CN113514578B - 一种植物体内纳塑料的测定方法 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了一种植物体内纳塑料的测定方法，该方法包括以下步骤：S1、采用碱消解法，得消解液；S2、将醇类溶剂添加至所述消解液中反应，固液分离，收集固相；S3、将步骤S2中所述固相用有机溶剂洗脱，收集液相，得到纳塑料溶液，烘干，即得纳塑料；S4、采用裂解气相色谱‑质谱法对所述纳塑料进行定量分析。本发明实现了对植物体内纳塑料进行成分鉴定和质量定量；采用本方法对聚苯乙烯(PS)纳塑料和聚甲基丙烯酸甲酯(PMMA)纳塑料的检测限分别为2.31μg/g～4.15μg/g和3.87μg/g～8.20μg/g。该方法具有重现性好和灵敏度高的优点，实现了对植物体内纳塑料的定量分析。

Description

一种植物体内纳塑料的测定方法
技术领域
本发明涉及分析技术领域，具体涉及一种植物体内纳塑料的测定方法。
背景技术
塑料垃圾在环境中经物理、化学、生物等方式逐步降解。一般将直径小于5mm的 微小型颗粒或碎片成为微塑料，而微塑料进一步降解为纳米级的塑料，简称纳塑料(尺 寸<1μm)。
近年来，纳塑料由于其对生物体的潜在影响成为新兴的研究热点。纳塑料可以通过 侧根裂隙进入植物并在各种植物组织中积累。这些发现表明，纳塑料可能会从土壤中转移到植物体内并沿食物链积累，从而对每个营养层的生物体造成影响，并最终对人类构 成潜在威胁。相关技术中，对纳塑料的提取和定量效率低下，有关植物中纳塑料吸收和浓度的定量信息几乎无法获得。
目前，环境样品中纳塑料含量测定的常见方法有纳米粒子跟踪分析(Nanoparticle Tracking Analysis，NAT)、多角度光散射(Multi-AngleLightScatter.，MALS)、单粒子电 感耦合等离子体质谱(Single Particle Inductively Coupled PlasmaMass Spectrometry， spICP-MS)、红外和拉曼(Raman)光谱。不幸的是，这些技术存在较大的系统误差， 通常无法应用于复杂的基质中的纳塑料检测。
热裂解与气相色谱/质谱联用(Pyrolysis gas chromatography/massspectrometry， Py-GC/MS)是一种新兴的用于纳塑料定量的技术，尤其是在低浓度和复杂环境样品中 具有较好的应用前景。Py-GC/MS已成功应用于定量加标生物样品乃至原始水生动物组 织中的纳塑料含量的测定。但是，由于过多的有机物的干扰，将Py-GC/MS应用于植 物体内纳塑料定量的定量分析仍然是一个挑战。
因此，需要开发一种植物体内纳塑料的测定方法，该方法特异性好且准确度高。
发明内容
为解决现有技术中存在的问题，本发明提供了一种植物体内纳塑料的测定方法，该 方法特异性好且准确度高。
本发明提供了一种植物体内纳塑料的测定方法，包括以下步骤：
S1、采用碱消解法对待测植物进行处理，得消解液；
S2、将醇类溶剂添加至所述消解液中反应，固液分离，收集固相产物；
S3、将步骤S2中所述固相产物用有机溶剂洗脱，收集液相，得到纳塑料溶液，烘干，即得纳塑料；
S4、采用裂解气相色谱-质谱法对所述纳塑料进行定量分析。
根据本发明的一些实施方式，所述碱为四甲基氢氧化铵溶液。
根据本发明的一些实施方式，所述四甲基氢氧化铵溶液的质量浓度为5％～25％。
根据本发明的一些实施方式，所述醇类溶剂为乙醇。
加入乙醇，使消解液中出现凝胶状纤维素沉淀，该沉淀为纳塑料和纤维素的混合物。
根据本发明的一些实施方式，所述步骤S2中固液分离的方法为离心分离。
根据本发明的一些实施方式，所述离心分离的速率为4000rpm～6000rpm。
根据本发明的一些实施方式，所述离心分离的时间为4min～6min。
根据本发明的一些实施方式，步骤S2中，固相产物需干燥。
根据本发明的一些实施方式，所述干燥的温度为75℃～85℃。
根据本发明的一些实施方式，所述干燥的时间为1.5h～2.5h。
根据本发明的一些实施方式，所述有机溶剂为二氯甲烷。
根据本发明的一些实施方式，所述步骤S3中洗脱为超声洗脱。
超声洗脱的目的为将纤维素和纳塑料分离。
根据本发明的一些实施方式，所述烘干的温度为55℃～65℃。
根据本发明的一些实施方式，所述烘干的时间为0.5h～1.5h。
根据本发明的一些实施方式，所述测定方法还包括在步骤S4之前，对所述纳塑料需进行热处理。
热处理是为了进一步去除背景植物组织。
根据本发明的一些实施方式，所述热处理的温度为180℃～200℃。
根据本发明的一些实施方式，所述热处理的时间为2h～4h。
根据本发明的一些实施方式，所述纳塑料包括聚苯乙烯、聚甲基丙烯酸甲酯、聚乙烯、聚氯乙烯和聚对苯二甲酸乙二酯纳塑料中的至少一种。
本发明至少具备如下有益效果：
本发明的测定方法具有良好的回收率；同时还具备易于操作、成本低、特异性高、灵敏度好和准确度高的特点，采用本方法对聚苯乙烯(PS)纳塑料和聚甲基丙烯酸甲酯(PMMA)纳塑料的检测限分别为2.31μg/g～4.15μg/g和3.87μg/g～8.20μg/g，实现了对植物体内纳塑料的定量分析。
附图说明
图1为本发明实施方式中操作步骤；
图2为本发明实施例1中操作步骤；
图3为本发明实施方式中不同粒径纳塑料的SEM图；
图4为本发明实施方式中不同粒径水合PS纳塑料的粒径分布图；
图5为本发明实施方式中不同粒径水合PMMA纳塑料的粒径分布图；
图6为本发明实施方式中50nm PS(35μg)和50nmPMMA(25μg)纳塑料标准 品混合物的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图7为本发明实施方式中50nm PS(35μg)和50nm PMMA(25μg)纳塑料标准 品混合物的Py-GC/MS色谱图(第二次运行，总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子 色谱图(SIC))；
图8为本发明实施方式中PS和PMMA纳塑料热裂解产物的质谱图；
图9为本发明实施方式中纳塑料指示离子的标准曲线；
图10为本发明实施方式中空白根样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC) 和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图11为本发明实施方式中空白根样品的Py-GC/MS色谱图(图10局部图谱)；
图12为本发明实施方式中根加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图13为本发明实施方式中根加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(图12局部图谱)；
图14为本发明实施方式中空白茎样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC) 和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图15为本发明实施方式中空白茎样品的Py-GC/MS色谱图(图14局部图谱)；
图16为本发明实施方式中茎加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图17为本发明实施方式中茎加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(图16局部图谱)；
图18为本发明实施方式中空白叶样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC) 和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图19为本发明实施方式中空白叶样品的Py-GC/MS色谱图(图18局部图谱)；
图20为本发明实施方式中叶加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC))；
图21为本发明实施方式中叶加标处理样品的Py-GC/MS色谱图(图20局部图谱)；
图22本发明实施方式中空白样品和根、茎和叶加标处理样品PS和PMMA纳塑料 回收率测试结果。
附图标记：
P1、第一组峰；P2、第二组峰；P3、第三组峰；P4、第四组峰；P5、第五组峰； P6、第六组峰；P7、第七组峰；P8、第八组峰。
具体实施方式
以下将结合实施例对本发明的构思及产生的技术效果进行清楚、完整地描述，以充 分地理解本发明的目的、特征和效果。显然，所描述的实施例只是本发明的一部分实施例，而不是全部实施例，基于本发明的实施例，本领域的技术人员在不付出创造性劳动 的前提下所获得的其他实施例，均属于本发明保护的范围。
本发明实施方式中的植物体内纳塑料的测定方法，如图1所示，包括以下步骤：
S1、采用碱消解法，得消解液；
S2、将醇类溶剂添加至上述消解液中反应，固液分离，收集固相；
S3、将步骤S2中固相用有机溶剂萃取，收集有机相，得到纳塑料溶液，烘干，即 得纳塑料；
S4、采用裂解气相色谱-质谱法对纳塑料进行定量分析。
为了最大程度地减少潜在的污染，本发明实施方式中使用的小瓶均用超纯水彻底冲 洗。所有样品都用氧化铝箔覆盖。为了检测样品处理过程中可能的污染，使用Py-GC/MS分析所有洗涤液和溶剂，并使用上述相同步骤处理空白样品。另外，为避免交叉污染，将所有热裂解靶杯放置在马弗炉中于600℃加热3小时，然后每次测样前先运行空白杯。 此外，定期执行中点校准标准品(每隔10个样本)，以消除可能存在的仪器精度偏移情 况。
本发明各实施方式中所用试剂如下：
四甲基氢氧化铵(TMAH)，购自Sigma-Aldrich(St.Louis，MO)；药物级别无水 乙醇(EtOH，99.5％，w/w)，购自Macklin(中国上海)；二氯甲烷(DCM)，购自北京 化工集团有限公司(中国北京)；从Janus New-Materials Co.(中国南京)购买的标准尺寸分别为50nm、100nm和500nm的PS纳塑料和500nm的PMMA纳塑料的原液；由 Phosphorex(Hopkinton；MA)提供的尺寸分别为50nm和100nm的PMMA纳塑料。 霍格兰营养液购自北京酷来搏科技有限公司。
本发明实施方式中所选用的植物为黄瓜。
本发明各实施方式中Py-GC/MS系统的具体参数设置见表1。
表1本发明各实施方式中Py-GC/MS系统的具体参数
实施例1
本实施例为一种植物体内纳塑料测定方法，包括以下步骤，如图2所示：
S1、事先称量约50mg植物粉末装入15mL聚丙烯离心管中的中，并加入四甲基氢 氧化铵(TMAH，3mL，25％w/w)，然后在室温(25℃)条件下将样品放置在摇床上， 以300rpm的转速摇动24h以消化植物组织。
S2、在灰绿色的消化溶液中加入10mL乙醇，迅速摇晃均匀，此时在溶液中出现凝胶状纤维素沉淀。将离心管以6000rpm的转速离心5min，然后将沉淀用10mL乙醇 (EtOH)洗涤，重复三次。
S3、将收集的灰白色沉淀物在80℃下干燥2h，然后用2mL二氯甲烷(DCM)在 60℃超声下洗脱1h。
S4、将上清液重新溶于1.5mL DCM中，然后取200μL溶液转移至80μL热裂解 靶杯中，并在通风橱中蒸发(分三次加入，即70μL、70μL和60μL)。最后，为了进一 步去除背景植物组织，在进行Py-GC/MS分析之前，需在190℃条件下对样品进行额外 3小时的热处理。
本发明实施方式中所用PS纳塑料和PMMA纳塑料SEM测试结果见图3；本发明 实施方式中使用的50nm、100nm和500nm PS纳塑料，其主要尺寸分别为33.9nm～58.8nm (图3-A)、99.1nm～124nm(图3-B)和357nm～426nm(图3-C)；对于50nm、100nm 和500nm的PMMA纳塑料，其测得的粒径分别为41.9nm～64.5nm(图3-D)、 82.9nm～119nm(图3-E)和441nm～533nm(图3-F)。
本发明实施方式中所用PS纳塑料水合粒径和PMMA纳塑料水合粒径测试结果见图4～5；由图4和图5得知，纳塑料的水合粒径与自身粒径相近，不存在水合之后粒径变 化较大的情况。
本发明实施例1中测定方法的线性范围实验：
标准样品配制：
标准品混合物:取50nm PS(35μg)和50nm PMMA(25μg)纳塑料，混合后即得 标准品混合物。
本发明标准品混合物的Py-GC/MS色谱图见图6～8，其中图6为总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC，第一次运行中，纳塑料标准品的m/z 104、91、208、 312和100)；图7为第二次运行中纳塑料标准的TIC和SIC；图8为PS和PMMA纳塑 料热裂解产物的质谱图；Py-GC/MS分析中PS和PMMA纳塑料的热裂解产物的详细 信息如下：甲基丙烯酸甲酯(Methyl methacrylate，驻留时间：2.75min；m/z：32、41、 59、69、85和100)；苯乙烯(Styrene，驻留时间：5.43min；m/z：57、78和104)；苯 乙烯二聚体(3-butene-1,3-diyldibenzene(styrene dimer)，驻留时间：17.07min；m/z： 91、104、115、130、193和208)；苯乙烯三聚体(5-hexene-1,3,5-triyldibenzene(styrene trimer)，驻留时间：23.90min；m/z：91、117、194、207和312)。从图6中得知：甲基 丙烯酸甲酯(Methyl methacrylate，m/z100)可作为PMMA的指示离子。对于PS而言， 尽管苯乙烯(Styrene，m/z 104)是其最丰富的热裂解产物，但它也可能是环境中广泛存在的其他塑料(例如PVC)、蛋白质和几丁质裂解后的指示离子。因此，选择苯乙烯 三聚体(5-hexene-1,3,5-triyldibenzene(styrenetrimer)，m/z 312)作为PS专用指示化合 物，因为它的丰度高于苯乙烯二聚体(3-butene-1,3-diyldibenzene(styrene dimer)，m/z 208)； 同时，碎片离子m/z 91在苯乙烯中具有最高的丰度，因此在被研究中被用于量化样品中PS含量。
同时为更清晰的分析各峰的出峰位置，图6和图7中对各组峰进行了局部放大处理： 其中P1局部放大的坐标区间为：2.5min～3.5min(坐标轴相应坐标为2.5min、3.0min和3.5min)；P2局部放大的坐标区间为：5.0min～6.0min(坐标轴相应坐标为5.0min、5.5min和6.0min)；P3局部放大的坐标区间为：16.5min～17.5min(坐标轴相应坐标为16.5min、17.0min和17.5min)；P4局部放大的坐标区间为：23.5min～24.5min(坐标轴相应坐标为23.5min、24.0min和24.5min)。
表2本发明实施方式中纳塑料标准样品分析结果
纳塑料 PS PMMA
指示离子 苯乙烯三聚物 甲基丙烯酸甲酯
驻留时间(min) 23.90 2.75
离子碎片峰(m/Z) 91 100
质量范围(μg) 0.1～50 0.1～50
N 9 9
标准曲线 y＝4.84×106x+8.94×105 y＝6.64×106x-1.99×106
R2 0.998 0.999
RSD(％，n＝5) 5.6～23.5 6.3～12.2
LOD(检出限，μg/L) 0.003 0.012
由表2得知本发明实施方式中利用Py-GC/MS进行纳塑料定量分析时所得到的各项参数指标，包括测定系数，检测限(LOD)和可重复性，表2中的标准曲线是不同浓度 的标准品混合物(无植物样品)测试的结果。
将上述标准样品测量结果进一步分为低浓度(0.1μg～2.0μg)和高浓度(2.0μg～50μg) 条件的标准曲线，从而提高测量精度；测试结果见图9。图9-A为PS纳塑料的指示离子(m/z 91)在0.1μg～2.0μg条件下的标准曲线(y＝4.79×106x-2.42×105)；图9-B为PS 纳塑料的指示离子(m/z 91)在2.0μg～50μg条件下的标准曲线(y＝4.81×106x+1.87×106)；图9-C为PMMA纳塑料的指示离子(m/z 100)在0.1μg～2.0μg条件下的标准曲线 (y＝5.40×106x-1.96×105)；图9-D为PMMA纳塑料的指示离子(m/z 100)在2.0μg～50 μg条件下的标准曲线(y＝6.69×106x-3.85×106)；结合图9所示，根据标样中m/z 91和 m/z 100的数据结果，进一步结合加标后测定的植物样品中纳塑料浓度和已知浓度进行 对比；本发明成功建立了植物PS和PMMA纳塑料样本浓度的标准曲线。其中每条标准 曲线由两部分构成，包含0.1～0.2以及0.2～50μg的子曲线，从而提高标准曲线的精确程 度。
本实施例Py-GC/MS检测可行性验证
由于植物组织的化学成分复杂(主要包含糖、脂肪酸、氨基酸和其他的挥发性成分30)，其中一些极有可能与纳塑料一同被萃取；因此，有必要研究共提取的植物成分对 使用Py-GC/MS测定纳塑料过程的影响。为了进一步验证我们方法的可行性，选取每个 植物组织的八个加标后的样品，经上述方法处理后，每个标准样品一式五份进行分析。 通过分析各种浓度(25μg/g～5000μg/g)的每个组织的八个标准样品，从而获得外部 校准曲线。
为了验证本发明实施例1中测定方法的可行性，对植物样品进行了加标处理，并进行了相关测试。
加标处理的相关操作为：
根空白样品：取50mg黄瓜根样品粉末，按实施例1中的测定方法进行提取处理， 得根空白样品。
茎空白样品：取50mg黄瓜茎样品粉末，按实施例1中的测定方法进行提取处理， 得茎空白样品。
叶空白样品：取50mg黄瓜叶样品粉末，按实施例1中的测定方法进行提取处理， 得叶空白样品。
植物根加标处理样品：取50mg黄瓜根样品粉末，添加573μg/g 50nmPS和215μg /gPMMA纳塑料后，再按实施例1中的测定方法进行提取处理，得植物(黄瓜)根加 标处理样品。
植物茎加标处理样品：取50mg黄瓜茎样品粉末，添加573μg/g 50nmPS和215μg /gPMMA纳塑料后，再按实施例1中的测定方法进行提取处理，得植物(黄瓜)茎加 标处理样品。
植物叶加标处理样品：取50mg黄瓜叶样品粉末，573μg/g 50nmPS和215μg/g PMMA纳塑料后，再按实施例1中的测定方法进行提取处理，得植物(黄瓜)叶加标 处理样品。
对上述空白根样品、空白茎样品、空白叶样品、植物根加标处理样品、植物茎加标处理样品和植物叶加标处理样品进行五次重复。通过以下公式校准回收率：
其中，m0为未加标样品中的纳塑料质量；md(μg)为加入了已知质量ms(μg)纳塑料的样品中的纳塑料质量。
PS和PMMA纳塑料的检测极限(LOD；μg/g)以校准曲线中可用的最低浓度为准。
方法的可重复性表示为纳塑料的五次重复提取的相对标准偏差(RSD)。
图10～13为本发明可行性验证中空白根样品和植物根加标处理样品的Py-GC/MS色谱图。其中图10和图11为未添加任何纳塑料植物根样品谱图；图12和图13为添加 了573μg/g 50nm PS纳塑料和215μg/g 50nm PMMA纳塑料后进行测定所得到的谱 图。图10为空白根样品的总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC，m/z 104、 m/z 91、m/z 208、m/z 312和m/z 100)；图11为在图10所示的2.72min～2.80min 处(靠近甲基丙烯酸甲酯的RT)、5.29min～5.35min处(靠近苯乙烯的RT)、 17.00min～17.09min处(靠近苯乙烯二聚体的RT)和23.86min～23.95min处(苯乙烯三 聚体的RT附近)的质谱图；图12掺有纳塑料的根样品的TIC和SIC(m/z 104、91、 208、312和100)；图13在图12所示的2.72min～2.80min处(靠近甲基丙烯酸甲酯的 RT)、5.29min～5.37min处(靠近苯乙烯的RT)，17.02min～17.07min处(靠近苯乙烯 二聚体的RT)和23.86min～23.90min处(靠近苯乙烯三聚体的RT)的质谱图。如图 10所示，在未加标的根样品中，在5.43min，即苯乙烯的驻留时间(RT)处获得了几个 峰值和一个极强的信号。这表明植物成分与纳塑料共萃取，并且对于PS纳塑料来说苯 乙烯不是该化合物的典型热裂解产物。值得注意的是，在未加标的样品中(图10和图11)，并未获得甲基丙烯酸甲酯(RT 2.75min)，苯乙烯二聚物(RT 17.07min)或在23.90 min处的苯乙烯三聚物的峰；然而在加标的根样本中却观察到了这三种热裂解产物的强 烈信号(图12和图13)。
图14～17为本发明可行性验证中空白茎样品和植物茎加标处理样品的Py-GC/MS色谱图。其中图14和图15为未添加任何纳塑料植物茎样品谱图；图16和图17为添加 了573μg/g 50nm PS纳塑料和215μg/g 50nm PMMA纳塑料后进行测定所得到的谱 图。图14为茎部非加标对照样品的TIC和SIC(SIC，m/z 104、m/z 91、m/z 208、 m/z 312和m/z 100)；图15为在图14所示的2.73min～2.81min处(靠近甲基丙烯酸 甲酯的RT)、5.29min～5.39min处(靠近苯乙烯RT)、16.98min～17.03min处(靠近苯 乙烯二聚体RT)和23.90min～23.96min(苯乙烯三聚体的RT附近)处的质谱图；图16 为掺有纳塑料的茎部样品的TIC和SIC(m/z 104、m/z 91、m/z 208、m/z 312和m/ z 100)；图17为在图16所示的2.71min～2.79min(靠近甲基丙烯酸甲酯的RT)， 5.29min～5.38min(靠近苯乙烯的RT)，17.02min～17.07min(靠近苯乙烯二聚体的RT) 和23.86min～23.90min(靠近苯乙烯三聚体的RT)的质谱图。如图14所示，在未加标 的茎样品中，在5.43min，即苯乙烯的驻留时间(RT)处获得了几个峰值和一个极强的 信号。这表明植物成分与纳塑料共萃取，并且对于PS纳塑料来说苯乙烯不是该化合物的典型热裂解产物。值得注意的是，在未加标的样品中(图14和图15)，并未获得甲基 丙烯酸甲酯(RT 2.75min)，苯乙烯二聚物(RT 17.07min)或在23.90min处的苯乙烯 三聚物的峰；然而在加标的茎样本中却观察到了这三种热裂解产物的强烈信号(图16 和图17)。
图18～21为本发明可行性验证中空白叶样品和植物叶加标处理样品的Py-GC/MS色谱图。其中图18和图19为未添加任何纳塑料植物叶样品谱图；图20和图21为添加 了573μg/g 50nm PS纳塑料和215μg/g 50nm PMMA纳塑料后进行测定所得到的谱 图。图18为非加标对照样品的总离子色谱图(TIC)和选定的指示离子色谱图(SIC， m/z 104、m/z 91、m/z208、m/z 312和m/z 100)。图19为图18中所示的2.76min～2.82 min(靠近甲基丙烯酸甲酯的RT)、5.29min～5.36min(靠近苯乙烯的RT)、17.01min～17.07 min(靠近苯乙烯二聚体的RT)和23.84min～23.97min(苯乙烯三聚体RT附近)处的质谱图；图20为掺有纳塑料的叶片样品的TIC和SIC(m/z 104、91、208、312和100)； 图21为所示的2.71min～2.79min(靠近甲基丙烯酸甲酯RT)、5.29min～5.36min(靠近 苯乙烯的RT)、17.01min～17.06min(靠近苯乙烯二聚体RT)和23.84min～23.89min(靠 近苯乙烯三聚体RT)处的质谱图。如图18所示，在未加标的叶样品中，在5.43min， 即苯乙烯的驻留时间(RT)处获得了几个峰值和一个极强的信号。这表明植物成分与纳塑料共萃取，并且对于PS纳塑料来说苯乙烯不是该化合物的典型热裂解产物。值得注 意的是，在未加标的样品中(图18和图19)，并未获得甲基丙烯酸甲酯(RT 2.75min)， 苯乙烯二聚物(RT 17.07min)或在23.90min处的苯乙烯三聚物的峰；然而在加标的叶 样本中却观察到了这三种热裂解产物的强烈信号(图20和图21)。
同时为更清晰的分析各峰的出峰位置，图10、图12、图14、图16、图18和图20 中对各组峰进行了局部放大处理：其中P1和P5局部放大的坐标区间为：2.5min～3.5min (坐标轴相应坐标为2.5min、3.0min和3.5min)；P2和P6局部放大的坐标区间为： 5.0min～6.0min(坐标轴相应坐标为5.0min、5.5min和6.0min)；P3和P7局部放大的坐 标区间为：16.5min～17.5min(坐标轴相应坐标为16.5min、17.0min和17.5min)；P4和 P8局部放大的坐标区间为：23.5min～24.5min(坐标轴相应坐标为23.5min、24.0min和 24.5min)。
结合图10～21的测试结果得知：共提取的植物成分对通过Py-GC/MS鉴定所提取的纳塑料的干扰有限。
同时由于植物可能会摄入不同粒径大小的塑料纳米颗粒，因此实验过程中使用了不 同粒径(50nm、100nm和500nm)的PS和PMMA纳塑料颗粒对植物进行了加标处理，并使用实施例1中的方法处理样品后使用Py-GC/MS评估方法的可靠性。测试结果见 表3和图22。
表3本发明实施方式中不同粒径(50nm、100nm和500nm)的PS和PMMA纳塑 料颗粒的加标回收测试结果
图22为本发明实施方式中黄瓜植物各种组织中(n＝5)PS(A)和PMMA(B) 纳塑料回收率测试结果；其中，PS纳米塑料的峰值浓度约为60μg/g；PMMA峰值浓 度约为40μg/g。结合图22和表3的测试结果得知：不同粒径对本发明实施方式中的 纳塑料提取和测定方法并无显著影响。不同粒径条件下所得到的平均回收率范围均在 79.7±8.4％和103.3±6.2％。这表明，本发明实施方式中的方法对于不同粒径的纳米颗 粒的提取和测定是有效的。
表4不同加标浓度梯度条件下100nm PS和PMMA纳塑料颗粒的测试结果
表4不同加标浓度梯度条件下100nm PS和PMMA纳塑料颗粒的测试结果。由表4 得知PS和PMMA纳塑料在不同组织中均具有良好的线性拟合度，R2≥0.997。当加标 峰值浓度为25μg/g至5000μg/g时，纳塑料的回收率为61.1～104％。PS纳塑料的LOD 值为2.31μg/g～4.15μg/g，PMMA纳塑料的LOD值为3.87μg/g～8.20μg/g，其对应 的100nm PS微塑料的颗粒数浓度为6.98pmol/g～12.5pmol/g，对应的100nm PMMA 微塑料的颗粒数浓度为10.6pmol/g～22.5pmol/g。
本发明提供了一种能够测定植物体内纳塑料含量的方法，并成功地测量了不同暴露 时间内的植物组织中纳塑料的含量。本方法结合了碱消化，纤维素沉淀和超声浸出，然后利用热裂解-气相色谱-质谱(Py-GC/MS)分析方法，以黄瓜(Cucumis sativus)作为 模式植物，对其体内的纳米塑料进行定量分析。在添加了34.5μg/g～61.5μg/g的聚苯乙 烯(PS)和聚甲基丙烯酸甲酯(PMMA)纳塑料质量控制样品中，测得两者的回收率分 别为81.6％～97.2％。植物组织中PS和PMMA纳米塑料的检出限分别为2.31μg/g～4.15 μg/g和3.87μg/g～8.20μg/g。将黄瓜幼苗暴露于50mg/L 100nm PS纳塑料中14天后， 使用本方法在黄瓜植物组织中检测到纳米塑料的浓度为159μg/g～6893μg/g。进一步的扫描电子显微镜(SEM)证明了纳米塑料在不同植物组织中的存在。
综上所述，本发明的测定方法具有良好的回收率；同时还具备易于操作、成本低、特异性高、灵敏度好和准确度高的特点，采用本方法对聚苯乙烯(PS)纳塑料和聚甲基丙 烯酸甲酯(PMMA)纳塑料的检测限分别为2.31μg/g～4.15μg/g和3.87μg/g～8.20μg/g，实 现了对植物体内纳塑料的定量分析。
上面结合说明书及附图内容对本发明实施例作了详细说明，但是本发明不限于上述 实施例，在所属技术领域普通技术人员所具备的知识范围内，还可以在不脱离本发明宗旨的前提下作出各种变化。此外，在不冲突的情况下，本发明的实施例及实施例中的特 征可以相互组合。

Claims (13)

1.一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1、采用碱消解法对待测植物进行处理，得消解液；
S2、将醇类溶剂添加至所述消解液中反应，固液分离，收集固相产物；
所述固相产物为纳塑料和纤维素的混合物；
S3、将步骤S2中所述固相产物用有机溶剂洗脱，收集液相，得到纳塑料溶液，烘干，即得纳塑料；
所述步骤S3中洗脱为超声洗脱；
所述有机溶剂为二氯甲烷；
S4、采用裂解气相色谱-质谱法对所述纳塑料进行定量分析；
所述测定方法还包括在步骤S4之前，对纳塑料进行热处理；所述热处理的温度为180℃～200℃；所述热处理的时间为2h～4h。
2.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述碱为四甲基氢氧化铵溶液。
3.根据权利要求2所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述四甲基氢氧化铵溶液的质量浓度为5％～25％。
4.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述醇类溶剂为乙醇。
5.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述步骤S2中固液分离的方法为离心分离。
6.根据权利要求5所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述离心分离的速率为4000rpm～6000rpm。
7.根据权利要求5所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述离心分离的时间为4min～6min。
8.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：步骤S2中，固相产物需干燥。
9.根据权利要求8所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述干燥的温度为75℃～85℃。
10.根据权利要求8所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述干燥的时间为1.5h～2.5h。
11.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述烘干的温度为55℃～65℃。
12.根据权利要求1所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述烘干的时间为0.5h～1.5h。
13.根据权利要求1至12任一项所述的一种植物体内纳塑料的测定方法，其特征在于：所述纳塑料包括聚苯乙烯、聚甲基丙烯酸甲酯、聚乙烯、聚氯乙烯和聚对苯二甲酸乙二酯纳塑料中的至少一种。
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