CN111066654A - 一种多肉植物的组培快繁方法 - Google Patents
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Abstract
本发明涉及多肉植物种植技术领域，具体涉及一种多肉植物的组培快繁方法。该提取方法包括以下步骤：包括以下步骤：S1)外植体选择与消毒：S2)初代诱导培养：S3)增殖培养：S4)诱导生根培养：S5)炼苗与移栽。同时还公开了初代诱导培养基、增殖培养基和生根培养基的组分和配比。本发明组培快繁方法得到的多肉植物幼苗生产周期短，增殖频率高，幼苗整齐，提高了多肉植物的繁殖系数和繁殖速度,其生芽率和生根率是常规培养基的3倍左右,并能较好的保持多肉植物的品系优势,能快速繁殖出大量适合移栽的组培苗，而且其长出的幼苗植株在形状上的一致性，易于操作，便于产业化生产。
Description
技术领域
本发明涉及多肉植物种植技术领域，具体涉及一种多肉植物的组培快繁方法。
背景技术
多肉植物是指植物营养器官的某一部分，具有发达的薄壁组织用以贮藏水分，在外形上显得肥厚多汁的一类植物。在园艺上，又称肉质植物或多肉花卉，但以多肉植物这个名称最为常用。近年来，借助互联网的大力宣传以及多肉植物本身养护起点低、具有相对明显而稳定的外形、色彩绚丽多姿、品种繁多等诸多特点，多肉植物在较短时间内被大众熟知、喜爱，继而开始风靡全国。目前，多肉植物的繁殖技术大多采用叶片扦插繁殖，其效率不高，繁殖系数低，繁殖周期长，场地要求打，人工成本较高。因此提高多肉植物的生产效率，缩短培育时间，降低人工成本成为目前亟待解决的问题。
发明内容
本发明针对现有技术的不足，提供一种性能可靠的多肉植物的组培快繁方法，解决了传统多肉植物繁殖系数低和繁殖周期长的问题。
本发明的技术方案是这样实现的：一种多肉植物的组培快繁方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1)外植体选择与消毒：
以多肉植物的叶片或茎段作为外植体，将外植体放人烧杯中用自来水冲洗干净，先用适量的洗涤剂清洗，然后在自来水下冲洗3min以上，再在超净工作台上用75％的酒精浸泡30s，用无菌水冲洗2～3次后，迅速倒入0.1％氯化汞溶液中浸泡5min，取出外植体后用无菌水冲洗4～5次，用滤纸吸干水后得到无菌外植体；
S2)初代诱导培养：
在无菌条件下，将得到的外植体切成1～2cm长的小切片，小切片经过75％的酒精浸泡后水洗，然后分别接种于初代诱导培养基中培养，培养条件为：温度23～28℃，空气湿度55～65％，光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，培养时间15～20d，直至外植体分化出丛生芽；
S3)增殖培养：
将得到的丛生芽在无菌条件下转入增殖培养基中增殖培养，直至丛生芽长度3～5cm，增殖系数3～5倍，培养条件为：温度27～32℃，空气湿度55～65％，光照强度1200～1600lux，光照每日12～16h，培养时间30～40d；
S4)诱导生根培养：
待叶片长至1～1.5cm时，取出幼苗，在无菌条件下接种到培养瓶内的生根培养基中继续培养；培养条件为：光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，温度18～23℃，培养时间5～7d；
S5)炼苗与移栽：
当生根后或根系得到基本发育后，将培养瓶移到室外进行闭瓶炼苗7～10d，遮荫度为50％～70％，然后在自然光下进行开瓶炼苗2～3d，得到完整的植株后出圃。
较优的，所述S2中的初代诱导培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％～5％、琼脂0.8％～1.3％、亚硒酸钠0.01％～0.02％、MS+6-BA 0.2％～0.4％、NAA 0.2％～0.5％、IBA 0.08％～0.12％、复合维生素0.015％～0.03％、余量为水。
较优的，所述S3中的增殖培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％～6％、琼脂0.8％～1.3％、KT 0.01％～0.02％、MS+6-BA 0.2％～0.6％、NAA 0.2％～0.4％、GA30.08％～0.12％、复合维生素0.015％～0.03％、余量为水。
较优的，所述S4中的生根培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖2％～5％、琼脂0.6％～1.2％、MS+6-BA 0.2％～0.5％、NAA 0.2％～0.5％、GA3 0.08％～0.12％、余量为水。
所述初代诱导培养基、增殖培养基和生根培养基的pH值为6.3～7。
本发明解决了背景技术中存在的缺陷,具有以下有益效果：
本发明针对现有技术的不足，解决了传统多肉植物繁殖系数低和繁殖周期长的问题。本发明提供了一种多肉植物的组培快繁方法，包括外植体选择与消毒、初代诱导培养、增殖培养、诱导生根培养和炼苗与移栽的步骤。通过初代诱导培养基、增殖培养基和生根培养基的筛选，得到最佳的培养基组分和配比，采用上述生长激素配比成的培养基，得到的幼苗生产周期短，增殖频率高，幼苗整齐，提高了多肉植物的繁殖系数和繁殖速度,其生芽率和生根率是常规培养基的3倍左右,并能较好的保持多肉植物的品系优势,能快速繁殖出大量适合移栽的组培苗。而且其长出的幼苗植株在形状上的一致性，易于操作，便于产业化生产。
具体实施方式
实施例1
多肉植物的组培快繁方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1)外植体选择与消毒：
以多肉植物的叶片或茎段作为外植体，将外植体放人烧杯中用自来水冲洗干净，先用适量的洗涤剂清洗，然后在自来水下冲洗3min以上，再在超净工作台上用75％的酒精浸泡30s，用无菌水冲洗2～3次后，迅速倒入0.1％氯化汞溶液中浸泡5min，取出外植体后用无菌水冲洗4～5次，用滤纸吸干水后得到无菌外植体；
S2)初代诱导培养：
在无菌条件下，将得到的外植体切成1～2cm长的小切片，小切片经过75％的酒精浸泡后水洗，然后分别接种于初代诱导培养基中培养，培养条件为：温度23～28℃，空气湿度55～65％，光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，培养时间15～20d，直至外植体分化出丛生芽；初代诱导培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖4％、琼脂1.0％、亚硒酸钠0.015％、MS+6-BA 0.3％、NAA 0.3％、IBA 0.10％、复合维生素0.02％、余量为水。
S3)增殖培养：
将得到的丛生芽在无菌条件下转入增殖培养基中增殖培养，直至丛生芽长度3～5cm，增殖系数3～5倍，培养条件为：温度27～32℃，空气湿度55～65％，光照强度1200～1600lux，光照每日12～16h，培养时间30～40d；S3中的增殖培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖4.5％、琼脂1.1％、KT 0.016％、MS+6-BA 0.5％、NAA 0.3％、GA3 0.1％、复合维生素0.02％、余量为水。
S4)诱导生根培养：
待叶片长至1～1.5cm时，取出幼苗，在无菌条件下接种到培养瓶内的生根培养基中继续培养；培养条件为：光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，温度18～23℃，培养时间5～7d；生根培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖4％、琼脂0.9％、MS+6-BA 0.3％、NAA0.4％、GA3 0.10％、余量为水。
S5)炼苗与移栽：
当生根后或根系得到基本发育后，将培养瓶移到室外进行闭瓶炼苗7～10d，遮荫度为50％～70％，然后在自然光下进行开瓶炼苗2～3d，得到完整的植株后出圃。
实施例2
多肉植物的组培快繁方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1)外植体选择与消毒：
以多肉植物的叶片或茎段作为外植体，将外植体放人烧杯中用自来水冲洗干净，先用适量的洗涤剂清洗，然后在自来水下冲洗3min以上，再在超净工作台上用75％的酒精浸泡30s，用无菌水冲洗2～3次后，迅速倒入0.1％氯化汞溶液中浸泡5min，取出外植体后用无菌水冲洗4～5次，用滤纸吸干水后得到无菌外植体；
S2)初代诱导培养：
在无菌条件下，将得到的外植体切成1～2cm长的小切片，小切片经过75％的酒精浸泡后水洗，然后分别接种于初代诱导培养基中培养，培养条件为：温度23～28℃，空气湿度55～65％，光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，培养时间15～20d，直至外植体分化出丛生芽；初代诱导培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％、琼脂0.8％、亚硒酸钠0.01％、MS+6-BA 0.2％、NAA 0.2％、IBA 0.08％、复合维生素0.015％、余量为水。
S3)增殖培养：
将得到的丛生芽在无菌条件下转入增殖培养基中增殖培养，直至丛生芽长度3～5cm，增殖系数3～5倍，培养条件为：温度27～32℃，空气湿度55～65％，光照强度1200～1600lux，光照每日12～16h，培养时间30～40d；S3中的增殖培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％、琼脂0.8％、KT 0.01％、MS+6-BA 0.2％、NAA 0.2％、GA3 0.08％、复合维生素0.015％、余量为水。
S4)诱导生根培养：
待叶片长至1～1.5cm时，取出幼苗，在无菌条件下接种到培养瓶内的生根培养基中继续培养；培养条件为：光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，温度18～23℃，培养时间5～7d；生根培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖2％、琼脂0.6％、MS+6-BA 0.2％、NAA0.2％、GA3 0.08％、余量为水。
S5)炼苗与移栽：
当生根后或根系得到基本发育后，将培养瓶移到室外进行闭瓶炼苗7～10d，遮荫度为50％～70％，然后在自然光下进行开瓶炼苗2～3d，得到完整的植株后出圃。
实施例3
多肉植物的组培快繁方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1)外植体选择与消毒：
以多肉植物的叶片或茎段作为外植体，将外植体放人烧杯中用自来水冲洗干净，先用适量的洗涤剂清洗，然后在自来水下冲洗3min以上，再在超净工作台上用75％的酒精浸泡30s，用无菌水冲洗2～3次后，迅速倒入0.1％氯化汞溶液中浸泡5min，取出外植体后用无菌水冲洗4～5次，用滤纸吸干水后得到无菌外植体；
S2)初代诱导培养：
在无菌条件下，将得到的外植体切成1～2cm长的小切片，小切片经过75％的酒精浸泡后水洗，然后分别接种于初代诱导培养基中培养，培养条件为：温度23～28℃，空气湿度55～65％，光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，培养时间15～20d，直至外植体分化出丛生芽；初代诱导培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖5％、琼脂1.3％、亚硒酸钠0.02％、MS+6-BA0.4％、NAA 0.5％、IBA 0.12％、复合维生素0.03％、余量为水。
S3)增殖培养：
将得到的丛生芽在无菌条件下转入增殖培养基中增殖培养，直至丛生芽长度3～5cm，增殖系数3～5倍，培养条件为：温度27～32℃，空气湿度55～65％，光照强度1200～1600lux，光照每日12～16h，培养时间30～40d；S3中的增殖培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖6％、琼脂1.3％、KT 0.02％、MS+6-BA 0.6％、NAA 0.4％、GA3 0.12％、复合维生素0.03％、余量为水。
S4)诱导生根培养：
待叶片长至1～1.5cm时，取出幼苗，在无菌条件下接种到培养瓶内的生根培养基中继续培养；培养条件为：光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，温度18～23℃，培养时间5～7d；生根培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖5％、琼脂1.2％、MS+6-BA 0.5％、NAA0.5％、GA3 0.12％、余量为水。
S5)炼苗与移栽：
当生根后或根系得到基本发育后，将培养瓶移到室外进行闭瓶炼苗7～10d，遮荫度为50％～70％，然后在自然光下进行开瓶炼苗2～3d，得到完整的植株后出圃。
对照例
培养步骤同上述实施例，不同的是，培养过程中，采用单一培养基，其培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖4％、琼脂1.0％、亚硒酸钠0.015％、MS+6-BA 0.3％、NAA 0.3％，余量为水。观察并记录培养基中的培养情况，具体分组和培养结果见下表。
表1初代诱导培养基中各主要成分和浓度对多肉植物分化的影响结果
| 组别 | IBA％ | 复合维生素％ | 接种数 | 分化数 | 分化率 |
| 实施例1 | 0.10 | 0.02 | 100 | 95 | 95％ |
| 实施例2 | 0.08 | 0.015 | 100 | 90 | 90％ |
| 实施例3 | 0.12 | 0.03 | 100 | 88 | 88％ |
| 对照例 | -- | -- | 100 | 65 | 65％ |
由表1，对比本发明的实施例1、实施例2、实施例3和对照实施例1可以显而易见得出，同时施用IBA和复合维生素后，分化率要比对照例高得多，当IBA 0.1％、复合维生素0.02％时，分化率最高。
表2增殖培养基中各主要成分和浓度对多肉植物增殖的影响结果
| 组别 | KT％ | GA3％ | 复合维生素％ | 接种数 | 增殖数 | 增殖率 |
| 实施例1 | 0.016 | 0.10 | 0.02 | 100 | 92 | 92％ |
| 实施例2 | 0.01 | 0.08 | 0.015 | 100 | 80 | 80％ |
| 实施例3 | 0.02 | 0.12 | 0.03 | 100 | 85 | 85％ |
| 对照例 | -- | -- | -- | 100 | 20 | 20％ |
由表2，对比本发明的实施例1、实施例2、实施例3和对照实施例1可以显而易见得出，同时施用KT、GA3和复合维生素后，增殖率要显著提高，当KT 0.016％、GA3 0.10％、复合维生素0.02％时，增殖率最高。
表3生根培养基中各主要成分和浓度对多肉植物分化的影响结果
| 组别 | GA3％ | 接种数 | 生根数 | 生根率 |
| 实施例1 | 0.10 | 100 | 93 | 93％ |
| 实施例2 | 0.08 | 100 | 86 | 86％ |
| 实施例3 | 0.12 | 100 | 81 | 81％ |
| 对照例 | -- | 2 | 2％ |
由表3，对比本发明的实施例1、实施例2、实施例3和对照实施例1可以显而易见得出，施用GA3后，生根率要显著提高，当GA3 0.10％时，生根率最高。
本发明的MS+6-BA是在MS基本培养基加入6-BA为6-苄氨基腺嘌呤，是一种植物生长激素，其主要作用是促进芽的形成，也可以诱导愈伤组织发生，促进细胞分裂，促进非分化组织分化，促进生物体内物质的积累，促进侧芽发生，防止老化，是植物组织和细胞培养中的细胞分裂素。NAA为萘乙酸，是一种植物生长激素，在植物使用扦插法繁殖时使用，也可用于植物组织培养，能促进细胞分裂与扩大，诱导形成不定根增加座果，防止落果，改变雌、雄花比率等，可经叶片、树枝的嫩表皮，种子进入到植株内，随营养流输导到全株。KT为氯吡脲，是一种具有细胞分裂素活性的苯脲类植物生长调节剂，其生物活性较6-苄氨基嘌呤高10～100倍。它能够影响植物芽的发育、加速细胞有丝分裂、促进细胞增大和分化，防止果实和花的脱落，也能作为植物组织培养的细胞分裂素。GA3为赤霉素，是一种植物生长调节剂，主要用于促进作物的生长发育，提早成熟，提高产量和打破种子、块茎、鳞茎等器官的休眠，促进发芽、分蘖、抽苔，提高果实结果率，也可用于植物组织培养。
本发明提供了一种多肉植物的组培快繁方法，包括外植体选择与消毒、初代诱导培养、增殖培养、诱导生根培养和炼苗与移栽的步骤。通过初代诱导培养基、增殖培养基和生根培养基的筛选，得到最佳的培养基组分和配比，采用上述生长激素配比成的培养基，得到的幼苗生产周期短，增殖频率高，幼苗整齐，提高了多肉植物的繁殖系数和繁殖速度,其生芽率和生根率是常规培养基的3倍左右,并能较好的保持多肉植物的品系优势,能快速繁殖出大量适合移栽的组培苗。而且其长出的幼苗植株在形状上的一致性，易于操作，便于产业化生产。
以上所述仅为本发明的较佳实施例而已，并不用以限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。
Claims (5)
1.一种多肉植物的组培快繁方法，其特征在于：包括以下步骤：
S1)外植体选择与消毒：
以多肉植物的叶片或茎段作为外植体，将外植体放人烧杯中用自来水冲洗干净，先用适量的洗涤剂清洗，然后在自来水下冲洗3min以上，再在超净工作台上用75％的酒精浸泡30s，用无菌水冲洗2～3次后，迅速倒入0.1％氯化汞溶液中浸泡5min，取出外植体后用无菌水冲洗4～5次，用滤纸吸干水后得到无菌外植体；
S2)初代诱导培养：
在无菌条件下，将得到的外植体切成1～2cm长的小切片，小切片经过75％的酒精浸泡后水洗，然后分别接种于初代诱导培养基中培养，培养条件为：温度23～28℃，空气湿度55～65％，光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，培养时间15～20d，直至外植体分化出丛生芽；
S3)增殖培养：
将得到的丛生芽在无菌条件下转入增殖培养基中增殖培养，直至丛生芽长度3～5cm，增殖系数3～5倍，培养条件为：温度27～32℃，空气湿度55～65％，光照强度1200～1600lux，光照每日12～16h，培养时间30～40d；
S4)诱导生根培养：
待叶片长至1～1.5cm时，取出幼苗，在无菌条件下接种到培养瓶内的生根培养基中继续培养；培养条件为：光照强度1600～2000lux，光照每日12～16h，温度18～23℃，培养时间5～7d；
S5)炼苗与移栽：
当生根后或根系得到基本发育后，将培养瓶移到室外进行闭瓶炼苗7～10d，遮荫度为50％～70％，然后在自然光下进行开瓶炼苗2～3d，得到完整的植株后出圃。
2.根据权利要求1所述的多肉植物的组培快繁方法，其特征在于，所述S2中的初代诱导培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％～5％、琼脂0.8％～1.3％、亚硒酸钠0.01％～0.02％、MS+6-BA 0.2％～0.4％、NAA 0.2％～0.5％、IBA 0.08％～0.12％、复合维生素0.015％～0.03％、余量为水。
3.根据权利要求1所述的多肉植物的组培快繁方法，其特征在于，所述S3中的增殖培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖3％～6％、琼脂0.8％～1.3％、KT 0.01％～0.02％、MS+6-BA 0.2％～0.6％、NAA 0.2％～0.4％、GA3 0.08％～0.12％、复合维生素0.015％～0.03％、余量为水。
4.根据权利要求1所述的多肉植物的组培快繁方法，其特征在于，所述S4中的生根培养基组分为：按质量百分数计，蔗糖2％～5％、琼脂0.6％～1.2％、MS+6-BA 0.2％～0.5％、NAA 0.2％～0.5％、GA3 0.08％～0.12％、余量为水。
5.根据权利要求1所述的多肉植物的组培快繁方法，其特征在于，所述初代诱导培养基、增殖培养基和生根培养基的pH值为6.3～7。
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