmikrobläschen
oder einen Gasvorläufer,
eingekapselt durch nicht-proteinhaltige vernetzte oder polymerisierte
amphiphile Einheiten, umfasst. Die oberflächenaktiven Eigenschaften der amphiphilen
Materialien in solchen Kontrastmitteln stabilisieren die Gasmikrobläschen, zum
Beispiel durch Verringern der Oberflächenspannung an ihren Grenzflächen mit
einer umgebenden Flüssigkeit,
z. B. einer Trägerflüssigkeit
oder Körperflüssigkeit,
zum Beispiel durch Bilden von Monoschichten oder Mehrfachschichten,
z. B. eine oder mehrere Doppelschichten, an solchen Grenzflächen, während die chemische
Verknüpfung
der amphiphilen Materialien eine weitere Stabilität erzeugt.
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Die vorliegende Erfindung betrifft
Vesikeldispersionen und Kontrastmittel, die innerhalb der gesamten
Offenbarung der oben genannten WO 92/17212 liegen, die aber durch
diese nicht speziell beschrieben werden, und basiert auf der Erkenntnis, dass
solche Vesikeldispersionen und Kontrastmittel, bei welchen die amphiphilen
Einheiten bestimmte membranbildende Lipide umfassen, besonders vorteilhafte
Eigenschaften zeigen können.
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Wie im Fachgebiet der Tenside anerkannt
ist, können
membranbildende Lipide die Charakteristik haben, dass sie flüssig-kristalline
Doppelschichten in wässrigen
Medien bilden. Typischerweise ist ihre Molekülgeometrie eine solche, dass
die hydrophilen und hydrophoben Bereiche von vergleichbarer Größe sind.
Membranbildende Lipide schließen
auch amphiphile Materialien ein, die Monoschichten oder einzelne
Doppelschichten an den Gas-Wasser-Grenzflächen bilden (z. B. wie bei
Langmuir-Blodget-Filmen). Bevorzugte membranbildende Lipide schließen Lipide
ein, wie sie in biologischen Membranen anzutreffen sind, die durch
eine geringe Wasserlöslichkeit
und eine Tendenz in wässrigen
Lösungen,
beträchtlich
die Oberflächenspannung
zu verringern, z. B. auf nahezu null, charakterisiert sind; solche
Lipide bilden typischerweise gelförmige oder flüssig-kristalline
Doppelschichten in niedriger Konzentration in wässrigen Medien.
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Wir fanden nun heraus, dass Vesikeln,
bei welchen die amphiphilen Einheiten ein oder mehrere membranbildende
Dialkanoylphosphatidylserin-, Dialkanoylphosphatidylglycerol-, Dialkanoylphosphatidylethanolamin-
und/oder Dialkanoylphosphatidylinositollipide umfassen, überraschenderweise
eine hohe Stabilität
zeigen. Kontrastmittel, die durch Vernetzen oder Polymerisieren
zumindest eines Teils solcher membranbildenden Lipidvesikeln in
dem hydrophilen Bereich des/der Lipids/e erhalten werden, zeigen
eine deutliche Zunahme bei der Kontrastwirksamkeit bzw. -leistung,
wie sich zum Beispiel durch eine erhöhte Grauskala, Doppler- und/oder
zweite harmonische Wirksamkeiten, im Vergleich mit den Ultraschall-Kontrastmitteln,
die inbesondere in der WO 92/17212 offenbart sind, zeigt.
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Mithin wird gemäß einem Aspekt der Erfindung
eine wässrige
Dispersion von Vesikeln bereitgestellt, welche Gasmikrobläschen oder
einen Gasvorläufer,
stabilisiert durch nichtproteinhaltiges, amphiphiles Material, welches
ein oder mehrere membranbildende Lipide, gewählt aus Dialkanoylphosphatidylserinen,
Dialkanoylphosphatidylglycerolen, Dialkanoylphosphatidylethanolaminen
und Dialkanoylphosphatidylinositolen, umfasst.
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Die Erfindung stellt auch ein diagnostisches Kontrastmittel
bereit, welches eine Vesikeldispersion wie oben stehend definiert
umfasst, die injizierbar ist und bei welcher das/die membranbildende(n)
Lipid(e) in den hydrophilen Bereichen davon zumindest teilweise
vernetzt oder polymerisiert ist/sind.
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Aufgrund des hohen Grads der Stabilität, welcher
durch die oben stehend definierten membranbildenden Lipide verliehen
werden kann, kann es möglich
sein, andere Komponenten, z. B. Tenside oder Cotenside, in das stabilsierende
membranbildende Lipidmaterial einzubringen, selbst bis zu dem Maße, dass
das vernetzte oder polymerisierte membranbildende Lipid in Kontrastmitteln
der Erfindung eine Nebenkomponente des stabilisierenden, z. B. verkapselnden Materials,
repräsentiert,
unter Beibehaltung einer ausreichenden Produktstabilität. Es kann
in ähnlicher
Weise möglich
sein, einen geringen Grad der Vernetzung oder Polymerisation bei
den Kontrastmitteln gemäß der Erfindung
anzuwenden, um zum Beispiel die Flexibilität des Verkapselungsmaterials
zu verbessern, was wiederum die durch die Kontrastmittel vorgesehene
Bilddichte verbessert.
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Der Ausdruck "vernetzt" wird hierin verwendet, um eine chemische
Verknüpfung
von mindestens zwei membranbildenen Lipid-Molekülen zu bezeichnen, z. B. zur
Bildung einer polymeren Struktur, und schließt Systeme ein, die durch Umsetzung
mit so genannten Null-Vernetzungsmitteln
hergestellt werden. Die Ausdrücke "polymerisiert" und "polymere Struktur" schließen niedermolekulargewichtige Systeme,
wie Dimere und andere Oligomere, ein. Oligomere, die z. B. 2–20 Wiederholungseinheiten
enthalten, sind eine bevorzugte Kategorie von membranbildenden Lipiden
gemäß der Endung.
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Die membranbildenden Lipide, die
gemäß der Erfindung
nützlich
sind, sind Dialkanoylphosphatidylserine, wie Dipalmitoyl- und Distearoylphosphatidylserine
und entsprechende Dialkanoylphosphatidylglycerole, Dialkanoylphosphatidylethanolamine und
Dialkanoylphosphatidylinositole.
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Die Produkte der Erfindung können eine
Mischung von membranbildenden Lipiden umfassen, z. B. in einer Weise,
dass die membranbildenden Eigenschaften jenen der Einzelkomponenten überlegen
sind. Mischungen von membranbildenden Lipiden können zum Beispiel Mischungen
von Dialkanoylphosphatidylserin und Diacylphosphatidylcholin oder
von Dialkanoylphosphatidylserin und Diacylphosphatidinsäure einschließen. Andere
Komponenten solcher Mischungen können
Substanzen einschließen,
die Membraneigenschaften, wie die Stabilität, Dispergierbarkeit, Aggregationsneigung,
biologische Aktivität,
Flexibilität
oder Polarität,
modifizieren. Repräsentative
Additve schließen
Sterole, wie Cholesterol, Substanzen, die oberflächenmodifizierende Gruppen,
wie Polyethylenglykoleinheiten, und nicht-vernetzbare und nichtpolymerisierbare
Phospholipide ein. Alternativ kann das membranbildende Lipid einem
relativ geringen Grad der Vernetzung oder Polymerisation unterzogen
werden, so dass das verkapselnde Membranmaterial des Kontrastmittelprodukts
einen Anteil an nichtumgesetztem (z. B. monomerem) membranbildenden
Lipid einschließt.
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Es kann jedwedes biokompatible Gas
in den Vesikeldispersionen und Kontrastmitteln der Erfindung verwendet
werden, z. B. Luft, Stickstoff, Sauerstoff, Wasserstoff, Stickstoff(I)-oxid,
Kohlendioxid, Helium, Argon, Schwefelfluoride, wie Schwefelhexafluorid,
Dischwefeldecafluorid und Trifluormethylschwefelpentafluorid, niedermolekulargewichtige
(z. B. C1-6-), gegebenenfalls fluorierte
Kohlenwasserstoffe, wie Methan, Acetylen, Kohlentstofftetrafluorid
und andere Perfluoralkane, wie Perfluorpropan, Perfluorbutan und
Perfluorpentan, und Mischungen von beliebigen der Vorgenannten (z.
B. wie in der WO 95/03835 offenbart). Der Ausdruck "Gas", wie hierin verwendet,
schließt
jegliche Substanzen ein, darin eingeschlossen Mischungen in gasförmiger oder dampfförmiger Form
bei 37°C.
Im Allgemeinen kann das Gas frei sein innerhalb der Mikrobläschen oder kann
innerhalb einer diese beinhaltenden Substanz eingeschlossen sein
oder mit dieser mitgeführt
werden.
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Wo die stabilisierende Membran eine
geringe Durchlässigkeit
besitzt, z. B. als Folge davon, dass sie einen hohen Vernetzungs-
oder Polymerisationsgrad des membranbildenden Lipids besitzt, kann
es bevorzugt sein, ein Gas mit einer relativ hohen Löslichkeit
in Wasser und Körperflüssigkeiten
zu verwenden. Wo eine porösere
Membran, z. B. mit einem relativ geringen Vernetzungs- oder Polymerisationsgrad
von membranbildendem Lipid, verwendet wird, kann es bevorzugt sein,
ein Gas oder ein Gasgemisch mit einer geringen Wasserlöslichkeit
zu verwenden, das zum Beispiel Schwefelhexafluorid, Dischwefeldecafluorid,
ein Freon oder einen Fluorkohlenstoff, wie Perfluoretan, Perfluorpropan,
Perfluorpropylen, Perfluorbutan, Perfluorcyclobutan, Perfluorbut-2-en,
Perfluorbuta-1,3-dien, Perfluorbut-2-in oder Perfluorpentan umfasst.
Andere Gase mit einer geringen Wasserlöslichkeit sind in der EP-A-0
554 213 und der WO 93/05819 offenbart.
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Gasvorläufer schließen Carbonate und Bicarbonate
ein, z. B. Natrium- oder Ammoniumbicarbonat und Aminomalonatester.
Andere mögliche Gasvorläufer sind
in der WO 94/21302 offenbart. Der Ausdruck "Gasvorläufer", wie hierin verwendet, umfasst auch
Substanzen, wie flüchtige
Kohlenwasserstoffe, die anfänglich
verkapselt oder auf andere Weise stabilisiert sein können, aber
danach teilweise oder vollständig
entfernt werden, z. B. durch Verdampfung oder Gefriertrocknen, um
durch Gas ersetzt zu werden.
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Die Kontrastmittel der Erfindung
können
in einer Vielzahl an diagnostischen Bilderzeugungstechniken eingesetzt
werden, darin eingeschlossen die Ultraschall-, MR- und Röntgen strahlen-Bilderzeugung;
ihr Einsatz in der diagnostischen Ultraschall-Bilderzeugung und
in der MR-Bilderzeugung, z. B. als Suszeptibilitätskontrastmittel, machen bevorzugte
Merkmale der Erfindung aus.
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Für
Ultraschallanwendungen, wie die Echokardiographie, kann es, um einen
freien Durchgang durch das pulmonale System zu ermöglichen
und um eine Resonanz mit den bevorzugten Bildgebungsfrequenzen von
etwa 0,1–15
MHz zu erzielen, zweckmäßig sein,
stabilisierte Mikrobläschen
mit einer durchschnittlichen Größe von 0,1–10 μm, z. B.
1–7 μm, zu verwenden.
Wesentlich größere Bläschen, z. B.
mit durchschnittlichen Größen von
bis zu 500 μm, können jedoch
in anderen Anwendungen nützlich sein,
zum Beispiel der Magen-Darm-Bilderzeugung oder
bei Untersuchungen des Uterus oder der Eileiter.
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Die Kontrastmittel gemäß der Erfindung
können
durch jedes zweckmäßige Verfahren
hergestellt werden, zum Beispiel durch Bilden einer wässrigen Dispersion
von Vesikeln, welche Gas, einen Gasvorläufer oder eine flüchtige organische
Flüssigkeit,
die durch nicht-proteinhaltiges, amphiphiles Material stabilisiert
ist, welches ein oder mehrere membranbildende Lipide wie oben stehend
definiert umfasst, Vernetzen oder Polymerisieren zumindest eines
Teils des membranbildenden Lipids oder der Lipide in dem hydrophilen
Bereich davon vor, während
oder nach einer solchen Vesikelbildung und bei Bedarf durch Entfernen
des Gas- oder Flüssigkeitsgehalts
der Vesikeln und Einführen
eines gewünschten
Gasgehalts.
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Es wird anerkannt, dass in einem
solchen Verfahren jegliche flüchtige
organische Flüssigkeit, die
verwendet wird, erwünschtermaßen zumindest im
Wesentlichen mit Wasser unmischbar und möglicherweise auch ein Nicht-Lösungsmittel
für das membranbildende
Lipid sein sollte. Repräsentative Flüssigkeiten
können
zum Beispiel halogenierte Kohlenwasserstoffe, wie Freone, einschließen.
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Die Vesikelbildung kann beispielsweise durch
Bewegen einer wässrigen
Lösung
des membranbildenden Lipids bewirkt werden, welches auf Wunsch anfangs
zumindest in teilweise vernetzter oder polymerisierter Form vorliegen
kann, in Gegenwart eines geeigneten Gases, Gasvorläufers oder
einer organischen Flüssigkeit,
zum Beispiel durch Schütteln
oder Beschallen einer solchen Lösung
in einem geschlossenen Gefäß, das ebenfalls
ein solches Gas und/oder organische Flüssigkeit enthält, um so
Vesikel mit dem gewünschten
Größenbereich zu
bilden. Die wässrige
Lösung
wird vorzugsweise unter Verwendung von entgastem Wasser hergestellt und
kann auf Wunsch zusätzliche
Komponenten, wie ein Puffermittel, einen Visositätsverbesserer etc. enthalten.
Wenn ein Gas in dieser Stufe des Verfahrens verwendet wird, kann
dies vorteilhafter Weise Schwefelhexafluorid, ein Perfluoralkan,
wie Perfluorbutan, oder jedwedes andere Gas oder Gasgemisch mit
einer ähnlichen
geringen Wasserlöslichkeit
sein, um eine adäquate
Persistenz der Mikrobläschen während der
Zeit, die für
die Bildung der stabilisierenden membranbildenden Lipidvesikeln
und ihre Vernetzung oder Polymerisation benötigt wird, sicherzustellen.
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Andere Vesikelbildungstechniken,
die angewandt werden können,
schließen
die mechanische Homogenisierung, z. B. den Einsatz einer Rotor-Stator-
oder Kolloid-Mühle;
die Mikrofluidation, in welcher Strömungsstrahlen der zwei Phasen
kollidieren unter Bildung einer Emulsion; die Extrusion, bei welcher
z. B. ein Zweiphasenstrom, welcher große Gasbläschen umfasst, durch Öffnungen,
wie eine Düse oder
die Poren eines Filters (welcher vorzugsweise nur eine einzige Größe aufweist)
geleitet wird, um eine Emulsion zu erzeugen, die kleinere Bläschen umfasst;
und die Gasinjektion, in welcher z. B. das Gas durch Öffnungen,
wie eine Düse
oder eine mikroporöse
Glasplatte, in die Flüssigkeit
injiziert wird.
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Die Membranlipide können dann,
sofern erforderlich, mit einem geeigneten Vernetzungsmittel oder
einem die Polymerisation aktivierenden Reagens, das mit in den hydrophilen
Bereichen mindestens eines membranbildenden Lipids vorliegenden funktionellen
Gruppen reagiert oder deren Umsetzung unterstützt. Es wird anerkannt, dass
die Reaktionsparameter, wie die Reagensmengen, die Reaktionszeit,
die Temperatur und der pH-Wert, die Rührgeschwindigkeit, das Vorhandensein
und die Natur jeglicher Katalysatoren etc. je nach Bedarf eingestellt werden
können,
um einen gewünschten
Grad der Vernetzung oder Polymerisation zu erhalten. Der Grad der
Vernetzung kann auf Wunsch durch die Verwendung z. B. von trifunktionellen
oder anderen polyfunktionellen Vernetzungsmitteln erhöht werden.
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Die genaue Natur des Vernetzungsmittels oder
des die Polymerisation aktivierenden Reagens hängt eindeutig von der Natur
des membranbildenden Lipids, insbesondere von der Natur der darin
vorliegenden reaktiven funktionellen Gruppierungen ab. Als Beispiel
können
die freien Aminogruppen eines Diallcanoylphosphatidylserins oder
eines Dialkanoylphosphatidylethanolamins mit Dialdehyden, wie Glutaraldehyd,
umgesetzt werden. Die freien Amino- und Carbo xylgruppen eines Dialkanoylphosphatidylserins
können
polymerisiert werden unter Bildung von Amidpolymeren durch Umsetzung
mit einem Carboxylgruppenaktivator, wie Carbodiimid, vorteilhafter
Weise einem wasserlöslichen
Carbodiimid, wie N-Ethyl-N'-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimidhydrochlorid – solche
Verbindungen können
auch als Null-Vernetzungsmittel angesehen werden. Es ist auch möglich, zwei
oder mehr Lipide, die jeweils geeignete funktionelle Gruppen enthalten,
zu kondensieren. Vernetzungsmittel, die verwendet werden können, enthalten
allgemein mindestens zwei reaktive funktionelle Gruppierungen und
schließen
beispielsweise gem-Dihalogenide, Phosphorsäure und Sulfonsäure ein.
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Es wird anerkannt, dass die an sich
hohe Stabilität
der durch membranbildende Lipide stabilisierten Vesikeln der Erfindung
vorteilhaft ist bei der Aufrechterhaltung der vesikulären Struktur
im Verlauf solcher Vernetzungs- und Polymerisationsreaktionen. Die überraschend
hohe Stabilität
der Vesikeln erlaubt es, diese zu waschen oder auf andere Weise zu
reinigen, und diese können über beträchtliche Zeiträume aufbewahrt
werden, bevor sie einer Vernetzung oder Polymerisation unterzogen
werden. Die Prozessierungszeiten sind daher nicht kritisch, und das
Verfahren kann auf Wunsch unterbrochen werden.
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Nachdem der gewünschte Grad der Vernetzung
oder Polymerisation eingetreten ist, können restliches) Reagens(zien)
gequencht oder entfernt werden, zum Beispiel durch Entfernen der
wässrigen Reaktionsmischung,
z. B. mit Hilfe der Schwerkraftabscheidung oder Zentrifugieren.
Die vernetzten oder polymerisierten Vesikeln können auf Wunsch z. B. 2–5 Mal gewaschen
werden; das Waschwasser kann auf Wunsch Additive enthalten, wie
Osmoregulatoren, Puffermittel, Cryoschutzmittel etc. Solche Waschschritte
können
die Größenverteilungscharakteristika
des Produkts durch Entfernung von Mikrobläschen mit Untergröße (die
eine minimale echogene Wirkung haben) und von nicht mit Gas gefüllten Teilchen
verbessern.
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Falls die Herstellung eines trockenen
Kontrastmittelprodukts gewünscht
wird, kann die gewaschene Vesikeldispersion getrocknet werden und eingekapseltes
gasförmiges
oder flüssiges
Kernmaterial kann entfernt werden, z. B. durch Lyophilisierung,
unter Erhalt eines trockenen Pulvers, welches hohle, dünnwandige
Kapseln umfasst, die unbegrenzt gelagert werden können, z.
B. unter einer Atmosphäre
eines Gases oder eines Gasgemisches, das erwünschtermaßen in dem Produkt eingeschlossen
werden soll. Das Produkt kann im Wesentlichen neu gebildet wer den,
beispielsweise in sterilem, pyrogenfreiem Wasser für die Injizierung,
um eine injizierbare Kontrastmittelformulierung zu ergeben.
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Das Produkt kann auf Wunsch vor oder
nach einem solchen Trocknungsschritt wärmesterilisiert werden.
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Die folgenden nicht-einschränkenden
Beispiele dienen der Erläuterung
der Erfindung.
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BEISPIELE 1–8
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ALLGEMEINE
VERFAHRENSWEISE
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1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) wurde in einer Lösung
von 50 mg Propylenglykol/Glycerol(3 : 10) in 1 ml Wasser zu einer
Endkonzentration von 5 mg Phospholipid/ml Lösung gelöst. 0,8-ml-Portionen dieser
Stammlösung wurden
in 2-ml-Phiolen mit Schraubverschlüssen übertragen, woraufhin der Headspace
mit Perfluorbutangas gespült
wurde. Die Phiolen wurden kräftig 45
Sekunden lang geschüttelt
und zu einem Tischroller für
ungefähr
30 Minuten übertragen.
Stammlösungen
von Vernetzungsmitteln/die Polymerisation aktivierenden Mitteln
wurden durch Lösen
des Reagens in Wasser auf eine Konzentration hergestellt, wo 0,1 ml
Lösung
1 Äquivalent
Glutaraldehyd oder 2 Äquivalente
N-Ethyl-N'-(3-dimethylaminopropyl)carbodümidhydrochlorid
(EDC) enthielten. Die Reagenslösung
wurde mittels einer Pipettenspitze dem Bodenteil jeder Phiole in
einer einzigen Anwendung zugegeben, woraufhin der Headspace mit
Perfluorbutangas gespült
wurde, und die Phiole wurde zu dem Tischroller übertragen und ungefähr 3 Stunden
lang gerollt. Die Phiolen wurden 5 Minuten lang bei 2000 U/min bei
20°C zentrifugiert,
woraufhin der Überstand über dem
Bodenteil der Phiole durch eine Spritze entnommen wurde und durch
ein äquivalentes
Volumen an entgastem Wasser substituiert wurde. Der Headspace wurde
mit Perfluorbutangas gespült,
und das Rollen wurde fortgesetzt, bis eine homogene Dispersion erhalten
wurde. Diese Waschprozedur wurde zweimal wiederholt.
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Beispiel 1
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
Glutaraldehydlösung
umgesetzt. Das Produkt wurde durch eine Coulter-Zähler-Analyse
(Zahl und Größenverteilung)
und In-vitro-Echogenizitäts messungen
charakterisiert und wurde bei Raumtemperatur über mehrere Tage für stabil
befunden.
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Beispiel 2
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
EDC-Lösung
umgesetzt. Das Produkt wurde durch eine Coulter-Zähler-Analyse
(Zahl und Größenverteilung)
und In-vitro-Echogenizitätsmessungen
charakterisiert und wurde bei Raumtemperatur über mehrere Tage für stabil
befunden.
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Beispiel 3
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Das Phospholipid wurde 30 Minuten
lang auf dem Tischroller vorgewaschen, woraufhin die Phiolen 5 Minuten
lang bei 2000 U/min bei 20°C
zentrifugiert wurden, der Überstand
wurde über
dem Bodenteil der Phiole durch eine Spritze entnommen und durch
ein äquivalentes
Volumen an entgastem Wasser substituiert. Der Headspace wurde mit
Perfluorbutangas gespült,
und das Rollen wurde fortgesetzt, bis eine homogene Dispersion erhalten
wurde. Dieses vorgewaschene Phospholipid wurde danach mit 0,1 ml
Glutaraldehydlösung
umgesetzt. Das Produkt wurde durch eine Coulter-Zähler-Analyse
(Zahl und Größenverteilung)
und In-vitro-Echogenizitäts-Messungen
charakterisiert und wurde bei Raumtemperatur über mehrere Tage für stabil
befunden.
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Beispiel 4
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Wie in Beispiel 3 vorgewaschenes
Phospholipid wurde mit 0,1 ml EDC-Lösung umgesetzt. Das Produkt
wurde durch eine Coulter-Zähler-Analyse (Zahl
und Größenverteilung)
und In-vitro-Echogenizitätsmessungen
charakterisiert und wurde bei Raumtemperatur über mehrere Tage für stabil
befunden.
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Beispiel 5
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
Glutaraldehydlösung
umgesetzt. Die resultierende Suspension wurde gefroren und lyophilisiert.
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Beispiel 6
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
EDC-Lösung
umgesetzt. Die resultierende Suspension wurde gefroren und lyophilisiert.
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Beispiel 7
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
Glutaraldehydlösung
umgesetzt. Im letzten Waschschritt wurde der Überstand durch eine 20%ige
Lösung
von Glucose als Cryoschutzmittel substituiert. Die resultierende
Suspension wurde gefroren und lyophilisiert.
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Beispiel 8
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Das Phospholipid wurde mit 0,1 ml
EDC-Lösung
umgesetzt. Im letzten Waschschritt wurde der Überstand durch eine 20%ige
Lösung
von Glucose als Cryoschutzmittel substituiert. Die resultierende Suspension
wurde gefroren und lyophilisiert.
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Beispiel 9
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
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Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
(5,0 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) in einer 2-ml-Phiole mit
einem Septum wurde kräftig
15 Sekunden lang geschüttelt, 10
Minuten lang auf 60°C
erwärmt
und danach auf 20°C
gekühlt.
Perfluorpentan (1,2 μl)
wurde zugegeben, und die Phiole wurde 30 Sekunden lang kräftig geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen von 2–4 μm Größe erhalten wurde, wie durch
Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war mehrere Tage lang
bei Raumtemperatur stabil.
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b) Polymerisation des
Phospholipids
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Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben. Die Phiole wurde in ein langsam
sich drehendes Karussell, das um etwa 60° geneigt war, für 20 Stunden
bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–4 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
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c) Vernetzung des Phospholipids
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Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben. Die Phiole wurde in ein langsam
sich drehendes Karussell, das um etwa 60° geneigt war, für 20 Stunden
bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–4 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
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Beispiel 10
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
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Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (4,6 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) in einer 2-ml-Phiole
mit einem Septum wurde kräftig
15 Sekunden lang geschüttelt, 10
Minuten lang auf 60°C
erwärmt
und danach auf 20°C
gekühlt.
Perfluorpentan (2,4 μl)
wurde zugegeben, und die Phiole wurde 30 Sekunden lang kräftig geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen von 2–5 μm Größe erhalten wurde, wie durch
Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war mehrere Tage lang
bei Raumtemperatur stabil. Das Produkt kann unter Anwendung von
Techniken, die denjenigen von Beispiel 9(b) und (c) entsprechen,
polymerisiert oder vernetzt werden.
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Beispiel 11
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
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Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (5,2 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) in einer 2-ml-Phiole
mit einem Septum wurde kräftig
15 Sekunden lang geschüttelt, 10
Minuten lang auf 60°C
erwärmt
und danach auf 20°C
gekühlt.
Perfluorpentan (5 mg) wurde zugegeben und die Phiole wurde 30 Sekunden
lang kräftig geschüttelt, wo durch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen von 2–5 μm Größe erhalten wurde, wie durch
Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war mehrere Tage lang
bei Raumtemperatur stabil.
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b) Vernetzung des Phospholipids
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Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben. Die Phiole wurde in ein langsam
sich drehendes Karussel, das um etwa 60° geneigt war, für 20 Stunden
bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–4 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
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Beispiel 12
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a) Perfluorbutan/Perfluorhexan-Mikrobläschen, hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
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Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (5,0 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) in einer 2-ml-Phiole
mit einem Septum wurde kräftig
15 Sekunden lang geschüttelt, 10
Minuten lang auf 60°C
erwärmt
und danach auf 20°C
gekühlt.
Die Phiole wurde bei 10 mmHg 20 Minuten lang evakuiert, um Luft
zu entfernen, woraufhin der Headspace mit Perfluorbutan gespült wurde.
Perfluorhexan (1,4 μl)
wurden hinzugegeben und die Phiole wurde 30 Sekunden lang kräftig geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorbutan/Perfluorhexan-Mikrobläschen von
1–10 μm Größe erhalten wurde,
wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war mehrere
Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
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b) Polymerisation des
Phospholipids
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Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben. Die Phiole wurde in ein langsam
sich drehendes Karussell, das um etwa 60° geneigt war, für 20 Stunden
bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–4 μm. Die Suspension
war mehrere Tage Lang bei Raumtemperatur stabil.
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Beispiel 13
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
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Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (3,0 mg) und Propylenglykol/Glycerol (3 : 10, 46 mg)
in destilliertem Wasser (1 ml) in einer 2-ml-Phiole mit einem Septum
wurde kräftig
1 Minute lang geschüttelt.
Perfluorpentan (4,5 μl)
wurde zugegeben und die Phiole wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch eine
Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 2–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
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b) Polymerisation des
Phospholipids
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Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die sich ergebende Mischung
wurde kräftig
5 Sekunden lang geschüttelt. Die
Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–8 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
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Beispiel 14
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero 3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1 2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
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Eine Lösung von 1,2-Dipahnitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,5 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) wurde 1 Stunde lang auf
80°C erwärmt. Perfluorpentan
(1,2 μl)
wurde danach zugegeben, und die Mischung wurde 30 Sekunden lang
kräftig
geschüttelt,
wodurch eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen von
1–8 μm Größe erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde 5 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 15
-
a) Perfluopentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (4,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,5 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) wurde bei 80°C 1 Stunde
lang erwärmt.
Perfluorpentan (1,2 μl)
wurde zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 1–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde 3 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
c) Polymerisation des
Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 3 Sekunden
lang geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das
um etwa 60° geneigt war,
für 20
Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 16
-
a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero 3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipahnitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipahnitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,7 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) wurde bei 80°C 1 Stunde
lang erwärmt.
Perfluorpentan (5 mg) wurde zugegeben und die Mischung wurde kräftig 30
Sekunden lang geschüttelt,
wodurch eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit
einer Größe von 1–8 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Polymerisation des
Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde kräftig 3 Sekunden
lang geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 17
-
a) Perfluoropentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin) (Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,6 mg) und Propylenglykol/Glycerol(10, 40 mg) in destilliertem
Wasser (1 ml) wurde bei 80°C
1 Stunde lang erwärmt.
Perfluorpentan (1,4 μl)
wurden zugegeben und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch eine
Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 1–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde 3 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 18
-
a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1 2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (4,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(1,0 mg) und PropylenglykoUGlycerol (3 : 10, 45 mg) in destilliertem
Wasser (1 ml) wurde bei 80°C
1 Stunde lang erwärmt.
Perfluorpentan (1,2 μl)
wurden zugegeben und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 1–10 μm erhalten
wurden, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde 3 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–8 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
c) Polymerisation des
Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 3 Sekunden
lang geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das
um etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 19
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a) Perfluorpentan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1 2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg), 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,5 mg) und Propylenglykol/Glycerol(3 : 10, 40 mg) in destilliertem
Wasser (1 ml) wurde bei 80°C
1 Stunde lang erwärmt.
Perfluorpentan (2,5 μl)
wurden zugegeben und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorpentan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 1–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde 5 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–7 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
c) Polymerisation des
Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde kräftig 5 Sekunden
lang geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt war,
für 20
Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 1–5 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 20
-
a) Perfluorhexan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)(Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,5 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) wurde bei 80°C 1 Stunde
lang erwärmt.
Perfluorhexan (1,4 μl)
wurde zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorhexan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 2–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Polymerisation des
Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von EDC (0,1 mg in 3 Tropfen
Wasser) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 3 Sekunden
lang geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das
um etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen,
wie durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–10 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 21
-
a) Perfluorhexan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin) (Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(1,3 mg) in destilliertem Wasser (1 ml) wurde bei 80°C 1 Stunde
lang erwärmt.
Perfluorhexan (1,4 μl)
wurde zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluor hexan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 2–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde 3 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–10 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.
-
Beispiel 22
-
a) Perfluorhexan/Luftmikrobläschen hergestellt
unter Verwendung von 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin) (Natriumsalz)
und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
-
Eine Lösung von 1,2-Dipahnitoyl-sn-glycero-3-(phospho-L-serin)
(Natriumsalz) (2,5 mg) und 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin
(0,6 mg) und PropylenglykoUGlycerol (3 : 10, 45 mg) in destilliertem
Wasser (1 ml) wurde bei 80°C
1 Stunde lang erwärmt.
Perfluorhexan (2,4 μl)
wurde zugegeben, und die Mischung wurde kräftig 30 Sekunden lang geschüttelt, wodurch
eine Suspension von Perfluorhexan/Luftmikrobläschen mit einer Größe von 2–10 μm erhalten
wurde, wie durch Lichtmikroskopie ermittelt. Diese Suspension war
mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur stabil.
-
b) Vernetzung des Phospholipids
-
Eine wässrige Lösung von Glutaraldehyd (25%,
16,5 mg) wurde der wässrigen
Suspension von (a) wie oben zugegeben und die Mischung wurde 3 Sekunden
lang kräftig
geschüttelt.
Die Phiole wurde dann in ein langsam sich drehendes Karussell, das um
etwa 60° geneigt
war, für
20 Stunden bei 20°C
gestellt. Die Größe der resultierenden
Mikrobläschen, wie
durch Lichtmikroskopie geschätzt,
betrug 2–10 μm. Die Suspension
war mehrere Tage lang bei Raumtemperatur stabil.