DE19951734A1 - Regioselektiv substituierte Ester von Oligo- und Polysacchariden und Verfahren zu ihrer Herstellung - Google Patents
Regioselektiv substituierte Ester von Oligo- und Polysacchariden und Verfahren zu ihrer HerstellungInfo
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Abstract
Regioselektiv überwiegend an der C2-Position der Anhydroglukoseeinheit (AGU) substituierte Ester von Oligo- und Polysacchariden, Verfahren zu deren Herstellung durch Anwendung von Enzymen und/oder bestimmten Salzen als Katalysatoren bei der Esterbildung und deren Verwendung.
Description
Die Erfindung betrifft regioselektiv insbesondere an der C2-Position der Anhydro
glukoseeinheit (AGU) substituierte Ester von Oligo- und Polysacchariden sowie ein
Verfahren zu deren Herstellung durch den Einsatz von Enzymen oder bestimmter
Salze als Katalysatoren bei der Esterbildung. Derartige regioselektiv substituierte
Ester unterscheiden sich in wesentlichen Eigenschaften von herkömmlichen,
statistisch funktionalisierten Produkten.
Es ist bekannt, daß bei Anwendung herkömmlicher Veresterungsverfahren auf Oligo-
und Polysaccharide Produkte mit statistischer Verteilung der Estergruppen innerhalb
der AGU sowie entlang der Kette entstehen. Diese Statistik ist abhängig von der
elektronischen bzw. räumlichen Zugänglichkeit der einzelnen Hydroxylgruppen. So
ist z. B. bei Stärke die Hydroxylgruppe der C6-Position eine primäre Gruppe, die
sterisch gut zugänglich ist und die damit speziell bei heterogenen Umsetzungen die
höchste Zugänglichkeit besitzt. Die Hydroxylfunktion der C2-Position unterliegt dem
elektronischen Einfluß der benachbarten glycosidischen Bindung sowie dem
Elektronenzug des Ringsauerstoffs. Gerade bei homogenen Verfahren hat sich ge
zeigt, daß die C2-Position aus diesem Grund zuerst umgesetzt wird. In keinem der
genannten Fälle aber wird eine vollständige Umsetzung nur einer Hydroxylgruppe
erreicht.
Unter Ausnutzung solcher Zugänglichkeitsunterschiede können mit Hilfe von
Schutzgruppen, die meist räumlich anspruchsvoll und leicht abspaltbar sind, selektiv
Hydroxylgruppen blockiert werden, so daß in Folgereaktionen regioselektive
Derivate gebildet werden.
Solche Schutzgruppen sind z. B. Triphenylmethylgruppen oder großvolumige
organische Siliziumverbindungen, wie Thexyl- oder tert-Butyl-dimethylsilylgruppen.
Diese Art der Synthese hat aber den entscheidenden Nachteil, daß mit der Einführung
der Schutzgruppe und deren Abspaltung mindestens zwei zusätzliche
Reaktionschritte erforderlich sind. Weitere Nachteile bestehen in der, teilweise un
vollständigen, Schutzgruppenabspaltung, der restlosen Entfernung der dabei ent
stehenden, z. T. toxischen, Spaltprodukte sowie eines unter den Spaltbedingungen
möglichen und die Produkteigenschaften verändernden Kettenabbaus der Poly
saccharide.
Enzyme sind in der Lage, beim Vorliegen mehrerer reaktiver Zentren an einem
Molekül, z. B. Hydroxylgruppen, direkte selektive Veresterungen zu katalysieren.
Dabei hat jedes Enzym eine bestimmte gefaltete (native) Struktur, die essentiell für
die spezifische biokatalytische Aktivität im jeweiligen physiologischen Medium ist.
In zahlreichen Publikationen wurde jedoch gezeigt, daß viele Enzyme auch in
organischen Lösungsmitteln aktiv sind, d. h. unabhängig von ihrer nativen Struktur,
Größe und Funktion. In unpolaren Lösungsmitteln zeigen Enzyme meist hohe
Aktivität, wo-hingegen in relativ polaren Medien nur sehr geringe Aktivität gefunden
wird (Biotechnol. Bioteng. 30 (1987), 81-87). Die Enzyme sind in diesen
organischen Lösungsmitteln unlöslich.
Derartige enzymkatalysierte Reaktionen sind an niedermolekularen Mono- und Di
sacchariden in organischen Lösungsmitteln schon zahlreich durchgeführt worden
(FEMS Microbiol. Rev. 16 (1995), 193-211; J. prakt. Chem. 335 (1993), 109-127;
Synthesis 1992, 895-910; WO 97/36000; WO 95/23871). Dabei wurden vorrangig
Lipasen, aber auch Esterasen und Proteasen, als Enzyme und Lösungsmittel wie
Tetrahydrofuran, Pyridin und N,N-Dimethylformamid eingesetzt. Enzymatische Ver
esterungen sind auch in wäßriger Pufferlösung durchführbar. Nachteilig ist hierbei,
daß das Acylierungsreagens, welches fettsäureähnlichen Charakter hat, nicht in wäß
riger Pufferlösung löslich ist und damit nur suspendiert werden kann. Das zu ver
esternde Substrat liegt dabei gelöst vor (DE-A-24 30 944, 1992; JP-A-63191802).
Bei Glucanen entstehen dabei in der Mehrzahl Ester an primären Hydroxylgruppen.
In einigen Fällen tritt die Veresterung auch an sekundären Hydroxylgruppen ein (J.
Am. Chem. Soc. 109 (1987), 3977-3981; Enzyme Microb. Technol. 20 (1997),
225-228). Für die genannten enzymatische Veresterungen werden in allgemeinen
reaktive Esterverbindungen mit elektronenziehenden Gruppen verwendet, wie Vinyl
ester (Biotechnol. Lett. 19 (1997), 511-514) oder Trihalogenethylester (Tetrahedron
54 (1998), 3971-3982), wobei die Veresterung mit einem Vinylester eine irreversible
Reaktion darstellt, da der entstehende Vinylalkohol als Acetaldehyd dem Reaktions
gleichgewicht entzogen wird. Weitere reaktive Verbindungen sind Carbonsäurean
hydride und Ester der Kohlensäure.
Desweiteren wurden Dicarbonsäurediester für die Reaktion mit Mono- und
Disacchariden eingesetzt. Auf diese Weise konnten neue Copolymere auf Sacharid
basis aufgebaut werden, wie in den US-A-5,270,421 und US-A-5,618,933 gezeigt.
In den beschriebenen Publikationen werden im allgemeinen das Substrat und das
Acylierungsreagens in einem organischen Lösungsmittel gelöst, in dem dann das
Enzym suspendiert wird. Mit den oben genannten Verfahren sind keine
enzymatischen Veresterungen an Polysacchariden, speziell an Glucanen,
durchführbar, da das ungelöste und nicht gequollene Polymer dem Enzym bzw. der
Enzymkatalyse unzugänglich ist. In heterogener Phase sind Polysaccharide jedoch
enzymatisch veresterbar. (WO 96/13632, DE-A-34 30 944). Diese heterogenen
Reaktionen verlaufen nur an der Oberfläche der Polymerpartikel, wodurch inho
mogen veresterte Polysaccharidderivate entstehen, d. h. Polysacchariderivate, bei
denen die Substituentenverteilung entlang der Polymerkette ungleichmäßig ist.
Weitere Nachteile dieser Veresterungsverfahren bestehen darin, daß geringe Produkt
ausbeuten erzielt werden und Produkte mit geringer Selektivität bezüglich des
Substitutionsortes in der Anhydroglucoseeinheit entstehen.
Konventionelle heterogene Veresterungen werden oftmals in Wasser als
Suspensionsmittel durchgeführt (US-P. 5,703,226, 1997). Homogene Umsetzungen
erfolgen in organischen Lösungsmitteln oder direkt im Acylierungsreagens (US-P.
5,714,601, 1998; WO 96/14342). Als Acylierungsmittel finden im allgemeinen die
entsprechenden Carbonsäureanhydride oder die Vinylester Verwendung. Derartige
Veresterungen bzw. Umesterungen werden meist alkalisch katalysiert, wobei als
Katalysator Alkalihydroxide, Mineralsäuresalze oder organische Amine in Frage
kommen.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung war es, den Zugang zu homogenen
regioselektiv an der C2-Position der Anhydroglukoseeinheit (AGU) substituierte
Ester von oligo- und Polysacchariden zu ermöglichen. Erfindungsgemäß gelang es
nun, homogen und regioselektiv überwiegend an der C2-Position der AGU
substituierte Ester von Oligo- und insbesondere Polysacchariden herzustellen.
Gegenstand der Erfindung sind daher Oligo- und Polysaccharidester, die regio
selektiv, vorzugsweise zu mindestens 90%, besonders bevorzugt zu 90 bis 98%, der
gesamten Substitution mit Estergruppen an der C2-Position der AGU verestert sind
(partieller durchschnittlicher Substitutionsgrad DS an der C2-Position der AGU
bezogen auf den Gesamt-DS). Gemäß der Erfindung besonders bevorzugte, an der
C2-Position regioselektiv substituierte Oligo- und Polysaccaridester sind Ester von
Stärke oder Stärkederivaten, insbesondere Hydroxyethylstärke oder Hydroxypropyl
stärke. Gegenstand der Erfindung sind auch an der C2-Position reioselektiv
substituierte Ester von Cellulose, Celluloseestern oder Celluloseethern, insbesondere
Hydroxyethylcellulose oder Methylcellulose, Pullulan oder Maltose. Die
erfindungsgemäßen Oligo- und Polysaccharidester sind durch die durch Umsetzung
mit Veresterungsreagenzien aus der Gruppe der Vinylester, der Carbonsäurehydride,
Trihalogenethylester sowie der Lactone, die im folgenden bei der Beschreibung des
Verfahrens genauer beschrieben werden erhältlich sind. Erfindungsgemäß besonders
bevorzugte, an der C2-Position regioselektiv substituierte Oligo- und
Polysaccharidester sind 2-0-Propionylstärke, 2-0-Butyrylstärke, 2-0-Benzoylstärke,
2-0-Laurylstärke, 2-0-Methoxycarbonylstärke, 2-0-Acryloylstärke und 2-0-
Methacryloylstärke und ganz besonders bevorzugt 2-0-Acetylstärke. Erfindungs
gemäß können die regioselektiv an der C2-Position substituierten Oligo- und Poly
saccharidester an den übrigen OH-Gruppen der AGU mit weiteren Estergruppen
verestert sein, die nicht mit den Estergruppen an der C2-Position identisch sind.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung der
erfindungsgemäßen Verbindungen in Gegenwart, eines organischen Lösungsmittels
welches enzym- oder salzkatalysiert am in gelösten oder hochgequollenen Oligo-
oder Polysaccharid durchgeführt wird.
Ausgehend von den beschriebenen Nachteilen bekannter Verfahren, wie z. B. geringe
Produktausbeuten und Regioselektivitäten, gelingt es dabei, durch Katalyse mittels
Enzymen Oligo- und Polysaccharide, die in organischen Lösungsmitteln gelöst bzw.
stark gequollen sind, regioselektiv an der sekundären Hydroxylgruppe der C2-
Position sowie in Kombination mit der primären Hydroxylgruppe der C6-Position
der AGU zu verestern. Das Verfahren führt zu sehr hohen Produktausbeuten, wobei
die partiellen Substitutionsgrade in breiten Grenzen variiert und eingestellt werden
können. Besonders hohe Regioselektivitäten werden bei α-(1,4)-glycosidisch
verknüpften Oligo- und Polysacchariden, insbesondere Stärke, erzielt. Das Verfahren
ist aber auch auf β-(1,4)-glucosidisch verknüpfte Oligo- und Polysaccharide
anwendbar. Als organische Lösungsmittel grundsätzlich geeignet sind solche, in
denen die eingesetzten Oligo- und Polysaccharide stark quellen oder sich lösen und
das verwendete Enzym ausreichende Aktivität zeigt. Als organische Lösungsmittel
daher können dabei Dimethylsulfoxid (DMSO) N,N-Dimethylformamid (DMF),
N,N-Dimethylacetamid (DMA), Pyridin, N-Methylmorpholin-N-oxid (NMMO)
sowie Mischungen der genannten Lösungsmittel verwendet werden. Bevorzugt ist
DMSO. Überraschenderweise besitzen die Enzyme, insbesondere in DMSO, eine
hohe Aktivität und man gelangt in einer einstufigen Reaktion zu streng regioselektiv
veresterten Produkten. Durch gezielte Folgereaktionen können diese Ester zu regio
selektiv substituierten Mischderivaten, wie z. B. Estern und Ethern, umgesetzt
werden.
Die Veresterung kann an Polysacchariden, wie vorzugsweise Stärken aus
verschiedenen natürlichen Quellen mit unterschiedlichem Amylosegehalt und
Molekulargewicht und Stärkederivaten, insbesondere Hydroxyethylstärken oder
Hydroxypropylstärken, aber auch an Cellulose, Cellulosederivaten, Pullulan und
Pullulanderivaten und Oligosacchariden durchgeführt werden.
Als Enzyme können Proteasen aller Typen, wie vorzugsweise Serin-, Cystein-,
Asparagin- und Metalloproteasen sowie Esterasen Verwendung finden. Dabei
werden die Proteasen vorzugsweise in Phosphat-Puffer, alternativ in Carbonat-
Puffer, im pH-Bereich 4-9, abhängig vom Enzym, aber vorzugsweise pH = 7-8, gelöst
und anschließend lyophiliziert. Geeignete Proteasen sind vorzugsweise Proteinase N
und Subtilisin von Bacillus subtilis, Proteinase 2A von Aspergillus oryzae,
Proteinase 6 von Aspergillus sp., a-Chymotrypsin, Papain, Rennin und Thermolysin.
Als Veresterungsreagenzien kommen vor allem Ester der allgemeinen Formel:
zum Einsatz, wobei R2 vorzugsweise Alkyl mit 2 bis 6 C-Atomen, gesättigt, oder un
gesättigt sowie verzweigt oder unverzweigt oder gesättigtes Trihalogenalkan mit 2
bis 4 C-Atomen, insbesondere Vinyl, Trihalogenethyl oder Alkyl sein kann. R1 ist
vorzugsweise Alkyl mit 2-18 C-Atomen, gesättigt, ungesättigt, geradkettig, ver
zweigt oder zyklisch und gegebenenfalls substituiert und Aryl (gegebenenfalls
substituiert). Besonders bevorzugt ist R1 ausgewählt aus der Gruppe Acetyl, Propyl,
butyryl, Vinyl, Methacryl, Cinamoyl, Pivaloyl und Cyclohexyl. Beim Einsatz von
Alkensäureestern können die Doppelbindungen noch zur Polymerisation genutzt
werden, um Netzwerkstrukturen aufzubauen. Diese Möglichkeit besteht auch bei
Nutzung von Dicarbonsäurediestern mit dem Rest R2, wie z. B. Adipinsäuredivinyl
ester, wobei im speziellen Polysaccharide einheitlich vernetzt werden können.
Besonders geeignete Veresterungsreagenzien sind Vinylacetat, Vinylpropionat,
Vinyllaurat, Vinylbutanoat, Vinylstearat, Vinylbenzoat, Vinylacrylat, Vinylmeth
acrylat, Vinylcrotonat, Vinylpivalat und Divinylpivalat.
Weitere Veresterungsreagenzien sind Carbonsäureanhydride, vorzugsweise Acetan
hydrid, Propionsäureanhydrid, Bernsteinsäureanhydrid, Itakonsäureanhydrid, sowie
reaktive Lactone, vorzugsweise Propiolacton und a-Angelicalacton. Im Falle von
Carbonsäureanhydriden erfolgt die Substitution außer an der C2-Position auch an der
C6-Position der AGU.
N-Isopropylidenverbindungen der allgemeinen Formel:
sind gleichfalls als Veresterungsreagenzien einsetzbar, wobei die entsprechenden
Kohlensäureester der Oligo- und Polysaccharide entstehen. R1 ist vorzugsweise Alkyl
mit 2-18 C-Atomen, gesättigt, ungesättigt, geradkettig, verzweigt oder zyklisch und
gegebenenfalls substituiert und Aryl (gegebenenfalls substituiert). Besonders bevor
zugt ist R1 ausgewählt aus der Gruppe Acetyl, Propyl, Butyryl, Vinyl, Methacryl,
Cinamoyl, Pivaloyl und Cyclohexyl.
Besonders geeignete Veresterungsreagenzien aus der Gruppe der N-Isopropyliden
verbindungen sind N-Isopropyliden-O-methylcarbonat, N-Isopropyliden-O-ethyl
carbonat und N-Isopropyliden-O-benzylcarbonat.
Das erfindungsgemäße Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, daß man die Substrate
in einem geeigneten organischen Lösungsmittel - im Fall von Stärke in DMSO - löst,
Enzym und Umesterungsreagens zugibt und anschließend inkubiert. Die Inkubations
temperatur liegt zwischen 20°C und 85°C, vorzugsweise im Bereich von 20 bis 45°C
und insbesondere im Intervall von 35 bis 45°C, dem Temperaturoptimum der ver
wendeten Enzyme. Die Reaktionszeiten liegen zwischen 2 und 100 h, wobei bezogen
auf das Acylierungsreagens ein etwa 50%iger Umsatz stattfindet. Alternativ kann die
Aktivierung des Umesterungsreagens durch das Enzym in einem vorgelagerten
Schritt erfolgen. Die Enzymabtrennung nach Beendigung der Reaktion erfolgt durch
Flüssig-Fest-Trennung (z. B. Zentrifugation, Filtration). Das Produkt wird durch
Ausfällen isoliert, gewaschen und getrocknet. Die anfallenden Lösungsmittel sind
destillativ aufarbeitbar und anschließend dem Veresterungsprozeß wieder zuführbar.
Das Enzym kann dabei ohne Aktivitätsverlust im Kreisprozeß eingesetzt werden.
Bei Durchführung der Reaktion bei einer Temperatur von 40°C erfolgt im genannten
System außer der enzym-katalysierten zu geringen Prozentzahlen, bis zu einem
maximalen Gesamtsubstitutionsgrad von DS = 0,25, auch eine chemische Ver
esterung, die aber zu statistisch veresterten Produkten führt. Dies führt dazu, das
weitere im Molekül vorhandene Hydroxylgruppen verestert werden. Diese chemische
Veresterung läßt sich weitgehend unterdrücken, wenn die Reaktion bei niedrigeren
Temperaturen (20-25°C) durchgeführt wird, oder vorzugsweise in nahezu (< 0,01%
Wassergehalt) wasserfreien Systemen gearbeitet wird.
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren läßt sich bei Oligo- und Polysacchariden ein
partieller Substitutionsgrad von bis zu DS = 1,0 an der C2-Position der AGU ein
stellen. Über die eingesetzten Molequivalente Acylierungsreagens läßt sich ein ge
wünschter partieller DS ≦ 1.0 an der C2-Position der AGU einstellen (Tab. 1).
Der partielle DS an der C2-Position der AGU ist außer über die Molequivalente auch
über die Reaktionskinetik einstellbar, d. h. je nach Abbruchzeit der Reaktion lassen
sich gewünschte DS ≦ 1,0 erzielen (Tab. 2).
Der Nachweis der Regioselektivität der enzymatisch katalysierten Veresterungs
reaktion erfolgte am intaktem Oligo- oder Polysaccharid durch ein- und mehr
dimensionale NMR-Spektroskopie. Dafür wurden die restlichen freien Hydroxyl
gruppen mit einem geeigneten Carbonsäureanhydrid verestert, beispielsweise
Propionsäureanhydrid bei Saccharidacetaten oder Acetanhydrid bei Saccharid
benzoaten bzw. anderen Saccharidacylaten. Diese gemischten Ester sind in Chloro
form löslich und können NMR-spektroskopisch untersucht werden. Nach Signalaus
wertung der AGU-Protonen wie Kohlenstoffe über 1H/1H und 1H/13C-Korrelation sind
die entsprechenden Acylgruppen mit Hilfe der 1H-detektierten 1H/13C-Mehrfach
bindungskorrelation (HMBC-Technik) ihrer Position an der AGU zuordenbar
(Carbohydr. Res. 224 (1992), 277-283).
In einer Variante des erfindungsgemäßen Verfahrens wird die Herstellung nur
salzkatalysiert ohne weitere Enzymzugabe durchgeführt. Es werden dabei
Substitutionsgrade < 1,0 an der C2-Position erreicht.
Im Unterschied zur enzymischen Katalyse erfolgt die Steuerung der Regioselektivität
über den Lösungszustand der Oligo- und Polysaccharide in einem polaren
organischen Lösungsmittel, vorzugsweise in DMSO. Die Wechselwirkungen
zwischen den Lösungsmittelmolekülen und den AGU-Bausteinen erhöhen die
Acidität des Protons der Hydroxylgruppe in der C2-Position der AGU (J. Am. Chem.
Soc. 98 (1976), 4386). Mit Hilfe eines geeigneten Salzes als Katalysator kann nun
eine vollständige Veresterung dieser Position durchgeführt werden, wobei entweder
eine kinetische Reaktionskontrolle oder eine Kontrolle über die Art und die Menge
des Katalysators möglich ist (Tab. 3). Das Salz liegt üblicherweise in einer
Konzentration von 1-10 Gew.-%, bevorzugt 2-5 Gew.-%, bezogen auf das Edukt vor.
Das Verfahren führt zu hohen Produktausbeuten, wobei der partielle
Substitutionsgrad definiert eingestellt werden kann. Geeignete Lösungsmittel zur
Durchführung dieses Verfahrens sind Dimethylsulfoxid (DMSO), N,N-
Dimethylformamid (DMF) sowie N,N-Dimethylacetamid (DMA).
Das Verfahren kann auf Polysaccharide, wie vorzugsweise Stärke mit
unterschiedlichen Amylosegehalt und Molekulargewichten, Stärkederivate, wie
Hydroxyethylstärke oder Hydroxypropylstärke, Pullulan und Pullulanderivate und
Oligosaccharide, wie Cyclodextrine, angewand werden.
Als Katalysatoren eignen sich anorganische Mineralsäuresalze, Carbonsäuresalze
sowie Carbonate der Alkali- und Erdalkalimetalle. Geeignete Salze sind
vorzugsweise Na2HPO4, CaHPO4, Na2CO3, MgCO3 (NH4Cl)2CO3, Na2SO2,
NH4Cl, NaBr, NaCl oder LiCl sowie Natriumcitrat. Um die Veresterung an anderen
Hydroxylgruppen, z. B. in der C3- oder C6-Position zu unterdrücken, darf beim
Einsatz der Salze von schwachen Säuren als Katalysatoren nur maximal 10 Mol%,
bezogen auf die umzusetzende Masse an Oligo- oder Polysaccharid eingesetzt
werden und gleichzeitig muß eine definierte Reaktionszeit eingehalten werden.
Als Veresterungsreagenzien kommen vor allem Ester der allgemeinen Formel:
zum Einsatz, wobei R2 beispielsweise Vinyl, Trihalogenethyl oder Alkyl sein kann.
Beispiele für R1 sind Alkyl mit 2-18 C-Atomen, gesättigt, umgesättigt, geradkettig,
verzweigt oder zyklisch (gegebenenfalls substituiert, und Aryl (gegebenenfalls
substituiert). Beim Einsatz von Alkensäureestern können die Doppelbindungen noch
zur Polymerisation genutzt werden, um Netzwerkstrukturen aufzubauen. Diese
Möglichkeit besteht auch bei Nutzung von Dicarbonsäuredieestern mit dem Rest R2,
wie z. B. Adipinsäuredivinylester, wobei im speziellen Polysaccharide einheitlich
vernetzt werden können.
Weitere Veresterungsreagenzien sind Carbonsäureanhydride, beispielsweise
Acetanhydrid, Propionsäureanhydrid, Bernsteinsäureanhydrid, Itakonsäureanhydrid,
sowie reaktive Lactone, beispielsweise Propiolacton und α-Angelicalacton. Im Falle
von Carbonsäureanhydriden kann die Substitution außer an der C2-Position auch an
der C6-Position der AGU erfolgen.
N-Isopropylidenverbindung der allgemeinen Formel:
sind gleichfalls als Veresterungsreagenzien einsetzbar, wobei die entsprechenden
Kohlensäureester der Oligo- und Polysaccharide entstehen. Beispiele für R1 sind
Alkyl mit 2-18 C-Atomen, gesättigt, ungesättigt, geradkettig, verzweigt oder zyklisch
(gegebenenfalls substituiert, und Aryl (gegebenenfalls substituiert).
Das erfindungsgemäße Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass Oligo- oder
Polysaccharide mit aktiven Estern in polaren organischen Lösungsmittel
- vorzugsweise DMSO - unter Anwendung von Salzen zur Katalyse regioselektiv an
der Hydroxylgruppe der Position C2 der Anhydroglucoseeinheit acyliert werden. Die
Reaktionstemperatur liegt zwischen 20°C und 100°C, vorzugsweise im Bereich von
30°C und 50°C. Die Reaktionszeiten liegen zwischen 0,5 und 100 h, abhängig von er
Reaktionstemperatur und vom eingesetzten Katalysator. Die Katalysatorabtrennung
erfolgt durch Flüssig-Fest-Trennung (z. B. Zentrifugation, Filtration). Alternativ kann
auch dem Fällungsmittel eine definierte Menge Wasser zugegeben werden, um den
Katalysator herauszulösen. Der entstehende Ester wird durch Ausfällen isoliert,
gewaschen und getrocknet. Die anfallenden Lösungsmittel sind destillativ
aufarbeitbar und anschließend dem Veresterungsprozeß wieder zuführbar.
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren läßt sich ein partieller Substitutionsgrad an
der C2-Position der AGU von bis zu DS = 1,0, wahlweise über die Reaktionskinetik
oder die eingesetzten Molequivalente Umesterungsreagenz einstellen.
Der Nachweis der Regioselektivität erfolgte mittels zweidimensionaler NMR
Spektroskopie. Hierfür muß das acylierte Polysaccharid vollständig propionyliert, im
Fall von Acetaten, oder acetyliert, im Fall von anderen Polysaccaharidestern, werden.
Mittels Mehrfachbindungskorrelation (HMBC-Technik, Carbohydr. Res 224 (1992),
277-283), kann auf diese Weise der Substitutionsort zweifelfrei nachgewiesen
werden.
Die nach den erfindungsgemäßen Verfahren gewonnenen Produkte, wie z. B. Stärke
acetate, sind durch Amylasen abbaubar. Bei geeignetem Molekulargewicht der
Stärke und streng regioselektiver Substitution an der C2-Position eignen sich Stärke
acetate als Blutplasmaexpander. Für diese Anwendung besonders geeignet ist 2-0-
Acetylstärke. Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist daher die Verwendung von
2-0-Acetylstärke als Blutplasma-Expander. Darüberhinaus können aus Stärke
acylaten bioabbaubare Kunststoffe aufgebaut werden. Durch Vernetzungsprozesse
lassen sich Membranen weitgehend einheitlicher Struktur aufbauen. Bei weiterer
Derivatisierung könnten auch Absorber für verschiedenste Anwendungen entstehen.
Stärkeacylate mit thermoplastischen Eigenschaften sind in der Pharmaindustrie zum
Einsatz als Wirkstoffretarda denkbar.
Regioselektiv substituierte Cyclodextrinester können in der pharmazeutischen
Industrie als Carrier für Pharmawirkstoffe eingesetzt werden. Desweiteren können
hochmolekulare Verbindungen, im Sinne von Copolymeren, aufgebaut werden, die
sich zur Chromatographie (z. B. Enantiomerentrennung) eignen könnten.
40 g Stärke (Hylon VII, hochamylosehaltige, native Maisstärke, Fa. National Starch
& Chemical) werden in 2 l DMSO auf 80°C erhitzt, bis eine klare Lösung entsteht.
Nach Abkühlen werden 54 ml Vinylacetat und 750 mg Proteinase N von Bacillus
subtilis (Herstellung der Protease-Aktivität durch Lösen in Phosphat-Puffer (pH = 7,8;
c = 0,15 M) und anschließende Lyophilisierung, dadurch beträgt die tatsächlich einge
wogene Enzymmenge 1,5 g) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C ge
schüttelt. Nach Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat ausgefällt.
Die 2-O-Acetylstärke wird abgesaugt, gewaschen und abschließend im Vakuum ge
trocknet.
Man erhält 46 g 2-O-Acetylstärke mit einem DS = 1,0.
40 g Stärke (Hylon VII) werden in 2 l DM50 auf 80°C erhitzt, bis eine klare Lösung
entsteht. Dann werden 54 ml Vinylacetat und 750 mg Proteinase N von Bacillus
subtilis (Herstellung der Proteaseaktivität siehe Beispiel 1) zugegeben. Die Mischung
wird 20 h bei 80°C geschüttelt. Nach Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare
Zentrifugat ausgefällt. die 20-Acetylstärke wird abgesaugt, gewaschen und ab
schließend im Vakuum getrocknet.
Man erhält 46 g einer 2-O-Acetylstärke mit einem DS von 1,0.
2 g b-Cyclodextrin (Fa. Fluka) werden in 20 ml DMSO gelöst, und anschließend
2,7 ml Vinylacetat und 37 mg Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der
Protease-Aktivität siehe Beispiel 1) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C
geschüttelt. Nach Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat eingeengt,
ausgefällt, gewaschen und abschließend im Vakuum getrocknet. Man erhält 2,1 g
Heptakis-2-O-acetyl-b-cyclodextrin.
2 g b-Cyclodextrin werden in 20 ml DMF gelöst, und anschließend 2,7 ml Vinyl
acetat und 37 mg Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der Protease-
Aktivität siehe Beispiel 1) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C geschüttelt.
Nach Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat eingeengt, ausgefällt,
gewaschen und abschließend im Vakuum getrocknet. Man erhält 2,1 g Heptakis-2-O-
acetyl-b-cyclodextrin.
2 g Stärke (Hylon VII) werden in 40 ml DMSO auf 80°C erhitzt, bis eine klare
Lösung entsteht. Nach Abkühlen werden 12,5 g 2,2,2-Trichlorethylacetat und 37 mg
Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der Protease-Aktivität siehe Bei
spiel 1) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C geschüttelt. Nach
Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat ausgefällt. Die 2-O-Acetyl
stärke wird abgesaugt, gewaschen und abschließend im Vakuum getrocknet.
Man erhält 2,0 g 2-O-Acetylstärke mit einem DS = 0,4.
2 g Stärke (Hylon VII) werden in 40 ml DMSO auf 80°C erhitzt, bis eine klare
Lösung entsteht. Nach Abkühlen werden 1,9 g N-Isopropyliden-O-methyl-carbonat
und 37 mg Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der Protease-Aktivität
siehe Beispiel 1) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C geschüttelt. Nach
Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat ausgefällt. Das Stärkederivat
wird abgesaugt, gewaschen und abschließend im Vakuum getrocknet.
Man erhält 2,0 g 2-O-Methoxycarbonylstärke mit einem DS = 0,4.
2 g Stärke (Hylon VII) werden in 40 ml DMSO auf 80°C erhitzt, bis eine klare
Lösung entsteht. Nach Abkühlen werden 2,7 ml Vinylacetat und 37 mg Thermolysin
(Herstellung der Protease-Aktivität siehe Beispiel 1) zugegeben. Die Mischung wird
70 h bei 39°C geschüttelt. Nach Abzentrifugieren des Enzyms wird das klare
Zentrifugat ausgefällt. Die Acetylstärke wird abgesaugt, gewaschen und abschließend
im Vakuum getrocknet.
Man erhält 2,4 g 2,6-O-Diacetylstärke mit einem DS = 1,0 an der C2-Position und
DS = 0,4 an der C6-Position.
2 g Stärke (Hylon VII) werden in 40 ml DMSO auf 80°C erhitzt, bis eine klare
Lösung entsteht. Nach Abkühlen werden 2,7 ml Acetanhydrid und 37 mg
Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der Protease-Aktivität siehe Bei
spiel 1) zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei 39°C geschüttelt. Nach Ab
zentrifugieren des Enzyms wird das klare Zentrifugat ausgefällt. Die Acetylstärke
wird abgesaugt, gewaschen und abschließend im Vakuum getrocknet.
Man erhält 2 g Acetylstärke mit einem DS = 0,7 an der C2- und C6-Position der AGU.
0,3 g enzymatisch hergestelltes Stärkeacetat (Beispiel 1) wird in 5 ml Pyridin
suspendiert. Zu dieser Suspension werden 0,1 g Dimethylaminopyridin (DMAP) und
5 ml Propionsäureanhydrid gegeben. Es wird 20 h bei 90°C gerührt. Das propiony
lierte Stärkeacetat wird in Ethanol ausgefällt, intensiv mit Ethanol gewaschen und im
Vakuum getrocknet.
Man erhält eine vollständig substituierte 2-O-Acetyl-3,6-O-Dipropionyl-stärke.
Das getrocknete Produkt enthält keine OH-Valenzschwingungen im IR-Bereich
3200-3600 cm-1 und ist Chloroform löslich, woraus sich folgende NMR-Daten
ergeben:
AGU: d = 5,22(H1), 4,72(H2), 5,36(H3), 3,91-3,95(H4, H5), 4,53(H6), 4,24(H6')
Propionyl an Pos. 6: d = 1,18(CH3), 2,45(CH2)
Propionyl an Pos. 3: d = 1,05(CH3), 2,20(CH2)
Acetyl an Pos. 2: d = 1,98(CH3)
(Bruker DRX 400 NMR-Spektrometer, 323 K)
AGU: d = 5,22(H1), 4,72(H2), 5,36(H3), 3,91-3,95(H4, H5), 4,53(H6), 4,24(H6')
Propionyl an Pos. 6: d = 1,18(CH3), 2,45(CH2)
Propionyl an Pos. 3: d = 1,05(CH3), 2,20(CH2)
Acetyl an Pos. 2: d = 1,98(CH3)
(Bruker DRX 400 NMR-Spektrometer, 323 K)
2 g in N-Methylmorpholin-N-oxid (NMMNO) gelöste Cellulose wird bei einer
Temperatur von T = 80-90°C mit DMSO (Volumenverhältnis:
VDMSO : VNMMO/1 : 1) verdünnt. Anschließend werden zur Celluloselösung 2,7 ml
Vinylacetat und 37 mg Proteinase N von Bacillus subtilis (Herstellung der Protease-
Aktivität siehe Beispiel 1) zugegeben. Diese Mischung wird bei einer Temperatur
von T = 80°C über einen Zeitraum von 24 h geschüttelt. Nachdem in warmen Wasser
ausgefällt wurde, wird mehrfach mit Wasser gewaschen und das Produkt ab
schließend im Vakuum getrocknet. Man erhält 1,2 g Acetylcellulose mit einem DS
von 0,3.
106 g Stärke (Hylon VII, hochamylosehaltige, native Maisstärke, Fa. National Starch
& Chemical) werden in 1 l DMSO bei 80°C gelöst. Nach Abkühlen auf 40°C werden
langsam 140 ml Vinylacetat und 5 g Na2HPO4 zugegeben. Die Mischung wird 70 h
gerührt und das unlösliche Na2HPO4 abzentrifugiert. Nach Ausfällung des Produktes
in Ethanol wird abgesaugt, gewaschen und im Vakuum getrocknet. Man erhält 116 g
2-O-Acetylstärke mit einem DS = 1,0.
106 g Stärke (Hylon VII, hochamylosehaltige, native Maisstärke, Fa. National Starch
& Chemical) werden in 1 l MDSO bei 80°C gelöst. Nach Abkühlen auf 40°C werden
langsam 63 ml Vinylacetat und 5 g Na2HPO4 zugegeben. Die Mischung wird 70 h
gerührt und das unlösliche Na2HPO4 abzentrifugiert. Nach Ausfällung des Produktes
in Ethanol wird abgesaugt, gewaschen und im Vakuum getrocknet.
Man erhält 102 g 2-O-Acetylstärke mit einem DS = 0,7.
2 g β-Cyclodextrin (Fa. Fluka) werden in 20 ml DMSO gelöst und anschließend
2,7 ml Vinylacetat und 20 mg Na2HPO4 zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei
40°C gerührt. Nach Abzentrifugieren des anorganischen Salzes wird das Zentrifugat
eingeengt, in Ethanol ausgefällt, gewaschen und im Vakuum getrocknet. Man erhält
2,1 g Heptakis-2-O-Acetylstärke.
2 g Dextrin 20 (Fa. Fluka) werden in 40 ml DMF bei 80°C gelöst und anschließend
2,7 ml Vinylacetat und 20 mg Na2HPO4 zugegeben. Die Mischung wird 70 h bei
40°C gerührt. Nach Abzentrifugieren des anorganischen Salzes wird in Ethanol
ausgefällt, gewaschen und im Vakuum getrocknet. Man erhält 2 g 2-O-Acetyldextrin
20 mit einem DS = 1,0.
2 g Stärke/Hylon VII, hochamylosehaltige, native Maisstärke, Fa. National Starch &
Chemical) werden in 40 ml DMSO bei 80°C gelöst. Nach Abkühlen auf 40°C
werden langsam 2,7 ml Vinylacetat und 20 mg Nacl zugegeben. Die Mischung wird
70 h gerührt und das unlösliche NaCl abzentrifugiert. Nach Ausfällung des Produktes
in Ethanol wird abgesaugt, gewaschen und im Vakuum getrocknet. Man erhält 2,1 g
2-O-Acetylstärke mit einem DS = 1,0.
2 g Stärke (Hylon VII, hochamylosehaltige, native Maisstärke, Fa. National Starch &
Chemical) werden in 40 ml DMSO bei 80°C gelöst. Nach Abkühlen auf 40°C
werden langsam 2,7 ml Vinylacetat und 20 mg Na2CO3 zugegeben. Die Mischung
wird 70 h gerührt und das unlösliche NaCl anzentrifugiert. Nach Ausfällung des
Produktes in Ethanol wird abgesaugt, gewaschen und im Vakuum getrocknet. Man
erhält 2,1 g 2-O-Acetylstärke mit einem DS = 1,0.
Claims (16)
1. Regioselektiv substituierte Oligo- und Polysaccharidester mit einem partiellen
durchschnittlichen Substitutionsgrad DS an der C2-Position der Anhydro
glucoseeinheit (AGU) des Oligo- oder Polysaccharids bezogen auf den
Gesamt-DS von mindestens 90%.
2. Oligo- und Polysaccharidester nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
es sich den bei Oligo- und Polysaccharidestern um Stärke oder Stärkederivate
handelt.
3. Oligo- und Polysaccharidester nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß
es sich um 2-O-Propionylstärke, 2-O-Butyrylstärke, 2-O-Benzoylstärke, 2-O-
Laurylstärke, 2-O-Methoxycarbonylstärke, 2-0-Acrylolylstärke, 2-O-
Methacrylolylstärke oder 2-O-Acetylstärke handelt.
4. Oligo- und Polysaccharidester nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
es sich bei den Oligo- und Polysaccharidestern um Cellulose oder
Cellulosederivate handelt.
5. Verfahren zur Herstellung von regioselektiv an der C2-Position substituierten
Oligo- und Polysaccharidestern, dadurch gekennzeichnet, daß die Veresterung
am gelöstem oder hochgequollenen Oligo- oder Polysaccharid enzym
katalysiert erfolgt.
6. Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß als Oligo- oder
Polysaccharide Stärke aus verschiedenen natürlichen Quellen mit unterschied
lichstem Amylosegehalt und Molekulargewicht, Stärkederivate, Cellulose,
Cellulosederivate, Pullulan oder Pullulanderivate, eingesetzt werden.
7. Verfahren nach Anspruch 5 oder 6, dadurch gekennzeichnet, daß als Enzyme
Proteasen, insbesondere Proteinase N, Subtilisin, Protease 2A, Protease 6,
a-Chymotrypsin, Rennin, Papain, Thermolysin, oder Esterasen eingesetzt
werden.
8. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 bis 7, dadurch gekennzeichnet, daß es
in einem organischen Lösungsmittel ausgewählt aus Dimethylsulfoxid
(DMSO), N,N-Dimethylformamid (DMF), N,N-Dimethylacetamid (DMA),
Pyridin, N-Morpholin-N-oxid (NMMO) oder Mischungen dieser Lösungs
mittel durchgeführt wird.
9. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 bis 8, dadurch gekennzeichnet, daß
die Enzymkomponente nach Durchführung der Veresterung isoliert und
wieder im Verfahren eingesetzt wird.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 bis 9, dadurch gekennzeichnet, daß
daß als Veresterungsreagenzien Vinylester, insbesondere Vinylacetat, Vinyl
propionat, Vinyllaurat, Vinylbutanoat, Vinylstearat, Vinylbenzoat, Vinyl
acrylat, Vinylmethacrylat, Vinylcrotonat, Vinylpivalat, Divinyladipat, einge
setzt werden.
11. Verfahren nach einem der Ansprüche 5 bis 9, dadurch gekennzeichnet, daß
als Veresterungsreagenzien Carbonsäureanhydride, insbesondere Acetanhy
drid, Propionsäureanhydrid, Bernsteinsäureanhydrid, Itakonsäureanhydrid,
oder Trihalogenethylester oder Lactone, insbesondere Propiolacton und
Butylrolacton, a-Angelicalacton oder O-substituierte N-Isopropyliden-
carbonate, N-Isopropyliden-O-methyl-carbonat, insbesondere N-Isopropyli
den-O-ethyl-carbonat, N-Isopropyliden-O-benzyl-carbonat eingesetzt werden.
12. Verfahren zur Herstellung von regioselektiv an der C2-Position veresterter
Oligo- und Polysaccharide, dadurch gekennzeichnet, dass der
Substitutiongsgrad < 1,0 ist und die Veresterung an im organischen
Lösungsmittels gelöstem oder hochgequollenem Oligo- oder Polysaccharid
salzkatalysiert durchgeführt wird.
13. Verfahren nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, dass die Veresterung
in Gegenwart eines Salzes aus der Gruppe Na2HPO4, Na2CO3, MgCO3,
(NH4)2CO3, NH4Cl, NaCl, NaBr, LiCl, Natriumcitrat durchgeführt wird.
14. Verfahren nach Anspruch 13, dadurch gekennzeichnet, dass das Salz in einer
Konzentration von 1-10 Gew.-%, bezogen auf das Edukt, vorliegt.
15. Verwendung von Estern gemäß einem der Ansprüche 1 bis 4 zur Herstellung
von Mischderivaten mit regioseleektiver Substituentenverteilung durch
gezielte Folgereaktionen.
16. Verwendung von 2-O-Acetylstärke nach Anspruch 3 als Blutplasma-
Expander.
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