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Gegenstand
der Erfindung ist ein Verfahren zur fermentativen Herstellung von
Aminosäuren
unter Verwendung von Bakterien, in denen das sahH-Gen verstärkt wird.
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Stand der
Technik
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L-Aminosäuren, insbesondere
L-Lysin und L-Methionin, finden in der Humanmedizin und in der pharmazeutischen
Industrie, in der Lebensmittelindustrie und ganz besonders in der
Tierernährung,
Anwendung.
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Es
ist bekannt, dass Aminosäuren
durch Fermentation von Stämmen
coryneformer Bakterien, insbesondere Corynebacterium glutamicum,
hergestellt werden. Wegen der grossen Bedeutung wird ständig an
der Verbesserung der Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen
können
fermentationstechnische Maßnahmen
wie zum Beispiel Rührung
und Versorgung mit Sauerstoff, oder die Zusammensetzung der Nährmedien
wie zum Beispiel die Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder
die Aufarbeitung zur Produktform durch zum Beispiel Ionenaustauschchromatographie
oder die intrinsischen Leistungseigenschaften des Mikroorganismus
selbst betreffen.
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Zur
Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser Mikroorganismen werden
Methoden der Mutagenese, Selektion und Mutantenauswahl angewendet.
Auf diese Weise erhält
man Stämme,
die resistent gegen Antimetabolite oder auxotroph für regulatorisch
bedeutsame Metabolite sind und Aminosäuren produzieren.
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Seit
einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der rekombinanten DNA-Technik
zur Stammverbesserung von L-Aminosäure produzierenden
Stämmen
von Corynebacterium eingesetzt, indem man einzelne Aminosäure-Biosynthesegene amplifiziert
und die Auswirkung auf die Aminosäure-Produktion untersucht.
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Aufgabe der
Erfindung
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Die
Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt, neue Maßnahmen
zur verbesserten fermentativen Herstellung von Aminosäuren bereitzustellen.
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Kurze Beschreibung
der Erfindung
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Werden
im Folgenden L-Aminosäuren
oder Aminosäuren
erwähnt,
sind damit eine oder mehrere Aminosäuren einschließlich ihrer
Salze, ausgewählt
aus der Gruppe L-Asparagin, L-Threonin, L-Serin, L-Glutamat, L-Glycin,
L-Alanin, L-Cystein, L-Valin, L-Methionin, L-Isoleucin, L-Leucin,
L-Tyrosin, L-Phenylalanin, L-Histidin, L-Lysin, L-Tryptophan und L-Arginin gemeint.
Besonders bevorzugt sind L-Lysin und L-Methionin.
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Wenn
im Folgenden L-Lysin oder Lysin erwähnt werden, sind damit nicht
nur die Basen, sondern auch die Salze wie z. B. Lysin-Monohydrochlorid
oder Lysin-Sulfat gemeint.
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Werden
im Folgenden L-Methionin oder Methionin erwähnt, sind damit auch die Salze
wie z. B. Methionin-Hydrochlorid
oder Methionin-Sulfat gemeint.
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Die
Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zur fermentativen Herstellung
von L-Lysin unter Verwendung coryneformer Bakterien, die insbesondere
bereits Aminosäuren
produzieren und in denen die für
das sahH-Gen codierenden
Nukleotidsequenzen verstärkt,
insbesondere überexprimiert
werden.
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Ausführliche
Beschreibung der Erfindung
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Polynukleotide,
die die Sequenzen gemäß der Erfindung
enthalten, sind als Hybridisierungs-Sonden für RNA, cDNA und DNA geeignet,
um Nukleinsäuren
beziehungsweise Polynukleotide oder Gene in voller Länge zu isolieren,
die für
die Adenosylhomocysteinase codieren, oder um solche Nukleinsäuren beziehungsweise
Polynukleotide oder Gene zu isolieren, die eine hohe Ähnlichkeit
der Sequenz mit der des sahH-Gens aufweisen.
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Polynukleotide,
die die Sequenzen gemäß der Erfindung
enthalten, sind weiterhin als Primer geeignet, mit deren Hilfe mit
der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) DNA von Genen hergestellt werden
kann, die für
die Adenosylhomocysteinase codieren.
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Solche
als Sonden oder Primer dienende Oligonukleotide, enthalten mindestens
30, bevorzugt mindestens 20, ganz besonders bevorzugt mindestens
15 aufeinanderfolgende Nukleotide. Geeignet sind ebenfalls Oligonukleotide
mit einer Länge
von mindestens 40 oder 50 Nukleotiden. Gegebenenfalls sind auch
Oligonukleotide mit einer Länge
von mindestens 100, 150, 200, 250 oder 300 Nukleotiden geeignet.
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"Isoliert" bedeutet aus seinem
natürlichen
Umfeld herausgetrennt.
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"Polynukleotid" bezieht sich im
Allgemeinen auf Polyribonukleotide und Polydeoxyribonukleotide,
wobei es sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte
RNA oder DNA handeln kann.
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Die
Polynukleotide gemäß Erfindung
schließen
ein Polynukleotid gemäß SEQ ID
No. 1 oder ein daraus hergestelltes Fragment und auch solche ein,
die zu wenigstens 70%, bevorzugt zu wenigstens 80% und besonders
zu wenigstens 90% bis 95% identisch sind mit dem Polynukleotid gemäß SEQ ID
No. 1 oder eines daraus hergestellten Fragments.
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Unter "Polypeptiden" versteht man Peptide
oder Proteine, die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene
Aminosäuren
enthalten.
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Die
Polypeptide gemäß Erfindung
schließen
ein Polypeptid gemäß SEQ ID
No. 2, insbesondere solche mit der biologischen Aktivität der Adenosylhomocysteinase
und auch solche ein, die zu wenigstens 70%, bevorzugt zu wenigstens
80% und besonders zu wenigstens 90% bis 95% identisch sind mit dem
Polypeptid gemäß SEQ ID
No. 2 und die genannte Aktivität
aufweisen.
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Der
Begriff "Verstärkung" beschreibt in diesem
Zusammenhang die Erhöhung
der intrazellulären
Aktivität
eines oder mehrerer Enzyme (Proteine) in einem Mikroorganismus,
die durch die entsprechende DNA codiert werden, indem man beispielsweise
die Kopienzahl des Gens bzw. der Gene erhöht, einen starken Promotor
verwendet oder ein Gen oder Allel verwendet, das für ein entsprechendes
Enzym (Protein) mit einer hohen Aktivität codiert und gegebenenfalls
diese Maßnahmen
kombiniert.
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Durch
die Maßnahmen
der Verstärkung,
insbesondere Überexpression,
wird die Aktivität
oder Konzentration des entsprechenden Proteins im Allgemeinen um mindestens
10%, 25%, 50%, 75%, 100%, 150%, 200%, 300%, 400% oder 500%, maximal
bis 1000% oder 2000%, bezogen auf den Ausgangs-Mikroorganismus,
erhöht.
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Die
Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind,
können
L-Aminosäuren
aus Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose
oder aus Glycerin und Ethanol herstellen. Es kann sich um Vertreter
coryneformer Bakterien insbesondere der Gattung Corynebacterium
handeln. Bei der Gattung Corynebacterium ist insbesondere die Art
Corynebacterium glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt für ihre Fähigkeit
bekannt ist, L-Aminosäuren
zu produzieren.
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Geeignete
Stämme
der Gattung Corynebacterium, insbesondere der Art Corynebacterium
glutamicum (C. glutamicum), sind besonders die bekannten Wildtypstämme
Corynebacterium
glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium
acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium thermoaminogenes
FERM BP-1539
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Brevibacterium
flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium
divaricatum ATCC14020
und daraus hergestellte L-Aminosäuren produzierende
Mutanten bzw. Stämme.
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Zur
Isolierung des sahH-Gens oder auch anderer Gene von C. glutamicum
wird zunächst
eine Genbank dieses Mikroorganismus in Escherichia coli (E. coli)
angelegt. Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten Lehrbüchern und
Handbüchern
niedergeschrieben. Als Beispiel seien das Lehrbuch von Winnacker:
Gene und Klone, Eine Einführung
in die Gentechnologie (Verlag Chemie, Weinheim, Deutschland, 1990),
oder das Handbuch von Sambrook et al.: Molecular Cloning, A Laboratory
Manual (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) genannt. Eine
sehr bekannte Genbank ist die des E. coli K-12 Stammes W3110, die von
Kohara et al. (Cell 50, 495–508
(1987)) in λ-Vektoren
angelegt wurde. Bathe et al. (Molecular and General Genetics, 252:
255–265,
1996) beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032, die
mit Hilfe des Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings
of the National Academy of Sciences USA, 84: 2160–2164) im
E. coli K-12 Stamm NM554 (Raleigh et al., 1988, Nucleic Acids Research
16: 1563–1575)
angelegt wurde.
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Börmann et
al. (Molecular Microbiology 6 (3), 317–326, (1992)) wiederum beschreiben
eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032 unter Verwendung des Cosmids
pHC79 (Hohn und Collins, Gene 11, 291–298 (1980)).
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Zur
Herstellung einer Genbank von C. glutamicum in E. coli können auch
Plasmide wie pBR322 (Bolivar, Life Sciences, 25, 807–818 (1979))
oder pUC9 (Vieira et al., 1982, Gene, 19: 259–268) verwendet werden. Als
Wirte eignen sich besonders solche E. coli Stämme, die restriktions- und
rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der Stamm DH5αmcr, der
von Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences
USA, 87 (1990) 4645–4649)
beschrieben wurde. Die mit Hilfe von Cosmiden klonierten langen DNA-Fragmente
können
anschließend
wiederum in gängige,
für die
Sequenzierung geeignete Vektoren subkloniert und anschließend sequenziert
werden, so wie es z. B. bei Sanger et al. (Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America, 74: 5463–5467, 1977)
beschrieben ist.
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Die
erhaltenen DNA-Sequenzen können
dann mit bekannten Algorithmen bzw. Sequenzanalyse-Programmen wie
z. B. dem von Staden (Nucleic Acids Research 14, 217–232 (1986)),
dem von Marck (Nucleic Acids Research 16, 1829–1836 (1988)) oder dem GCG-Programm
von Butler (Methods of Biochemical Analysis 39, 74–97 (1998))
untersucht werden.
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Die
neue für
das Gen sahH codierende DNA-Sequenz von C. glutamicum, die als SEQ
ID No. 1 Bestandteil der vorliegenden Erfindung ist, wurde gefunden.
Weiterhin wurde aus der vorliegenden DNA-Sequenz mit den oben beschriebenen
Methoden die Aminosäuresequenz
des entsprechenden Proteins abgeleitet. In SEQ ID No. 2 ist die
sich ergebende Aminosäuresequenz
des sahH-Genproduktes
dargestellt.
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Codierende
DNA-Sequenzen, die sich aus SEQ ID No. 1 durch die Degeneriertheit
des genetischen Codes ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
In gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder
Teilen von SEQ ID No. 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung.
In der Fachwelt sind weiterhin konservative Aminosäureaustausche
wie z. B. Austausch von Glycin gegen Alanin oder von Asparaginsäure gegen
Glutaminsäure
in Proteinen als "Sinnmutationen" ("sense mutations") bekannt, die zu
keiner grundsätzlichen
Veränderung
der Aktivität
des Proteins führen,
d. h. funktionsneutral sind. Weiterhin ist bekannt, dass Änderungen
am N- und/oder C-Terminus eines Proteins dessen Funktion nicht wesentlich
beeinträchtigen
oder sogar stabilisieren können.
Angaben hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat
et al. (Journal of Bacteriology 169: 751–757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene
77: 237–251
(1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences 3: 240–247 (1994)),
bei Hochuli et al. (Bio/Technology 6: 1321–1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie. Aminosäuresequenzen, die sich in entsprechender
Weise aus SEQ ID No. 2 ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
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In
gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder Teilen
von SEQ ID No. 1 hybridisieren Bestandteil der Erfindung. Schließlich sind
DNA-Sequenzen Bestandteil
der Erfindung, die durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) unter
Verwendung von Primern hergestellt werden, die sich aus SEQ ID No. 1
ergeben. Derartige Oligonukleotide haben typischerweise eine Länge von
mindestens 15 Nukleotiden.
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Anleitungen
zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels Hybridisierung findet
der Fachmann unter anderem im Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter
Hybridization" der
Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) und
bei Liebl et al. (International Journal of Systematic Bacteriology (1991)
41: 255–260).
Die Hybridisierung findet unter stringenten Bedingungen statt, das
heißt,
es werden nur Hybride gebildet, bei denen Sonde und Zielsequenz,
d. h. die mit der Sonde behandelten Polynukleotide, mindestens 70%
identisch sind. Es ist bekannt, dass die Stringenz der Hybridisierung
einschließlich
der Waschschritte durch Variieren der Pufferzusammensetzung, der
Temperatur und der Salzkonzentration beeinflusst bzw. bestimmt wird.
Die Hybridisierungsreaktion wird vorzugsweise bei relativ niedriger
Stringenz im Vergleich zu den Waschschritten durchgeführt (Hybaid
Hybridisation Guide, Hybaid Limited, Teddington, UK, 1996).
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Für die Hybridisierungsreaktion
kann beispielsweise ein 5 × SSC-Puffer
bei einer Temperatur von ca. 50°C–68°C eingesetzt
werden. Dabei können
Sonden auch mit Polynukleotiden hybridisieren, die weniger als 70%
Identität
zur Sequenz der Sonde aufweisen. Solche Hybride sind weniger stabil
und werden durch Waschen unter stringenten Bedingungen entfernt.
Dies kann beispielsweise durch Senken der Salzkonzentration auf
2 × SSC
und gegebenenfalls nachfolgend 0,5 × SSC (The DIG System User's Guide for Filter
Hybridisation, Boehringer Mannheim, Mannheim, Deutschland, 1995)
erreicht werden, wobei eine Temperatur von ca. 50°C–68°C eingestellt
wird. Es ist gegebenenfalls möglich
die Salzkonzentration bis auf 0,1 × SSC zu senken. Durch schrittweise
Erhöhung
der Hybridisierungstemperatur in Schritten von ca. 1–2°C von 50°C auf 68°C können Polynukleotidfragmente
isoliert werden, die beispielsweise mindestens 70% oder mindestens
80% oder mindestens 90% bis 95% Identität zur Sequenz der eingesetzten
Sonde besitzen. Weitere Anleitungen zur Hybridisierung sind in Form
sogenannter Kits am Markt erhältlich
(z. B. DIG Easy Hyb von der Firma Roche Diagnostics GmbH, Mannheim,
Deutschland, Katalog-Nr. 1603558).
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Anleitungen
zur Amplifikation von DNA-Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion
(PCR) findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonucleotide
synthesis: A Practical Approach (IRL Press, Oxford, UK, 1984) und
bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland,
1994).
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Es
wurde gefunden, dass coryneforme Bakterien nach Überexpression des sahH-Gens
in verbesserter Weise Aminosäuren
produzieren.
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Zur
Erzielung einer Überexpression
kann die Kopienzahl der entsprechenden Gene erhöht werden, oder es kann die
Promotor- und Regulationsregion oder die Ribosomenbindungsstelle,
die sich stromaufwärts des
Strukturgens befindet, mutiert werden. In gleicher Weise wirken
Expressionskassetten, die stromaufwärts des Strukturgens eingebaut
werden. Durch induzierbare Promotoren ist es zusätzlich möglich, die Expression im Verlaufe
der fermentativen Aminosäure-Produktion
zu steigern. Durch Maßnahmen
zur Verlängerung
der Lebensdauer der m-RNA wird ebenfalls die Expression verbessert.
Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des Enzymproteins ebenfalls
die Enzymaktivität
verstärkt.
Die Gene oder Genkonstrukte können
entweder in Plasmiden mit unterschiedlicher Kopienzahl vorliegen
oder im Chromosom integriert und amplifiziert sein. Alternativ kann
weiterhin eine Überexpression
der betreffenden Gene durch Veränderung
der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden.
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Anleitungen
hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Martin et al. (Bio/Technology
5, 137–146 (1987)),
bei Guerrero et al. (Gene 138, 35–41 (1994)), Tsuchiya und Morinaga
(Bio/Technology 6, 428–430 (1988)),
bei Eikmanns et al. (Gene 102, 93–98 (1991)), in der Europäischen Patentschrift
0 472 869, im US-Patent 4,601,893, bei Schwarzer und Pühler (Bio/Technology
9, 84–87
(1991)), bei Reinscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology
60, 126–132
(1994)), bei LaBarre et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001–1007 (1993)),
in der Patentanmeldung WO 96/15246, bei Malumbres et al. (Gene 134,
15–24
(1993)), in der japanischen Offenlegungsschrift JP-A-10-229891,
bei Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58, 191–195 (1998)),
bei Makrides (Microbiological Reviews 60: 512–538 (1996)) und in bekannten
Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie.
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Zur
Verstärkung
wurde das erfindungsgemäße sahH-Gen
beispielhaft mit Hilfe von episomalen Plasmiden überexprimiert. Als Plasmide
eignen sich solche, die in coryneformen Bakterien repliziert werden.
Zahlreiche bekannte Plasmidvektoren wie z. B. pZ1 (Menkel et al.,
Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549–554), pEKEx1
(Eikmanns et al., Gene 102: 93–98
(1991)) oder pH52-1 (Sonnen et al., Gene 107: 69–74 (1991)) beruhen auf den
kryptischen Plasmiden pHM1519, pBL1 oder pGA1. Andere Plasmidvektoren wie
z. B. solche, die auf pCG4 (US-A 4,489,160), oder pNG2 (Serwold-Davis
et al., FEMS Microbiology Letters 66, 119–124 (1990)), oder pAGl (US-A
5,158,891) beruhen, können
in gleicher Weise verwendet werden.
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Weiterhin
eignen sich auch solche Plasmidvektoren mit Hilfe derer man das
Verfahren der Genamplifikation durch Integration in das Chromosom
anwenden kann, so wie es beispielsweise von Reinscheid et al. (Applied
and Environmental Microbiology 60, 126–132 (1994)) zur Duplikation
bzw. Amplifikation des hom-thrB-Operons beschrieben wurde. Bei dieser
Methode wird das vollständige
Gen in einen Plasmidvektor kloniert, der in einem Wirt (typischerweise
E. coli), nicht aber in C. glutamicum replizieren kann. Als Vektoren kommen
beispielsweise pSUP301 (Simon et al., Bio/Technology 1, 784–791 (1983)),
pKl8mob oder pKl9mob (Schäfer
et al., Gene 145, 69–73
(1994)), pGEM-T (Promega corporation, Madison, WI, USA), pCR2.1-TOPO (Shuman
(1994). Journal of Biological Chemistry 269: 32678–84; US-A
5,487,993), pCR®Blunt
(Firma Invitrogen, Groningen, Niederlande; Bernard et al., Journal
of Molecular Biology, 234: 534–541
(1993)), pEMl (Schrumpf et al. 1991, Journal of Bacteriology 173:
4510–4516)
oder pBGS8 (Spratt et al., 1986, Gene 41: 337–342) in Frage. Der Plasmidvektor,
der das zu amplifizierende Gen enthält, wird anschließend durch
Konjugation oder Transformation in den gewünschten Stamm von C. glutamicum überführt. Die
Methode der Konjugation ist beispielsweise bei Schäfer et al.
(Applied and Environmental Microbiology 60, 756–759 (1994)) beschrieben. Methoden
zur Transformation sind beispielsweise bei Thierbach et al. (Applied
Microbiology and Biotechnology 29, 356–362 (1988)), Dunican und Shivnan
(Bio/Technology 7, 1067–1070
(1989)) und Tauch et al. (FEMS Microbiological Letters 123, 343–347 (1994))
beschrieben. Nach homologer Rekombination mittels eines "cross over"-Ereignisses enthält der resultierende
Stamm mindestens zwei Kopien des betreffenden Gens.
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Zusätzlich kann
es für
die Produktion von L-Aminosäuren
vorteilhaft sein, neben dem sahH-Gen eines oder mehrere Enzyme des
jeweiligen Biosyntheseweges, der Glykolyse, der Anaplerotik, des
Zitronensäure-Zyklus,
des Pentosephosphat-Zyklus, des Aminosäure-Exports und gegebenenfalls
regulatorische Proteine zu verstärken,
insbesondere überzuexprimieren.
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So
kann für
die Herstellung von L-Aminosäuren
zusätzlich
zur Verstärkung
des sahH-Gens eines oder mehrere Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- • das
für die
Dihydrodipicolinat-Synthase codierende Gen dapA (EP-B 0 197 335)
- • das
für die
Glyceraldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase codierende Gen gap (Eikmanns
(1992), Journal of Bacteriology 174: 6076–6086),
- • das
für die
Triosephosphat-Isomerase codierende Gen tpi (Eikmanns (1992), Journal
of Bacteriology 174: 6076–6086),
- • das
für die
3-Phosphoglycerat-Kinase codierende Gen pgk (Eikmanns (1992), Journal
of Bacteriology 174: 6076–6086),
- • das
für die
Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase codierende Gen zwf (JP-A-09224661),
- • das
für die
Pyruvat-Carboxylase codierende Gen pyc (DE-A-198 31 609),
- • das
für die
Malat-Chinon-Oxidoreduktase codierende Gen mqo (Molenaar et al.,
European Journal of Biochemistry 254, 395–403 (1998)),
- • das
für eine
feedback-resistente Aspartatkinase codierende Gen lysC (Accession
No. P26512),
- • das
für den
Lysin-Export codierende Gen lysE (DE-A-195 48 222),
- • das
für die
Homoserin-Dehydrogenase codierende Gen hom (EP-A 0131171),
- • das
für die
Threonin-Dehydratase codierende Gen ilvA (Möckel et al., Journal of Bacteriology
(1992) 8065–8072))
oder das für
eine "feedback-resistente" Threonin-Dehydratase
codierende Allel i1vA(Fbr) (Möckel
et al., (1994) Molecular Microbiology 13: 83.3–842),
- • das
für die
Acetohydroxysäure-Synthase
codierende Gen i1vBN (EP-B 0356739),
- • das
für die
Dihydroxysäuredehydratase
codierende Gen ilvD (Sahm und Eggeling (1999) Applied and Environmental
Microbiology 65: 1973–1979),
- • das
für das
Zwa1-Protein codierende Gen zwa1 (DE: 199 59 328.0, DSM 13115),
verstärkt,
insbesondere überexprimiert
werden.
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Weiterhin
kann es für
die Produktion von L-Aminosäuren
vorteilhaft sein, zusätzlich
zur Verstärkung des
sahH-Gens eines
oder mehrere Gene, ausgewählt
aus der Gruppe
- • das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase
codierende Gen pck ( DE 199
50 409.1 DSM 13047),
- • das
für die
Glucose-6-Phosphat-Isomerase codierende Gen pgi (US 09/396,478;
DSM 12969),
- • das
für die
Pyruvat-Oxidase codierende Gen poxB (DE: 199 51 975.7; DSM 13114),
- • das
für das
Zwa2-Protein codierende Gen zwa2 (DE: 199 59 327.2, DSM 13113)
abzuschwächen, insbesondere
deren Expression zu verringern.
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Der
Begriff "Abschwächung" beschreibt in diesem
Zusammenhang die Verringerung oder Ausschaltung der intrazellulären Aktivität eines
oder mehrerer Enzyme (Proteine) in einem Mikroorganismus, die durch die
entsprechende DNA codiert werden, indem man beispielsweise einen
schwachen Promotor verwendet oder ein Gen bzw. Allel verwendet,
das für
ein entsprechendes Enzym mit einer niedrigen Aktivität codiert
bzw. das entsprechende Gen oder Enzym (Protein) inaktiviert und
gegebenenfalls diese Maßnahmen
kombiniert.
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Durch
die Maßnahmen
der Abschwächung
wird die Aktivität
oder Konzentration des entsprechenden Proteins im allgemeinen auf
0 bis 50%, 0 bis 25%, 0 bis 10% oder 0 bis 5% der Aktivität oder Konzentration des
Wildtyp-Proteins
reduziert.
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Weiterhin
kann es für
die Produktion von Aminosäuren
vorteilhaft sein, neben der Überexpression
des sahH-Gens unerwünschte Nebenreaktionen
auszuschalten (Nakayama: "Breeding
of Amino Acid Producing Microorganisms", in: Overproduction of Microbial Products,
Krumphanzl, Sikyta, Vanek (Hrsg.), Academic Press, London, UK, 1982).
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Die
erfindungsgemäß hergestellten
Mikroorganismen sind ebenfalls Gegenstand der. Erfindung und können kontinuierlich
oder diskontinuierlich im batch-Verfahren
(Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder repeated
fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zum Zwecke der
Produktion von Aminosäuren
kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über bekannte Kultivierungsmethoden
ist im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozesstechnik 1. Einführung in
die Bioverfahrenstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991))
oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen
(Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) beschrieben.
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Das
zu verwendende Kulturmedium muss in geeigneter Weise den Ansprüchen der
jeweiligen Stämme
genügen.
Beschreibungen von Kulturmedien verschiedener Mikroorganismen sind
im Handbuch "Manual of
Methods for General Bacteriology" der
American Society for Bacteriology (Washington D. C., USA, 1981) enthalten.
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Als
Kohlenstoffquelle können
Zucker und Kohlehydrate wie z. B. Glucose, Saccharose, Lactose,
Fructose, Maltose, Melasse, Stärke
und Cellulose, Öle
und Fette wie z. B. Sojaöl,
Sonnenblumenöl,
Erdnussöl
und Kokosfett, Fettsäuren
wie z. B. Palmitinsäure,
Stearinsäure
und Linolsäure,
Alkohole wie z. B. Glycerin und Ethanol und organische Säuren wie
z. B. Essigsäure
verwendet werden. Diese Stoffe können
einzeln oder als Mischung verwendet werden.
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Als
Stickstoffquelle können
organische stickstoffhaltige Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt,
Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff oder
anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat,
Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen
können
einzeln oder als Mischung verwendet werden.
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Als
Schwefelquelle, insbesondere für
die Herstellung von Methionin, können
organische und anorganische schwefelhaltige Verbindungen wie beispielsweise
Sulfide, Sulfite, Sulfate und Thiosulfate verwendet werden.
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Als
Phosphorquelle können
Phosphorsäure,
Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die
entsprechenden natriumhaltigen Salze verwendet werden. Das Kulturmedium
muss weiterhin Salze von Metallen enthalten wie z. B. Magnesiumsulfat
oder Eisensulfat, die für
das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe
wie Aminosäuren
und Vitamine zusätzlich
zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium
können überdies
geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten Einsatzstoffe
können
zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter
Weise während
der Kultivierung zugefüttert
werden.
-
Zur
pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen wie Natriumhydroxid,
Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen
wie Phosphorsäure
oder Schwefelsäure
in geeigneter Weise eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung
können
Antischaummittel wie z. B. Fettsäurepolyglykolester
eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden
können
dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe wie z. B. Antibiotika
hinzugefügt
werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff
oder sauerstoffhaltige Gasmischungen wie z. B. Luft in die Kultur
eingetragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise
bei 25°C
bis 40°C.
Die Kultur wird solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum des gewünschten
Produktes gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb
von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht.
-
Die
so erhaltenen, insbesondere L-Methionin enthaltenden Fermentationsbrühen haben üblicherweise eine
Trockenmasse von 7,5 bis 25 Gew.-% und enthalten L-Methionin. Vorteilhaft
ist ausserdem auch, wenn die Fermentation zumindest am Ende, insbesondere
jedoch über
mindestens 30% der Fermentationsdauer zuckerlimitiert gefahren wird.
Das heißt,
dass während
dieser Zeit die Konzentration an verwertbarem Zucker im Fermentationsmedium
auf ≥ 0 bis
3 g/l abgesenkt wird.
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Die
in dieser Weise hergestellte, insbesondere L-Methionin haltige, Fermentationsbrühe wird
anschließend
weiterverarbeitet. Je nach Anforderung kann die Biomasse ganz oder
teilweise durch Separationsmethoden wie z. B. der Zentrifugation,
der Filtration, dem Dekantieren oder einer Kombination hieraus aus
der Fermentationsbrühe
entfernt oder vollständig
in ihr belassen werden. Anschließend wird diese mit bekannten
Methoden wie z. B. mit Hilfe eines Rotationsverdampfers, Dünnschichtverdampfers,
Fallfilmverdampfers, durch Umkehrosmose, oder durch Nanofiltration
eingedickt beziehungsweise konzentriert. Diese auf konzentrierte Fermentationsbrühe kann
anschließend
durch Methoden der Gefriertrocknung, der Sprühtrocknung, der Sprühgranulation
oder durch anderweitige Verfahren zu einem vorzugsweise rieselfähigen, feinteiligen
Pulver aufgearbeitet werden.
-
Dieses
rieselfähige,
feinteilige Pulver kann dann wiederum durch geeignete Kompaktier-
oder Granulier-Verfahren
in ein grobkörniges,
gut rieselfähiges,
lagerbares und weitgehend staubfreies Produkt überführt werden. Vorteilhaft bei
der Granulation oder Kompaktierung ist der Einsatz von üblichen
organischen oder anorganischen Hilfsstoffen, beziehungsweise Trägern wie
Stärke,
Gelatine, Cellulosederivaten oder ähnlichen Stoffen, wie sie üblicherweise
in der Lebensmittel- oder Futterverarbeitung als Binde-, Gelier-,
oder Verdickungsmittel Verwendung finden, oder von weiteren Stoffen
wie zum Beispiel Kieselsäuren,
Silikaten oder Stearaten.
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Unter "rieselfähig" versteht man Pulver,
die aus einer Serie von Glasauslaufgefäßen mit verschieden grossen
Auslauföffnungen
aus dem Gefäß mit der Öffnung 5
mm (Millimeter) ungehindert auslaufen (Klein, Seifen, Öle, Fette,
Wachse 94, 12 (1968)).
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Wie
hier beschrieben, ist mit "feinteilig", ein Pulver mit überwiegendem
Anteil (> 50%) einer
Korngröße von 20
bis 200 μm
Durchmesser gemeint. Mit "grobkörnig" sind Produkte mit überwiegendem
Anteil (> 50%) einer
Korngröße von 200
bis 2000 μm
Durchmesser gemeint. In diesem Sinne, bedeutet "staubfrei", dass das Produkt lediglich geringe
Anteile (< 5%)
an Körngrößen unter
20 μm Durchmesser
enthält.
Die Korngrößenbestimmung
kann mit Methoden der Laserbeugungsspektrometrie durchgeführt werden.
Die entsprechenden Methoden sind im Lehrbuch zur "Teilchengrößenmessung
in der Laborpraxis" von
R. H. Müller
und R. Schuhmann, Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart
(1996) oder im Lehrbuch "Introduction
to Particle Technology" von
M. Rhodes, Verlag Wiley & Sons
(1998) beschrieben.
-
"Lagerbar", im Sinne dieser
Erfindung, bedeutet ein Produkt, das bis zu 120 Tagen, bevorzugt
bis 52 Wochen, besonders bevorzugt 60 Monate gelagert werden kann
ohne das ein wesentlicher Verlust (< 5%) an Methionin auftritt.
-
Alternativ
kann das Produkt aber auch auf einen in der Futtermittelverarbeitung
bekannten und üblichen
organischen oder anorganischen Trägerstoff wie zum Beispiel Kieselsäuren, Silikate,
Schrote, Kleien, Mehle, Stärken,
Zucker oder andere aufgezogen und/oder mit üblichen Verdickungs- oder Bindemitteln
vermischt und stabilisiert werden. Anwendungsbeispiele und Verfahren
hierzu sind in der Literatur (Die Mühle + Mischfuttertechnik 132
(1995) 49, Seite 817) beschrieben.
-
Schließlich kann
das Produkt durch Beschichtungsverfahren ("Coating") mit Filmbildnern, wie beispielsweise
Metallcarbonaten, Kieselsäuren,
Silikaten, Alginaten, Stearaten, Stärken, Gummis und Celluloseethern,
wie in der DE-C-41 00 920 beschrieben, in einen Zustand gebracht
werden, in dem es stabil gegenüber
der Verdauung durch Tiermägen,
insbesondere dem Magen von Wiederkäuern ist.
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Wird
die Biomasse während
des Verfahrens abgetrennt, werden im allgemeinen weitere, zum Beispiel während der
Fermentation zugesetzte anorganische Feststoffe entfernt. Daneben
enthält
der erfindungsgemäße Tierfuttermittelzusatz
zumindest den überwiegenden
Teil der in der Fermentationsbrühe
gelöst
vorliegenden, weiteren gebildeten oder zugesetzten, insbesondere
organische Stoffe, soweit sie nicht durch geeignete Verfahren abgetrennt
wurden.
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In
einem Aspekt der Erfindung kann die Biomasse bis zu 70%, bevorzugt
bis zu 80%, bevorzugt bis zu 90%, bevorzugt bis zu 95%, und besonders
bevorzugt bis zu 100% abgetrennt werden. In einem weiteren Aspekt
der Erfindung werden bis zu 20% der Biomasse, bevorzugt bis zu 15%,
bevorzugt bis zu 10%, bevorzugt bis zu 5%, besonders bevorzugt keine
Biomasse abgetrennt.
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Zu
diesen organischen Stoffen gehören
organische Nebenprodukte, die von den bei der Fermentation eingesetzten
Mikroorganismen. gegebenenfalls neben dem L-Methionin erzeugt und
gegebenenfalls ausgeschieden werden. Dazu zählen L-Aminosäuren, ausgewählt aus
der Gruppe L-Lysin, L-Valin, L-Threonin, L-Alanin oder L-Tryptophan. Dazu
zählen
Vitamine ausgewählt
aus der Gruppe Vitamin B1 (Thiamin), Vitamin B2 (Riboflavin), Vitamin
B5 (Pantothensäure),
Vitamin B6 (Pyridoxin), Vitamin B12 (Cyanocobalamin), Nicotinsäure/Nicotinsäureamid
und Vitamin E (Tocopherol). Dazu gehören weiterhin organische Säuren, die
ein bis drei Carboxyl-Gruppen tragen wie zum Beispiel Essigsäure, Milchsäure, Zitronensäure, Äpfelsäure oder
Fumarsäure.
Schließlich
gehören
dazu auch Zucker, wie zum Beispiel Trehalose. Diese Verbindungen
sind gegebenenfalls erwünscht,
wenn sie den Nährwert
des Produktes verbessern.
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Diese
organischen Stoffe einschließlich
des L-Methionins
und/oder D-Methionins und/oder des racemischen Gemisches D,L-Methionin
können
auch je nach Anforderung während
eines geeigneten Verfahrensschrittes als Konzentrat oder Reinsubstanz
in fester oder flüssiger
Form hinzugefügt
werden. Diese genannten organischen Stoffe können einzeln oder als Mischungen
zur erhaltenen oder auf konzentrierten Fermentationsbrühe, oder
auch während
des Trocknungs- oder Granulationsprozesses hinzugefügt werden.
Es ist gleichfalls möglich,
einen organischen Stoff oder eine Mischung mehrerer organischer
Stoffe zur Fermentationsbrühe
und einen weiteren organischen Stoff oder eine weitere Mischung
mehrerer organischer Stoffe bei einem späteren Verfahrensschritt, beispielsweise
der Granulation, hinzuzufügen.
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Das
oben beschriebene Produkt ist als Futtermittelzusatz, d. h. Futterzusatz,
für die Tierernährung geeignet.
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Der
L-Methionin-Gehalt des Tierfuttermittelzusatzes beträgt üblicherweise
1 Gew.-% bis 80 Gew.-%, bevorzugt 2 Gew.-% bis 80 Gew.-%, besonders
bevorzugt 4 Gew.-% bis 80 Gew.-% und ganz besonders bevorzugt 8
Gew.-% bis 80 Gew-%, bezogen auf die Trockenmasse des Tierfuttermittelzusatzes.
Gehalte von 1 Gew.-% bis 60 Gew.-%, 2 Gew.-% bis 60 Gew.-%, 4 Gew.-%
bis 60 Gew.-%, 6 Gew.-% bis 60 Gew.-%, 1 Gew.-% bis 40 Gew.-%, 2
Gew.-% bis 40 Gew.-%
oder 4 Gew.-% bis 40 Gew.-% sind gleichfalls möglich. Der Wassergehalt des
Futtermittelzusatzes beträgt üblicherweise
bis zu 5 Gew.-%, bevorzugt bis zu 4 Gew.-%, und besonders bevorzugt
weniger als 2 Gew.-%.
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Ein
weiterer Gegenstand der Erfindung ist dementsprechend ein Verfahren
zur Herstellung eines L-Methionin-haltigen
Tierfuttermittelzusatzes aus Fermentationsbrühen, gekennzeichnet durch die
Schritte
- a) Kultivierung und Fermentation eines
L-Methionin produzierenden Mikroorganismus in einem Fermentationsmedium;
- b) Entfernung von Wasser aus der L-Methionin-haltigen Fermentationsbrühe (Aufkonzentration);
- c) Entfernung der während
der Fermentation gebildeten Biomasse in einer Menge von 0 bis 100
Gew.-%; und
- d) Trocknung der gemäß a) und/oder
b) erhaltenen Fermentationsbrühe,
um den Tierfuttermittelzusatz in der gewünschten Pulver- oder Granulatform
zu erhalten.
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Wenn
erwünscht,
können
in dem erfindungsgemäßen Verfahren
weiterhin einer oder mehrere der folgenden Schritte durchgeführt werden:
- e) Zusatz von einem oder mehreren der organischen
Stoffe, einschließlich
L-Methionin und/oder D-Methionin
und/oder des racemischen Gemisches D,L-Methionin, zu den gemäß a), b)
und/oder c) erhaltenen Produkten;
- f) Zugabe von Hilfstoffen, ausgewählt aus der Gruppe Kieselsäuren, Silikate,
Stearate, Schrot und Kleie, zu den nach a) bis d) erhaltenen Stoffen
zur Stabilisierung und Erhöhung
der Lagerfähigkeit;
oder
- g) Überführung der
nach a) bis e) erhaltenen Stoffe in eine gegenüber einem Tiermagen, insbesondere Pansen,
stabile Form durch Beschichtung ("Coating") mit Filmbildnern.
-
Methoden
zur Bestimmung von L-Aminosäuren
sind aus dem Stand der Technik bekannt. Die Analyse kann zum Beispiel
so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958), 1190)
beschrieben durch Ionenaustausch-Chromatographie mit anschließender Ninhydrin-Derivatisierung
erfolgen, oder sie kann durch Reversed-phase-HPLC erfolgen, so wie
bei Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167–1174) beschrieben.
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Das
erfindungsgemäße Verfahren
dient zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren.
-
Die
vorliegende Erfindung wird im folgenden anhand von Ausführungsbeispielen
näher erläutert.
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Der
folgende Mikroorganismus wurde als Reinkultur am 18. Mai 2001 bei
der Deutschen Sammlung für
Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ), Braunschweig, gemäß dem Budapester
Vertrag hinterlegt: Escherichia coli DH5amcr/pEC-XK99sahHalex als
DSM 14316.
-
Die
Isolierung von Plasmid-DNA aus Escherichia coli sowie alle Techniken
zur Restriktion, Klenow- und alkalische Phosphatasebehandlung wurden
nach dem Verfahren von Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory
Manual (1989) Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor,
NY, USA) durchgeführt. Methoden
zur Transformation von Escherichia coli sind ebenfalls in diesem
Handbuch beschrieben.
-
Die
Zusammensetzung gängiger
Nährmedien
wie LB- oder TY-Medium kann ebenfalls dem Handbuch von Sambrook
et al. entnommen werden.
-
Beispiel 1
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Herstellung
einer genomischen Cosmid-Genbank aus Corynebacterium glutamicum
ATCC 13032
-
Chromosomale
DNA aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 wurde wie bei Tauch
et al. (1995, Plasmid 33: 168–179)
beschrieben isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Code-Nr.
27-0913–02) partiell
gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit alkalischer Phosphatase
aus Shrimp (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung
SAP, Code-Nr. 1758250) dephosphoryliert. Die DNA des Cosmid-Vektors SuperCosl
(Wahl et al. (1987) Proceedings of the National Academy of Sciences
USA 84: 2160–2164),
bezogen von der Firma Stratagene (La Jolla, USA, Produktbeschreibung
SuperCosl Cosmid Vektor Kit, Code-Nr. 251301) wurde mit dem Restriktionsenzym
XbaI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung
XbaI, Code-Nr. 27-0948-02)
gespalten und ebenfalls mit alkalischer Phosphatase aus Shrimp dephosphoryliert.
-
Anschließend wurde
die Cosmid-DNA mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Code-Nr. 27-0868-04) gespalten.
Die auf diese Weise behandelte Cosmid-DNA wurde mit der behandelten
ATCC13032-DNA gemischt und der Ansatz mit T4-DNA-Ligase (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase,
Code-Nr. 27-0870-04) behandelt. Das Ligationsgemisch wurde anschließend mit
Hilfe des Gigapack II XL Packing Extract (Stratagene, La Jolla,
USA, Produktbeschreibung Gigapack II XL Packing Extract, Code-Nr. 200217)
in Phagen verpackt.
-
Zur
Infektion des E. coli Stammes NM554 (Raleigh et al. 1988, Nucleic
Acid Research 16: 1563–1575) wurden
die Zellen in 10 mM MgSO4 aufgenommen und
mit einem Aliquot der Phagensuspension vermischt. Infektion und
Titerung der Cosmidbank wurden wie bei Sambrook et al. (1989, Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei
die Zellen auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1: 190) mit 100
mg/l Ampicillin ausplattiert wurden. Nach Inkubation über Nacht
bei 37°C
wurden rekombinante Einzelklone selektioniert.
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Beispiel 2
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Isolierung
und Sequenzierung des sahH-Gens
-
Die
Cosmid-DNA einer Einzelkolonie wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep
Kit (Produkt-Nr. 27106, Qiagen, Hilden, Deutschland) nach Herstellerangaben
isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia,
Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Produkt-Nr. 27-0913-02)
partiell gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit alkalischer Phosphatase
aus Shrimp (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung
SAP, Produkt-Nr. 1758250) dephosphoryliert. Nach gelelektrophoretischer
Auftrennung erfolgte die Isolierung der Cosmidfragmente im Größenbereich
von 1500 bis 2000 bp mit dem QiaExII Gel Extraction Kit (Produkt-Nr.
20021, Qiagen, Hilden, Deutschland).
-
Die
DNA des Sequenziervektors pZero-I, bezogen von der Firma Invitrogen
(Groningen, Niederlande, Produktbeschreibung Zero Background Cloning
Kit, Produkt-Nr. K2500-01), wurde mit dem Restriktionsenzym BamHI
(Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung
BamHI, Produkt-Nr. 27-0868-04) gespalten. Die Ligation der Cosmidfragmente
in den Sequenziervektor pZero-1 wurde wie von Sambrook et al. (1989,
Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben
durchgeführt,
wobei das DNA-Gemisch
mit T4-Ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg, Deutschland) über Nacht
inkubiert wurde. Dieses Ligationsgemisch wurde anschließend in
den E. coli Stamm DH5aMCR (Grant, 1990, Proceedings of the National
Academy of Sciences U.S.A., 87: 4645–4649) elektroporiert (Tauch
et al. 1994, FEMS Microbiol Letters, 123: 343-7) und auf LB-Agar
(Lennox, 1955, Virology, 1: 190) mit 50 mg/l Zeocin ausplattiert.
-
Die
Plasmidpräparation
der rekombinanten Klone erfolgte mit dem Biorobot 9600 (Produkt-Nr.
900200, Qiagen, Hilden, Deutschland). Die Sequenzierung erfolgte
nach der Didesoxy-Kettenabbruchmethode von Sanger et al. (1977,
Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A., 74: 5463–5467) mit
Modifikationen nach Zimmermann et al. (1990, Nucleic Acids Research,
18: 1067). Es wurde der "RR
dRhodamin Terminator Cycle Sequencing Kit" von PE Applied Biosystems (Produkt-Nr.
-
403044,
Weiterstadt, Deutschland) verwendet. Die gelelektrophoretische Auftrennung
und Analyse der Sequenzierreaktion erfolgte in einem "Rotiphorese NF Acrylamid/Bisacrylamid" Gel (29: 1) (Produkt-Nr. A124.1,
Roth, Karlsruhe, Deutschland) mit dem "ABI Prism 377" Sequenziergerät von PE Applied Biosystems (Weiterstadt,
Deutschland).
-
Die
erhaltenen Rohsequenzdaten wurden anschließend unter Anwendung des Staden-Programmpakets
(1986, Nucleic Acids Research, 14: 217–231), Version 97–0 prozessiert.
Die Einzelsequenzen der pZero1-Derivate wurden zu. einem zusammenhängenden
Contig zusammengestellt. Die computergestützte Codierbereichsanalyse
wurde mit dem Programm XNIP (Staden, 1986, Nucleic Acids Research,
14: 217–231) angefertigt.
-
Die
erhaltene Nukleotidsequenz ist in SEQ ID No. 1 dargestellt. Die
Analyse der Nukleotidsequenz ergab ein offenes Leseraster von 1497
Basenpaaren, welches als sahH-Gen bezeichnet wurde. Das sahH-Gen codiert
für ein
Protein von 498 Aminosäuren.
-
Beispiel 3
-
Herstellung
eines Shuttle-Expressionsvektors pEC-XK99EsahHex zur Verstärkung des
sahH-Gens in C. glutamicum
-
Klonierung des sahH-Gens
-
Aus
dem Stamm ATCC 13032 wird nach dem Verfahren von Eikmanns et al.
(Microbiology 140: 1817–1828
(1994)) chromosomale DNA isoliert. Auf Grundlage der Sequenz des
für C.
glutamicum bekannten sahH-Gens aus Beispiel 2 wurden die folgenden
Oligonukleotide für
die Polymerasekettenreaktion gewählt (siehe
SEQ ID No. 3 und SEQ ID No. 4):
sahHex1:
5' gt ggt acc-ttc ggt
gtc cac tcc aac at 3'
sahHex2:
5' ca tct aga-tag gcg
ctg tcg gtg agg tc 3'
-
Die
gezeigten Primer wurden von der Firma MWG-Biotech AG (Ebersberg,
Deutschland) synthetisiert, und die PCR-Reaktion wurde nach dem Standard-PCR-Verfahren
von Innis et al. (PCR protocols. A guide to methods and applications,
1990, Academic Press) mit der Pwo-Polymerase von Roche Diagnostics GmbH (Mannheim,
Deutschland) durchgeführt.
Mit Hilfe der Polymerasekettenreaktion gestatten die Primer die
Amplifikation eines ca. 1,7 kb großen DNA-Fragments, das das
sahH-Gen trägt.
Weiterhin enthält
der Primer sahHexl die Sequenz für
die Schnittstelle der Restriktionsendonuklease KpnI und der Primer
sahHex2 die Schnittstelle der Restriktionsendonuklease XbaI, die
jeweils zur Kennzeichnung in der oben gezeigten Nukleotidsequenz
unterstrichen sind.
-
Das
ca. 1,7 kb große
sahH-Fragment wurde mit den Restriktionsendonukleasen KpnI und XbaI
geschnitten und danach aus dem Agarosegel mit dem QiaExII Gel Extraction
Kit (Produkt-Nr. 20021, Qiagen, Hilden, Deutschland) isoliert.
-
Konstruktion des Shuttle-Vektors
pEC-XK99E
-
Der
E. coli/C. glutamicum-Shuttle-Vektor pEC-XK99E wurde nach dem Stand
der Technik konstruiert. Der Vektor enthält den Replikationsbereich
rep des Plasmids pGAI, einschließlich des Replikationseffektors per
(US-A- 5.175.108;
Nesvera et al., Journal of Bacteriology 179, 1525–1532 (1997)),
das Kanamycinresistenz-Gen aph(3')-IIa
aus Escherichia coli (Beck et al., (1982), Gene 19: 327–336), den
Replikationsursprung des trc- Promotors,
die Terminationsbereiche T1 und T2, das lacIq-Gen
(Repressor des lac-Operons von E. coli) sowie eine Mehrfachklonierungsstelle
(mcs) (Norrander, J.M. et al., Gene 26, 101–106 (1983)) des Plasmids pTRC99A
(Amann et al., (1988), Gene 69: 301–315).
-
Der
konstruierte E. coli/C. glutamicum-Shuttle-Vektor pEC-XK99E wurde
mittels Elektroporation (Liebl et al., 1989, FEMS Microbiology Letters,
53: 299–303)
in C. glutamicum DSM5715 überführt. Die
Selektion der Transformanten erfolgte auf LBHIS-Agar mit 18,5 g/l
Hirn-Herz-Infusionsbrühe,
0,5 M Sorbitol, 5 g/l Bacto-Trypton,
2,5 g/l Bacto-Hefeextrakt, 5 g/l NaCl und 18 g/l Bacto-Agar, der
mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war. Die Inkubation
erfolgte über
einen Zeitraum von 2 Tagen bei 33°C.
-
Plasmid-DNA
wurde mit herkömmlichen
Verfahren (Peters-Wendisch
et al., 1998, Microbiology 144, 915–927) aus einem Transformanten
isoliert und mit der Restriktionsendonuklease HindIII geschnitten,
und das Plasmid wurde durch anschließende Agarosegelelektrophorese überprüft.
-
Das
auf diese Weise erhaltene Plasmidkonstrukt wurde mit pECXK99E bezeichnet
(1). Der durch Elektroporation des Plasmids pEC-XK99E
in den C. glutamicum-Stamm
DSM5715 erhaltene Stamm wurde mit DSM5715/pEC-XK99E bezeichnet und als DSM13455 bei
der Deutschen Sammlung für
Mikroorganismen und Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland)
gemäß dem Budapester
Vertrag hinterlegt.
-
Klonierung von sahH in
den E. coli/C. glutamicum-Shuttle-Vektor
pEC-XK99E
-
Als
Vektor wurde der in Beispiel 3.2 beschriebene E. coli/C. glutamicum-Shuttle-Vektor
pEC-XK99E verwendet. DNA dieses Plasmids wurde mit den Restriktionsenzymen
KpnI und XbaI vollständig
geschnitten und anschließend
mit alkalischer Phosphatase aus Shrimp (Roche Diagnostics GmbH,
Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Produkt-Nr. 1758250)
dephosphoryliert.
-
Das
in Beispiel 3.1 beschriebene, mittels PCR gewonnene und mit den
Restriktionsendonukleasen KpnI und XbaI restriktionsverdaute 1,7
kb große
sahH-Fragment wurde mit dem Vektor pEC-XK99E gemischt, und der Ansatz
wurde mit T4-DNA-Ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase, Code-Nr. 27-0870-04) behandelt. Der Ligationsansatz
wurde in den E. coli-Stamm DH5amcr transformiert (Hanahan, In: DNA
cloning. A practical approach. Bd. I. IRL-Press, Oxford, Washington DC,
USA). Die Selektion plasmidtragender Zellen erfolgte durch Ausplattieren
des Transformaionsansatzes auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology,
1:190) mit 50 mg/l Kanamycin. Nach Inkubation über Nacht bei 37°C wurden
rekombinante Einzelklone selektioniert. Plasmid-DNA wurde mit dem
Qiaprep Spin Miniprep Kit (Produkt-Nr. 27106, Qiagen, Hilden, Deutschland)
gemäß Herstellerangaben
aus einem Transformanten isoliert und mit den Restriktionsenzymen
KpnI und XbaI geschnitten, um das Plasmid durch anschließende Agarosegelelektrophorese
zu überprüfen. Das
erhaltene Plasmid wurde mit pEC-XK99EsahHalex bezeichnet und ist in 2 dargestellt.
-
Beispiel 4
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Transformation des Stamms
DSM5715 mit dem Plasmid pEC-XK99EsahHalex
-
Der
Stamm DSM5715 wurde mit dem Plasmid pEC-XK99EsahHalex unter Verwendung des von
Liebl et al., (FEMS Microbiology Letters, 53: 299–303 (1989))
beschriebenen Elektroporationsverfahrens transformiert.
-
Die
Selektion der Transformanten erfolgte auf LBHIS-Agar mit 18,5 g/l Hirn-Herz-Infusionsbrühe, 0,5 M
Sorbitol, 5 g/l Bacto-Trypton, 2,5 g/l Bacto-Hefeextrakt, 5 g/l NaCl und 18 g/l Bacto-Agar,
der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war. Die Inkubation
erfolgte über
einen Zeitraum von 2 Tagen bei 33°C.
-
Plasmid-DNA
wurde mit herkömmlichen
Verfahren (Peters-Wendisch et al., 1998, Microbiology 144, 915–927) aus
einem Transformanten isoliert und mit den Restriktionsendonukleasen
KpnI und XbaI geschnitten, und das Plasmid wurde durch anschließende Agarosegelelektrophorese überprüft. Der
erhaltene Stamm wurde mit DSM5715/pEC-XK99EsahHexl bezeichnet.
-
Beispiel 5
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Herstellung von Lysin
-
Der
in Beispiel 4 erhaltene C. glutamicum-Stamm DSM5715/pEC-XK99EsahHalex
wurde in einem für die
Produktion von Lysin geeigneten Nährmedium kultiviert und der
Lysingehalt im Kulturüberstand
bestimmt.
-
Hierzu
wurde der Stamm zunächst
24 Stunden bei 33°C
auf einer Agarplatte mit dem entsprechenden Antibiotikum (Hirn-Herz-Agar
mit Kanamycin (25 mg/l)) inkubiert. Ausgehend von dieser Agarplattenkultur
wurde eine Vorkultur angeimpft (10 ml Medium in einem 100-ml Erlenmeyerkolben).
Als Medium für
die Vorkultur wurde das Vollmedium CgIII verwendet.
-
-
-
Der
pH-Wert wurde auf pH 7,4 eingestellt.
-
Hierzu
wurde Kanamycin (25 mg/l) hinzugefügt. Die Vorkultur wurde 16
Stunden bei 33°C
und 240 UpM auf einem Schüttelgerät inkubiert.
Mit dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur angeimpft, so daß der Ausgangswert
der OD (660 nm) der Hauptkultur bei 0,1 lag. Für die Hauptkultur wurde das
Medium MM verwendet. Medium
MM
-
CSL,
MOPS und die Salzlösung
wurden mit Ammoniakwasser auf pH 7 gebracht und autoklaviert. Anschließend wurden
die sterilen Substrat- und Vitaminlösungen ebenso wie das in trockenem
Zustand autoklavierte CaCO3 zugegeben.
-
Die
Kultivierung wird in einem Volumen von 10 ml in einem 100-ml Erlenmeyerkolben
mit Schikanen durchgeführt.
Nach Zugabe von Kanamycin (25 mg/l) wurde die Kultivierung bei 33°C und einer
Luftfeuchtigkeit von 80% durchgeführt.
-
Nach
48 Stunden wurde der OD-Wert bei einer Meßwellenlänge von 660 nm mit dem Biomek
1000 (Beckmann Instruments GmbH, München) bestimmt. Die Menge
an gebildetem Lysin wurde mit einem Aminosäureanalysegerät der Firma
Eppendorf-BioTronik (Hamburg, Deutschland) mittels Ionenaustauschchromatographie
und Nachsäulenderivatisierung
mit Ninhydrinnachweis bestimmt.
-
Das
Ergebnis des Experiments ist in Tabelle 1 gezeigt.
-
-
Kurze
Beschreibung der Figuren:
-
1:
Karte des Plasmids pEC-XK99E.
-
2:
Karte des Plasmids pEC-XK99EsahHalex.
-
Die
verwendeten Abkürzungen
und Bezeichnungen haben die folgende Bedeutung:
Kan: Kanamycinresistenz-Gen
aph(3')-IIa aus
Escherichia coli
HindIII Schnittstelle des Restriktionsenzyms
HindIII
XbaI Schnittstelle des Restriktionsenzyms XbaI
KpnI
Schnittstelle des Restriktionsenzyms KpnI
Ptrc trc-Promotor
T1
Terminationsbereich T1
T2 Terminationsbereich T2
per Replikationseffektor
per
rep Replikationsbereich rep des Plasmids pGA1
lacIq
lacIq-Repressor des lac-Operons von Escherichia coli
sahH Kloniertes
sahH-Gen
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