CN115896129A

CN115896129A - 一种鸭茅DgbHLH128基因及其应用

Info

Publication number: CN115896129A
Application number: CN202211200755.7A
Authority: CN
Inventors: 黄琳凯; 靳雅荣
Original assignee: Sichuan Agricultural University
Current assignee: Sichuan Agricultural University
Priority date: 2022-09-29
Filing date: 2022-09-29
Publication date: 2023-04-04

Abstract

本发明公开了一种鸭茅DgbHLH128基因，该基因的核甘酸序列如SEQ ID NO：3所示，其氨基酸序列如SEQ ID NO：4所示。研究表明，在酵母中过表达该基因可以显著提高酵母对盐胁迫和干旱胁迫的耐受性，在拟南芥中沉默该基因则降低了拟南芥对干旱胁迫的耐受性，表明该基因与植物的胁迫耐受性息息相关。借助分子育种手段可利用该基因缩短育种时间，提高育种效率，还可能被应用于促进优质禾本科牧草鸭茅的开发与利用，具备巨大的研究价值和应用价值。

Description

一种鸭茅DgbHLH128基因及其应用

技术领域

本发明涉及生物技术领域，具体涉及一种鸭茅DgbHLH128基因及其应用。

背景技术

鸭茅又称果园草或鸡脚草，隶属禾本科鸭茅属(Dactylis glomerata L.)的多年生植物，全属约有5个种，中国仅有鸭茅1种。原产于欧洲、亚洲和地中海地区的鸭茅(Dactylis L.)是一种重要的温带禾本科饲草。因其叶量丰富、优质、高产、耐瘠薄、耐荫、适应性强等优点，而被推荐为草地建植或恢复、温带经济林地种植的主要骨干牧草之一。鸭茅是美国大面积种植的主要牧草，也是新西兰、澳大利亚、英国、法国、意大利等地重要的牧草资源。中国是鸭茅起源地之一，蕴藏着优异的鸭茅基因资源和丰富的遗传多样性，在中国西南、西北地区均有鸭茅分布。

干旱是农业生产活动中常见的非生物胁迫因素之一，对全球农作物产量的影响在“十大灾害”中旱灾高居首位，其危害相当于其他自然灾害之和。农业上所说的干旱包括2大类：一类是大气干旱，当植物在干燥、降雨量少、空气相对湿度在10％～20％的环境中生长时，过度的蒸腾作用导致植物体内水分平衡失调、含水量急剧下降，造成植物叶片暂时萎蔫，可以通过补充水分使其恢复正常生长；另一类是土壤干旱，北方的夏季烈日暴晒、降雨量少，土壤中的水分根本不能满足植物正常吸收和蒸腾作用所需。如果不能及时灌溉补充水分，作物会因干旱不能正常的生长发育，严重时将出现死苗。我国作为世界三大粮食产出国之一，干旱、半干旱地区占国土面积的一半，并且非干旱地区的农业生产也经常遭受干旱袭击，加之近年来出现严重的水资源危机，导致粮食作物大幅减产，粮食供给危机逐渐凸显。据统计，2014年我国东北、黄淮等地旱灾突出，农作物受灾面积达800万hm²，绝收近100万hm²。

植物受到干旱胁迫时，叶片的形态特征和一些生理指标也有明显的变化，具体表现为以下几个方面。叶片细胞体积变小、含水量降低，细胞膜系统受到不同程度的破坏；严重缺水时可能导致细胞膜破裂，细胞壁变厚且机械组织发达，光合器官受到影响；胞质中有机物含量增多，液泡中无机盐含量升高；叶片少又小且角质层增厚、机械组织发达，气孔多但较小，比叶重(SLW)增加、栅栏组织/海绵组织比值降低等。

分布在地表下面的根系是植物吸收土壤中水分和矿物质的重要器官。根系最先感知到干旱胁迫信号，并迅速将此信号传递到植物地上部以降低气孔导度，减少水分流失。中度干旱胁迫下，玉米苗期的初生根和部分次生根根量增加并下扎寻求土壤深层水源，随着胁迫程度的增加，近地表茎节处长出支持根且根系不断发展纵深以增强对水分的吸收，而当胁迫强度继续加大时，根系活跃吸收表面积大幅下降，植物水分平衡被打破，将对植株造成永久损伤。轻微干旱胁迫可以提高小麦幼苗的根系活力，但随着干旱处理时间的延长，根系活力明显降低，这是因为根系的呼吸作用降低，ATP供应不足导致的。因此，长期生活在干旱环境下的植物，通常表现为根系发达，扎根深入，根冠比大，这是植物对干旱胁迫的积极响应，有利于植物在此逆境下增强对水分的运输和吸收，以维持植物的代谢和生长发育，将干旱对自身的损伤降到最低。

可见干旱的环境给鸭茅生长带来不可忽视的损害，严重影响了我国鸭茅产业的发展。而当今社会，畜牧业及其附属产品对人们的生活越来越重要，实际生产中鸭茅或其他饲草的种植规模有限，所以结合实际和改进鸭茅或其他植物的自身对环境的适应能力变得十分重要，对于推动我国乃至世界畜牧业的发展具有重要意义。

发明内容

本发明的目的是提供一种鸭茅DgbHLH128基因及其应用，可针对性的提高酵母和拟南芥的抗旱性和耐盐性，缩短育种时间，提高育种效率，对优质禾本科牧草鸭茅的开发与利用具有重要意义。

为了达到上述目的，本发明提供了一种鸭茅DgbHLH128基因，该DgbHLH128基因的核苷酸序列如SEQ ID NO：3所示。

优选地，上述基因的核苷酸序列包括在如SEQ ID NO：3所示的核苷酸序列中添加、取代，插入或缺失一个或多个核苷酸而生成的核苷酸序列。

本发明还提供了一种鸭茅DgbHLH128基因编码的蛋白质，该蛋白质的氨基酸序列如SEQ ID NO：4所示，或与序列SEQ ID NO：4存在至少90％的同源性。

优选地，上述鸭茅DgbHLH128基因编码的蛋白质的氨基酸序列还包括在如SEQ IDNO：4所示的氨基酸序列中添加、取代、插入或缺失一个或多个氨基酸而生成的氨基酸序列。

本发明还提供了一种包含DgbHLH128基因核苷酸序列的重组载体。

本发明还提供了一种包含上述重组载体的重组工程菌。

本发明提供的DgbHLH128基因可被应用于提高酵母胁迫耐受性，其中，过表达该基因能提高酵母干旱胁迫抗性和耐胁迫抗性。

本发明提供的DgbHLH128基因可被应用于降低拟南芥胁迫抗性的耐受性，其中，沉默该基因能降低拟南芥的干旱抗性，从侧面反应出过表达该基因也可能提高拟南芥的胁迫抗性。

本发明提供的DgbHLH128基因还可能被应用于制备高胁迫抗性的鸭茅株系。

本发明的一种鸭茅DgbHLH128基因及其应用，解决了普通鸭茅抗干旱胁迫能力差等问题，具有以下优点：

本发明中提供的鸭茅DgbHLH128基因，在酵母中过表达该基因可以显著提高酵母对盐胁迫和干旱胁迫的耐受性，在拟南芥中沉默该基因则降低了拟南芥对干旱胁迫的耐受性，该基因还可能被应用于制备高胁迫抗性的鸭茅株系，结合分子育种的手段可极大的缩短育种时间，提高育种效率，具有重要的育种价值，对优质禾本科牧草鸭茅的开发与利用具有重要意义。

附图说明

图1为本发明中DgbHLH128基因扩增凝胶电泳图。

图2为本发明中酵母异源表达DgbHLH128基因的阳性菌落PCR鉴定凝胶电泳图。

图3为本发明中鸭茅DgbHLH128基因对非生物胁迫响应的表达结果。

图4为本发明中DgbHLH128基因过表达后酵母菌落对非生物胁迫的反应结果。

图5为本发明中拟南芥DgbHLH128基因沉默的突变体鉴定结果模拟图。

图6为本发明中拟南芥DgbHLH128基因沉默的突变体鉴定凝胶电泳图。

图7为本发明中野生型拟南芥与其突变体在干旱胁迫下表型变化结果。

图8为本发明中野生型拟南芥与其突变体在干旱胁迫下的生理指标测定对比。

具体实施方式

下面将对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。

实验例1鸭茅DgbHLH128基因及表达载体的构建

选取的实验材料为鸭茅品种“宝兴”，种植于四川农业大学温江校区。取其幼嫩叶片为材料提取总RNA。选用天根(北京)生化科技有限公司的植物总RNA提取试剂盒进行RNA提取，操作参考内附说明书进行。RNA提取后利用1％琼脂糖凝胶电泳进行完整性检测，使用超微量，分光光度计测定RNA浓度和纯度。反转录选用TaKaRa公司的PrimeScript II 1^ststrand DNA synthesis Kit，操作流程参考内附说明书。以鸭茅参考基因组为模板，通过序列全长设计核苷酸序列如SEQ ID NO：1和SEQ ID NO：2所示的DgbHLH128扩增引物，以DNA为模板进行扩增，扩增选用TaKaRa公司的PrimeSTAR Max DNA Polymerase试剂盒进行，操作流程参考内附说明书，PCR扩增体系见表1。反应条件为98℃预变性4min；98℃变性10s，55℃退火5s，72℃延伸30s，35个循环，最后72℃运行10min，1％琼脂糖凝胶电泳检测PCR产物，其结果如图1所示，泳道1、2、3分别为目的基因扩增的3次重复样本电泳结果。

其中，设计的引物序列如下(5’→3’)：

DgbHLH128-F(SEQ ID NO：1)：TCATCACAGCCTCCCATCTAGG；

DgbHLH128-R(SEQ ID NO：2)：TTCCCTACGCCTCAAGCAGA。

表1 PCR扩增体系

利用CE Design软件设计基因和DgbHLH128加入Hind III和Xba I两个酶切位点后的特异引物。以鸭茅叶片cDNA作为模板，通过PCR扩增，通过反向PCR的扩增方法以获得pYES2的线性化载体。使用普通琼脂糖凝胶DNA回收试剂盒(HiPure Gel Pure DNA MiniKit，美基生物科技有限公司，广州，中国)对电泳后的目的产物进行切胶纯化回收。利用克隆试剂盒(MonClone^TMHi-Fusion Cloning Mix V2，莫纳，武汉，中国)将附有同源臂DgbHLH128基因片段连接到酵母表达质粒pYES2的Hind III和Xba I位点间。将连接产物转入DH5α感受态细胞进行阳性克隆鉴定。选择pYES2通用引物对18个单克隆菌落进行PCR阳性鉴定，鉴定结果如图2所示，其中泳道1～18分别为以18个单菌落为模板扩增的电泳结果。将18个阳性克隆的对应的PCR产物送公司进行测序。最后通过测序验证重组质粒的正确性。

由测序结果可知，鸭茅DgbHLH128基因片段全长957bp，序列如SEQ ID NO：3所示，编码的蛋白含318个氨基酸，序列如SEQ ID NO：4所示。

实验例2DgbHLH128功能分析

1.鸭茅胁迫处理

1.1本试验所用的材料为鸭茅“宝兴”品种，将其播种至含有石英砂的培养盆(10×15cm²)中，于16h/8h(23℃/18℃)条件下的植物生长室中培养。发芽前用蒸馏水浇灌，待大部分种子发芽后用0.5×霍格兰营养液浇灌。待其幼苗长至3～4叶期时，分别用250mM的NaCl、20％聚乙二醇(PEG6000)和40℃高温对其进行胁迫处理，以1/2霍格兰营养液作为对照，分别于0、2、4、8、12、24、48h共七个时间点进行取样，每个处理三个生物学重复。取样后立即将样品放入液氮中冷冻，之后储存于-80℃冰箱用于后期使用。

1.2再利用植物总RNA提取试剂盒(RNAprep Pure plant kit，北京，中国)提取样品RNA。具体步骤如下：

(1)将-80℃中冷藏的鸭茅组织取出后立即放入研磨仪打碎成粉末状，加入450μL裂解液RL，充分震荡混匀。

(2)将所有溶液转移至含有收集管的过滤柱CS上，12,000rpm离心5min后，小心吸取收集管中的上清液至新的RNase-Free的离心管中，吸取时枪头尽量避免接触收集管底部的沉淀。

(3)缓慢加入0.5倍上清体积的无水乙醇(通常为225μL)，混匀后将所有溶液转入吸附柱CR3中，12,000rpm离心60sec。

(4)加入350μL去蛋白液RW1于吸附柱CR3中，12,000rpm离心60sec后倒掉收集管中的废液，将吸附柱CR3放回收集管中

(5)向吸附柱CR3中央加入80μL的DNase I工作液，室温放置15min。

(6)重复步骤4。

(7)加入500μL漂洗液RW于吸附柱CR3中，室温放置2min，12,000rpm离心60sec后倒掉收集管中的废液，将吸附柱CR3放回收集管中。

(8)加入15μL RNase-free ddH₂O溶解RNA沉淀。

(9)使用1％琼脂糖凝胶电泳检测RNA质量。

(10)使用NanoDrop 2000对提取的RNA进行纯度和浓度的检测。

1.3选用反转录试剂盒(HiScript III RT SuperMix for qPCR(+gDNA wiper)，诺唯赞生物科技有限公司，南京，中国)对上述得到的RNA进行cDNA反转合成，反转录具体步骤如下：

(1)分别将1μg RNA样品和4μL 4×gDNA wiperMix加入到规格为0.2mL的RNase-free离心管中，用RNase-free ddH₂O将总反应液体系补至16μL。PCR程序如下为42℃2min。

(2)在上一步的反应液中加入16μL 5×HiScript III qRT SuperMix。PCR程序为37℃ 15min，85℃ 5sec。

(3)反转录完成后迅速将获得的cDNA置于冰上，用于后续实验；或立即保存于-20℃。(cDNA应避免反复冻融)

1.4再利用软件Primer 5.0设计qRT-PCR引物，鸭茅内参基因为GAPDH。具体的qRT-PCR扩增引物序列如下表2所示：

表2候选基因qRT-PCR引物

1.5再荧光定量PCR试剂盒采用(MonAmp^TM

Green qPCR Mix None ROX，莫纳生物科技有限公司，武汉，中国)。在Bio-RAD CFX Connet仪器进行qRT-PCR试验。具体反应体系见表3，反应程序见表4。所有的qRT-PCR试验，均进行有三次生物学重复和三次技术重复。基因的相对表达水平采用用2^-ΔΔCT法来计算。基因上调或者下调超过1.5倍则被认为是显著表达。用软件Microsoft Office Excel 2010和Graphpadprism 5进行后期数据分析。

表3 qRT-PCR反应体系

表4实时荧光定量PCR程序

其中，定量结果如图3所示，图柱中的1～7分别表示0、2、4、8、12、24、48h共七个时间点进行取样的样本扩增结果。结果表明，DgbHLH128基因的表达会明显响应高温、干旱和盐的非生物胁迫。

2.DgbHLH128酵母表达验证

为初步鉴定DgbHLH128的功能，以实验例1克隆的DgbHLH128片段，以Hind III和XbaI为酶切位点进行酶切，采用诺唯赞生物(南京)的ClonExpress Ultra One StepCloningkit试剂盒将酶切后的片段连入线性化后的pYES2酵母表达质粒。将重组pYES2-DgbHLH128质粒通过Carrier DNA(Coolaber，中国)转入酿酒酵母株系(INVScI，MATahis3A1leu2trp1-289 ura3-52/MATahis3 Δ1 leu2 trp1-289 ura3-52)，以空白pYES2质粒为对照。转化后的酵母以含20mg/mL葡萄糖的SC-Ura培养基于28℃培养48h，选取单克隆进行PCR确认，其中，酿酒酵母转化载体构建引物为如下所述(5’→3’)：

DgbHLH128-HindIII(SEQ ID NO：9)：

ACTCACTATAGGGAATATTATCATCACAGCCTCCCATCTAGG；

DgbHLH128--XbaI(SEQ ID NO：10)：

TACATGATGCGGCCCTCTAGTTCCCTACGCCTCAAGCAGA。

挑取阳性酵母转化子于YPD液体培养基中活化，28℃，150rpm下培养2天。待菌液长至OD600约为1.2时，用无菌蒸馏水按照10倍的梯度进行稀释(10^-1、10^-2、10^-3、10^-4)，将稀释后的酵母菌液取2μL分别点斑于含有2.0mol/L山梨醇或者1.0mol/LNaCl的SD-Ura培养基上。28℃下培养3d后，观察酵母菌生长情况，结果如图4所示，表明DgbHLH128基因过表达可以提高酵母对盐胁迫和山梨醇模拟的干旱胁迫的耐受性。

3.拟南芥T-DNA插入突变体及其鉴定

采集拟南芥新鲜叶片，并提取DNA。以基因组DNA为模板，利用三引物法筛选和鉴定纯合突变体。根据突变体的SALK编号，在网站(http://signal.salk.edu/tdnaprimers.2.html)设计筛选和鉴定纯合突变体的两端引物。其中，SALK株系的左边界引物为LP(left border primer of the T-DNA insertion)，右边界引物为RP(right borderprimer of the T-DNA insertion)，通用引物为LB1.3，引物序列信息见下表5，其电泳结果模拟图如图5所示，野生型(wild type，WT)植株两条染色体上都未发生T-DNA插入，所以只能得到只有LP+RP的唯一PCR产物；纯合突变体(homozygous mutants，HM)植株发生了T-DNA插入，而T-DNA本身的长度约为17kb，过长的模版会阻抑目的基因特异扩增产物的形成，所以也只能得到LB1.3+RP的唯一PCR产物；杂合突变体(heterozygous mutant，HZ)植株只在其中一条染色体上发生了T-DNA插入，所以PCR扩增后会出现LP+RP和LB1.3+RP的两种PCR产物。根据上述3种差异明显的电泳结果情况，能有效筛选和鉴定出拟南芥纯合突变体。

表5拟南芥突变体鉴定引物

通过以上引物对4个拟南芥沉默株系的DNA进行T-DNA插入检测，结果如图6所示，其中，图6中的1、3、5、7泳道均为的野生型株系，2、4、6、8泳道均为待检测的突变株系，根据拟南芥突变体鉴定原理可知，这4个突变株系均发生T-DNA插入，并且都是单一条带，为纯和沉默株系。

4.拟南芥突变体干旱处理

选取生长长势相同生长周期为3周左右的拟南芥幼苗，以野生型拟南芥作为对照，每个株系三个重复。利用20％PEG-6000溶液对其进行灌溉处理，处理一周后观察其表型变化，其表型变化如图7所示，表明在干旱处理后的野生型叶片更绿更大，突变体株系枯黄叶片更多，表现出较弱的活性。

5.拟南芥生理指标的测定

分别对拟南芥突变体胁迫处理前和处理后进行取样，每个处理四个生物学重复。取样后立即将样品放入液氮中冷冻，之后储存于-80℃冰箱用于后期生理指标测定使用，其中WT表示野生型株系，bhlh128表示突变体株系。

5.1相对电导率(REC)的测定

取0.1g左右拟南芥新鲜叶片，共4个生物学重复。用纱布包好后塞入已经加入20mL纯水的50mL离心管中，使叶片完全浸泡于水中。将样品放置于室温24小时后测定初电导率S1，然后将其放入灭菌锅，灭菌条件为121℃15min，冷却至室温后测定终电导率S2。相对电导率计算公式为：S1/S2×100％，其结果如图8中的e所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，沉默株系相对电导率变化明显高于野生型，表明沉默株系在干旱胁迫后更多的细胞发生破裂导致电导率变化明显。

5.2叶绿素荧光的测定

将叶片在黑暗中处理20min后，采用Pocket PEA植物叶绿素荧光效率仪测定其最大光化学效率(Fv/Fm)和光合性能指数(PIABS)。每个处理4个生物学重复，其结果如图8中的f所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，各组间未见明显差异，说明干旱胁迫对叶绿素变化影响较小。

5.3丙二醛(MDA)含量测定方法

丙二醛(MDA)含量的测定是采用硫代巴比妥酸法。提取样品粗酶液后，吸取0.5mL的粗酶液于2.0mL的EP管中，然后加入1mL的反应液(20％的三氯乙酸和0.5％的硫代巴比妥酸)，在水浴锅中水浴，条件为：95℃30min。水浴后放置于冰上迅速冷却至室温，期间摇晃管子，以防止气泡产生。待样品冷却后，12000rpm离心10min，取上清液在532nm和600nm测定吸光值。记录为A532和A600，△A＝A532A600。丙二醛(MDA)的计算公式为：[△A×(ε×1)]×V×(10-3/Cpr)；

其中，ε：消光系数155mM-1cm-1；C：MDA浓度；V：提取粗酶液总体积；Cpr：材料蛋白含量(mg)，其结果如图8中的d所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，沉默株系相对丙二醛含量变化明显高于野生型，说明其抵御干旱胁迫的能力弱于野生型材料。

5.4抗坏血酸过氧化物酶(APX)的测定

依次加入1.375mL的100mM乙酸-醋酸钠、25μL 0.003mM的EDTA、25μL mM的过氧化氢和25μL 10mM的抗坏血酸后，最后加入50μL的粗酶液，立即测定样品在290nm的吸光值，每隔10秒记录一次，共十次。抗坏血酸过氧化物酶(APX)的计算公式为：△A290×V×1000×60/(Cpr×2.8×V样×t×0.01)；

其中，△A290：反应时间内吸光度的变化；V：提取酶液的总体积(mL)；V样：测定时的酶液用量(mL)；Cpr：样品蛋白含量(mg)；t：反应时间(min)，其结果如图8中的c所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，沉默株系相对抗坏血酸过氧化物酶含量变化明显低于野生型，说明其DgbHLH128被沉默导致抗坏血酸过氧化物酶降低，从而干旱胁迫耐逆性下降。

5.5过氧化物酶(POD)的测定

依次加入925μL的100mM乙酸-醋酸钠,再加入0.5mL的0.25％愈创木酚和25μL的粗酶液，混匀后加入50μL的0.75％过氧化氢启动反应。在470nm测定吸光值，每隔10秒记录一次。过氧化物酶(POD)的计算公式为：(ΔA470×V1)/(Cpr×V2×0.01×t)

其中ΔA470：时间内吸光度的变化；Cpr：样品可溶性蛋白含量(mg)；t为反应时间(min)；V₁：粗酶提取液的总体积(mL)；V₂：为测定时所用的粗酶提取液体积(mL)，其结果如图8中的a所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，沉默株系相对过氧化物酶含量变化明显低于野生型，说明其DgbHLH128被沉默导致过氧化物酶降低，从而干旱胁迫耐逆性下降。

5.6超氧化物歧化酶(SOD)的测定

SOD活性的测定使用的是氮蓝四唑(NBT)光化还原法。在反应体系中依次加入表7中的试剂。25℃，13000卢卡斯光照下反应15～30min，观察变化(反应结束时CK0应该没有紫色产生，CK最大应该变为暗紫色，测定管应该变为亮紫色)。放入暗处终止反应，在560nm处测定吸光值。超氧化物歧化酶(SOD)的测定方法如表6所示，其计算公式为：[(A1-A2)×V]/(1/2A1×Cpr×Vt)。

其中，A1：最大管的吸光度；A2：样品管的吸光度；V：提取酶液的总体积(mL)；Vt：测定时的酶液用量(mL)；Cpr：样品蛋白含量(mg)，其结果如图8中的b所示(CK为正常生长的对照组，D为胁迫处理的实验组组)，沉默株系相对超氧化物歧化酶含量变化明显低于野生型，说明其DgbHLH128被沉默导致超氧化物歧化酶降低，从而干旱胁迫耐逆性下降。

表7 SOD测定方法

各指标测定结果如图8所示，可知，DgbHLH128基因缺失纯合突变体(bhlh128)株系与野生型拟南芥相比，在干旱处理后的野生型叶片更绿更大，突变体株系枯黄叶片更多，表现出较弱的活性。而且干旱胁迫后各项生理指标也表明DgbHLH128基因缺失纯合突变体(bhlh128)的耐旱性要低于野生型。

尽管本发明的内容已经通过上述优选实施例作了详细介绍，但应当认识到上述的描述不应被认为是对本发明的限制。在本领域技术人员阅读了上述内容后，对于本发明的多种修改和替代都将是显而易见的。因此，本发明的保护范围应由所附的权利要求来限定。

Claims

1.一种鸭茅DgbHLH128基因，其特征在于，该DgbHLH128基因的核苷酸序列如SEQ IDNO：3所示。

2.根据权利要求1所述的鸭茅DgbHLH128基因，其特征在于，所述基因的核苷酸序列包括在如SEQ ID NO：3所示的核苷酸序列中添加、取代，插入或缺失一个或多个核苷酸而生成的核苷酸序列。

3.一种如权利要求1所述鸭茅DgbHLH128基因编码的蛋白质，其特征在于，该蛋白质的氨基酸序列如SEQ ID NO：4所示，或与序列SEQ ID NO：4存在至少90％的同源性。

4.根据权利要求3所述的鸭茅DgbHLH128基因编码的蛋白质，其特征在于，所述蛋白质的氨基酸序列包括在如SEQ ID NO：4所示的氨基酸序列中添加、取代、插入或缺失一个或多个氨基酸而生成的氨基酸序列。

5.一种包含如权利要求1或2所述基因的核苷酸序列的重组载体。

6.一种含有如权利要求5所述重组载体的重组工程菌。

7.如权利要求1所述的鸭茅DgbHLH128基因在酵母胁迫耐受性中的应用，其中，所述的胁迫包含干旱胁迫抗性和耐胁迫。

8.如权利要求1所述的鸭茅DgbHLH128基因在植物胁迫抗性中的应用。

9.根据权利要求8所述的应用，其特征在于，所述的植物为拟南芥，沉默所述DgbHLH128基因能降低拟南芥的干旱胁迫抗性。

10.根据权利要求8所述的应用，其特征在于，所述的植物为鸭茅。