DE60210538T2

DE60210538T2 - Radiomarkierte pyrimidinnukleoside zur diagnose von gewebe-reproduzierender aktivität

Info

Publication number: DE60210538T2
Application number: DE60210538T
Authority: DE
Inventors: Res. Cen. of NIHON MEDI-PHYSICS CO Jun Sodegaura-shi TOYOHARA; Res. Cen. of NIHON MEDI-PHYSICS CO Akio Sodegaura-shi HAYASHI
Original assignee: Nihon Medi Physics Co Ltd
Current assignee: Nihon Medi Physics Co Ltd
Priority date: 2001-01-23
Filing date: 2002-01-22
Publication date: 2006-10-05
Anticipated expiration: 2022-01-23
Also published as: EP1270017A1; NO20024324D0; US7118731B2; DE60210538D1; HK1059396A1; AU2002226690B2; US20030124054A1; KR100867729B1; US20050129611A1; ATE322912T1; US7045115B2; EP1270017A4; JPWO2002058740A1; CN100400107C; KR20020084212A; NZ520934A; CN1455683A; JP4210118B2; TWI247609B; NO328812B1

Description

Technischer Bereich
Die vorliegende Erfindung betrifft die Verwendung radioaktiv markierter Nukleosidderivate bei der Herstellung eines Mittels zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe.
Stand der Technik
Die nicht-invasive Bestimmung von Proliferationsaktivität von Tumorzellen durch Bilddiagnose ist hilfreich bei der Bewertung der Wachstumsgeschwindigkeit und Bösartigkeit eines Tumors. Der Nachweis der am schnellsten wachsenden Bereiche eines Tumors durch Bilddiagnose ist nützlich bei der Erstellung von Plänen für die Bestrahlungsbereiche in der Strahlentherapie und das Identifizieren geeigneter Bereiche für die Biopsie. Derartige Methoden ermöglichen eine frühe und genaue Bewertung der therapeutischen Wirkungen, welche bei anatomischer Bewertung auf CT- oder MRI-Basis oder einer Messung der Änderungen des Glukose-Metabolismus auf PET-Basis schwer zu identifizieren sind. Insbesondere sind sie geeignet für eine frühe Bewertung der therapeutischen Wirkungen von Antikrebsmitteln, die starke Nebenwirkungen verursachen können.
Um diese klinisch wichtigen Probleme zu lösen, wurde die Verwendung von mit radioaktivem Iod markiertem 5-Ioddesoxyuridin und von mit Kohlenstoff-11-markiertem Thymidin, welches ein Positronen-Emitter ist, untersucht (Tjuvajev JG et al., J. Nucl. Med. 35, pp. 1407-1417 (1994); Blasberg RG et al., Cancer Res. 60, pp. 624-635 (2000); Martiat Ph et al., J. Nucl. Med. 29, pp. 1633-1637 (1998); (Eary JF et al., Cancer Res. 59, pp. 615-621 (1999); U.S. Patent No. 5,094,835; U.S. Patent No. 5,308,605). Es wird angenommen, dass diese radioaktiv markierten Verbindungen als Vorläufer für DNA-Synthese, die für die Zellteilung schnell wachsender Tumoren erforderlich ist, in die Zellen aufgenommen und dann durch Thymidinkinase phosphoryliert und anschließend in DNA eingebaut werden, wodurch sie die Proliferationsaktivität des Tumors widerspiegeln. Diese radioaktiven Verbindungen werden jedoch in vivo schnell abgebaut, wodurch die Durchführung einer nicht invasiven Bewertung der Proliferationsaktivität des Tumors erschwert wird. Insbesondere erfordert die Methode, welche Kohlenstoff-11-markiertes Thymidin verwendet, eine sehr komplizierte mathematische Modellanalyse und kann deshalb als diagnostische Technik für die bildliche Darstellung ("imaging") in der nuklearen Medizin nicht populär werden.
Es wird angenommen, dass der schnelle metabolische Abbau dieser radioaktiv markierten Verbindungen in vivo auf die Spaltung der glykosidischen C-N-Bindungen durch Thymidin-Phosphorylase und die Instabilität der Markierungen in vivo zurückzuführen ist. Durch die Spaltung der glykosidischen C-N-Bindungen verliert die Verbindung ihre Affinität zu Tumoren, wodurch die Akkumulation der Radioaktivität in den Tumoren herabgesetzt wird, während die radioaktiven Metaboliten die Hintergrund-Radioaktivität erhöhen, was eine Abbildung der Tumoren schwierig macht.
Um diese Probleme zu lösen, wurden radioaktiv markierte Verbindungen mit metabolischer Stabilität synthetisiert, indem Fluoratome, welche eine hohe Elektronegativität aufweisen, in die 2'- oder 3'-Position bestimmter Nukleoside eingeführt wurden; mit diesen wurde die bildliche Darstellung von Tumoren untersucht. Demnach zeigt 3'-Desoxy-3'-fluorthymidin, welches Fluor-18, einen Positronen-Emitter, an der 3'-Position enthält, eine hohe Stabilität in vivo und akkumuliert in Tumorgewebe (Shields AF et el., Nature Med. 4, pp. 1334-1336 (1998)). Obwohl diese radioaktiv markierte Verbindung in vivo stabil ist, handelt es sich um eine radioaktiv markierte Verbindung mit einem kurzlebigen Positronen-Emitter; aus diesem Grund ist ein Zyklotron (Teilchenbeschleuniger) im Krankenhaus erforderlich, was die Verwendung der Verbindung begrenzt. Bei dieser radioaktiv markierten Verbindung ist der Hauptprozess, der für ihre Akkumulation in Zellen verantwortlich ist, die durch Thymidinkinase verursachte Phosphorylierung, die ein Index für DNA-Synthese ist; somit handelt es sich dabei nicht um ein Mittel, dass die eigentliche DNA-Synthese widerspiegelt.
Kürzlich wurde ein 5-Ioddesoxyuridin-Derivat beschrieben, in dem Fluor in die 3'-Position auf die gleiche Weise wie oben beschrieben eingeführt ist, um die Stabilität in vivo zu erhöhen. Obwohl diese radioaktiv markierte Verbindung in vivo stabil war, war ihre Retention im Blut jedoch hoch, und sie zeigte keine signifikante Akkumulation in einem Tumor im Vergleich zu 5-Ioddesoxyuridin (Choi SR et el., 7. Nucl. Med. 41, p. 233 (2000)).
2'-Fluor-5-iodarabinouridin, in dem Fluor in die 2'-Position eingeführt ist, zeigt eine hohe Stabilität in vivo und wurde zur Identifizierung der Einführung und Expression eines Vektors für Gentherapie in vivo verwendet, wobei eine für die Thymidinkinase spezifische Phosphorylierungsreaktion des humanen Herpesvirus verwendet wurde. Es wurde ebenso für die Bilddiagnose einer Virusinfektion, basierend auf der hohen Spezifität für die virale Thymidinkinase, verwendet (Tjuvajev JG et al., Cancer Res. 56, pp. 4087-95 (1996); Tjuvajev JG et al., Cancer Res. 58, pp. 4333-4441 (1998); Wiebe LI et al., Nucleosides Nucleotides 18, 1065-1076 (1999); Gambhir SS et al., Nucl. Med. Biol. 26, pp. 481-490 (1999); Haubner R et al., Eur. J. Nucl. Med. 27, pp. 283-291 (2000): Tjuvajev JG et al., Cancer Res. 59, 5186-193 (1999); Bengel FM et al., Circulation 102, pp. 948-950 (2000)).
Im Hinblick auf die oben beschriebene Situation ist Aufgabe der vorliegenden Erfindung, radioaktiv markierte Verbindungen zur Verfügung zu stellen, die in klinischen Bereichen praktisch geeignet sind, in vivo stabil sind und nach ihrer Phosphorylierung durch Säugetier- Thymidinkinase in den Zellen verbleiben können oder DNA-Synthese-Aktivität nach ihrem Einbau in DNA widerspiegeln, insbesondere solche Verbindungen, welche mit einem Einzel-Photonen-Emitter markiert sind, um ein weites Anwendungsspektrum zu erreichen; die Erfindung ist ebenso gerichtet auf die Bereitstellung von Verfahren zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe und zur Behandlung von proliferativen Erkrankungen unter Verwendung von Mitteln, welche diese radioaktiv markierten Verbindungen enthalten.
Offenbarung der Erfindung
Um die oben beschriebenen Aufgaben zu lösen, synthetisierten die vorliegenden Erfinder eine Anzahl radioaktiv markierter Verbindungen und untersuchten sie intensiv, um festzustellen, ob sie für die Bildauswertung von Proliferationsaktivität im Gewebe geeignet sind. Im Ergebnis stellte sich heraus, dass radioaktiv markierte Verbindungen gemäß folgender Formel zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe oder zur Behandlung proliferativer Erkrankungen geeignet sind.
Insbesondere stellt die vorliegende Erfindung ein Mittel zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe zur Verfügung, welches als aktiven Bestandteil eine radioaktiv markierte Verbindung gemäß folgender Formel oder ein pharmazeutisch akzeptables Salz davon enthält:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigkettige Alkylgruppe mit 1-8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, oder R₁ eine linear- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1-8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet.
Die radioaktiv markierten Verbindungen der vorliegenden Erfindung sind in vivo stabil und können in den Zellen nach ihrer Phosphorylierung durch Säugetier-Thymidinkinase verbleiben oder die DNA-Syntheseaktivität nach ihrem Einbau in DNA widerspiegeln. Aus diesem Grund realisieren sie eine wirksame Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe und sind insbesondere geeignet als Mittel für diagnostische radioaktive Abbildung ("imaging") zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe.
Somit werden gemäß einem weiteren Aspekt der vorliegenden Erfindung Verfahren zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe zur Verfügung gestellt, welche das Verabreichen einer wirksamen Menge der radioaktiv markierten Verbindung gemäß obiger Formel oder eines pharmazeutisch akzeptablen Salzes davon an ein Säugetier und die anschließende bildliche Darstellung ihrer Verteilung in vivo umfasst. Hierbei umfassen Säugetiere auch Menschen.
In der vorliegenden Erfindung beinhalten die radioaktiv markierten Verbindungen gemäß obiger Formel auch deren Salze; diese können auch in Form eines Hydrats oder Solvats vorliegen. Zu derartigen Salzen zählen pharmazeutisch akzeptable Salze, beispielsweise Salze, die mit einer Mineralsäure, wie beispielsweise Salzsäure oder Schwefelsäure, oder mit einer organischen Säure, wie beispielsweise Essigsäure, gebildet werden. Als derartiges Hydrat oder Solvat seien beispielhaft die vorliegenden radioaktiv markierten Verbindungen oder deren Salze, an die Wassermoleküle oder Lösungsmittelmoleküle gebunden sind, erwähnt. Des weiteren beinhalten die Verbindungen der vorliegenden Erfindung verschiedene Isomere, wie beispielsweise Tautomere.
In der obigen Formel handelt es sich bei der gerad- oder verzweigtkettigen Alkylgruppe mit 1-8 Kohlenstoffatomen, dargestellt durch R₁, beispielsweise um eine Methylgruppe, Ethylgruppe, Propylgruppe, t-Butylgruppe oder n-Hexylgruppe, wobei eine Methylgruppe bevorzugt ist. Zu Beispielen für den Halogensubstituenten, dargestellt durch R₂, zählen bevorzugt Fluor, Chlor und Brom. R₄ ist bevorzugt Sauerstoff oder Schwefel, wobei Schwefel besonders bevorzugt ist.
Der radioaktive Halogensubstituent, dargestellt durch R₅ in der obigen Formel, umfasst F-18, Cl-36, Br-75, Br-76, Br-77, Br-82, I-123, I-124, I-125, I-131 und At-211, wobei F-18, Br-76, I-123 und I-124 für diagnostische Zwecke bevorzugt sind, während Br-77, I-125, I-131 und At-211 für therapeutische Zwecke bevorzugt sind.
Zu bevorzugten Verbindungen gemäß der obigen Formel zählen solche, in denen R₁ Wasserstoff oder Methyl ist, R₂ Wasserstoff oder ein Halogensubstituent ist, R₃ Wasserstoff ist, und R₄ Sauerstoff oder Schwefel ist; besonders bevorzugt sind solche, in denen R₁, R₂ und R₃ Wasserstoff sind, R₄ Schwefel ist, und R₅ ein radioaktiver Halogensubstituent, ausgewählt aus F-18, I-123, I-125 und I-131, ist.
Als Ergebnis verschiedener Studien an antiviralen Mitteln wurde beschrieben, dass bestimmte 4'-Thio-Nukleinsäurederivate gemäß der obigen Formel (worin R₅ ein nicht-radioaktiver Halogensubstituent ist) resistent gegen bakterielle Thymidinphosphorylase sind (Dyson MR et al., J. Med. Chem. 34, pp. 2782-2786 (1991); Rahim SG et al., J. Med. Chem. 39, pp. 789-795 (1996)). Ebenso ist bekannt, dass bestimmte 5-Iod- und 5-Methyl-4'-Schwefel-Substitutionsprodukte die Phosphorylierung von Thymidin durch die humane Thymidinkinase inhibieren (Strosselli S et al., Biochem J. 334, pp. 15-22 (1998)). Die chemischen Strukturen dieser Verbindungen mit Schwefel an der 4'-Position und ihre Verwendung als antivirale Mittel sind bereits bekannt (Internationale Veröffentlichung WO9101326, Internationale Veröffentlichung WO9104982, Japanische Patentoffenlegung No. HEI 10-087687); jedoch sind weder die entsprechenden radioaktiv markierten Verbindungen noch ihre Verwendung als radioaktives diagnostisches Abbildungsmittel oder radioaktives therapeutisches Mittel bekannt.
Die chemischen Strukturen bestimmter Verbindungen mit einem Substituenten an der 1'-Position gemäß der obigen Formel (worin R₅ ein nicht radioaktiver Substituent ist) und deren Herstellungsverfahren sind bereits bekannt (Japanische Patentoffenlegung No. HEI 07-109289). Jedoch sind weder die entsprechenden radioaktiv markierten Verbindungen noch ihre Verwendung als radioaktives diagnostisches Abbildungsmittel oder radioaktives therapeutisches Mittel bekannt.
Die Verbindungen gemäß der obigen Formel können aufgrund ihrer Stabilität in vivo und ihrer Fähigkeit zur Retention in den Zellen oder ihrer Eignung, in DNA eingebaut zu werden, für verschiedene Diagnosen von Proliferationsaktivität im Gewebe und zur Behandlung von proliferativen Erkrankungen verwendet werden.
Zu derartigen Diagnosen von Proliferationsaktivität im Gewebe zählen beispielsweise die Diagnose der Hyperplasie, Regeneration, Transplantation oder viralen Infektion, begleitet von abnormaler Proliferation.
Die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Hyperplasie ist beispielsweise die Diagnose von hyperplastischer Entzündung, gutartigen Tumoren oder bösartigen Tumoren. Die Diagnose von hyperplastischer Entzündung ist beispielsweise die Diagnose betreffend die Aktivität von chronischer rheumatoider Arthritis und die Bestimmung therapeutischer Wirkungen. Die Diagnose von gutartigen Tumoren ist beispielsweise die Diagnose betreffend die Lokalisierung, die Aktivität und die Bestimmung therapeutischer Wirkungen. Die Diagnose von bösartigen Tumoren ist beispielsweise die Diagnose betreffend die Lokalisierung, das Fortschreiten, die Malignität und die Bestimmung therapeutischer Wirkungen von primären und metastasischen bösartigen Tumoren. Zu gutartigen Tumoren zählen beispielsweise prostatische Hyperplasie, Endometrium-Hyperplasie (zystische Hyperplasie, Adenomyosis Uteri, Hysteromyom), ovariale Tumoren (Cystadenom), Brustdrüsen (Mastopathie, Brustdrüsen-Fibroadenom), pituitäres Adenom, Kraniopharyngeom, Schilddrüsen-Adenom, adrenokortikales Adenom und Nebennierenmark-Syndrom. Zu bösartigen Tumoren zählen beispielsweise bösartige Lymphome (Hodgkins-Erkrankung, Nicht-Hodgkin-Lymphom), Rachenkrebs, Lungenkrebs, Speiseröhrenkrebs, Magenkrebs, Darmkrebs, Leberkrebs, Bauchspeicheldrüsenkrebs, Nierentumor (Nierenkrebs, Nierenblastom), Blasentumor, Prostatakrebs, Hodentumor, Gebärmutterkrebs, Eierstockkrebs, Brustkrebs, Schilddrüsenkrebs, Neuroblastom, Gehirntumor (primärer Gehirntumor, metastasischer Gehirntumor), Rhabdomyosarkom, Knochentumor (Osteosar kom, metastasischer Knochentumor), Kaposis-Sarkom und bösartiges Melanom.
Die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Regeneration ist beispielsweise die Diagnose der Funktion physiologischer Regeneration von Blut und die Diagnose pathologischer Regeneration als Folge von pathologischem Verlust von Blutzellen, wie beispielsweise die Bewertung physiologischer hämatopoetischer Funktionen des Knochenmarks während der Behandlung mit Antikrebsmedikamenten und die Diagnose pathologischer Funktionen des Knochenmarks bei Patienten, die an hypoplastischer Anämie leiden.
Die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Transplantation ist beispielsweise die Diagnose von Blutkrebspatienten, die eine Knochenmarktransplantation oder eine sehr hoch dosierte Chemotherapie unter Verwendung eines Antikrebsmedikaments erhalten, wie beispielsweise die Diagnose der Aufnahme oder Proliferation transplantierter Knochenmarkzellen bei Knochenmarktransplantation.
Die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten viralen Infektion ist beispielsweise die Diagnose von virusinfizierten Bereichen und deren Proliferation bei Infektionskrankheiten, verursacht durch das Herpes-Simplex-Virus Typ I oder Typ II, das Varicella-Zoster-Herpes-Virus, das Cytomegalovirus, das Epstein-Barr-Virus oder das humane Immunschwächevirus (HIV), insbesondere Infektionskrankheiten des zentralen Nervensystems (z. B. viral-infektiöse Gehirnentzündung, Gehirnhautentzündung usw.), verursacht durch das Herpes-Simplex-Virus Typ I oder Typ II oder das humane Immunschwächevirus.
Bei der Behandlung proliferativer Erkrankungen handelt es sich beispielsweise um die Behandlung von bösartigen Tumoren oder von abnormaler Proliferation begleiteten viralen Infektionen. Zu derartigen bösartigen Tumoren zählen beispielsweise bösartige Lymphome (Hodgkins-Erkrankung, Nicht-Hodgkin-Lymphom), Rachenkrebs, Lungen krebs, Leberkrebs, Blasentumor, Mastdarmkrebs, Prostatakrebs, Gebärmutterkrebs, Eierstockkrebs, Brustkrebs, Gehirntumor (primärer Gehirntumor, metastasischer Gehirntumor) und bösartiges Melanom. Zu derartigen viralen Infektionen zählen beispielsweise infektiöse Erkrankungen des zentralen Nervensystems, verursacht durch das Herpes-Simplex-Virus Typ I oder Typ II oder das humane Immunschwächevirus, insbesondere virale Enzephalitis oder Meningitis.
Bei den Verfahren zum Markieren der Verbindungen gemäß der obigen Formel an der "5"-Position mit einem radioaktiven Halogen kann es sich um bekannte Verfahren handeln, wie beispielsweise Verfahren, die eine Isotopen-Austauschreaktion verwenden, oder ein Verfahren, in dem eine 5-Chlorquecksilberverbindung, in der Quecksilber in die "5"-Position der Verbindung eingeführt ist, oder eine 5-Wasserstoffverbindung, in der keine Substitution an der "5"-Position der Verbindung vorliegt, verwendet wird. Das Verfahren, in dem die 5-Chlor-Quecksilberverbindung verwendet wird, ist bereits als ein Iod-Markierungsverfahren zur Herstellung von 5-Iod-2'-desoxyuridin bekannt (United States Patent No. 4,851,520; Baranowska-Kortylewitz J et al., Appl. Radiat. Isot. 39, p. 335 (1988)). Dieses Verfahren ist jedoch nachteilig bei der Herstellung von Pharmazeutika, die mit einem radioaktiven Nuklid mit kurzer Halbwertszeit markiert sind, aufgrund von Nebenreaktionen (Bildung von "5-Chlor"-Verbindungen, Abgang des Quecksilbers ("Demercurisierungsreaktion")), einer langen Reaktionszeit (6 Stunden) und Bildung anorganischer Quecksilberverbindungen. Das Verfahren, in dem eine 5-Wasserstoff-Verbindung verwendet wird, ist bereits als Verfahren zur Herstellung von 5-Iod-2'-desoxyuridin aus 2'-Desoxyuridin bekannt (Knaus EE et al., Appl. Radiat. Isot. 37, p. 901 (1986); Fin RD et al., J. Label. Comds. Radiopharm. 40, p 103 (1997)). Dieses Verfahren erfordert jedoch ein Erhitzen bei 65 bis 115°C und ist deshalb nicht geeignet bei Verbindungen, die unter Wärmebedingungen leicht zersetzt werden; es handelt sich also nicht um ein ideales Markierungsverfahren in Anbetracht der Eigenschaften radioaktiver Halogenatome, die bevorzugt keinen Erwärmungsvorgängen während der Markierungsreaktion ausgesetzt sein sollten. Des weiteren ist das Radiomarkierungsverfahren, welches eine Isotopen-Austauschreaktion verwendet, ebenso ungeeignet zur Herstellung von Pharmazeutika, die bei einem bestimmten Qualitätsniveau gehalten werden müssen, da es nicht möglich ist, durch das Verfahren trägerfreie markierte Verbindungen herzustellen, und es schwierig ist, die Veränderung der spezifischen Aktivität zwischen verschiedenen Markierungsdurchläufen zu kontrollieren.
Ein weiteres geeignetes Verfahren zur Markierung der Verbindungen gemäß der obigen Formel an der "5"-Position mit einem radioaktiven Halogen ist, eine Verbindung (5-Trialkylzinnverbindung), in der die Pyrimidinbase durch eine Trialkylstannylgruppe an der "5"-Position substituiert ist, wie durch Formel 11 in 1, Formel 21 in 2, Formel 28 in 3, Formel 40 in 4, Formel 50 in 5 oder Formel 58 in 6 dargestellt, mit einer 0,1 N Natriumhydroxid-Lösung eines radioaktiven Halogens in einem geeigneten Lösungsmittel, wie beispielsweise Chloroform, umzusetzen, so dass die Trialkylstannylgruppe an der "5"-Position in einen radioaktiven Halogensubstituenten überführt wird. Dieses Markierungsverfahren, welches eine 5-Trialkylzinnverbindung verwendet, ist bevorzugt, da hier nicht die Probleme wie bei den obigen drei Markierungsverfahren auftreten. Insbesondere erfordert dieses Verfahren nur eine vergleichsweise kurze Reaktionszeit, und es werden hierbei keine "5-Chlor"-Verbindungen erzeugt; es ist auch kein Erwärmen notwendig, da die Reaktion ohne weiteres bei Raumtemperatur abläuft. Die resultierenden markierten Verbindungen sind frei von Trägern; wenn eine geringere spezifische Aktivität erwünscht ist, kann eine markierte Verbindung mit einer festgeleg ten spezifischen Aktivität leicht durch Zugabe eines Trägers hergestellt werden. Dieses Verfahren ist außerdem dadurch gekennzeichnet, dass die Aufreinigung nach der Reaktion leicht durchzuführen ist. Insbesondere unterscheiden sich die 5-Trialkylzinnverbindungen wesentlich von den entsprechenden radioaktiven Halogen-markierten Verbindungen im Hinblick auf die Polarität des Gesamtmoleküls, da sich ihre elektrischen Eigenschaften an der "5"-Position unterscheiden. Aufgrund des Unterschieds der Molekülpolarität können markierte Verbindungen und nicht umgesetzte Vorläufer leicht unter Verwendung einer kommerziellen Umkehrphasen-Silikagel-Säule (Cartridge) nach der Markierungsreaktion getrennt werden. Dadurch wird die Notwendigkeit einer störungsanfälligen Hochleistungs-Flüssigchromatographie-Aufreinigung vermieden.
Somit wird gemäß einem weiteren Aspekt der vorliegenden Erfindung ein Verfahren zur Herstellung einer radioaktiv markierten Verbindung gemäß folgender Formel zur Verfügung gestellt:
worin R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1-8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1-8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, welches das Umsetzen eines Nukleosidderivats gemäß folgender Formel:
worin R₁, R₂, R₃ und R₄ wie oben definiert sind, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet, mit einer alkalischen Lösung eines radioaktiven Halogens in einem Lösungsmittel umfasst, wobei die Trialkylstannylgruppe von R₅ in den radioaktiven Halogensubstituenten überführt wird.
Die 5-Trialkylzinnverbindungen, wie sie durch Formel 11 in 1, Formel 21 in 2, Formel 28 in 3, Formel 40 in 4, Formel 50 in 5 und Formel 58 in 6 dargestellt sind, sind neue Verbindungen, welche nützliche Zwischenprodukte zur Herstellung der radioaktiv markierten Verbindungen der vorliegenden Erfindung sind.
Somit wird gemäß einem weiteren Aspekt der vorliegenden Erfindung eine Verbindung gemäß folgender Formel zur Verfügung gestellt:
worin R₁, R₂, R₃ und R₄ wie zu zuvor definiert sind, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet.
In der obigen Formel handelt es sich bei den gerad- oder verzweigtkettigen Alkylgruppen mit 1-8 Kohlenstoffatomen gemäß R₁ beispielsweise um eine Methylgruppe, Ethylgruppe, Propylgruppe, t-Butylgruppe oder n-Hexylgruppe, wobei eine Methylgruppe bevorzugt ist. Bei beim Halogensubstituenten gemäß R₂ handelt es sich bevorzugt um Fluor, Chlor oder Brom. R₄ ist bevorzugt Sauerstoff oder Schwefel. Die Trialkylstannylgruppe gemäß R₅ ist beispielsweise eine Trimethylstannylgruppe, Triethylstannylgruppe oder Tributylstannylgruppe.
Zu bevorzugten Verbindungen gemäß der obigen Formel zählen solche, in denen R₁ Wasserstoff oder Methyl ist, R₂ Wasserstoff oder ein Halogensubstituent ist, R₃ Wasserstoff ist, und R₄ Sauerstoff oder Schwefel ist.
Wie aus den 1-6 ersichtlich, können die 5-Trialkylzinnverbindungen allgemein dadurch synthetisiert werden, dass ihre entsprechenden Halogen-enthaltenden Verbindungen (dargestellt durch Formel 10 in 1, Formel 20 in 2, Formel 27 in 3, Formel 39 in 4, Formel 49 in 5 oder Formel 57 in 6) als Ausgangsstoffe bereitgestellt werden, die Verbindungen mit Bis(trialkylzinn) und Bis(triphenylphosphin)palladiumchlorid in wasserfreiem 1,4-Dioxan unter Erhitzen im Rückfluss in einer Argonatmosphäre umgesetzt und anschließend gereinigt werden.
Verbindung 10 (ITDU) in 1 kann durch ein bekanntes Verfahren synthetisiert werden (Formeln 1-8: Dyson, MR et al., Carbo. Res. 216, p. 237 (1991), Formeln 8-10: Oivanen, M et el., J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2, p. 2343 (1998)). Insbesondere wird 2-Desoxy-D-erythropentose (Verbindung 1) mit einer 1%igen Salzsäure-Methanol-Lösung umgesetzt, um die Verbindung 2 herzustellen, welche dann mit Natriumhydrid, Tetrabutylammoniumiodid und Benzylbromid umgesetzt wird, wodurch Verbindung 3 hergestellt wird, in der die Hydroxylgruppen geschützt sind. Die Verbindung wird mit α-Toluolthiol und konzentrierter Salzsäure umgesetzt, um die Verbindung 4 herzustellen, welche dann mit Triphenylphosphin, Benzoesäure und Diethylazodicarboxylat umgesetzt wird, wodurch Verbindung 5 hergestellt wird. Danach wird Natriummethoxid verwendet, um die Benzoylgruppe aus der Verbindung 5 zu entfernen, wodurch Verbindung 6 hergestellt wird, die anschließend durch Methansulfonylchlorid in die Verbindung 7 überführt wird. Durch Natriumiodid und Bariumcarbonat wird ein Ring gebildet, wodurch die Verbindung 8 entsteht, welche mit 5-Ioduracil in Gegenwart von Bistrimethylsilylacetamid und anschließend mit N-Iodsuccinimid umgesetzt wird, um Verbindung 9 herzustellen. Anschließend werden die Schutzgruppen der Verbindung 9 durch Titanchlorid entfernt, wodurch Verbindung 10 hergestellt wird.
Verbindung 20 (ITAU) in 2 kann durch ein bekanntes Verfahren synthetisiert werden (Formeln 13-17: Yoshimura Y et al., J. Org. Chem. 61, p. 822 (1996) und Formeln 17-20: Yoshimura Y et al., J. Med. Chem. 40, p. 2177 (1997)). Insbesondere wird 1,2;5,6-Di-O- isopropylidenglukose (Verbindung 13) mit Natriumhydrid und Benzylbromid umgesetzt, um eine 3-Benzyl-Verbindung herzustellen, welche anschließend mit Salzsäure, wässriger Natriumperiodat-Lösung und Natriumborhydrid umgesetzt wird, wodurch Verbindung 14 hergestellt wird, welche dann mit Chlorwasserstoff in die Verbindung 15 überführt wird. Die Verbindung wird dann mit Mesylchlorid und Natriumsulfid umgesetzt, wodurch Verbindung 16 hergestellt wird, welche dann nacheinander mit Salzsäure und Natriumborhydrid umgesetzt wird, um Verbindung 17 herzustellen. Die Hydroxylgruppen werden mit Natriumhydrid und Benzylbromid geschützt (Verbindung 18), und die resultierende Verbindung wird mit m-Chlorbenzoesäure (m-CPBA) und Essigsäureanhydrid in die Verbindung 19 überführt. Diese wird weiter mit 5-Ioduracil in Gegenwart von 1,1,1,3,3,3-Hexamethylendisilazan (HMDS) umgesetzt, um eine glykolisierte Verbindung herzustellen, welche dann mit Borchlorid zum Erhalt der Verbindung 20 umgesetzt wird.
Verbindung 27 in 3 kann folgendermaßen hergestellt werden. Die in 2 dargestellte Verbindung 17 wird als Ausgangsstoff verwendet, welcher mit t-Butyldimethylsilylchlorid (TBDMSCI) in Dimethylformamid (DMF) in Gegenwart von Imidazol umgesetzt wird, um die Hydroxylgruppe an der "5"-Position mit einer Silylgruppe zu schützen und die Verbindung 23 herzustellen. Trifluormethansulfonsäureanhydrid (Tf₂O) wird in Pyridin dazugegeben, um die Verbindung 24 herzustellen, in der die Hydroxylgruppe an der "2"-Position trifluormethansulfonyliert ist. Die Verbindung wird mit Kaliumfluorid zusammen mit Kryptofix (eingetragene Handelsbezeichnung) 222 und Kaliumcarbonat in Acetonitril umgesetzt, um eine Fluoridverbindung (Verbindung 25) herzustellen, in der der Substituent an der "2"-Position stereochemisch umgekehrt ist. Die Verbindung wird mit m-Chlorbenzoesäure (m-CPBA) in Methylenchlorid umgesetzt und außerdem mit Essigsäureanhydrid behandelt, um die Verbindung 26 herzustellen. Diese wird mit dem Pro dukt aus einer Reaktion von 5-Ioduracil und 1,1,1,3,3,3-Hexamethylendisilazan (HMDS) und mit Trifluormethansulfonsäure-Trimethylsilyl (TMSOTf) umgesetzt. Das resultierende Produkt wird weiter mit Borchlorid in Methylenchlorid behandelt, um Verbindung 27 herzustellen.
Verbindung 39 (FIAU) in 4 kann durch ein bekanntes Verfahren synthetisiert werden (Formeln 30-37: Reichman U et al., Carbohydrate Res. 42, p. 233 (1975) und Formeln 37-39: Asakura J et al., J. Org. Chem. 55, p. 4928 (1990)). Insbesondere wird Verbindung 31, welche in vier Schritten aus 1,2:5,6-Di-O-isopropylidenglukose (Verbindung 30) synthetisiert wurde, mit einem Kationenaustauscherharz (Amberlite IR-120) behandelt, um Verbindung 32 herzustellen, welche dann mit Kaliumperiodat zu Herstellung der Verbindung 33 umgesetzt wird. Diese wird dann mit Natriummethoxid umgesetzt, um Verbindung 34 herzustellen; anschließend werden die Hydroxylgruppen acetyliert, um Verbindung 35 herzustellen. Die Verbindung wird mit einer Bromwasserstoff-Essigsäure-Lösung behandelt, um Verbindung 36 herzustellen; anschließend wird mit einem Uracilderivat kondensiert, um Verbindung 37 herzustellen. Diese wird anschließend mit Diammoniumzer(III)sulfat (CAN) umgesetzt, um Verbindung 38 herzustellen; anschließend werden die Schutzgruppen der Hydroxylgruppen mit Natriummethoxid entfernt, um Verbindung 39 herzustellen.
Verbindung 49 (FITAU) in 5 kann durch ein bekanntes Verfahren synthetisiert werden (Formeln 42-46: Yoshimura Y et al., J. Org. Chem. 62, p. 3140 (1997) und Formeln 46-49: Yoshimura Y et al., Bioorg. Med. Chem. 8, p. 1545 (2000)). Insbesondere wird Verbindung 43, welche in neun Schritten aus 1,2:5,6-Di-O-isopropylidenglukose (Verbindung 42) synthetisiert wurde, mit Diethylaminoschwefeltrifluorid (DAST) umgesetzt, um Verbindung 44 herzustellen, welche dann mit m-Chlorperbenzoesäure (m-CPBA) umgesetzt wird, um Verbindung 45 herzustellen. Diese wird anschließend mit Essigsäureanhydrid umgesetzt, um Verbindung 46 herzustellen, welche dann mit Trifluormethansulfonsäure-Trimethylsilyl (TMSOTf) umgesetzt wird, um eine Kondensation mit einem 5-Ioduracil-Derivat zu bewirken und die Verbindung 47 herzustellen. Schließlich werden die beiden Hydroxyl-Schutzgruppen entfernt, wodurch Verbindung 49 hergestellt wird.
Verbindung 57 (IMBAU) in 6 kann durch ein bekanntes Verfahren synthetisiert werden (Formeln 52-54: Itoh Y et al., J. Org. Chem. 60, p. 656 (1995) und Formeln 55-56: Asakura ) et al., J. Org. Chem. 55, p. 4928 (1990)), in Kombination mit bekannten Reaktionen zum Schutz von Hydroxylgruppen und zur Entfernung der Hydroxyl-Schutzgruppen (Formeln 54-55 und Formeln 56-57. Insbesondere wird 1-[3,5-Bis-O-(tert-butyldimethylsilyl)-2-desoxy-D-erythro-pento-1-enofuranosyl]uracil (Verbindung 52) mit Pivalinsäure und Bromsuccinimid (NBS) umgesetzt, um Verbindung 53 herzustellen, welche dann mit Trimethylaluminium zur Herstellung von Verbindung 54 umgesetzt wird. Die Schutzgruppen für die Hydroxylgruppen werden durch tert-Butyldimethylsilyl in Acetyl überführt; anschließend wird mit Diammoniumzer(III)sulfat (CAN) umgesetzt, um Verbindung 56 herzustellen. Schließlich werden die Schutzgruppen in Verbindung 56 mit Ammoniak entfernt, wodurch Verbindung 57 hergestellt wird.
Für die radioaktiv markierten Verbindungen der vorliegenden Erfindungen sollten geeignete Dosierungen und Verabreichungswege in Abhängigkeit der zu behandelnden Erkrankungen und der verfolgten Ziele ausgewählt werden; wenn sie jedoch als Mittel zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe verwendet werden, wird eine Radioaktivität im Bereich von 37 MBq bis 740 MBq, bevorzugt 111 MBq bis 370 MBq, verabreicht. Gewöhnlich sind sie zur intravenösen Verabreichung vorgesehen, in einigen Fällen können jedoch auch andere Verabreichungswe ge, einschließlich arterieller oder intraperitonealer Verabreichung, und direktes Einbringen in einen Tumor oder andere betroffene Bereiche, angewendet werden.
Das Mittel zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe gemäß der vorliegenden Erfindung kann für Gesamtkörper- oder lokale Szintigraphie und Gesamtkörper- oder lokale SPECT-Abbildung unter Verwendung von Nukliden für SPECT dienen. Durch Verwendung von Nukliden für PET können sie ebenso für Gesamtkörper- oder lokale PET-Abbildung verwendet werden.
Das erfindungsgemäße Mittel zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe kann zur quantitativen Bestimmung lokaler Proliferationsaktivität, basierend auf geeigneter Modellanalyse, dienen. Wenn zudem nicht proliferierendes Gewebe als Kontrolle verwendet wird, kann die lokale Proliferationsaktivität leicht auf einem halb-quantitativen Weg bestimmt werden.
Zu Techniken für lokale Verabreichung zählen beispielsweise Verabreichung in intrakavitäre Foci, wie beispielsweise Darmkrebs unter Verwendung eines Endoskops, eine direkte Verabreichung an durch Gehirntumor betroffene Foci während der Kraniotomie und eine Verabreichung unter Verwendung eines Katheters in eine Arterie, die für ein betroffenes Organ relevant ist, wie beispielsweise von Krebs befallene Leber.
Kurze Beschreibung der Zeichnungen
1 veranschaulicht einen Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung.
2 veranschaulicht einen anderen Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung.
3 veranschaulicht einen dritten Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung.
4 veranschaulicht einen vierten Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung (5-Trialkylzinnverbindung) und daraus hergestelltes [I-125] FIAU.
5 veranschaulicht einen fünften Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung.
6 veranschaulicht einen weiteren Syntheseweg für eine Verbindung der vorliegenden Erfindung.
In 7 ist ein Diagramm dargestellt, welches die in-vivo-Markierungsstabilität von [I-125] ITDU und [I-125] ITAU, gemessen in Beispiel 16, zusammen mit [I-125] IUR als Kontrolle, zeigt.
In 8 ist ein Diagramm dargestellt, welches die in-vivo-Markierungsstabilität von [I-125] ITDU, [I-125] ITAU, [I-125] FITAU und [I-125] IMBAU, gemessen in Beispiel 17, zusammen mit [I-125] IUR (in hohem Maße zersetzbar) als Kontrolle, zeigt.
In 9 ist ein Diagramm dargestellt, welches die in-vivo-Verteilung von [I-125] ITDU in normalen Mäusen, gemessen in Beispiel 18, zeigt.
In 10 ist ein Diagramm dargestellt, welches die in-vivo-Akkumulation von [I-125] ITDU, [I-125] ITAU, [I-125] FITAU und [I-125] IMBAU, zusammen mit [I-125] IUR als Kontrolle, in proliferierendem Gewebe, gemessen in Beispiel 18, zeigt.
Die in 11 dargestellte Fotografie (biologische Morphologie) zeigt ein Szintigramm eines Walker-Tumors, beobachtet in Beispiel 19.
Beispiele
Die vorliegende Erfindung wird im Folgenden detailliert mit Bezug auf die Beispiele beschrieben, ist jedoch nicht auf diese Beispiele beschränkt.
Beispiel 1
Synthese von 5-Trimethylstannyl-4'-thio-2'-desoxyuridin (Verbindung 11
Wie in 1 dargestellt, wurde Benzyl-3,5-di-O-benzyl-2-desoxy-1,4-dithio-α,β-D-erythropentofuranosid (Verbindung 8) unter Verwendung von 2-Desoxy-D-erythropentose (Verbindung 1) als Ausgangsstoff gemäß dem Verfahren von Dyson MR et al. (Carbo. Res. 216, p- 237 (1991)) synthetisiert. Außerdem wurde 5-Iod-4'-thio-2'-desoxyuridin (ITDU: Verbindung 10) aus Verbindung 8 gemäß dem Verfahren von Oivanen M et al. (J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2, p. 2343 (1998)) hergestellt. Verbindung 10 wurde dann als Ausgangsstoff zur Herstellung von 5-Trimethylstannyl-4'-thio-2'-desoxyuridin (Verbindung 11) gemäß dem folgenden Verfahren verwendet.
Verbindung 10 (9,5 mg, 0,026 mmol) Bis(trimethylzinn) (17,3 mg, 0,052 mmol) und Bis(triphenylphosphin)palladium(II)chlorid (5 mg), wurden in wasserfreiem 1,4-Dioxan (3 ml) unter Argonatmosphäre gelöst und nach 3-stündigem Erhitzen im Rückfluss unter reduziertem Druck konzentriert. Der Rückstand wurde durch Silikagel-Dünnschicht-Chromatographie gereinigt (Chloroform-Methanol, 6:1), wodurch die Zielverbindung 11 hergestellt wurde (6,9 mg, 65%).
1H NMR (270 MHz, CD₃OD) δ 0,26 (s, 9H, CH₃Sn), 2,26 (ddd, 1H, J = 4,6, 7,9, 13,2 Hz, 1H, H-2'), 2,27 (ddd, J = 4,6, 6,6, 13,4 Hz, 1H, H-2'), 3,41 (m, 1H, H-4'), 3,71 (dd, J = 5,9, 11,2 Hz, 1H, H-5'), 3,80 (dd, J = 4,6, 11,2 Hz, 1H, H-5'), 4,47 (q, J = 4,0 Hz, 1H, H-3'), 6.41 (t, J = 7,2 Hz, 1H, H-1'), 7,93 (s, 1H, H-5).
Beispiel 2
Synthese von [I-125]-5-Iod-4'-thio-2'-desoxyuridin ([I-125] ITDU: Verbindunq 12)
Zu einer 0,1 N Natriumhydroxidlösung (50 μl) von [I-125]-Natriumiodid (33 MBq) wurden Wasser (1 ml) und Chloroform (1 ml) gegeben; anschließend wurde eine Chloroformlösung (4,7 μl) von Iod (60 μg, 0,47 μmol) dazugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Nach Entfernen nur der wässrigen Schicht wurde eine Ethylacetatlösung (100 μl) von Verbindung 11 (100 μg, 0,25 μmol) dazugegeben und die resultierende Lösung bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung dazugegeben und das Chloroform verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser gewaschen (0,5 ml × 2) und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch die I-125-markierte Verbindung 12 hergestellt wurde (7,3 MBq, 22%).
Beispiel 3
Synthese von [I-123]-5-Iod-4'-thio-2'-desoxyuridin ([I-123] ITDU: Verbindunc 12)
Zu einer 0,1%igen Ammoniumiodidlösung (1 ml), enthaltend [I-123]-Ammoniumiodid (2,0 GBq), wurden 1 N Salzsäure (0,1 ml) und Chloroform (1 ml) gegeben; dann wurde eine Chloroformlösung (4,7 μl) von Iod (60 μg, 0,47 μmol) dazugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Nach Entfernen lediglich der wässrigen Schicht wurde eine Ethylacetatlösung (100 μl) von Verbindung 11 (100 μg, 0,25 μmol) dazugegeben und bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung zugegeben und das Chloroform verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser (0,5 ml × 2) gewaschen und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch die I-125-markierte Verbindung 12 hergestellt wurde (228 MBq, 15%).
Beispiel 4
Synthese von 5-Trimethylstannyl-1-(4-thio-D-arabinofuranosxl)uracil (Verbindung 21)
Wie in 2 dargestellt, wurde 1,4-Anhydro-3-O-benzyl-4-thio-α-D-arabitol (Verbindung 17) aus 1,2;5,6-Di-O-isopropylidenglukose (Verbindung 13) gemäß dem Verfahren von Yoshimura Y et al. (J. Org. Chem. 61, p. 822 (1996)) synthetisiert. Dann wurde 5-Iod-1-(4-thio-D-arabinofuranosyl)uracil (ITAU: Verbindung 20) aus Verbindung 17 gemäß dem Verfahren von Yoshimura Y et al. (J. Med. Chem. 40, p. 2177 (1997)) hergestellt. Diese Verbindung 20 wurde als Ausgangsstoff zur Herstellung von 5-Trimethylstannyl-1-(4-thio-D-arabinofuranosyl)uracil (Verbindung 21) durch folgendes Verfahren verwendet.
Verbindung 20 (4,0 mg, 0,010 mmol), Bis(trimethylzinn) (6,6 mg, 0,020 mmol) und Bis(triphenylphosphin)palladium(II)chlorid (5 mg) wurden in wasserfreiem 1,4-Dioxan (5 ml) in Argonatmosphäre gelöst und nach 4-stündigem Erwärmen im Rückfluss unter reduziertem Druck konzentriert. Der Rückstand wurde durch Silikagel-Dünnschicht-Chromatographie (25% Methanol/Chloroform) gereinigt, wodurch die Zielverbindung 21 hergestellt wurde (2,3 mg, 55%).
1H NMR (270 MHz, CD₃OD) δ 0,7 (s, 9H), 3,55-3,67 (m, 1H), 3,77-3,95 (m, 2H), 4,07 (t, J = 5,9 Hz, 1H), 4,16 (t, J = 5,9, 1H), 6,28 (d, J = 5,3 Hz, 1H), 8,03 (s, 1H).
Beispiel 5
Synthese von [I-125]-5-Iod-1-(4-thio-D-arabinofuranosyl)uracil [I-125] ITAU: Verbindung 22)
Zu einer 0,1 N Natriumhydroxidlösung (50 μl) von [I-125]-Natriumiodid (67 MBq) wurden Wasser (1 ml) und Chloroform (1 ml) gegeben; dann wurde eine Chloroformlösung (4,7 μl) von Iod (60 μg, 0,47 μmol) dazugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Nach Entfernen von lediglich der wässrigen Schicht wurde eine Ethylacetatlösung (100 μl) der Verbindung 12 (100 μg, 0,24 μmol) dazugegeben und die resultierende Lösung bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung zugegeben und das Chloroform verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser gewaschen (0,5 ml × 2) und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch I-125-markierte Verbindung 22 hergestellt wurde (17,3 MBq, 26%).
Bezugsbeispiel 6
Synthese von 5-Trimethylstannyl-1-(2-desoxy-2-fluor-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 40)
Wie in 4 dargestellt, wurde 1-(3,5-Di-O-acetyl-2-desoxy-2-fluor-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 37) gemäß dem Verfahren von Reichman U et al. (Carbohydrate Res. 42, p. 233 (1975)) aus 1,2:5,6-Di-O-isopylidenglukose (Verbindung 30) synthetisiert. Außerdem wurde 5-Iod-1-(2-desoxy-2-fluor-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 39) gemäß dem Verfahren von Asakura J et al. (J. Org. Chem. 55, p. 4928 (1990)) aus Verbindung 37 synthetisiert. Diese Verbindung wurde als Ausgangstoff zur Herstellung von 5-Trimethylstannyl-1-(2-desoxy-2-fluor-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 40) durch folgendes Verfahren verwendet.
Verbindung 39 (5,0 mg, 0,013 mmol), Bis(trimethylzinn) (20,5 mg, 0,063 mmol) und Bis(triphenylphosphin)palladium(II)chlorid (6,2 mg) wurden in wasserfreiem 1,4-Dioxan (3 ml) in Argonatmosphäre gelöst und nach 2-stündigem Erhitzen im Rückfluss unter reduziertem Druck konzentriert. Der Rückstand wurde durch Silikalgel-Dünnschicht- Chromatographie (Chloroform-Methanol, 6:1) gereinigt, wodurch die Zielverbindung 40 hergestellt wurde (3,6 mg, 66%).
1H-NMR (500 MHz, CD₃OD) δ 0,25 (S, 9H, CH₃Sn), 3,72 (dd, J = 5,0, 12,0 Hz, 1H, H-5'), 3,79-3,91 (m, H-4'), 4,33 (ddd, J = 3,0, 5,0, 18,5 Hz, 1H, H-3'), 5,02 (td, J = 4,0, 53,0 Hz, 1H, H-2'), 6,25 (dd, J = 4,5, 16,0 Hz, 1H, H-1'), 7,56 (S, 1H, H-5).
Bezugsbeispiel 7
Synthese von [I-125]-5-Iod-1-(2-desoxy-2-fluor-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil ([I-125] FIAU: Verbindung 41)
Zunächst wurde eine 0,1 N Natriumhydroxidlösung von [I-125]-Natriumiodid (80 MBq) abdestilliert; anschließend wurden Methanol (1 ml) und eine Methanollösung (4,8 μl) von Iod (61 μg, 0,48 μmol) zugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Dann wurde eine Methanollösung (100 μl) der Verbindung 40 (100 μg, 0,24 μmol) zugegeben und die Lösung bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung zugegeben und das Methanol verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser (1,0 ml) gewaschen und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch I-125-markierte Verbindung 41 erhalten wurde (9,5 MBq, 12%).
Beispiel 8
Synthese von 5-Trimethylstannyl-1-(2-desoxy-2-fluor-4-thio-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 50)
Wie in 5 dargestellt, wurde 1-O-Acetyl-3-O-benzyl-5-O-(tert-butyldiphenylsilyl)-2-desoxy-2-fluor-4-thio-D-arabinopentofuranose (Verbindung 46) aus 1,2:5,6-Di-O-isopylidenglukose (Verbindung 42) gemäß dem Verfahren von Yoshimura Y et al. (). Org. Chem. 62, p.
3140 (1997)) synthetisiert. Außerdem wurde Verbindung 46 verwendet, um 5-Iod-1-(2-desoxy-2-fluor-4-thio-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 49) gemäß dem Verfahren von Yoshimura Y et al. (Bioorg. Med. Chem. 8, p. 1545 (2000)) herzustellen. Diese Verbindung wurde anschließend als Ausgangsstoff verwendet, um 5-Trimethylstannyl-1-(2-desoxy-2-fluor-4-thio-β-D-arabinopentofurnosyl)uracil (Verbindung 50) durch folgendes Verfahren herzustellen.
Verbindung 49 (5,0 mg, 0,013 mmol), Bis(trimethylzinn) (16,9 mg, 0,052 mmol) und Bis(triphenylphosphin)palladium(II)chlorid (6,0 mg) wurden in wasserfreiem 1,4-Dioxan (3 ml) in Argonatmosphäre gelöst und nach 3,5-stündigem Erhitzen im Rückfluss unter reduziertem Druck konzentriert. Der Rückstand wurde durch Silikagel-Dünnschicht-Chromatographie (Chloroform-Methanol, 6:1) gereinigt, wodurch die Zielverbindung 50 hergestellt wurde (1,9 mg, 35%).
1H-NMR (500 MHz, CD₃OD) δ 0,26 (S, 9H, CH₃Sn), 3,61-3,68 (m, 1H, H-5'), 3,80-3,81 (m, H-4'), 4,37 (td, J = 6,0, 12,0 Hz, 1H, H-3'), 4,97 (td, J = 5,5, 49,0 Hz, 1H, H-2'), 6,46 (dd, J = 5,5, 11,5 Hz, 1H, H-1'), 7,99 (S, 1H, H-5).
Beispiel 9
Synthese von [I-125]-5-Iod-1-(2-desoxy-2-fluor-4-thio-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil ([I-125] FITAU: Verbindung 51)
Zunächst wurde eine 0,1 N Natriumhydroxidlösung von [I-125]-Natriumiodid (45 MBq) abdestilliert; anschließend wurden Methanol (1 ml) und eine Methanollösung (4,8 μl) von Iod (61 μg, 0,48 μmol) zugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Dann wurde eine Methanollösung (100 μl) der Verbindung 50 (100 μg, 0,24 μmol) zugegeben und die resultierende Lösung bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung zugegeben und das Methanol verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser (1,0 ml) gewaschen und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch I-125-markierte Verbindung 51 erhalten wurde (3,5 MBq, 7,8%).
Beispiel 10
Synthese von 5-Trimethylstannyl-1-methyl(2-desoxy-2-brom-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil ([I-125] IMBAU: Verbindung 58)
Wie in 6 dargestellt, wurde 1-[2-Brom-3,5-bis-O-(tert-butyldimethylsilyl)-2-desoxy-1-C-methyl-β-D-arabinofuranosyl]uracil (Verbindung 54) gemäß dem Verfahren von Itoh Y et al. (J. Org. Chem. 60, p. 656 (1995)) aus 1-[3,5-Bis-O-(tert-butyldimethylsilyl)-2-desoxy-D-erythro-pento-1-enofuranosyl]uracil (Verbindung 52) hergestellt. Außerdem wurde 5-Iod-1-methyl(2-desoxy-2-brom-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil (Verbindung 57) gemäß dem Verfahren von Asakura J et al. (J. Org. Chem. 55, p. 4928 (1990)) aus Verbindung 54 hergestellt. Diese Verbindung wurde als Ausgangsstoff zur Herstellung von 5-Trimethylstannyl-1-methyl-(2-desoxy-2-brom-2-β-D-arabinopentofurano-syl)uracil (Verbindung 58) durch folgendes Verfahren verwendet.
Verbindung 57 (4,9 mg, 0,011 mmol), Bis(trimethylzinn) (16,0 mg, 0,049 mmol) und Bis(triphenylphosphin)palladium(II)chlorid (5 mg) wurden in wasserfreiem 1,4-Dioxan (3 ml) in Argonatmosphäre gelöst und nach 2,5-stündigem Erhitzen im Rückfluss unter reduziertem Druck konzentriert. Der Rückstand wurde durch Silikalgel-Dünnschicht-Chromatographie (Chloroform-Methanol, 6:1) gereinigt, wodurch die Zielverbindung 58 hergestellt wurde (3,8 mg, 72%).
1H NMR (500 MHz, CD₃OD) δ 0,25 (S, 9H, CH₃Sn), 1,95 (S, 3H, 1'-CH₃), 3,61-3,70 (m, 2H, H-5'), 4,08-4,11 (m, 1H, H-4'), 4,53 (d, J = 3,0 Hz, 1H, H-5'), 4,79 (S, 1H, H-2'), 7,75 (S, 1H, H-5).
Beispiel 11
Synthese von [I-1251-5-Iod-1-methyl-(2-desoxy-2-brom-β-D-arabinopentofuranosyl)uracil ([I-125] IMBAU: Verbindung 59)
Zunächst wurde eine 0,1 N Natriumhydroxidlösung von [I-125]-Natriumiodid (62 MBq) abdestilliert; anschließend wurden Methanol (1 ml) und eine Methanollösung (4,0 μl) von Iod (51 μg, 0,40 μmol) zugegeben und 10 Sekunden geschüttelt. Dann wurde eine Methanollösung (100 μl) der Verbindung 58 (100 μg, 0,20 μmol) zugegeben und die resultierende Lösung bei Raumtemperatur 2 Stunden stehen gelassen. Es wurde ein Tropfen einer 1 N Natriumthiosulfatlösung zugegeben und das Methanol verdampft. Nach Zugabe von Wasser (1 ml) wurde die Lösung durch eine Sep-Pak-Plus-QMA-Cartridge-Säule geleitet. Die Säule wurde mit Wasser (1,0 ml) gewaschen und die resultierende wässrige Lösung vereinigt, wodurch die I-125-markierte Verbindung 59 erhalten wurde (8,3 MBq, 13%).
Beispiel 12
Test der in-vitro-Phophorylierungsaktivität von [I-125] ITDU und [I-125] ITAU
Die Phosphorylierungsaktivität einer markierten Verbindung durch Thymidinkinase wurde unter Verwendung eines Rohenzyms, extrahiert aus einer Maus-Lungenkrebs-Zelllinie LL/2, bestimmt. Flüssiges Enzym wurde aus einer LL/2-Maus-Lungenkrebs-Zelllinie, die sich in logarithmischer Wachstumsphase befand, gemäß dem Verfahren von Wolcott RM und Colacino JM (Anal. Biochem 178, p. 38-40 (1989)) extrahiert. Zu einer Reaktionsflüssigkeit, welche den Phosphatdonor ATP enthielt, wurden 2 nmol der markierten Verbindung und das flüssige Enzym gegeben und bei 37°C für einen bestimmten Zeitraum umgesetzt. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 1 ml einer 100 mM Lanthanchlorid/5 mM Triethanolamin-Lösung gestoppt. Das phosphorylierte Material wur de durch zentrifugale Abtrennung präpariert, wodurch ein Phosphat-Metall-Komplex gebildet wurde; anschließend wurde die Radioaktivität des resultierenden Präzipitats mit einem automatischen Gamma-Zähler vom Well-Typ (ARC-380, Aloka Co., Ltd.) gemessen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 1 wiedergegeben, wobei die Phosphorylierungsaktivität, die der Thymidinkinase zugeschrieben wird, sowohl bei [I-125] ITDU als auch bei [I-125] ITAU bestätigt wurde. Tabelle 1: Phosphorylierungsaktivität von Iod-markierten Nukleosidderivaten (n = 3)
Beispiel 13
Test der metabolischen in-vitro-Stabilität von [I-125] ITDU und [I-125] ITAU
Um die metabolische Stabilität der glykosidischen Bindung zu bewerten, wurde die Zersetzungsreaktivität der von E. coli stammenden Thymidin-Phosphorylase untersucht. Zu der Reaktionsflüssigkeit wurden 2 nmol der markierten Verbindung und 9 Einheiten (Units) eines flüssigen Enzyms (Sigma Corporation) gegeben und bei 25°C über einen bestimmten Zeitraum umgesetzt; die Reaktion wurde durch 3-minütige Behandlung in einem kochenden Wasserbad gestoppt. Die Reaktionsflüssigkeit wurde einer zentrifugalen Trennung unterworfen und der Überstand zusammen mit einem authentischen Standard (5-Ioduracil) und einer nicht markierten Ausgangsverbindung über einer Dünnschicht-Silikalgelplatte aufgetragen. Das Ganze wurde mit einer Mischung aus Chloroform und Isopropylalkohol (3:1) entwickelt; anschlie ßend wurde die Autoradiographie mit einer "Bio-imaging"-Analysevorrichtung (BAS-1500, Fuji Photo Film Co., Ltd.) gemessen. Der interessierende Bereich wurde in ein Verhältnis zu den Peak-Komponenten des Rf-Werts, entsprechend dem authentischen Standard, gesetzt, und die Menge des resultierenden Metaboliten aus diesem Verhältnis prozentual berechnet. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 wiedergegeben, woraus hervorgeht, dass [I-125] ITDU und [I-125] I-TAU stabiler sind als 5-Ioddesoxyuridin ([I-125] IUR). Tabelle 2: Spaltungsaktivität der C-N-glykosidischen Bindung bei Iod-markierten Nukleosidderivaten (n = 3)

* pmol/Units/30 Minuten

Beispiel 14
Bewertung der in-vitro-Stabilität des Metabolismus verschiedener mit radioaktivem Iod markierter Nukleosidderivate durch Thymidin-Phosphorylase
Um die metabolische Stabilität der glykosidischen Bindung bei verschiedenen mit radioaktivem Iod markierten Nukleosidderviaten zu bewerten, wurde ihre Zersetzungsreaktivität durch von E. coli stammende Thymidin-Phosphorylase untersucht. Zu der Reaktionsflüssigkeit wurden 0,5-12,0 nmol der markierten Verbindung und 0,0009-9,0 Einheiten (Units) eines Flüssigenzyms (Sigma Corporation) gegeben und bei 25°C über einen bestimmten Zeitraum umgesetzt; die Reaktion wurde durch 3-minütige Behandlung in einem kochenden Wasserbad gestoppt.
Da [I-125] IBMAU unter Hitzebehandlung instabil war, wurde anschließend die Reaktionsflüssigkeit mit Eis abgekühlt, um die Reaktion zu stoppen. Die Reaktionsflüssigkeit wurde einer zentrifugalen Trennung unterworfen und der Überstand zusammen mit einem authentischen Standard (5-Ioduracil: IU) und einer nicht markierten Ausgangsverbindung über einer Silikagelplatte aufgetragen. Das Ganze wurde mit einer Mischung aus Chloroform und Isopropylalkohol (3:1) entwickelt; anschließend wurde das Autoradiogramm mit einer Bioimaging-Analysevorrichtung (BAS-1500, Fuji Photo Film Co., Ltd.) gemessen. Der interessierende Bereich wurde ins Verhältnis zu den Peak-Komponenten des Rf-Werts, entsprechend dem authentischen Standard, gesetzt, und die Menge des resultierenden Metaboliten aus diesem Verhältnis prozentual berechnet. Im Fall von [I-125] FITAU und [I-125] IMBAU wurde eine Umkehrphasen-Silikagelplatte verwendet; nach der Entwicklung mit einer Mischung aus Methanol und Wasser (3:7) wurde ein Autoradiogram mit einer Bioimaging-Analysevorrichtung (BAS-1500, Fuji Photo Film Co., Ltd.) ähnlich wie bei [I-125] IUR und den anderen gemessen. Die Ergebnisse der Analyse sind in Tabelle 3 wiedergegeben, aus der hervorgeht, dass [I-125] FITAU und [I-125] IMBAU noch stabiler sind als [I-125] IUR. Tabelle 3: Spaltungsaktivität der C-N-glykosidischen Bindung von Iod-markierten Nukleosidderivaten durch Thymidin-Phospholylase für (n = 3)
Beispiel 15
Test des Thymidinkinase-abhängigen Einbaus in Zellen unter Verwendung von Thymidinkinase-defizienten Zellen
Der Thymidinkinase-abhängige Einbau der markierten Verbindungen in Zellen wurde basierend auf der Differenz des Einbaus zwischen Thymidinkinase-defizienten Zelllinien L-M (TK^–) und ihren Ursprungs-L-M-Zellen untersucht. L-M- und L-M(TK^–)-Zellen in der logarithmischen Wachstumsphase wurden auf 24-Loch-Platten ausplattiert, welche jeweils 2,0 × 10⁵ Zellen umfassten, und über Nacht kultiviert. Dann wurden 2 nmol eines mit radioaktivem Iod markierten Nukleosidderivats zugegeben und zur Inkorporation in die Zellen eine Stunde inkubiert.
Die Zellen wurden dreimal mit einer eisgekühlten Phosphatpufferlösung gewaschen und in 0,1 N NaOH gelöst; anschließend wurde die Menge der in die Zellen eingebauten Radioaktivität unter Verwendung eines automatischen Gamma-Zählers vom Wekll-Typ (ARC-380 oder ARC300, Aloka Co., Ltd.) bestimmt. Die Messungen wurden analysiert, um Bewertungen auf der Grundlage der Menge an eingebauten markierten Molekülen pro Einheitsgewicht der zellulären Proteine vorzunehmen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 4 wiedergegeben, aus der hervorgeht, dass [I-125] ITdU und [I-125] FITAU auf einem Thymidinkinase-abhängigen Weg in die Zellen eingebaut wurden, wie auch im Fall von [I-125] IUR als Kontrolle. Tabelle 4: Einbau der mit radioaktivem Iod markierten Nukleoside in L-M- und L-M(TK^–)-Zellen

* p < 0,0005, ** p < 0,05, *** p < 0,01 (T-Test)

Beispiel 16
Test der in-vivo-Markierungsstabilität von [I-125] ITDU und [I-125] I-TAU
Um die in-vivo-Markierungsstabilität von [I-125] ITDU und [I-125] ITAU zu bewerten, wurden Tests durchgeführt, um die Anreicherung von freiem Iod in der Schilddrüse in normalen Mäusen zu untersuchen. Eine Menge von 370 KBq jeder markierten Verbindung wurde jeweils in die Schwanzvene einer 10 Wochen alten normalen Maus injiziert; drei Tiere wurden in angemessenen Abständen getötet und seziert. Als Kontrolle wurde ebenso die in-vivo-Verteilung von [I-125] IUR beobachtet. Der Einbau der Radioaktivität in die Schilddrüse wurde mit einem automatischen Gamma-Zähler vom Well-Typ (ARC-300, Aloka Co., Ltd.) gemessen. Die in das Gewebe eingebaute Radioaktivität wurde als verabreichte Dosis pro Gramm Gewebe pro Zeiteinheit berechnet; die Ergebnisse sind in 7 prozentual dargestellt. Die Ergebnisse zeigen, dass die akkumulierte Radioaktivität von [I-125] ITDU und [I-125] ITAU in der Schilddrüse bedeutend kleiner ist als die der Kontrolle [I-125] IUR, was darauf schließen lässt, dass die in-vivo-Markierungsstabilität der Agenzien hoch ist.
Beispiel 17
In-vivo-Markierunasstabilität der mit radioaktivem Iod markierten Nukleoshidderivate
Um die in-vivo-Stabilität gegen Deiodierung bei jedem mit radioaktivem Iod markierten Nukleosidderivat zu bewerten, wurden Tests durchgeführt, um die Anreicherung von freiem Iod in der Schilddrüse normaler Mäuse zu untersuchen. Eine Menge von 185 KBq jeder markierten Verbindung wurde jeweils in die Schwanzvene einer 10 Wochen alten normalen Maus (C57BL/6) injiziert; drei Tiere wurden in längeren Abständen als in Beispiel 16 getötet und seziert. Der Einbau der Radioaktivität in die Schilddrüse wurde mit einem automatischen Gamma-Zähler vom Well-Typ (ARC-300, Aloka Co., Ltd.) gemessen. Die eingebaute Radioaktivität in das Gewebe (% ID) wurde als verabreichte Dosis pro Gramm Gewebe berechnet und prozentual, wie in 8 dargestellt, wiedergegeben. Die Ergebnisse zeigen, dass die angereicherte Radioaktivität von [I-125] ITDU, [I-125] ITAU, [I-125] FITAU und [I-125] IMBAU in der Schilddrüse bedeutend geringer ist als bei der Kontrolle [I-125] IUR (hoch metabolisierbare Substanz), was darauf hinweist, dass die in-vivo-Markierungsstabilität der Agenzien hoch ist.
Beispiel 18
In-vivo-Verteilung von [I-125] ITDU in normalen Mäusen
Eine Menge von 370 KBq von [I-125] ITDU wurde jeweils in die Schwanzvene einer 10 Wochen alten normalen Maus injiziert; es wurden drei Tiere in angemessenen Abständen getötet und seziert. Der Einbau der Radioaktivität in jede Gewebeprobe wurde mit einem automatischen Gamma-Zähler vom Well-Typ (ARC-300, Aloka Co., Ltd.) gemessen. Die in das Gewebe eingebaute Radioaktivität wurde als verabreichte Dosis pro Gramm Gewebe berechnet und prozentual, wie in 9 dargestellt, wiedergegeben. Die Ergebnisse zeigen, dass die akkumu lierte Radioaktivität in proliferierenden Geweben, nämlich dem Thymus und dem Dünndarm, deutlich höher ist als in nicht proliferierenden Geweben, nämlich dem Gehirn, der Leber und den Muskeln.
Um die Akkumulation jedes mit radioaktivem Iod markierten Nukleosidderivats in proliferierenden Geweben zu bewerten, wurden Tests durchgeführt, um die in-vivo-Verteilung in normalen Mäusen zu untersuchen. Eine Menge von 185 MBq jeder markierten Verbindung wurde jeweils in eine 10 Wochen alte normale Maus (C57BL/6) durch die Schwanzvene injiziert; drei Tiere wurden in angemessenen Abständen getötet und seziert. Der Einbau von Radioaktivität in jede Gewebeprobe wurde mit einem automatischen Gamma-Zähler vom Well-Typ (ARC-300, Aloka cCo., Ltd.) gemessen. Die in das Gewebe eingebaute Radioaktivität wurde als verabreichte Dosis pro Gewichtseinheit Gewebe berechnet und prozentual wiedergegeben (% ID/g). Wie in 10 dargestellt, zeigen die Ergebnisse, dass [I-125] IUR (positive Kontrolle) und [I-125] ITDU in großen Mengen angereichert wurden, insbesondere im Thymus, welches in normalen jungen Mäusen ein proliferierendes Gewebe ist.
Beispiel 19
Szintigraphie eines Walker-Tumors unter Verwendung von [I-123] ITDU
Ein bösartiger Tumor, eine typische proliferative Erkrankung, wurde durch Szintigraphie beobachtet. Walker-Tumorzellen wurden subkutan in den rechten inguinalen Bereich von Wistar-Ratten transplantiert. Nach der Transplantation wurden 37 MBq [I-123] ITDU in die Schwanzvene von Ratten, die an einem tastbaren Tumor von etwa 20 mm litten, der für Szintigraphie geeignet war, injiziert. Jede Tumor-transplantierte Ratte wurde vier Stunden nach Verabreichung eines Arzneimittels mit Ranoval anästhesiert. Dann wurde die Ratte mit dem Gesicht nach oben fixiert und statisch mit einer Gamma-Kamera-Abbildungsvorrichtung (GCA-90B, Toshiba Corporation) beobachtet. Die Abbildung wurde unter Verwendung eines hoch auflösenden Kollimators mit mittlerer Energie durchgeführt, wodurch Bilder über 10 Minuten mit einer Auflösung von 256 × 256 erhalten wurden. Die Ergebnisse sind in 11 dargestellt, in der gezeigt ist, dass [I-123] ITDU für eine klare Abbildung von transplantierten Tumoren (durch einen Pfeil angezeigt) in Wister-Ratten geeignet ist.
Industrielle Anwendbarkeit
Die radioaktiv markierten Verbindungen der vorliegenden Erfindung sind in vivo stabil; sie verbleiben nach ihrer Phosphorylierung durch Säugetier-Thymidinkinase entweder in den Zellen oder werden in DNA eingebaut, was die DNA-Syntheseaktivität widerspiegelt; somit dienen sie zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe, insbesondere als radioaktive diagnostische Mittel für die bildliche Darstellung zur Diagnose von Proliferationsaktivität im Gewebe.

Claims

Mittel zur Diagnose von Proliferationsaktivität in Gewebe, enthaltend als aktiven Bestandteil eine radioaktiv markierte Verbindung gemäß folgender Formel oder ein pharmazeutisch akzeptables Salz davon:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet.
Mittel gemäß Anspruch 1, wobei der radioaktive Halogensubstituent in R₅ ausgewählt ist aus der Gruppe F-18, Cl-36, Br-75, Br-76, Br-77, Br-82, I-123, I-124, I-125, I-131 und At-211.
Mittel gemäß Anspruch 1, wobei R₄ Schwefel ist.
Mittel gemäß Anspruch 1, wobei R₁ Wasserstoff oder eine Methylgruppe ist, R₂ Wasserstoff oder ein Halogensubstituent ist, R₃ Wasserstoff ist, und R₄ Sauerstoff oder Schwefel ist.
Mittel gemäß Anspruch 1, wobei R₁, R₂ und R₃ jeweils Wasserstoff sind, R₄ Schwefel ist, und der radioaktive Halogensubstituent in R₅ ausgewählt ist aus der Gruppe F-18, I-123, I-125 und I-131.
Mittel gemäß Anspruch 1, wobei die Diagnose der Proliferationsaktivität in Gewebe die Diagnose von Hyperplasie, Regeneration, Transplantation oder viraler Infektion, begleitet von abnormaler Proliferation, ist.
Mittel gemäß Anspruch 6, wobei die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Hyperplasie die Diagnose von hyperplastischer Entzündung, gutartigem Tumor oder bösartigem Tumor ist.
Mittel gemäß Anspruch 7, wobei die Diagnose der hyperplastischen Entzündung die Diagnose betreffend die Aktivität von chronischer rheumatoider Arthritis oder die Bestimmung therapeutischer Wirkungen ist.
Mittel gemäß Anspruch 7, wobei die Diagnose des gutartigen Tumors die Diagnose betreffend die Lokalisierung, die Aktivität oder die Bestimmung therapeutischer Wirkungen ist.
Mittel gemäß Anspruch 7, wobei die Diagnose des bösartigen Tumors die Diagnose betreffend die Lokalisierung, das Fortschrei ten, die Malignität oder die Bestimmung therapeutischer Wirkungen von primären und metastasischen bösartigen Tumoren ist.
Mittel gemäß Anspruch 6, wobei die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Regeneration die Bewertung physiologischer hämatopoetischer Funktionen des Knochenmarks während der Behandlung mit Antikrebsmedikamenten, oder die Diagnose pathologischer Funktionen des Knochenmarks bei Patienten, die an hypoplastischer Anämie leiden, ist.
Mittel gemäß Anspruch 6, wobei die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten Transplantationen die Diagnose der Aufnahme oder Proliferation transplantierter Knochenmarkzellen bei Knochenmarktransplantation ist.
Mittel gemäß Anspruch 6, wobei die Diagnose der von abnormaler Proliferation begleiteten viralen Infektion die Diagnose von virusinfizierten Bereichen und deren Proliferation bei Infektionskrankheiten, verursacht durch das Herpes-Simplex-Virus Typ I oder Typ II, Varicella-Zoster- Herpesvirus, Cytomegalovirus, Epstein-Barr-Virus oder das humane Immunschwächevirus (HIV), ist.
Nukleosidderivat gemäß folgender Formel:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet.
Nukleosidderivat gemäß Anspruch 14, wobei R₄ Schwefel ist.
Nukleosidderivat gemäß Anspruch 14, wobei R₁ Wasserstoff oder eine Methylgruppe ist, R₂ Wasserstoff oder ein Halogensubstituent ist, R₃ Wasserstoff ist, und R₄ Schwefel ist, oder R₁ eine Methylgruppe ist, R₂ Wasserstoff oder ein Halogensubstituent ist, R₃ Wasserstoff ist, und R₄ Sauerstoff ist.
Nukleosidderivat gemäß Anspruch 14, wobei die Trialkylstannylgruppe in R₅ eine Trimethylstannylgruppe, eine Triethylstannylgruppe oder eine Tributylstannylgruppe ist.
Verwendung einer radioaktiv markierten Verbindung gemäß folgender Formel oder eines pharmazeutisch akzeptablen Salzes:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, zur Herstellung eines Mittels zur Diagnose von Proliferationsaktivität in Gewebe.
Verfahren zur Herstellung einer radioaktiv markierten Verbindung gemäß folgender Formel:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubstituenten bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ einen radioaktiven Halogensubstituenten bezeichnet, welches das Umsetzen eines Nukleosidderivats gemäß folgender Formel:
wobei R₁ Wasserstoff oder eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Schwefel oder einen Methylensubsti tuenten bezeichnet, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet, oder R₁ eine gerad- oder verzweigtkettige Alkylgruppe mit 1 bis 8 Kohlenstoffatomen bezeichnet, R₂ Wasserstoff, Hydroxyl oder einen Halogensubstituenten bezeichnet, R₃ Wasserstoff oder einen Fluorsubstituenten bezeichnet, R₄ Sauerstoff bezeichnet, und R₅ eine Trialkylstannylgruppe bezeichnet, mit einer alkalischen Lösung eines radioaktiven Halogens in einem Lösungsmittel umfasst, wobei die Trialkylstannylgruppe von R₅ durch einen radioaktiven Halogensubstituenten ersetzt wird.