DE4414912A1 - Blutsammelbehälter und Verfahren zu seiner Herstellung - Google Patents

Description

Die Erfindung betrifft das Gebiet der Blutsammlung und insbesondere ein Blutprobensammelröhrchen und ein Ver­ fahren zu seiner Herstellung.

Blutproben werden routinemäßig in evakuierten Röhrchen gesammelt, z. B. in den unter der Bezeichnung VACUTAINER (eingetr. Wz) vertriebenen Glasröhrchen. Eines der bei­ den Enden einer Hohlnadel wird in die Vene des Patienten eingeführt. Dann wird mit dem anderen Ende der Hohlnadel ein das offene Ende des Röhrchens verschließendes Septum punktiert, so daß die Blutprobe aufgrund des in dem Röhrchen herrschenden Vakuums durch die Hohlnadel in das Röhrchen gesaugt wird.

Mit dieser Technik können nach einer einzigen Nadel-Punktierung der Haut mehrere Proben abgenommen werden. Zum Sammeln des Blutes sind ferner Kunststoffröhrchen vorgeschlagen worden. Kunststoff bietet im Vergleich zu Glas eine Reihe von Vorteilen, z. B. geringere Bruchanfälligkeit, geringeres Gewicht beim Versand und leichtere Entsorgung durch Verbrennung. In evakuierten Röhrchen gesammeltes Blut muß oft vor der klinischen Untersuchung einen Klumpen bilden. Es ist wünschenswert, so schnell und vollständig wie möglich einen dichten Klumpen zu bilden, um eine durch Zentrifu­ gierung durchgeführte saubere Trennung des Klumpens von der Serumschicht zu unterstützen. Zu diesem Zweck wird sowohl bei Kunststoff- als auch bei Glas-Blutsammelröhr­ chen häufig ein Blutklumpenbildungsaktivator verwendet. Typische Aktivatoren sind Diatomeenerde und Partikel anorganischer Silikate oder biochemische Stoffe, wie z. B. Ellagsäure und Thromboplastin. Bei einem bestimmten Typ handelsüblicher Blutsammelröhrchen ist z. B. eine Beschichtung aus Silikatpartikeln in Polyvinylpyrrolidon (PVP, einem wasserlöslichen Polymer) auf der Innenseite des Röhrchens vorgesehen. Beim Eintritt von Blut in das Röhrchen löst sich das PVP auf, und es werden Silikatp­ artikel freigegeben, die die Blutklumpenbildung einlei­ ten. Das PVP dringt sowohl in das Serum als auch in den Blutklumpen ein.

Bei Aktivatoren in Partikelform besteht das Problem, daß fein zerteilte Partikel möglicherweise nicht vollständig mit dem Blutklumpen pelletieren und somit die Serum­ schicht kontaminieren und bestimmte Blutanalysen beein­ trächtigen können. Zudem können in dem Serum suspendier­ te Partikel automatische Blutanalyseinstrumente ver­ schmutzen. Bei hochspezialisierten Anwendungsfällen, etwa bei der Betreibung von Blutbanken, kann das Vorhan­ densein von Partikeln in der Zellmasse eines Blutklum­ pens nicht akzeptiert werden, da diese Zellen bei der Blutgruppenbestimmung verwendet werden. Andererseits können lösliche biochemische Aktivatoren nachteilig sein, da sie weder vom Serum noch von Blutklumpen leicht getrennt werden können und chemische sowie hämatologi­ sche Auswertungen beeinträchtigen können.

Es ist Aufgabe der Erfindung, einen auf dem Gebiet der Blutsammlung verwendbaren Aktivator für die Blutklumpen­ bildung zu schaffen, der die Blutkoagulationsrate stei­ gert, jedoch nicht in der Serumschicht verbleibt oder bei der Zentrifugierung Teil des Blutklumpens wird, und der somit keine Beeinträchtigung klinischer Tests ver­ ursacht.

Zur Lösung der Aufgabe werden ein Blutsammelbehälter nach Anspruch 1 und ein Verfahren zur Herstellung des Blutsammelbehälters nach den Ansprüchen 6 und 9 geschaf­ fen; vorteilhafte Ausführungsformen der Erfindung sind in den Unteransprüchen aufgeführt.

Der Blutsammelbehälter weist eine Bodenwand auf, die in eine Seitenwand übergeht. Die Seitenwand begrenzt ein offenes Ende, und die Bodenwand bildet ein geschlossenes Ende. Die Bodenwand und die Seitenwand bilden zusammen eine Wandinnenfläche. Das offene Ende ist vorzugsweise von einem punktierbaren Septum bedeckt. Der Behälter hat bevorzugt die Form eines Röhrchens.

Die Wandinnenfläche ist einheitlich, d. h. mit dieser eine untrennbare Einheit bildenden, Vielzahl von Parti­ keln eines Blutklumpenbildungsaktivators bedeckt. Die Ausdrücke "einheitlich" bzw. "eine Einheit bildend" sind so zu verstehen, daß die Partikel dauerhaft derart an der Wandinnenfläche fixiert sind, daß sie sich während routinemäßiger Blutprobensammlung, Zentrifugierung und Transport nicht von der Wand ablösen.

Die Röhrchen sind vorzugsweise aus Kunststoff, z. B. Polystyrol, gefertigt, und die Partikel sind vorzugs­ weise anorganische Silikate.

Ein zweiter Aspekt der Erfindung besteht in einem Ver­ fahren zur Herstellung des vorzugsweise als Röhrchen ausgebildeten Blutsammelbehälters. Gemäß einer Ausfüh­ rungsform des Verfahrens wird die Wandinnenfläche des Röhrchens mit einem Lösungsmittel behandelt, um den Kunststoff weichzumachen. Die weichgemachte und klebrige Wandinnenfläche wird dann mit dem pulverförmigen Aktiva­ tor kontaktiert, so daß Partikel des Aktivators teilwei­ se von dem Kunststoff absorbiert und einheitlich an dem Kunststoff fixiert werden. Gemäß einer zweiten Ausge­ staltung des Verfahrens wird die Wandinnenfläche mit einem Kleber beschichtet und der pulverförmige Aktivator an diesem fixiert.

Somit schafft die Erfindung ein Kunststoffröhrchen, bei dem einerseits die Vorteile von Kunststoffen beibehalten werden und andererseits deren Nachteile der unzureichen­ den und langsamen Blutkoagulation vermieden werden. Die Partikel des Blutklumpenbildungsaktivators des Röhrchens sind einheitlich an der Wandinnenfläche des Röhrchens befestigt, wobei ein Teil der Partikel der Blutprobe ausgesetzt ist und somit die Blutklumpenbildung akti­ viert wird, die Partikel jedoch an dem Röhrchen fixiert bleiben und weder das Serum noch den Blutklumpen kon­ taminieren. Zudem sind keine löslichen Materialien, wie z. B. Binder oder biologische Aktivatoren, vorhanden, die die Serum-Probe oder den Blutklumpen kontaminieren könn­ ten.

Das Röhrchen kann aus Glas oder vorzugsweise aus Kunst­ stoff bestehen. Geeignete Kunststoffe sind beispiels­ weise Polyvinylchlorid, Polypropylen (PP), Polyethylen­ terephthalat (PET) und vorzugsweise Polystyrol (PS).

Partikel eines Blutkoagulationsaktivators sind einheit­ lich an der gesamten oder einem Teil der Wandinnenfläche des Röhrchens fixiert. Der zu beschichtende Anteil der Röhrchenfläche hängt von der gewünschten Koagulationsge­ schwindigkeit und der Dichte der Beschichtungspartikel ab und kann 1%-100% der Wandinnenfläche betragen. Vorzugsweise beträgt der beschichtete Bereich 40%-80% der Wandinnenfläche 20.

Geeignete Aktivatoren sind z. B. Titandioxid, Zellulose, und keramische Materialien, wie Tongut, Porzellan, Zie­ gel oder dgl. Bevorzugte Aktivatoren sind siliziumdi­ oxidhaltige Materialien, wie Glas, Sand und Diatomeen­ erde. Der am meisten bevorzugte Aktivator besteht aus Silikatpartikeln, wie Natrium-, Kalium-, Aluminium- und Magnesiumsilikat.

Die Aktivierungspartikel können beliebige Gestalt auf­ weisen, sind jedoch vorzugsweise im wesentlichen kugel­ förmig. Die größte Querschnittsbemessung der Partikel kann von etwa 0,01 µm bis 100 µm betragen und beträgt vorzugsweise etwa 0,1 µm bis 20 µm.

Zur mit der Wandinnenfläche des Röhrchens eine Einheit bildenden Fixierung des Partikelmaterials kann jede Ein­ richtung verwendet werden, die einen Bereich der Parti­ kel der von dem Röhrchen auf genommenen Blutprobe aus­ setzt. Auf die Wandinnenfläche des Röhrchens kann eine dünne Beschichtung eines beliebigen Klebers aufgetragen werden, der blutkompatibel und nicht durch Blut löslich ist. Der Kleber kann aufgesprüht oder aufgestrichen werden, oder es kann eine Lösungsmittellösung auf ge­ bracht werden, wobei das Lösungsmittel durch ein belie­ biges herkömmliches Verfahren anschließend entfernt wird.

Als Kleber sind z. B. beliebige handelsübliche druckemp­ findliche Acryl-, Polyurethan- oder andere polymere Kle­ ber geeignet, die blutundurchlässig sind. Die Kleber­ schicht kann in einer Dicke von ungefähr 0,01 mm bis 10 mm und vorzugsweise von ungefähr 0,1 mm bis 1 mm aufge­ tragen werden.

Zum Anbringen der Partikel an der mit Kleber beschich­ teten Oberfläche kann jede beliebige Einrichtung verwen­ det werden, mit der sich die Partikel im wesentlichen gleichmäßig ablagern lassen. Vorzugsweise werden die Partikel einfach derart auf die Kleberschicht auf ge­ stäubt, daß sie im wesentlichen mit einer Tiefe von einem Partikel und nicht durchgehend, jedoch fast in gegenseitigem Kontakt angeordnet sind. Vorzugsweise werden die Röhrchen während des Kontaktes mit dem Parti­ kelstaub gedreht oder geschleudert, um ein gleichförmi­ ges Auftragen zu unterstützen. Auf diese Weise wird der maximale exponierte Partikelflächenbereich erzielt.

Anschließend läßt man den Kleber vollständig trocknen oder aushärten, und Partikel, die nicht "einheitlich" anhaften, können durch einen beliebigen Vorgang, z. B. durch Abspülen mit Wasser oder einen Luftstrahl, ent­ fernt werden.

Alternativ kann der Behälter hergestellt werden, indem das die Partikel enthaltende Polymer derart einem Schmelzprozeß unterzogen wird, daß der Behälter insge­ samt von Partikeln durchsetzt ist. Zu diesem Zweck kann jeder auf dem Gebiet bekannte Schmelzprozeß verwendet werden, z. B. Spritzguß oder Extrusion. Dann wird die äußere Kunststoffschicht teilweise entfernt, so daß die Partikel, während sie weiterhin einheitlich an dem Röhr­ chen anhaften, teilweise freiliegen. Beispielsweise kann eine hinreichende Menge an Polymer entfernt werden, um ein Freilegen der Partikel durch Behandlung mit einem Lösungsmittel oder durch chemische oder Plasma-Oxidation der Außenschicht des Polymers zu ermöglichen.

Gemäß dem bevorzugten Verfahren zum Anbringen der Par­ tikel, das besonders vorteilhaft bei Kunststoffröhrchen ist, werden die Röhrchen zunächst für ungefähr 1 bis 60 Sekunden mit einem Lösungsmittel in Kontakt gebracht, das den Kunststoff an der Wandinnenfläche teilweise auflöst. Durch diesen Vorgang wird die äußere Kunst­ stoffschicht weichgemacht und erhält eine rauhe und klebrige Oberfläche. Nach der Behandlung mit dem Lösungsmittel kann das Lösungsmittel durch ein beliebi­ ges Verfahren, z. B. Dekantierung oder Verdampfung, ent­ fernt werden, und während die Kunststoff-Oberfläche klebrig ist, kann das Partikelmaterial auf die klebrige Fläche aufgestäubt werden. Die Partikel haften an dem klebrigen Polymer an, werden teilweise in dieses einge­ bettet und werden eine Einheit mit der Behälterwand bildend an dieser fixiert. Das Entfernen von nicht fest anhaftenden Partikeln kann in der bereits beschriebenen Weise erfolgen.

Für diese Ausführungsform geeignete Lösungsmittel sind z. B. Acetonitril, Tetrahydrofuran, Ethylacetat und dgl. Aceton ist ein besonders geeignetes Lösungsmittel.

Die Wirksamkeit der Aktivierungspartikel kann ermittelt werden, indem die zur Blutklumpenbildung nötige Zeit mit der Blutklumpenbildungszeit bei unbehandelter Oberfläche verglichen wird.

Im folgenden wird die Erfindung im Zusammenhang mit den Figuren genauer erläutert.

Es zeigt

Fig. 1 einen Längsschnitt eines Blutsammelröhrchens, und

Fig. 2 und 3 Diagramme zum Vergleich der Blutklumpenbildungs­ rate bei Röhrchen gemäß der Erfindung mit der Blutklumpenbildungsrate bei Kontroll-Röhrchen.

Der Blutsammelbehälter kann jede beliebige Form aufwei­ sen, bei der ineinander übergehende Boden- und Seiten­ wände ein geschlossenes Ende und ein offenes Ende bil­ den. Die Bodenwand und die Seitenwand bilden zusammen eine Wandinnenfläche. Geeignete Blutsammelbehälter kön­ nen z. B. in Form von Flaschen, Ampullen, Kolben und dgl. ausgebildet sein und sind vorzugsweise als Röhrchen gestaltet. Deshalb wird der Blutsammelbehälter der Er­ findung im folgenden anhand eines Röhrchens erläutert. Das Röhrchen kann vorzugsweise mit einem punktierbaren Septum zum Verschließen seines offenen Endes kombiniert werden und ist vorzugsweise evakuierbar. Evakuierte Blutsammelröhrchen sind auf dem Gebiet handelsübliche Artikel, z. B. von Becton, Dickinson and Company unter der Bezeichnung VACUTAINER (eingetragenes Wz) erhält­ lich.

Fig. 1 zeigt ein Blutsammelröhrchen 10. Das Röhrchen 10 weist eine Bodenwand 12, die ein geschlossenes Ende 14 bildet, und eine Seitenwand 16 auf, die ein offenes Ende 18 begrenzt. Die Bodenwand 12 und die Seitenwand 14 gehen ineinander über und bilden zusammen eine Wandin­ nenfläche 20. Eine Vielzahl von Aktivierungspartikeln 22 ist einheitlich an der Wandinnenfläche 20 fixiert. Das offene Ende 18 des Röhrchens 10 ist von einem punktier­ baren Septum 24 verschlossen.

Die folgenden Beispiele dienen zum besseren Verständnis der Erfindung, sind jedoch nicht im Sinne einer Ein­ schränkung der Erfindung aufzufassen.

Beispiel 1

Ein PS-Röhrchen (10 mm × 75 mm) wurde ungefähr zur Hälf­ te mit Aceton gefüllt und für 15 Sekunden bei Raumtempe­ ratur stehengelassen. Das Aceton wurde ausgegossen, und pulverförmiges Siliziumdioxid (vertrieben z. B. unter der Bezeichnung MINUCIL - eingetragenes Wz - von Pitts­ burgh Sand and Glass Co.) mit einer mittleren spezifi­ schen Oberfläche der Partikel von 5,6 m²/g wurde in das Röhrchen eingegeben. Das Röhrchen wurde in Drehung ver­ setzt, so daß die klebrige Innenseitenwand gleichförmig mit dem Pulver beschichtet wurde. Dann wurde das Röhr­ chen für 10 Minuten stehengelassen, um das verbleibende Aceton verdampfen zu lassen. Unvollständig anhaftendes Pulver wurde durch Antippen des Röhrchens abgelöst und durch Wasser weggespült. Nach der Lufttrocknung wurde das Röhrchen durch den in Beispiel 3 aufgeführten Vor­ gang auf die Klumpenbildungsaktivierung getestet. Die Ergebnisse dieses Tests sind in Fig. 2 gezeigt.

Beispiel 2

PS-Röhrchen wurden in gleicher Weise wie in Beispiel 1 mit 20 µm Cellulosepulver, Talkum (pulverförmigem Magne­ siumsilikat, 9 µm) und pulverförmigem Aluminiumoxidsili­ kat-Keramikmaterial (10 µm) beschichtet. Die Blutklumpe­ nbildungszeiten wurden gemäß Beispiel 3 bestimmt und sind in Fig. 2 gezeigt.

Beispiel 3 Bestimmung der Blutklumpenbildungszeit

Die Klumpenbildungsaktivierungseigenschaften der gemäß den Beispielen 1, 2 und 4 präparierten Röhrchen wurden festgestellt, indem die zur Blutklumpenbildung von plättchenarmem Plasma (platelet-poor plasma PPP) oder Schweinevollblut erforderliche Zeit mit der zur Klumpen­ bildung von unbehandeltem PS- und Glas-Röhrchen erfor­ derlichen Zeit verglichen wurden. Das PPP wurde zuberei­ tet, indem Zellen durch Zentrifugierung von mit Citrat versetztem Schweineblut (Environmental Diagnostics Inc.) getrennt wurden. Den Röhrchen wurden ungefähr 3 ml PPP oder Vollblut zugegeben und in einem Wasserbad für 15 Minuten auf Raumtemperatur äquilibriert. Nach der Äqui­ librierung wurden 200 µm von 0,2 M CaCl₂ pro ml PPP oder Blut hinzugefügt, um die Koagulation einzuleiten. Der Röhrcheninhalt wurden in einem Labor-Umkehrmischer ge­ mischt, und die Klumpenbildungszeit wurde für jede Röhr­ chenart notiert. Das geklumpte PPP wurde anhand einer offensichtlichen Veränderung vom flüssigen Zustand zu einem gallertartigen Zustand, bei dem es bei Drehung nicht innerhalb des Röhrchens floß, von nichtgeklumptem PPP unterscheidbar. An diesem Punkt wurde die Blutklu­ mpenbildungszeit gemessen.

Beispiel 4

Die unteren Hälften von PP- und PET-Röhrchen (10 mm × 75 mm) wurden mit einem handelsüblichen druckempfindlichen Kleber (vertrieben von Illinois Bronze Paint Co., Lake Zurich, Illinois) besprüht. Während der Kleber noch klebrig war, wurde das MINUCIL-Pulver von Beispiel 1 hinzugegeben, und die Röhrchen wurden geschüttelt, um ein Anhaften des Pulvers an dem Kleber zu bewirken. Die Röhrchen wurden bis zum vollständigen Aushärten des Klebers stehengelassen, und loses Pulver wurde wie in Beispiel 1 entfernt. Die Blutklumpenbildungszeiten wur­ den gemäß Beispiel 3 mittels PPP bestimmt und sind in Fig. 3 gezeigt.

Aus Fig. 2 und 3 ist ersichtlich, daß bei einer Viel­ zahl von Kunststoffröhrchen durch einheitliche Be­ schichtung der Wandinnenfläche mit Partikeln bestimmter Blutklumpenbildungsaktivatoren die Klumpenbildungszeiten um den Faktor 4 oder einen noch günstigeren Faktor redu­ ziert werden.

Claims (9)

1. Blutsammelbehälter mit einer ein geschlossenes Ende (14) bildenden Bodenwand (12) und einer ein offenes Ende (18) begrenzenden Seitenwand (16), die gemein­ sam eine Wandinnenfläche (20) bilden, dadurch gekennzeichnet, daß an mindestens einem Teil der Wandinnenfläche (20) Partikelmaterial (22) eines Blutklumpen­ bildungsaktivators so befestigt ist, daß dieses mit der Wandinnenfläche (20) eine untrennbare Einheit bildet und eine gegen das Behälterinnere exponierte Wirkungszone aufweist.

2. Blutsammelbehälter nach Anspruch 1, dadurch gekenn­ zeichnet, daß das Partikelmaterial (22) aus der Gruppe Titandioxid, Metallsilikat, keramische Mate­ rialien und siliziumdioxidhaltige Materialien ge­ wählt ist.

3. Blutsammelbehälter nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß er als Röhrchen (10) ausgebildet ist.

4. Blutsammelbehälter nach Anspruch 3, dadurch gekenn­ zeichnet, daß das offene Ende (18) des Röhrchens (10) von einem punktierbaren Septum (24) verschlos­ sen ist.

5. Blutsammelbehälter nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, daß zwischen der Wandinnen­ fläche (20) und dem Partikelmaterial (22) ein Kleber angeordnet ist.

6. Blutsammelbehälter nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, daß er aus Glas oder Kunst­ stoff besteht.

7. Blutsammelbehälter nach Anspruch 6, dadurch gekenn­ zeichnet, daß der Kunststoff Polyvinylchlorid oder Polypropylen (PP) oder Polyethylenterephthalat (PET) oder Polystyrol (PS) ist.

8. Verfahren zur Herstellung eines Blutsammelbehälters aus Kunststoff nach einem der Ansprüche 1-7, ge­ kennzeichnet durch folgende Verfahrensschritte:

• (a) Kontaktieren einer Wandinnenfläche (20) eines ein offenes Ende (18) und ein geschlossenes Ende (14) aufweisenden Kunststoff-Röhrchens (10) mit einem Lösungsmittel, das die Wandinnenfläche (20) klebrig macht,
• b) Aufkleben eines Partikelmaterials (22) eines Blutklumpenbildungsaktivators auf die klebrige Wandinnenfläche (20) zur untrennbaren Verbindung mit dieser, und
• c) Verdampfung des an der Wandinnenfläche (20) und dem Partikelmaterial (22) befindlichen Lösungs­ mittels.

9. Verfahren nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß lose, nicht fest anhaftende Partikel des Parti­ kelmaterials (22) von der Wandinnenfläche (20) ent­ fernt werden.