CN113040133A

CN113040133A - 作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒及方法

Info

Publication number: CN113040133A
Application number: CN202110303324.2A
Authority: CN
Inventors: 刘拥军; 刘广洋; 张晨亮; 龙浩淼
Original assignee: Beijing Beilai Pharmaceutical Co ltd
Current assignee: Beijing Beilai Pharmaceutical Co ltd
Priority date: 2021-03-22
Filing date: 2021-03-22
Publication date: 2021-06-29
Anticipated expiration: 2041-03-22
Also published as: CN113040133B

Abstract

本发明提供了一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集试剂盒及方法，所述的试剂盒的采集液中包括无机盐、氨基酸、维生素、生物素、肌醇、次黄嘌呤等成分。本发明提供的脐带/胎盘采集液配制简便，成本低廉。与普通采集液相比，保存于本发明提供的采集液中的脐带/胎盘更易分离出间充质干细胞，需要的培养时间更短。

Description

作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒及方法

技术领域

本发明属于生物技术领域，具体涉及一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒及采集方法。

背景技术

脐带/胎盘组织中含有丰富的间充质干细胞，具有多向抗炎、免疫调节和再生修复等多种功^[1,2]，已在自身免疫、代谢、神经、呼吸以及消化系统等多种难治性疾病中进行了大量基础和临床研究，取得了良好的治疗效果^[3]。与骨髓、脂肪等来源的间充质干细胞相比，脐带/胎盘间充质干细胞具有来源充足、无伦理风险、不具有致瘤性、细胞活性和生物学功能更强等众多优势，且成分单一、操作简单、易于质控和规模化生产^[4,5]。

脐带、胎盘等组织样本来源的间充质干细胞制备过程包括组织样本的采集、运输、交接、检测、分离、冻存、复苏、原代培养和传代培养等诸多步骤，在组织样本采集后到分离前需要运输、交接和检测三个步骤，实际操作中需要存放较长的时间。组织样本一旦采集，脱离了原有的体内环境，其中的间充质干细胞的活性会受很多的因素的影响，诸如时间、温度、渗透压等^[6-8]。目前组织样本很多情况需要异地采集，运输、交接和检测三个步骤所用的时间就更长，组织样本需存放的时间较长，影响因素就更加的复杂^[9,10]。

目前已完成备案的近百个干细胞临床研究项目中约50％项目应用脐带/胎盘间充质干细胞。已向国家药监局递交临床试验申请的干细胞新药产品共有15项，其中有10项为脐带/胎盘间充质干细胞产品。然而，脐带/胎盘组织的采集和保存尚无标准，限制了其作为干细胞药品原材料的应用，因此迫切需要建立脐带/胎盘组织采集及保存的标准方法，从而实现脐带/胎盘组织“变废为宝”，推动我国干细胞新药产业的转化进程。

中国专利201110219393.1中公开了一种脐带保存液，用来短期保存采集后到分离前的脐带。该脐带保存液的主要成分为氯化钠、葡萄糖、人血清白蛋白、氯化钾、无水氯化钙，辅助成分为头孢哌酮钠和酚红。使用此保存液可以保存脐带内间充质干细胞的活性，脐带在2℃-10℃的情况下有效保存至少72小时，分离出的间充质干细胞活性受时间的影响很小，大大减少了脐带从采集到制备的时间限制，所用的所有成分均符合临床使用标准，并能有效降低污染概率。但该保存液保存后的脐带组织分离间充质干细胞所需的时间较长。

中国专利202010858237.9中公开了一种脐带保存液及脐带保存方法，该脐带保存液的主要成分包括：超支化聚甘油，乳糖醛酸，磷酸二氢钾，硫酸镁，腺苷，谷胱甘肽还原型，地塞米松，别嘌呤醇，右旋糖酐-40，异博定等。该保存液保存7天后脐带仍能分离出MSC，而且脐带保存7天时分离所得MSC的成骨分化、成纤维分化、成软骨分化能力同新鲜脐带分离所得MSC相似。但其成本较高，有进一步优化的空间。

[1].Le Blanc,K.and M.Pittenger,Mesenchymal stem cells:progress towardpromise.Cytotherapy,2005.7(1):p.36-45.

[2].Lu,L.L.,et al.,Isolation and characterization of human umbilicalcord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and otherpotentials.Haematologica,2006.91(8):p.1017-26.

[3].Pittenger,M.F.,et al.,Multilineage potential of adult humanmesenchymal stem cells.Science,1999.284(5411):p.143-7.

[4].Shah,S.,et al.,Epidural fat mesenchymal stem cells:Importantmicroenvironmental regulators in health,disease,and regeneration:Do EF-MSCsplay a role in dural homeostasis/maintenance？Bioessays,2021.43(2):p.e2000215.

[5].Zhang,Q.,et al.,Comparison of therapeutic effects of differentmesenchymal stem cells on rheumatoid arthritis in mice.PeerJ,2019.7:p.e7023.

[6].Mlodawski,J.,et al.,Collection of umbilical cord blood and therisk of complications in postpartum women after natural labour in the contextof the possibility of umbilical cord stem cells usage in clinicalpractice.Ginekol Pol,2021.

[7].Pafumi,C.,et al.,Collection of umbilical cord in cesarean sectionand vaginal delivery.Ann Saudi Med,2002.22(5-6):p.408-10.

[8].Pafumi,C.,et al.,Influence of the kind of delivery on umbilicalcord blood collection.Haematologia(Budap),2002.31(4):p.341-5.

[9].Suzuki,S.,et al.,Factors Associated With Umbilical Cord BloodCollection Quality in Japan.J Hematol,2020.9(1-2):p.9-12.

[10].Tan,K.K.,et al.,Ex utero harvest of hematopoietic stem cellsfrom placenta/umbilical cord with an automated collection system.IEEE TransBiomed Eng,2009.56(9):p.2331-4.

发明内容

为了解决上述问题，使脐带保存液在保证保存时间的同时，基本上保持脐带的分离分化功能，同时做到原料廉价易得，本发明提供了一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒及采集方法。

一方面，本发明提供了一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织保存用采集液。

所述的采集液包括以下组分：

优选地，所述的采集液中包括以下组分：

所述的采集液的pH值为7-7.4，优选为7.2。

所述的采集液中还可以包括抗生素成分，如青霉素100-200mg/L、链霉素100-200mg/L、两性霉素2.5-5mg/L。

在一些实施例中，所述的采集液中还包括防冻剂，如10-15mg/L的DMSO。

在一些实施例中，所述的采集液中还包括多穗柯提取物，所述的多穗柯提取物的含量为0-100mg/L。

另一方面，本发明提供了一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集保存试剂盒。

所述的试剂盒包括前述采集液。

再一方面，本发明提供了一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集保存方法。

所述的保存方法为：将新生儿脐带经过结扎后保存于前述的采集液中。

又一方面，本发明提供了前述试剂盒和/或前述采集保存方法在制备干细胞药物中的应用。

所述的干细胞药物包括但不限于：间充质干细胞注射液、间充质干细胞凝胶。

所述的干细胞药物可应用于：急性心梗、退行性关节炎、移植物抗宿主病、克罗恩病、赫尔勒综合征、血栓闭塞性动脉炎等。

又一方面，本发明提供了一种干细胞药物的制备方法。

所述的制备方法中包括前述作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集保存方法。

在一些实施例中，所述的干细胞药物的制备方法中还包括分离纯化、扩增培养等步骤。

又一方面，本发明提供了一种干细胞药物。

所述的干细胞药物通过前述干细胞药物的制备方法制备得到。

本发明的有益效果：

1、本发明提供的脐带/胎盘采集保存液配制简便，成本低廉。

2、与普通采集液相比，保存于本发明提供的采集液中的脐带/胎盘更易分离出间充质干细胞，需要的培养时间更短。

附图说明

图1为细胞干性基因检测中Real-time PCR反应程序。

图2为不同采集液中保存的脐带中原代细胞爬出数量实验结果。

图3为不同采集液中保存的脐带中原代细胞爬出最早时间及数量实验结果。

图4为不同采集液中保存的脐带分离得到的脐带间充质干细胞的增殖能力的实验结果。

图5为不同采集液中保存的脐带分离得到的脐带间充质干细胞分化成骨细胞的能力的实验结果。

图6为不同采集液中保存的脐带分离得到的脐带间充质干细胞分化成脂肪细胞的能力的实验结果。

图7为不同采集液中保存的脐带分离得到的脐带间充质干细胞中细胞干性基因表达实验结果。

图8为不同保存时长的脐带中原代细胞爬出最早时间及数量实验结果。

图9为不同保存时长的脐带中原代细胞爬出数量实验结果。

图10为不同保存时长的脐带分离得到的脐带间充质干细胞的增殖能力的实验结果。

图11为不同保存时长的脐带分离得到的脐带间充质干细胞分化成骨细胞的能力的实验结果。

图12为不同保存时长的脐带分离得到的脐带间充质干细胞分化成脂肪细胞的能力的实验结果。

图13为不同保存时长的脐带分离得到的脐带间充质干细胞中细胞干性基因表达实验结果。

具体实施方式

下面结合具体实施例，对本发明作进一步详细的阐述，下述实施例不用于限制本发明，仅用于说明本发明。以下实施例中所使用的实验方法如无特殊说明，实施例中未注明具体条件的实验方法，通常按照常规条件，下述实施例中所使用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径得到。

以下实施例中，新生儿脐带主要来源于产妇的无偿捐赠，脐带需要经过结扎保存于脐带保存液中，然后由产妇医院所在地运送到细胞分离实验室所在地并进行细胞分离和传代培养。

实施例1一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒

本实施例提供的试剂盒中的采集液首先包括以下成分：

采集液的pH为7.2。

该试剂盒所述采集液的具体配制方法如下：

①按下表称量试剂：

向称量后的试剂组合中加800mL双蒸水，完全溶解后定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成10×无菌盐离子缓冲液Ⅰ；

②按下表称量试剂：

向称量后的试剂组合中加80mL双蒸水，完全溶解后定容至100mL，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成1000×无菌营养浓缩液；

③称量葡萄糖31g，加800mL双蒸水，完全溶解后定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成10×无菌葡萄糖浓缩液；

④量取10×无菌盐离子缓冲液Ⅰ和10×无菌葡萄糖浓缩液各100mL、1000×无菌营养浓缩液1mL，加800mL双蒸水稀释，调整pH＝7.2，双蒸水定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，即获得采集液。

此外，本试剂盒的采集液中还包括多穗柯提取物，其制备方法如下：

称取多穗柯叶子适量，55℃干燥8h，粉碎过筛，称取3.5kg，按70％乙醇(体积分数)∶样品＝10∶1(质量体积比，kg/L)的比例配制，静置24h，置于超声波循环提取机中破碎提取有效成分。超声波循环提取总时间40min，每超声2s，间隙1s，工作频率40kHz、转速1300r/min。将乙醇提取液用旋转蒸发仪65℃减压浓缩到较小体积，回收乙醇，再将回收后的浓缩液放入65℃恒温干燥箱中，使其干燥直至黏稠状的浸膏。用适量80℃蒸馏水回收浸膏，静置让其自然冷却，叶绿体会自然沉淀在最底层。将去除叶绿体的溶液转移至500mL的分液漏斗，用氯仿萃取，将下层萃取液装入广口瓶，上层再次萃取，重复6次。萃取完以后对上层液体再用乙酸乙酯萃取，取上层液，萃取方法次数同氯仿。将多穗柯乙酸乙酯萃取液装入圆底烧瓶，在旋转蒸发仪上减压浓缩，温度55℃，直至冷凝管中不再有溶剂下流，回收乙酸乙酯。将回收乙酸乙酯后的所得物用80℃蒸馏水从圆底烧瓶上洗脱下来，将所得溶液放于烘干箱烘干后研碎成粉末，置于冰箱保存以备后用(张俭，曾军英，唐铭。多穗柯不同液相提取物对糖尿病小鼠MDA/CAT活性的影响[J]。湖北农业科学，2012.51(2):p.354-7.)。

本试剂盒的采集液中多穗柯提取物的含量为100mg/L。

实施例2一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒

试剂盒中的采集液成分如下：

采集液的pH为7.3。

本实施例采集液的配制方法可参照实施例1中采集液的配制方法。

实施例3不同采集液对脐带组织的保存效果

1、脐带采集保存液的分组方法

将同一根新鲜获得的新生儿脐带平均结扎成三段，分别保存在采集液A、采集液B和采集液C三种保存液中，保存温度为4℃，于最短的时间内(<24h)将获得的脐带进行分离，各组分别重复试验三次。

其中：

采集液A为实施例1中的采集液。采集液B、C的成分如下表1所示：

表1.采集液B、C的成分

2、采集液B的具体配制方法如下：

①按下表称量试剂：

向称量后的试剂组合中加80mL双蒸水，完全溶解后定容至100mL，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成10000×无菌盐离子缓冲液Ⅱ；

②称取氯化钠90g，加800mL双蒸水，完全溶解后定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成10×无菌氯化钠浓缩液；

③分别量取10000×无菌盐离子缓冲液Ⅱ100μL和10×无菌氯化钠浓缩液100mL，加800mL双蒸水稀释，调整pH＝7.2，双蒸水定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，即采集液B。

3、采集液C的具体配制方法如下：

①按下表称量试剂：

试剂名称	称量(g)
		氯化钠	80
氯化钾	4
		磷酸氢二钠	0.6
磷酸二氢钾	0.6
		碳酸氢钠	3.5

向称量后的试剂组合中加800mL双蒸水，完全溶解后定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，配制成10×无菌盐离子缓冲液Ⅲ；

②量取10×无菌盐离子缓冲液Ⅲ100mL，加800mL双蒸水稀释，调整pH＝7.2，双蒸水定容至1L，0.22μm滤膜过滤除菌，即采集液C。

4、脐带间充质干细胞分离及传代

取出采集液中保存的脐带，首先用75％的酒精进行20s表面消毒，再用20mL采集液C清洗残留的血液，清洗3次，将脐带表皮剥离开来，弃之。然后将脐带剪碎成0.3cm边长的小块，将这些小块均匀地平铺在T75培养瓶中，每个T75培养瓶中铺满56块脐带块。在37℃，饱和湿度，5％CO₂孵箱中放置6h后，加入含有10％胎牛血清(购自依科赛生物，货号为FSD500)的采集液A5mL进行培养，6h后继续添加5mL 10％胎牛血清的采集液A，每周一、三、五更换一次培养基。

纤维样细胞克隆形成并且铺满瓶底的80％后，将培养瓶轻度震荡，使瓶中脐带块脱落。每瓶加入8mL采集液C清洗2次，加入0.05％胰酶消化液1mL消化细胞，再加入8mL采集液C收集细胞并计数。按1×10⁶个细胞/瓶，接种到新的T75培养瓶中以使细胞进一步扩增。

胰酶消化液购自Gibco，货号为25300054。

5、原代细胞爬出时间及数量计算

将脐带块接种到T75培养瓶中后，为避免脐带块脱落，从第四天开始进行观察，在显微镜下观察并记录细胞从脐带块爬出的情况，随机选取三瓶T75培养瓶的记录作为统计数据。待成纤维样细胞克隆形成并且铺满瓶底的80％后，将所有原代细胞消化后用细胞计数仪进行原代细胞计数。

6、细胞增殖检测

待检样本为P1、P3、P5和P7代的人脐带间充质干细胞，待细胞生长融合度达到80％-90％后，将细胞消化后接种到96孔板进行细胞增殖能力检测，步骤如下：

(1)将待测细胞调整浓度到5×10⁴/mL，然后接种到96孔板中，每孔100μL。

(2)分别在接种后的4h，24h，48h，72h，96h向每孔中加入10μL CCk8溶液。

(3)在5％二氧化碳培养箱中37℃孵育2h后用酶标仪测定在450nm处的吸光度。

7、细胞分化检测

待检样本为P2、P4、P6和P8代的人脐带间充质干细胞。待细胞生长融合度达到80％-90％后，将细胞消化后接种到24孔板中，接种密度为4×10⁴/孔，待到细胞融合的达到80％-90％后更换成脂或成骨诱导培养基。每隔2-3天更换一次成脂或成骨诱导培养基。在第21天时，用10％多聚甲醛溶液在室温下固定细胞20分钟，然后用10％油红-O染色后在显微镜下观察成脂分化情况，或者用茜素红溶液染色后在显微镜下观察成骨分化情况。

其中成骨成脂培养基均购自Gibco，货号分别为A10072-01和A10070-01。

8、细胞表面标志物检测

待检样本为P2、P4、P6和P8代的人脐带间充质干细胞，待细胞生长融合度达到80％-90％后，将细胞消化后离心后弃上清，取10mL采集液C重悬细胞，轻轻混匀后平均分配至10个1.5mL EP管中，离心后弃上清，每个EP管中加入50μL流式抗体，于4℃避光孵育30min。检测抗体包括CD19，CD34，CD11b，CD73，CD90，CD45，CD105，HLA-DR。最后用1mL采集液C洗涤EP管中的细胞，6000rpm离心1min，弃上清，再用500μL采集液C重悬细胞，上机检测。

9、细胞干性基因检测

(1)RNA提取和反转录

待检样本为P2、P4代的人脐带间充质干细胞，待细胞生长融合度达到80％-90％后，每个T75培养瓶中加入2mL Trizol，待细胞脱落后将细胞收集到两支1.5mL离心管中。将裂解后的细胞保存于-80℃的环境或直接进行后续的RNA提取。每支离心管中加入400μL氯仿，离心后吸取400μL上层清液转移到1.5mL离心管中，加入400μL异丙醇。离心后吸弃上清，加入1mL 75％乙醇，充分洗涤吹打RNA固体，洗涤两次。离心后吸弃上清，倒扣离心管，干燥RNA固体。每个样品中加入30-50μL RNase-Free water，充分溶解RNA固体并测定RNA浓度。采用37℃，15min；50℃，5min；98℃，5min的程序将RNA逆转为cDNA后置于-20℃备用。

(2)Real-time PCR反应

a、按照如下表2的PCR反应体系(20μL)进行加样，混匀后置于real-time PCR反应管中；

表2.Real-time PCR反应体系

其中，干性基因Nanog对应的正向引物的序列为SEQ ID NO.1，反向引物的序列为SEQ ID NO.2；Sox2对应的正向引物的序列为SEQ ID NO.3，反向引物的序列为SEQ IDNO.4；Oct4对应的正向引物的序列为SEQ ID NO.5，反向引物的序列为SEQ ID NO.6。

2×SYBR Green PCR Master Mix购自ABI，货号为4385612。

b、按照图1所示的反应程序进行Real-time PCR反应。

10、数据统计分析

数据采用t检验进行分析，数据被表示为均值±SD，p<0.05为差异显著。

实验结果：

(1)原代细胞爬出时间及数量实验结果

在采集液A中保存的三个批次脐带均有原代细胞爬出，而在采集液B和采集液C中保存的脐带均只有一个批次的脐带有原代细胞爬出。同时，采集液A组中原代细胞爬出的时间最早，且有原代细胞爬出的脐带块数量明显多于采集液B组和采集液C组。见图2-3。

(2)细胞增殖能力实验结果

如图4所示，不同离体保存液各三个批次脐带分离得到的脐带间充质干细胞中，采集液A组的细胞增殖能力高于采集液B组及采集液C组，但三组之间无显著性差异。

(3)细胞分化能力实验结果

如图5、图6所示，不同离体保存液分离得到的脐带间充质干细胞均有分化为骨细胞和脂肪样细胞的能力，P5代脐带间充质干细胞的成骨分化潜能强于P2代细胞，但各组之间无明显差异。

(4)细胞表型分析实验结果

如表3所示，不同离体保存液分离得到的脐带间充质干细胞，CD19、CD34、CD11b、CD45和HLA-DR均为阴性，CD73、CD90、CD105均为阳性，各个处理组得到的间充质干细胞均符合干细胞表型。

表3.脐带离体保存液对脐带间充质干细胞的干细胞表面标志物表达的影响

(5)细胞干性基因表达实验结果

如图7所示，离体保存液为采集液C分离得到的P2、P4代间充质干细胞的干性基因(Nanog，Sox2，Oct4)表达量稍高于采集液B组和采集液A组。

实施例4不同离体时长脐带组织的保存效果

1、脐带组织的采集和保存

将同一根新鲜获得的新生儿脐带平均结扎成三段，保存于装有采集液A(采集液A为实施例1中的采集液)的三个采集瓶中，分别于脐带采集后的24h、48h和72h对脐带进行细胞分离，即离体时间24h组、48h组和72h组，各组分别重复试验三次。

具体实验操作参考实施例3第4-10部分。

实验结果：

(1)原代细胞爬出时间及数量实验结果

如图8-9所示，脐带离体保存时间24h组的原代细胞爬出时间最早，为脐带块接种后的第四天；此外，在脐带离体保存时间24h组中，有原代细胞爬出的脐带块数量在接种后的每一天都多于48h组和72h组，并且在接种后的第七天和第八天呈现出显著性差异(p＜0.05)，脐带离体保存时间24h组、48h组和72h组的原代细胞数量没有显著性差异。

(2)细胞增殖能力实验结果

如图10所示，不同离体保存时间的各三个批次脐带分离得到的脐带间充质干细胞的增殖能力在各组之间没有明显差异。

(3)细胞分化能力实验结果

如图11、图12所示，不同离体保存时间分离得到的脐带间充质干细胞均有分化为骨细胞和脂肪样细胞的能力，P4、P6代细胞的成骨分化能力强于P2、P8代细胞，但各组之间无明显差异。

(4)细胞表型分析实验结果

如表4所示，不同离体保存时间分离得到的脐带间充质干细胞，CD19、CD34、CD11b、CD45和HLA-DR均为阴性，CD73、CD90、CD105均为阳性，各个处理组得到的间充质干细胞均符合干细胞表型。

表4.脐带离体保存时间对脐带间充质干细胞的干细胞表面标志物表达的影响

(5)细胞干性基因表达实验结果

如图13所示，不同离体保存时间分离得到的P2、P4代间充质干细胞的干性基因(Nanog，Sox2，Oct4)表达无明显差异。

由实施例3和实施例4的结果可知，从不同离体时间和在不同保存液里的新生儿脐带中分离获得的间充质干细胞在增殖能力、分化潜能以及细胞表面标志物等方面无明显差异，但相较于脐带离体48h和72h两组，24h组的原代细胞爬出时间更早，有原代细胞爬出的组织块数更多。与采集液B和采集液C相比，保存于采集液A中的脐带更易分离出间充质干细胞。

实施例5不同采集液对脐带组织的保存效果

参考实施例3的方法，对实施例2提供的试剂盒中的采集液进行检测，结果表明：从不同离体时间的新生儿脐带中分离获得的间充质干细胞在增殖能力、分化潜能以及细胞表面标志物等方面无明显差异。与采集液B和采集液C相比，保存于实施例2提供的采集液中的脐带更易分离出间充质干细胞。

实施例6不同离体时长脐带组织的保存效果

参考实施例4的方法，对实施例2提供的试剂盒中的采集液进行检测，结果表明：在不同保存液里的新生儿脐带中分离获得的间充质干细胞在增殖能力、分化潜能以及细胞表面标志物等方面无明显差异，相较于脐带离体48h和72h两组，24h组的原代细胞爬出时间更早，有原代细胞爬出的组织块数更多。

序列表

<110> 北京贝来药业有限公司

<120> 作为干细胞来源的脐带/胎盘组织采集试剂盒及方法

<160> 6

<170> SIPOSequenceListing 1.0

<210> 1

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 1

cagtctggac actggctgaa 20

<210> 2

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 2

ctcgctgatt aggctccaac 20

<210> 3

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 3

gctagtctcc aagcgacgaa 20

<210> 4

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 4

gcaagaagcc tctccttgaa 20

<210> 5

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 5

tgtactcctc ggtccctttc 20

<210> 6

<211> 21

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 6

tccaggtttt ctttccctag c 21

Claims

1.一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集液，其特征在于，所述的采集液包括以下组分：

2.根据权利要求1所述的采集液，其特征在于，所述的采集液的pH为7.0-7.4。

3.根据权利要求2所述的采集液，其特征在于，所述的采集液的pH为7.2。

4.根据权利要求2所述的采集液，其特征在于，所述的采集液包括以下组分：

5.根据权利要求2所述的采集液，其特征在于，所述的采集液中还包括多穗柯提取物。

6.一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集用试剂盒，其特征在于，所述的试剂盒还包括权利要求1-5任一项所述的采集液。

7.一种作为干细胞来源的脐带/胎盘组织的采集保存方法，其特征在于，所述的方法为将新生儿脐带经过结扎后保存于权利要求1-5任一项所述的采集液中。

8.权利要求1-5任一项所述的采集液和/或权利要求6所述的试剂盒和/或权利要求7所述的采集保存方法在制备干细胞药物中的应用。

9.一种干细胞药物的制备方法，其特征在于，所述的制备方法中包括权利要求7所述的采集保存方法。

10.一种干细胞药物，其特征在于，所述的干细胞药物通过权利要求9所述的制备方法制备。