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GEBIET DER
ERFINDUNG
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Gegenstand
der Erfindung sind Nukleotidsequenzen aus coryneformen Bakterien
bereit, die für
das cstA-Gen codieren sowie ein Verfahren zur fermentativen Herstellung
von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, unter Verwendung der Bakterien, in denen das
cstA-Gen überexprimiert
ist.
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STAND DER
TECHNIK
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L-Aminosäuren, insbesondere
L-Lysin, finden in der Humanmedizin und in der pharmazeutischen
Industrie, in der Lebensmittelindustrie und ganz besonders in der
Tierernährung
Anwendung.
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Es
ist bekannt, dass Aminosäuren
durch Fermentation von Stämmen
coryneformer Bakterien, insbesondere Corynebacterium glutamicum,
hergestellt werden. Wegen der großen Bedeutung wird ständig an
der Verbesserung der Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen
können
fermentationstechnische Maßnahmen,
wie zum Beispiel Rührung
und Versorgung mit Sauerstoff, oder die Zusammensetzung der Nährmedien,
wie zum Beispiel die Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder
die Aufarbeitung zur Produktform durch zum Beispiel Ionenaustauschchromatographie
oder die intrinsischen Leistungseigenschaften des Mikroorganismus
selbst betreffen.
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Zur
Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser Mikroorganismen werden
Methoden der Mutagenese, Selektion und Mutantenauswahl angewendet.
Auf diese Weise erhält
man Stämme,
die resistent gegen Antimetabolite oder auxotroph für regulatorisch
bedeutsame Metabolite sind und die Aminosäuren produzieren.
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Seit
einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der re kombinanten DNA-Technik
zur Stammverbesserung von L-Aminosäure produzierenden
Stämmen
von Corynebacterium eingesetzt, indem man einzelne Aminosäure-Biosynthesegene
amplifiziert und die Auswirkung auf die Aminosäure-Produktion untersucht.
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AUFGABE DER
ERFINDUNG
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Werden
im Folgenden L-Aminosäuren
oder Aminosäuren
erwähnt,
sind damit eine oder mehrere Aminosäuren einschließlich ihrer
Salze, ausgewählt
aus der Gruppe, bestehend aus L-Asparagin, L-Threonin, L-Serin,
L-Glutamat, L-Glycin, L-Alanin, L-Cystein, L-Valin, L-Methionin, L-Isoleucin,
L-Leucin, L-Tyrosin, L-Phenylalanin, L-Histidin, L-Lysin, L-Tryptophan
und L-Arginin gemeint.
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Die
Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt, neue Maßnahmen
zur verbesserten fermentativen Herstellung von Aminosäuren, insbesondere
L-Lysin, bereitzustellen.
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KURZDARSTELLUNG
DER ERFINDUNG
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Wenn
im Folgenden Lysin oder L-Lysin erwähnt werden, sind damit nicht
nur die Basen, sondern auch die Salze, wie z. B. Lysin-Monohydrochlorid
oder Lysin-Sulfat, gemeint.
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Gegenstand
der Erfindung ist ein isoliertes Polynukleotid aus coryneformen
Bakterien, enthaltend eine für
das cstA-Gen codierende Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus
der Gruppe, bestehend aus
einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid
codiert, welches eine Aminosäuresequenz
umfasst, die zu wenigstens 91 % mit der Aminosäuresequenz in SEQ ID No. 2
identisch ist,
wobei das Polypeptid die Aktivität des Kohlenstoff mangelproteins
A aufweist.
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Gegenstand
der Erfindung ist ebenfalls das oben genannte Polynukleotid, wobei
es sich bevorzugt um eine replizierbare DNA handelt, enthaltend:
- (i) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ ID
No. 1, oder
- (ii) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb
des Bereichs der Degeneration des genetischen Kodes entspricht,
oder
- (iii) mindestens eine Sequenz, die mit der zur Sequenz (i) oder
(ii) komplementären
Sequenz hybridisiert, und wahlweise
- (iv) funktionsneutralen Sinnmutationen in (i).
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Weitere
Gegenstände
sind
ein Polynukleotid enthaltend die Nukleotidsequenz, gezeigt
in SEQ ID No. 1;
ein Polynukleotid, das für ein Polypeptid codiert, welches
die Aminosäuresequenz
wie in SEQ ID No. 2 umfasst;
ein Vektor, enthaltend das erfindungsgemäße Polynukleotid,
insbesondere einen Shuttle-Vektor oder Plasmidvektor, und
als
Wirtszelle dienende coryneforme Bakterien, die den Vektor enthalten
oder in denen das cstA-Gen überexprimiert
ist.
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Gegenstand
der Erfindung sind ebenso Polynukleotide, die im Wesentlichen aus
einer Polynukleotidsequenz bestehen, die durch Screening mittels
Hybridisierung einer entsprechenden Genbank eines coryneformen Bakteriums,
die das vollständige
Gen oder Teile davon enthält,
mit einer Sonde, die die Sequenz des erfindungsgemäßen Polynukleotids
gemäß SEQ ID
No. 1 oder ein Fragment davon enthält und Isolierung der genannten
Polynukleotidsequenz erhältlich
sind.
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Eine
weitere Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von
L-Lysin, bei dem man die folgenden Schritte durchführt:
- a) Fermentation der coryneformen Bakterien,
die das gewünschte
L-Lysin produzieren, wobei diese zusätzlichen Desoxyribonukleinsäuren des
cstA-Gens, umfassend eine für
ein Protein, das mindestens zu 91 % mit der Aminosäuresequenz
der SEQ ID NO: 2 identisch ist und bei dem es sich um ein Kohlenstoffmangelprotein
A handelt, codierende Nukleinsäuresequenz
oder worin dafür
codierende Nukleotidsequenzen überexprimiert
werden;
- b) Anreichung des L-Lysins im Medium oder in den Zellen der
Bakterien und
- c) Isolierung des L-Lysins.
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GENAUE BESCHREIBUNG
DER ERFINDUNG
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Erfindungsgemäße Polynukleotidsequenzen
sind als Hybridisierungssonden für
RNA, cDNA und DNA geeignet, um Nukleinsäuren oder Polynukleotide oder
Gene, die für
das Kohlenstoffmangelprotein A codieren, in voller Länge zu isolieren
oder um solche Nukleinsäuren
oder Polynukleotide oder Gene zu isolieren, die eine hohe Ähnlichkeit
mit der Sequenz des cstA-Gens aufweisen. Sie sind ebenso zum Einbau
in so genannte "Arrays", "Mikroarrays" oder "DNA-Chips" geeignet, um die
entsprechenden Polynukleotide zu detektieren und zu bestimmen.
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Erfindungsgemäße Polynukleotidsequenzen
sind weiterhin als Primer geeignet, mit deren Hilfe mit der Polymerase-Kettenreaktion
(PCR) DNA von Genen hergestellt werden kann, die für das Kohlenstoffmangelprotein
A codieren.
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Solche
als Sonden oder Primer dienende Oligonukleotide umfassen mindestens
30, bevorzugt mindestens 20, ganz besonders bevorzugt mindestens
15 aufeinander folgende Nukleotide. Geeignet sind ebenfalls Oligonukleotide
mit einer Länge
von mindestens 40 oder 50 Nukleotiden. Gegebenenfalls sind auch
Oligonukleotide mit einer Länge
von mindestens 100, 150, 200, 250 oder 300 Nukleotiden geeignet.
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"Isoliert" bedeutet aus seinem
natürlichen
Umfeld herausgetrennt.
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"Polynukleotid" bezieht sich im
Allgemeinen auf Polyribonukleotide und Polydeoxyribonukleotide,
wobei es sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte
RNA oder DNA handeln kann.
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Die
erfindungsgemäßen Polynukleotide
schließen
ein Polynukleotid gemäß SEQ ID
No. 1 oder ein daraus hergestelltes Fragment und auch solche ein,
die zu wenigstens 70 % bis 80 %, vorzugsweise zu wenigstens 81 %
bis 85 %, besonders bevorzugt zu wenigstens 86 % bis 90 % und ganz
besonders bevorzugt zu wenigstens 91 %, 93 %, 95 %, 97 % oder 99
% identisch sind mit dem Polynukleotid gemäß SEQ ID No. 1 oder einem daraus
hergestellten Fragment.
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Unter "Polypeptiden" versteht man Peptide
oder Proteine, die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene
Aminosäuren
umfassen.
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Die
erfindungsgemäßen Polypeptide
schließen
ein Polypeptid gemäß SEQ ID
No. 2, insbesondere solche mit der biologischen Aktivität des Kohlenstoffmangelproteins
A und auch solche ein, die zu wenigstens 70 % bis 80 %, vorzugsweise
zu wenigstens 81 % bis 85 %, besonders bevorzugt zu wenigstens 91
%, 93 %, 95 %, 97 % oder 99 % identisch sind mit dem Polypeptid
gemäß SEQ ID
No. 2 und die genannte Aktivität
aufweisen.
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Die
Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zur fermentativen Herstellung
von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin,
unter Verwendung von coryneformen Bakterien, die insbesondere bereits
Aminosäuren
produzieren, und in denen die für
das cstA-Gen codierenden Nukleotidsequenzen überexprimiert, insbesondere überexprimiert
werden.
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Der
Begriff "Überexpression" beschreibt in diesem
Zusammenhang die Erhöhung
der intrazellulären Aktivität eines
oder mehrerer Enzyme in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechenden
DNA codiert werden, indem man beispielsweise die Kopienzahl des
Gens oder der Gene erhöht,
einen starken Promotor verwendet oder ein Gen verwendet, das für ein entsprechendes
Enzym mit einer hohen Aktivität
codiert und gegebenenfalls diese Maßnahmen kombiniert.
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Durch
die Maßnahmen
der Überexpression,
wird die Aktivität
oder Konzentration des entsprechenden Proteins im Allgemeinen um
mindestens 10 %, 25 %, 50 %, 75 %, 100 %, 150 %, 200 %, 300 %, 400
% oder 500 %, maximal bis 1000 % oder 2000 % bezogen auf die des
Ausgangs-Mikroorganismus
erhöht.
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Die
Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind,
können
L-Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin,
aus Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose
oder aus Glycerin und Ethanol herstellen. Es kann sich um Vertreter
coryneformer Bakterien insbesondere der Gattung Corynebacterium
handeln. Bei der Gattung Corynebacterium ist insbesondere die Art
Corynebacterium glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt für ihre Fähigkeit
bekannt ist, L-Aminosäuren
zu produzieren.
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Geeignete
Stämme
der Gattung Corynebacterium, insbesondere der Art Corynebacterium
glutamicum (C. glutamicum), sind besonders die bekannten Wildtypstämme
Corynebacterium
glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium
acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium thermoaminogenes
FERM BP-1539
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Brevibacterium
flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium
divaricatum ATCC14020
und daraus hergestellte L-Lysin produzierende
Mutanten oder Stämme,
wie beispielsweise
Corynebacterium glutamicum FERM-P 1709
Brevibacterium
flavum FERM-P 1708
Brevibacterium lactofermentum FERM-P 1712
Corynebacterium
glutamicum FERM-P 6463
Corynebacterium glutamicum FERM-P 6464
und
Corynebacterium glutamicum DSM5715.
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Den
Erfindern gelang es, das neue, für
das Kohlenstoffmangelprotein A codierende cstA-Gen von C. glutamicum
zu isolieren.
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Zur
Isolierung des cstA-Gens oder auch anderer Gene von C. glutamicum
wird zunächst
eine Genbank dieses Mikroorganismus in Escherichia coli (E. coli)
angelegt. Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten Lehrbüchern und
Handbüchern
niedergeschrieben. Als Beispiel seien das Lehrbuch von Winnacker:
Gene und Klone, Eine Einführung
in die Gentechnologie [Genes and Clones, An introduction to Genetic Engineering]
(Verlag Chemie, Weinheim, Germany, 1990), oder das Handbuch von Sambrook
et al.: Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor
Laboratory Press, 1989) genannt. Eine sehr bekannte Genbank ist
die des E. coli-K-12-Stammes
W3110, die von Kohara et al. (Cell 50, 495–508 (1987)) in λ-Vektoren angelegt
wurde. Bathe et al. (Molecular and General Genetics, 252: 255–265, 1996)
beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032, die mit Hilfe
des Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings of
the National Academy of Sciences USA, 84: 2160–2164) im E. coli-K-12-Stamm
NM554 (Raleigh et al., 1988, Nucleic Acids Research 16:1563-1575)
angelegt wurde.
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Börmann et
al. (Molecular Microbiology 6(3), 317–326 (1992)) wiederum beschreiben
eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032 unter Verwendung des Cosmides
pHC79 (Hohn und Collins, 1980, Gene 11, 291–298).
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Zur
Herstellung einer Genbank von C. glutamicum in E. coli können auch
Plasmide wie pBR322 (Bolivar, Life Sciences, 25, 807–818 (1979))
oder pUC9 (Vieira et al., 1982, Gene, 19: 259–268) verwendet werden. Als
Wirte eignen sich besonders solche E. coli-Stämme, die restriktions- und
rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der Stamm DH5αmcr, der
von Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences
USA, 87 (1990) 4645–4649)
beschrieben wurde. Die mit Hilfe von Cosmiden klonierten langen DNA-Fragmente
können
anschließend
wiederum in gängige
für die
Sequenzierung geeignete Vektoren subkloniert und anschließend sequenziert
werden, so wie es z. B. bei Sanger et al. (Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America, 74: 5463–5467, 1977)
beschrieben ist.
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Die
erhaltenen DNA-Sequenzen können
dann mit bekannten Algorithmen oder Sequenzanalyse-Programmen wie
z. B. dem von Staden (Nucleic Acids Research 14, 217–232 (1986)),
dem von Marck (Nucleic Acids Research 16, 1829–1836 (1988)) oder dem GCG-Programm
von Butler (Methods of Biochemical Analysis 39, 74–97 (1998))
untersucht werden.
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Auf
diese Weise wurde die für
das cstA-Gen codierende neue DNA-Sequenz von C. glutamicum erhalten,
die als SEQ ID No. 1 Bestandteil der vorliegenden Erfindung ist.
Weiterhin wurde aus der vorliegenden DNA-Sequenz mit den oben beschriebenen
Methoden die Aminosäuresequenz
des entsprechenden Proteins abgeleitet. In SEQ ID No. 2 ist die
sich ergebende Aminosäuresequenz
des cstA-Genproduktes dargestellt.
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Codierende
DNA-Sequenzen, die sich aus SEQ ID No. 1 durch die Degeneriertheit
des genetischen Codes ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
In gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder
Teilen von SEQ ID No. 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung.
In der Fachwelt sind weiterhin konservative Aminosäureaustausche,
wie z. B. Austausch von Glycin gegen Alanin oder von Asparaginsäure gegen
Glutaminsäure
in Proteinen als "Sinnmutationen" (sense mutations)
bekannt, die zu keiner grundsätzlichen
Veränderung
der Aktivität
des Proteins führen,
d. h. funktionsneutral sind. Weiterhin ist bekannt, dass Änderungen
am N- und/oder C-Terminus eines Proteins dessen Funktion nicht wesentlich
beeinträchtigen
oder sogar stabilisieren können.
Angaben hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat
et al. (Journal of Bacteriology 169: 751–757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene
77: 237–251
(1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences 3: 240–247 (1994)),
bei Hochuli et al. (Bio/Technology 6: 1321–1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie. Aminosäuresequenzen, die sich in entsprechender
Weise aus SEQ ID No. 2 ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
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In
gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder Teilen
von SEQ ID No. 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung. Schließlich sind
DNA-Sequenzen Bestandteil der Erfindung, die durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
unter Verwendung von Primern hergestellt werden, die sich aus SEQ
ID No. 1 ergeben. Derartige Oligonukleotide haben typischerweise
eine Länge
von mindestens 15 Nukleotiden.
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Anleitungen
zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels Hybridisierung findet
der Fachmann unter anderem im Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter
Hybridization" von
Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebl
et al. (International Journal of Systematic Bacteriology (1991)
41: 255–260).
Die Hybridisierung findet unter stringenten Bedingungen statt, das
heißt,
es werden nur Hybride gebildet, bei denen Sonde und Zielsequenz,
d. h. die mit der Sonde behandelten Polynukleotide, mindestens 70
% identisch sind. Es ist bekannt, dass die Stringenz der Hybridisierung
einschließlich
der Waschschritte durch Variieren der Pufferzusammensetzung, der
Temperatur und der Salzkonzentration beeinflusst oder bestimmt wird.
Die Hybridisierungsreaktion wird vorzugsweise bei relativ niedriger
Stringenz im Vergleich zu den Waschschritten durchgeführt (Hybaid
Hybridisation Guide, Hybaid Limited, Teddington, Großbritannien, 1996).
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Für die Hybridisierungsreaktion
kann beispielsweise ein 5x SSC-Puffer bei einer Temperatur von ca. 50–68 °C eingesetzt
werden. Dabei können
Sonden auch mit Polynukleotiden hybridisieren, die weniger als 70
% Identität
zur Sequenz der Sonde aufweisen. Solche Hybride sind weniger stabil
und werden durch Waschen unter stringenten Bedingungen entfernt.
Dies kann beispielsweise durch Senken der Salzkonzentration auf
2x SSC und gegebenenfalls nachfolgend 0,5x SSC (The DIG System Users
Guide for Filter Hybridisation, Boehringer Mannheim, Mannheim, Deutschland,
1995) erreicht werden, wobei eine Temperatur von etwa 50–68 °C eingestellt
wird.
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Es
ist gegebenenfalls möglich,
die Salzkonzentration auf 0,1x SSC zu senken. Durch schrittweise
Erhöhung
der Hybridisierungstemperatur in Schritten von ca. 1–2 °C können Polynukleotidfragmente
isoliert werden, die beispielsweise mindestens 70 % oder mindestens
80 % oder mindestens 90 % bis 95 % Identität zur Sequenz der eingesetzten
Sonde besitzen. Weitere Anleitungen zur Hybridisierung sind in Form
sogenannter Kits am Markt erhältlich
(z. B. DIG Easy Hyb von Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland,
Katalognr. 1603558).
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Anleitungen
zur Amplifikation von DNA-Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion
(PCR) findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonucleotide
Synthesis: A Practical Approach (IRL Press, Oxford, Großbritannien,
1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg,
Deutschland, 1994).
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Es
hat sich herausgestellt, dass coryneforme Bakterien nach Ausschaltung
des cstA-Gens in verbesserter Weise Aminosäuren, insbesondere L-Lysin,
produzieren.
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Zur
Erzielung einer Überexpression
kann die Kopienzahl der entsprechenden Gene erhöht werden, oder es kann die
Promotor- und Regulationsregion oder die Ribosomenbindungsstelle,
die sich stromaufwärts des
Strukturgens befindet, mutiert werden. In gleicher Weise wirken
Expressionskassetten, die stromaufwärts des Strukturgens eingebaut
werden. Durch induzierbare Promotoren ist es zusätzlich möglich, die Expression im Verlaufe
der fermentativen Lysin-Produktion zu steigern. Durch Maßnahmen
zur Verlängerung
der Lebensdauer der m-RNA wird ebenfalls die Expression verbessert.
Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des Enzymproteins ebenfalls
die Enzymaktivität
verstärkt.
Die Gene oder Genkonstrukts können
entweder in Plasmiden mit unterschiedlicher Kopienzahl vorliegen
oder im Chromosom integriert und amplifiziert sein. Alternativ kann weiterhin
eine Überexpression
der betreffenden Gene durch Veränderung
der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden.
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Anleitungen
hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Martin et al. (Bio/Technology
5, 137–146 (1987)),
bei Guerrero et al. (Gene 138, 35–41 (1994)), Tsuchiya und Morinaga
(Bio/Technology 6, 428–430 (1988)),
bei Eikmanns et al. (Gene 102, 93–98 (1991)), in der Europäischen Patentschrift
0 472 869, im US-Patent 4,601,893, bei Schwarzer und Pühler (Bio/Technology
9, 84–87
(1991)), bei Reinscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology
60, 126–132
(1994)), bei LaBarre et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001–1007 (1993)),
in der Patentanmeldung WO 96/15246, bei Malumbres et al. (Gene 134,
15–24
(1993)), in der Japanischen Offenlegungsschrift JP-A-10-229891,
bei Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58, 191–195 (1998)),
bei Makrides (Microbiological Reviews 60: 512–538 (1996)) und in bekannten
Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie.
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Das
erfindungsgemäße cstA-Gen
wurde beispielhaft mit Hilfe von episomalen Plasmiden überexprimiert.
Als Plasmide eignen sich solche, die in coryneformen Bakterien repliziert
werden. Zahlreiche bekannte Plasmidvektoren wie z. B. pZ1 (Menkel
et al., Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549–554), pEKEx1
(Eikmanns et al., Gene 102: 93–98
(1991)) oder pHS2-1 (Sonnen et al., Gene 107: 69–74 (1991)) beruhen auf den
kryptischen Plasmiden pHM1519, pBL1 oder pGA1. Andere Plasmidvektoren
wie z. B. solche, die auf pCG4 (US-A 4,489,160) oder pNG2 (Serwold-Davis
et al., FEMS Microbiology Lettern 66, 119–124 (1990)) oder pAG1 (US-A
5,158,891) beruhen, können
in gleicher Weise verwendet werden.
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Weiterhin
eignen sich auch solche Plasmidvektoren, mit Hilfe derer man das
Verfahren der Genamplifikation durch Integration in das Chromosom
anwenden kann, so wie es beispielsweise von Reinscheid et al. (Applied
and Environmental Microbiology 60, 126–132 (1994)) zur Duplikation
oder Amplifikation des hom-thrB-Operons beschrieben wurde. Bei dieser
Methode wird das vollständige
Gen in einen Plasmidvektor kloniert, der in einem Wirt (typischerweise
E. coli), nicht aber in C. glutamicum replizieren kann. Als Vektoren kommen
beispielsweise pSUP301 (Simon et al., Bio/Technology 1, 784–791 (1983)),
pK18mob oder pK19mob (Schäfer
et al., Gene 145, 69–73
(1994)), pGEM-T (Promega corporation, Madison, WI, USA), pCR2.1-TOPO (Shuman
(1994), Journal of Biological Chemistry 269:32678-84; US-A 5,487,993),
pCR®Blunt
(Invitrogen, Groningen, Niederlande; Bernard et al., Journal of
Molecular Biology, 234: 534–541
(1993)), pEM1 (Schrumpf et al. 1991, Journal of Bacteriology 173:
4510–4516)
oder pBGS8 (Spratt et al., 1986, Gene 41: 337–342) in Frage. Der Plasmidvektor,
der das zu amplifizierende Gen enthält, wird anschließend durch
Konjugation oder Transformation in den gewünschten Stamm von C. glutamicum überführt. Die
Methode der Konjugation ist beispielsweise bei Schäfer et al.
(Applied and Environmental Microbiology 60, 756–759 (1994)) beschrieben. Methoden
zur Transformation sind beispielsweise bei Thierbach et al. (Applied
Microbiology and Biotechnology 29, 356–362 (1988)), Dunican und Shivnan
(Bio/Technology 7, 1067–1070
(1989)) und Tauch et al. (FEMS Microbiological Letters 123, 343–347 (1994))
beschrieben. Nach homologer Rekombination mittels eines "cross over"-Ereignisses enthält der resultierende
Stamm mindestens zwei Kopien des betreffenden Gens.
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Zusätzlich kann
es für
die Produktion von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin vorteilhaft sein, zusätzlich zum cstA-Gen eines oder
mehrere Enzyme des jeweiligen Biosyntheseweges, der Glykolyse, der
Anaplerotik, des Zitronensäure-Zyklus,
des Pentosephosphat-Zyklus, des Aminosäure-Exports und gegebenenfalls regulatorische Proteine überzuexprimieren.
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So
kann beispielsweise für
die Herstellung von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, eines oder mehrere der Gene, ausgewählt aus
der Gruppe, bestehend aus
- • dem für Dihydrodipicolinat-Synthase
codierenden Gen dapA (EP-B-0 197 335),
- • dem
für Glyceraldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase
codierenden Gen gap (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174:
6075–6086),
- • dem
für Triosephosphat-Isomerase
codierenden Gen tpi (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6075–6086),
- • dem
für Phosphoglycerat-Kinase
codierenden Gen pgk (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6075–6086),
- • dem
für Pyruvat-Carboxylase
codierenden Gen pyc (Peters-Wendisch et al. (Microbiology 144, 915–927 (1998)),
- • dem
für eine
Feedback-resistente Aspartatkinase codierenden Gen lysC (Zugriffsnummer
P26512; EP-B-0387527;
EP-A-0699759),
- • dem
für den
Lysin-Export codierenden Gen LysE (DE-A-19 548 222),
- • dem
für das
Zwa1-Protein codierendem Gen zwa1 ( DE
19959328.0 , DSM 13115)
überexprimiert werden.
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Weiterhin
kann es für
die Produktion von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin, vorteilhaft sein, zusätzlich zur Überexpression des cstA-Gens
eines oder mehrere der Gene, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus
- • dem
für Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase
codierenden Gen pck ( DE 19950409.1 ,
DSM 13047),
- • dem
für Glucose-6-Phosphat-Isomerase
codierenden Gen pgi (US 09/396,478, DSM 12969),
- • dem
für Pyruvatoxidase
codierenden Gen poxB ( DE 1995
1975.7 , DSM 13114),
- • dem
für das
Zwa2-Protein codierenden Gen zwa2 ( DE
19959327.2 , DSM 13113)
auszuschalten.
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Der
Begriff "Ausschaltung" beschreibt in diesem
Zusammenhang die Ausschaltung der intrazellulären Aktivität eines oder mehrerer Enzyme
(Proteine) in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechende
DNA codiert werden, indem man beispielsweise einen schwachen Promotor
verwendet oder ein Gen oder Allel verwendet, das für ein entsprechendes
Enzym mit einer niedrigen Aktivität codiert oder das entsprechende
Gen oder Enzym (Protein) inaktiviert, und gegebenenfalls diese Maßnahmen
kombiniert.
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Durch
Ausschaltungsmaßnahmen
wird die Aktivität
oder Konzentration des entsprechenden Proteins im Allgemeinen auf
0 bis 50 %, 0 bis 25 %, 0 bis 10 % oder 0 bis 5 % Aktivität oder Konzentration
des Wildtyp-Proteins gesenkt.
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Weiterhin
kann es für
die Produktion von Aminosäuren,
insbesondere L-Lysin vorteilhaft sein, neben der Überexpression
des cstA-Gens unerwünschte
Nebenreaktionen auszuschalten (Nakayama: "Breeding of Amino Acid Producing Microorganisms", in: Overproduction
of Micro bial Products, Krumphanzl, Sikyta, Vartek (Hrsg.), Academic
Press, London, Großbritannien,
1982).
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Die
erfindungsgemäß hergestellten
Mikroorganismen können
kontinuierlich oder diskontinuierlich im Batch-Verfahren (Satzkultivierung) oder im
Fed-Batch- (Zulaufverfahren) oder Repeated-Fed-Batch-Verfahren (repetitives
Zulaufverfahren) zum Zwecke der Produktion von Aminosäuren, insbesondere
L-Lysin, kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über bekannte
Kultivierungsmethoden ist im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozesstechnik
1. Einführung
in die Bioverfahrenstechnik [Bioprocess Technology 1. Introduction
to Bioprocess Technology] (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991))
oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen
[Bioreactors and Peripheral Equipment] (Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994))
beschrieben.
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Das
zu verwendende Kulturmedium muss in geeigneter Weise den Ansprüchen der
jeweiligen Stämme
genügen.
Beschreibungen von Kulturmedien für verschiedene Mikroorganismen
sind im Handbuch "Manual
of Methods for General Bacteriology" der American Society for Bacteriology
(Washington D. C., USA, 1981) enthalten.
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Als
Kohlenstoffquelle können
Zucker und Kohlehydrate, wie zum Beispiel Glucose, Saccharose, Lactose,
Fructose, Maltose, Melasse, Stärke
und Cellulose, Öle
und Fette, wie zum Beispiel Sojaöl,
Sonnenblumenöl,
Erdnussöl
und Kokosfett, Fettsäuren,
wie zum Beispiel Palmitinsäure,
Stearinsäure
und Linolsäure,
Alkohole, wie zum Beispiel Glycerol und Ethanol, und organische
Säuren,
wie zum Beispiel Essigsäure,
verwendet werden. Diese Stoffe können
einzeln oder als Mischung verwendet werden.
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Als
Stickstoffquelle können
organische stickstoffhaltige Verbindungen, wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt,
Malzextrakt, Maisquellwasser, Soja bohnenmehl und Harnstoff, oder
anorganische Verbindungen, wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid,
Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat, verwendet
werden. Die Stickstoffquellen können
einzeln oder als Mischung verwendet werden.
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Als
Phosphorquelle können
Phosphorsäure,
Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die
entsprechenden natriumhaltigen Salze verwendet werden. Das Kulturmedium
muss weiterhin Salze von Metallen enthalten, wie zum Beispiel Magnesiumsulfat
oder Eisensulfat, die für
das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe,
wie Aminosäuren
und Vitamine, zusätzlich
zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium
können überdies
geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten Ausgangsstoffe
können
zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in
geeigneter Weise während
der Kultivierung zugefüttert
werden.
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Zur
pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen, wie Natriumhydroxid,
Kaliumhydroxid, Ammoniak oder Ammoniakwasser, oder saure Verbindungen,
wie Phosphorsäure
oder Schwefelsäure,
in geeigneter Weise eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung
können
Antischaummittel, wie zum Beispiel Fettsäurepolyglykolester, eingesetzt
werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium
geeignete selektiv wirkende Stoffe, wie zum Beispiel Antibiotika,
hinzugefügt
werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff
oder sauerstoffhaltige Gasmischungen, wie zum Beispiel Luft, in
die Kultur eingetragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise
bei 20 °C
bis 45 °C
und vorzugsweise bei 25 °C
bis 40 °C.
Die Kultur wird solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum des gewünschten
Produktes gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb
von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht.
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Die
Analyse von Lysin kann durch Ionenaustauschchroma tographie mit anschließender Ninhydrin-Derivatisierung
erfolgen, so wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30,
(1958), 1190) beschrieben.
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Das
erfindungsgemäße Verfahren
dient zur fermentativen Herstellung von Aminsäuren, insbesondere L-Lysin.
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Folgende
Mikroorganismen wurden als Reinkulturen bei der Deutschen Sammlung
für Mikroorganismen
und Zellkulturen (DSMZ = German Collection of Microorganisms and
Cell Cultures, Braunschweig, Deutschland) gemäß Budapester Vertrag hinterlegt:
- • C.
glutamicum-Stamm DSM 5715/pEC-K18mob2 am 20. Januar 2000 als DSM
13245,
- • Escherichia
coli DH5alphamcr/pEC-K18mob2cstAexp am 22. August 2000 als DSM 13671.
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Die
vorliegende Erfindung wird im Folgenden anhand von Ausführungsbeispielen
näher erläutert.
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Die
Isolierung von Plasmid-DNA aus Escherichia coli sowie alle Techniken
zur Restriktion, Klenow- und alkalischen Phosphatasebehandlung wurden
nach Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, 1989,
Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA)
durchgeführt.
Methoden zur Transformation von Escherichia coli sind ebenfalls
in diesem Handbuch beschrieben.
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Die
Zusammensetzung gängiger
Nährmedien,
wie LB- oder TY-Medium kann ebenfalls dem Handbuch von Sambrook
et al. entnommen werden.
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Beispiel 1
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Herstellung einer genomischen
Cosmid-Genbank aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032
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Chromosomale
DNA aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 wurde wie bei Tauch
et al., (1995, Plasmid 33: 168–179)
beschrieben, isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Codenr.
27-0913-02) partiell
gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit Shrimp-alkalischer-Phosphatase
(Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung
SAP, Codenr. 1758250) dephosphoryliert. Die DNA des Cosmid-Vektors SuperCos1
(Wahl et al. (1987), Proceedings of the National Academy of Sciences,
USA 84: 2160–2164),
bezogen von Stratagene (La Jolla, USA, Produktbeschreibung SuperCos1
Cosmid Vektor Kit, Codenr. 251301) wurde mit dem Restriktionsenzym
XbaI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung
XbaI, Codenr. 27-0948-02) gespalten und ebenfalls mit Shrimpalkalischer-Phosphatase
dephosphoryliert.
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Anschließend wurde
die Cosmid-DNA mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Codenr. 27-0868-04) gespalten.
Die auf diese Weise behandelte Cosmid-DNA wurde mit der behandelten
ATCC13032-DNA gemischt und der Ansatz mit T4-DNA-Ligase (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase,
Codenr.27-0870-04) behandelt. Das Ligationsgemisch wurde anschließend mit
Hilfe des Gigapack II XL Packing Extract (Stratagene, La Jolla,
USA, Produktbeschreibung Gigapack II XL Packing Extract, Codenr.
200217) in Phagen verpackt.
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Zur
Infektion des E. coli-Stammes NM554 (Raleigh et al. 1988, Nucleic
Acid Research 16: 1563–1575) wurden
die Zellen in 10 mM MgSO4 aufgenommen und
mit einem Aliquot der Phagensuspension vermischt. Infektion und
Titrierung der Cosmidbank wurden wie bei Sambrook et al. (1989,
Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben
durchgeführt,
wobei die Zellen auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1:190) + 100 μg/ml Ampicillin
ausplattiert wurden. Nach Inkubation über Nacht bei 37 °C wurden
rekombinante Einzelklone selektioniert.
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Beispiel 2
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Isolierung
und Sequenzierung des Gens cstA
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Die
Cosmid-DNA einer Einzelkolonie wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep
Kit (Produktnr. 27106, Qiagen, Hilden, Deutschland) nach Herstellerangaben
isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia,
Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Produktnr. 27-0913-02)
partiell gespalten. Die DNA-Fragmente
wurden mit Shrimp-alkalischer-Phosphatase (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim,
Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Produktnr. 1758250) dephosphoryliert.
Nach gelelektrophoretischer Auftrennung erfolgte die Isolierung
der Cosmidfragmente im Größenbereich
von 1500 bis 2000 bp mit dem QiaExII Gel Extraction Kit (Produktnr.
20021, Qiagen, Hilden, Deutschland).
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Die
DNA des Sequenziervektors pZero-1, bezogen von der Invitrogen (Groningen,
Niederlande, Produktbeschreibung Zero Background Cloning Kit, Produktnr.
K2500-01) wurde mit dem Restriktionsenzym BamHI (Amersham Pharmacia,
Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung BamHI, Produktnr. 27-0868-04)
gespalten. Die Ligation der Cosmidfragmente in den Sequenziervektor
pZero-1 wurde wie von Sambrook et al. (1989, Molecular Cloning:
A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei
das DNA- Gemisch mit T4-Ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg, Deutschland) über Nacht
inkubiert wurde. Dieses Ligationsgemisch wurde anschließend in
den E. coli-Stamm DH5αMCR
(Grant, 1990, Proceedings of the National Academy of Sciences, U.S.A.,
87: 4645–4549)
elektroporiert (Tauch et al. 1994, FEMS Microbiol. Letters, 123:343-7)
und auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1:190) mit 50 mg/t Zeocin
ausplattiert.
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Die
Plasmidpräparation
der rekombinanten Klone erfolgte mit dem Biorobot 9600 (Produktnr.
900200, Qiagen, Hilden, Deutschland). Die Sequenzierung erfolgte
nach der Dideoxy-Kettenabbruch-Methode von Sanger et al. (1977,
Proceedings of the National Academy of Sciences, U.S.A., 74: 5463–5467) mit
Modifikationen nach Zimmermann et al. (1990, Nucleic Acids Research,
18:1067). Es wurde der "RR
dRhodamin Terminator Cycle Sequencing Kit" von PE Applied Biosystems (Produktnr.
403044, Weiterstadt, Deutschland) verwendet. Die gelelektrophoretische
Auftrennung und Analyse der Sequenzierreaktion erfolgte in einem "Rotiphorese NF Acrylamid/Bisacrylamid"-Gel (29:1) (Produktnr.
A124.1, Roth, Karlsruhe, Germany) mit dem "ABI Prism 377" Sequenziergerät von PE Applied Biosystems
(Weiterstadt, Deutschland).
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Die
erhaltenen Rohsequenzdaten wurden anschließend unter Anwendung des Staden-Programpakets
(1986, Nucleic Acids Research, 14: 217–231) Version 97- 0 verarbeitet.
Die Einzelsequenzen der pZero1-Derivate wurden zu einem zusammenhängenden
Contig assembliert. Die computergestützten Codierbereichsanalysen
wurden mit dem Pragramm XNIP (Staden, 1986, Nucleic Acids Research,
14: 217–231)
angefertigt.
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Die
erhaltene Nukleotidsequenz ist in SEQ ID No. 1 dargestellt. Die
Analyse der Nukleotidsequenz ergab ein offenes Leseraster von 2316
Basenpaaren, welches als cstA-Gen bezeichnet wurde. Das cstA-Gen codiert
für ein
Protein von 772 Aminosäuren
(siehe SEQ ID No. 2).
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Der
stromaufwärts
von SEQ ID No. 1 gelegene DNA-Abschnitt wurde auf die gleiche Weise
identifiziert und ist als SEQ ID No. 3 gezeigt. Die um SEQ ID No.
3 verlängerte
Region des Gens cstA ist als SEQ ID No. 4 gezeigt.
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Beispiel 3
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Herstellung eines Shuttle-Vektors
pEC-K18mob2cstAexp für
die Überexpression
des Gens cstA in C. glutamicum
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3.1 Klonierung des cstA-Gens
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Aus
dem Stamm ATCC 13032 wurde nach der Methode von Eikmanns et al.
(Microbiology 140: 1817–1828
(1994)) chromosomale DNA isoliert. Auf der Grundlage der aus Beispiel
2 für C.
glutamicum bekannten Sequenz des cstA-Gens wurden die folgenden
Oligonukleotide für
die Polymerase-Kettenreaktion ausgewählt (siehe SEQ ID No. 7 und
SEQ ID No. 8):
cstA-exp1:
5' CAC CCT ACT GAA CAG CTT GG 3'
cstA-exp2:
5' CAG TGC ATG AGT
AAG AGC CA 3'
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Die
dargestellten Primer wurden von ARK Scientific GmbH Biosystems (Darmstadt,
Deutschland) synthetisiert und die PCR-Reaktion nach der Standard-PCR-Methode
von Innis et al. (PCR Protocols. A guide to methods and applications,
1990, Academic Press) mit Pwo-Polymerase von Roche Diagnostics GmbH
(Mannheim, Deutschland) durchgeführt.
Mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion ermöglichen die Primer die Amplifikation
eines etwa 2.7 bp großen
DNA-Fragments, welches das cstA-Gen einschließlich der potenziellen Promotor-Region
trägt.
Die DNA-Sequenz des amplifizierten DNA-Fragments wurde durch Sequenzieren
geprüft.
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3.2 Herstellung des E.
coli-C. glutamicum Shuttle-Vektors pEC-K18mob2
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Nach
dem Stand der Technik wurde E. coli-C. glutamicum Shuttle-Vektor
konstruiert. Der Vektor enthält
die Replikationsregion rep des Plasmids pGA1, einschließlich des
Replikationseffektors per (US-A 5,175,108; Nesvera et al., Journal
of Bacteriology 179, 1525–1532
(1997)), das Kanamycinresistenz verleihende aph(3')-IIa-Gen des Transposons Tn5 (Beck et
al., Gene 19, 327–336
(1982)), die Replikationsregion oriV des Plasmids pMB1 (Sutcliffe,
Cold Spring Harbor Symposium on Quantitative Biology 43, 77–90 (1979)),
das lacZα-Genfragment, einschließlich des
lac-Promotors und einer Mehrfachklonierschnittstelle (mcs) (Norrander, J.
M. et al., Gene 26, 101–106
(1983)) und die mob-Region des Plasmids RP4 (Simon et al., Bio/Technology 1:
784–791
(1983)). Das Vektorkonstrukt wurde in den E. coli-Stamm DHSα (Hanahan,
In: DNA Cloning. A Practical Approach. Vol. I, IRL-Press, Oxford,
Washington DC, USA) transformiert. Die Selektion von Plasmid tragenden
Zellen erfolgte durch Ausplattieren des Transformationsansatzes
auf LB Agar (Sambrook et al., Molecular cloning: A Laboratory Manual.
2. Ausgabe, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y.),
der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert worden war. Plasmid-DNA
wurde aus einer Transformante mithilfe des QIAprep Spin Miniprep
Kit von Qiagen isoliert und mit den Restriktionsenzymen EcoRI und
HindIII mit anschließender
Agarosegel-Elektrophorese (0,8 %) überprüft. Das Plasmid wurde pEC-K18mob2
genannt und ist in 1 dargestellt.
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3.3 Klonieren von cstA
in den E. coli-C. glutamicum Shuttle-Vektor pEC-K18mob2
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Als
Vektor wurde der in Beispiel 3.2 beschriebene E. coli-C. glutamicum
Shuttle-Vektor verwendet. DNA dieses Plasmids wurde mit dem Restriktionsenzym
Ecl136II vollständig
gespalten und anschließend
mit Shrimp alkalischer Phosphatase (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim,
Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Produktnr. 1758250) dephosphoryliert.
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Das
wie in Beispiel 3.1 beschrieben erhaltene cstA-Fragment wurde mit dem hergestellten
Vektor pEC-K18mob2 gemischt und der Ansatz mit T4-DNA-Ligase (Amersham
Pharmacia, Freiburg, Deutschland, Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase,
Codenr.27-0870-04) behandelt. Der Ligationsansatz wurde in den E. coli-Stamm
DH5αmcr
(Grant, 1990, Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A.,
87: 4645–4649) transformiert.
Die Selektion von Plasmid tragenden Zellen erfolgte durch Ausplattieren
des Transformationsansatzes auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology,
1:190) mit 25 mg/l Kanamycin. Nach Inkubation über Nacht bei 37 °C wurden
rekombinante Einzelklone selektioniert. Plasmid-DNA wurde aus einer
Transformante mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Produktnr. 27106,
Qiagen, Hilden, Deutschland) nach Herstellerangaben isoliert und
mit den Restriktionsenzymen EcoRI und XbaI gespalten, um das Plasmid
durch anschließende
Agarosegel-Elektrophorese zu überprüfen. Das
erhaltene Plasmid wurde pEC-K18mob2cstAexp genannt. Es ist in 2 dargestellt.
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Beispiel 4
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Transformation des Stammes
DSM5715 mit dem Plasmid pEC-K18mob2cstAexp
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Der
Stamm DSM5715 wurde mit dem Plasmid pEC-K18mob2cstAexp unter Verwendung des
bei Liebl et al., (FEMS Microbiology Letters, 53: 299–303 (1989))
beschriebenen Elektroporationsverfahren transformiert. Die Selektion
der Transformanten erfolgte auf LBHIS-Agar, umfassend 18,5 g/l Hirn-Herz-Bouillon,
0,5 M Ssorbitol, 5 g/l Bacto-Trypton, 2,5 g/l Bacto-Hefeextrakt,
5 g/l NaCl und 18 g/l Bacto-Agar, der mit 25 mg/l Kanamycin supplementiert
worden war. Die Inkubation wurde 2 Tage lang bei 33 °C durchgeführt.
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Plasmid-DNA
wurde aus einer Transformante nach den üb lichen Methoden isoliert (Peters-Wendisch et
al., 1998, Microbiology, 144, 915–927), mit den Restriktionsendonukleasen
EcoRI und XbaI gespalten und das Plasmid durch anschließende Agarosegel-Elektrophorese überprüft. Der
erhaltene Stamm wurde DSM5715/pEC-K18mob2cstAexp genannt.
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Beispiel 5
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Herstellung von Lysin
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Der
in Beispiel 4 erhaltene C. glutamicum-Stamm DSM5715/pEC-K18mob2cstAexp
wurde in einem zur Produktion von Lysin geeigneten Nährmedium
kultiviert und der Lysingehalt im Kulturüberstand bestimmt.
-
Dazu
wurde der Stamm zunächst
auf einer Agarplatte mit dem entsprechenden Antibiotikum (Hirn-Herz-Agar
mit Kanamycin (25 mg/l) 24 Stunden lang bei 33 °C inkubiert. Ausgehend von dieser
Agarplattenkultur wurde eine Vorkultur angeimpft (10 ml Medium im
100-ml-Erlenmeyerkolben). Als Medium für die Vorkultur wurde das Vollmedium
CgIII verwendet.
| Medium
Cg III |
NaCl | 2,5
g/l |
Bacto-Pepton | 10
g/l |
Bacto-Hefeextrakt | 10
g/l |
Glucose
(getrennt autoklaviert) | 2
Gew./Vol.-% |
-
Der
pH-Wert wurde auf pH 7,4 eingestellt
-
Dazu
wurde Kanamycin (25 mg/l) gegeben. Die Vorkultur wurde 16 Stunden
lang bei 33 °C
bei 240 Umdr./min auf einem Schüttler
inkubiert. Von dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur angeimpft,
sodass die Anfangs-OD (660 nm) der Hauptkultur 0,05 betrug. Für die Hauptkultur
wurde das Medium MM verwendet.
| Medium
MM |
CSL
(Maisquellwasser) | 5
g/l |
MOPS
(Morpholinpropansulfonsäure) | 20
g/l |
Glucose
(getrennt autoklaviert) | 50
g/l |
(NH4)2SO4 | 25
g/l |
KH2PO4 | 0,1
g/l |
MgSO4·7
H2O | 1,0
g/1 |
CaCl2·2
H2O | 10
mg/l |
FeSO4·7
H2O | 10
mg/l |
MnSO4·H2O | 5,0
mg/l |
Biotin
(sterilfiltriert) | 0,3
mg/l |
Thiamin·HCl (sterilfiltriert) | 0,2
mg/l |
L-Leucin
(sterilfiltriert) | 0,1
g/l |
CaCO3 | 25
g/l |
-
CSL,
MOPS und die Salzlösung
wurden mit Ammoniakwasser auf pH 7 eingestellt und autoklaviert. Anschließend wurden
die sterilen Substrat- und Vitaminlösungen zugesetzt sowie das
trocken autoklavierte CaCO3 zugesetzt.
-
Die
Kultivierung erfolgt in einem 10-ml-Volumen in einem 100-ml-Erlenmeyerkolben
mit Schikanen. Kanamycin (25 mg/l) wurde zugegeben. Die Kultivierung
erfolgte bei 33 °C
und 80 % Luftfeuchtigkeit.
-
Nach
72 Stunden wurde die OD bei einer Messwellenlänge von 660 nm mit dem Biomek
1000 (Beckmann Instruments GmbH, München) ermittelt. Die gebildete
Lysinmenge wurde mit einem Aminosäureanalysator von Eppendorf-BioTronik (Hamburg,
Deutschland) durch Ionenaustauschchromatographie und Nachsäulenderivatisierung
mit Ninhydrindetektion bestimmt.
-
Die
Ergebnisse des Versuchs gehen aus Tabelle 1 hervor. Tabelle
1
-
Kurze Beschreibung der
Zeichnungen:
-
1 ist
eine Karte des Plasmids pEC-K18mob2; und
-
2 ist
eine Karte des Plasmids pEC-K18mob2cstAexp.
-
Die
verwendeten Abkürzungen
und Bezeichnungen haben folgende Bedeutung:
- Kan:
- Kanamycin-Resistenzgen
- cstA-exp:
- cstA-Gen von C. glutamicum
- LacZ-alpha:
- lacZα-Genfragment
von E. coli
- LacZ-alpha':
- 5'-Ende des lacZα-Genfragments
- 'LacZ-alpha:
- 3'-Ende des lacZα-Genfragments
- per:
- Gen zur Steuerung
der Kopienzahl von PGA1
- oriV:
- ColE1-ähnlicher
Ursprung von pMB1
- rep:
- Plasmid-codierte Replikationsregion
des C. glutamicum-Plasmids pGA1
- RP4mob:
- RP4-Mobilisierungsstelle
- EcoRI:
- Spaltstelle des Restriktionsenzyms
EcoRI
- HindIII:
- Spaltstelle des Restriktionsenzyms
HindIII
- Ecl136:II:
- Spaltstelle des Restriktionsenzyms
Ecl136II
- XbaI:
- Spaltstelle des Restriktionsenzyms
XbaI
SEQUENZPROTOKOLL