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Hintergrund
der Erfindung
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Retroviren sind eine Gruppe von Viren,
deren genetisches Material aus Einzelstrang-RNA besteht. Nach Adsorption
und Eintritt der retroviralen RNA in die Wirtszelle dient die virale
RNA als Template für
die Synthese eines komplementären
DNA-Strangs. Die DNA wird dann durch die Aktion eines Enzyms mit DNA-Polymeraseaktivität doppelsträngig gemacht;
es ist diese Doppelstrang-DNA, die sich in das Wirtsgenom einfügt. Die
RNA-gerichtete DNA-Polymeraseaktivität, die für die Synthese der komplementären DNA
aus dem viralen RNA-Template verantwortlich ist, wird allgemein „reverse
Transkriptase" genannt.
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Retroviren sind von besonderem Interesse,
weil eine Anzahl von Retroviren als verursachende Wirkstoffe mit
verschiedenen Krebsarten und anderen Krankheiten in Verbindung gebracht
wurden. Ein Retrovirus, das menschliche Immunschwächevirus,
ist der ursächliche
Wirkstoff des erworbenen Immunschwächesyndroms (AIDS). Zusätzlich sind
die reversen Transkriptaseenzyme selbst wichtige Reagenzien in der
molekularen Biologie aufgrund ihrer Fähigkeit, komplementäre DNA aus
nahezu jedem RNA-Template zu bilden, geworden. Daher wird die reverse
Transkriptase allgemein verwendet, um Nukleinsäuren für Hybridisationsproben herzustellen
und um eine einzelsträngige
RNA in eine doppelsträngige
DNA für
anschließendes
Klonen und Expression umzuwandeln.
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Kürzlich
sind reverse Transkriptasen als eine Komponente von Transkriptions-basierten
Amplifikationssystemen verwendet worden. Diese Systeme amplifizieren
RNA- und DNA-Zielsequenzen
bis zu einer billiardemal. Siehe z. B. Burg et al., PCT Patentanmeldung
WO 89/01050 (1988); Gingeras et al., PCT Patentanmeldung WO 88/10315
(1988); Davey und Malek, Europäische
Patentanmeldung EPO 0329822 (1988); Gingeras et al., Europäische Patentanmeldung
EPO 0373960 (1989); Malek und Davey, PCT Patentanmeldung WO 91/02814
(1989); Kacian und Fultz, Europäische
Patentanmeldung EPO 0408295 A2 (1990).
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Einige der Transkriptions-basierten
Amplifikationsverfahren sind außergewöhnlich komfortabel,
da die Amplifikationsreaktion nach diesen Verfahren isotherm ist.
Daher sind diese Systeme besonders für den routinemäßigen klinischen
Laboratoriumsgebrauch in diagnostischen Tests geeignet. Der Nachweis
von Pathogenen, die infektiöse
Krankheiten verursachen und von Gensequenzen, die mit Krebs oder
genetischen Defekten im Zusammenhang stehen, sind die wichtigsten
Anwendungen von solchen Tests. Reverse Transkriptasen werden auch
als Anfangsschritt in einigen Protokollen eingesetzt, wenn die Polymerasekettenreaktion
(PCR) verwendet wird, um ein RNA-Ziel
zu amplifizieren. Siehe Malek et al., U.S. Patent Nr. 5,130,238
(1992); und Mocharla et al., Gene 99: 271–275 (1990). In diesen „RT-PCR"-Verfahren wird die
reverse Transkriptase verwendet, um eine Kopie einer anfänglich komplementären DNA
(cDNA) des RNA-Ziels, das dann durch sukzessive Cyclen der DNA-Replikation
amplifiziert wird, zu bilden.
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Die retroviralen reversen Transkriptasen
haben drei enzymatische Aktivitäten:
eine RNA-gerichtete DNA-Polymeraseaktivität, eine
DNA-gerichtete DNA-Polymeraseaktivität und eine
RNAse-H-Aktivität.
Siehe Verma, The Reverse Transcriptase, Biochim. Biophys. Acta 473:
1–38 (1977).
Die letztgenannte Aktivität
baut spezifisch die in einem RNA : DNA-Doppelstrang enthaltene RNA
ab. Der Abbau des RNA-Strangs aus RNA : DNA-Intermediaten durch
RNAse-H ist ein wichtiger Bestandteil von einigen Transkriptions-basierten
Amplifikationssystemen und ist von einem ungewolltem Abbau durch
verunreinigende Nukleasen, die die Amplifikation beeinflussen, zu
unterscheiden.
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Ein Nachteil der Transkriptions-basierten
Amplifikationssysteme ist deren Empfindlichkeit selbst gegenüber Spurenmengen
von Nukleasen. Da eine Anzahl bedeutender Krankheiten Proben hervorbringen kann,
die sehr wenige Zielnukleinsäuremoleküle enthalten,
ist der Nachweis kleiner Mengen dieses Ziels für eine sorgfältige und
zeitige Diagnose oft schwierig. Tatsächlich ist der Wert von Ziel-Amplifikationsverfahren am
bedeutendsten, wenn die Anzahl der Zielmoleküle klein ist. Bei kleinen Eingabemengen
der Zielnukleinsäuren
kann ein ungewollter Abbau von RNA-Zielen oder RNA- oder DNA-Reaktionsintermediaten
zu Amplifikationsfehlern und anschließend zur Falschdiagnose führen. Eine
Ribonuklease-Kontamination ist auch in RT-PCR-Reaktionen ein Problem, da der Verlust
des RNA-Ziels zu einem Amplifikationsfehler führen kann.
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Ribonukleasen sind relativ allgegenwärtig und
werden insbesondere in einer Reihe von biologischen Materialien
in hohen Konzentrationen gefunden, einschließlich in Präparaten von Retroviren und
in Zellen, die allgemein zur Expression rekombinanter Proteine verwendet
werden. Ribonukleasen verunreinigen häufig reverse Transkriptase-Präparate aus
einer Reihe von Quellen und es wurde berichtet, daß sie die
Synthese von cDNAs, die Herstellung von Proben und andere Anwendungen
neben der Ziel-Amplifikation alleine beeinflussen. Oft ist ein RNase-Inhibitor
in der Reaktion enthalten, um die schädlichen Effekte dieser Verunreinigung
zu minieren. Siehe z. B., Maniatis et al., Molecular Cloning: A
Laboratory Manual 8.11–8.13
(2. Ed., Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989).
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Jedoch sind eine Anzahl von Substanzen,
die gewöhnlich
verwendet werden, um RNAsen zu hemmen oder zu inaktivieren, einschließlich Detergentien,
Chaotrope, organische Materialien, Metalle, Proteasen und Metalle,
nicht zur Anwendung in Amplifikationssystemen geeignet, da sie auch
die Enzyme, die für
die Amplifikation verwendet werden, hemmen. RNAse-hemmende Proteine
wie menschlicher Plazenta-RNAse-Inhibitor,
Blackburn et al., J. Biol. Chem. 252: 5904 (1977), oder Rattenleber
RNAse-Inhibitor, Gribnau et al., Arch. Biochem. Biophys. 130: 48–52 (1969),
können
zersetzlich sein, sind teuer und können zusätzliche beeinflussende Substanzen
wie Nukleinsäuren
und RNAsen, die nicht durch den Inhibitor gehemmt werden, mit einbringen.
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Zusätzlich zu den Nukleasen können Spuren
von anderen Enzymen, Nukleinsäuren
und verschiedene Puffersalze die Amplifikationsreaktionen beeinflussen.
Da diese Substanzen aufgrund der Natur der Amplifikationsreaktion
für viele
Anwendungen der reversen Transkriptase lediglich unerwünscht sind,
ist es entscheidend, daß das
Enzym-Präparat
eine so geringe Menge von ihnen wie möglich enthält.
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Die Isolierung und Reinigung reverser
Transkriptase aus verschiedenartigen Quellen wurde berichtet. In
den Fällen,
wo das Enzym direkt aus Virenpartikeln, Zellen oder Geweben isoliert
wird, sind die Kosten für eine
breite kommerzielle Anwendung in diagnostischen Tests zu hoch. Siehe
z. B. Kacian et al., Biochim. Biophys. Acta 46: 365–83 (1971);
Yang et al., Biochem. Biophys. Res. Comm. 47: 505–11 (1972);
Gerard, et al., J. Virol. 15: 785–97 (1975); Liu et al., Arch.
Virol. 55 187–200
(1977); Kato et al., J. Virol. Methods 9: 325–39 (1984); Luke, et al. Biochemistry
29: 1764–69
(1990); Le Grice et al., J. Virol. 65: 7004–07 (1991). Außerdem haben diese
Verfahren die Entfernung von Substanzen, die wesentliche Inhibitoren
oder Verunreinigungen sind und die die Anwendung reverser Transkriptase
in Zielamplifikations-Reaktionen
beeinflussen, nicht sichergestellt. Eine andere wichtige Überlegung
bei der Anwendung reverser Transkriptasen für eine Reihe von Zwecken ist
die mit dem Enzym verbundene RNAse-H-Aktivität. Das Ausmaß der RNAse-H-Aktivität und die Art,
in der die RNAse-H-Aktivität
in Koordination mit den RNA- und DNA-abhängigen reversen Transkriptaseaktivitäten arbeitet,
sind wichtige Merkmale, die die Brauchbarkeit des Enzyms für verschiedene
Zwecke einschließlich
der Transkriptions-basierten Amplifikationssysteme beeinflussen.
Zuviel oder zuwenig Aktivität,
die falsche Art von Aktivität
(wie etwa nichtspezifische RNAsen), oder Aktivitäten, die wenig mit der DNA-Synthese koordiniert
sind, können
alle zu einem verminderten Ergebnis in einer bestimmten Anwendung
führen.
Die richtige Balance der synthetisierenden und abbauenden Aktivitäten muss
eingehalten werden; dies ist nicht nur eine Funktion des speziell
verwendeten reversen Transkriptaseenzyms, sondern ist auch von der
Fähigkeit des
Reinigungsprotokolls, die RNA- und/oder DNA-abbauenden Aktivitäten zu entfernen,
abhängig.
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Das Klonen und die Expression von
reversen Transkriptasen in bakteriellen Wirten ist kürzlich berichtet
worden. Versuche, reverse Transkriptase vom Vogel-Myeloblastosis-Virus
(AMV-RT) zu klonen und exprimieren, führten nicht zur Produktion
bedeutender Mengen des gereinigten Enzyms. Das ist offensichtlich
aufgrund der Tatsache so, daß das
AMV-RT aus zwei Polypeptidketten, den α- und β-Ketten, besteht, die eine dimere
Struktur bilden und spezifische post-translationale Modifikationen
durchlaufen müssen,
um ein vollaktives Enzym zu produzieren. Diese gleichen Modifikationen
treten nicht auf, wenn das Gen in E. coli exprimiert wird.
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Im Gegensatz zu den Vogel-viralen
RTs bestehen viele von Säugetierviren
abgeleitete reverse Transkriptasen aus nur einer Polypeptidkette;
Bemühungen,
diese Enzyme zu klonen und zu exprimieren, sind erfolgreicher gewesen.
Insbesondere Goff et al., U.S. Patent 4,943,531 (1990) und Kotewicz
et al., U.S. Patent Nr. 5,017,492, haben Verfahren für die Reinigung
einer reversen Transkriptase, die vom Moloney-Murine-Leukämie-Virus
(MMLV-RT) abgeleitet und in E. coli exprimiert wurde, beschrieben,
wobei die Verfahren die Grundlage für die Mehrzahl der kommerziellen
reversen Transkriptasepräparate
bilden.
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Viele kommerzielle reverse Transkriptase-Präparate erwiesen
sich für
die Anwendung in der Zielamplifikation und für andere Zwecke aufgrund von
Nukleaseverunreinigung als ungeeignet. Siehe Sambrook, oben; Ryskov
et al., Mol. Biol. Rep. 8: 213–16
(1982). Andere Probleme mit kommerziellen Präparaten von MMLV-RT können mit
einer veränderten
Koordination zwischen der DNA-Synthese und den RNAse-H-Aktivitäten des
gereinigten Enzyms, mit einer verminderten Fähigkeit sich an der Primerstelle
anzubinden und eine Synthese zu initiieren oder sich durch Regionen
mit dichter Sekundärstruktur
zu lesen in Verbindung stehen oder können alternativ auf DNAse oder
eine andere Proteinverunreinigung zurückzuführen sein. Siehe Agronovsky,
A. A., Anal. Biochem. 203: 163–65
(1992). Außerdem
zeigen kommerzielle Präparate,
die unter Anwendung der früher
verfügbaren
Verfahren zur Reinigung hergestellt wurden, signifikante lot-to-lot-Variabilität.
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Ferner ist teilweise aufgrund der
angewendeten sehr langen und laborintensiven Reinigungen, der Unkosten
für die
für den
Scale-up verwendeten Reagenzien und der Ausrüstung und der geringen Ausbeuten
der Enzyme der Preis solcher Enzyme für ihre breite kommerzielle
Anwendung in Zielamplifikations-Systemen hinderlich.
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Es ist daher ein Ziel der vorliegenden
Erfindung, eine verbesserte Form der reversen Transkriptase bereitzustellen,
die die richtige Balance von DNA-Syntheseaktivitäten und RNAse-H-abbauenden
Aktivitäten hat
und dabei insbesondere für
die Anwendung in Nukleinsäure-Amplifikations-Verfahren
geeignet ist.
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Es ist ein anderes Ziel der vorliegenden
Erfindung, eine geeignete reverse Transkriptase-Quelle, die geringe
Mengen Verunreinigungen, wie etwa unerwünschte RNAsen, die die Transkriptions-basierten
Amplifikationsreaktionen beeinflussen, enthält, durch Klonen und Exprimieren
eines für
ein MMLV-RT-Enzym kodierendes Gen mit diesen Eigenschaften in einem
E. coli-Wirt, bereitzustellen.
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Noch ein anderes Ziel der vorliegenden
Erfindung ist es, die mit dem Enzym vor und nach der Reinigung verknüpften RNAse-Aktivitäten durch
Klonen und Exprimieren des MMLV-RT-Gens in einem Ribonuklease-aktivitätsarmen
Stamm von E. coli zu reduzieren.
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Es ist ein anderes Ziel der vorliegenden
Erfindung, ein einfaches Reinigungsschema für die Isolierung des Enzyms
zu entwickeln.
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Es ist ein weiteres Ziel der vorliegenden
Erfindung, Verfahren für
die Reinigung des Enzyms, die hohe Reinheits-Grade der RT bei niedrigen Kosten erreichen,
bereitzustellen.
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Zusammenfassung der Erfindung
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Die vorliegende Erfindung bietet
ein Verfahren zum Herstellen einer reversen Transkriptase, das die Schritte
umfasst:
- a. Konstruieren eines Plasmids, welches
eine Nukleinsäuresequenz,
die vom Moloney-Murine-Leukämie-Virus (MMLV)
abgeleitet ist und die für
ein einzelnes kovalent gebundenes Aminosäure-Kettenpolypeptid mit RNA-gerichteten
und DNA-gerichteten DNA-Polymeraseaktivitäten und mit der gleichen Anzahl
von Aminosäureresten,
wie sie in reifer nativer MMLV-Reverser Transkriptase vorhanden
sind, kodiert, wobei die Nukleinsäuresequenz degenerierte Codons,
bevorzugt von E. coli und kodierend für Aminosäuren an den Positionen 2, 3
und 4 der reifen nativen MMLV-Reversen Transkriptase, umfasst,
mindestens
einen auswählbaren
Gen-Marker,
eine Promotorsequenz,
und einen Replikationsanfang,
der geeignet ist, eine autonome Replikation des Plasmids innerhalb
einer Wirtszelle zu fördern,
umfasst;
- b. Einbringen des Plasmids in eine Wirtszelle mit reduzierter
Expression der RNAse-Aktivität;
- c. Wachsenlassen der das Plasmid enthaltenden Wirtszelle in
einem flüssigen
Kulturmedium unter Bedingungen, die geeignet sind, die Zellteilung
und Expression der Nukleinsäuresequenz,
die für
das Polypeptid kodieren, zu fördern;
- d. dann Lysieren einer Vielzahl von Wirtszellen, um ein Zelllysat
zu formen; und
- e. Abtrennen des Polypeptids von dem Zelllysat.
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Die vorliegende Erfindung bietet
auch das nach dem erfindungsgemäßen Verfahren
erhältliche
Enzym sowie eine das Enzym umfassende Zusammensetzung.
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Die vorliegende Erfindung schließt auch
Verfahren zur Reinigung des aus den Wirtszellen erhaltenen Enzyms
ein, wobei solche Verfahren geeignete Wachstumsmedien, Fermentations-Bedingungen,
Ernten und Lagerung der Zellen, Zelllyse und Chromatographie umfassen.
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Die vorliegende Erfindung liefert
auch das durch die Expressionsvektoren produzierte Enzym, Wirtszellen
und Reinigungsprozeduren der vorliegenden Erfindung. Das Enzym ist
hochgereinigt und zur Anwendung in der Nukleinsäure-Amplifikation und andere gentechnische
Prozeduren geeignet.
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Schließlich bietet die vorliegende
Erfindung den Gebrauch des durch die hierin beschriebenen Verfahren
produzierten Enzyms für
die Synthese von komplementärer
DNA für
eine Reihe von Zwecken, erwähnenswerterweise
in Transkriptions-basierten Amplifikation- und RT-PCR-Reaktionen.
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Kurze Beschreibung der
Zeichnungen
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1:
Konstruktion des Plasmids pUC18N.
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2:
Verwendete Oligonukleotide, um das Plasmid pUC18N zu konstruieren.
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3:
Ausrichtungen der Ribosom-Bindungsstellen.
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4:
Verwendete Oligonukleotide, um die Ribosombindungsstelle und die
Spacerregion zu modifizieren.
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5:
Konstruktion des Plasmids pUC18 MMLV Sst-Hind.
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6:
Konstruktion des Plasmids pUC18 MMLV III tailed.
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7:
Verwendete Oligonukleotide, um das Plasmid pUC18 MMLV tailed zu
konstruieren.
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8:
Konstruktion des Plasmids pUC18N MMLV Gly und pUC18N MMLV Gly Tet(-).
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9:
Konstruktion des Plasmids pUC18N SD9D MMLV Gly und pUC18N SD9D MMLV
Gly Tet(-).
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10:
Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid- Gelelektrophorese (SDS-PAGE) Gel-Photo
von P-11 und Sephacryl-S-200-Fraktionen gereinigter MMLV-RT.
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Detaillierte Beschreibung
der Erfindung
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Definitionen
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Die folgenden hierin verwendeten
Ausdrücke
haben die angezeigten Bedeutungen, wenn nicht ausdrücklich anders
angegeben.
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Mit „selektierbares Marker-Gen" ist ein für ein Gen
kodierendes DNA-Fragment gemeint, das, wenn es von einer Wirtszelle
getragen und exprimiert wird, dieser Wirtszelle im Vergleich mit
Zellen, die das selektierbare Markergen nicht enthalten, einen Vorteil
im Wachstum verleihen kann, wenn beide in einem Kulturmedium mit
gegebener Zusammensetzung gezüchtet
werden. Zum Beispiel wird das für β-Lactamase
kodierende Gen eine Ampicillinresistenz auf die Wirtszellen, die
dieses Gen enthalten, übertragen,
wohingegen Zellen, die nicht dieses Gen enthalten, empfindlich gegenüber Ampicillin
sein werden; daher werden nur Zellen, die das Gen für β-Lactamase exprimieren,
in Medien, die Ampicillin enthalten, wachsen. Ähnlich werden Zellen, die nicht fähig sind,
eine essentielle Aminosäure
zu katabolisieren, nicht in Medien, die nicht diese Aminosäure enthalten,
wachsen, wohingegen Zellen, die ein Gen enthalten, das der Zelle
erlaubt, die essentielle Aminosäure
herzustellen, in den gleichen Medien wachsen werden.
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Ein selektierbares Marker-Gen kann
an ein oder mehrere andere Gene oder ein genetisches Element, z.
B. in einem Plasmid oder einem Expressionsvektor, als Mittel zur
Identifizierung von Zellen, die sowohl das selektierbare Gen als
auch das(die) „stille(n)" Gen (e) und/oder
das(die) genetisch(en) Element (e) enthalten, kovalent gebunden
sein.
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Mit einer „gereinigten" Nukleinsäure oder
Protein ist eine Nukleinsäure
oder ein Protein gemeint, die/das mindestens einem Schritt unterworfen
wurde, der zelluläre
Komponenten wie etwa Kohlenhydrate, Fette, unerwünschte Nukleinsäuren oder
unerwünschte
Proteine von der genannten Nukleinsäure oder dem Protein entfernt.
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Mit „aufwärts" ist die Richtung zur 5'-Seite eines gegebenen
Ortes auf einem Nukleinsäurestrang
oder im Falle eines doppelsträngigen
Nukleinsäuremoleküls die Richtung
zur 5'-Seite eines
bestimmten Ortes unter Berücksichtigung
der Richtung der Gentranskription in dieser Region des Nukleinsäuremoleküls gemeint.
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Mit „abwärts" ist die Richtung zur 3'-Seite eines gegebenen
Ortes auf einem Nukleinsäurestrang
oder im Falle eines doppelsträngigen
Nukleinsäuremoleküls die Richtung
zur 3'-Seite eines
bestimmten Ortes unter Berücksichtigung
der Richtung der Gentranskription in dieser Region des Nukleinsäuremoleküls gemeint.
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Mit „Tm" ist die Temperatur
gemeint, bei der 50% einer Population von doppelsträngigen Nukleinsäuremoleküle oder
von Nukleinsäuremolekülen mit
einer doppelsträngigen
Region einzelsträngig
oder thermisch zersetzt werden.
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Mit „rekombinant" ist gemeint, dass
ein Nukleinsäuremolekül oder Protein
mindestens teilweise das Resultat einer in vitro-biochemischen Technik
ist. Ein "rekombinantes
DNA-Molekül" ist daher ein nicht
natürlicherweise
auftretendes Molekül.
Solche rekombinanten Moleküle
enthalten Moleküle,
aber sind nicht darauf beschränkt,
die Restriktions-Endonuklease-Fragmente, in-vitro- Nukleinsäure-Ligationsprodukte, in-vitro-Exonuklease-Fragmente und Expressionsvektoren,
die heterologe genetische Elemente wie etwa ein oder mehrere der
folgenden umfassen: Promotoren, Repressor-Gene, selektierbare Marker-Gene,
temperaturempfindliche DNA-Replikationselemente, strukturelle Gene
und ähnliches.
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„Rekombinante" Proteine oder Enzyme
sind solche, die nicht in der Natur gefunden werden. Diese schließen gereinigte
Proteinpräparate
und von rekombinanten DNA-Molekülen hergestellte
Proteine ein. Die letztgenannten Proteine werden üblicherweise
in einer heterologen Wirtszelle exprimiert, d. h. in einer zu dem in
Frage kommenden Protein oder Enzym nicht-Nativen. Jedoch kann das
für ein
rekombinantes Protein kodierende Gen auf einem Expressionsvektor
angeordnet sein, der in einer Wirtszelle der gleichen Art enthalten ist
wie jener Organismus, von welchem das in Frage kommende Protein
abgeleitet wurde.
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Mit „trunkiert" ist eine kleinere Version des in Frage
kommenden Gens oder Proteins gemeint; hinsichtlich der primären Nukleotid-
oder Aminosäuresequenz
ist eine beschnittene Form einer Referenznukleinsäure oder
eines Proteins eine, der ein oder mehrere Nukleotide oder Aminosäuren im
Vergleich zum Referenzmolekül
fehlen.
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Mit „wesentlicher Sequenzhomologie" ist gemeint, dass
eine erste Nukleinsäure
oder ein Proteinmolekül
eine erkennbare, nicht zufällige Ähnlichkeit
mit einer zweiten Referenznukleinsäure oder einem Protein über mindestens
etwa 89% seiner Nukleotid- oder Aminosäuresequenz hat.
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Mit Nukleinsäure- oder Protein-„Domäne" ist mindestens eine
definierte Region von kontinuierlichen Nukleotid- oder Aminosäureresten
gemeint.
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Mit „Ursprung der Replikation" ist eine spezifische
DNA-Region, an der
die Primer-Produktion und die Initiation der DNA-Polymeraseaktivität beginnt,
gemeint. In dieser Beschreibung wird der Ausdruck verwendet, um
ein auf einem DNA-Expressionsvektor vorhandenes Nukleinsäureelement,
das dem Expressionsvektor ermöglicht,
in der Anzahl der Kopien innerhalb einer gegebenen Wirtszelle anzusteigen,
zu bezeichnen.
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Mit „Promotor" ist ein Genelement gemeint, das eine
spezifische DNA-Region umfasst, an der ein RNA-Polymeraseenzym binden und die Transkription
eines DNA-Templates
beginnen kann, und somit den ersten Schritt der Translation der
in der Nukleinsäuresequenz
enthaltenen genetischen Information für die Produktion eines Proteins
mit einer Aminosäuresequenz,
die der Nukleinsäuresequenz
entspricht, bereitstellt.
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Mit „Expression", „Genexpression" oder „Proteinexpression" ist die Produktion
von Proteinen aus Informationen, die innerhalb eines Gens enthalten
sind, durch einen Wirtsorganismus gemeint.
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Mit „Transformation" ist eine biochemische
Methode gemeint, die eine Wirtszelle so induziert, daß sie ein
Nukleinsäuremolekül in sich
aufnimmt. Solche Nukleinsäuremoleküle sind üblicherweise
genetische Elemente, die mindestens einen Replikationsanfang, ein
selektierbares Marker-Gen und einen Promotor für die Expression des selektierbaren
Marker-Gens in der Wirtszelle umfassen.
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Mit „heterolog" ist nicht von der gleichen Spezies
gemeint. Daher wird ein Enzym, das in einer heterologen Wirtszelle
exprimiert wird, in einer Wirtszelle einer anderen als derjenigen
Spezies, von der das Enzym ursprünglich
abgeleitet wurde, produziert.
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Mit „Gen" ist eine Nukleinsäureregion mit eine Nukleotidsequenz,
die für
ein exprimierbares Protein oder Polypeptid kodiert, gemeint. Ein
Gen kann ein oder mehrere „Kodiersequenzen" umfassen, die den
Aminosäureresten
des exprimierten Proteins entsprechende Kodons enthalten. Das Gen kann
auch umfassen, muss aber nicht umfassen, ein oder mehrere nicht
kodierende Nukleotidsequenzregionen, die keine den Aminosäureresten
des exprimierten Proteins entsprechende Kodons enthalten.
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Alle biochemischen Techniken, die
für die
Konstruktion und Evaluation des MMLV-RT-Expressionsvektors verwendet
werden, einschließlich
von, aber nicht darauf beschränkt,
Restriktions-Verdauungsprotokollen, Gelelektrophorese, Southern-blot
und DNA-Modifikationsreaktionen, sind dem Durchschnittsfachman bekannt und
werden bei Sambrock et al., oben, beschrieben. Zusätzlich werden
viele von diesen Techniken in der WO-Anmeldung 95/27067 beschrieben.
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I. Konstruktion des Klonvektors
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a. Plasmid pUC18N
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Das Plasmid pUC18 (Life Technologies,
Inc., Bethesda, MD) wurde als Stammvektor verwendet. Die Klone wurden
durch Restriktions-Kartierungs-Techniken auf Agarosegelen gescreent;
solche Techniken sind im Stand der Technik gut bekannt. Eine Nco-I-Restriktonsstelle
wurde zwischen der lac Z Ribosombindungsstelle und der Eco RI Restriktionsstelle
von pUC18 durch die Schaffung einer Substitution von zwei Nukleotidbasen,
wie in 1 gezeigt, eingeführt. Die
Mutationen wurden durch Verwendung der zwei synthetischen Oligonukleotide,
in 2 als Oligonukleotide
1 und 2 (SEQ ID NO: 1 and 2) gezeigt, eingefügt. Wie gezeigt, überlappen
die Oligonukleotide mit 30 Basenpaaren an ihrem 3'-Ende. Die Oligonukleotide
läßt man hybridisieren,
eingefügt
mittels des Klenow-Fragments von E. coli DNA-Polymerase I und abgebaut mit Pvu II
und Eco RI. Das Plasmid pUC18 wurde mit Eco RI abgebaut und teilweise
mit Pvu II abgebaut, um zwei DNA-Fragmente zu erhalten: Ein größeres Fragment,
das das intakte Ampicillin-Resistenzgen (Amp), den Ursprung der Replikation
(Ori) und einen Teil des lac-Z-Gens einschließt. Das kleinere Eco RI-Pvu
II Fragment bestand aus dem Teil des lac Z-Gens, der den Positionen
450 bis 628 der pUC18-Karte entspricht. Das synthetische Eco RI-Pvu
II Fragment wurde in das größere Vektorfragment
eingefügt,
ligiert und verwendet, um den E. coli-Stamm JM 109 zu transfomieren.
Klone, die sorgfältig
konstruierte Vektoren enthalten, produzieren eine blaue Farbe mittels
eines X-gal-Substrats
(5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-D-galactosid)
als ein Substrat, das anzeigt, dass das lac-Z-Gen sorgfältig rekonstruiert
wurde. Diese Ergebnisse wurden ferner durch Restriktions-Kartierung
bestätigt.
Dieser Vektor wurde pUC18N genannt. (Siehe 1).
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b. Konstruktion von Plasmiden,
die das reverse Transkriptasegen enthalten.
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Das intakte MMLV-Gen wurde als ein
Sst I-Hind III Fragment des pMMLV-L-Klons, beschriebenen bei Miller
und Verma, J. Virol. 49: 214–222
(1984), isoliert. Dieses Fragment enthielt die Nukleotidsequenz,
die der Region von MMLV-Position
2558 (Sst I Stelle) bis Position 4894 (Hind III Stelle) entspricht,
und enthielt das gesamte RT-Gen zwischen 40 zusätzlichen Basen aufwärts und
284 zusätzlichen
Basen abwärts.
Der Plasmidvektor PUC18 wurde mit Sst I und Hind III abgebaut, und
der Vektor und das RT-Gen wurden zusammen ligiert und verwendet,
um kompetente E. coli DH5αf'-Zellen zu transformieren.
Das resultierende Plasmid wurde pUC18 MMLV Sst-Hind genannt (5). Dieses Plasmid wurde
dann mit Eco RI und Bgl I abgebaut, wobei ein 2013 bp-Fragment des
MMLV-RT-Gens, dem die terminale 3'-Sequenz des RT-Gens fehlt, erhalten
wurde. Das RT-Gen-Fragment wurde an seiner Bgl I Stelle an einem
doppelsträngigen
Linker, der mit Bgl I-Hind III Überhängen (7) aus den zwei synthetischen Oligonukleotiden
8 und 9 (SEQ ID NOS: 11 bzw. 12) entworfen wurde, ligiert. Der synthetische
Linker enthielt die Codesequenz für das Carboxylende der MMLV
reversen Transkriptase und ein Stoppcodon. Das Plasmid pUC18 wurde
mit Eco RI und Hind III abgebaut und das große Vektorfragment wurde an
Gel gereinigt und mit dem rekonstruierten RT-Gen ligiert. Das resultierende
Plasmid wurde pUC18 MMLV III tailed genannt und enthielt das MMLV-Gen
mit der zusätzlichen
3'-Sequenz, die
entfernt wurde.
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c. Konstruktion von pUC18N
MMLV Gly und pUC18N MMLV Gly Tet(-).
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Die zusätzliche 5'-Sequenz des geklonten RT-Gens wurde
wie folgt entfernt. Ein 1997 by Mam I-Hind III Fragment wurde aus
pUC18N MMLV III tailed (8)
isoliert. Dieses Nukleinsäurefragment
enthielt das RT Gen ohne die dreiundzwanzig 5'-Nukleotide der MMLV-RT Gensequenz.
Zwei komplementäre
Oligonukleotide wurden synthetisiert und hybridisiert, um den 5'-Teil des RT Gens
(aber mit für
ein Glycin in der zweiten Aminosäureposition
kodierenden Nukleotiden) und einen ein Initiationscodon enthaltenden
Nco I 5'-Überhang wiederherzustellen,
wie unten gezeigt.
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Das Plasmid pUC18N wurde mit Nco
I und Hind III abgebaut, und das kleinere der zwei resultierenden Fragmente
wurde entfernt. Die hybridisierten Oligonukleotide (SEQ ID NO: 3
und 4) wurden an das größere pUC18N-Fragment
an der Nco-I-Stelle
ligiert, und das 1992 by MMLV-RT Mam I-Hind III Gen wurde dann eingefügt, wobei
der Expressionsvektor pUC18N MMLV Gly (8) erhalten wurde. Das Tet-Gen von PUC18 Tet(+),
das wie unten beschrieben konstruiert wurde, wurde an der Rat II
Stelle eingefügt,
und das resultierende Plasmid wurde pUC18N MMLV Gly Tet(-) genannt.
Das Minuszeichen bezieht sich auf die Orientierung des Tet-Gens
innerhalb des Vektors.
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Das geklonte MMLV-RT der vorliegenden
Erfindung unterscheidet sich von dem nativen Enzym in zwei Hinsichten.
Erstens, das für
den Threoninrest kodierende Codon, das die Position 1 des nativen
Enzyms (das zweite Codon des RT-Gens) besetzt, wurde durch ein Glycincodon
in der klonierten RT der vorliegenden Erfindung ersetzt; zweitens,
die Codons für
die Leucin-, Asparagin- und Isoleucinreste, die die Aminosäurepositionen
2, 3 und 4 der reifen nativen Proteinsequenz besetzen, wurden mit
stärker
von E. coli bevorzugten Codons ersetzt. Das für Leucin kodierende CTA Codon
wurde durch ein degeneriertes Codon CTG ersetzt; das für Asparagin
kodierende AAT Codon wurde durch ein degeneriertes Codon AAC ersetzt,
und das für
kodierende ATA Codon wurde durch ein degeneriertes Codon ATC ersetzt.
(Siehe Wada, K. et al., Nucl. Acids Res. 19 (supp.): 1981–1986 (1991)).
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d. Konstruktion des Plasmids
pUC18N SD9D
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Um die Expression von klonierten
MMLV-RTs zu optimieren, wurde die lac Z Ribosombindungsstelle (RBS)
von pUC18N modifiziert, um 9 Basen zu enthalten, die eher zu E.
coli 16S rRNA als zu solchen 4 Basen, die in dem pUC18 Stammvektor
vorhanden sind, komplementär
sind. Zur gleichen Zeit wurden Plasmide mit Spacerregionen, die
das RBS und das RTG-Initiationskodon
entweder um 7, 8 oder 9 Basenpaare trennen, konstruiert, wie für einen
der Stämme
in 3 als SD7, SD8 und
SD9 gezeigt. Übliche
Elemente beim Entwurf dieser Spacersequenzen waren 1) Adenosin (A)
in der dritten Position 5' zum
ATG Inititationscodon, 2) kein Guanin (G) oder Cytosin (C) in der
Spacerregion außer
an der Nco I Stelle, und 3) eine 5'-RRTTTRR-3' Sequenz, die den RBS und den Spacer
umspannt, wobei T Thymin ist und R ein Purinnukleotid (Adenin oder Guanin)
ist. Diese für
die heterologe Genexpression üblichen
Elemente wurden bei Jay et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 78: 5543–48 (1981)
und Jespers et al., Protein Engineering 4: 485–92 (1991) erwähnt.
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Die Oligonukleotide, die verwendet
werden, um diese Modifikationen einzuführen, werden in 4 gezeigt. Jedes der Oligonukleotide
5, 6 und 7 (SEQ ID NO: 5, 6 und 7) wurde in Verbindung mit dem Oligonukleotid
1 verwendet, gezeigt in 2.
Die Basen des Nukleotids 4 auf der 5'-Seite des ATG Startcodons des Oligonukleotids
6 und die Basen von 4 und 5 auf der 5'-Seite am ATG Startcodon in Oligonukleotid
7 wurden mit einer Mischung aus A und T synthetisiert, da keines
von beiden theoretisch bevorzugt war. Siehe Jespers et al., siehe
oben. Wie bei der Konstruktion von pUC18N, existierte eine Region
von 30 Basenpaaren mit Komplementarität zwischen Oligonukleotid 1
und jedem der Oligonukleotide 3, 4 und 5. Wie vorher ließ man jedes Paar
der Oligonukleotide hybridisieren, unter Verwendung des Klenow-Fragments
der E. coli DNA Polymerase I eingefügt, mit Pvu II und Eco RI abgebaut
und in das gleiche pUC18 Pvu II-Eco RI Fragment, das in der Konstruktion
von pUC18N verwendet wurde, eingefügt. Das MMLV-RT-Gen wurde dann
wie unten beschrieben in diesen Vektor als ein Nco I-Hind III Fragment
hinein kloniert.
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Diese Konstruktionen wurden durch
Messen der Grade der MMLV-RT-Expression untersucht. Die Zellen,
die das Plasmid mit dem 9-Basen-Spacer (SD9; Oligonukleotid 7) enthalten,
zeigten den höchsten
Grad an reverser Transkriptase- Expression.
Das Plasmid wurde isoliert und sequenziert; bei beiden der degenerierten
Nukleotide erwiesen sich 4 und 5 Basen auf der 5'-Seite des ATG Startcodons als Adenosin
(A) Reste. Der Expressionsvektor wurde pUC18N SD9D genannt.
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e. Einfügen des
Tetracyclin-Resistenzgens
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Das Ampicillin-Resistenz-(β-Lactamase)-Gen
von pUC18 wurde als ein genetischer Selektionsmarker in den frühen Vektorkonstruktionen
verwendet. Dennoch kann aufgrund der Tatsache, dass β-Lactamase
relativ schnell wirkt, um das Antibiotikum zu zerstören, eine
messbare Plasmid-Minus revertante Population in einer Kultur, in
der Ampicillin das einzige selektive Kriterium ist, vorhanden sein.
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Um die Zellpopulation in den Kulturen
eng zu regulieren, wurde der Vektor so modifiziert, daß er ein Tetracyclin-Resistenzgen enthielt.
Weil Tetracyclin so wirkt, daß die
zelluläre
Aufnahme des Antibiotikums blockiert wird anstelle es zu Inaktivieren,
sollte die Kultur in der Gegenwart von Tetracyclin stabiler sein
als mit Ampicillin.
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Das Tetracyclin-Resistenzgen wurde
von pBR322 als ein 1427 pb Eco RI-Ava I Fragment isoliert. Die Einzelstrang-Überhänge wurden unter Verwendung
des Klenow-Fragments von E. coli DNA Polymerase I eingefügt, wobei
ein stumpfendiges Fragment erhalten wurde. Aat II Linker wurden
zum Tetracyclin Resistenzgenfragment ligiert und mit Aat II abgebaut.
Das Plasmid pUC18 wurde mit Aat II abgebaut, und der lineare Vektor
wurde zum das Tetracyclin-Resistenzgen enthaltende Aat II Fragment
ligiert. Die Ligaturmischung wurde verwendet, um kompetente E. coli
JM109 Zellen zu transformieren, und die Transformate wurden durch
Tetracyclinresistenz selektiert. Die Struktur des Plasmids wurde
durch Restriktions-Kartierung verifiziert. Klone mit in beiden Richtungen
eingefügtem Tetracyclin-Resistenzgen
wurden selektiert; die Plasmide wurden pUC Tet(+) und pUC Tet(–) genannt.
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Die beiden Plasmide wurden zur Bereitstellung
des Tetracyclin-Resistenzgens (Tet) für Insertion in die Plasmide,
die klonierte MMLV reverse Transkriptase enthalten, verwendet. Dieser
Versuch war bevorzugt, um das Insertieren des reversen Transkriptasegens
(RT) in einen Vektor, der bereits das Tet-Gen enthält, zu erreichen,
da das Tet-Gen Restriktionsstellen für Enzyme, die beim reverse
Transkriptase-Klonieren verwendet werden, enthält, während das RT-Gen keine Aat
II Stelle enthält.
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f. Konstruktion von pUC18N
SD9D MMLV Gly und pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–).
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Das intakte modifizierte reverse
Transkriptasegen von PUC18N MMLV Gly Tet(–) wurde als ein 2018 by Nco
I-Hind III Fragment isoliert und mit dem Vektor pUC18N SD9D, von
dem die Nco I-Hind III Polylinkerregion entfernt wurde, ligiert.
Das resultierende Plasmid, pUC18N SD9D MMLV Gly genannt, enthielt
das MMLV-RT-Gen, das nach den drei Möglichkeiten, die oben beschrieben
wurden, modifiziert wurde und zusätzlich die verbesserte Ribosombindungsstelle
und die wie oben beschriebene Spacerregion aufweist. Dieses Plasmid
wurde an seiner einzigen Aat II Stelle gespalten, und das Aat II
Tet-Genfragment
von pUC18 Tet(+) wurde in diesen Vektor eingefügt und ligiert. Plasmide, die
das eingefügte
Tet-Gen enthalten, wurden in beiden möglichen Orientierungen isoliert,
und der Grad der RT-Expression wurde für Klone, die jedes Plasmid
enthalten, getestet. Es wurde gefunden, daß der Klon mit (–) Orientierung
des Tet-Gens (mit dem Kodierstrang in der gleichen Orientierung
wie MMLV-RT) höhere
RT-Grade produziert als der Klon, der das Tet-Gen in der gegenteiligen Orientierung
hat, und wurde daher als der bevorzugte Klon ausgesucht.
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II. Auswahl des Wirtszellstamms
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Die folgenden E. coli-Stämme wurden
zur Expression und Reinigung von MMLV-RT getestet: JM109, DH5αf', XL1 Blue (Stratagene,
San Diego, California), JM105, ER 1458, NM 522, Invαf' (Invitrogen, San
Diego, California), TOPPTM Stamm 1–6 (Stratagene),
1200, MRE 600, Q 13, und A 19. Einige dieser Stämme sind Mutanten, die an Rnase
I (Stränge
1200, MRE 600, Q 13, und A 19) arm sind, während andere übliche Laborstämme sind.
Einige dieser Stämme
enthalten den lacIq Repressor und benötigen eine
Induktion mit Isopropylthiogalactosid (IPTG). Der Grad der RT-Expression
der Wirtszellen, die das RT-Gen enthalten, wurde durch Sichtbarmachung
des resultierenden Proteins auf SDS-Polyacrylamidgelen und in den
meisten Fällen
auch durch Enzymaktivitätsassays
auf rohen Zelllysaten bestimmt. Von den Rnase I-armen Stämmen zeigt
besonders E. coli 1200 (Yale University E. coli Genetic Stock Center,
Stamm 4449) hohe Grade der Enzymexpression bei Verwendung dieser
Assays; wenn nicht anders angezeigt, wurden alle hierin beschriebenen
Experimente unter Verwendung dieser Arten durchgeführt.
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III. Wachstum von pUC18N
SD9D MMLV Gly Tet(–)
enthaltenden E. coli 1200
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Das Fermentationskulturmedium (A-Z
Amin Media) enthielt die folgenden Komponenten in einem Volumen
von 200 Litern:
N-Z Amine A (Sheffield Products, Norwich,
N. Y. I) | 2 kg |
Hefe-Extrakt (Difco) | 1 kg |
NaCl | 1 kg |
NaOH | 8 g |
Tetracyclin (12 mg/ml in 70% Ethanol) | 200 ml |
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Die Mischung wurde in einem Fermentationsbehälter bei
121°C für 20 Minuten
autoklaviert, dann zum Abkühlen,
stehen gelassen. Das Tetracyclin wurde nach erreichen der Temperatur
von 37°C
hinzugefügt.
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Das Inoculum von E. coli 1200, das
pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–)
enthält,
wurde durch Einimpfen von 2 ml N-Z Amin plus 12 μg/ml Tetracyclin (LB + Tet)
mit einer gefrorenen Stammkultur der vektorenthaltenden Rasse und
Inkubieren über
Nacht bei 35°C
unter Schütteln
hergestellt. Die resultierende 2 ml Kultur wurde dann verwendet,
um 20 Ein-Liter-Kulturen
anzuimpfen, die wiederum bei Nacht bei 37°C unter Schütteln inkubiert wurden.
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Der 200 Liter Fermenter wurde dann
mit 20 Liter Saatkultur angeimpft, und die Zellen konnten bei 37°C innerhalb
von 30 Minuten nachdem die Kultur die maximale Dichte, die durch
Messung der Lichtstreuung bei einer Wellenlänge von 660 nm bestimmt wurde,
erreicht hatte, wachsen. Dies tritt üblicherweise 7.5 Stunden nach
der Animpfung auf. Während
der Animpfung wurde die Kultur bei 150 RPM für die ersten 3 Stunden kontinuierlich
und dann bei 180 RPM gerührt.
Der Behälter
wurde mit Luft bei 45 l/min besprüht. Der pH-Wert des Mediums
wurde während
der Fermentation nicht kontrolliert und stieg während dieser Zeit auf ungefähr 8.2.
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Die Kultur wurde auf 20°C abgeschreckt
und die Zellen wurden durch Zentrifugieren in einer Sharples-Zentrifuge
gesammelt. Die Zellen wurden nicht gewaschen. Die Zellpaste wurde
in 200 g Portionen geteilt und in flüssigem N2 eingefrorenen.
Während
des Einfrierens wurde die Zellmaste in kleinere Portionen geteilt, um
ein schnelles und gründliches
Gefrieren zu sichern. Die gefrorene Zellpaste wurde dann bei –70°C gelagert.
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IV. Reinigung der MMLV
reversen Transkriptase von E. coli 1200/pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–)
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1. Untersuchung der reversen
Transkriptaseaktivität
und Proteinkonzentration
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Verfahren zum Analysieren der reversen
Transkriptaseaktivität
sind im Stand der Technik bekannt. Für die hier beschriebene Arbeit
wurde der dT : rA-Assay von Kacian verwendet (Kacian, Methods for
Assaying Reverse Transkriptase, in Methods in Virology (Academic
Press 1977).
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Kurz gesagt, der Assay verwendete
eine 0.1 ml Reaktionsmischung von Oligo(dT) und Poly(rA), zusammen
etwa 1 μg
in einem Puffer, der 50 mM Tris-HCl, pH 8.3, 8 mM MgCl2,
10 mM Dithiothrietol, [3H] dTTP und eine
auf reverse Transkriptaseaktivität
zu testende Probe enthielt. Der Reaktionspuffer kann optional 0.002–0.2% (v/v)
nichtionische Detergentien enthalten. Die Reaktionen wurden bei
37°C bis
40°C inkubiert
und die Proben wurden in Intervallen entnommen und mit einem gleichen
Volumen TCA Reagenz (bestehend aus gleichen Volumen von 100% (w/v)
Trichloracetatsäure
(TCA), gesättigtem
monobasischen Natriumphosphat und gesättigtem Natriumpyrophosphat)
gemischt, bei 0°C
für 10
Minuten gelagert und die sauer ausfällbare Radioaktivität wurde
auf Membranfiltern, die dann 3x mit kaltem, 5% (v/v) TCA gewaschen
wurden, gesammelt, getrocknet und in einer Scintillationsflüssigkeit
gezählt.
Eine Einheit der reversen Transkriptaseaktivität wandelt 1 nmol dTTP zur sauer
ausfällbaren
Form in 10 Minuten unter diesen Bedingungen um.
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2. Zelllyse
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Elfhundert Gramm gefrorener Zellpasten
wurden in Stücke
gebrochen und in 3.3 Lysispuffer (25 mM Tris-HCl (pH 7.5), 10 mM
Ethylenediamintetraessigsäure
(EDTA), 10% (v/v) Glycerol, 5 mM Dithiolthreitol (DTT), 1% (v/v)
Triton X-100, 10 mM NaCl, 1 mM Phenylmethylsufonylfluorid (PMSF))
durch Rühren
bei 4°C suspendiert.
Die Zellen wurden dann durch zwei Durchläufe durch einen APV Gaulin
15MR Homogenisierer bei einem kontinuierlichen Druck von 8000 psi
lysiert. Der Aufnahmebehälter
wurde in ein Eiswasserbad gestellt, und das anfängliche Homogenat konnte für 30 Minuten
vor dem zweiten Durchlauf abschrecken. Das Lysat wurde dann durch
Zentrifugieren bei 4500 × g
für 1 Stunde
bei 4°C
gereinigt und die Pellets wurden verworfen. Die gereinigten Lysate
wurden entweder sofort verwendet oder bei –70°C gefroren gelagert und vor der
Verwendung auf 4°C
gebracht.
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3. Phosphorcellulose-Kolonnenchromatographie
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Phosphorcellulose (Whatrian P11,
100 g) wurde mit 2.5 l 0.5 N NaOH, gefolgt von 2.5 1 0.5 N HCL, wie
vom Hersteller bezogen, behandelt. Nach abschließendem Waschen mit Wasser,
wurde die Phosphorcellulose in 1.0 l 1.0 M Tris-HCL (pH 7.5) suspendiert,
wurde für
5 bis 10 Minuten stehengelassen und in einen Büchner-Trichter transferiert.
Der Puffer wurde durch Vakuumfiltration entfernt, und die Phosphorcellulose
wurde solange mit 1. M Tris-HCl (pH 7.5) gewaschen bis der pH des
Auslaufs den pH der Waschlösung
erreichte. Die Phosphorcellulose wurde dann in ein Becherglas überführt und
in 1.0 l Kolonnenpuffer (25 mM Tris-HCl (pH 7.5), 1 mM EDTA, 10%
(v/v) Glycerol, 1 mM DTT, 0.1% (v/v) Triton X-100 und 1 mM PMSF),
der 0.05 M NaCl enthielt, suspendiert. Nach 5 bis 10 Minuten wurde
der Puffer durch Vakuumfiltration wie oben beschrieben entfernt.
Die Phosphorcellulose wurde dann in 700 ml Kolonnenpuffer, der 0.05
M NaCl enthielt, suspendiert und auf 4°C gekühlt.
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Alle nachfolgenden Schritte wurden
bei 4°C
durchgeführt.
Die Chromatographie wurde unter Verwendung einer Pharmacia FPLC-Ausrüstung durchgeführt. Ein
Pharmacia XK 50/30 (5.0 cm × 26.0
cm) wurde mit der gewaschenen und equilibrierten Phosphorcellulose
gepackt, um ein Bett von 500 ml zu ergeben. Die Kolonne wurde dann
mit 1 l Kolonnenpuffer, der 0.05 M NaCl enthielt, bei einer Durchflussrate
von 60 ml pro Stunde gewaschen. Kolonnenadapter (Pharmacia AK 50)
wurden verwendet, um das Totvolumen am Ende einer Kolonne zu minimieren.
Sechshundert ml gereinigten Zelllysats wurden auf die Kolonne bei
einer Durchflussrate von 30 ml pro Stunde aufgetragen. Die Kolonne
wurde dann mit 650 ml Kolonnenpuffer, der 0.2 M NaCl enthielt, bei
der selben Durchflussrate gewaschen. Aufgrund der Schrumpfung des
Kolonnenbettes wurde überschüssiger Puffer
vom Raum überhalb
des Kolonnenbettes entfernt, und der obere Flussadapter wurde readjustiert,
um den Kontakt mit der Bettoberfläche sicherzustellen.
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Die Kolonne wurde mit einem 1500
ml linearen Salzgradienten, von 0.2 M NaCl bis 0.7 M NaCl in einem
Kolonnenpuffer bei 30 ml pro Stunde, eluiert. Der Ausfluss wurde
auf die Anwesenheit von Protein durch dessen Absorbierung bei 280
nm beobachtet. Es wurden Fraktionen von 25 ml gesammelt, außer während der Eluation
des Proteinpeaks, bei dem 15 ml Fraktionen gesammelt wurden.
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Die Kolonnenfraktionen wurden durch
Verwendung der SDS-Polyacrylamidgelelektrophorese (SDS-PAGE),
gefolgt durch Coomassie-Brilliant-Blue-Färbung analysiert. SDS-PAGE
ist im Stand der Technik gut bekannt und wird bei Laemmli, U. K.,
Nature 227: 680 (1970) beschrieben. Zehn Mikroliter jeder Fraktion wurden
in jeder Gelbahn analysiert. Eine Kontrollbahn enthielt eine bekannte
Menge gereinigter MMLV-RT. Jene
Fraktionen, die eine signifikante Menge Protein, das mit einem offensichtlich ähnlichen
oder gleichen Molekulargewicht wie jenes der MMLV-RT Kontrolle wanderte
und das geringe sichtbare Proteinbanden enthält, enthalten, wurden vereinigt.
Ungefähr
95% des Proteins, das mit dem Hauptproteinpeak eluiert wurde, konnte ohne
eine signifikante Menge von verunreinigenden Proteinen zu enthalten
vereinigt werden. Aktivitäts-Assays können ebenfalls
verwendet werden, um das Maximum der MMLV-RT-Enzymfraktionen zu
lokalisieren und zu vereinigen; solche Verfahren sind dem Durchschnittsfachmann
bekannt.
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4. Sephacryl 5200 Gelfiltration
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Die vereinigten Phosphorcellulosefraktionen,
die ein Volumen von 80–100
ml haben, wurden auf weniger als 25 ml durch Ultrafiltration in
einer Amicon Ultrafiltrations-Zelle unter Verwendung einer Amicon
P30 Membran bei 20 psi Stickstoff auf konzentriert. Zwei 2.6 cm × 94 cm
Pharmacia XK 26/100 Kolonnen wurden mit Sephacryl 5200 (Pharmacia)
nach Herstellerangaben gepackt. Kolonnenadapter wurden verwendet,
um das Totvolumen zu minimieren. Beide Kolonnen wurden in Serie
verbunden. Die Kolonnen wurden mit 2 l Kolonnenpuffer, der 0.2 M
NaCl enthielt, bei einer Durchflussrate von 90 ml pro Stunde gewaschen.
Die konzentrierte Phosphorcellulosevereinigung (etwa 25 ml) wurde
auf die Aufwärtskolonne
geladen, und die Kolonne wurde mit dem gleichen Puffer bei einer
Durchflussrate von 90 ml pro Stunde entwickelt. Wieder wurde der Ausfluss
auf seine Absortion bei 280 nm hin beobachtet; die anfänglichen
200 ml Ausfluss wurden in einem einzelnen Pool gesammelt und 4 ml
Fraktionen wurden während
des Ausflusses des Proteinpeaks gesammelt. Die MMVL-RT eluierte,
nachdem ungefähr
290–300
ml Puffer auf die Kolonne aufgetragen wurde.
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Die Fraktionen wurden wieder unter
Verwendung von SDS-PAGE
wie oben analysiert. Drei Mikroliter jeder Fraktion in der Peakregion
wurden in jeder Gelbahn laufen gelassen; wie vorher enthielt eine
Kontrollbahn gereinigte MMLV-RT bekannter Masse. Jene Fraktionen,
die eine signifikante Menge Protein, das mit der gereinigten MMLV-RT
wanderte, enthielten und die geringe sichtbare verunreinigende Proteine
enthielten, wurden vereinigt. Vorzugsweise wurden jene Fraktionen,
die überwiegend
Banden von offensichtlich höherem Molekulargewicht
als das von MMLV-RT enthielten, nicht in den Pool eingeschlossen.
Zwischen 95–98%
des Proteins in dem Haupt-S200-Peak wurde in dem Pool eingeschlossen.
Obwohl Assays für
reverse Transkriptaseaktivität
verwendet werden können,
um die MMLV-RT in den Fraktionen zu lokalisieren und zu identifizieren,
schließt
die Analyse vorzugsweise SDS-PAGE ein, um das Einschließen von
Kontaminationen mit höherem
Molekulargewicht in den Pool zu verhindern.
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Die vereinigten 5200 Fraktionen werden
für die
meisten Verwendungen auf geeignete Weise konzentriert. Das Enzym
kann in 50%-igem Glycerol bei –20°C gelagert
werden.
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Beispiel 1: Expression
von MMLV-RT durch E. coli, das pUC18N MMLV Gly Tet(–) oder
pUC18N MMLV Gly Tet(–)
mit einer modifizierten Ribosombindungsstelle und Spacersequenzen
verschiedener Längen
enthält
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Das MMLV-RT-Gen, das die Glycinaminosäure-Substitution
in der ersten Position enthält,
wurde im Vektor pUC18N und pUC18N mit den Spacern und der modifizierten
Ribosombindungsstelle wie oben beschrieben untersucht. Alle Vektoren
enthielten das Tet-Gen und wurden in der E. coli Art 1200 untersucht.
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Fünfzig
ml Kulturen von E. coli 1200, die eine dieser zwei Konstruktionen
enthielten, wuchsen für
16.5 Stunden bei 37°C
unter Schütteln.
Aliquots von 0.5 ml wurden gesammelt, für 2 Minuten in einer Mikrozentrifuge
zentrifugiert, und die Überstände wurden
entfernt. Die Zellpellets wurden in 0.5 ml eines Waschpuffers (50
mM Tris-HCl (pH 8.0), 10 mM NaCl, 5 mM EDTA und 0.25 M Sucrose)
resuspendiert und dann wie vorher zentrifugiert. Die Zellpellets
wurden bei –80°C gefroren
und dann in 200 μl
Lysispuffer (10 mM Tris-HCl (pH 8.0), 10 mM NaCl, 1 mM EDTA, 1%
Glycerol, 5 mM DTT, 0.2 mM PMSF und 100 μg/ml Lysozym) resuspendiert und
für 20
Minuten auf Eis belassen. Einhundert Mikroliter 0.75% (v/v) Triton
X-100 wurden zu jeder Probe gegeben und die Mischung wurde gefroren
und zweimal aufgetaut. Das Lysat wurde durch Zentrifugation gereinigt,
und das Gesamtprotein wurde durch die Methode von Read und Northcote
(Anal. Biochem. 116: 53–64 (1981))
untersucht.
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Die Aliquote des Lysats wurden auf
reverse Transkriptaseaktivität
hin untersucht. Der Grad der reversen Transkriptaseaktivität in jedem
Klon wurde in Einheiten pro Mikrogramm des Gesamtproteins in dem Lysat
als auch in Einheiten pro ml der Bakterienkultur berechnet. Die
in Tabelle 1 gezeigten Resultate zeigen an, dass der Vektor, der
die modifizierte Ribosombindungsstelle (RBS) und die 9 Basen Spacersequenz
enthält,
die höchsten
Grade an Enzym exprimierte.
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Beispiel 2: Vergleich
der modifizierten MMLV-RT in E. coli 1200 und JM 109 Wirtsstämme
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Das Plasmid pUC18 wurde verwendet,
um Plasmide, die für
MMLV-RT mit Glycin-, Alanin- oder Valinsubstitutionen in der ersten
nativen Aminosäureposition
kodieren, zu bilden. Diese Substitutionen wurden unter Verwendung
von Oligonukleotiden, die den Oligos 3 und 4 ähnlich sind, aber mit einem
Codon der Sequenz 5'-GTT-3' oder 5'-GCT-3' (kodierend für Valin
oder Alanin) in der zweiten Position des RT-Gens, dem Initiationscodon
folgend, gebildet. Das Tet-Gen von pUC18 Tet(+) wurde zum Vergleich
in das resultierende Plasmid in jeder Orientierung insertiert. Diese
Plasmide wurden verwendet, um E. coli JM109 Wirtszellen, die eine
Episomalkopie des lac-Repressors lac-Iq-Gen
enthalten, zu transformieren. Die transformanten Zellen wuchsen über Nacht
wie in Beispiel 1, außer
wenn die Zellen das Log-Phase-Wachstum
erreichten, wurde der lac Promotor durch die Zugabe von 0.5 mM (IPTG)
für ungefähr 22 Stunden
induziert. Die Aliquote wurden gesammelt und auf reverse Transkriptase- Aktivität hin untersucht
wie in Beispiel 1. Die Ergebnisse werden unten in Tabelle 2 gezeigt.
Wie man sieht, zeigt die Gly Tet(–) Konstruktion den höchsten Grad
an Enzymexpression.
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In einem separaten Experiment wurden
die Gly Tet(–)
und die Val Tet(–)
Konstruktionen in E. coli Wirten 1200 und JM 109 untersucht. Die
JM 109 Kulturen wurden wie oben induziert, während die 1200 Kulturen nicht
induziert wurden. Die unten in Tabelle 3 gezeigten Ergebnisse zeigen,
dass die Expressions-Grade in beiden Stämmen vergleichbar für die Glysubstituierte
MMLV-RT und höher
im Stamm 1200 für
das Valsubstituierte Plasmid sind.
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Beispiel 3: Wachstum von
E. coli 1200/pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–) und Expression von MMLV-RT
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Ein Liter Wachstummedium enthielt
10 g N-Z Amin A, 5 g Hefeextrakt, 5 g Natriumchlorid und 0.1 ml 10
N NaOH. Ein Milliliter 12 mg/ml Tetracyclin in 70%-igem Ethanol
wurde dem gekühlten
autoklavierten Medium zugegeben.
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Zwei ml des Mediums wurden mit einer
gefrorenen Stammkultur der E. coli Transformante angeimpft. Diese
ließ man
unter Schütteln über Nacht
bei 37°C
wachsen. Die zwei ml Bakterienkultur wurden verwendet, um 500 ml
des Mediums anzuimpfen, und diese Kultur wurde wie oben über Nacht
wachsengelassen. Die 500 ml Kultur wurde im Gegenzug verwendet,
um 5 Liter des Mediums in einem New Brunswick BioFlo III Fermenter
anzuimpfen. Die Kultur ließ man
bei 37 °C
unter Rühren
bei 350 RPM wachsen. Die Kultur wurde während der Fermentation mit
4 Liter/Minute mit Luft besprüht.
Fünf bis
Zehn Milliliter Proben wurden jede Stunde zur Untersuchung des pH-Werts,
der optischen Dichte, der Proteinkonzentration und reversen Transkriptaseaktivität entnommen.
Diese Resultate werden unten in Tabelle 4 gezeigt.
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Beispiel 4: Großmaßstab-Reinigung
von geklonter MMLV-RT
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Das Enzym wurde wie oben in Beispiel
1 beschrieben hergestellt. Die Volumina der Reagenzien wurden im
Verhältnis
zum Gewicht der pelletierten Zellen zu Beginn des Verfahrens eingestellt.
Wie in Tabelle 5 gezeigt, wurde hochgereinigtes Enzym mit einer
48%igen Ausbeute wiedergewonnen.
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Beispiel 5: SDS-PAGE der
gereinigten MMLV-RT des 1200/pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–) Klons
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Der Fortschritt der Reinigung wurde
durch SDS-PAGE-Analyse
des Proteins in dem P-11 Pool und dem Sephacryl-Pool des obigen
Beispiels 4 überwacht.
SDS-PAGE wurde in einem 10% reduzierenden Gel betrieben, im wesentlichen
wie bei Laemmli beschrieben, siehe oben. Die Proben wurden wie folgt
hergestellt. Ein Aliquot des P-11 Pools wurde 50-fach in einen Gelprobenpuffer
verdünnt
(50 mM Tris-HCl (pH 6.8), 10% (v/v) Glycerol, 5% β-Mercaptoethanol
(BME), 2% (w/v) SDS und 0.05% (w/v) Bromphenol-Blau) und bei 95°C für fünf Minuten
erhitzt. Ein Aliquot des Sephacryl Kolonnenpools wurde 10-fach mit Gelprobenpuffer
verdünnt und
in der gleichen Weise erhitzt. Eine Probe kommerziell erhaltener
MMLV-RT (USB, Cleveland, OH) wurde auf identische Weise präpariert.
Die letzte Probe hatte nach Lieferantenangabe eine spezifische Aktivität von 187000
U/mg und wurde mit einer anfänglichen
Konzentration von 1500 U/μl
bereitgestellt. Vorgefärbte
molekulare Gewichtsmarker (Bio Rad Laboratories, San Rafael, CA)
wurden verwendet, um die Molekulargewichte der Proteine, die in
dem Probenpool enthalten sind, abzuschätzen. Die offenbaren Molekulargewichte
des Markerproteins waren 18.500 Da (Eiweißlysozym), 27.500 Da (Sojabohnen-Trypsin-Inhibitor),
32.500 Da (Rinderserum Albomin) und 106.000 Da (Phosphorylase B
aus Hasenmuskel). Das Gel wurde wie in Tabelle 5 gezeigt beladen,
und wird in 10 gezeigt.
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Beispiel 6. Kontaminierende
Ribonukleaseaktivität
in einer kommerziellen Präparation
von MMLV-RT
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Eine 24 cm × 0.4 cm Kolonne Sephadex G75
wurde mit folgendem Puffer äquilibriert
(1X Kolonnenpuffer): 20 mM Tris-HCL (pH 7.6), 0.1 mM EDTA, 200 mM
NaCl, 1 mM Dithiothrietol (DTT), 0.01% (v/v) Nonidet P-40 und 10%
(v/v) Glycerol.
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Die RNase-Untersuchungen wurden unter
Verwendung einer Nukleinsäurehybridisierung
durchgeführt,
um den Verlust an mit dem Enzym inkubiererter RNA zu messen. Details
dieses Verfahrens können
bei Arnold, et al., (U.S. Patent-Nr. 5,283, 174) und bei Nelson,
et al., (U.S. Patent Anmelde-Nr. 08/094,577) gefunden werden. Fünf ml jeder
Enzymprobe wurden in ein Teströhrchen überführt. Zehn
ml eines in-vitro synthetisierten RNA-Transkripts (ungefähr 1–4 fmol)
in Wasser wurden hinzugefügt
und die Reaktionen wurden bei 37°C
für 1 Stunde
inkubiert. Fünfzig
ml einer zu einer Region des RNA-Transkripts
komplementären
Acridiniumester-markierten DNA-Probe
wurden zu 0.1 M Lithiumsuccinat (pH 4.7), 1.1 M Lithiumchlorid,
2% (w/v) Lithiumlaurylsulfat, 20 mM EDTA, 20 mM Ethylenglycol-bis(beta-aminoethylether)-N,N,N1,N1- tetraessigsäure (EGTA),
15 mM Aldrithiol (Aldrich Chemical Company, Milwaukee, Wisconsin)
hinzugefügt,
und die Reaktionsmischung wurde bei 60°C für 20 Minuten inkubiert. 300
ml einer Lösung
von 0.6 M Natriumborat (pH 8.5), 1% (v/v) Triton X-100 wurden hinzugefügt, und
die Reaktionsmischung wurde bei 60°C für 7 Minuten inkubiert, um den
in der unmarkierten Probe anwesendrn Acridiniumester zu zerstören. Die
Menge der verbleibenden Markierungen wurde mit einem Luminometer
bestimmt.
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Ähnliche
Methoden zur Untersuchung der RNAse-Aktivität, die radiomarkierte Proben
oder direkte Messungen des Abbaus radiomarkierter RNA durch Überwachen
der Umwandlung von sauer ausfällbar
zu säurelöslichen
Formen verwenden, sind dem Durchschnittsfachmann gut bekannt und
können
in der Praxis der vorliegenden Erfindung verwendet werden. Andere
Verfahren zur Untersuchung schwacher RNAse-Aktivität sind in
der wissenschaftlichen Literatur erhältlich, und ihre Anwendung
in der Praxis der vorliegenden Erfindung kann durch den Durchschnittsfachmann
leicht erkannt werden.
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Fünfundzwanzig
Mikroliter einer kommerziellen Präparation MMLV-RT (U.S. Biochemicals,
Cleveland, Ohio) wurden mit 12.5 μl
10X Kolonnenpuffer ohne Glycerol, 10 μl einer 10 mg/ml Blue-Dextran-Lösung, und 77.5 μl Wasser
gemischt. Vor Gebrauch wurde das Wasser mit Diethylpyrocarbonat
wie bei Sambrook et al. beschrieben, siehe oben, behandelt, um kontaminierende
RNAsen zu zerstören.
Das Enzym wurde auf die Kolonne aufgetragen und mit Kolonnenpuffer
bei einer Durchflussrate von 1.8 ml pro Stünde eluiert. Zweihundertdreißig μl Fraktionen
wurden gesammelt und auf reverse Transkriptase- und RNAse-Aktivitäten hin
untersucht, wie oben beschrieben.
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Die Ergebnisse von zwei identischen
Kolonnendurchläufen
werden in der folgenden Tabelle gezeigt.
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Wie diese Tabelle veranschaulicht,
enthalten die kommerziellen Enzympräparate eine signifikante endogene
RNAse-Aktivität.
Diese RNAse-Aktivität
ist anders als die mit dem MMLV-RT-Enzym verknüpfte RNAse-H-Aktivität, da sie
einzelsträngige
RNA abbaut. Analysiert man durch Gel-Filtrations-Chromatographie, erhält man mindestens
4 Peaks der Nicht-RNAse-H-RNAse-Aktivität. Diese Peaks können 4 einzelne
Enzyme repräsentieren.
Alternativ können
sie eine Aggregation von einem oder mehreren Proteinen, eine Dissoziation eines
solchen Proteins in Untereinheiten, oder andere chromatographische
Artefakte repräsentieren.
Mindestens einer dieser Peaks von Nicht-RNAse-H-RNAse-Aktivität co-eluiert
mit der MMLV-RT.
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Beispiel 7: Vergleich
der kontaminierenden Ribonukleasen in teilweise gereinigter rekombinanter
MMLV-RT der E. coli Wirtszellen JM 109 und 1200
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Um die Menge an kontaminierenden
Ribonukleaseaktivitäten,
die in den MMLV-RT enthaltenden Zelllysaten nach der P11 Kolonnenreinigung
anwesend sind, zwischen den Wirtszellen JM 109 und 1200, die mit dem
Plasmid PUC18N SD9D MMLV Gly Tet(-) transformiert wurden, zu vergleichen,
wurden Fraktionen jeder Kolonne auf reverse Transkriptaseaktivität unter
Verwendung des bei Kacian, Meth. Virol., siehe oben beschriebenen
dT : rA-Assays und für
Nicht-RNAse-H-RNAse-Aktivitäten unter
Verwendung des in dem vorherigen Beispiel beschriebenen Assays hin
untersucht.
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Die für jeden Zelltyp erhaltenen
Ergebnisse sind in den folgenden Tabellen gezeigt:
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Die Daten zeigen, dass das aus JM
109-Zellen hergestellte Enzym signifikante Mengen von Nicht-RNAse-H-Ribonukleaseaktivität durch
das P11 Kolonnenprofil hindurch enthält. Signifikante Mengen RNAse-Aktivität eluierten
mit der reversen Transkriptaseaktivität. Im Gegensatz dazu war die
von den E. coli 1200 Zellen gereinigte reverse Transkriptase frei
von nachweisbaren kontaminierenden RNAseaktivitäten nachdem der rohe Extrakt
durch Phosphocellulose-Kolonnenchromatographie gereinigt wurde.
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Beispiel 8: Amplifikation
der Myobakterium-tuberculosis-Ribosomal-RNA-Zielsequenz
unter Verwendung gereinigter rekombinanter MMLV reverser Transkriptasen
von E. coli-1200/pUC18N
SD9D MMLV Gly Tet(–)
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Die Nukleinsäureamplifikation wurde unter
Anwendung des bei Kacian und Fultz, EPO 0 408 295 A2, beschriebenen
Verfahrens durchgeführt.
Eine Reagenzmischung wurde wie folgt hergestellt: In 768 Mikroliter Wasser
wurden gegeben, in der Reihenfolge, 25 μl 1 M Tris-HCl, (pH 8.0), 50 μl 1 M MgCl2, 44 μl
KCl, 500 μl 40
mM rNTPs, 500 μl
10 mM dNTPs, 9 μl
T7 Promotor-Primer (84 pmoles/μl),
und 5 μl
nicht-T7 Primer (150 pmole/μl)
und gemischt. Das Volumen dieser Mischung (Lösung A) wurde passend für 50 Assays
berechnet. Vierzig μl
der Lösung
A wurden zu jedem Reaktionsröhrchen
gegeben. Zehn Mikroliter der gereinigten Ziel-rRNA (0.05–25 fg/μl verdünnt in Template-Verdünnungspuffer
(0.2% (w/v) Rinderserumalbumin in 150 mM NaCl)) wurden zu jedem
Röhrchen
gegeben. Die Ziel-rRNA
hatte zum Primer und dem Promotor-Primer ausreichend komplementäre Nukleinsäuresequenzen,
um eine Hybridisierung, die unter stringenten Hybridisierungsbedingungen
eintritt, zu ermöglichen.
Die Herstellung von rRNA ist dem Durchschnittsfachmann bekannt.
Zweihundert Mikroliter Silikonöl
wurden auf die Oberfläche
jeder Reaktionsmischung geschichtet, und die Reaktionsröhrchen wurden
bei 95°C
für 15
Minuten in einem Heizblock erhitzt. Die Reaktionsröhrchen wurden
dann in ein 42°C
Wasserbad überführt und
für 5 Minuten
zum Abkühlen
stehengelassen.
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Eine Enzymmischung wurde durch Überführen von
46.8 μl
Verdünnungspuffer
in ein Röhrchen
und Hinzufügen
von 1.1 μl
(900 U) MMLV-RT und 2 μl
(400 U) T7 RNA-Polymerase hergestellt. Diese Mischung wurde dann
in jedes Röhrchen gegeben.
Die Reaktionen wurden dann für
2 Stunden bei 42°C
inkubiert. Die Menge der hergestellten amplifizierten RNA wurde
dann unter Verwendung einer auf die Zielsequenz gerichteten Acridiniumester-markierten
DNA-Probe, wie bei Arnold et al., PCT WO89/02476 and Arnold et al.,
Clin. Chem. 35: 1588–1594
(1989) beschrieben, gemessen. Alle Reaktionen ließ man in
vierfacher Ausführung
laufen außer
der Negativkontrolle, die man doppelt laufen ließ. Die Ergebnisse, die unten
in Tabelle 9 gezeigt werden, zeigen, dass gesättigte Grade der amplifizierten
Zielsequenz mit etwas weniger als 2.5 fg des eingesetzten RNA-Templates
am Anfang des Experiments erhalten werden.
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Beispiel 9: Synthese von
cDNA unter Verwendung von gereinigter rekombinanter MMLV-RT von
E. coli 1200/pUC18N SD9D MMLV Gly Tet(–)
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Die Fähigkeit der rekombinanten gereinigten
MMLV-RT cDNA zu synthetisieren wurde mit jener einer kommerziell
erhältlichen
reversen Transkriptase-Präparation
(U.S. Biochemicals) in einer RNA-Sequenzreaktion verglichen.
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Ein TTE Puffer wurde durch Mischen
von 20 ml 1 M Tris-HCl (pH 7.5), 0.4 mM EDTA (pH 8.0) and 281.7 μl Triethylamin
hergestellt. Die Primer hatten die folgende Sequenz
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Die Primer wurden mit 32P
an ihrem 5'-Ende
unter Verwendung von Polynukleotidkinase markiert; Verfahren zur
Endmarkierung von Nukleinsäuren
sind im Stand der Technik generell bekannt. Nach ihrer Endmarkierung
werden die Primer durch Chromatographie auf NensorbTM-Kolonnen
(New England Nuklear) entsprechend der Herstellerspezifikationen
gereinigt, gefolgt durch eine Ethanol-Ausfällung.
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Die Reaktionen wurden unter Verwendung
von entweder gereinigter rekombinanter MMLV-RT von E. coli 1200/pUC18N
SD9D MMLV Gly Tet(-) oder reverser Transkriptase, die von einem
kommerziellen Verkäufer
bezogen wurde, durchgeführt.
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Die Reaktionsmischungen enthielten
die folgenden Reagenzien in 100 μl
Endvolumen: Zehn Mikroliter GPE Puffer (500 mM Tris-HCl (pH 7.6),
175 mM MgCl2, 250 mM KCl, 20 mM Spermidin),
8 μl Stamm-rNTPs (25
mM rCTP und rUTP; 65 mM rATP und rGTP), 4 μl Stamm-dXTPs (10 mM), 0.5 μl 1 M DTT,
20 pmol 32P-markierten, 20 pmol unmarkierten
Primer, 20 pmol gereinigte E. coli rRNA, 600 U reverse Transkriptase.
Die Reaktionen wurden durch Mischen aller Komponenten ohne der reversen
Transkriptase und anschließendem
Erhitzen der Mischung auf 95°C
für 5 Minuten,
um die Template RNA Sekundärstruktur
zu denaturieren, durchgeführt.
Die Reaktionen wurden dann bei 60°C
für 30
Minuten stehengelassen, um dem Primer das Reassozieren mit dem rRNA-Ziel zu ermöglichen.
Die Reaktionsmischung wurde auf Raumtemperatur abgekühlt, und die
reverse Transkriptase wurde hinzugefügt. Die DNA-Synthese wurde
für 60
Minuten bei 42°C
durchgeführt. Die
Reaktionen wurden auf 7%igen Polyacrylamidgelen analysiert, wie
im wesentlichen bei Williams et al., BioTechniques 4: 138–147 (1986),
beschrieben.
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Es wurde gefunden, daß beide
Enzyme cDNA aus dem RNA-Template
mit der gleichen Effizienz synthetisieren, wie durch die Gel-Elektrophoretogramme
vermutet.
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Beispiel 10: Reverse Transkriptase-vermittelte
PCR unter Verwendung von rekombinanter MMLV-RT von E. coli 1200/pUC18N
SD9D MMLV Gly Tet(–)
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Alle PCR-Reaktionen wurden in einem
Perkin Elmer-Cetus Modell 9600 DNA Thermalzyklisierer betrieben.
Der Thermalzyklisierer wurde so programmiert, daß die Reaktion in der folgenden
Art und Reihenfolge inkubiert werden:
94°C für 3 Minuten;
35 Zyklen
zwischen 51°C
für 30
Sekunden, 72°C
für
2
Minuten und 94°C
für 1 Minute;
72°C für 5 Minuten;
4°C über Nacht.
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Zwei getrennte Präparationen der MMLV-RT, als
auch eine Menge des gleichen kommerziellen Verkäufers wie oben wurden für dieses
Experiment verwendet. Verschiedene Mengen RT wurden getestet, aber es
wurde gefunden, daß 50
U des Enzyms für
alle verwendeten Enzympräparate
optimal sind. Die verwendeten Reagenzien in dem Experiment waren
wie folgt: 5X RT-Puffer (50 mM Tris HCl (pH 8.3), 75 mM KCl, 3 mM MgCl2, 5 mM DTT); 10X PCR-Puffer (Perkin Elmer)
(100 mM Tris-HCl (pH 8.3), 500 mM KCl, 15 mM MgCl2, 0.1%
Gelatine); RT-Vormischung (für
jede Reaktion) (4 μl
5X RT-Puffer, 0.8 μl
einer 25 mM Lösung
von jeder dNTP, 50 Einheiten RT, 100 mol(–) Sense-Primer, Wasser in einem Gesamtvolumen
von 20 μl);
PCR-Vormischung
(für jede
Reaktion) (8 μl
10X PCR-Puffer, 100 pmol (+) Sense-Primer, 2.5 Einheiten Taq DNA
Polymerase, und Wasser bis zu einem Gesamtvolumen von 80 μl). Die Proben
wurden in 10 mM Lithiumsuccinat-Puffer (pH 5.0), 0,1% Lithiumlaurylsulfat
(LLS) gelagert.
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Die für dieses Experiment verwendeten
Proben und Primer wurden so entworfen, daß sie zu den Sequenzen des
menschlichen Papillomavirus (HPV) Genoms komplementär sind.
Diese Proben wurden mit Acridiniumester markiert, wie es bei Arnold
und Nelson, PCT Patent Anmelde-Nr. WO89/02476, offenbart wurde.
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Rohpräparationen ungesplissener Template-RNA
wurden durch Suspendierung von SiHA-Zellen (die in ihr Genom integrierte
HPV Nukleinsäuresequenzen
enthalten) bei einer Konzentration von 1.6 × 107 Zellen/ml
in 10 mM Natriumphosphat (pH 7.6), 100 mM Natriumchlorid hergestellt.
Die Zellen wurden für
15 Minuten auf 95°C
erhitzt, auf Raumtemperatur abgekühlt und dann in Wasser auf
die gewünschte
Konzentration verdünnt.
RNA-Transkripte des E6-Gens wurden durch in vitro-Transkription der
DNA von einem das HPV16 E6-Gen enthaltenden Plasmid hergestellt.
Dieses Plasmid wurde durch Klonieren eines DNA-Fragments des von
Matsukura et al., J. Virol. 58: 979–982 (1986), beschriebenen
HPV-Klons in pBluescriptTM II SK (+) und
(–) Sense-Klonvektoren
konstruiert (Stratagene, San Diego, CA.). Die RNA-Transkripte wurden
wie durch den Hersteller angegeben hergestellt.
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Die Amplifikationsreaktionen wurden
wie folgt durchgeführt.
Die Ziel-Nukleinsäuren
wurden zu der MMLV-RT Vormischung gegeben. Diese Mischung wurde
bei 95°C
für 2 Minuten
erhitzt. Die Primer wurden hinzugefügt und konnten mit der Zielnukleinsäure für 10 Minuten
bei 60°C
reassoziieren. Die Reaktionsmischung wurde dann auf Eis gekühlt. Die
reverse Transkriptase wurde hinzugefügt, und die Reaktion wurde
bei 37°C
für 30
Minuten inkubiert. Die Reaktion wurde dann bei 95°C für 10 Minuten
erhitzt, um die reverse Transkriptase zu inaktivieren. Die Mischung
wurde in Eis gekühlt,
und zwei Tropfen Mineralöl
wurden auf die Oberfläche
von jedem Röhrchen
geschichtet.
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Die Taq-DNA-Polymerase wurde in die
PCR-Vormischung bei der oben angezeigten Konzentration verdünnt. Achtzig
Mikroliter PCR-Vormischung wurden dann zu jeder Probe gegeben. Die
Proben wurden in den thermischen Zyklisierer bei 95°C gestellt
und die Zyklisierung wurde wie oben beschrieben durchgeführt.
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Die Hybridisierung und Detektion
wurde wie bei Arnold und Nelson, siehe oben, beschrieben durchgeführt. Für jeden
Hybridisierungs-Assay wurden 30 μl
Wasser 10 μl
einer PCR-Reaktionsmischung
gegeben. Die DNA wurde bei 95°C
für 5 Minuten
denaturiert. Zehn Mikroliter einer verdünnter Probe wurden zugegeben und
gemischt. Die Röhrchen
wurden dann bei 60°C
für 15
Minuten inkubiert. Dreihundert Mikroliter des Selektionsreagenzes
wurden zugegeen, die Röhrchen
wurden gemischt und bei 60°C
für 5 Minuten
inkubiert. Die Röhrchen
wurden dann in Eis gekühlt
und die zurückbleibende
Acridiniumester-Markierung wurde in einem LEADERTM Luminometer
(Gen-Probe Incorporated, San Diego, CA) gemessen.
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Die Ergebnisse werden in Tabelle
10 gezeigt.
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