CN112920450A - 一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球及其制备方法 - Google Patents
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Abstract
本发明公开了一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球及其制备方法。所述制备方法,包括:制备油包水乳液,将油包水乳液滴加到经过预冷的有机溶剂中,进行冷却处理,得到完全冻结为固态的聚乙烯醇微球,去除有机溶剂后,依次对聚乙烯醇微球进行脱水处理和清洗;将清洗后的聚乙烯醇微球加入交联剂中进行交联。在保护气体氛围下,将交联后的聚乙烯醇微球在去离子水中浸泡,使其充分溶胀,得到聚乙烯醇微球悬浮液;将含有乙烯基和磺酸基的单体或者含有羧基的单体加入到所述聚乙烯醇微球悬浮液中,进行接枝聚合,得到接枝有磺酸根基团或接枝有羧基基团的聚乙烯醇微球。本发明制备的微球具有较快的药物负载速率和较长时间的药物缓释性能。
Description
技术领域
本发明属于载药微球技术领域,更具体地,涉及一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球及其制备方法。
背景技术
经动脉化疗栓塞术(Transarterial chemoembolization,TACE)结合了动脉栓塞术和局部化疗而逐渐发展起来,它既可以堵塞肿瘤部位的血供,又可以通过高浓度的化疗药物杀死肿瘤细胞。随着材料科学和介入医学技术的发展,药物洗脱微球(Drug elutingbead,DEB)TACE(DEB-TACE)已逐步发展应用,相对于传统的TACE具有更好的治疗效果,更少的全身性毒副作用以及更低的肿瘤复发率。
现有技术中,DC Bead是最早报道和最常用的商业栓塞剂,它是由聚乙烯醇(Polyvinyl alcohol,PVA)接枝2-丙烯酰胺-2-甲基丙磺酸(AMPS)组成,微球中所具有的磺酸根阴离子基团能够通过离子间相互作用与阳离子药物DOX结合。然而,DC Bead在制备和使用的过程中存在一些限制因素。例如,非专利文献(H.C.Nam,B.Jang,M.J.Song.WorldJ.Gastroenterol.,2016,22(40):8853-8861;L.Du,Y.Huang,Q.Zhang,et al.ActaBiomater.,2019,88:370-382.)中公开了在制备这些离子交换微球的过程中,PVA的高粘度可能会导致聚合过程中微球的凝聚。此外,非专利文献(H.Wang,M.Lin,D.Chen,etal.Powder Technol.,2018,33:310-321.,A.Hagan,M.Caine,C.Press,etal.Eur.J.Pharm.Sci.,2019,136:104943.)中公开了DEB药物释放体系在血管内释放化疗药物的速度较快,使得药物在靶肿瘤组织中滞留时间短。
发明内容
针对现有技术的以上缺陷或改进需求,本发明提供了一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球及其制备方法,其目的在于采用反相乳化法结合热致相分离技术制备了聚乙烯醇栓塞微球,然后将磺酸根基团或羧基基团接枝聚合到微球上,由此使得微球可以通过离子间相互作用负载带正电荷的DOX,并且微球表面为“蜂窝状”多孔结构,内部网络状多孔结构互相贯通,使得该微球具有较快的药物负载速率和较长时间的药物缓释性能,由此解决聚合过程中微球的凝聚、药物释放速度太快等技术问题。
为实现上述目的,按照本发明的一个方面,一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括下列步骤:
(1)将乳化剂加入到连续相中,搅拌均匀得到油相,然后将溶解有聚乙烯醇的水溶液加入所述油相中,得到油包水乳液;
(2)将所述油包水乳液滴加到经过预冷的有机溶剂中,进行冷却处理,得到完全冻结为固态的聚乙烯醇微球,去除有机溶剂后,依次对聚乙烯醇微球进行脱水处理和清洗;
(3)将清洗后的聚乙烯醇微球加入交联剂中进行交联,并加入盐酸作为催化剂,将交联产物浸泡至甘氨酸或赖氨酸中,然后取出清洗,得到交联后的聚乙烯醇微球;
(4)在保护气体氛围下,将交联后的聚乙烯醇微球在去离子水中浸泡,使其充分溶胀,得到聚乙烯醇微球悬浮液;将含有乙烯基和磺酸基的单体或者含有羧基的单体加入到所述聚乙烯醇微球悬浮液中,并加入引发剂,在保护气体氛围下进行接枝聚合,聚合完成后,离心并清洗得到接枝有磺酸根基团或接枝有羧基基团的聚乙烯醇微球。
优选地,步骤(1)中,所述乳化剂为Span80,所述乳化剂的质量分数为0.5~4%;所述连续相为石油醚、正庚烷或正辛烷中的一种或几种;所述溶解有聚乙烯醇的水溶液的质量体积浓度为2~6%,聚乙烯醇的型号为PVA1750±50,PVA1788,PVA1799和PVA124,所述溶解有聚乙烯醇的水溶液通过将聚乙烯醇加入温度为80~95℃的去离子水中磁力搅拌得到;所述将溶解有聚乙烯醇的水溶液加入所述油相中时,油相与水相的体积比为(4:1)-(10:1)。
优选地,步骤(2)中,所述将所述油包水乳液缓慢滴加到经过预冷的有机溶剂中,进行冷却处理,包括:在玻璃平皿中加入经过预冷的温度为-196~-15℃的有机溶剂,将所述油包水乳液缓慢滴加到该玻璃平皿中,保持有机溶剂温度为-196~-15℃,在该温度下冷却处理15~1440min;其中,所述有机溶剂为石油醚、正庚烷或正辛烷中的一种或几种。
优选地,步骤(2)中,所述依次对聚乙烯醇微球进行脱水处理和清洗,具体为依次采用无水乙醇对聚乙烯醇微球进行脱水处理12~48h,采用石油醚和无水乙醇对聚乙烯醇微球进行清洗。
优选地,所述交联剂为甲醛、戊二醛或京尼平,交联剂的质量体积浓度为3-15%,所述催化剂为盐酸、硫酸或硝酸,所述甘氨酸或赖氨酸的质量体积浓度为1~6%,浸泡时间为6~24h;优选地,当催化剂为盐酸时,加入盐酸的浓度为1mol/L,加入的盐酸的体积占整个体系体积的0.5~5%。
优选地,步骤(4)中,所述保护气体为氮气或氩气,所述将聚乙烯醇微球在去离子水中浸泡,具体为:将质量为0.5-1.5g的聚乙烯醇微球在体积为15-50mL的去离子水中浸泡1-8h。
优选地,步骤(4)中,所述含有乙烯基和磺酸基的单体为对苯乙烯磺酸钠或2-丙烯酰胺-2-甲基丙磺酸;所述含有羧基的单体为丙烯酸钠或甲基丙烯酸;所述引发剂包括聚合引发剂和助剂,该聚合引发剂为硫酸铵铈或硝酸铵铈,该助剂为浓硫酸或浓硝酸。
优选地,步骤(4)中,加入硫酸铵铈的质量为0.1-0.5g,所述硝酸铵铈的质量为0.1-0.5g,浓硫酸的质量分数为98%,浓硝酸的质量分数为65%,加入浓硫酸或浓硝酸的体积为0.15-0.6mL;所述在惰性气体氛围下进行接枝聚合具体为,在氮气氛围下保持温度为30-60℃进行接枝聚合。
本发明另一个方面提供了一种通过上文所述的制备方法制备得到的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球。
优选地,微球的直径为50-500μm,孔径尺寸为0.28-3.08μm,BET比表面积为20.5-24.6m2 g-1,孔体积为0.08-0.128cm3 g-1。
总体而言,通过本发明所构思的以上技术方案与现有技术相比,至少能够取得下列有益效果。
(1)本发明采用反相乳化法结合热致相分离技术制备了PPVA微球,然后将SSS接枝聚合到PPVA微球上,得到的PPVA-g-PSSS微球,由于微球上具有带负电荷的磺酸根基团,因此能够通过离子间相互作用负载带正电荷的DOX。本发明制备方法简便,所制备的微球分散性良好,表面为“蜂窝状”多孔结构,内部网络状多孔结构互相贯通。使其具有较高的药物负载效率和延缓药物释放的性能。
(2)由于PVA本身粘度较大,采用单质聚合或者常规乳化聚合方法,PVA表面的羟基容易发生相互作用,或者乳化聚合中的交联剂也使得PVA表面的羟基发生相互作用,从而导致聚合过程中微球的凝聚,这是PVA微球制备过程中的难点。而本发明中采用在交联剂加入之前,通过低温冷却处理,将PVA微球冻结为冰球,保证了每个PVA微球彼此分开存在独立的结构,避免了微球之间的凝聚。
(3)本发明提供的制备方法中,微球的孔结构特征可以通过改变冷却温度而进行调节,多孔结构有利于高效率的药物负载。这是由于这些多孔结构的形成首先是在冷却处理的过程中PVA微球中的水份冻结成为冰晶,然后在无水乙醇进行脱水处理时,冻结为冰球的PVA微球中的冰晶(水份)被去除,从而形成了PVA微球的多孔结构。冷却温度使得PVA微球中的水份冻结成为冰晶的速度等不同,进而影响了微球的孔结构特征。
(4)本发明提供的微球表面为“蜂窝状”多孔结构,内部网络状多孔结构互相贯通,一方面使得微球的表面积大,可以实现药物负载量大,另一方面由于其孔道多、结构复杂,药物在释放过程中,会受到多孔道复杂结构的阻碍;结合两方面原因使其具有较高的药物负载效率和延缓药物释放的性能。
附图说明
图1(a)是实施例1所制备的PPVA微球的表面场发射扫描电镜(FESEM)图;图1(b)是其放大的FESEM图。
图2(a)是实施例2所制备的PPVA微球的表面FESEM图;图2(b)是其放大的FESEM图。
图3(a)是实施例3所制备的PPVA微球的表面FESEM图;图3(b)是其放大的FESEM图。
图4(a)是实施例4所制备的PPVA微球的表面FESEM图;图4(b)是其放大的FESEM图。
图5(a)是实施例5所制备的PPVA-g-PSSS微球的表面FESEM图;
图5(b)是其放大的FESEM图。
图6(a)是实施例6所制备的PPVA-g-PSSS微球的截面FESEM图;图6(b)是其放大的FESEM图。
图7(a)是实施例7所制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球的表面FESEM图;图7(b)是其放大的FESEM图。
图8(a)是实施例8所制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球的截面FESEM图;图8(b)是其放大的FESEM图。
图9是实施例9所制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球的激光共聚焦显微镜(CLSM)图(10μm间距),标尺为60μm。
图10是DOX药物晶体、实施例1制备的PPVA微球,实施例5制备的PPVA-g-PSSS微球和DOX@PPVA-g-PSSS微球的傅里叶变换红外(FTIR)光谱。
图11是实施例1制备的PPVA微球和实施例5制备的PPVA-g-PSSS微球浸入2mg/mLDOX负载药物的动力学曲线(n=3)。
图12是实施例1制备的PPVA微球和实施例5制备的PPVA-g-PSSS微球在PBS(37℃)中的体外药物释放曲线(n=3,pH 7.4)。
图13是人血管平滑肌细胞(HVSMCs)与实施例1制备的100%和50%的PPVA微球(1mg/mL)浸提液培养1、2、3天的细胞相对增殖率(RGR)。阴性对照组和阳性对照组分别为单纯细胞培养基和含0.64%苯酚的细胞培养基(n=5),**P<0.01表示与阳性对照组相比有极显著性差异。
图14是HVSMCs与实施例1制备的100%和50%的PPVA微球(1mg/mL)浸提液培养1天和3天的激光共聚焦显微镜(CLSM)图。
图15是HVSMCs与实施例1制备的PPVA微球(1mg/mL)共培养1天和3天的FESEM图。
图16是实施例1制备的1、2mg/mL的PPVA微球与稀释的兔血在37℃共孵育1h的溶血率(n=5),**P<0.01。生理盐水和去离子水分别作为阴性和阳性对照。
图17是HepG2细胞与DOX、实施例5制备的PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球共孵育12、24、48h后的体外细胞毒性(n=5,**P<0.01)。
图18是分别用甘油、实施例5制备的PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉0、7、15天后兔耳形态变化。白色箭头所指的区域表示动脉闭塞后造成兔耳组织立即缺血。
图19是甘油、实施例5制备的PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉7天和15天后兔耳纵切面H&E染色图。红色箭头所示表明适度的炎症反应,白色箭头表明了栓塞微球周围组织缺血性坏死病变。
图20是甘油、实施例5制备的PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉7天和15天后兔耳纵切面Masson三色染色图,星号表示弥散性间质纤维化沉积于血管周围组织。
图21是实施例5制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉3天后微球在兔耳动脉分布的CLSM图像(横切面)。
图22是实施例5制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉3天后DOX在血管周围组织分布的荧光图像。
图23是实施例5制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉7天后DOX在血管周围组织分布的荧光图像。
图24是实施例5制备的DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉15天后DOX在血管周围组织分布的荧光图像。
具体实施方式
为了使本发明的目的、技术方案及优点更加清楚明白,以下结合附图及实施例,对本发明进行进一步详细说明。应当理解,此处所描述的具体实施例仅仅用以解释本发明,并不用于限定本发明。此外,下面所描述的本发明各个实施方式中所涉及到的技术特征只要彼此之间未构成冲突就可以相互组合。
需要说明的是,下列实施例中,术语“PVA”是指聚乙烯醇,“PPVA微球”指未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球,“PPVA-g-PSSS微球”指接枝有磺酸根基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球,“DOX@PPVA-g-PSSS微球”指负载了DOX药物的接枝有磺酸根基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球,“DOX@PPVA”指负载了DOX药物的未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球。
下面实施例1-4提供了一种未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法。其不同之处在于在冷却处理时,经冷却的有机溶剂的温度不同,即对微球的冷却处理温度不同。可以看出,对微球的冷却处理温度不同,改变了微球的孔结构特征,例如孔径、BET比表面积和孔体积等均不同。具体结果详见下列实施例1-4的内容。
实施例1:
本实施例提供了未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括如下步骤:
(1)称取0.36g PVA124粉末加入12mL去离子水中,在85℃下磁力搅拌加热溶解,配制成3%(w/v)的PVA水溶液。
(2)将2%(w/v)的Span80加入到60mL的正庚烷中,磁力搅拌30min后得到均匀的油相;将步骤(1)中的12.85mL PVA水溶液(W)缓慢滴加到72mL正庚烷(O)中,连续搅拌30min后得到稳定的W/O乳液。
(3)将步骤(2)中的W/O乳液缓慢滴加到预冷至-15℃的装有正庚烷的玻璃平皿中,在低温下淬火1440min。随后,吸弃平皿中的正庚烷并加入适量的无水乙醇脱水24h。
(4)收集得到的微球,用石油醚和无水乙醇充分清洗微球,之后用质量分数为2.5%的戊二醛交联微球以增加微球的水稳定性,加入1%(v/v)的1M HCl作为催化剂促进交联过程。得到的交联PPVA微球用4%(w/v)甘氨酸溶液浸泡12h,然后用去离子水清洗2次以充分去除残留的戊二醛,之后冷冻干燥并保存清洗后的微球。
制备的微球采用FESEM观察微球的表面形貌结构,用比表面积孔径测试仪对PPVA微球的孔径、比表面积和孔体积进行测试分析。附图1(a)和1(b)所示为本实施例所制备的PPVA微球的FESEM图,从图中可以看出微球呈规则的球形和“蜂窝状”多孔结构。其孔径、BET比表面积和孔体积分别为3.08±0.35μm、24.6m2 g-1和0.128cm3 g-1。
实施例2
本实施例提供了一种未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括如下步骤:
(1)称取0.36g PVA124粉末加入12mL去离子水中,在85℃下磁力搅拌加热溶解,配制成3%(w/v)的PVA水溶液。
(2)将2%(w/v)的Span80加入到60mL的正庚烷中,磁力搅拌30min后得到均匀的油相;将步骤(1)中的12.85mL PVA水溶液(W)缓慢滴加到72mL正庚烷(O)中,连续搅拌30min后得到稳定的W/O乳液。
(3)将步骤(2)中的W/O乳液缓慢滴加到预冷至-23℃的装有正庚烷的玻璃平皿中,在低温下淬火1440min。随后,吸弃平皿中的正庚烷并加入适量的无水乙醇脱水24h。
(4)收集得到的微球,用石油醚和无水乙醇充分清洗微球,之后用质量分数为2.5%的戊二醛交联微球以增加微球的水稳定性,加入1%(v/v)的1M HCl作为催化剂促进交联过程。得到的交联PPVA微球用4%(w/v)甘氨酸溶液浸泡12h,然后用去离子水清洗2次以充分去除残留的戊二醛,之后冷冻干燥并保存。
制备的微球采用FESEM观察微球的表面形貌结构,用比表面积孔径测试仪对PPVA微球的孔径、比表面积和孔体积进行测试分析。附图2(a)和2(b)所示为本实施例所制备的PPVA微球的FESEM图,从图中可以看出微球呈规则的球形和“蜂窝状”多孔结构。其孔径、BET比表面积和孔体积分别为1.45±0.21μm、23.8m2 g-1和0.115cm3 g-1。
实施例3
本实施例提供了一种未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括如下步骤:
(1)称取0.36g PVA124粉末加入12mL去离子水中,在85℃下磁力搅拌加热溶解,配制成3%(w/v)的PVA水溶液。
(2)将2%(w/v)的Span80加入到60mL的正庚烷中,磁力搅拌30min后得到均匀的油相;将步骤(1)中的12.85mL PVA水溶液(W)缓慢滴加到72mL正庚烷(O)中,连续搅拌30min后得到稳定的W/O乳液。
(3)将步骤(2)中的W/O乳液缓慢滴加到预冷至-80℃的装有正庚烷的玻璃平皿中,在低温下淬火1440min。随后,吸弃平皿中的正庚烷并加入适量的无水乙醇脱水24h。
(4)收集得到的微球,用石油醚和无水乙醇充分清洗微球,之后用质量分数为2.5%的戊二醛交联微球以增加微球的水稳定性,加入1%(v/v)的1M HCl作为催化剂促进交联过程。得到的交联PPVA微球用4%(w/v)甘氨酸溶液浸泡12h,然后用去离子水清洗2次以充分去除残留的戊二醛,之后冷冻干燥并保存。
制备的微球使用FESEM观察微球的表面形貌结构,用比表面积孔径测试仪对PPVA微球的孔径、比表面积和孔体积进行测试分析。附图3(a)和3(b)所示为本实施例所制备的PPVA微球的FESEM图,从图中可以看出微球呈规则的球形和“蜂窝状”多孔结构。其孔径、BET比表面积和孔体积分别为0.32±0.02μm、21.4m2 g-1和0.086cm3 g-1。
实施例4
本实施例提供了一种未接枝磺酸根基团或羧基基团的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括如下步骤:
(1)称取0.36g PVA124粉末加入12mL去离子水中,在85℃下磁力搅拌加热溶解,配制成3%(w/v)的PVA水溶液。
(2)将2%(w/v)的Span80加入到60mL的正庚烷中,磁力搅拌30min后得到均匀的油相;将步骤(1)中的12.85mL PVA水溶液(W)缓慢滴加到72mL正庚烷(O)中,连续搅拌30min后得到稳定的W/O乳液。
(3)将步骤(2)中的W/O乳液缓慢滴加到预冷至-196℃的装有正庚烷的玻璃平皿中,在低温下淬火15min。随后,吸弃平皿中的正庚烷并加入适量的无水乙醇脱水24h。
(4)收集得到的微球,用石油醚和无水乙醇充分清洗微球,之后用质量分数为2.5%的戊二醛交联微球以增加微球的水稳定性,加入1%(v/v)的1M HCl作为催化剂促进交联过程。得到的交联PPVA微球用4%(w/v)甘氨酸溶液浸泡12h,然后用去离子水清洗2次以充分去除残留的戊二醛,之后冷冻干燥并保存。
制备的微球使用FESEM观察微球的表面形貌结构,用比表面积孔径测试仪对PPVA微球的孔径、比表面积和孔体积进行测试分析。附图4(a)和4(b)所示为本实施例所制备的PPVA微球的FESEM图片,从图中可以看出微球呈规则的球形和“蜂窝状”多孔结构。其孔径、BET比表面积和孔体积分别为0.28±0.03μm、20.5m2 g-1和0.080cm3 g-1。
实施例5
本实施例提供了一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,包括如下步骤:
(1)将0.8g PPVA微球和30mL去离子水加入到装有搅拌磁子、回流冷凝器和N2入口/出口的100mL三口烧瓶中。微球在去离子水中浸泡6h使其充分溶胀。
(2)将2.5g对苯乙烯磺酸钠加入到PPVA微球悬浮液中,并在温和的N2流下保持45min以排除空气。随后,加入0.2g硫酸铵铈和0.35mL98wt.%的浓硫酸,在45℃恒温N2气氛下进行接枝聚合,反应6h后,离心收集接枝的PPVA-g-PSSS微球,用去离子水清洗多次后进行冷冻干燥。
(3)将20mg PPVA-g-PSSS微球浸入10mL 2mg/mL的DOX溶液中,在载药的过程中,玻璃样品瓶用锡箔纸包住并缓慢搅拌。为了更充分地负载药物,载药过程在室温下进行6h。PPVA-g-PSSS微球药物负载达到饱和后收集微球,用PBS清洗后冷冻干燥并保存。
通过FESEM表征了PPVA-g-PSSS微球的表面(附图5(a)和5(b))和截面(附图6(a)和6(b))形貌。结果表明,PPVA-g-PSSS微球的表面和内部结构中均可以观察到有较多的小颗粒沉积(黄色箭头),这主要是由于SSS单体在PPVA微球上发生了接枝聚合,生成了PSSS颗粒。PPVA-g-PSSS微球负载DOX后,从附图7(a),7(b)以及附图8(a),8(b)所示的FESEM表征结果可以看出颗粒层厚度在微球表面和内部增加且更加密实(白色箭头)。此外,以10μm为间隔用激光共聚焦显微镜(CLSM)拍摄了DOX在微球中的分布图,结果表明,DOX的荧光强度在微球中从外到内逐渐减弱(附图9),表明在微球的外部相对于内部能负载更多的药物。通过傅里叶变换红外光谱(FTIR)对PPVA微球接枝修饰及负载DOX后的化学结构进行了表征,其结果如附图10所示,当SSS接枝到PPVA微球上后,在686cm-1处出现了一个新的特征峰,代表了二-取代苯环的吸收。在1206cm-1和1036cm-1处观察到的特征峰是由于PSSS聚合物链中磺酸根基团的不对称和对称伸缩振动引起的,这些观察结果共同证实了SSS在PPVA微球上成功接枝。DOX@PPVA-g-PSSS微球在1729cm-1和1581cm-1出现了DOX的特征吸收峰,表明DOX成功地负载到PPVA-g-PSSS-微球中。
实施例6
为了测定微球的载药速率,将20mg PPVA微球和等量的PPVA-g-PSSS微球浸入10mL2mg/mL的DOX溶液中,按实施例5所述的方法进行载药,为了测定微球的载药速率,在特定的时间间隔内,测定DOX溶液中药物浓度的变化。取上清液用紫外-可见分光光度计在480nm处测定DOX的浓度。所有样品平行测试三次。药物负载速率(LR)按公式(1)计算:
其中,mDOX和mMS分别是负载的DOX和初始加入微球的量。
附图11所示,两种类型的微球在初始阶段均表现出较快的药物负载速率,随着时间延长,载药速率减慢,最后达到平衡状态。与PPVA微球相比,PPVA-g-PSSS微球在整个载药过程中表现出更高的载药速率。由于磺酸根基团在微球的表面和内部均有分布,DOX通过离子间相互作用能快速与微球上的磺酸根离子基团结合。
实施例7
为了对载药微球的体外药物释放行为进行测定,分别将20mg DOX@PPVA和DOX@PPVA-g-PSSS微球悬浮于5mL PBS(pH=7.4)中,然后转移到预处理的截留分子量为3500的透析袋中并密封起来,将透析袋浸入含25mL PBS的离心管中,放置在恒温摇床上在150rpm、37℃下振荡。在预设的时间点,取出2mL释放介质进行分析,并加入2mL新鲜的PBS。随后,将收集的DOX释放溶液用紫外-可见分光光度计在480nm波长处测定药物的浓度。每个时间点的药物释放做三个平行,最后计算药物的累积释放百分率。
附图12显示了DOX@PPVA和DOX@PPVA-g-PSSS微球的体外药物释放曲线。从图中可以看出,DOX@PPVA微球在8h内表现为药物突释效应,释放了约69.5%的总药物含量,此后,药物释放趋于平稳,在52h内的累积释放量为92.6%。由于PPVA微球具有较多的孔洞和较大的比表面积,这使得释放介质能够渗透到微球内部,并使溶解的DOX扩散到PBS溶液中,从而使得DOX从药物载体中快速扩散。而DOX@PPVA-g-PSSS微球表现出明显的持续性药物缓释行为。在8h内,微球中DOX的累积释放量为40.2%,在52h左右趋于稳定,最终的累积释放量约为90.4%。与PPVA微球相比,PPVA-g-PSSS微球具有更好的长时间药物控制释放能力和较低的突释效应。
实施例8
通过间接接触培养法测试了PPVA微球对人血管平滑肌细胞(HVSMCs)的细胞毒性。简单地说,将微球在Co60γ射线(9kGy)辐照射下灭菌24h后,将1mg/mL的PPVA微球浸泡在DMEM细胞培养基(含10%FBS和1%双抗)中,在37℃的培养箱中放置1天使微球中潜在的有毒物质充分释放出来。随后,将微球悬浮液用0.22μm的尼龙微孔滤膜过滤,得到100%的浸提液,然后用培养基稀释一倍得到50%的微球浸提液。将100μL的HVSMCs(5×103个细胞/孔)接种于96孔细胞培养板中,在培养箱中培养1天后,吸弃培养基,用PBS清洗三次后加入100%和50%的微球浸提液。在特定的时间点(1、2、3天),将培养基替换成150μL含10%CCK-8的DMEM无血清培养基,在37℃孵育1h后,将上清液转移至新的96孔板中用酶标仪在450nm测定吸光度。分别以细胞培养基和含0.64%苯酚的细胞培养基作为阴性和阳性对照。每个样品五个平行样,重复三次。细胞相对增殖率(RGR)按公式(2)计算:
其中,ODs,ODc和ODnc分别是样品、空白组及阴性对照组的吸光度。
采用活/死细胞染色法检测了HVSMCs与微球浸提液共培养后的生长状态。HVSMCs以5×104个细胞/mL的细胞密度接种在激光共聚焦平皿上,在37℃培养1天后,吸弃培养基并用PBS清洗三次,然后将100%和50%的微球浸提液加入平皿中,继续孵育1天和3天。阳性对照为含0.64%苯酚的细胞培养基,阴性对照为单纯的细胞培养基。培养结束后,用PBS清洗细胞三次,随后,加入Calcein-AM/PI染色液(Calcein-AM:2μM,PI:4μM),在37℃染色15min后,用PBS清洗两次,去除多余的染料后,用CLSM观察细胞的生长状态并拍照,其中死细胞被染成红色,活细胞被染成绿色。
HVSMCs与PPVA微球(1mg/mL)共培养1天和3天后,用PBS清洗三次,然后用2.5wt.%GA在4℃固定细胞1h,用PBS清洗后,分别用浓度梯度递增的乙醇(30%、50%、70%、80%、90%、95%和100%)进行细胞脱水,每次10min。样品冷冻干燥后后固定在导电胶上,喷溅镀金后在FESEM下观察细胞在微球表面的生长形貌。
如附图13所示,HVSMCs与100%和50%的微球浸提液共培养后1、2、3天后,其RGR均达到94%以上,表明微球对HVSMCs无细胞毒性。然而,阳性对照组的RGR随培养时间的延长而降低,在整个培养阶段RGR均小于10%,远低于微球组和阴性对照组(P<0.01),这可能是由于苯酚对HVSMCs具有潜在细胞毒性导致的。
HVSMCs与微球浸提液共培养后的细胞活性通过活/死细胞染色法进行了检测,其结果如附图14所示。CLSM观察结果显示在培养1天时,细胞以自然形态铺展,微球组几乎没有观察到死细胞(红色),培养第3天时,可以观察到更多数量的细胞,且几乎所有的细胞为活细胞(绿色),表明细胞在与微球浸提液共培养后生长状态良好,结果与阴性对照组相似。相反地,阳性对照组在培养第1天和第3天时可以观察到细胞缩成球形,大部分细胞为红色,表明苯酚对细胞产生了毒性。这些结果进一步证实了PPVA微球具有良好的细胞相容性。
通过FESEM观察了HVSMCs在PPVA微球表面的生长形貌,如附图15所示,培养1天后,细胞粘附在微球表面并铺展开来,培养时间延长至第3天时,细胞在微球表面的数量增多,覆盖在微球表面形成了单细胞层,说明细胞与微球之间的相容性较好。
实施例9
从新西兰大白兔耳缘静脉取新鲜兔血,加入含有枸橼酸-葡萄糖(ACD)抗凝剂的真空采血管中(ACD:全血=1:9,v/v)。使用时,将4mL抗凝兔血加入5mL生理盐水中配制成稀释的兔血。将10mg/mL的微球置于5mL的生理盐水中,在37℃平衡1h。然后,将100μL的稀释兔血加入样品中,在37℃孵育1h后,在1000rpm离心5min,取上清液用紫外-可见分光光度计在545nm测定其吸光度。用生理盐水作为阴性对照,去离子水作为阳性对照,每个样品做三个平行。按公式(3)计算样品的溶血率:
其中,ODt是样品的吸光度,ODneg和ODpos分别是阴性对照和阳性对照的吸光度。
如附图16所示,1mg/mL的PPVA微球与稀释的兔血共孵育1h后的溶血率为0.68%,当浓度为2mg/mL时,溶血率仅增加到1.04%,明显低于去离子水组(P<0.01)。两种浓度的PPVA微球的溶血率均小于2%,因此认为微球不会引起溶血
实施例10
通过CCK-8法检测PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球对HepG2细胞的细胞毒性。简单而言,HepG2细胞以5×103个细胞/mL的密度接种在96孔板上,在37℃、5%CO2的培养箱中培养24h,去除培养基后,用PBS清洗细胞三次。然后在培养孔板中加入10μg/mL的DOX和含等量药物的DOX@PPVA-g-PSSS微球,以空白的PPVA-g-PSSS微球作为对照。细胞培养12、24、48h后,通过CCK-8法检测细胞毒性。未处理的细胞存活率设定为100%(阴性对照)。每个样本重复三次,按公式(2)计算各组样品的细胞相对增殖率。
如附图17所示,单纯的DOX与HepG2细胞作用后表现出非常明显的抗肿瘤活性。在培养的1、2、3天后其RGR分别为42.5%、23.6%和12.2%。对于PPVA-g-PSSS微球,在与HepG2细胞共培养不同时间后,其RGR均在95%以上,证明了空白的PPVA-g-PSSS微球具有良好的细胞相容性。而DOX@PPVA-g-PSSS微球与PPVA-g-PSSS微球相比,对HepG2细胞的毒性明显增强(P<0.01),与HepG2细胞共培养1、2、3天后其RGR分别为65.0%、46.8%和32.0%。与DOX组相比,DOX@PPVA-g-PSSS微球组的RGR值相对较高,这可能是由于DOX与PPVA-g-PSSS微球之间强的离子间相互作用导致DOX释放缓慢,对细胞的杀伤力也相对较小,这也进一步表明了DOX@PPVA-g-PSSS微球能有效控制药物释放并递送到HepG2细胞中,从而诱导细胞毒性。
实施例11
由于兔耳中央动脉血管粗细比较适合穿刺且体外清晰可见,因此以新西兰大白兔用来评估微球的栓塞效果。手术前静脉注射戊巴比妥钠(30mg/kg)麻醉动物,用电动剃须刀剃除兔耳毛发,然后仰卧放置于手术台上。用碘酒消毒后,按照无菌手术原则在兔耳皮肤切开1cm长的切口,确定兔耳中央动脉后,分离血管并剔除周围的组织,将两根2-0手术缝线置于动脉的近端和远端,结扎远端丝线但不影响血流通过,然后用22G的导管穿刺针穿刺动脉近端血管,待穿刺针和导管进入血管腔后,拔出穿刺针,将悬浮在甘油中的微球(20mg/mL)经兔耳中央动脉由近心端向远心端缓慢灌注,对照组注射等体积的甘油。栓塞结束后,按压手术部位15min止血,同时拔出导管。随后,手术伤口消毒并缝合,肌肉注射青霉素/链霉素后回笼饲养。在栓塞3、7、15、21天后观察兔耳颜色和形貌的变化并拍照,评估栓塞效果。同时,对栓塞的兔耳组织进行组织学观察及DOX在兔耳组织中的分布分析。
如附图18所示,甘油栓塞组(对照)中,在整个栓塞阶段,栓塞后兔耳形态和颜色无明显变化,这可能是由于甘油随着血液流动,扩散到远端的动脉分支。相反地,当PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球注射到动脉血管内后,注射位点后的兔耳组织出现了白色区域(白色箭头),说明微球有效地堵塞了动脉血管,阻止了血液进入兔耳组织。栓塞7天后,兔耳发生形变,而且出现了小面积的黑色区域和结痂,说明兔耳组织已经开始出现坏死。在第15天,兔耳已经严重变形,组织坏死的区域增大,可能是由于长时间堵塞动脉血管,造成组织严重缺血,使组织坏死程度更大。兔耳栓塞性能实验的结果表明PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球能有效阻止兔耳中央动脉的血流,具有明显的栓塞效果。
附图19分别为甘油、PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳7天和15天的血管纵切面H&E染色图。在甘油栓塞兔耳动脉不同阶段后,血管内腔完好无损,可见血栓沉积,血管周围组织保持正常,没有坏死或炎症细胞浸润的现象。在PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞的兔耳中,微球比较致密地填充在血管内,并伴有血栓,使血管腔完全闭塞,因此,阻断了兔耳组织的血供,使兔耳由于缺血效应而造成不可逆的损害。在栓塞7天后,PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球均在动脉血管周围组织引起了缺血性坏死变化(黑色箭头)。在栓塞的血管周围还观察到以中性粒细胞和淋巴细胞为主的轻度炎症反应(白色箭头)。在第15天,两种微球栓塞后均出现大面积弥漫性缺血坏死,兔耳组织发生纤维化(黑色箭头)。此外,H&E染色结果显示炎性反应消失,表明微球在体内具有良好的组织相容性。这些研究结果表明了DOX@PPVA-g-PSSS微球可以用于制备有效而安全的血管栓塞剂。
Masson三色染色可以确定胶原基质在组织中的沉积,从而可以判断组织坏死的程度。如附图20所示,在甘油栓塞组中,血管周围组织没有观察到胶原纤维的沉积,主要是由于甘油随血液流失后起不到动脉栓塞的效果,因而组织维持正常的形态。而PPVA-g-PSSS和DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳7天后均可见组织中胶原纤维的沉积(星号),表明兔耳供血动脉被阻断后,组织发生了缺血性坏死。栓塞15天后,兔耳周围组织中胶原纤维沉积更加明显,表明兔耳组织坏死程度更加严重。Masson三色染色的结果与H&E染色的结果相似,进一步表明了微球栓塞的有效性。
栓塞3、7、15天后,观察DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉后DOX荧光在血管内及血管周围组织的分布情况。如附图21所示,栓塞兔耳3天后,可以看到多个DOX@PPVA-g-PSSS微球挤压在一起,填充于血管内腔。此外,微球发出较强的红色荧光,并延伸至血管周围组织。栓塞后每隔一段时间(3、7、15天)进行DOX荧光分布观察,结果表明DOX在血管周围组织的分布和荧光强度相似(附图22-24),这主要是因为DOX@PPVA-g-PSSS微球注入血管后通过离子交换机制持续缓慢释放DOX至血管周围组织,而且由于血管被堵塞,血液停止流动,因此DOX长时间停留在血管周围组织。DOX@PPVA-g-PSSS微球栓塞兔耳中央动脉不同阶段的DOX的荧光分布结果表明,本研究所制备的离子型载药微球可实现局部、长时间给药。
本领域的技术人员容易理解,以上所述仅为本发明的较佳实施例而已,并不用以限制本发明,凡在本发明的精神和原则之内所作的任何修改、等同替换和改进等,均应包含在本发明的保护范围之内。
Claims (10)
1.一种载药多孔聚乙烯醇栓塞微球的制备方法,其特征在于,包括下列步骤:
(1)将乳化剂加入到连续相中,搅拌均匀得到油相,然后将溶解有聚乙烯醇的水溶液加入所述油相中,得到油包水乳液;
(2)将所述油包水乳液滴加到经过预冷的有机溶剂中,进行冷却处理,得到完全冻结为固态的聚乙烯醇微球,去除有机溶剂后,依次对聚乙烯醇微球进行脱水处理和清洗;
(3)将清洗后的聚乙烯醇微球加入交联剂中进行交联,并加入催化剂,将交联产物浸泡至甘氨酸或赖氨酸中,然后取出清洗,得到交联后的聚乙烯醇微球;
(4)在保护气体氛围下,将交联后的聚乙烯醇微球在去离子水中浸泡,使其充分溶胀,得到聚乙烯醇微球悬浮液;将含有乙烯基和磺酸基的单体或者含有羧基的单体加入到所述聚乙烯醇微球悬浮液中,并加入引发剂,在保护气体氛围下进行接枝聚合,聚合完成后,离心并清洗得到接枝有磺酸根基团或接枝有羧基基团的聚乙烯醇微球。
2.根据权利要求1所述的方法,其特征在于,步骤(1)中,所述乳化剂为Span80,所述乳化剂的质量分数为0.5~4%;所述连续相为石油醚、正庚烷或正辛烷中的一种或几种;所述溶解有聚乙烯醇的水溶液的质量体积浓度为2~6%,聚乙烯醇的型号为PVA1750±50,PVA1788,PVA1799和PVA124,所述溶解有聚乙烯醇的水溶液通过将聚乙烯醇加入温度为80~95℃的去离子水中磁力搅拌得到;所述将溶解有聚乙烯醇的水溶液加入所述油相中时,油相与水相的体积比为(4:1)-(10:1)。
3.根据权利要求1所述的方法,其特征在于,步骤(2)中,所述将所述油包水乳液缓慢滴加到经过预冷的有机溶剂中,进行冷却处理,包括:
在玻璃平皿中加入经过预冷的温度为-196~-15℃的有机溶剂,将所述油包水乳液滴加到该玻璃平皿中,保持有机溶剂温度为-196~-15℃,在该温度下冷却处理15~1440min;其中,所述有机溶剂为石油醚、正庚烷或正辛烷中的一种或几种。
4.根据权利要求1-3任一项所述的方法,其特征在于,步骤(2)中,所述依次对聚乙烯醇微球进行脱水处理和清洗,具体为依次采用无水乙醇对聚乙烯醇微球进行脱水处理12~48h,采用石油醚和无水乙醇对聚乙烯醇微球进行清洗。
5.根据权利要求1所述的方法,其特征在于,所述交联剂为甲醛、戊二醛或京尼平,交联剂的质量体积浓度为3~15%,所述催化剂为盐酸、硫酸或硝酸,所述甘氨酸或赖氨酸的质量体积浓度为1~6%,浸泡时间为6~24h;优选地,当催化剂为盐酸时,加入盐酸的浓度为1mol/L,加入的盐酸的体积占整个体系体积的0.5~5%。
6.根据权利要求1或5所述的方法,其特征在于,步骤(4)中,所述保护气体为氮气或氩气,所述将聚乙烯醇微球在去离子水中浸泡,具体为:将质量为0.5-1.5g的聚乙烯醇微球在体积为15-50mL的去离子水中浸泡1-8h。
7.根据权利要求1或5所述的方法,其特征在于,步骤(4)中,所述含有乙烯基和磺酸基的单体为对苯乙烯磺酸钠或2-丙烯酰胺-2-甲基丙磺酸;所述含有羧基的单体为丙烯酸钠或甲基丙烯酸;所述引发剂包括聚合引发剂和助剂,该聚合引发剂为硫酸铵铈或硝酸铵铈,该助剂为浓硫酸或浓硝酸。
8.根据权利要求7所述的方法,其特征在于,步骤(4)中,加入硫酸铵铈的质量为0.1-0.5g,所述硝酸铵铈的质量为0.1-0.5g,浓硫酸的质量分数为98%,浓硝酸的质量分数为65%,加入浓硫酸或浓硝酸的体积为0.15-0.6mL;所述在惰性气体氛围下进行接枝聚合具体为,在氮气氛围下保持温度为30-60℃进行接枝聚合。
9.一种根据权利要求1-8任一项所述的制备方法制备得到的载药多孔聚乙烯醇栓塞微球。
10.根据权利要求9所述的微球,其特征在于,微球的直径为50-500μm,孔径尺寸为0.28-3.08μm,BET比表面积为20.5-24.6m2 g-1,孔体积为0.08-0.128cm3 g-1。
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