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GEBIET DER ERFINDUNG
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Die
Erfindung betrifft Verfahren und Medien zur Kontrolle der Sialylierung
eines Proteins, das von kultivierten Zellen produziert wird.
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ALLGEMEINER STAND DER TECHNIK
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Proteine
sind bei einer Vielfalt von diagnostischen, pharmakologischen, landwirtschaftlichen,
ernährungswissenschaftlichen
und Forschungsanwendungen von Nutzen. Angesichts der hohen Kosten des
Produzierens von Proteinen, insbesondere therapeutischen Proteinen,
können
selbst geringe Steigerungen der Effizienz der Produktion oder der
Funktion und Stabilität
eines Proteins wertvoll sein. Die Funktion und Stabilität und folglich
der Nutzen eines Proteins können
von der posttranslationalen Anlagerung von Zuckerresten an das Protein,
um ein Glykoprotein zu bilden, beeinträchtigt werden. Zum Beispiel
verlängert
die Anlagerung von terminalen Sialinsäureresten an Polysaccharide,
die an einem Glykoprotein angefügt
sind, im Allgemeinen die Lebensdauer des Proteins im Blutstrom und
kann in bestimmten Fällen
auch die Löslichkeit,
Wärmebeständigkeit,
Resistenz gegenüber
einem Proteaseangriff, Antigenität
und spezifische Aktivität
einiger Glykoproteine beeinträchtigen.
Siehe z. B. Gu und Wang (1998), Biotechnol. und Bioeng. 58(6): 642-648;
Morell et al. (1968), J. Biol. Chem. 243(1): 155-159. Es ist daher
wünschenswert,
den Gehalt an Sialinsäure eines
Glykoproteins zu erhöhen,
insbesondere eines Glykoproteins, das für pharmakologische Anwendungen
eingesetzt werden soll.
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ZUSAMMENFASSUNG
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Die
Erfindung stellt Medien und Verfahren zum Kultivieren von Säugetierzellen
bereit, um ein Protein zu produzieren, gegebenenfalls ein sekretiertes
rekombinantes Protein, um den Gehalt an Sialinsäure des Proteins zu kontrollieren
oder gegebenenfalls zu erhöhen.
Die Erfindung stellt ein Verfahren zur Kontrolle des Gehalts an
Sialinsäure
eines Proteins, produziert durch Säugetierzellen, bereit, umfassend
die Kultivierung der Zellen in Suspension in einem Medium, umfassend
Galaktose und Fruktose. Das Medium kann serumfrei sein und kann
außerdem
N-Acetylmannosamin und/oder Mannose umfassen. Die Konzentrationen
der Galaktose, Mannose und Fruktose können jeweils bei etwa 0,1 mM
bis etwa 40 mM, bei etwa 0,5 mM bis etwa 20 mM, bei etwa 1 mM bis
etwa 10 mM oder bei etwa 1 mM bis etwa 5 mM liegen. Die Konzentration
des N-Acetylmannosamins kann bei mindestens etwa 0,8 mM, gegebenenfalls
mindestens etwa 2 mM, 3 mM, 4 mM, 5 mM, 10 mM oder 20 mM liegen.
Das Protein kann ein sekretiertes, rekombinantes Protein sein und
die Säugetierzellen
können
CHO- (Chinesische Hamster-Ovar-) Zellen sein. Die Zellen können bei
einer Temperatur von etwa 29°C
bis etwa 36°C
kultiviert werden.
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In
einer anderen Ausführungsform
stellt die Erfindung ein Medium bereit, gegebenenfalls ein serumfreies
Medium, zur Kultivierung von Säugetierzellen,
umfassend Galaktose, Fruktose und Mannose und gegebenenfalls N-Acetylmannosamin.
Galaktose, Mannose und Fruktose können in Konzentrationen von
jeweils etwa 0,1 mM bis etwa 40 mM, von jeweils etwa 0,5 mM bis
etwa 20 mM, von jeweils etwa 1 mM bis etwa 10 mM oder von jeweils
etwa 1 mM bis etwa 5 mM vorliegen. N-Acetylmannosamin kann in einer
Konzentration von mindestens etwa 0,8 mM, 1 mM, 10 mM, 15 mM oder
20 mM vorliegen.
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In
einer Ausführungsform
umfasst die Erfindung ein Verfahren zur Kontrolle des Sialinsäuregehalts
eines Proteins, umfassend die Kultivierung einer Säugetierzelle,
die das Protein in einem Medium produziert, umfassend N-Acetylmannosamin
und Galaktose. Das Medium kann ferner Fruktose und Mannose umfassen.
Gegebenenfalls können
Fruktose und Mannose in einer Konzentration von etwa 1,5 mM bis
etwa 4,5 mM vorliegen. Fruktose und Mannose können die gleiche Konzentration
oder unterschiedliche Konzentrationen aufweisen. Die Zelle kann
bei einer Temperatur von etwa 29°C
bis etwa 37°C,
gegebenenfalls bei einer Temperatur von etwa 29°C bis etwa 36°C oder von
etwa 30°C
bis etwa 35°C
kultiviert werden. Die Konzentration von N-Acetylmannosamin im Medium
kann bei mindestens etwa 0,8 mM liegen und die Konzentration von
Galaktose im Medium kann bei etwa 1,5 mM bis etwa 4,5 mM liegen.
Das Protein kann ein sekretiertes Protein und/oder ein rekombinantes
Protein sein und kann in einer CHO-Zelle produziert werden.
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In
einer weiteren Ausführungsform
umfasst die Erfindung ein Medium zur Kultivierung von Säugetierzellen,
in dem Galaktose, Fruktose und N-Acetylmannosamin und gegebenenfalls
auch Mannose kombiniert sind. Fruktose kann in einer Konzentration von
etwa 1,5 mM bis etwa 4,5 mM vorliegen und Mannose kann in einer
Konzentration von etwa 1,5 mM bis etwa 4,5 mM vorliegen. N-Acetylmannosamin kann
in einer Konzentration von mindestens etwa 0,8 mM vorliegen und
Galaktose kann in einer Konzentration von etwa 1,5 mM bis etwa 4,5
mM vorliegen. Die Säugetierzellen
können
CHO-Zellen sein und das Medium kann serumfrei sein.
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Des
Weiteren stellt die Erfindung ein verbessertes Verfahren zum Erhöhen der
Produktion eines Proteins durch Kultivierung von Säugetierzellen,
die das Protein exprimieren, bereit, das die Kultivierung der Säugetierzellen,
gegebenenfalls bei einer Temperatur von etwa 29°C bis etwa 35°C, in einem
Medium, umfassend Fruktose, Mannose und Galaktose, umfasst. Das
Medium kann außerdem
N-Acetylmannosamin umfassen. Die Konzentration der Galaktose, Mannose
und Fruktose kann jeweils bei etwa 1,5 mM bis etwa 4,5 mM liegen.
Die Konzentrationen der Galaktose, Mannose und Fruktose können gleich sein
oder sich voneinander unterscheiden. Die Konzentration des N-Acetylmannosamins
kann bei mindestens etwa 0,8 mM, 2 mM, 3 mM, 4 mM, 5 mM, 10 mM oder
20 mM liegen und das Medium kann serumfrei sein. Die Säugetierzellen
können
CHO-Zellen sein und das Protein kann ein sekretiertes, rekombinantes
Protein sein.
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Schließlich stellt
die Erfindung ein Verfahren zur Kontrolle des Sialinsäuregehalts
eines rekombinanten Proteins bereit, umfassend die Kultivierung von
Säugetierzellen,
die das rekombinante Protein exprimieren, bei einer Temperatur von
etwa 29°C
bis etwa 36°C
oder von etwa 29°C
bis etwa 35°C
in einem Medium, umfassend Fruktose, Galaktose, Mannose und N-Acetylmannosamin,
worin die Konzentrationen der Fruktose, Galaktose und Mannose im Medium
bei jeweils etwa 1,0 mM bis etwa 5,0 mM oder bei jeweils etwa 1,5
mM bis etwa 4,5 mM liegen und worin die Konzentration des N-Acetylmannosamins
im Medium bei mindestens 0,8 mM liegt. Die Konzentrationen der Fruktose,
Mannose und Galaktose können
gleich sein oder sich voneinander unterscheiden.
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Die
Erfindung stellt außerdem
eine Verwendung eines Mediums, umfassend N-Acetylmannosamin und Galaktose, zur
Kontrolle des Sialinsäuregehalts
eines Proteins, das durch eine Säugetierzelle produziert
wird, bereit.
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KURZBESCHREIBUNG DER FIGUREN
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1 zeigt
ein Netz von Stoffwechselwegen, die zur Sialylierung von Glykoproteinen
führen.
Corfield und Schauer (1979), Biol. Cellulaire 35: 213-226; Gu und
Wang (1998), Biotechnol. and Bioeng. 58(6): 642-648. In der Erfindung
verwendete Moleküle
sind von Kästchen
umgeben. Negative Rückführung ist
durch ein Minuszeichen neben einem Pfeil, eine gestrichelte Linie
aufweisend, gezeigt.
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2 vergleicht
die bei hohem Salzgehalt eluierende Fraktion der extrazellulären Region
des Tumornekrosefaktorrezeptors, der an die Fc-Region eines Antikörpers fusioniert
ist (TNFR:Fc, die in der US-Patentschrift Nr. 5,395,760 beschrieben
ist), auf einer Anionenaustauschersäule, wobei TNFR:Fc von Kulturen
produziert wird, die in Medien mit den angegebenen Zusatzstoffen
gezüchtet
wurden. Alle Proben, einschließlich
der von einer Kultur ohne Zusatzstoffe produzierten (als „Kontrolle" bezeichnet), werden
mit einem einzigen Batch von TNFR:Fc verglichen, das in einem separaten
Versuch von Kulturen produziert wurde, die ohne Medienzusatzstoffe
gezüchtet
wurden.
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3 ist
ein Konturdiagramm, das unter Anwendung der JMP-Computersoftware
(im Folgenden beschrieben) erstellt wurde und die Mol von N-Acetylneuraminsäure (NANA)
pro Mol TNFR:Fc zeigt (fettgedruckt und neben jedem Datenpunkt,
der in diesem Versuch erfasst wurde, von einem Kästchen umgeben und als Teil
jeder Konturlinie beschriftet), das von kultivierten Zellen produziert
wurde, die in Medien mit den angegebenen Konzentrationen von N-Acetylmannosamin
und Zuckern (Fruktose, Galaktose und Mannose) gezüchtet wurden.
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AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG
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DEFINITIONEN
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Ein
Antikörper,
wie hierin verwendet, ist ein Protein oder ein Komplex aus Proteinen,
von denen jedes mindestens eine oder gegebenenfalls mindestens zwei
variable Antikörper-Immunglobulindomänen umfasst.
Antikörper
können
einkettige Antikörper,
dimere Antikörper
oder ein beliebiger Komplex aus Proteinen höherer Ordnung sein, einschließlich, jedoch
nicht darauf beschränkt,
heterodimere Antikörper
und tetramere Antikörper.
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Eine
konstante Antikörper-Immunglobulindomäne ist eine
Immunglobulindomäne,
die mit einer CL-, CH1-,
CH2-, CH3- oder
CH4-Domäne
menschlichen oder tierischen Ursprungs identisch ist oder dieser
im Wesentlichen ähnlich
ist. Siehe z. B. Hasemann und Capra, Immunoglobulins: Structure
and Function, in William E. Paul, Hrsg., Fundamental Immunology,
Zweite Ausgabe, 209, 210-218 (1989). Eine Antikörper-Immunglobulindomäne ist mindestens 10 Aminosäuren lang,
gegebenenfalls mindestens 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50, 60, 70, 80
oder 90 Aminosäuren
lang.
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Ein
FC-Teil eines Antikörpers beinhaltet die menschlichen
oder tierischen Immunglobulindomänen
CH2 und CH3 oder
Immunglobulindomänen,
die diesen im Wesentlichen ähnlich
sind. Zwecks einer Erörterung,
siehe Hasemann und Capra, oben, auf 212-213.
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Ein
Glykoprotein, wie hierin verwendet, ist ein Protein, das mittels
der Anlagerung eines oder mehrerer Kohlenhydrate, einschließlich insbesondere
der Anlagerung eines oder mehrerer Zuckerreste, modifiziert wurde.
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Ein
Oligosaccharid oder Polysaccharid ist eine Kette aus zwei oder mehr
Zuckerresten, die mittels kovalenter chemischer Bindungen verknüpft sind.
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Sialylierung,
wie hierin verwendet, ist die Anlagerung eines Sialinsäurerests
an ein Protein, bei dem es sich um ein Glykoprotein handeln kann.
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Der
Ausdruck Sialinsäure,
wie hierin verwendet, umfasst eine Familie von Zuckern, die 9 oder mehr
Kohlenstoffatome enthalten, einschließlich einer Carboxylgruppe.
Eine generische Struktur, die alle bekannten natürlichen Formen von Sialinsäure umfasst,
ist unten gezeigt.
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R1-Gruppen
an verschiedenen Stellungen an einem einzigen Molekül können gleich
sein oder sich voneinander unterscheiden. R1 kann ein Wasserstoff
oder eine Acetyl-, Lactyl-, Methyl-, Sulfat-, Phosphat-, Anhydro-,
Sialinsäure-,
Fukose-, Glukose- oder Galaktosegruppe sein. R2 kann eine N-Acetyl-,
N-Glykolyl-, Amino-, Hydroxyl-, N-Glykolyl-O-acetyl- oder N-Glykolyl-O-methylgruppe
sein. R3 steht für
den vorangehenden Zuckerrest in einem Oligosaccharid, an das Sialinsäure im Zusammenhang
eines Glykoproteins angefügt
ist. R3 kann Galaktose (an deren 3-, 4- oder 5-Stellung angebunden),
N-Acetylgalaktose (an deren 6-Stellung angebunden), N-Acetylglukose
(an deren 4- oder 6-Stellung angebunden), Sialinsäure (an
deren 8- oder 9-Stellung angebunden) oder 5-N-Glykolylneuraminsäure sein.
Essentials of Glycobiology, Kap. 15, Varki et al., Hrsg., Cold Spring
Harbor Laboratory Press, New York (1999). In der Natur wurden mehr
als 40 Formen von Sialinsäure
gefunden. Essentials of Glycobiology, Kap. 15, Varki et al., Hrsg.,
Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York (1999). Eine gewöhnliche
Form von Sialinsäure
ist N-Acetylneuraminsäure
(NANA), in der R1 ein Wasserstoff an allen Stellungen ist und R2
eine N-Acetylgruppe ist.
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Im
Wesentlichen ähnliche
Proteine sind in Bezug auf die Aminosäuresequenz zu mindestens 80 %,
gegebenenfalls mindestens 90 % zueinander identisch und bewahren
die biologische Aktivität
des unveränderten
Proteins oder verändern
dies in wünschenswerter
Weise. Die prozentuale Identität
von zwei Aminosäuresequenzen
oder zwei Nukleinsäuresequenzen
kann mittels Sichtprüfung
und mathematischer Berechnung ermittelt werden oder der Vergleich
kann mehr bevorzugt mittels Vergleichens von Sequenzinformationen
unter Anwendung eines Computerprogramms vorgenommen werden. Ein
beispielhaftes Computerprogramm ist das Programm Genetics Computer
Group (GCG; Madison, WI, USA) Wisconsin-Paket, Version 10.0, „GAP" (Devereux et al.
(1984), Nucl. Acids Res. 12: 387). Die bevorzugten Standardparameter
für das „GAP"-Programm beinhalten: (1) Die GCG-Implementierung
einer monadischen Vergleichsmatrix (die einen Wert von 1 für Identitäten und
0 für Ungleichheiten
enthält)
für Nukleotide
und die gewichtete Aminosäurenvergleichsmatrix
von Gribskov und Burgess (1986), Nucl. Acids Res. 14:6745, wie von
Schwartz und Dayhoff, Hrsg., Atlas of Polypeptide Sequence and Structure,
National Biomedical Research Foundation, S. 353-358 (1979), beschrieben;
oder andere vergleichbarer Vergleichsmatrizen; (2) eine Penalty
(Minuspunkte) von 30 für
jedes Gap (Lücke)
und eine zusätzliche
Penalty von 1 für
jedes Symbol in jedem Gap für
Aminosäuresequenzen
oder eine Penalty von 50 für
jedes Gap und eine weitere Penalty von 3 für jedes Symbol in jedem Gap
für Nukleotidsequenzen;
(3) keine Penalty für
End-Gaps und (4) keine maximale Penalty für lange Gaps. Die Regionen
der zwei Proteine, die mittels GAP zum Vergleich angeglichen (Alignment) werden,
sind mindestens 10 Aminosäuren
lang, gegebenenfalls 20, 40, 60, 80, 100, 150, 200, 250 oder 300
Aminosäuren
lang. Andere Programme, die von Fachmännern der Technik des Sequenzvergleichs verwendet
werden, können
ebenfalls eingesetzt werden. Ein Fachmann wird erkennen, dass die
gewählten
Parameter sich auf die prozentuale Identität auswirken können und
dies noch mehr tun, wenn die Sequenzen unähnlich sind.
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Eine
variable Antikörper-Immunglobulindomäne ist eine
Immunglobulindomäne,
die mit einer VL-Domäne oder einer VH-Domäne menschlichen oder
tierischen Ursprungs identisch ist oder dieser im Wesentlichen ähnlich ist.
Eine variable Antikörper-Immunglobulindomäne ist mindestens
10 Aminosäuren
lang, gegebenenfalls mindestens 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50, 60,
70, 80 oder 90 Aminosäuren
lang.
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BESCHREIBUNG
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Die
Anlagerung von Kohlenhydraten an Proteine (hier als die Glykosylierung
von Proteinen bezeichnet) und die anschließende Verarbeitung dieser Kohlenhydrate
können
sich auf das Falten, die Stabilität und die Funktionseigenschaften
eines Proteins auswirken. Lodish et al., Molecular Cell Biology,
Kapitel 17, W.H. Freeman, New York (2000). Zum Beispiel misslingt
es dem Hämagglutinin-Vorläuferprotein,
in Gegenwart von Tunicamycin, einem Antibiotikum, das die Produktion
eines Oligosaccharid-Vorläufers
stört,
der für
die N-Glykosylierung erforderlich ist (im Folgenden beschrieben),
korrekt zu falten. Id. Darüber
hinaus wird eine unglykosylierte Form von Fibronectin normalerweise
von Fibroblasten sekretiert, wird jedoch schneller als glykosyliertes
Fibronectin abgebaut. Lodish et al., oben.
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Die
meisten sekretierten Proteine und Zelloberflächenproteine enthalten mindestens
eine Kohlenhydratkette; darüber
hinaus werden zahlreiche zytoplasmatische und nukleäre Proteine
ebenfalls glykosyliert. Lodish et al., oben; Essentials of Glycobiology,
Kap. 13, Varki et al., Hrsg., Cold Spring Harbor Laboratory Press,
New York (1999). Eine Menge von Enzymen, die Proteine glykosylieren
können,
befinden sich in dem endoplasmatischem Retikulum und dem Golgi-Apparat,
Organellen, die sekretiert wurden, und Zelloberflächenproteine
durchqueren ihren Weg zur Zellmembran und darüber hinaus. Die Identifizierung
von nukleären
und/oder zytoplasmatischen Enzymen, die ähnliche Funktionen ausführen können, bleibt
ungewiss. Essentials of Glycobiology, Kap. 13, Varki et al., Hrsg.,
Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York (1999).
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Obwohl
es sich bei Proteinglykosylierung um einen komplexen und veränderlichen
Vorgang handelt, können
Kohlenhydratmodifikationen von Proteinen grob in zwei Klassen eingeteilt
werden, O-Glykosylierung und N-Glykosylierung. Beide beinhalten
die Anlagerung von Oligosacchariden an spezifische Aminosäuren in
einem Protein. O-verknüpfte Polysaccharide
werden mit einer Hydroxylgruppe verknüpft, für gewöhnlich der Hydroxylgruppe von
entweder einem Serinrest oder einem Threoninrest. O-Glykane werden
nicht an jeden Serin- oder Threoninrest angelagert und die Kriterien
zur Bestimmung, welche Serine und Threonine glykosyliert werden, sind
nicht vollständig
aufgeklärt.
O-Glykane umfassen für
gewöhnlich
eine oder mehrere Verzweigungen und umfassen eine bis vier unterschiedliche
Arten von Zuckerresten, die nacheinander angelagert werden. Oftmals
ist der terminale Rest eine Sialinsäure. Im Gegensatz dazu werden
N-verknüpfte
Polysaccharide an den Amidstickstoff eines Asparagins angelagert.
Nur Asparagine, die Teil einer von zwei Tripeptidsequenzen sind,
entweder Asparagin-X-Serin
oder Asparagin-X-Threonin (wobei X eine beliebige Aminosäure außer Prolin
ist), sind Glykosylierungsziele. Der erste Schritt bei der N-Glykosylierung beinhaltet
die Anlagerung eines komplexen, im Voraus gebildeten, verzweigten
Oligosaccharids, das aus drei Glukoseresten, neun Mannoseresten
und zwei N-Acetylglukosaminresten besteht. Dieses Oligosaccharid
wird mittels einer komplexen und veränderlichen Reihe von Schritten
weiter verarbeitet, was in der Entfernung und der Anlagerung von
verschiedenen Zuckerresten resultiert. Im Endprodukt kann der terminale
Rest an jeder Verzweigung des Polysaccharids eine Sialinsäure sein,
ist dies jedoch nicht immer. Lodish et al., oben. N-Glykane können eine bis
fünf Verzweigungen
aufweisen. Varki et al., oben.
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Vorherige
Arbeiten haben ein Netz biosynthetischer Wege erörtert, die zu der Anlagerung
von Sialinsäure
an Proteine führen,
wie in 1 dargestellt. Gu und Wang, oben; Corfield und
Schauer, oben. Eine große
Vielfalt von Molekülen
ist an verschiedenen Stufen der Synthese von Sialinsäure und deren
Anfügung
an Glykoproteine beteiligt, einschließlich Zuckern wie Glukose,
Mannose, Fruktose und Galaktose, Nukleotiden wie ATP und CTP und eine
Menge von Enzymen, die zum Katalysieren der zahlreichen involvierten
biosynthetischen Schritte erforderlich sind, um nur einige wenige
der zahlreichen involvierten Moleküle zu nennen. 1 stellt
auch zwei Punkte in diesem Netz von Wegen da, von denen bekannt
ist, dass eine Inhibition durch negative Rückführung auftritt (gestrichelte
Linien mit Pfeilspitzen). Des Weiteren haben Gu und Wang (oben)
berichtet, dass das Zusetzen von N-Acetylmannosamin zu Kulturmedium
in einer gesteigerten Sialylierung eines Proteins resultiert, das
von den kultivierten Zellen produziert wird. Der gewerbliche Nutzen
von N-Acetylmannosamin ist jedoch gegenwärtig durch dessen Kosten beschränkt und
daher werden Kulturbedingungen oder andere Medienzusatzstoffe mit ähnlichen
oder besseren Wirkungen benötigt.
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Demgemäß stellt
die Erfindung ein Verfahren zum Erhöhen der Sialylierung eines
Glykoproteins, das von einer Zellkultur produziert wird, bereit,
das das Zugeben von N-Acetylmannosamin
und Galaktose zu der Zellkultur umfasst. In einer weiteren Ausführungsform
stellt die Erfindung ein Verfahren zum Erhöhen der Sialylierung eines Glykoproteins,
das von einer Zellkultur produziert wird, bereit, das das Kultivieren
von Zellen in Medium umfasst, das N-Acetylmannosamin Galaktose,
Fruktose und Mannose umfasst. Alternativ kann die Sialylierung mittels Kultivierens
der Zellen in einem Medium erhöht
werden, das Galaktose und Fruktose und gegebenenfalls außerdem N-Acetylmannosamin
und/oder Mannose umfasst. In noch einer anderen Ausführungsform
umfasst die Erfindung eine Verbesserung eines Verfahrens zum Produzieren
eines Proteins, das das Kultivieren von Säugetierzellen umfasst, die
das Protein exprimieren, bei einer Temperatur unterhalb von 37°C, gegebenenfalls
von etwa 29°C
bis etwa 36°C oder
von etwa 29°C
bis etwa 35°C
oder von etwa 30°C
bis etwa 33°C
in einem Medium, das N-Acetylmannosamin
umfasst. In einem anderen Gesichtspunkt stellt die Erfindung ein
Kulturmedium für
Säugetierzellen
bereit, das N-Acetylmannosamin, Galaktose und gegebenenfalls außerdem Fruktose und/oder
Mannose umfasst. Die Konzentration von N-Acetylmannosamin kann bei mindestens
etwa 0,8 Millimol (mM), gegebenenfalls mindestens etwa 2 mM, mindestens
etwa 3 mM, mindestens etwa 4 mM, mindestens etwa 5 mM, mindestens
etwa 10 mM oder mindestens etwa 20 mM liegen und die Konzentration
von Galaktose kann bei etwa 1 mM bis etwa 5 mM, gegebenenfalls bei
etwa 2 mM bis etwa 4 mM oder bei etwa 2,5 mM bis etwa 3,5 mM liegen.
Die Konzentrationen von Fruktose und Mannose, falls vorhanden, können gleich
sein oder sich voneinander und denen von Galaktose und N-Acetylmannosamin
unterscheiden. Die Konzentrationen von Fruktose und Mannose können bei
jeweils etwa 1 mM bis etwa 5 mM, gegebenenfalls bei jeweils etwa
2 mM bis etwa 4 mM oder bei jeweils etwa 2,5 mM bis etwa 3,5 mM
liegen.
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Alternativ
stellt die Erfindung ein Kulturmedium für Säugetierzellen bereit, das Fruktose
und Galaktose und außerdem
Mannose und/oder N-Acetylmannosamin umfasst. Fruktose, Galaktose
und Mannose können
jeweils in Konzentrationen von jeweils etwa 0,1 mM bis jeweils etwa
40 mM, gegebenenfalls von jeweils etwa 0,5 mM bis jeweils etwa 20
mM, von jeweils etwa 1,0 mM bis jeweils etwa 10 mM oder von jeweils
etwa 1,0 mM bis jeweils etwa 5 mM vorliegen. Fruktose, Galaktose
und Mannose können
in gleichen oder unterschiedlichen Konzentrationen vorliegen. N-Acetylmannosamin
kann in einer Konzentration von mindestens 0,8 Millimol (mM), gegebenenfalls mindestens
etwa 2 mM, mindestens etwa 3 mM, mindestens etwa 4 mM, mindestens
etwa 5 mM, mindestens etwa 10 mM oder mindestens etwa 20 mM vorliegen.
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Des
Weiteren umfasst die Erfindung ein Kulturmedium für Säugetierzellen,
das Fruktose, Galaktose und Mannose umfasst, die in Konzentrationen von
jeweils etwa 0,1 mM bis jeweils etwa 40 mM, gegebenenfalls von jeweils
etwa 0,5 mM bis jeweils etwa 20 mM, von jeweils etwa 1,0 mM bis
jeweils etwa 10 mM oder von jeweils etwa 1,0 mM bis jeweils etwa
5 mM vorliegen können.
Fruktose, Galaktose und Mannose können in gleichen oder unterschiedlichen
Konzentrationen vorliegen.
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In
einem Gesichtspunkt stellt die Erfindung ein Verfahren zum Kultivieren
von Säugetierzellen bereit,
das das Züchten
einer Säugetierzelle,
die gentechnisch verändert
wurde, um ein Protein zu produzieren, in Kultur und das Zugeben
von N-Acetylmannosamin,
Galaktose und gegebenenfalls außerdem Fruktose
und/oder Mannose umfasst. In einem anderen Gesichtspunkt stellt
die Erfindung ein Verfahren zum Kultivieren einer Säugetierzelle,
die gentechnisch verändert
wurde, um ein Protein zu produzieren, in einem Medium, das N-Acetylmannosamin
umfasst, bei einer Temperatur unterhalb 37°C bereit. Eine Art von gentechnisch
veränderter
Zelle ist eine Zelle, die mit einem rekombinanten Vektor, der das Protein
kodiert, transformiert wurde. Das Protein kann unter der Kontrolle
eines starken viralen Promotors (z. B. entweder ein CMV-Promotor (CMV = cytomegalovirus,
Zytomegalievirus) oder ein SV40-Virus-Promoter (SV40 = Simianvirus
40) oder eines induzierbaren Promotors (z. B. eines Metallothionein-Promotors oder eines
auf Tetracyclin reagierenden Promotors, wie in zum Beispiel Gossen
und Bujard (1992), Proc. Natl. Acad. Sci. 89: 5547-5551) exprimiert
werden. In der Regel exprimiert die Zelle naturgemäß das Protein
nicht oder exprimiert das Protein nur in sehr niedrigen Niveaus
(bei Fehlen von gentechnischer Veränderung).
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Ein
Protein wird im Allgemeinen als ein Polypeptid verstanden, das mindestens
10 Aminosäuren lang,
gegebenenfalls mindestens 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50, 60, 70, 80,
90, 100, 125, 150, 175 oder 200 Aminosäuren lang ist. Die unter Verwendung
der Verfahren und Medien der Erfindung produzierten Proteine können sekretierte
Proteine sein.
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Die
Verfahren und Medien der Erfindung können verwendet werden, um die
Sialylierung von ziemlich jedem beliebigen Protein zu erhöhen, und sind
besonders vorteilhaft für
Polypeptide, deren Expression unter der Kontrolle eines starken
Promotors, wie beispielsweise eines viralen Promotors, liegt, und/oder
Polypeptide, die auf einer Message kodiert wird, die ein dreigeteiltes
Adenovirus-Leader-Element aufweist. Beispiele geeigneter Expressionsvektoren,
die zum Produzieren von Proteinen verwendet werden können, sind
in der internationalen Anmeldung WO 01/27299 und in McMahan et al. (1991),
EMBO J. 10: 2281, das den pDC409-Vektor beschreibt, offenbart.
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Im
Allgemeinen sind die Verfahren der Erfindung zum Induzieren der
Produktion von rekombinanten Polypeptiden geeignet. Zu Proteinen,
die mit den Verfahren und Medien der Erfindung produziert werden
können,
zählen
jene, die Aminosäuresequenzen
umfassen, die mit dem gesamten oder einem Teil eines der folgenden
Proteine identisch sind oder diesen im Wesentlichen ähnlich sind:
ein Flt3-Ligand (wie in WO 94/28391 beschrieben), ein CD40-Ligand
(wie in der US-Patentschrift Nr. 6,087,329 beschrieben), Erythropoetin,
Thrombopoetin, Calcitonin, Leptin, IL-2, Angiopoetin-2 (wie von Maisonpierre
et al. (1997), Science 277(5322):55-60, beschrieben), Fas-Ligand,
Ligand für
den Rezeptoraktivator von NF-Kappa B (RANKL, wie in WO 01/36637
beschrieben), mit Tumornekrosefaktor (TNF) verwandter, Apoptose
induzierender Ligand (TNF-related apoptosis-inducing ligand, TRAIL,
wie in WO 97/01633 beschrieben), von Thymusstroma abgeleitetes Lymphopoetin,
Granulozytenkolonie-stimulierender Faktor, Granulozytenmakrophagenkolonie-stimulierender
Faktor (granulocyte-macrophage colony stimulating factor, GM-CSF,
wie in der österreichischen
Patentschrift Nr. 588819 beschrieben), Mastzellwachstumsfaktor,
Stammzellwachstumsfaktor (beschrieben in z. B. US-Patentschrift
Nr. 6,204,363), epidermaler Wachstumsfaktor, Keratinozytenwachstumsfaktor,
Megakaryontenwachstums- und -entwicklungsfaktor, RANTES, Wachstumshormon,
Insulin, Insulinotropin, insulinähnliche
Wachstumsfaktoren, Parathormon, Interferone, einschließlich α-Interferone, γ-Interferon
und Konsensus-Interferone
(wie die in den US-Patentschriften Nr. 4,695,623 und 4,897,471 beschriebenen),
Nervenwachstumsfaktor, vom Hirn abgeleiteter neurotropher Faktor,
synaptotagminähnliche
Proteine (SLP 1–5), Neurotrophin-3,
Glucagon, Interleukine 1 bis 18, koloniestimulierende Faktoren,
Lymphotoxin-β,
Tumornekrosefaktor (TNF), Leukämie
inhibierender Faktor, Oncostatin-M und verschiedene Liganden für die Zelloberflächenmoleküle ELK und
Hek (wie die Liganden für
mit eph verwandte Kinasen oder LERKS). Beschreibungen von Proteinen,
die gemäß der erfinderischen
Verfahren produziert werden können,
lassen sich in zum Beispiel Human Cytokines: Handbook for Basic
and Clinical Research, Bd. II (Aggarwal und Gutterman, Hrsg., Blackwell
Sciences, Cambridge, MA, USA, 1998); Growth Factors: A Practical
Approach (McKay und Leigh, Hrsg., Oxford University Press Inc.,
New York, 1993) und The Cytokine Handbook (A.W. Thompson, Hrsg.,
Academic Press, San Diego, CA, USA, 1991) finden.
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Zu
weiteren Proteinen, die unter Verwendung der Verfahren und Medien
der Erfindung produziert werden können, zählen Proteine, die die gesamte
oder einen Teil der Aminosäuresequenz
eines Rezeptors für
ein beliebiges der oben erwähnten
Proteine, einen Antagonist zu einem solchen Rezeptor eines beliebigen
der oben erwähnten
Proteine umfassen, und/oder Proteine, die solchen Rezeptoren oder Antagonisten
im Wesentlichen ähnlich
sind. Zu diesen Rezeptoren und Antagonisten zählen: beide Formen von Tumornekrosefaktorrezeptor
(TNFR, als p55 und p75 bezeichnet, wie in der US-Patentschrift Nr. 5,395,760 und der
US-Patentschrift Nr. 5,610,279 beschrieben), Interleukin-1-Rezeptoren
(IL-1-Rezeptoren) (Typ I und II; in der EP-Patentschrift Nr. 0 460 846,
der US-Patentschrift Nr. 4,968,607 und der US-Patentschrift Nr.
5,767,064 beschrieben), IL-1-Rezeptor-Antagonisten (wie die in der
US-Patentschrift Nr. 6,337,072 beschriebenen), IL-1-Antagonisten
oder -Inhibitoren (wie die in den US-Patentschriften Nr. 5,981,713,
6,096,728 und 5,075,222, 5,767,064 beschriebenen), IL-2-Rezeptoren, IL-4-Rezeptoren (wie in
der EP-Patentschrift Nr. 0 367 566 und der US-Patentschrift Nr.
5,856,296 beschrieben), IL-15-Rezeptoren, IL-17-Rezeptoren, IL-18-Rezeptoren,
Rezeptor von Granulozytenmakrophagenkolonie-stimulierendem Faktor,
Rezeptor von Granulozytenkolonie-stimulierendem Faktor, Rezeptoren
für Oncostatin-M
und Leukämie
inhibierenden Faktor, Rezeptoraktivator von NF-Kappa B (RANK, in
WO 01/36637 und der US-Patentschrift Nr. 6,271,349 beschrieben),
Osteoprotegerin (beschrieben in z. B. US-Patentschrift 6,015,938), Rezeptoren für TRAIL
(einschließlich
der TRAIL-Rezeptoren 1, 2, 3 und 4) und Rezeptoren, die Todesdomänen umfassen,
wie Fas oder Apoptose induzierender Rezeptor (AIR).
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Mehr
Proteine, die unter Verwendung der Verfahren und Medien der Erfindung
produziert werden können,
beinhalten Proteine, die die gesamten oder einen Teil der Aminosäuresequenzen
von Differenzierungsantigenen (als CD-Proteine bezeichnet) oder
deren Liganden umfassen, oder Proteine, die einem dieser im Wesentlichen ähnlich sind.
Solche Antigene sind in Leukocyte Typing VI (Proceedings of the
YIth International Workshop and Conference, Kishimoto, Kikutani
et al., Hrsg., Kobe, Japan, 1996). Ähnliche CD-Proteine sind in
folgenden Workshops offenbart. Zu Beispielen solcher Antigene zählen CD22,
CD27, CD30, CD39, CD40 und Liganden davon (CD27-Ligand, CD30-Ligand usw.). Mehrere
der CD-Antigene sind Mitglieder der TNF-Rezeptor-Familie, die außerdem 41BB
und OX40 beinhaltet. Die Liganden sind oftmals Mitglieder der TNF-Familie, wie dies
beim 41BB-Liganden und OX4-Liganden der Fall ist. Demgemäß können Mitglieder
der TNF- und TNFR-Familien ebenfalls unter Anwendung der vorliegenden
Erfindung produziert werden.
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Enzymatisch
aktive Proteine oder deren Liganden können ebenfalls unter Verwendung
der Verfahren und Medien der Erfindung produziert werden. Zu Beispielen
zählen
Proteine, die das gesamte oder einen Teil eines der folgenden Proteine
oder deren Liganden umfassen, oder Proteine, die einem dieser im Wesentlichen ähnlich sind:
Metalloproteinase-Disintegrin-Familienmitglieder,
verschiedene Kinasen, Glucocerebrosidase, Superoxiddismutase, Gewebeplasminogenaktivator,
Faktor VIII, Faktor IX, Apolipoprotein E, Apolipoprotein A-I, Globine,
ein IL-2-Antagonist, alpha-1-Antitrypsin, TNF-alpha-Converting-Enzyme,
Liganden für
ein beliebiges der oben erwähnten
Enzyme und zahlreiche andere Enzyme und deren Liganden.
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Die
Verfahren und Medien der Erfindung können ebenfalls verwendet werden,
um chimäre Proteine
zu produzieren, die in vitro ausgewählt werden, um ein spezifisches
Zielprotein zu binden und dessen Aktivität zu modifizieren, wie die
in den internationalen Anmeldungen WO 01/83525 und WO 00/24782 beschriebenen
und Antikörper
oder Teile davon und chimäre
Antikörper,
d. h. Antikörper
mit menschlichen konstanten Antikörper-Immunglobulindomänen, die an eine oder mehrere
variable Maus-Antikörper-Immunglobulindomänen gebunden sind,
Fragmente davon oder im Wesentlichen ähnliche Proteine. Das Verfahren
der Erfindung kann auch dazu verwendet werden, Konjugate zu produzieren, die
einen Antikörper
und eine zytotoxische oder lumineszierende Substanz umfassen. Zu
solchen Substanzen zählen:
Maytansin-Derivate (wie DM1); Enterotoxine (wie ein Staphylococcus-Enterotoxin);
Iodisotope (wie Iod-125); Technetiumisotope (wie Tc-99m); Cyaninfluoreszenzfarbstoffe
(wie Cy5.5.18) und ribosomeninaktivierende Proteine (wie Bouganin,
Gelonin oder Saporin-S6). Zu Beispielen von Antikörpern, in
vitro ausgewählten
chimären
Proteinen oder Antikörper/Zytotoxin-
oder Antikörper/Luminophor-Konjugaten,
die unter Verwendung der Verfahren und Medien der Erfindung produziert
werden können,
zählen
jene, die ein beliebiges oder eine Kombination von Proteinen erkennen,
einschließlich,
jedoch nicht darauf beschränkt,
einem beliebigen der oben erwähnten
Proteine und/oder der folgenden Antigene: CD2, CD3, CD4, CD8, CD11a,
CD14, CD18, CD20, CD22, CD23, CD25, CD33, CD40, CD44, CD52, CD80
(B7.1), CD86 (B7.2), CD147, IL-1α, IL-1β, IL-2, IL-3,
IL-7, IL-4, IL-5, IL-8, IL-10, IL-2-Rezeptor-, IL-4-Rezeptor-, IL-6-Rezeptor-,
IL-13-Rezeptor-, IL-18-Rezeptoruntereinheiten, PDGF-β und Analoga
davon (wie die in den US-Patentschriften Nr. 5,272,064 und 5,149,792
beschriebenen), VEGF, TGF, TGF-β2,
TGF-β1,
EGF-Rezeptor (einschließlich der
in der US-Patentschrift Nr. 6,235,883 B1 beschriebenen), VEGF-Rezeptor,
Hepatozytenwachstumsfaktor, Osteoprotegerin-Ligand, Interferon-gamma,
B-Lymphozytenstimulator
(BlyS, auch als BAFF, THANK, TALL-1 und zTNF4 bekannt; siehe Do
und Chen-Kiang (2002), Cytokine Growth Factor Rev. 13(1):19-25),
CS-Komplement, IgE,
Tumorantigen CA125, Tumorantigen MUC1, PEM-Antigen, LCG (bei dem
es sich um ein Genprodukt handelt, das in Verbindung mit Lungenkrebs
exprimiert wird), HER-2, ein tumorassoziiertes Glykoprotein TAG-72, das
SK-1-Antigen, tumorassoziierte Epitope, die in erhöhten Spiegeln
in den Seren von Patienten mit Dickdarm- und/oder Bauchspeicheldrüsenkrebs
vorliegt, krebsassoziierte Epitope oder Proteine, die an Brust-,
Dickdarm-, Plattenepithel-, Prostata-, Bauchspeicheldrüsen-, Lungen-
und/oder Nierenkrebszellen und/oder an Melanom-, Gliom- oder Neuroblastomzellen
exprimiert werden, der nekrotische Kern eines Tumors, Integrin-alpha-4-beta-7, das Integrin VLA-4,
B2-Integrine, TRAIL-Rezeptoren 1, 2, 3 und 4, RANK, RANK-Ligand,
TNF-α, das
Adhäsionsmolekül VAP-1,
Epithelzell-Adhäsionsmolekül (EpCAM), interzelluläres Adhäsionsmolekül-3 (ICAM-3),
Leukointegrin-Adhäsin,
das Plättchenglykoprotein
gp IIb/IIIa, schwere Kette des kardialen Myosins, Parathormon, rNAPc2
(bei dem es sich um einen Inhibitor des Faktor-VIIa-Gewebefaktors
handelt), MHC 1, karzinoembryonales Antigen (carcinuembryonic antigen, CEA),
alpha-Fetoprotein (AFP), Tumornekrosefaktor (TNF), CTLA-4 (bei dem
es sich um ein zytotoxisches, mit T-Lymphozyten assoziiertes Antigen handelt),
Fc-γ-1-Rezeptor,
HLA-DR 10-beta, HLA-DR-Antigen,
L-Selectin, IFN-γ,
Respiratory-Syncytial-Virus, humanes Immundefizienzvirus (HIV),
Hepatitis-B-Virus (HBV), Streptococcus mutans und Staphylococcus
aureus.
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Die
Verfahren und Medien der Erfindung können auch dazu verwendet werden,
das gesamte oder einen Teil eines Proteins, bei dem es sich um einen
antiidiotypischen Antikörper
handelt, oder ein im Wesentlichen ähnliches Protein zu produzieren,
einschließlich
antiidiotypischer Antikörper
gegen: einen Antikörper,
der auf das Tumorantigen gp72 gerichtet ist; einen Antikörper gegen
das Gangliosid GD3; einen Antikörper
gegen das Gangliosid GD2 oder Antikörper, die diesen im Wesentlichen ähnlich sind.
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Die
Verfahren und Medien der Erfindung können auch dazu verwendet werden,
rekombinante Fusionsproteine zu produzieren, die ein beliebiges der
oben erwähnten
Proteine oder im Wesentlichen ähnliche
Proteine umfasst. Zum Beispiel können
rekombinante Fusionsproteine, die eines der oben erwähnten Proteine
plus einer Multimerisierungsdomäne,
wie einem Leucin-Zipper, einer superspiralisierten α-Helix, einem
Fc-Teil eines Antikörpers,
oder ein im Wesentlichen ähnliches
Protein umfassen, unter Verwendung der Verfahren und Medien der
Erfindung produziert werden. Siehe z. B. WO 94/10308; Lovejoy et
al. (1993), Science 259: 1288-1293; Harbury et al. (1993), Science
262: 1401-1405; Harbury et al. (1994), Nature 371: 80-83; Håkansson
et al. (1999), Structure 7: 255-264. Spezifisch zählen zu solchen
rekombinanten Fusionsproteinen Proteine, in denen mindestens ein
TNFR- oder RANK-Teil an einen Fc-Teil
eines Antikörpers
fusioniert ist (TNFR:Fc oder RANK:Fc). TNFR:Fc umfasst den Fc-Teil eines Antikörpers, der
an eine extrazelluläre Domäne von TNFR
fusioniert ist, die Aminosäuresequenzen
enthält,
die den Aminosäuren
1-163, 1-185 oder 1-235 von 2A der
US-Patentschrift Nr. 5,395,760 im Wesentlichen ähnlich sind. RANK:Fc ist in
WO 01/36637 beschrieben.
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Zu
geeigneten Zellen zum Ausüben
der vorliegenden Erfindung zählt
jede Zelllinie, die Proteine glykosylieren kann, vorzugsweise eine
Säugetierzelllinie,
die gentechnisch verändert
wurde, um ein Protein zu exprimieren, obwohl die Erfindung auch
zum Produzieren nicht rekombinanter Proteine verwendet werden kann.
Vorzugsweise sind die Zellen homogene Zelllinien. Zahlreiche geeignete
Zelllinien sind in der Technik bekannt. Zum Beispiel können chinesische
Hamster-Ovar- (CHO-), HeLa-, VERO-, BHK-, Cos-, MDCK-, 293-, 3T3-,
Myelom- (z. B. NSO, NSI) oder WI38-Zellen verwendet werden. Hybridomzelllinien,
die einen Antikörper
produzieren, können
ebenfalls zum Ausüben
der Erfindung verwendet werden. Von den oben erwähnten Zellen abgeleitete Zelllinien sind ebenfalls
zum Ausüben
der Erfindung geeignet.
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Besonders
bevorzugte Zellen sind CHO-Zellen, die allgemein zur Produktion
von rekombinanten Proteinen verwendet werden, z. B. Cytokine, Gerinnungsfaktoren
und Antikörper
(Brasel et al. (1996), Blood 88: 2004-2012; Kaufman et al. (1988),
J. Biol. Chem. 263: 6352-6362; McKinnon et al. (1991), J. Mol. Endocrinol.
6: 231-239; Wood et al. (1990), J. Immunol. 145: 3011-3016). Eine
DHFR-defiziente (DHFR = Dihydrofolatreduktase) Mutantenzelllinie (Urlaub
et al. (1980), Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77: 4216-4220), wie DXB11
oder DG-44, ist nützlich,
da das effiziente selektierbare und amplifizierbare DHFR-Genexpressionssystem
eine Expression von rekombinantem Protein in hohem Ausmaß in diesen Zellen
ermöglicht
(Kaufman (1990), Meth. Enzymol. 185: 527-566). Darüber hinaus sind diese Zellen leicht
als adhärente
oder Supensionskulturen zu manipulieren und zeigen eine verhältnismäßig gute Genstabilität. CHO-Zellen
und rekombinante Proteine, die in diesen exprimiert werden, sind
weitgehend charakterisiert worden und sind von den Aufsichtsbehörden zur
Verwendung bei der klinischen gewerblichen Herstellung zugelassen
worden.
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Gemäß der vorliegenden
Erfindung wird eine Säugetierwirtszelle
unter Bedingungen kultiviert, die die Produktion des Proteins von
Interesse fördern, bei
dem es sich um einen Antikörper
oder ein rekombinantes Protein handeln kann. Basalzelkulturmedienformulierungen
zum Kultivieren von Säugetierzellen
sind in der Technik wohl bekannt. Siehe z. B. Freshney, Culture
of Animal Cells: A Manual of Basic Technique, S. 69-84, Wiley-Liss
(1987). Der Fachmann wird diesen Basalzellkulturmedienformulierungen
Komponenten wie Aminosäuren,
Salze, Zucker, Vitamine, Hormone, Wachstumsfaktoren, Puffer, Antibiotika,
Lipide, Spurenelemente und dergleichen zusetzen, je nach den Anforderungen
der zu kultivierenden Wirtszellen. Der Fachmann kann auch wählen, eine
der vielen individualisierten Medienformulierungen zu verwenden,
die entwickelt wurden, um das Zellwachstum, die Lebensfähigkeit
der Zelle und/oder die Produktion von rekombinantem Protein in einer
bestimmten kultivierten Zelle zu maximieren. Die Verfahren gemäß der aktuellen
Erfindung können in
Kombination mit im Handel erhältlichen
Zellkulturmedien oder mit einem Zellkulturmedium, das individuell
zur Verwendung mit einer bestimmten Zelllinie formuliert wurde,
verwendet werden. Das Kulturmedium kann Serum und/oder Protein enthalten
oder auch nicht. Zu geeigneten kommerziellen Medien zählen unter
anderem RPMI 1641-Medium, Dulbecco's modifiziertes Eagle-Medium, minimales
essentielles Eagle-Medium, F-12K- und F12-Medium, McCoy's 5A-Medium, Leibovitz's L-15-Medium und
serumfreie Medien wie die EX-CELLTM 300-Serie
(erhältlich
von JRH Biosciences, Lenexa, Kansas, USA), die von der American
Type Culture Collection oder JRH Biosciences sowie anderen Händlern bezogen
werden können.
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Der
Fachmann kann auch wählen,
eine der vielen individualisierten Medienformulierungen zu verwenden,
die entwickelt wurden, um das Zellwachstum, die Lebensfähigkeit
der Zelle und/oder die Produktion von rekombinantem Polypeptid in
einer bestimmten kultivierten Zelle zu maximieren. Die Verfahren
gemäß der aktuellen
Erfindung können
in Kombination mit im Handel erhältlichen
Zellkulturmedien oder mit einem Zellkulturmedium, das individuell zur
Verwendung mit einer bestimmten Zelllinie formuliert wurde, verwendet
werden. Zum Beispiel kann ein angereichertes Medium, das eine gesteigerte
Polypeptidproduktion unterstützen
könnte,
eine Mischung aus zwei oder mehr kommerziellen Medien, wie beispielsweise
DMEM und Ham's F
12-Medium, umfassen, die in Verhältnissen
wie beispielsweise 1:1, 1:2, 1:3, 1:4, 1:5, 1:6, 1:7, 1:8 oder sogar
bis zu 1:15 oder höher
kombiniert sind. Alternativ oder zusätzlich dazu kann ein Medium
durch Zugabe von Nährsubstanzen,
wie Aminosäuren
oder Pepton, angereichert werden, und/oder ein Medium (oder der
Großteil
seiner Bestandteile mit den im Folgenden angegebenen Ausnahmen)
kann bei einer höheren
als seiner gewöhnlichen,
empfohlenen Konzentration verwendet werden, beispielsweise bei 2X,
3X, 4X, 5X, 6X, 7X, 8X oder sogar höheren Konzentrationen. Wie
hierin verwendet, steht „1X" für die Standardkonzentration, „2X" steht für das Doppelte
der Standardkonzentration usw. In einer beliebigen dieser Ausführungsformen
kann die Konzentration von Medienbestandteilen, die sich erheblich
auf die Osmolarität
auswirken, wie Salzen, nicht derart erhöht werden, dass die Osmolarität des Mediums
außerhalb
eines annehmbaren Bereichs fällt.
Folglich kann ein Medium beispielsweise 8X sein in Bezug auf alle
Bestandteile außer
Salzen, die in nur 1X vorliegen können. Ein angereichertes Medium
kann serumfrei und/oder proteinfrei sein. In diesem Zusammenhang
bedeutet „proteinfrei" frei von Proteinen
mit mindestens 15 Aminosäuren,
wie Insulin oder insulinähnlicher
Wachstumsfaktor. „Proteinfreies" Medium kann hydrolysierte Proteine
enthalten, wie sie in Peptonen (aus Hefe, Soja oder anderen Quellen)
vorgefunden werden, bei denen es sich um allgemein verwendete Medienzusatzstoffe
handelt. Des Weiteren kann ein Medium während des Zeitraums, in dem
eine Kultur erhalten wird, periodisch supplementiert werden, um
Medienbestandteile wiederaufzufüllen,
die abgereichert werden können,
wie beispielsweise Vitamine, Aminosäuren und Stoffwechselvorläufer. Wie
in der Technik bekannt ist, können
unterschiedliche Medien und Temperaturen leicht unterschiedliche
Wirkungen auf unterschiedliche Zelllinien haben und dasselbe Medium und
dieselbe Temperatur sind möglicherweise
nicht für
alle Zelllinien geeignet.
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Die
Verfahren der Erfindung sind zum Induzieren der Produktion von rekombinanten
Proteinen von Nutzen. Bei rekombinanten Proteinen handelt es sich
um Proteine, die mittels des Vorgangs der gentechnischen Veränderung
(Gentechnik) produziert werden. Der Ausdruck „gentechnische Veränderung" bezieht sich auf
das Infizieren, Transfizieren, Transformieren oder Transduzieren
einer Zelle mit einem rekombinanten Polynukleotidmolekül, um zu
bewirken, dass die Zelle die Expression eines gewünschten
Proteins verändert.
In einigen Ausführungsformen
umfasst ein solches rekombinantes Polynukleotidmolekül Nukleinsäuren, die
das Protein von Interesse, das operativ mit geeigneten Regulationssequenzen
verknüpft
ist, kodieren und Teil eines „Expressionsvektors" sind, in den die
Nukleinsäuren,
die das Protein von Interesse kodieren, inseriert werden.
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Verfahren
und Vektoren zur gentechnischen Veränderung von Zellen und/oder
Zelllinien, um ein Protein von Interesse zu exprimieren, sind Fachmännern wohl
bekannt; zum Beispiel sind verschiedene Techniken in Current Protocols
in Molecular Biology, Ausubel et al., Hrsg. (Wiley & Sons, New York,
1988, und vierteljährliche
Aktualisierungen); Sambrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory
Manual (Cold Spring Laboratory Press, 1989); und R.J. Kaufman, Large
Scale Mammalian Cell Culture, 1990, S. 15-69, dargestellt. Weitere
Protokolle, die im Handel erhältliche
Reagenzien verwenden, wie die kationischen Lipid-Reagenzien LIPOFECTAMINETM, LIPOFECTAMINETM-2000
oder LIPOFECTAMINETM-PLUS (die von Invitrogen
erworben werden können),
können zum
Transfizieren von Zellen verwendet werden. Felgner et al. (1987),
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84: 7413-7417. Darüber hinaus kann Elektroporation oder
Bombardierung mit Mikroprojektilen, die mit Nukleinsäuren beschichtet
sind, eingesetzt werden, um Zellen unter Anwendung von Vorgehensweisen
zu transfizieren, wie denen in Sambrook et al. (1989), Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, 2. Ausg., Bd. 1-3, Cold Spring Harbor
Laboratory Press, und Fitzpatrick-McElligott (1992), Biotechnology
(NY) 10(9):1036-1040.
Techniken der gentechnischen Veränderung
beinhalten, sind jedoch nicht darauf beschränkt, Transformation von Zellen
mit Expressionsvektoren, gezielte homologe Rekombination und Genaktivierung
(siehe z. B. die US-Patentschrift Nr. 5,272,071 an Chappel) und
Transaktivierung mittels konstruierter Transkriptionsfaktoren (siehe
z. B. Segal et al. (1999), Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96(6):2758-63).
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Ein
Gen, das einen selektierbaren Marker kodiert, wird oftmals verwendet,
um die Identifizierung von rekombinanten Zellen zu erleichtern,
und ist daher häufig
in Expressionsvektoren eingebunden. Die Auswahl von Transformanten
kann unter Anwendung von Verfahren wie beispielsweise dem DHFR-Auswahlschema
(DHFR = Dihydrofolatreduktase) oder der Resistenz gegenüber zytotoxischen Arzneimitteln
durchgeführt
werden. Kaufman et al. (1990), Meth. in Enzymology 185: 487-511.
Ein geeigneter Wirtsstamm zur DHFR-Auswahl kann beispielsweise der
CHO-Stamm DX-B11 sein, der in DHFR fehlt. Urlaub und Chasin (1980),
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77: 4216-4220. Zu anderen Beispielen von selektierbaren
Markern zählen
jene, die Resistenz gegenüber
Antikörpern
verleihen, wie G418 und Hygromycin B.
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Die
Regulationssequenzen werden in der Regel von Säugetier-, Mikroben-, Virus-
und/oder Insektengenen abgeleitet. Zu Beispielen von Regulationssequenzen
zählen
Transkriptionspromotoren, -operatoren und -Enhancer, Ribosomen-Bindungsstellen
(siehe z. B. Kozak (1991), J. Biol. Chem. 266: 19867-19870), Sequenzen,
die die Transkriptions- und
Translationstermination steuern, Polyadenylierungssignale (siehe
z. B. McLauchlan et al. (1988), Nucleic Acids Res. 16: 5323-5333)
und Matrix- und Scaffold-Anheftungsstellen
(siehe Phi-Van et al. (1988), Mol. Cell. Biol. 10: 2302-2307; Stief
et al. (1989), Nature 341:342-335; Bonifer et al. (1990), EMBO J.
9: 2843-2838). Nukleotidsequenzen werden operativ verknüpft, wenn
die Regulationssequenz funktionsfähig in Beziehung zu der proteinkodierenden
Sequenz steht. Solche Sequenzen können in cis oder in trans vorliegen,
solange sie funktionsfähig
in Beziehung zu der proteinkodierenden Sequenz stehen. Somit wird
eine Promotor-Nukleotidsequenz operativ mit einer proteinkodierenden
Sequenz verknüpft,
wenn die Promotor-Nukleotidsequenz die Transkription der kodierenden
Sequenz steuert. Obwohl viele Sequenzen, die die Expression regulieren
können,
wie Promotoren, ihre Wirkungen ausüben, wenn sie in cis vorliegen,
muss dies nicht immer der Fall sein. Zum Beispiel können nicht
kodierende RNAs, die in trans vorliegen, die Genexpression herunterregulieren
oder verstärken.
Siehe z. B. Storz (2002), Science 296: 1260-1263.
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Allgemein
verwendete Promotor- und Enhancer-Sequenzen werden von Polyomavirus,
Adenovirus 2, Simianvirus 40 (SV40) und humanem Zytomegalievirus
(cytomegalovirus, CMV) abgeleitet. Zum Beispiel kann der humane
CMV-Promotor/Enhancer vom Immediately-Early-Gen 1 verwendet werden.
Siehe z. B. Patterson et al. (1994), Applied Microbiol. Biotechnol.
40: 691-698. DNA-Sequenzen, die vom SV40-Virusgenom abgeleitet sind,
beispielsweise SV40-Startpunkt-, Early- und Late-Promotor-, Enhancer-,
Spleiß-
und Polyadenylierungsstellen, können
verwendet werden, um andere genetische Elemente zur Expression einer
Strukturgensequenz in einer Säugetierwirtszelle
bereitzustellen. Virale Early- und Late-Promotoren sind besonders
nützlich, da
beide leicht aus einem Virusgenom als ein Fragment erhalten werden,
das auch einen viralen Replikationsstartpunkt enthalten kann (Fiers
et al., Nature 273:113, 1978; Kaufman (1990), Meth. in Enzymol. 185:
487-511). Kleinere oder größere SV40-Fragmente
können
ebenfalls verwendet werden, vorausgesetzt, die ungefähr 250 bp
lange Sequenz, die sich von der Hind-III-Stelle in Richtung der
Bgl-I-Stelle erstreckt, die sich in der viralen SV40-Replikationsstartpunktstelle
befindet, enthalten ist.
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Eine
Sequenz, die ein adäquates
natives oder heterologes Signalpeptid (Leader-Sequenz) kodiert,
kann in einen Expressionsvektor integriert werden, um die extrazelluläre Sekretion
des rekombinanten Proteins zu fördern.
Die Wahl des Signalpeptids oder Leaders hängt von der Art der Wirtszellen ab,
in denen das rekombinante Protein produziert werden soll. Zu Beispielen
von Signalpeptiden, die in Säugetierwirtszellen
funktionsfähig
sind, zählen
die Signalsequenz für
Interleukin-7 (IL-7), die in der US-Patentschrift Nr. 4,965,195
beschrieben wird, die Signalsequenz für den Interleukin-2-Rezeptor,
die in Cosman et al., Nature 312:768, 1984, beschrieben wird; das
Interleukin-4-Rezeptor-Signalpeptid, das in der EP-Patentschrift
Nr. 367,566 beschrieben wird; das Typ-I-Interleukin-1-Rezeptor-Signalpeptid, das
in der US-Patentschrift Nr. 4,968,607 beschrieben wird; und das
Typ-II-Interleukin-1-Rezeptor-Signalpeptid, das
in der EP-Patentschrift Nr. 460,846 beschrieben wird.
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Zu
weiteren Kontrollsequenzen, von denen gezeigt wurde, dass sie die
Expression von heterologen Genen aus Säugetier-Expressionsvektoren
verbessern, zählen
solche Elemente wie das die Expression verstärkende Sequenzelement (expression
augmenting sequence element, EASE), das von CHO-Zellen abgeleitet
wurde (Morris et al. in Animal Cell Technology, S. 529-534 (1997);
US-Patentschrift Nr. 6,312,951 B1; US-Patentschrift Nr. 6,027,915; US-Patentschrift
Nr. 6,309,841 B1), und die dreigeteilten Leader- (tripartite leader,
TPL) und VA-Gen-RNAs von Adenovirus 2 (Gingeras et al. (1982), J.
Biol. Chem. 257:13475-13491). IRES-Sequenzen (IRES = internal ribosome
entry site, Eintrittsstelle für
Ribosome innerhalb der mRNA) viralen Ursprungs ermöglichen,
dass dicistronische mRNAs effizient translatiert werden (Oh und
Sarnow (1993), Current Opinion in Genetics and Development 3: 295-300;
Ramesh et al. (1996), Nucleic Acids Research 24:2697-2700). Von der Expression
einer heterologen cDNA als Teil einer dicistronischen mRNA, auf
die das Gen für
einen selektierbaren Marker (z. B. DHFR) folgt, wurde gezeigt, dass
sie die Transfizierbarkeit des Wirts und die Expression der heterologen cDNA
verbessert (Kaufman et al. (1990), Methods in Enzymol. 185: 487-511).
Beispielhafte Expressionsvektoren, die dicistronische mRNAs einsetzen,
sind pTR-DC/GFP, das von Mosser et al., Biotechniques 22:150-161
(1997), beschrieben wird, und p2A5I, das von Morris et al. in Animal
Cell Technology, S. 529-534 (1997), beschrieben wird.
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Beispiele
von geeigneten Expressionsvektoren, die zum Produzieren von Proteinen
verwendet werden können,
sind jene, die in WO 01/27299 offenbart sind, und der pDC409-Vektor, der in McMahan
et al. (1991), EMBO J. 10: 2821, beschrieben wird. Ein weiterer
nützlicher
starker Expressionsvektor, pCAVNOT, wurde von Mosley et al. (1989),
Cell 59: 335-348, beschrieben. Weitere Expressionsvektoren zur Verwendung
in Säugetierwirtszellen
können
wie von Okayama und Berg (Mol. Cell. Biol. 3: 280 (1983)) offenbart
konstruiert werden. Ein geeignetes System zur stabilen Expression
von Säugetier-cDNAs in hohem Ausmaß in Maus-C127-Mammaepithelzellen
kann im Wesentlichen wie von Cosman et al. (Mol. Immunol. 23: 935
(1986)) beschrieben konstruiert werden. Ein nützlicher starker Expressionsvektor,
PMLSV N1/N4, von Cosman et al. (1984), Nature 312: 768, beschrieben,
wurde als ATCC 39890 hinterlegt. Weitere geeignete Säugetier-Expressionsvektoren
sind in der EP-Patentschrift Nr. A 0 367 566 und WO 01/27299 beschrieben.
Die Vektoren können
von Retroviren abgeleitet werden. Anstelle der nativen Signalsequenz
kann eine heterologe Signalsequenz hinzugefügt werden, wie die Signalsequenz für IL-7,
die in der US-Patentschrift Nr. 4,965,195 beschrieben wird; die
Signalsequenz für
den IL-2-Rezeptor, die in Cosman et al. (Nature 312:768, 1984)) beschrieben
wird; das IL-4-Signalpeptid, das in der EP-Patentschrift Nr. 367,566
beschrieben wird; das Typ-I-IL-1-Rezeptor-Signalpeptid, das in der
US-Patentschrift Nr. 4,968,607 beschrieben wird; und das Typ-II-IL-1-Rezeptor-Signalpeptid,
das in der EP-Patentschrift
Nr. 460,846 beschrieben wird.
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Geeignete
Kulturbedingungen für
Säugetierzellen
sind in der Technik bekannt. Siehe z. B. Animal cell culture: A
Practical Approach, D. Rickwood, Hrsg., Oxford University Press,
New York (1992). Säugetierzellen
können
in Suspension kultiviert werden oder während sie an einem festen Substrat
haften. Des Weiteren können
Säugetierzellen
beispielsweise in Fließbettbioreaktoren,
Hohlfaserbioreaktoren, Festbettbioreaktoren, Faserbettbioreaktoren, Rollerflaschen,
Schüttelflaschen
oder Rührtankbioreaktoren
mit oder ohne Mikroträgerstoffe
und in einem Batch-, Fed-batch-, kontinuierlichen, halbkontinuierlichen
oder Perfusionsmodus kultiviert werden.
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Die
Verfahren und Medien der Erfindung können mit anderen Verfahren
oder Medienzusatzstoffen kombiniert werden, insbesondere denen,
die die Produktion oder Sialylierung eines Proteins steigern. Zum
Beispiel können
Zellen bei Temperaturen von etwa 29°C bis etwa 40°C, gegebenenfalls
von etwa 29°C
bis etwa 37°C,
von etwa 29°C
bis etwa 36°C,
von etwa 29°C
bis etwa 35°C
oder von etwa 30°C
bis etwa 33°C
gezüchtet
werden. Darüber
hinaus können
andere Substanzen als N-Acetylmannosamin, Galaktose, Fruktose und
Mannose dem Medium zugesetzt werden. Solche Substanzen beinhalten,
sind jedoch nicht darauf beschränkt,
Histondeacetylase-Inhibitoren, Butyrat, Trichostatin, Koffein und
Hexamethylenbisacetamid.
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Die
Verfahren gemäß der vorliegenden
Erfindung können
dazu verwendet werden, den Titer und/oder die Sialylierung von Proteinen
in Kulturvorgängen
sowohl mit einer einzigen Phase als auch mehreren Phasen zu erhöhen. In
einem Vorgang mit einer einzigen Phase werden die Zellen in einer
Kulturumgebung inokuliert und die offenbarten Verfahren und Medien
werden während
der einzigen Produktionsphase eingesetzt. In einem Vorgang mit mehreren
Stufen werden die Zellen in zwei oder mehreren separaten Phasen
kultiviert.
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Zum
Beispiel können
die Zellen zunächst
in einer Wachstumsphase unter Umweltbedingungen, die die Zellvermehrung
und die Lebensfähigkeit
der Zellen maximieren, kultiviert, dann in eine Produktionsphase
unter Bedingungen, die die Produktion und/oder die Sialylierung
eines Proteins steigern, überführt. In
Vorgängen
mit mehreren Phasen werden die Verfahren und Medien gemäß der vorliegenden
Erfindung zumindest während
der Produktionsphase eingesetzt.
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Die
im Folgenden dargelegten Beispiele sollen nicht vollständig sein
oder den Schutzumfang der Erfindung einschränken. Der Fachmann wird verstehen,
dass Modifizierungen und Variationen angesichts der obigen Lehren
möglich
sind.
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BEISPIEL 1
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VERGLEICH DER FÄHIGKEIT VERSCHIEDENER ZUCKER
UND KOMBINATIONEN DIESER, DIE SIALYLIERUNG VON TNFR:FC ZU
INDUZIEREN
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Der
folgende Versuch wurde durchgeführt, um
zu ermitteln, welches Kohlenhydrat oder welche Kombination von Kohlenhydraten,
das bzw. die dem Zellkulturmedium zugesetzt wurde, die höchste Sialylierung
von TNFR:Fc, das von den Zellen produziert wird, induzieren kann.
Der verhältnismäßige Sialylierungsgrad
wurde mittels Messens der TNFR:Fc-Fraktion bestimmt, die von einer
Zellkultur produziert wird, die aus einer Anionenaustauschersäule nur
bei einer hohen Salzkonzentration eluiert. Dies liefert eine grobe
Messung des Sialylierungsgrads, da Proteine mit mehr Sialinsäure zur
Elution aus einer Anionenaustauschersäule eine höhere Salzkonzentration erfordern.
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Etwa
2,0 × 106 Zellen einer CHO-Zelllinie, die gentechnisch
verändert
wurde, um TNFR:Fc zu produzieren, wurden in jeden von 12 Kolben
inokuliert, die 30 ml serumfreies Medium mit INTRALIPIDSTM (eine sterile Emulsion aus fraktioniertem
Sojaöl
und fraktionierten Eiphospholipiden in Wasser), insulinähnlichen
Wachstumsfaktor-I und Butyrat enthielten und ohne jegliche zugesetzte
Kohlenhydrate (mit „Kontrolle" bezeichnet) oder
mit den Kohlenhydratzusatzstoffen, die in 2 angegeben
sind, in einer Konzentration von jeweils 4 mM. Die Kulturen wurden 7
Tage bei 30°C
unter Schütteln
mit 150 Umdrehungen pro Minute inkubiert. TNFR:Fc wurde nach sieben
Tagen Wachstum aus dem Medium geerntet und mittels Protein-A-Affinitätschromatographie vorgereinigt.
Danach wurde die Konzentration des gereinigten TNFR:Fc-Proteins
mittels Messens der Extinktion bei 280 Nanometer bestimmt. Die Konzentration
des TNFR:Fc-Proteins
wurde mittels Verdünnung
in 20 mM Imidazol, pH 6,2, auf etwa 0,25 mg/ml eingestellt.
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Eine
Anionenaustauschersäule
(mit einem Durchmesser von 4,6 mm und einer Höhe von 50 mm) wurde wie folgt
laufen gelassen. Die Säule
wurde sowohl vor als auch nach dem Laufenlassen von Versuchsproben
unter Verwendung einer Mischung aus zwei Kontrollproteinen, die
0,25 mg/ml Soja-Trypsin-Inhibitor und 0,5 mg/ml Lactalbumin (beide von
der Sigma-Aldrich Corporation, St. Louis, Missouri, USA, bezogen)
enthielt, kalibriert. Eine Probe von bis zu 200 μl dieser Mischung wurde auf
die Säule
aufgebracht und ein linearer Gradient zwischen 20 mM Imidazol, pH
6,2 (Puffer A), und 20 mM Imidazol, 0,7 M NaCl, pH 6,2 (Puffer B),
wurde mit einer Geschwindigkeit von 0,8 ml/min durch die Säule laufengelassen.
Der Gradient war nach 22,1 Minuten abgeschlossen und die Säule enthielt
100 % Puffer B. Die Elution des Proteins wurde mittels Überwachens
der Extinktion bei 280 Nanometer bestimmt und ein Graph dieser Messungen
im Vergleich zur Zeit (im Verhältnis
zur Ladezeit) wurde automatisch aufgezeichnet, während das Protein aus der Säule eluierte. Lactalbumin
eluierte vor Soja-Trypsin-Inhibitor (etwa 11,2 Minuten im Vergleich
zu 15,4 Minuten). Zwischen den Durchläufen wurde die Säule mittels
Injizierens von 0,2 ml 2M-NaCl gereinigt, worauf zwei Sätze abwechselnder
Waschvorgänge
mit den Puffern A und B folgte, auf die ein abschließender Waschvorgang
mit Puffer A folgte.
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Ein
Volumen von bis zu 200 μl
(bei etwa 0,25 mg/ml) TNFR:Fc wurde auf die Anionenaustauschersäule geladen
und ein linearer Gradient wurde wie oben erläutert durch die Säule laufengelassen.
Der Teil des TNFR:Fc-Peaks, der nach Soja-Trypsin-Inhibitor eluierte,
wurde als bei hohem Salzgehalt eluierend betrachtet. Die Fraktion
von TNFR:Fc, die bei hohem Salzgehalt eluierte, wurde mittels Vergleichens
der Fläche
unter der Kurve, die nach dem Soja-Trypsin-Inhibitor eluierte, mit
der Gesamtfläche
unter der Kurve bestimmt. Diese Zahl wurde in jedem Fall mit einer ähnlichen
Fraktion von einem TNFR:Fc-Batch verglichen, die in einem separaten Versuch
von einer Zellkultur produziert wurde, die ohne Mannose, Fruktose,
Galaktose oder N-Acetylmannosamin gezüchtet wurde.
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Die
Ergebnisse sind in 2 gezeigt. Die Tatsache, dass
die Kontrollkultur aus dem vorliegenden Versuch ohne zugesetzte
Zucker nur sehr geringfügig über 100
% liegt, deutet darauf hin, dass die Sialylierung von TNFR:Fc von
Batch zu Batch nahezu konstant sein kann. Diese Daten weisen zudem darauf
hin, dass Kulturen, die in N-Acetylmannosamin, Fruktose, Mannose
und Galaktose (in Konzentrationen von jeweils 4 mM) gezüchtet wurden,
die höchsten
Niveaus der Sialylierung von TNFR:Fc aller der geprüften Kombinationen
hervorbrachten. Des Weiteren zeigte TNFR:Fc aus Kulturen, die mit
den folgenden Kombinationen von Zuckern gezüchtet wurden, ebenfalls Anstiege
bei der Sialylierung: (1) Galaktose für sich; (2) Fruktose und Galaktose;
(3) Fruktose, Galaktose und Mannose und (4) N-Acetylmannosamin und
Galaktose.
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BEISPIEL 2
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ABTASTEN EINER WIRKUNGSFLÄCHE, UM
DIE OPTIMALEN KONZENTRATIONEN VON N-ACETYLMANNOSAMIN UND ZUCKERN
ZU BESTIMMEN
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Dieser
Versuch wurde durchgeführt,
um die optimalen Konzentrationen für N-Acetylmannosamin und Fruktose, Mannose
und Galaktose in Wachstumsmedium zum Erhöhen der Sialylierung von TNFR:Fc
zu bestimmen. Das Bestreben bei dem Versuch ist es zudem, eine Kombination
zu ermitteln, die die höchste
Sialylierung von TNFR:Fc mit der niedrigsten Konzentration von N-Acetylmannosamin
erzielt.
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Etwa
2,0 × 106 Zellen derselben CHO-Zelllinie, die in
Beispiel 1 verwendet wurde, wurden in jeden von 13 Kolben inokuliert,
die 30 ml serumfreies Medium mit INTRALIPIDSTM (eine
sterile Emulsion aus fraktioniertem Sojaöl und fraktionierten Eiphospholipiden
in Wasser), insulinähnlichen
Wachstumsfaktor-I und Butyrat enthielten mit den in 3 angegebenen
Medienzusatzstoffen, das heißt,
variierenden Konzentrationen von N-Acetylmannosamin und/oder ein Zuckercocktail,
der äquimolare
Mengen von Fruktose, Galaktose und Mannose enthielt.
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Kombinationen
von Konzentrationen von Medienzusatzstoffen wurden gewählt, um
eine Wirkungsfläche
abzutasten. Siehe z. B. Öberg
und Deming, Chemical Eng. Process, April 2000: 53-59. Fünf Parallelkulturen
wurden verwendet, um die Daten für
den Mittelpunkt von 3 zu produzieren, und acht andere
Kulturen produzierten jeweils die Daten für einen der acht Achspunkte
von 3. TNFR:Fc wurde nach 7 Tagen Wachstum bei 30°C unter Schütteln mit
150 Umdrehungen pro Minute geerntet und mittels Protein-A-Affinitätschromatographie
vorgereinigt. Die Mol N-Acetylneuraminsäure (NANA) pro Mol rekombinantem
Protein wurden wie folgt bestimmt. Nach der Protein-A-Affinitätschromatographie
wurde die Konzentration von TNFR:Fc mittels Ablesens der Extinktion
bei 280 Nanometer bestimmt und die Proteinkonzentration wurde mittels
Verdünnung
in phosphatgepufferte Kochsalzlösung
auf 1 mg/ml eingestellt. Sialidase (von Glyko, Inc. in Novato, Kalifornien,
USA, bezogen) wurde in 2X Inkubationspuffer (200 mM Natriumacetat,
pH 5,0) auf 1 mE/μl
(wobei 1 Einheit die Enzymmenge ist, die erforderlich ist, um 1 μmol NANA
pro Minute bei pH 5 und 37°C
zu spalten) verdünnt.
TNFR:Fc und Sialidase (jeweils 10 μl) wurden gemischt und 4 Stunden
bei 37°C
inkubiert. Danach wurde die Mischung mittels Zugebens von 30 μl Wasser
auf 0,2 mg/ml TNFR:Fc verdünnt.
Die freigesetzte Sialinsäure
wurde erfasst und unter Anwendung von Hochleistungsanionen-austauschchromatographie
quantifiziert, bei der der Ablauf unter Anwendung von gepulster
amperometrischer Detektion überwacht
wurde. Gepulste amperometrische Detektion setzt Elektroden ein,
die Reinigungsimpulse (um Analyten zu entfernen, die die Elektrode
verschmutzen und präzise
Ablesungen verhindern) mit Detektionsimpulsen bei einem Potential,
das zum Nachweisen von NANA geeignet ist, vermischen. Das System
wurde sowohl vor als auch nach dem Laufenlassen von Versuchsproben
unter Verwendung bekannter NANA-Mengen kalibriert, die von einem
Vertriebshändler,
wie beispielsweise der Sigma-Aldrich Corporation in St. Louis, Missouri, USA,
bezogen wurden. Das System zum Durchführen von Hochleistungsanionenaustauschchromatographie
und gepulster amperometrischer Detektion wurden von der Dionex Corporation
in Sunnyvale, Kalifornien, USA, bezogen.
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Die
Ergebnisse, die in 3 gezeigt sind, wurden unter
Verwendung einer Computersoftware für statistische Analyse und
grafische Datendarstellung (JMP®, erhältlich vom
SAS Institute, Cary, North Carolina, USA) aufgetragen. Die höchsten Niveaus der
Sialylierung von TNFR:Fc wurden bei jeweils 3mM Fruktose, Galaktose
und Mannose und geringfügig
mehr als 5 mM N-Acetylmannosamin beobachtet. Wenn jedoch 3 mM Fruktose,
Galaktose und Mannose Kulturen zugesetzt werden, die geringfügig weniger
als 3 mM N-Acetylmannosamin enthalten, waren die Sialylierungsniveaus
nahezu denen gleich, die unter Verwendung von etwa 5 mM N-Acetylmannosamin
erkannt wurden.