DE69028396T2 - Acetylierte heterologe polypeptide - Google Patents
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Description
- Diese Erfindung liegt auf dem Gebiet der Mikrobiologie und Proteinchemie. Insbesondere betrifft diese Erfindung Fermentationsverfahren zur Herstellung rekombinanter heterologer Polypeptide, insbesondere von Rindersomatotropin (rbSt) und ein dabei produziertes neues rbSt.
- Synthetische und chemisch definierte Medien zum Züchten von Mikroorganismen sind allgemein bekannt. Übliche Nährmedien zum Züchten von Bakterien wurden (bereits) zum Wachsenlassen rekombinanter, heterologe Polypeptide produzierender Bakterien benutzt. Erwünscht ist eine Senkung der Menge an teuren Aminosäuren in den Wachstumsinedien unter gleichzeitiger Erhaltung der Expression qualitativ hochwertiger heterologer Polypetide in hoher Ausbeute. Während der Fermentationen in solchen Medien läßt sich die Produktion neuer acetylierter Analoga heterologer Polypeptide, beispielsweise rbSt, erreichen.
- Natürlich vorkommendes Rindersomatotropin (bSt) oder Wachstumshormon läßt sich aus den Hirnanhangdrüsen von Rindem als Gemisch heterologer Proteine gewinnen (A. C. Paladini und Mitarbeiter, 1983, "CRC Reviews in Biochem.", 15, 25-56). Werden native Rinderhirnanhangdrüsenextrakte durch Anionenaustauschchromatographie fraktioniert, ist eine nichtdefinierte elektrophoretische Heterogenität feststellbar (I. C. Hart und Mitarbeiter, 1984, "Biochem. J.", 218, 573-581). Hirnanhangdrüsen-Rindersomatotropin (pbSt) existiert in Isoformen, die sich im isoelektrischen Punkt (pI) unterscheiden. Die häufigste Form ist pI 8,2. bSt besitzt bekanntlich Stellen, die einer Entamidierung zugänglich sind. Dies führt zu einer Zunahme der Zahl niedrigerer pI-Formen, die bei der isoelektrischen Fokussierung bei pI 7,0, 6,0 bzw. 5,5 als Cluster eng beieinander liegender Banden sichtbar sind (U. J. Lewis und Mitarbeiter, 1970, "Biochem. Biophys. Acta.", 214, 498-508 und C. Secchi und Mitarbeiter, 1986, "Int. J. Peptide Res.", 28, 298-306).
- Die Acetylierung von Rindersomatotropin, insbesondere an den ε-Aminogruppen von Lysinresten, führt zu einer Verminderung der positiven Ladung des Proteins infolge der neutralen Natur der Acetyleinheit. Auf diese Weise entstehen bSt-Arten mit verringerten plen. Über Verfahren zur chemischen Acety lierung von bSt wurde (bereits) berichtet. Solche Maßnahmen führen jedoch aufgrund von Reaktionen mit verschiedenen anderen Aminosäuren neben Lysin zu zahlreichen Acetylierungsprodukten (A. Oikawa und Mitarbeiter, 1967, "Biochem. J.", 104, 947-952 und V. B. De Satz und J. A. Santome, 1981, "Int. J. Peptide Protein Res.", 18, 492-499).
- Die Acetylierung natürlich vorkommender Proteine ist bekannt. Als erstes durch Acetylierung modifiziertes Dipeptid erwies sich ein aus Tabakmosaikvirus stammendes Dipeptid (K. Narita, 1958, "Biochem. Biophys. Acta.", 28, 184-191). Danach wurde bei einer großen Zahl von Proteinen einschließlich Ovalbumin, Eialbumin, Hämoglobinen und Histonen gezeigt, daß sie acetylierte Aminosäuren enthalten (J. 1. Harns, 1959, "Biochem. J."; 71, 445-459; K. Narita, 1961, "Biochem. Biophys. Res. Comm.", 5, 160-164; W. A. Schroeder und Mitarbei ter, 1962, "Biochem. Biophys. Acta", 63, 532-534 und D. M. P. Phillips, 1963, "Biochem. J.", 87, 258-263). Eine Nα-Acetylierung von Proteinen ist unter eukaryotischen und prokaryotischen Organismen und Viren weit verbreitet (H. P. C. Driessen und Mitarbeiter, 1985, "CRC Crit. Rev. Biochem.", 18, 281-325). So wurde beispielsweise die Vermutung angestellt, daß 80% der löslichen Proteine von Ehrlich's Aszitis-Zellen Nα-acetyliert sind (J. L. Brown und W. K. Roberts, 1976, "J. Biol. Chem.", 251, 1009-1014). Eine Nα-Acetyierung dürfte ein nicht-willkürlicher Prozeß sein, da Alanin- und Serinre ste die Hauptziele sind, Methionin, Glycin und Asparaginsäure lediglich in einigen wenigen Proteinen modifiziert sind und es von einigen Aminosäuren nicht bekannt ist, daß sie Nα- acetyliert sind (F. Wold, 1981, "Ann. Rev. Biochem.", 50, 783-814).
- Eine Proteinseitenkettenacetylierung stellt eine andere w Klasse einer bekanntlich natürlich vorkommenden Proteinacetylierung dar. Diese ist allerdings weniger häufig als Nα-Acetylierungen. Die Nε-Acetylasen unterscheiden sich von den Nα- Acetylasen, da sie für die ε-Aminogruppe des Lysins spezifisch und im Kern oder Cytosol lokalisiert sind. Die Nα-Acetylasen scheinen dagegen ribosomassozuert zu sein (R. Sterner und Mitarbeiter, 1979 "J. Biol. Chem.", 254, 11577-11583; A. Pestana und H. C. Pitot, 1975, "Biochemistry", 14, 1397- 1403 und A. Pestana und H. C. Pitot, 1975, "Biochemistry", 14, 1404-1412). Beide Arten von Acetylasen katalysieren jedoch die Übertragung von Acetyl aus Acetyl-CoA auf Proteine (F. Wold, aaO).
- Bei den Histonen H3 und H4 wurde das erste Mal gezeigt, daß eine Nε-Acetylierung von Lysinresten stattfindet (V. G. Allfrey und Mitarbeiter, 1964, "Proc. Nat. Acad. Sci. USA", 51, 786-794). Neben den Histonen sind auch andere DNA-bindende Proteine, z.B. die Hochmobilitätsgruppen (HMG)-Proteine, Nε-acetyliert (R. Sterner und Mitarbeiter, aaO).
- Von einigen wenigen aus Escherichia coli-Stämmen gewon nen Proteinen wurde berichtet, daß sie acetyliert sind. Der E. coli-Pyruvatdehydrogenasekomplex wird dann an den an Nε- Aminogruppen von Lysinresten auf dem Protein gebundenen Lipoylresten acetyliert (Adamson und Mitarbeiter, 1986, "Biochem. Cell Biol.", 64, 250-255). Die meisten Berichte betreffend eine Proteinacetylierung von E. coli konzentrierten sich auf die Acetylierung von ribosomalen Proteinen. Nα-Acetylierungen von Serinresten auf E. coli-ribosomalem Protein L7 (zur Produktion von Protein L12) und Alaninresten auf den ribosomalen Proteinen SS und S18 wurden bereits beschrieben (Brot und Mitarbeiter, 1972, "Biochem. Biophys. Res. Comm." 49, 673-679; Wittmann-Liebold und Mitarbeiter, 1978, "FEBS Lett.", 95, 91-98 und Yaguchi, 1976, "FEBS Lett.", 59, 217- 220).
- Gemäß einer ersten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird ein acetyliertes Somatotropin durch Wachsenlassen von mit einer DNA-Sequenz mit Codierung für das Somatotropin transformiertem E. coli auf einem Fermentationsmedium einer Konzentration an Aminosäuren, die während oder unmittelbar vor der Somatotropinbiosynthese zu gering ist, um die Biosynthese von Aminosäurebiosyntheseenzymen zu unterdrücken oder Aminosäurebiosyntheseenzyme durch Rückkopplung zu hemmen, produziert.
- Gemäß einer weiteren Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird ein neues acetyliertes Rindersomatotropin lediglich an Lysinresten acetyliert, wobei mindestens einer der Aminosäurereste den Lysinen in den Positionen 157, 167, 171 und 180 entspricht.
- Der Ausdruck "niedrige Konzentration an Aminosäuren" bedeutet hier und im folgenden eine Konzentration, die niedrig genug ist, um von einem darauf gezüchteten Mikroorganismus auf eine "minimale Konzentration von Aminosäuren" reduziert werden zu können. Letztere ist ihrerseits definiert als die Konzentration exogener Aminosäuren, die zu niedrig ist, um die Biosynthese von Aminosäurebiosyntheseenzymen zu unterdrücken oder deren Aktivitäten durch Rückkopplung wirksam zu hemmen. Eine solche Verminderung der "niedrigen Konzentration an Aminosäuren" auf eine "minimale Konzentration von Aminosäuren" erfolgt während oder unmittelbar vor der Biosynthese des heterologen Polypeptids. So liegt beispielsweise bei E. coli-Wirten und dem rbSt-Polypeptid der speziellen Beispiele die "niedrige Konzentration an Aminosäuren" jeweils unter etwa 0,50 mM (ermittelt aus einer 0,1% Hefeextraktergänzung). Die "niedrige Konzentration an Aminosäuren" wird auf eine jeweils unter etwa 0,05 mM liegende "Minimalkonzentration an Aminosäuren" gesenkt.
- Im Rahmen dieser Erfindung benutztes rekombinantes E. coli wird mittels dem Fachmann bekannten rekombinanten DNA- Techniken hergestellt. In diesem Zusammenhang wird beispielsweise auf "Molecular doning" von T. Maniatis et al., Cold Spring Harbor Laboratory (1982) und "A Practical Guide to Molecular doning" von B. Perbal, John Wiley & Sons (1984) verwiesen.
- Das transformierte E. coli wird in einem flüssigen Nährmedium gezüchtet. Das Medium enthält einen Überschuß an üblichen Nährstoffen, die den Zellwachstumserfordernissen von Mikroorganismen genügen und dabei den Mikroorganismus zum Wachsen und zur Vervielfältigung auf eine vorgegebene Zelldichte befähigen. Zu solchen Stoffen gehören Lieferanten für Kohlenstoff, Stickstoff und Mineralstoffe, wie Schwefel, Phosphor, Magnesium, Kalium, Kupfer, Zink, Mangan und Eisen. Aminosäuren können in Form von Proteinhydrolysaten, die üblicherweise durch Säureaufschluß oder enzymatische Verdauung natürlich vorkommender eiweißartiger Materialien, wie Casein, Sojabohnenmehl, Lactalbumin, von tierischen Geweben, Hefezellen und Gelatine, gewonnen werden, zugesetzt werden. Es können auch Gemische reiner Aminosäuren zugesetzt werden.
- Dem Medium wird auch Sauerstoff zugeführt. Um maximale Kulturdichten zu erreichen, erfolgt die Züchtung üblicherweise derart, daß die Fläche der Sauerstoff/Flüssigkeits- Grenzflächen erhöht wird.
- Wichtige, die Züchtung beeinflussende Umgebungsfaktoren sind der pH-Wert und die Temperatur. Die Temperatur liegt in einem Bereich zwischen der Minimal- und Maximalwachstumstemperatur. Die meisten Bakterien zeigen ein maximales Wachstum in einem recht engen Temperaturbereich. Für mesophile Bakterien, wie E. coli, reicht der optimale Temperaturbereich von etwa 25ºC bis etwa 42ºC und liegt vorzugsweise bei etwa 37ºC. Die meisten Organismen tolerieren Wasserstoffionenkonzentrationen in einem Bereich von einigen pH-Einheiten. Für Bakterien, wie E. coli, liegt der tolerierbare pH-Wert im Bereich von etwa 6 - 8, vorzugsweise bei etwa 6,8.
- Wenn die Expression eines Gens mit Codierung für das acetylierte Somatotropin unter Kontrolle einer repressiblen Expressionkontrollsequenz steht, kann man speziell die Expression dieses Gens unterdrücken, bis durch die Zellkultur ein vorgegebener Wachstumsgrad oder -wert erreicht ist. Dies geschieht durch Zusatz eines geeigneten Repressors zu dem Medium (beispielsweise Tryptophan, wenn die Expression unter Kontrolle des Tryptophanpromotors und -operators steht).
- Nach der Ernte werden die Zellen zur Gewinnung des acetylierten Somatotropins bearbeitet. Dies geschieht normalerweise durch Aufbrechen der Zellen, Abtrennen von rohem acetyliertem Somatotropin von Bakterienproteinen durch eine oder mehrere Extraktionsstufe(n), Löslichmachen des Somatotropins (in Abhängigkeit von seiner Hydrophobizität), Oxidieren von Sulfhydrylen zur Bildung geeigneter Disulfidbindungen (wenn dienlich) und weiteres Reinigen des Somatotropins durch Ionenaustauschchromatographie, Gelfiltration, Hochleistungsflüssigchromatographie oder durch sonstige Proteinreinigungsmaßnahmen.
- Es wurden Fermentationen zur Produktion heterologer Polypeptide durch rekombinante Mikroorganismen, beispielsweise von rbSt in E. coli K-12-Stämmen, durchgeführt. Diese Fermentationen erfolgen in "schwachen Hefeextrakt" -Fermentationsmedien mit 0,1% Hefeextrakt und unterstützen eine Überexpression von Polypeptiden in rekombinanten Mikroorganismen auf wirkungsvolle Weise.
- Wegen der molekularen Heterogenität von Somatotropinen können die Positionszahlen von Aminosäureresten der verschiedenen Somatotropine unterschiedlich sein. Der Ausdruck "natives Säugetiersomatotropin" umfaßt diese natürlich vorkommenden Arten. Tafel 1 veranschaulicht die spezifische Aminosäuresequenz einer bSt-Art. Die Numerierung für andere Somatotropine kann bei Involvierung von Analogen unterschiedlich sein. Die Fachleute vermögen ohne wetteres entsprechende Aminosäuresequenzen bei alternativen nativen Säugetiersomatotropinen oder deren Analogen zu lokalisieren.
- pbSt existiert in Isoformen, die sich in ihren jeweiligen isoelektrischen Punkten unterscheiden. Die häufigste Form weist einen pI von 8,2 auf. Cluster eng beeinander liegender Banden erscheinen bei der isoelektrischen Fokussierung bei pl-Werten von 7,0, 6,0 und 5,5. Es hat sich gezeigt, daß rbSt auch einen geringeren pI aufweisende Arten in Clustern mit einem pI von 7,0, 6,0 und 5,5 enthalten. Die Inkubation von rbSt in einer wäßrigen Base, wie 0,1 Mol NH&sub4;CO&sub3; (pH-Wert: 10) führt zu einer stärkeren Verschiebung in Richtung auf Arten mit niedrigeren isoelektrischen Punkten. Umfassende Strukturanalysen zeigten, daß die Modifizierung nach der Basebehandlung zu einer Umwandlung des am Aminosäurerest 99 (Tafel 1) lokalisierten Asparagins in Isoasparagin- und Asparaginsäure führte (vgl. WO-A-9 008 164).
- Isoliertes rbSt, bei dem das am Aminosäurerest 99 (Asn99) lokalisierte Asparagin (Tafel 1) zur Vermeidung einer Bildung von Isoasparaginsäure durch Serin (Ser99) ersetzt war, enthielt ebenfalls rbSt-Arten mit pI-Werten von 7,0, 6, und 5,0. Die pI 7,0-Art von Ser99-rbSt machte etwa 30% des gesamten erhaltenen rbSt aus. Unabhängige Strukturanalysen unter Verwendung von gereinigtem pI 7,0-Material von nativem rbSt (Asn99) zeigte, daß mindestens 4 der pI 7,0-Arten durch Acetylierung der Lysinreste 157, 167, 171 und 180 entstanden waren (Tafel 1). Ohne solche einzelne Acetylierungen würde bei Ser99-rbSt ein nativer pI-Wert von 8,2 zu beobachten sein. Eine gleichzeitige Acetylierung mehrerer Lysinreste führt zu rbSt-Arten mit pI-Werten kleiner 7,0. Die Acetylierung sonstiger rbSt-Lysinreste (in den Positionen 30, 64, 70, 112, 114, 139 und 144, vgl. Tafel 1) wurde nicht festgestellt, sie kann jedoch stattfinden.
- Die absichtliche Acetylierung von Lysinresten während der Fermentation zur Proteinüberexpression ermöglicht die Synthese von Proteinen mit größerer Beständigkeit gegen proteolytischen Abbau durch Trypsin und trypsinartige Proteasen sowie lysinspezifische Modifizierungsreagentien. Weiterhin dürften solche Polypeptide erwartungsgemäß für eine Klärung durch die Nieren aus dem Kreislauf eines Säugetiers, dem das Polypeptid verabreicht wurde, weniger anfällig sein, da eine Acetylierung der Lysinreste an den ε-Aminogruppen zu einer Verringerung des Polypeptid-pI-Werts um eine Einheit pro Acetylierung führt. Durch den niedrigeren pI-Wert dürfte sich auch die Löslichkeit des rbSt unter den zur Isolierung und Formulierung verwendeten Bedingungen erhöhen.
- Die Acetylierung spezifischer Lysinreste während der Fermentation zur Überexpression von rbSt war unerwartet. Die Mechanismen einer solchen Acetylierung sind noch nicht bekannt. Vor dieser Erfindung gab es keine bekannten Fermentationsmaßnahmen zur Gewinnung von rbSt mit Acetylierung an Lysinresten. Weiterhin waren auch keine Maßnahmen zur Verhinderung der Acetylierung spezieller Lysinreste während der Überexpression von rbSt bekannt.
- Bakterienkulturen: Es wurde der E. coli-Stamm DU45 benutzt. Dieser Stamm wurde aus einem Wildtypstamm von E. coli K-12 (ATCC e23716) durch Entfemen der Lambda-Prophage und des F-Plasmids und durch Einführen des rpoH112-Allels gewonnen. Danach wurde dieser Stamm mit dem Plasmid PURA-99Ser-M4, einem temperaturempfindlichen Runaway-Replikationsvektor von dem Plasmid pURA-4 enthaltend ein Gen mit Codierung für bSt (PCT-Patentanmeldung PCT/US 88/00328, auf die hierin Bezug genommen wird), bei dem das Asparagin am Rest 99 (Tafel 1) durch Serin ersetzt ist (vgl. die ebenfalls anhängige US-Patentanmeldung S.N. 07/299 107), transformiert.
- Kulturmedien: Die definierten Medien basieren auf dem Medium E von Vogel und Bonner (H. J. Vogel und D. M. Bonner, 1955, "J. Biol. Chem.", 218, 97-106). Die zusammensetzungen und Protokolle zur Zubereitung der Primärsaat- und Fermentationsmedien sind folgende: Primärsaatmedium
- Für Primärsaatkulturen wurden die genannten Komponenten mit Wasser (Umkehrosmosegrad, R.O.) auf 1000 ml aufgefüllt und vor der Sterilisation in 300 ml Volumina unterteilt. Das Saatmedium wurde 20 min bei 121ºC sterilisiert. Nach der Sterilisation ließ man das Saatmedium abkühlen. Dann wurde 0,5 ml steriles Ampicillin (25 gil in R.O.-Wasser, mit NaOH auf einen pH-Wert von 8,0 titriert und dann filtrationssterilisiert, 0,45 µm) zugegeben. Fermentationmedium
- Das Fermentationsmedium wurde durch Erhöhen der Mengen an den genannten Komponenten auf das 200-fache und Hydratisieren derselben in 165 Litern R.O.-Wasser in einem 250 1 fassenden Gärbottich zubereitet. Das Fermentationsmedium wurde dann 20 min bei 121ºC sterilisiert (während der Sten lisation kam es vermutlich infolge von Dampfkondensation zu einer Mediumvolumenzunahme von 20 1). Nach der Sterilisation wurde der pH-Wert des Mediums überprüft. Es zeigte sich, daß dieser 6,6 bis 6,9 betrug. Nach dem Abkühlen erfolgten zwei aseptische Zugaben zur Vervollständigung des Fermentations mediums. Die erste Zugabe bestand in einem 200 ml aliquoten Teil von Mikronährstoffen (Endkonzentrationen: (NH&sub4;)&sub6;(MO&sub7;)&sub2;&sub4; 4H&sub2;O, 12 µM; H&sub3;BO&sub3;, 1,6 mM; CoCl&sub2; 6H&sub2;O, 120 µM; CUSO&sub4;, 25,5 µM; MnCl&sub2; 4H&sub2;O, 319,4 µM;ZnSO&sub4; 7H&sub2;O, 40,1 µM). Der Zusatz war filtrationssterilisiert worden (0,45 µm). Der zweite Zusatz bestand aus 15 1 Cerelose (8,24 kg Cerelose, aufgefüllt mit R.O.-Wasser auf 14 1 und mit H&sub2;SO&sub4; auf einen pH-Wert von 4,0 eingestellt). Das Fermentationsmedium wurde vor dem Beimpfen mit 25%iger NaOH auf einen pH-Wert von 7,2 eingestellt.
- Das Fermentationsmedium mit schwachem Hef eextrakt enthielt 0,1% Hefeextrakt für DU45-Kulturen.
- Produktion von acetyliertem rbSt im Laufe von Fermentationen in schwachem Hefeextrakt.
- Jede Primärsaatkultur wurde mit dem Inhalt einer Kulturampulle (etwa 1 ml) beimpft und bei 28ºC bis zu einer Kulturdichte von 0,7 bis 0,8 A&sub5;&sub5;&sub0; inkubiert. Nach der Inkubation wurde jede Primärsaatkultur vor der Verwendung zum Beimpfen der Gärbottiche auf Eis gestellt. Sämtliche Primärsaatkulturen wurden mit Ampicillin ergänzt, um Kulturen mit im wesentlichen sämtlichen plasmidtragenden Bakterien zu gewinnen. DU4S-Fermentationen wurden durch Beimpfen mit einem 600 ml Inoculat eingeleitet. Der Gärbottich-pH-Wert wurde mit wasserfreiem Ammoniak auf 7,2 bis 7,4 gebracht. Das Rühren des Gärbottichs und die Belüftungsraten wurden bei einem Rückdruck von 10 psig auf 320 U/min und 300 slm eingestellt. Die Kulturen wurden bei einer zulässigen Temperatur von 27ºC wachsengelassen. DU4S-Fermentationen blieben bei 27ºC durchgangig erhalten, da eine Plasmid-Runaway-Replikation und rbSt-Synthese spontan eingeleitet wurden (WO-A-8 806 186).
- Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden aus den Primärsaaten und dem Gärbottich aliquote Teile der Kultur entfernt und einer Reihe von analytischen Maßnahmen unterworfen, um die Kulturdichte (Absorption bei 550 nm), das Gesamttrockengewicht der Bakterien, die Gesamtkonzentration an rbSt, die Glucosekonzentration, die Konzentration an freiem Ammoniak und die Acetatkonzentration zu quantifizieren. Ferner wurden Einschlußkörper mikroskopisch identifiziert und quantifiziert.
- Gereinigte rbSt-Präparate wurden aus Fermentationskulturen des Stammes DU4S gewonnen und einer isoelektrischen Fokussierung (IEF) unterworfen, um die Mengen an acetyliertem rbSt (pl 7,0- gegen 8,2-Art von Ser99-rbSt) zu quantifizieren. Je größer die Menge an pI 7,0 rbSt ist, desto größer ist der Bruchteil des gesamten rbSt in der monoacetylierten Form. Die IEF erfolgte mit 1 mm dicken waagerechten tafelförmigen Gelen einer 5% T, 3% C-Zusammensetzung und in einem pH- Bereich von 3,5 bis 9,5 (LKB PAG-Platte 1804-101). Die Gele wurden in Abwesenheit von jeglichem Denaturierungsmittel bei maximal 1500 V und bei einer konstanten Leistung von 30W bei 10ºC "laufengelassen". Die Gele wurden 30 min bei Raumtemperatur in wäßriger 11,5%iger (g/v) Trichloressigsäure, 3,5%iger (g/v) Sulfosalicylsäure fixiert. Das Anfärben erfolgte während 10 min bei 60ºC mit 0,1%igem (giv) Coomassie Blau R250 in 25%igem Ethanol:8%iger Essigsäure. Die Gele wurden in 25%igem Ethanol:8%iger Essigsäure entfärbt. Die Quantifizierung der rbSt-Arten in den IEF-Gelen erfolgte mit Hilfe eines LKB-Laser-Densitometers.
- Fermentationsproben wurden im Laufe einer Fermentation in schwachem Hefeextrakt gewonnen. Die Mengen an monoacetyliertem rbSt (pl 7,0-Form von Ser99-rbSt) wurden durch IEF quantifiziert. Die Daten in Tabelle 1 zeigen, daß die Menge an monoacetylierter rbSt-Art in den rbSt-Präparaten von einem prozentualen Anteil von 24,9% bis 34,7% im Laufe der Fermen tation reicht. Weiterhin belegen diese Ergebnisse, daß die Menge an monoacetylierter rbSt-Art in frühen Fermentationsproben (beispielsweise 17 h nach dem Beimpfen) signifikant ist und während der Fermentationsdauer relativ konstant bleibt. Tabelle 1 Mengen an pI 8,2- und 7,0-rbSt-Arten bei der Fermentation in schwachem Hefeextrakt
- 1 Fermentationsdauer in h nach der Beimpfung. Die spontane Einleitung einer rbSt-Synthese erfolgt etwa 15 h nach der Beimpfung. Tafel 1: Aminosäuresequenz von Rindersomatotropin
Claims (8)
1. Verfahren zur Herstellung eines acetylierten
Somatotropins durch Züchten von mit einer DNA-Sequenz mit Codierung
für das Somatotropin transformierten E. coli auf einem
Fermentationsmedium, das eine Aminosäurekonzentration aufweist,
die - während oder kurz vor der Somatotropinbiosynthese - für
eine Repression der Biosynthese von oder zur Rückkopplungs
hemmung von Aminosäurebiosyntheseenzymen zu gering ist.
2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei es sich bei dem
Somatotropin um Rindersomatotropin handelt.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder Anspruch 2, wobei die
Aminosäurekonzentration jeweils unter 0,5 Mmol liegt.
4. Rindersomatotropin, bei welchem mindestens einer der
Aminosäurereste, die den Lysinen in den Positionen 157, 167,
171 und 180 entsprechen, acetyliert ist und welches lediglich
an Lysin(positionen) acetyliert ist.
5. Rindersomatotropin nach Anspruch 4, das lediglich an
Position 157 acetyliert ist.
6. Rindersomatotropin nach Anspruch 4, das lediglich an
Position 167 acetyliert ist.
7. Rindersomatotropin nach Anspruch 4, das lediglich an
Position 171 acetyliert ist.
8. Rindersomatotropin nach Anspruch 4, das lediglich an
Position 180 acetyliert ist.
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