WO2020212563A1 - Fluoreszenz-rastermikroskop und verfahren zur abbildung einer probe - Google Patents

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WO2020212563A1
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excitation light
light distribution
fluorescence
sample
light source
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PCT/EP2020/060836
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Jonas FÖLLING
Lars Friedrich
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Leica Microsystems Cms Gmbh
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Definitions

  • the invention relates to a fluorescence scanning microscope and a method for imaging a sample using a fluorescence scanning microscope.
  • the so-called STED method is often used for high-resolution imaging of a sample, in which the sample is illuminated with a light distribution that is generated from a superposition of excitation light and de-excitation light.
  • STED stands for "Stimulated Emission Depletion”.
  • the excitation light is designed to stimulate the fluorescent light present in the sample to spontaneously emit fluorescent light.
  • the de-excitation light whose wavelength is different from the wavelength of the excitation light, is used to de-excite the the excitation light excited fluorophores by way of a stimulated emission of fluorescent light.
  • the excitation light which is focused in the form of a laser beam on the respective illumination target point in the sample, is superimposed on the de-excitation light with a special light distribution.
  • This de-excitation light distribution has a
  • the de-excitation light distribution must be superimposed on the excitation light distribution in such a way that the zero point of the de-excitation light distribution corresponds precisely to d
  • the maximum intensity of the excitation light distribution coincides. If this is ensured, the spontaneous emission of fluorescent radiation in the outer areas of the excitation light distribution is suppressed in the illumination target point, so that spontaneously emitted fluorescent light only comes from one area is detected around the zero point of the de-excitation light distribution. If this sample area is moved over a large number of illumination target points of the sample in a rastering process, a high-resolution image of the sample can be obtained by detecting the fluorescent light that is not suppressed by the de-excitation light distribution.
  • Figure la shows the case of an optimal superposition of de-excitation light and excitation light.
  • An excitation light distribution E is shown by a solid line and a de-excitation light distribution D is shown by a dashed line.
  • the zero point of the de-excitation light distribution D, labeled N is precisely superimposed on the maximum M of the excitation light distribution E in the x direction.
  • FIG. 1c shows the fluorescent light distribution detected in the respective illumination target point, which results from the optimal superposition of de-excitation light and excitation light according to FIG. La.
  • This fluorescent light distribution shows a high-intensity and sharp maximum, the small half-width of which determines the spatial resolution in the x direction.
  • phase mask has to be arranged between the exit end of the optical fiber and the objective, which phase mask is intended to influence the de-excitation light in such a way that it has the desired light distribution in the illumination target point.
  • the excitation light also passes through the phase mask.
  • the phase mask In order to largely avoid influencing the excitation light by the phase mask, the phase mask must be manufactured from different materials in a complex manner. It must be ensured that the phase mask causes the desired phase change at the wavelength of the de-excitation light.
  • phase mask has to be optimized specifically for a specific combination of wavelengths of the excitation and de-excitation light. For this reason, the resulting microscope structure is inflexible with regard to the wavelengths that can be used and thus the fluorophores that can be used.
  • the detected fluorescent light usually also passes through the phase mask and is thereby weakened.
  • a spatial light modulator SLM for short, is then controlled in the beam path of the de-excitation light in such a way that the dimension figure is maximized.
  • SLM spatial light modulator
  • the object of the invention is to provide a fluorescence scanning microscope and a method for imaging a sample using such a fluorescence scanning microscope which make it possible to easily determine a spatial offset between the maximum of the excitation light distribution and the minimum of the de-excitation light distribution.
  • a fluorescence scanning microscope in particular a STED scanning microscope, comprising an excitation light source which is designed to generate an excitation light distribution which excites fluorophores present in a sample to spontaneously emit fluorescence photons, and a de-excitation light source which is designed to have a de-excitation light distribution to generate, which de-excites the excited by the excitation light distribution in the sample fluorophores by way of a stimulated emission of fluorescence photons.
  • the fluorescence scanning microscope further comprises an illumination unit which is designed to combine the excitation light distribution and the de-excitation light distribution to form a light distribution that scans over several illumination target points of the sample in such a way that an intensity maximum of the excitation light distribution and an intensity minimum of the de-excitation light distribution in the respective illumination target point are spatially superimposed .
  • the fluorescence scanning microscope further comprises a detector which is designed to detect the fluorescence photons emitted from the respective illumination target point as a function of their arrival times.
  • the fluorescence scanning microscope also comprises a processor which is designed to evaluate the fluorescence photons detected in the respective illumination target point with regard to their arrival times.
  • the processor is also designed to generate a first image point and a second image point, which represent the respective illumination target point, on the basis of this evaluation.
  • the processor is also designed to combine the first image points into a first sample image and the second image points into a second sample image.
  • the processor is designed to use the two sample images to determine a spatial offset between the intensity maximum of the excitation light distribution and the intensity minimum of the de-excitation light distribution.
  • the solution proposed here therefore provides for the generation of two sample images which differ from one another with regard to the detected arrival times of the fluorescence photons which are used to generate the respective sample image distinguish.
  • the claimed fluorescence scanning microscope thus makes use of the fact that the dwell time of the fluorophores in the excited state, which is also referred to below as the life of the fluorophores, depends on whether the respective fluorophore is in the area of the zero point of the de-excitation light distribution or not . In the area of the zero point of the de-excitation light distribution, the lifetime is determined solely by the rate of spontaneous emission of the fluorophore. In contrast, in areas in which the de-excitation light distribution is not equal to zero, the rate of the stimulated emission is added to the rate of spontaneous emission.
  • the arrival times recorded by the detector thus also contain information about the spatial distribution of the fluorophores. This information is included in the two sample images generated according to the invention, since the sample images differ from one another with regard to the arrival times of the fluorescence photons assigned to them. From this information, the spatial offset between the intensity maximum of the excitation light distribution and the intensity minimum of the de-excitation light can be determined by means of an image comparison.
  • the comparison of the two sample images directly enables both the direction and the distance to be determined in which the de-excitation light distribution is to be moved relative to the excitation light distribution in order to compensate for the offset and thus to achieve an optimal superimposition of the light distributions .
  • the direction and distance of the offset can be determined algorithmically so that only a small number of iterations are required to remove the offset, possibly even only a single iteration. In this way, the disadvantages explained at the beginning and resulting from an incorrect adjustment, such as the reduction in image brightness and the emphasis on undesired secondary maxima in the excitation light distribution, can be avoided.
  • the offset between the excitation and de-excitation light distribution is on the sample to be imaged itself and not below Use of a calibration preparation is determined. This inherently takes into account the influence that the sample itself has on the relative position of the excitation and de-excitation light distribution due to its varying refractive index.
  • the two sample images on which the determination of the spatial offset is based represent the different arrival times of the fluorescence photons recorded in each case and the respective arrival time in turn depends on the location of the fluorophore emitting the associated fluorescence photon, the two sample images have different resolutions.
  • that sample image which has early fluorescence photons, i. Photons with a comparatively short arrival time, represented have a lower resolution than the sample image which represents late fluorescence photons, i.e. Photons with a comparatively long arrival time.
  • the spatial offset between the excitation and de-excitation light distribution can in particular be determined using two-dimensional sample images. However, it is also possible to detect the offset in all three spatial directions. In this case, a three-dimensional stack of images is recorded instead of a two-dimensional sample image. In all cases, the sample image or the image stack, which represents the early fluorescence photons, contains information about the location of the maximum of the excitation light distribution, while the sample image or the image stack, which represents the late fluorescence photons, contains information about the location of the zero point of the de-excitation light distribution includes.
  • the offset can be determined in such a way that the two sample images or image stacks are related to one another, for example via a cross-correlation.
  • the processor is designed to use the two sample images to determine the spatial offset between the intensity maximum of the excitation light distribution and the intensity minimum of the de-excitation light distribution by relating the two sample images via a cross-correlation are brought to one another, for example by determining the cross-correlation between the two sample images or only between corresponding subregions of the two sample images, such as between individual or multiple lines and / or columns and / or sections of the sample images.
  • the use of such a cross-correlation is particularly well suited to determining the spatial offset solely on the basis of the two sample images, without the need for more complex and / or less precise methods known from the prior art.
  • the latter include, for example, the use of a calibration preparation or fitting to a single fluorescent point object.
  • a calibration preparation or fitting to a single fluorescent point object in this context, however, it should be emphasized that in order to determine the spatial offset between the intensity maximum of the excitation light distribution and the intensity minimum of the de-excitation light distribution within the scope of the invention, in addition to other methods, for example, a position determination of one or more individual fluorescent point objects visible in both sample images, in particular by means of a As an alternative or in addition to the application of a cross-correlation is conceivable.
  • the solution proposed here also has the advantage that the configuration of the fluorescence scanning microscope does not have to be changed to determine the spatial offset between the excitation and de-excitation light distribution, since the measurement data required for this are generated as a by-product of the actual high-resolution image recording.
  • the detector is preferably designed to detect the fluorescence photons emitted from the respective illumination target point by time-correlated single photon counting depending on their arrival times.
  • time-correlated single photon counting enables particularly precise detection of the arrival times.
  • the detector can also detect the arrival times of the fluorescence photons in other ways, for example by determining the light intensity, ie the incident fluorescence photons at least two individual successive time intervals added up, these at least two intervals after a start time, to which the arrival times of the fluorescence photons are related, being in the range of the fluorescence lifetime.
  • the fluorescence photons related to one time interval are then assigned to one sample image and the fluorescence photons related to the other time interval are assigned to the other sample image.
  • the fluorescence scanning microscope preferably comprises an adjusting element which can be controlled by the processor to influence the excitation light distribution and / or the de-excitation light distribution to compensate for the spatial offset.
  • an adjustment element By using such an adjustment element, it is possible to automatically achieve a precise superimposition of excitation and de-excitation light distribution during the actual image recording, which ensures a high image quality.
  • the setting element can preferably be controlled by the processor in order to individually influence the excitation light distribution and / or the de-excitation light distribution to compensate for the spatial offset for different regions of an image field. In this way it is possible to optimize the superimposition of the light distributions adaptively, provided that it is guaranteed that the adjustment element works at a sufficiently high speed.
  • the setting element is a light deflecting element arranged adjustably in the beam path of the de-excitation light distribution or in the beam path of the excitation light distribution.
  • a light deflection element can for example be designed in the form of a fast tilting mirror.
  • an adjustable lens or an adjustable lens system is conceivable, which ensures that one of the two light distributions can be adjusted in the axial direction compared to the other light distribution is.
  • the use of a spatial light modulator (SLM: Spatial Light Modulator) that takes on this task is also conceivable. In this way, the lateral deflection and at the same time the axial position of a light distribution can be influenced within certain limits.
  • the phase information that is required to generate the spatially specific de-excitation distribution can also be generated with this element.
  • At least one of the two light sources is a pulsed or modulated laser light source, the detector being designed to detect the arrival times of the fluorescence photons in relation to a start time that is defined by a light pulse or a light modulation of the laser light source.
  • a pulsed laser light source has certain advantages over a modulated source, since the lifetimes of the fluorophores considered here are usually so short that very rapid light modulation is required.
  • the processor preferably evaluates the fluorescence photons detected in the respective illumination target point by comparing the arrival times with a predetermined threshold value and assigning those fluorescence photons whose arrival times are less than or equal to the predetermined threshold value to the first image point and those fluorescence photons whose arrival times are greater than the predetermined one Threshold are assigned to the second pixel.
  • the fluorescence photons are classified, as it were, into early and late photons using a single threshold value.
  • the sample image with the lower resolution is generated on the basis of the early fluorescence photons and the spatially offset sample image with the higher resolution is generated on the basis of the late fluorescence photons.
  • the reason for the different resolutions is that the effect of the de-excitation light distribution increases with the dose with which the fluorophores are exposed. In other words, the longer the sample with the, the greater the effect of the de-excitation light distribution on the fluorophores De-excitation light distribution is illuminated.
  • the early fluorescence photons correspond more closely to a fluorescence signal that would be obtained without using the de-excitation light
  • the late fluorescence photons represent a fluorescence signal that corresponds to the signal detected in a conventional STED method. Accordingly, the early fluorescence photons mainly provide information about the excitation light distribution, in particular its maximum, while the late fluorescence photons primarily reflect the de-excitation light distribution, in particular its zero point.
  • the processor can, for example, evaluate the fluorescence photons recorded in the respective illumination target point by adapting a model function, which contains a first fit parameter and a second fit parameter, to a temporal distribution of the fluorescence photons given by the recorded arrival times and thereby the first fit parameter and the second fit parameter determined.
  • the processor then generates the first pixel on the basis of the first fit parameter and the second pixel on the basis of the second fit parameter.
  • a model function is adapted to the temporal distribution of the detected fluorescence photons for each pixel.
  • t denotes the arrival time of the respective fluorescence photon
  • t0 an average lifetime of the fluorophores in the absence of the de-excitation light distribution
  • tl an average lifetime of the fluorophores in the presence of the de-excitation light distribution
  • aO the first fit parameter and al the second fit parameter.
  • the fit parameters aO and a1 are determined separately for each illumination target point. By considering the actual arrival times, more information is used than if the arrival times are only grouped into two classes. Accordingly, the spatial offset can also be determined more precisely.
  • the excitation light source is preferably the pulsed or modulated laser light source, which defines the start time. This has the advantage that pulsed excitation light sources are also used in conventional STED methods. In this respect, therefore, no changes need to be made to existing STED configurations.
  • the de-excitation light source can be designed as a continuous wave laser light source or also as a pulsed or modulated laser light source.
  • the design as a continuous wave laser light source has the advantage that such a source is significantly cheaper than a pulsed source, in particular if the latter is to work with high laser powers as in conventional STED applications.
  • the fluorescence scanning microscope comprises a delay unit which can be controlled by the processor to coordinate the de-excitation light source with the excitation light source in such a way that the light pulse or the light modulation of the de-excitation light source at the location of the respective illumination target point has a predetermined delay compared to the light pulse or the light modulation of the excitation light source .
  • a delay unit which can be controlled by the processor to coordinate the de-excitation light source with the excitation light source in such a way that the light pulse or the light modulation of the de-excitation light source at the location of the respective illumination target point has a predetermined delay compared to the light pulse or the light modulation of the excitation light source .
  • this threshold value corresponds to the delay that the light pulse or the light modulation of the de-excitation light source at the location of the respective illumination target point compared to the light pulse or the light modulation the excitation light source.
  • the pulse length of the de-excitation light source is preferably greater than the pulse length of the excitation light source.
  • the pulse length of the de-excitation light source can be in the range of the mean lifetime of the excited state of the fluorophores, in particular in a range from 0.1 to 6.0 ns.
  • the processor can be designed to use the two sample images to determine a further mismatch of the de-excitation light distribution in addition to the spatial offset.
  • the spatial offset between the maximum of the excitation light distribution and the zero point of the de-excitation light distribution is viewed as a special case of a general misalignment of the de-excitation light distribution, which takes into account further misadjustments in addition to the aforementioned offset.
  • An example of this is a mismatch, the caused by spherical aberration.
  • the latter can be reduced, for example, by comparing the brightness of the two sample images with low or high resolution and using this comparison, for example, a spatial light modulator (or spatial light modulator, SLM for short) in the beam path of the de-excitation light or an actuator in the microscope objective Minimizing the spherical aberration is controlled accordingly.
  • a spatial light modulator or spatial light modulator, SLM for short
  • SLM spatial light modulator
  • the quality of the zero point of the de-excitation light distribution has a significant influence on the image quality. Because of its non-linearity, the STED method is dependent on the fact that the intensity of the de-excitation light distribution is actually zero at its minimum and that it rises steeply at a distance from this minimum.
  • a spherical aberration in the de-excitation beam path has a significantly more disadvantageous effect than in the excitation beam path.
  • the sample image generated by the excitation beam alone as a reference, e.g. as a reference for the image brightness. Due to the brightness comparison of the two sample images, it is not necessary to use a quality measure that is laborious to determine and on the basis of which it must first be assessed how well the correction of the spherical aberration has succeeded.
  • the correction is, as it were, inherent in a reference, which is not the case, for example, if the quality of the correction is to be assessed on the basis of a single image.
  • the intensity minimum of the de-excitation light distribution is preferably an intensity zero.
  • the invention provides a method for imaging a sample using a fluorescence scanning microscope.
  • the method comprises the following steps: generating an excitation light distribution which excites fluorophores present in the sample to spontaneously emit fluorescence photons; Generating a de-excitation light distribution which de-excites the fluorophores excited by the excitation light distribution in the sample by way of a stimulated emission of fluorescence photons; Merging the excitation light distribution and the de-excitation light distribution to form a light distribution that rasterizes over several illumination target points of the sample in such a way that an intensity maximum of the excitation light distribution and an intensity minimum of the de-excitation light distribution are spatially superimposed on each other in the respective illumination target point; Detection of the fluorescence photons emitted from the respective illumination target point as a function of their arrival times by time-correlated single photon counting; Evaluating the fluorescence photons detected in the respective illumination target point with regard to their arrival times; Generating a first
  • Fig. 1 Diagrams to illustrate how the spatial superposition of a
  • De-excitation light distribution and an excitation light distribution influences the detection of a fluorescence signal
  • 2 shows a schematic representation of a fluorescence scanning microscope according to an exemplary embodiment
  • 3 shows a diagram showing the spatial distribution of fluorescence signals which, according to an exemplary embodiment, represent early fluorescence photons and late fluorescence photons;
  • FIG. 4 shows a diagram showing the spatial distribution of fit parameters which are used for evaluation according to a further exemplary embodiment
  • FIG. 6 shows diagrams with examples to explain how pulsed excitation light and pulsed de-excitation light are to be coordinated with one another over time.
  • FIG. 2 shows a schematic representation of a fluorescence scanning microscope 100 according to the exemplary embodiment.
  • the basic structure and the basic mode of operation of the fluorescence scanning microscope 100 will first be briefly outlined before a specific implementation according to the exemplary embodiment shown is subsequently explained in more detail.
  • the fluorescence scanning microscope 100 comprises an excitation light source 102 which is designed to generate an excitation light distribution E of the type shown in FIG. 1, which excites fluorophores present in a sample 104 to spontaneously emit fluorescent light.
  • the wavelength of the excitation light distribution E generated by the excitation light source 102 is thus designed for the fluorophores used in the specific application.
  • the fluorescence scanning microscope 100 further comprises a de-excitation light source 106 which is designed to generate a de-excitation light distribution D of the type shown in FIG. 1, which excites the fluorophores excited by the excitation light distribution in the sample 104 by stimulated emission of fluorescent light.
  • the wavelength of the de-excitation light distribution D generated by the de-excitation light source 106 is also matched to the fluorophores used in the specific application.
  • the wavelength of the de-excitation light distribution D is to be selected such that the fluorophores present in the sample 104 are reliably caused to return from their excited state to the ground state when irradiated with the de-excitation light distribution D by stimulated emission.
  • the de-excitation light distribution D preferably has a wavelength which is approximately equal to the wavelength of the fluorescent light which the fluorophores emit during the transition from the excited state to the ground state.
  • the fluorescence scanning microscope 100 also has an illumination unit, generally designated 108 in FIG.
  • the latter is designed in such a way that it combines the excitation light distribution E and the de-excitation light distribution D to form a superimposed light distribution and scans a plurality of illumination target points of the sample 104 with the light distribution generated in this way.
  • the merging takes place in such a way that an intensity maximum M of the excitation light distribution E and an intensity minimum N of the de-excitation light distribution D are spatially superimposed on one another in the respective illumination target point.
  • the aim here is a spatial overlay, as is shown by way of example in FIG. 1a explained at the outset.
  • the fluorescence scanning microscope 100 furthermore has a detector 110 which detects the fluorescence photons emitted from the respective illumination target point.
  • the detector 110 is designed to measure light intensities that vary rapidly over time. He is thus able to detect the fluorescence photons emitted from the respective illumination target point by means of a time-correlated single photon count.
  • the fluorescence scanning microscope 100 contains a processor 112, which makes it possible to determine the spatial offset between the excitation light distribution E and the de-excitation light distribution D.
  • the processor 112 evaluates the fluorescence photons detected in the respective illumination target point with regard to their arrival times determined by the detector 110. On the basis of this evaluation, the processor 112 then generates a first image point and a second image point, which both represent the same illumination target point. The processor 112 proceeds in the same way for all illumination target points which are scanned with the light distribution composed of the excitation light distribution E and the de-excitation light distribution D.
  • the processor 112 thus generates a multiplicity of first image points, which it combines to form a first sample image, and a multiplicity of second image points, which it combines to form a second sample image. In this way, two sample images are generated, on the basis of which the processor 112 then determines the spatial offset between the intensity maximum M of the excitation light distribution E and the intensity minimum N of the de-excitation light distribution D.
  • the excitation light source 102 is designed as a pulsed laser light source
  • the de-excitation light source 106 is a continuous wave laser light source.
  • the two light sources 102, 106 each feed their light to the lighting unit 108, to which all microscope components, with the exception of the two light sources 102, 106, the detector 110 and the processor 112 in the exemplary embodiment according to FIG.
  • the excitation light source 102 emits excitation light LI, which is reflected onto a first wavelength-selective beam splitter 116 via a fixed mirror 114.
  • the first wavelength-selective beam splitter 116 reflects the excitation light LI onto a second wavelength-selective beam splitter 118, which transmits the excitation light LI in the direction of a raster device 120.
  • the de-excitation light source 106 emits de-excitation light L2 onto a phase mask 122, which influences the de-excitation light L2 in such a way that the de-excitation light distribution D generated in the sample 104 from the excitation light L2 has the desired zero point N.
  • the de-excitation light L2 is reflected onto the second wavelength-selective beam splitter 118 by an adjusting element 124 that can be controlled by the processor 112, for example a movable tilting mirror.
  • an SLM can also be used as setting element 124.
  • the phase mask 112 and the adjustment element 124 can also be constituted by one and the same element, e.g. an SLM.
  • the wavelength-selective beam splitter 118 reflects the de-excitation light L2 in the direction of the scanning device 120, which is also controlled by the processor 112.
  • the excitation light LI and the de-excitation light L2 are superimposed on one another and fed to the raster device 120.
  • the superimposed light distribution is focused by an objective 126 on the respective illumination target point, whereby the light distribution is generated in the desired form in this illumination target point, which is the spatial superposition of the intensity maximum M of the excitation light distribution E and the intensity minimum N of the de-excitation light distribution D provides.
  • the raster device 120 ensures that this superimposed light distribution is moved over the sample 104, so that a plurality of illumination target points of the sample 104 are scanned with this light distribution.
  • the sample 104 illuminated with the superimposed light distribution emits fluorescent light L3, which is returned to the raster device 120 via the objective 126.
  • so-called descanned detection of the fluorescent light L3 is provided.
  • the fluorescent light L3 then successively passes the two wavelength-selective beam splitters 118, 116 and falls on the detector 110, which detects the fluorescent light L3 and outputs a corresponding output signal S to the processor 112.
  • the detector 110 detects the fluorescence photons representing the fluorescent light L3 by way of the time-correlated single photon counting.
  • the detector 110 detects the arrival times of the fluorescence photons in relation to a start time, which in the exemplary embodiment according to FIG. 2 is defined by a light pulse which the excitation light source 102 embodied as a pulsed laser light source emits.
  • the excitation light source 102 outputs an electrical trigger signal T to the processor 112, from which the times of the individual laser pulses and thus the aforementioned start times can be determined.
  • the processor 112 controls the setting element 124 in order to influence the de-excitation light distribution D so that the spatial offset between the intensity maximum M of the excitation light distribution E and the intensity minimum N of the de-excitation light distribution D is compensated.
  • the setting element 124 is located in the beam path of the de-excitation light L2.
  • the setting element 124 designed as a tilting mirror in the exemplary embodiment according to FIG. 2, also offers the possibility of individually influencing the de-excitation light distribution D for different regions of a recorded image field in an adaptive process, provided it can be controlled fast enough by the processor 112.
  • the processor 112 generates two sample images on the basis of the evaluation of the fluorescence photons, with the aid of which the spatial offset between the excitation and de-excitation light distribution can be determined.
  • the processor 112 evaluates the fluorescence photons detected in each illumination target point by comparing the arrival times with a predetermined threshold value.
  • Processor 112 assigns those fluorescence photons whose arrival times are less than or equal to the predetermined threshold value to a first image point corresponding to the respective illumination target point.
  • the processor 112 assigns those fluorescence photons whose arrival times are greater than the predetermined threshold value to a second image point corresponding to the same illumination target point.
  • processor 112 generates the two sample images, one associated with early fluorescence photons and the other associated with late fluorescence photons. This type of evaluation is illustrated by way of example in FIG. 3 for the one-dimensional case.
  • the broken line PI shows the course of the fluorescence signal of a point object generated from the early fluorescence photons along the direction x.
  • the solid line P2 shows the associated fluorescence signal that is obtained from the late fluorescence photons.
  • the fluorescence signal P2 has the smaller half-width and is therefore suitable for generating a high-resolution sample image.
  • the half-widths of the fluorescence signals PI, P2 are due to the fact that the fluorescence signal PI represented by the early fluorescence photons is still little influenced by the de-excitation light distribution D.
  • the de-excitation light distribution D is fully effective for the late photons, so that the half-width of the fluorescence signal P2 is reduced, increasing the resolution.
  • the zero point N of the de-excitation light distribution D is offset by a spatial offset dx with respect to the maximum M of the excitation light distribution E. Both the absolute distance and the direction of the spatial offset dx can be determined from the fluorescence signals PI, P2 shown in FIG.
  • the example according to FIG. 3 represents a particularly simple type of evaluation of the fluorescence photons.
  • An evaluation that is expanded in comparison is illustrated in the illustration according to FIG.
  • the processor 112 evaluates the fluorescence photons detected in the respective illumination target point by, for example, adapting the model function specified above according to relationship (1) to the detected temporal distribution of the fluorescence photons and determining two fit parameters aO, al from this. On the basis of the two fit parameters aO, a1, the processor 112 then generates two image points related to the same illumination target point and then, using a large number of such image points, the two sample images from which the spatial offset dx is determined.
  • FIG. 4 shows, by way of example, the course of the two fit parameters a0 and al along the axis x assuming a spatial offset dx between the maximum M of the excitation light distribution E and the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • the solid line shows the course of the fit parameter a1 and the dashed line the course of the fit parameter aO.
  • the course of a1 is similar to the fluorescence signal P2 in FIG. 3, which is represented by the late photons.
  • the fit parameter al is a measure of the amount of long-lived fluorophores and only these fluorophores can generate late fluorescence photons.
  • the profile of the fit parameter aO is similar to the fluorescence signal PI in FIG.
  • the fit parameter aO has a minimum at the point of the zero point N of the de-excitation light distribution D. This is because the fit parameter aO is a measure for the short-lived fluorophores and no short-lived fluorophores exist at the location of the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • FIG. 5 a fluorescence scanning microscope 200 is shown that shows an embodiment that is modified from FIG. 2.
  • the excitation light source 102 but also the de-excitation light source 106 are designed as a pulsed laser light source.
  • the exemplary embodiment according to FIG. 5 also has a delay unit 228 which can be controlled by the processor 112.
  • the processor 112 controls the delay unit 228 in such a way that the de-excitation light source 106 is timed to the excitation light source 102.
  • the delay unit 228 ensures that the respective light pulse of the de-excitation light source 106 at the location of the illumination target point under consideration has a predetermined delay compared to the light pulse of the excitation light source 102.
  • the excitation light source 102 outputs the trigger signal T both to the processor 112 and to the delay unit 228.
  • the delay unit 228 generates a trigger signal T ′ that is delayed with respect to the trigger signal T.
  • the delay caused by processor 112 can be set.
  • the delayed trigger signal T is used to synchronize the light pulses of the de-excitation light source 106 with those of the excitation light source 102.
  • the evaluation of the fluorescence photons detected in the exemplary embodiment according to FIG. 5 can be carried out in accordance with the method illustrated in FIGS. 3 and 4.
  • the delay T can be set so that it corresponds to the threshold value used for this classification.
  • the light pulses of the de-excitation light source 106 must be prevented from being very much shorter than the lifetime of the fluorophores.
  • the delay unit 228 in FIG. 5 can be configured, for example, in such a way that the light pulse emitted by the de-excitation light source 106 reaches the sample 104 by a time interval dt later than the light pulse that the excitation light source 102 emits.
  • This solution is illustrated in Figure 6b.
  • the fluorescence photons are emitted according to the excitation light distribution E.
  • the stimulated emission then takes place by emitting the de-excitation light pulse.
  • Part of the fluorescence is quenched, so that fluorophores preferably emit photons in the area of the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • a sample image that is generated from the early fluorescence photons provides information about the Position of the maximum M of the excitation light distribution E, while a sample image that is generated from the late fluorescence photons provides information about the position of the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • the pulse length of the de-excitation light pulse can be set in such a way that it is in the range of the mean lifetime of the excited state of the fluorophores, for example in a range from 0.1 to 6.0 ns.
  • the stimulated emission is distributed over the time range of the pulse length of the de-excitation light pulse or over the part of the de-excitation light pulse that reaches the sample 104 after the excitation light pulse.
  • a sample image can be obtained from the early photons, which is built up according to the excitation light distribution E, while a sample image can be generated from the late fluorescence photons, which is mainly built up from the area of the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • the fluorescence scanning microscope 100, 200 can also work in an operating mode in which the excitation takes place by means of a continuous wave laser light source and the de-excitation takes place by means of a pulsed laser light source.
  • the arrival time of the fluorescence photons at the detector 110 is related to the pulse times of the de-excitation light D.
  • the fluorescence photons that are detected shortly after the de-excitation pulse then contain information about the position of the zero point N of the de-excitation light distribution D.
  • the fluorescence photons that are detected shortly before or longer after the de-excitation pulse provide information about the position of the maximum M is the excitation light distribution E.
  • a block or a device corresponds to a method step or a function of a method step.
  • aspects that are described in the context of a method step also represent a description of a corresponding block or element or a property of a corresponding device.
  • Some or all of the method steps can be performed by (or using) a hardware device, such as a Processor, a microprocessor, a programmable computer or an electronic circuit can be. In some exemplary embodiments, one or more of the most important method steps can be carried out by such a device.
  • Embodiments of the invention can be implemented in hardware or software.
  • the implementation can be carried out with a non-volatile storage medium such as a digital storage medium such as a floppy disk, a DVD, a Blu-Ray, a CD, a ROM, a PROM and EPROM, an EEPROM or a FLASH memory the electronically readable control signals are stored with a programmable computer system so
  • the digital storage medium can be computer readable.
  • Some exemplary embodiments according to the invention comprise a data carrier with electronically readable control signals, which with a programmable
  • Computer system can interact so that one of the methods described herein is carried out.
  • Computer program product can be implemented with a program code, the program code for the execution of one of the methods being effective if the Computer program product runs on a computer.
  • the program code can be stored, for example, on a machine-readable carrier.
  • an exemplary embodiment of the present invention is therefore a computer program with a program code for carrying out one of the methods described herein when the computer program runs on a computer.
  • a storage medium (or a data carrier or a computer-readable medium) having a computer program stored thereon for executing any of the herein
  • the data carrier, the digital storage medium or the recorded medium are usually tangible and / or not seamless.
  • Another embodiment of the present invention is an apparatus as described herein that has a
  • the data stream or the signal sequence can be configured, for example, so that it has a
  • Data communication connection for example via the Internet, are transmitted.
  • Another embodiment comprises a processing means, for example a computer or a programmable logic device, which is configured or adapted to carry out one of the methods described herein.
  • a processing means for example a computer or a programmable logic device, which is configured or adapted to carry out one of the methods described herein.
  • Another exemplary embodiment comprises a computer on which the computer program for carrying out one of the methods described herein is installed.
  • Another embodiment according to the invention comprises an apparatus or a system that is configured to transmit (for example electronically or optically) a computer program for carrying out one of the methods described herein to a receiver.
  • the receiver can be, for example, a computer, a mobile device, a storage device, or the like.
  • the device or the system can for example comprise a file server for transmitting the computer program to the recipient.
  • a programmable logic device eg, a field programmable gate array, FPGA
  • FPGA field programmable gate array
  • a field programmable gate arrangement can cooperate with a microprocessor to perform any of the methods described herein. In general, the methods are preferably performed by any hardware device.

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Abstract

Beschrieben ist ein Fluoreszenz-Rastermikroskop, umfassend eine Anregungslichtquelle, die ausgebildet ist, eine Anregungslichtverteilung zu erzeugen, welche in einer Probe vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzphotonen anregt; eine Abregungslichtquelle, die ausgebildet ist, eine Abregungslichtverteilung zu erzeugen, welche die durch die Anregungslichtverteilung in der Probe angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzphotonen abregt; eine Beleuchtungseinheit, die ausgebildet ist, die Anregungslichtverteilung und die Abregungslichtverteilung zu einer über mehrere Beleuchtungszielpunkte der Probe rasternden Lichtverteilung derart zusammenzuführen, dass ein Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und ein Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt einander räumlich überlagert sind; einen Detektor, der ausgebildet ist, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten zu erfassen, und einen Prozessor. Der Prozessor ist ausgebildet, die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer Ankunftszeiten auszuwerten, auf Basis dieser Auswertung einen ersten Bildpunkt und einen zweiten Bildpunkt zu erzeugen, die den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt repräsentieren, die ersten Bildpunkte zu einem ersten Probenbild und die zweiten Bildpunkte zu einem zweiten Probenbild zusammenzusetzen, und an Hand der beiden Probenbilder einen räumlichen Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung zu bestimmen.

Description

Fluoreszenz-Rastermikroskop und Verfahren zur Abbildung einer Probe
Technisches Gebiet
Die Erfindung betrifft ein Fluoreszenz-Rastermikroskop sowie ein Verfahren zur Abbil dung einer Probe unter Verwendung eines Fluoreszenz-Rastermikroskops.
Hintergrund der Erfindung
Auf dem Gebiet der Fluoreszenzmikroskopie kommt zur höchstauflösenden Abbildung einer Probe häufig das sogenannte STED-Verfahren zur Anwendung, bei dem die Probe mit einer Lichtverteilung beleuchtet wird, die aus einer Überlagerung von Anregungs licht und Abregungslicht generiert wird. STED steht hierbei für„Stimulated Emission Depletion". Dabei ist das Anregungslicht darauf ausgelegt, in der Probe vorhandene Flu orophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzlicht anzuregen. Demgegenüber dient das Abregungslicht, dessen Wellenlänge verschieden von der Wellenlänge des An regungslichtes ist, der Abregung der durch das Anregungslicht angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzlicht. Zur Steigerung der Bildauf lösung wird dem Anregungslicht, das in Form eines Laserstrahls auf den jeweiligen Be leuchtungszielpunkt in der Probe fokussiert wird, das Abregungslicht mit einer speziel len Lichtverteilung überlagert. Diese Abregungslichtverteilung weist eine Intensitäts nullstelle und daran anschließend möglichst steil ansteigende Intensitätsflanken auf. Um die bestmögliche Bildauflösung zu erzielen, muss die Abregungslichtverteilung der Anregungslichtverteilung so überlagert werden, dass die Nullstelle der Abregungslicht verteilung präzise mit dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung zusam menfällt. Ist dies gewährleistet, so wird in dem Beleuchtungszielpunkt die spontane Emission von Fluoreszenzstrahlung in den Außenbereichen der Anregungslichtvertei lung unterdrückt, so dass spontan emittiertes Fluoreszenzlicht nur aus einem Bereich um die Nullstelle der Abregungslichtverteilung herum detektiert wird. Wird dieser Pro benbereich in einem rasternden Verfahren über eine Vielzahl von Beleuchtungsziel punkten der Probe bewegt, so kann durch die Detektion des durch die Abregungslicht verteilung nicht unterdrückten Fluoreszenzlichtes ein hochaufgelöstes Bild der Probe gewonnen werden.
Ist nicht sichergestellt, dass die Nullstelle der Abregungslichtverteilung mit dem Maxi mum der Anregungslichtverteilung zusammenfällt, so treten zwei Effekte auf, durch welche die Bildqualität herabgesetzt wird. Zum Ersten verursacht eine Fehljustage in der Überlagerung von Abregungslicht und Anregungslicht eine Verringerung der Bild helligkeit. Zum Zweiten betont eine solche Fehljustage unerwünschte Nebenmaxima in der Anregungslichtverteilung. Beide Effekte sind in der Figur 1 veranschaulicht, wobei dort der Einfachheit halber von einer eindimensionalen Lichtverteilung in Richtung x ausgegangen wird.
Figur la zeigt den Fall einer optimalen Überlagerung von Abregungslicht und Anre gungslicht. Dabei ist eine Anregungslichtverteilung E durch eine durchgezogene Linie und eine Abregungslichtverteilung D durch eine gestrichelte Linie dargestellt. In diesem optimalen Fall ist die mit N bezeichnete Nullstelle der Abregungslichtverteilung D dem Maximum M der Anregungslichtverteilung E in Richtung x präzise überlagert.
Figur lc zeigt die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt detektierte Fluoreszenzlicht verteilung, die aus der optimalen Überlagerung von Abregungslicht und Anregungslicht gemäß Figur la resultiert. Diese Fluoreszenzlichtverteilung zeigt ein intensitätsstarkes und scharfes Maximum, dessen geringe Halbwertsbreite die räumliche Auflösung in Richtung x bestimmt.
Demgegenüber ist in Figur lb der Fall einer Fehljustage dargestellt, bei der die Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D nicht mit dem Maximum M der Anregungslichtvertei lung E zusammenfällt. Aus dieser Fehljustage resultiert eine Fluoreszenzlichtverteilung, die in Figur ld veranschaulicht ist. Wie im Vergleich zu Figur lc zu erkennen ist, führt die unpräzise Überlagerung von Abregungslicht und Anregungslicht zu einer deutlichen Verringerung des Maximums der Fluoreszenzlichtverteilung. Zudem treten in der Fluo reszenzlichtverteilung signifikante Nebenmaxima auf, wie in Figur ld durch den Pfeil angedeutet ist. Solche Nebenmaxima treten in Richtung x an Stellen auf, an denen die Fluoreszenzanregung durch die Abregungslichtverteilung nicht in ausreichendem Maße gelöscht wird.
Aus dem Stand der Technik sind verschiedene Lösungen bekannt, die sicherstellen sol len, dass das Anregungsmaximum und die Abregungsnullstelle örtlich zusammenfallen. Ein erstes Verfahren ist in Fachkreisen unter dem Begriff„easy STED" bekannt und be schrieben in der Druckschrift EP 2 158475 A2 sowie in Reuss, M.,„Simpler STED Setups", Ruperto-Carola University of Heidelberg, 2010 (PHD Thesis). Die in diesen Druckschriften offenbarte Grundidee besteht darin, das Anregungslicht und das Abregungslicht durch eine gemeinsame Monomode-Lichtleitfaser auf die Probe zu führen. Dadurch ist sichergestellt, dass sich die beiden Lichtverteilungen in der Probe immer präzise in der gewünschten Weise überlagern. Problematisch ist jedoch, dass zwischen dem Austrittsende der Lichtleitfaser und dem Objektiv eine Phasenmaske angeordnet werden muss, die das Abregungslicht derart beeinflussen soll, dass es in dem Beleuchtungszielpunkt die gewünschte Lichtverteilung aufweist. Im Unterschied zu üblichen STED-Konfigurationen, in denen eine solche Phasenmaske allein im Strahlengang des Abregungslichtes wirkt, tritt bei diesem Verfahren aber auch das Anregungslicht durch die Phasenmaske. Um eine Beeinflussung des Anregungslichtes durch die Phasenmaske weitestgehend zu vermeiden, muss die Phasenmaske in aufwändiger Weise aus unterschiedlichen Materialien gefertigt werden. Dabei muss gewährleistet bleiben, dass die Phasenmaske bei der Wellenlänge des Abregungslichtes die gewünschte Phasenveränderung bewirkt. Somit besteht ein wesentlicher Nachteil dieses Verfahrens darin, dass die Phasenmaske speziell für eine bestimmte Kombination von Wellenlängen des Anregungs- und des Abregungslichtes optimiert sein muss. Aus diesem Grund ist der resultierende Mikroskopaufbau unflexibel bezüglich der einsetzbaren Wellenlängen und damit der verwendbaren Fluorophore. Ein weiterer Nachteil besteht darin, dass in der Regel auch das detektierte Fluoreszenzlicht die Phasenmaske passiert und dadurch abgeschwächt wird.
Ein weiteres Verfahren ist in der Druckschrift DE 10 2007 011 305 Al beschrieben. Bei diesem Verfahren wird ein Kalibrierpräparat verwendet, um die relative Lage von Anregungslichtverteilung und Abregungslichtverteilung zu vermessen. Mit Kenntnis der relativen Lage kann dann die Überlagerung mittels einer oder mehrerer Stellelemente in einem der separaten Strahlengänge für Anregungs- und Abregungslicht optimiert werden. Eine Besonderheit dieses Verfahrens besteht darin, dass das Kalibrierpräparat nicht anstelle der Probe eingelegt wird, sondern in eine Zwischenbildebene eingeschwenkt wird. Auf diese Weise ist es nicht erforderlich, die Probe zu entfernen, um die Justage zu überprüfen oder zu optimieren. Nachteilig an diesem Verfahren ist jedoch, dass das Kalibrierpräparat in eine Zwischenbildebene eingeschwenkt und das Mikroskop so umkonfiguriert werden muss, dass es im Reflexionsmodus arbeitet. Damit wird dieses Verfahren langsam.
Eine Justage eines STED-Mikroskops ist auch in der Druckschrift DE 10 2013 227 107 Al offenbart. Bei diesem Verfahren geht es allerdings vorrangig um die Ausrichtung der Phasenmaske im Strahlengang des Abregungslichtes, nicht jedoch um die Überlagerung von Anregungs- und Abregungslicht.
Alle vorgenannten Verfahren haben zudem den Nachteil, dass der Einfluss der Probe auf die relative Lage von Anregungslicht und Abregungslicht nicht berücksichtigt werden kann. So beeinflusst insbesondere die Variation des Brechungsindex innerhalb der Probe die Lage der Lichtverteilungen. Eine Lösung hierfür ist beschrieben in Gould, T. J.; Kromann, E. B.; Burke, D.; Booth, M. J. & Bewersdorf, J.„Auto-aligning stimulated mission depletion microscope using adaptive optics", Opt. Lett., 2013, 38, 1860-1862. Bei diesem Verfahren wird die optimale Überlagerung von Anregungs- und Abregungslicht anhand des hochaufgelösten Bildes selbst bestimmt. Dabei wird auf Grundlage der Bildhelligkeit und der Bildschärfe eine Maßzahl ermittelt, welche die Bildqualität bewertet. In einem Optimierungsprozess wird dann im Strahlengang des Abregungslichtes ein räumlicher Lichtmodulator, kurz SLM, so gesteuert, dass die Maßzahl maximiert wird. Nachteilig an diesem Verfahren ist, dass eine Reihe von Iterationsschritten zur Optimierung nötig sind, da die Maßzahl keine Information über die Richtung enthält, in der die Abregungslichtverteilung bewegt werden muss, um eine optimale Überlagerung zu erreichen.
Zum Stand der Technik wird ferner auf ein Verfahren verwiesen, dass in Fachkreisen als „Time-Gated STED" bekannt und beispielsweise beschrieben ist in Vicidomini, G.; Moneron, G.; Han, K. Y.; Westphal, V.; Ta, H.; Reuss, M.; Engelhardt, J.; Eggeling, C. & Hell, S.W. "Sharper low-power STED nanoscopy by time gating" Nat Methods, 2011, 8, 571-573. Dieses Verfahren arbeitet mit einer gepulsten Laserlichtquelle zur Erzeugung des Anregungslichts und einer Dauer-Laserlichtquelle, d.h. einem kontinuierlich angeregten Laser, zur Erzeugung des Abregungslichts. Dabei berücksichtigt das Verfahren, dass die erfassten Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen eine Information darüber beinhalten, ob die Photonen aus dem Bereich der Nullstelle der Abregungslichtverteilung stammen oder nicht.
Kurzdarstellung
Aufgabe der Erfindung ist es, ein Fluoreszenz-Rastermikroskop und ein Verfahren zur Abbildung einer Probe unter Verwendung eines solchen Fluoreszenz-Rastermikroskops anzugeben, die es ermöglichen, in einfacher Weise einen räumlichen Versatz zwischen dem Maximum der Anregungslichtverteilung und dem Minimum der Abregungslicht verteilung zu bestimmen.
Die Erfindung löst diese Aufgabe durch die Gegenstände der unabhängigen Ansprüche. Vorteilhafte Weiterbildungen sind in den abhängigen Ansprüchen angegeben. Es wird ein Fluoreszenz-Rastermikroskop, insbesondere ein STED-Rastermikroskop vorgeschlagen, umfassend eine Anregungslichtquelle, die ausgebildet ist, eine Anregungslichtverteilung zu erzeugen, welche in einer Probe vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzphotonen anregt, und eine Abregungslichtquelle, die ausgebildet ist, eine Abregungslichtverteilung zu erzeugen, welche die durch die Anregungslichtverteilung in der Probe angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzphotonen abregt. Das Fluoreszenz- Rastermikroskop umfasst ferner eine Beleuchtungseinheit, die ausgebildet ist, die Anregungslichtverteilung und die Abregungslichtverteilung zu einer über mehrere Beleuchtungszielpunkte der Probe rasternden Lichtverteilung derart zusammenzuführen, dass ein Intensitätsmaximum der Anregungslicht-verteilung und ein Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt einander räumlich überlagert sind. Ferner umfasst das Fluoreszenz-Rastermikroskop einen Detektor, der ausgebildet ist, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten zu erfassen. Das Fluoreszenz-Rastermikroskop umfasst zudem einen Prozessor, der ausgebildet ist, die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer Ankunftszeiten auszuwerten. Der Prozessor ist ferner ausgebildet, auf Basis dieser Auswertung einen ersten Bildpunkt und einen zweiten Bildpunkt zu erzeugen, die den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt repräsentieren. Der Prozessor ist zudem ausgebildet, die ersten Bildpunkte zu einem ersten Probenbild und die zweiten Bildpunkte zu einem zweiten Probenbild zusammenzusetzen. Schließlich ist der Prozessor ausgebildet, an Hand der beiden Probenbilder einen räumlichen Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung zu bestimmen.
Die hier vorgeschlagene Lösung sieht also die Erzeugung zweier Probenbilder vor, die sich hinsichtlich der detektierten Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen, die zur Erzeugung des jeweiligen Probenbildes herangezogen werden, voneinander unterscheiden. Damit macht sich das beanspruchte Fluoreszenz-Rastermikroskop den Umstand zu Nutze, dass die Verweildauer der Fluorophore im angeregten Zustand, die im weiteren auch als Lebenszeit der Fluorophore bezeichnet wird, davon abhängt, ob sich das jeweilige Fluorophor im Bereich der Nullstelle der Abregungslichtverteilung befindet oder nicht. So ist im Bereich der Nullstelle der Abregungslichtverteilung die Lebenszeit allein durch die Rate der spontanen Emission des Fluorophors bestimmt. Demgegenüber kommt in Bereichen, in denen die Abregungslichtverteilung ungleich Null ist, zur Rate der spontanen Emission noch die Rate der stimulierten Emission hinzu. Dadurch verkürzt sich in den vorgenannten Bereichen die Lebenszeit. Somit beinhalten die durch den Detektor erfassten Ankunftszeiten auch eine Information über die räumliche Verteilung der Fluorophore. Diese Information geht in die beiden erfindungsgemäß erzeugten Probenbilder ein, da die Probenbilder sich hinsichtlich der Ankunftszeiten der ihnen zugeordneten Fluoreszenzphotonen voneinander unterscheiden. Aus dieser Information lässt sich im Ergebnis der räumliche Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslicht im Wege eines Bildvergleichs bestimmen.
Besonders vorteilhaft ist dabei, dass es der Vergleich der beiden Probenbilder unmittelbar ermöglicht, sowohl die Richtung als auch die Distanz zu bestimmen, in welche die Abregungslichtverteilung relativ zur Anregungslichtverteilung zu bewegen ist, um den Versatz zu kompensieren und somit eine optimale Überlagerung der Lichtverteilungen zu erzielen. Richtung und Distanz des Versatzes sind algorithmisch bestimmbar, so dass nur eine geringe Zahl an Iterationen zur Beseitigung des Versatzes erforderlich sind, möglicherweise sogar nur eine einzige Iteration. Auf diese Weise können die eingangs erläuterten, aus einer fehlerhaften Justage resultierenden Nachteile wie die Verringerung der Bildhelligkeit und die Betonung unerwünschter Nebenmaxima in der Anregungslichtverteilung vermieden werden.
Besonders vorteilhaft ist auch, dass der Versatz zwischen Anregungs- und Abregungslichtverteilung an der abzubildenden Probe selbst und nicht etwa unter Verwendung eines Kalibrierpräparats bestimmt wird. Dadurch ist inhärent schon dem Einfluss Rechnung getragen, den die Probe selbst etwa infolge ihres variierenden Brechungsindex auf die relative Lage von Anregungs- und Abregungslichtverteilung hat.
Da die beiden Probenbilder, die der Bestimmung des räumlichen Versatzes zugrundegelegt werden, die unterschiedlichen Ankunftszeiten der jeweils erfassten Fluoreszenzphotonen repräsentieren und die jeweilige Ankunftszeit wiederum vom Ort des das zugehörige Fluoreszenzphoton emittierenden Fluorophors abhängt, haben die beiden Probenbilder unterschiedliche Auflösungen. Insbesondere weist dasjenige Probenbild, das frühe Fluoreszenzphotonen, d.h. Photonen mit vergleichsweise kurzer Ankunftszeit, repräsentiert, eine geringere Auflösung auf als das Probenbild, das späte Fluoreszenzphotonen repräsentiert, d.h. Photonen mit vergleichsweise langer Ankunftszeit.
Der räumliche Versatz zwischen Anregungs- und Abregungslichtverteilung kann insbesondere anhand zweidimensionaler Probenbilder bestimmt werden. Es ist jedoch ebenso möglich, den Versatz in allen drei Raumrichtungen zu erfassen. In diesem Fall wird anstelle eines zweidimensionalen Probenbildes ein dreidimensionaler Bilderstapel aufgenommen. In allen Fällen enthält das Probenbild bzw. der Bilderstapel, der die frühen Fluoreszenzphotonen repräsentiert, eine Information über den Ort des Maximums der Anregungslichtverteilung, während das Probenbild bzw. der Bilderstapel, der die späten Fluoreszenzphotonen repräsentiert, eine Information über den Ort der Nullstelle der Abregungslichtverteilung beinhaltet. Der Versatz kann in der Weise bestimmt werden, dass die beiden Probenbilder bzw. Bilderstapel beispielsweise über eine Kreuzkorrelation in Beziehung zueinander gebracht werden.
Somit ist in einer bevorzugten Ausführungsform der Prozessor ausgebildet, anhand der beiden Probenbilder den räumlichen Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung zu bestimmen, indem die beiden Probenbilder über eine Kreuzkorrelation in Beziehung zueinander gebracht werden, beispielsweise durch Bestimmung der Kreuzkorrelation zwischen den beiden Probenbildern oder auch nur zwischen einander entsprechenden Teilbereichen der beiden Probenbilder, wie beispielsweise zwischen einzelnen oder mehreren Zeilen und/oder Spalten und/oder Auschnitten der Probenbilder. Die Anwendung einer solchen Kreuzkorrelation ist besonders gut geeignet, allein anhand der beiden Probenbilder den räumlichen Versatz zu bestimmen, ohne dass es hierzu aufwändigerer und/oder weniger exakter, aus dem Stand der Technik bekannter Verfahren bedarf. Letztere umfassen beispielsweise die Verwendung eines Kalibrierpräparats oder das Anfitten an ein einzelnes fluoreszierendes Punktobjekt. Es sei in diesem Zusammenhang allerdings betont, dass zur Bestimmung des räumlichen Versatzes zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung im Rahmen der Erfindung neben anderen Methoden beispielsweise auch eine Positionsbestimmung von ein oder mehreren in beiden Probenbildern sichtbaren einzelnen fluoreszierenden Punktobjekten, insbesondere mittels eines Anfittens, alternativ oder auch zusätzlich zur Anwendung einer Kreuzkorrelation denkbar ist.
Die hier vorgeschlagene Lösung hat auch den Vorteil, dass zur Bestimmung des räumlichen Versatzes zwischen Anregungs- und Abregungslichtverteilung die Konfiguration des Fluoreszenz-Rastermikroskops nicht geändert werden muss, da die hierfür benötigten Messdaten gleichsam als Nebenprodukt der eigentlichen hochaufgelösten Bildaufnahme generiert werden.
Vorzugsweise ist der Detektor ausgebildet, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen durch zeitkorrelierte Einzelphotonenzählung in Abhängighkeit ihrer Ankunftszeiten zu erfassen. Die Anwendung einer solchen zeitkorrelierten Einzelphotonenzählung ermöglicht eine besonders präzise Erfassung der Ankunftszeiten. Der Detektor kann jedoch die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen auch in anderer Weise detektieren, beispielswiese indem er die Lichtstärke, d.h. die einfallenden Fluoreszenzphotonen in mindestens zwei einzelnen aufeinanderfolgenden Zeitintervallen aufsummiert, wobei diese mindestens zwei Intervalle nach einer Startzeit, auf welche die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen bezogen sind, im Bereich der Fluoreszenzlebensdauer liegen. Die auf das eine Zeitintervall bezogenen Fluoreszenzphotonen sind dann dem einen Probenbild und die auf das andere Zeitintervall bezogene Fluoreszenzphotonen dem anderen Probenbild zugeordnet.
Vorzugsweise umfasst das Fluoreszenz-Rastermikroskop ein Einstellelement, das durch den Prozessor steuerbar ist, die Anregungslichtverteilung und/oder die Abregungslichtverteilung zur Kompensation des räumlichen Versatzes zu beeinflussen. Durch die Verwendung eines solchen Einstellelementes ist es möglich, während der eigentlichen Bildaufnahme automatisch eine präzise Überlagerung von Anregungs- und Abregungslichtverteilung zu erzielen, wodurch eine hohe Abbildungsqualität sichergestellt ist.
Vorzugsweise ist das Einstellelement durch den Prozessor steuerbar, die Anregungslichtverteilung und/oder die Abregungslichtverteilung zur Kompensation des räumlichen Versatzes für verschiedene Regionen eines Bildfeldes individuell zu beeinflussen. Auf diese Weise ist es möglich, die Optimierung der Überlagerung der Lichtverteilungen adaptiv vorzunehmen, sofern gewährleistet ist, dass das Verstellelement mit ausreichend hoher Geschwindigkeit arbeitet.
In einer bevorzugten Ausführungsform ist das Einstellelement ein im Strahlengang der Abregungslichtverteilung oder im Strahlengang der Anregungslichtverteilung verstellbar angeordnetes Lichtablenkelement. Ein solches Lichtablenkelement kann beispielsweise in Form eines schnellen Kippspiegels ausgeführt sein. Um bei einer dreidimensionalen Korrektur der Überlagerung der Lichtverteilungen auch die axiale Richtung verstellen zu können, ist eine als Einstellelement verstellbare Linse oder eine verstellbares Linsensystem vorstellbar, das dafür sorgt, dass eine der beiden Lichtverteilungen in axialer Richtung gegenüber der anderen Lichtverteilung verstellbar ist. Ebenfalls ist die die Verwendung eines räumlichen Lichtmodulators (SLM: Spatial Light Modulator) denkbar, der diese Aufgabe übernimmt. Hiermit kann in gewissen Grenzen die laterale Ablenkung und gleichzeitig die axiale Position einer Lichtverteilung beeinflusst werden. Zudem kann auch noch die Phaseninformation, die zur Erzeugung der räumlich speziellen Abregungslichverteilung nötig ist, mit diesem Element erzeugt werden.
In einer besonders bevorzugten Ausgestaltung ist mindestens eine der beiden Lichtquellen eine gepulste oder modulierte Laserlichtquelle, wobei der Detektor ausgebildet ist, die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen in Bezug auf eine Startzeit zu erfassen, die durch einen Lichtpuls oder eine Lichtmodulation der Laserlichtquelle festgelegt ist. Dabei hat die Verwendung einer gepulsten Laserlichtquelle gegenüber einer modulierten Quelle gewisse Vorteile, da die hier betrachteten Lebenszeiten der Fluorophore in der Regel so kurz sind, dass eine sehr schnelle Lichtmodulation erforderlich ist.
Vorzugsweise wertet der Prozesser die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen aus, indem er die Ankunftszeiten mit einem vorbestimmten Schwellwert vergleicht und diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten kleiner oder gleich dem vorbestimmten Schwellwert sind, dem ersten Bildpunkt zuordnet und diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten größer als der vorbestimmte Schwellwert sind, dem zweiten Bildpunkt zuordnet. In dieser Ausführungsform werden die Fluoreszenzphotonen an Hand eines einzigen Schwellwertes gleichsam in frühe und späte Photonen klassifiziert. Dabei wird auf Basis der frühen Fluoreszenzphotonen das Probenbild mit der geringeren Auflösung und auf Basis der späten Fluoreszenzphotonen das hierzu räumlich versetzte Probenbild mit der höheren Auflösung erzeugt. Grund für die unterschiedlichen Auflösungen ist, dass die Wirkung der Abregungslicht-verteilung mit der Dosis, mit der die Fluorophore beaufschlagt werden, zunimmt. Mit anderen Worten ist die Wirkung der Abregungslichtverteilung auf die Fluorophore umso größer, je länger die Probe mit der Abregungslichtverteilung beleuchtet wird. Somit entsprechen die frühen Fluoreszenzphotonen eher einem Fluoreszenzsignal, das man ohne Verwendung des Abregungslichtes erhalten würde, während die späten Fluoreszenzphotonen ein Fluoreszenzsignal repräsentieren, das dem in einem herkömmlichen STED-Verfahren erfassten Signal entspricht. Dementsprechend liefern die frühen Fluoreszenzphotonen hauptsächlich eine Information über die Anregungslichtverteilung, insbesondere deren Maximum, während die späten Fluoreszenzphotonen vor allem die Abregungslichtverteilung, insbesondere deren Nullstelle widerspiegeln.
Die vorstehend erläuterte Ausführungsform, bei der die Fluoreszenzphotonen an Hand eines einzigen Schwellwertes in frühe und späte Fluoreszenzphotonen klassifiziert werden, stellt ein besonders einfaches Verfahren zur Bestimmung des räumlichen Versatzes der Lichtverteilungen dar.
Die Auswertung lässt sich jedoch dahingehend erweitern, dass die Fluoreszenzphotonen nicht nur in zwei Klassen, nämlich in eine frühe Klasse und eine späte Klasse gemäß ihrer Ankunftszeiten am Detektor eingruppiert werden, sondern die tatsächlichen Ankunftszeiten aller Fluoreszenzphotonen individuell berücksichtigt werden. Dazu kann der Prozessor beispielsweise die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen auswerten, indem er eine Modellfunktion, die einen ersten Fitparameter und einen zweiten Fitparameter enthält, an eine durch die erfassten Ankunftszeiten gegebene zeitliche Verteilung der Fluoreszenzphotonen anpasst und dadurch den ersten Fitparameter und den zweiten Fitparameter ermittelt. Der Prozessor erzeugt dann den ersten Bildpunkt auf Basis des ersten Fitparameters und den zweiten Bildpunkt auf Basis des zweiten Fitparameters. Auf diese Weise wird für jeden Bildpunkt eine Modellfunktion an die zeitliche Verteilung der detektierten Fluoreszenzphotonen angepasst.
Die Modellfunktion ist beispielsweise durch folgende Beziehung (1) gegeben: (1) m(t) = aO * exp(-t/t0) + al * exp(-t/tl)
Darin bezeichnet t die Ankunftszeit des jeweiligen Fluoreszenzphotons, tO eine mittlere Lebenszeit der Fluorophore bei Abwesenheit der Abregungslichtverteilung, tl eine mittlere Lebenszeit der Fluorophore bei Anwesenheit der Abregungslichtverteilung, aO den ersten Fitparameter und al den zweiten Fitparameter.
Die Fitparameter aO und al werden separat für jeden Beleuchtungszielpunkt bestimmt. Durch die Berücksichtigung der tatsächlichen Ankunftszeiten wird mehr Information genutzt als wenn die Ankunftszeiten lediglich in zwei Klassen eingruppiert werden. Dementsprechend kann der räumliche Versatz auch präziser bestimmt werden.
Vorzugsweise ist die Anregungslichtquelle die gepulste oder modulierte Laserlichtquelle, welche die Startzeit festlegt. Dies hat den Vorteil, dass auch in herkömmlichen STED-Verfahren mit gepulsten Anregungslichtquellen gearbeitet wird. Insoweit müssen deshalb keine Änderungen an schon vorhandenen STED- Konfigurationen vorgenommen werden.
Die Abregungslichtquelle kann als Dauerstrich-Laserlichtquelle oder aber auch als gepulste oder modulierte Laserlichtquelle ausgeführt sein. Die Ausführung als Dauerstrich-Laserlichtquelle hat jedoch den Vorteil, dass eine solche Quelle deutlich günstiger ist als eine gepulste Quelle, insbesondere wenn Letztere wie in üblichen STED- Applikationen mit hohen Laserleistungen arbeiten soll.
Besonders bevorzugt sind Ausführungsformen, die eine Kombination von gepulster Anregung und Dauerstrich-Abregung oder eine Kombination von gepulster Anregung und gepulster Abregung vorsehen. Es ist jedoch ebenso möglich, eine Kombination von Dauerstrich-Anregung und gepulster Abregung vorzusehen. Vorzugsweise umfasst das Fluoreszenz-Rastermikroskop eine Verzögerungseinheit, die durch den Prozessor steuerbar ist, die Abregungslichtquelle derart mit der Anregungslichtquelle zeitlich abzustimmen, dass der Lichtpuls oder die Lichtmodulation der Abregungslichtquelle am Ort des jeweiligen Beleuchtungszielpunktes eine vorbestimmte Verzögerung gegenüber dem Lichtpuls oder der Lichtmodulation der Anregungslichtquelle aufweist. Eine solche Ausführungsform kommt insbesondere dann vorteilhaft in Betracht, wenn sowohl die Anregungslichtquelle als auch die Abregungslichtquelle als gepulste oder modulierte Laserlichtquelle ausgeführt sind.
Werden die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen am Detektor an Hand des weiter oben erwähnten Schwellwertes in zwei Klassen eingeteilt, so entspricht in der vorstehend erläuterten Ausführungsform dieser Schwellwert der Verzögerung, die der Lichtpuls oder die Lichtmodulation der Abregungslichtquelle am Ort des jeweiligen Beleuchtungszielpunktes gegenüber dem Lichtpuls oder der Lichtmodulation der Anregungslichtquelle aufweist.
Insbesondere wenn sowohl die Anregungslichtquelle als auch die Abregungslichtquelle als gepulste Laserlichtquelle ausgeführt sind, ist die Pulslänge der Abregungslichtquelle vorzugsweise größer als die Pulslänge der Anregungslichtquelle. Alternativ oder zusätzlich kann die Pulslänge der Abregungslichtquelle im Bereich der mittleren Lebensdauer des angeregten Zustands der Fluorophore liegt, insbesondere in einem Bereich von 0,1 bis 6,0 ns.
In einer weiteren Ausführungsform kann der Prozessor ausgebildet sein, an Hand der beiden Probenbilder zusätzlich zu dem räumlichen Versatz eine weitere Fehlanpassung der Abregungslichtverteilung zu bestimmen. In dieser Ausführungsform wird der räumliche Versatz zwischen dem Maximum der Anregungslichtverteilung und der Nullstelle der Abregungslichtverteilung als Spezialfall einer allgemeinen Fehljustage der Abregungslichtverteilung angesehen, die neben dem vorgenannten Versatz weitere Fehlanpassungen berücksichtigt. Ein Beispiel hierfür ist etwa eine Fehlanpassung, die durch eine sphärische Aberration verursacht wird. Letztere kann z.B. dadurch verringert werden, dass die Helligkeiten der beiden Probenbilder mit niedriger bzw. hoher Auflösung miteinander verglichen werden und anhand dieses Vergleichs beispielsweise ein räumlicher Lichtmodulator (oder Spatial Light Modulator, kurz SLM) im Strahlengang des Abregungslichtes oder auch ein Stellglied im Mikroskopobjektiv zur Minimierung der sphärischen Aberration entsprechend angesteuert wird.
Dies ist insbesondere dann von praktischer Relevanz, wenn eine solche sphärische Aberration die Abregungslichtverteilung nachteilig beeinflusst. So hat vor allem die Güte der Nullstelle der Abregungslichtverteilung einen erheblichen Einfluss auf die Abbildungsqualität. Das STED-Verfahren ist nämlich infolge seiner Nichtlinearität darauf angewiesen, dass die Intensität der Abregungslichtverteilung in deren Minimum tatsächlich Null ist und mit Abstand von diesem Minimum steil ansteigt.
Somit wirkt sich eine sphärische Aberration im Abregungsstrahlengang deutlich nachteiliger aus als im Anregungsstrahlengang. Dennoch ist es möglich, das Probenbild, das durch den Anregungsstrahl allein erzeugt wird, als Referenz zu nutzen, z.B. als Referenz für die Bildhelligkeit. Dabei ist es durch den Helligkeitsvergleich der beiden Probenbilder nicht erforderlich, ein aufwändig zu bestimmendes Gütemaß heranzuziehen, an Hand dessen erst beurteilt werden muss, wie gut die Korrektion der sphärischen Aberration gelungen ist. Durch die Berücksichtigung zweier Probenbilder ist der Korrektion gleichsam eine Referenz inhärent, was beispielsweise nicht der Fall ist, wenn die Güte der Korrektion an Hand eines einzigen Bildes zu beurteilen ist.
Aus dem vorstehend Erläuterten ergibt sich unmittelbar, dass das Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung vorzugsweise eine Intensitätsnullstelle ist.
In einem weiteren Aspekt sieht die Erfindung ein Verfahren zur Abbildung einer Probe unter Verwendung eines Fluoreszenz-Rastermikroskops vor. Das Verfahren umfasst folgende Schritte: Erzeugen einer Anregungslichtverteilung, welche in der Probe vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzphotonen anregt; Erzeugen einer Abregungslichtverteilung, welche die durch die Anregungslichtverteilung in der Probe angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzphotonen abregt; Zusammenführen der Anregungslichtverteilung und der Abregungslichtverteilung zu einer über mehrere Beleuchtungszielpunkte der Probe rasternden Lichtverteilung derart, dass ein Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und ein Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt einander räumlich überlagert sind; Erfassen der aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten durch zeitkorrelierte Einzelphotonenzählung; Auswerten der in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer Ankunftszeiten; Erzeugen eines ersten Bildpunktes und eines zweiten Bildpunktes, die den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt repräsentieren, auf Basis dieser Auswertung; Zusammenfassen der ersten Bildpunkte zu einem ersten Probenbild und der zweiten Bildpunkte zu einem zweiten Probenbild; und Bestimmen eines räumlichen Versatzes zwischen dem Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung und dem Intensitätsminimum der Abregungslicht-verteilung an Hand der beiden Probenbilder.
Kurzbeschreibung der Figuren
Die Erfindung wird im Folgenden anhand von Ausführungsbeispielen unter Bezug nahme auf die Figuren erläutert. Darin zeigen:
Fig. 1 Diagramme zur Veranschaulichung, wie die räumliche Überlagerung einer
Abregungslichtverteilung und einer Anregungslichtverteilung die Erfassung eines Fluoreszenzsignals beeinflusst;
Fig. 2 eine schematische Darstellung eines Fluoreszenz-Rastermikroskops gemäß einem Ausführungsbeispiel; Fig. 3 ein Diagramm, das die räumliche Verteilung von Fluoreszenzsignalen zeigt, die gemäß einem Ausführungsbeispiel frühe Fluoreszenzphotonen und späte Fluoreszenzphotonen repräsentieren;
Fig. 4 ein Diagramm, das die räumliche Verteilung von Fitparametern zeigt, die gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel zur Auswertung genutzt werden;
Fig. 5 ein Fluoreszenz-Rastermikroskop gemäß einem weiteren
Ausführungsbeispiel; und
Fig. 6 Diagramme mit Beispielen zur Erläuterung, wie gepulstes Anregungslicht und gepulstes Abregungslicht zeitlich aufeinander abzustimmen sind.
Detaillierte Beschreibung
Figur 2 zeigt eine schematische Darstellung eines Fluoreszenz-Rastermikroskops 100 gemäß Ausführungsbeispiel. Im Folgenden sollen zunächst der grundlegende Aufbau und die grundlegende Funktionsweise des Fluoreszenz-Rastermikroskops 100 kurz umrissen werden, bevor anschließend eine konkrete Realisierung gemäß dem gezeigten Ausführungsbeispiel näher erläutert wird.
Das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 umfasst eine Anregungslichtquelle 102, die ausgebildet ist, eine Anregungslichtverteilung E der in Figur 1 gezeigter Art zu erzeugen, die in einer Probe 104 vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzlicht anregt. Die Wellenlänge der von der Anregungslichtquelle 102 erzeugten Anregungslichtverteilung E ist somit auf die in der konkreten Anwendung verwendeten Fluorophore ausgelegt. Das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 umfasst ferner eine Abregungslichtquelle 106, die ausgebildet ist, eine Abregungslichtverteilung D der in Figur 1 gezeigtne Art zu erzeugen, welche die durch die Anregungslichtverteilung in der Probe 104 angeregten Fluorophore durch stimulierte Emission von Fluoreszenzlicht abregt. Auch die Wellenlänge der von der Abregungslichtquelle 106 generierten Abregungslichtverteilung D ist auf die in der konkreten Applikation verwendeten Fluorophore abgestimmt. Insbesondere ist die Wellenlänge der Abregungslichtverteilung D so zu wählen, dass die in der Probe 104 vorhandenen Fluorophore bei Bestrahlung mit der Abregungslichtverteilung D durch stimulierte Emission zuverlässig veranlasst werden, aus ihrem angeregten Zustand in den Grundzustand zurückzukehren. Zu diesem Zweck weist die Abregungslicht-verteilung D vorzugsweise eine Wellenlänge auf, die ungefähr gleich der Wellenlänge des Fluoreszenzlichts ist, das die Fluorophore beim Übergang aus dem angeregten Zustand in den Grundzustand emittieren.
Das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 weist ferner eine in Figur 2 allgemein mit 108 bezeichnete Beleuchtungseinheit auf. Letztere ist so ausgebildet, dass sie die Anregungslichtverteilung E und die Abregungslichtverteilung D zu einer überlagerten Lichtverteilung zusammenführt und mit der so generierten Lichtverteilung eine Vielzahl von Beleuchtungszielpunkten der Probe 104 abrastert. Die Zusammenführung erfolgt derart, dass in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt ein Intensitätsmaximum M der Anregungslichtverteilung E und ein Intensitätsminimum N der Abregungslichtverteilung D einander räumlich überlagert sind. Angestrebt wird dabei eine räumliche Überlagerung, wie sie beispielhaft in der eingangs erläuterten Figur la dargestellt ist. Da jedoch eine gewisse Fehljustage in der Regel nicht vermeidbar ist, tritt häufig ein nicht vernachlässigbarer räumlicher Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum M der Anregungslichtverteilung E und dem Intensitätsminimum N der Abregungslichtverteilung D auf, wie er beispielhaft in Figur lb dargestellt ist. Das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 weist ferner einen Detektor 110 auf, der die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen erfasst. Der Detektor 110 ist darauf ausgelegt, zeitlich schnell variierende Lichtintensitäten zu messen. Somit ist er imstande, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen im Wege einer zeitkorrelierten Einzelphotonenzählung zu detektieren.
Schließlich enthält das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 einen Prozessor 112, der es ermöglicht, den räumlichen Versatz zwischen der Anregungslichtverteilung E und der Abregungslichtverteilung D zu bestimmen. Hierzu wertet der Prozessor 112 die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer durch den Detektor 110 bestimmen Ankunftszeiten aus. Auf Basis dieser Auswertung erzeugt der Prozessor 112 dann einen ersten Bildpunkt und einen zweiten Bildpunkt, die beide denselben Beleuchtungszielpunkt repräsentieren. In gleicher Weise geht der Prozessor 112 für sämtliche Beleuchtungszielpunkte vor, die mit der aus der Anregungslichtverteilung E und der Abregungslichtverteilung D zusammengesetzten Lichtverteilung abgerastert werden. Somit generiert der Prozessor 112 eine Vielzahl von ersten Bildpunkten, die er zu einem ersten Probenbild zusammensetzt, und eine Vielzahl von zweiten Bildpunkten, die er zu einem zweiten Probenbild zusammensetzt. Auf diese Weise werden zwei Probenbilder generiert, an Hand derer der Prozessor 112 dann den räumlichen Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum M der Anregungslichtverteilung E und dem Intensitätsminimum N der Abregungslichtverteilung D bestimmt.
Der in Figur 2 konkret gezeigte Aufbau stellt lediglich eine beispielhafte Ausführungsform zur Umsetzung des vorstehend erläuterten Funktionsprinzips dar und soll insbesondere das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100 nicht auf diese spezielle Ausführungsform beschränken. In der Ausführungsform nach Figur 2 ist beispielsweise die Anregungslichtquelle 102 als gepulste Laserlichtquelle ausgeführt, während die Abregungslichtquelle 106 eine Dauerstrich-Laserlichtquelle ist. Die beiden Lichtquellen 102, 106 führen ihr Licht jeweils der Beleuchtungseinheit 108 zu, der in dem Ausführungsbeispiel nach Figur 2 sämtliche Mikroskopkomponenten mit Ausnahme der beiden Lichtquellen 102, 106, des Detektors 110 und des Prozessors 112 zuzuordnen sind.
Im Speziellen emittiert die Anregungslichtquelle 102 Anregungslicht LI, das über einen feststehenden Spiegel 114 auf einen ersten wellenlängenselektiven Strahlteiler 116 reflektiert wird. Der erste wellenlängenselektive Strahlteiler 116 reflektiert das Anregungslicht LI auf einen zweiten wellenlängenselektiven Strahlteiler 118, der das Anregungslicht LI in Richtung einer Rastervorrichtung 120 transmittiert. Demgegenüber emittiert die Abregungslichtquelle 106 Abregungslicht L2 auf eine Phasenmaske 122, die das Abregungslicht L2 derart beeinflusst, dass die in der Probe 104 aus dem Anregungslicht L2 erzeugte Abregungslichtverteilung D die gewünschte Nullstelle N aufweist. Nach Durchtritt durch die Phasenmaske 122 wird das Abregungslicht L2 an einem durch den Prozessor 112 ansteuerbaren Einstellelement 124, beispielsweise einem beweglichen Kippspiegel auf den zweiten wellenlängenselektiven Strahlteiler 118 reflektiert. Alternativ kann z.B. auch ein SLM als Einstellelement 124 verwendet werden. Außerdem können die Phasenmaske 112 und das Einstellelement 124 auch durch ein- und dasselbe Element, z.B. einen SLM, gebildet sein. Der wellenlängenselektive Strahlteiler 118 reflektiert das Abregungslicht L2 in Richtung der Rastervorrichtung 120, die ebenfalls durch den Prozessor 112 gesteuert wird.
Durch den zweiten wellenlängenselektiven Strahlteiler 118 werden also das Anregungslicht LI und das Abregungslicht L2 einander überlagert und der Rastervorrichtung 120 zugeführt. Ausgehend von dieser wird die überlagerte Lichtverteilung durch ein Objektiv 126 auf den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt fokussiert, wodurch in diesem Beleuchtungszielpunkt die Lichtverteilung in der gewünschten Form generiert wird, welche die räumliche Überlagerung des Intensitätsmaximums M der Anregungslichtverteilung E und des Intensitätsminimums N der Abregungslichtverteilung D vorsieht. Die Rastervorrichtung 120 sorgt dabei dafür, dass diese überlagerte Lichtverteilung über die Probe 104 bewegt wird, so dass eine Vielzahl von Beleuchtungszielpunkten der Probe 104 mit dieser Lichtverteilung abgerastert werden.
Die mit der überlagerten Lichtverteilung beleuchtete Probe 104 emittiert Fluoreszenzlicht L3, welches über das Objektiv 126 auf die Rastervorrichtung 120 zurückgeführt wird. In dem Ausführungsbeispiel nach Figur 2 ist somit eine sogenannte Descanned-Detektion des Fluoreszenzlichtes L3 vorgesehen. Anschließend passiert das Fluoreszenzlicht L3 nacheinander die beiden wellenlängenselektiven Strahlteiler 118, 116 und fällt auf den Detektor 110, der das Fluorszenzlicht L3 detektiert und ein entsprechendes Ausgangssignal S an den Prozessor 112 ausgibt.
Wie schon erläutert, detektiert der Detektor 110 die das Fluorszenzlicht L3 repräsentierenden Fluoreszenzphotonen im Wege der zeitkorrelierten Einzelphotonenzählung. Dabei erfasst der Detektor 110 die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen in Bezug auf eine Startzeit, die in dem Ausführungsbeispiel nach Figur 2 durch einen Lichtpuls festgelegt ist, den die als gepulste Laserlichtquelle ausgeführte Anregungslichtquelle 102 emittiert. Hierzu gibt die Anregungslichtquelle 102 ein elektrisches Triggersignal T an den Prozessor 112 aus, aus dem die Zeitpunkte der einzelnen Laserpulse und damit die vorgenannten Startzeiten bestimmt werden können.
Auf Basis der von dem Prozessor 112 ausgewerteten Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen steuert der Prozessor 112 das Einstellelement 124, um die Abregungslichtverteilung D so zu beeinflussen, dass der räumliche Versatz zwischen dem Intensitätsmaximum M der Anregungslichtverteilung E und dem Intensitätsminimum N der Abregungslichtverteilung D kompensiert wird. In dem Ausführungsbeispiel nach Figur 2 befindet sich das Einstellelement 124 im Strahlengang des Abregungslichtes L2. Es ist jedoch ebenso denkbar, ein entsprechendes Einstellelement im Strahlengang des Anregungslichtes E anzuordnen. Das im Ausführungsbeispiel nach Figur 2 als Kippspiegel ausgebildete Einstellelement 124 bietet, sofern es sich schnell genug von dem Prozessor 112 ansteuern lässt, auch die Möglichkeit, die Abregungslichtverteilung D für verschiedene Regionen eines aufgenommenen Bildfeldes in einem adaptiven Prozess individuell zu beeinflussen.
Wie weiter oben erläutert, generiert der Prozessor 112 auf Basis der Auswertung der Fluoreszenzphotonen zwei Probenbilder, an Hand derer sich der räumliche Versatz zwischen Anregungs- und Abregungslichtverteilung bestimmen lässt. In dem Ausführungsbeispiel nach Figur 2 wertet der Prozessor 112 hierzu die in jedem Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen aus, indem er die Ankunftszeiten mit einem vorbestimmten Schwellwert vergleicht. Diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten kleiner oder gleich dem vorbestimmten Schwellwert sind, ordnet der Prozessor 112 einem dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt entsprechenden ersten Bildpunkt zu. Demgegenüber ordnet der Prozessor 112 diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten größer als der vorbestimmte Schwellwert sind, einem demselben Beleuchtungszielpunkt entsprechenden zweiten Bildpunkt zu. Auf diese Weise erzeugt der Prozessor 112 die beiden Probenbilder, von denen eines frühen Fluoreszenzphotonen und das andere späten Fluoreszenzphotonen zugeordnet ist. Diese Art der Auswertung ist für den eindimensionalen Fall beispielhaft in Figur 3 veranschaulicht.
In Figur 3 zeigt die gestrichelte Linie PI den Verlauf des aus den frühen Fluoreszenzphotonen generierten Fluoreszenzsignals eines Punktobjekts längs der Richtung x. Demgegenüber zeigt die durchgezogene Linie P2 das zugehörige Fluoreszenzsignal, das aus den späten Fluoreszenzphotonen gewonnen wird. Das Fluoreszenzsignal P2 weist die geringere Halbwertsbreite auf und ist deshalb zur Erzeugung eines hochaufgelösten Probenbildes geeignet. Die Halbwertsbreiten der Fluoreszenzsignale PI, P2 sind darin begründet, dass das durch die frühen Fluoreszenzphotonen repräsentierte Fluoreszenzsignal PI noch wenig von der Abregungslichtverteilung D beeinflusst wird. Demgegenüber ist die Abregungslichtverteilung D für die späten Photonen voll wirksam, so dass die Halbwertsbreite des Fluoreszenzsignals P2 auflösungssteigernd verringert ist.
In dem Beispiel nach Figur 3 ist die Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D um einen räumlichen Versatz dx gegenüber dem Maximum M der Anregungslichtverteilung E versetzt. Aus den in Figur 3 gezeigten Fluoreszenzsignalen PI, P2 lassen sich sowohl die absolute Distanz als auch die Richtung des räumlichen Versatzes dx bestimmen.
Hinsichtlich der Darstellung nach Figur 3 ist darauf hinzuweisen, dass die dort gezeigten Fluoreszenzsignale PI, P2 normiert sind. Durch diese Normierung ist der Intensitätsabfall, der durch den räumlichen Versatz dx bedingt und eingangs unter Bezugnahme auf Figur ld erläutert wurde, herausgerechnet.
Das Beispiel nach Figur 3 stellt eine besonders einfache Art der Auswertung der Fluoreszenzphotonen dar. Eine demgegenüber erweiterte Auswertung ist in der Darstellung nach Figur 4 veranschaulicht. In diesem Beispiel wertet der Prozessor 112 die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen aus, indem er beispielsweise die weiter oben angegebene Modellfunktion gemäß Beziehung (1) an die detektierte zeitliche Verteilung der Fluoreszenzphotonen anpasst und daraus zwei Fitparameter aO, al bestimmt. Auf Basis der beiden Fitparameter aO, al generiert der Prozessor 112 dann zwei auf denselben Beleuchtungszielpunkt bezogene Bildpunkte und anschließend an Hand einer Vielzahl solcher Bildpunkte die beiden Probenbilder, aus denen der räumliche Versatz dx bestimmt wird.
Figur 4 zeigt beispielhaft den Verlauf der beiden Fitparameter aO und al längs der Achse x bei Annahme eines räumlichen Versatzes dx zwischen dem Maximum M der Anregungslichtverteilung E und der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D. Dabei zeigt die durchgezogene Linie den Verlauf des Fitparameters al und die gestrichelte Linie den Verlauf des Fitparameters aO. Der Verlauf von al ähnelt dem Fluoreszenzsignal P2 in Figur 3, das durch die späten Photonen repräsentiert ist. Dies liegt daran, dass der Fitparameter al ein Maß für die Menge an langlebigen Fluorophoren ist und nur diese Fluorophore späte Fluoreszenzphotonen erzeugen können. Demgegenüber ähnelt der Verlauf des Fitparameters aO dem Fluoreszenzsignal PI in Figur 3, das durch die frühen Photonen repräsentiert ist. Jedoch weist der Fitparameter aO im Unterschied dazu an der Stelle der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D ein Minimum auf. Dies liegt daran, dass der Fitparameter aO ein Maß für die kurzlebigen Fluorophoren ist und am Ort der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D keine kurzlebigen Fluorophore existieren.
In Figur 5 ist ein Fluoreszenz-Rastermikroskop 200 gezeigt, dass eine gegenüber Figur 2 abgewandelte Ausführungsform dargestellt. In dieser abgewandelten Ausführungsform ist nicht nur die Anregungslichtquelle 102, sondern auch die Abregungslichtquelle 106 als gepulste Laserlichtquelle ausgeführt.
Das Ausführungsbeispiel nach Figur 5 verfügt zusätzlich über eine Verzögerungseinheit 228, die durch den Prozessor 112 steuerbar ist. Dabei steuert der Prozessor 112 die Verzögerungseinheit 228 so an, dass die Abregungslichtquelle 106 zeitlich auf die Anregungslichtquelle 102 abgestimmt ist. Insbesondere sorgt die Verzögerungseinheit 228 dafür, dass der jeweilige Lichtpuls der Abregungslichtquelle 106 am Ort des betrachteten Beleuchtungszielpunktes eine vorbestimmte Verzögerung gegenüber dem Lichtpuls der Anregungslichtquelle 102 aufweist.
Um die gewünschte zeitliche Abstimmung zu erzielen, gibt die Anregungslichtquelle 102 das Triggersignal T sowohl an den Prozessor 112 als auch an die Verzögerungseinheit 228 aus. Die Verzögerungseinheit 228 generiert ein gegenüber dem Triggersignal T verzögertes Triggersignal T'. Dabei kann die Verzögerung durch den Prozessor 112 eingestellt werden. Das verzögerte Triggersignal T wird genutzt, um die Lichtpulse der Abregungslichtquelle 106 mit denen der Anregungslichtquelle 102 zu synchronisieren.
Die Auswertung der in dem Ausführungsbeispiel nach Figur 5 detektierten Fluoreszenzphotonen kann entsprechend dem in den Figuren 3 und 4 veranschaulichten Verfahren vorgenommen werden. Im Falle der einfacheren Auswertung, bei der die Fluoreszenzphotonen lediglich in frühe und späte Photonen klassifiziert werden, kann die Verzögerung T so eingestellt werden, dass sie dem für diese Klassifizierung angewandten Schwellwert entspricht.
Was die zeitliche Abstimmung der Lichtquellen 102, 106 in dem Ausführungsbeispiel nach Figur 5 betrifft, ist zu vermeiden, dass die Lichtpulse der Abregungslichtquelle 106 sehr viel kürzer sind als die Lebenszeit der Fluorophore. Zudem ist es zwar grundsätzlich möglich, aber eher nachteilig, wenn die beiden Lichtpulse zeitlich genau koinzidieren. Denn in diesem Fall findet die stimulierte Emission von Fluoreszenzphotonen im Grunde zeitgleich mit der Anregung statt. Nach der stimulierten Emission haben aber alle noch angeregten Fluorophore dieselbe Lebenszeit, so dass die Fluorophore an Hand der Ankunftszeit ihrer Fluoreszenzphotonen am Detektor 110 nur schwer unterschieden werden können. Dieser Fall ist in Figur 6a gezeigt.
Um diesen Fall zu vermeiden, kann die Verzögerungseinheit 228 in Figur 5 beispielsweise so konfiguriert sein, dass der von der Abregungslichtquelle 106 emittierte Lichtpuls die Probe 104 um einen zeitlichen Abstand dt später erreicht als der Lichtpuls, den die Anregungslichtquelle 102 emittiert. Diese Lösung ist in Figur 6b veranschaulicht. Innerhalb der Zeitspanne dt nach dem Anregungslichtpuls werden die Fluoreszenzphotonen gemäß der Anregungslichtverteilung E emittiert. Anschließend erfolgt die stimulierte Emission durch Abgabe des Abregungslichtpulses. Dabei wird ein Teil der Fluoreszenz gelöscht, so dass bevorzugt Fluorophore im Bereich der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D Photonen emittieren. Auf diese Weise gibt ein Probenbild, das aus den frühen Fluoreszenzphotonen generiert wird, Auskunft über die Position des Maximums M der Anregungslichtverteilung E, während ein Probenbild, das aus den späten Fluoreszenzphotonen generiert wird, Auskunft über die Positon der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D gibt.
Eine weitere Möglichkeit der zeitlichen Abstimmung ist in Figur 6c dargestellt. So kann beispielsweise die Pulslänge des Abregungslichtpulses so eingestellt werden, dass sie im Bereich der mittleren Lebensdauer des angeregten Zustands der Fluorophore liegt, beispielsweise in einem Bereich von 0,1 bis 6,0 ns. In diesem Fall verteilt sich die stimulierte Emission über den Zeitbereich der Pulslänge des Abregungslichtpulses bzw. über den Teil des Abregungslichtpulses, der zeitlich nach dem Anregungslichtpuls die Probe 104 erreicht. Durch diese zeitliche Streckung der stimulierten Emission kann aus den frühen Photonen ein Probenbild gewonnen werden, das sich gemäß der Anregungslichtverteilung E aufbaut, während aus den späten Fluoreszenzphotonen ein Probenbild generiert werden kann, das sich hauptsächlich aus dem Bereich der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D aufbaut.
Die vorstehend erläuterten Ausführungsformen sind rein beispielhaft zu verstehen. Sie sind insbesondere auch nicht auf die konkret beschriebenen Kombinationen einer gepulsten Laserlichtquelle und einer Dauerstrich-Laserlichtquelle beschränkt. Beispielsweise kann das Fluoreszenz-Rastermikroskop 100, 200 auch in einem Betriebsmodus arbeiten, bei der die Anregung mittels einer Dauerstrich- Laserlichtquelle und die Abregung mittels einer gepulsten Laserlichtquelle erfolgt. In einer solchen Ausführungsform wird die Ankunftszeit der Fluoreszenzphotonen am Detektor 110 auf die Pulszeitpunkte des Abregungslichts D bezogen. Die Fluoreszenzphotonen, die kurz nach dem Abregungspuls detektiert werden, enthalten dann eine Information über die Lage der Nullstelle N der Abregungslichtverteilung D. Demgegenüber liefern die Fluoreszenzphotonen, die die kurz vor oder längere Zeit nach dem Abregungspuls detektiert werden, eine Information über die Lage des Maximums M der Anregungslichtverteilung E. Obwohl einige Aspekte im Rahmen einer Vorrichtung beschrieben wurden, ist es klar, dass diese Aspekte auch eine Beschreibung des entsprechenden Verfahrens darstellen, wobei ein Block oder eine Vorrichtung einem Verfahrensschritt oder einer Funktion eines Verfahrensschritts entspricht. Analog dazu stellen Aspekte, die im Rahmen eines Verfahrensschritts beschrieben werden, auch eine Beschreibung eines entsprechenden Blocks oder Elements oder einer Eigenschaft einer entsprechenden Vorrichtung dar. Einige oder alle Verfahrensschritte können durch (oder unter Verwendung) einer Hardwarevorrichtung ausgeführt werden, wie es zum Beispiel ein Prozessor, ein Mikroprozessor, ein programmierbarer Computer oder eine elektronische Schaltung sein kann. In einigen Ausführungsbeispielen können ein oder mehrere der wichtigsten Verfahrensschritte durch eine solche Vorrichtung ausgeführt werden.
Abhängig von bestimmten Implementierungsanforderungen können
Ausführungsbeispiele der Erfindung in Hardware oder Software implementiert werden. Die Implementierung kann mit einem nicht-flüchtigen Speichermedium wie einem digitalen Speichermedium, wie beispielsweise einer Diskette, einer DVD, einem Blu- Ray, einer CD, einem ROM, einem PROM und EPROM, einem EEPROM oder einem FLASH-Speicher, durchgeführt werden, auf dem elektronisch lesbare Steuersignale gespeichert sind, die mit einem programmierbaren Computersystem so
Zusammenwirken (oder Zusammenwirken können), dass das jeweilige Verfahren durchgeführt wird. Daher kann das digitale Speichermedium computerlesbar sein.
Einige Ausführungsbeispiele gemäß der Erfindung umfassen einen Datenträger mit elektronisch lesbaren Steuersignalen, die mit einem programmierbaren
Computersystem Zusammenwirken können, so dass eines der hierin beschriebenen Verfahren durchgeführt wird.
Im Allgemeinen können Ausführungsbeispiele der vorliegenden Erfindung als
Computerprogrammprodukt mit einem Programmcode implementiert werden, wobei der Programmcode für die Ausführung eines der Verfahren wirksam ist, wenn das Computerprogrammprodukt auf einem Computer läuft. Der Programmcode kann beispielsweise auf einem maschinenlesbaren Träger gespeichert werden.
Weitere Ausführungsbeispiele umfassen das Computerprogramm zur Durchführung eines der hierin beschriebenen Verfahren, das auf einem maschinenlesbaren Träger gespeichert ist.
Mit anderen Worten, ein Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung ist daher ein Computerprogramm mit einem Programmcode zur Durchführung eines der hierin beschriebenen Verfahren, wenn das Computerprogramm auf einem Computer läuft.
Ein weiteres Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung ist daher ein
Speichermedium (oder ein Datenträger oder ein computerlesbares Medium), das ein darauf gespeichertes Computerprogramm zum Ausführen eines der hierin
beschriebenen Verfahren umfasst, wenn es von einem Prozessor ausgeführt wird. Der Datenträger, das digitale Speichermedium oder das aufgezeichnete Medium sind in der Regel greifbar und/oder nicht übergangslos. Eine weiteres Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung ist eine Vorrichtung, wie hierin beschrieben, die einen
Prozessor und das Speichermedium umfasst.
Ein weiteres Ausführungsbeispiel der Erfindung ist daher ein Datenstrom oder eine Signalfolge, die das Computerprogramm zur Durchführung eines der hierin
beschriebenen Verfahren darstellt. Der Datenstrom oder die Signalfolge kann beispielsweise so konfiguriert werden, dass sie über eine
Datenkommunikationsverbindung, beispielsweise über das Internet, übertragen werden.
Ein weiteres Ausführungsbeispiel umfasst ein Verarbeitungsmittel, zum Beispiel einen Computer oder eine programmierbare Logikvorrichtung, das konfiguriert oder angepasst ist, um eines der hierin beschriebenen Verfahren auszuführen. Ein weiteres Ausführungsbeispiel umfasst einen Computer, auf dem das Computerprogramm zum Ausführen eines der hierin beschriebenen Verfahren installiert ist.
Ein weiteres Ausführungsbeispiel gemäß der Erfindung umfasst eine Vorrichtung oder ein System, das konfiguriert ist, um (zum Beispiel elektronisch oder optisch) ein Computerprogramm zum Ausführen eines der hierin beschriebenen Verfahren an einen Empfänger zu übertragen. Der Empfänger kann beispielsweise ein Computer, eine mobile Vorrichtung, eine Speichervorrichtung oder dergleichen sein. Die
Vorrichtung oder das System kann beispielsweise einen Dateiserver zum Übertragen des Computerprogramms an den Empfänger umfassen.
In einigen Ausführungsbeispielen kann eine programmierbare logische Vorrichtung (z.B. eine feldprogrammierbare Gatteranordnung, FPGA) verwendet werden, um einige oder alle Funktionalitäten der hierin beschriebenen Verfahren auszuführen. In einigen Ausführungsbeispielen kann eine feldprogrammierbare Gatteranordnung mit einem Mikroprozessor Zusammenarbeiten, um eines der hierin beschriebenen Verfahren durchzuführen. Im Allgemeinen werden die Verfahren vorzugsweise von jedem Hardwaregerät durchgeführt.
Bezugszeichenliste
100 Fluoreszenz-Rastermikroskop
102 Anregungslichtquelle
104 Probe
106 Abregungslichtquelle
108 Beleuchtungseinheit
110 Detektor
112 Prozessor
114 Spiegel
116 wellenlängenselektiver Strahlteiler
118 wellenlängenselektiver Strahlteiler
120 Rastervorrichtung
122 Phasenmaske
124 Einstellelement
126 Objektiv
228 Verzögerungseinheit
D Abregungslichtverteilung
E Anregungslichtverteilung
N Intensitätsminimum der Abregungslichtverteilung
M Intensitätsmaximum der Anregungslichtverteilung
PI Fluoreszenzsignal
P2 Fluoreszenzsignal
aO Fitparameter
al Fitparameter
dx Versatz
dt zeitlicher Abstand
T Triggersignal
T1 Triggersignal
LI Anregungslicht L2 Abregungslicht
L3 Fluoreszenzlicht

Claims

Ansprüche
1. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200), umfassend:
eine Anregungslichtquelle (102), die ausgebildet ist, eine
Anregungslichtverteilung (E) zu erzeugen, welche in einer Probe (104) vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzphotonen an regt,
eine Abregungslichtquelle (106), die ausgebildet ist, eine
Abregungslichtverteilung (D) zu erzeugen, welche die durch die
Anregungslichtverteilung (E) in der Probe (104) angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzphotonen abregt, eine Beleuchtungseinheit (108), die ausgebildet ist, die Anregungslichtverteilung (E) und die Abregungslichtverteilung (D) zu einer über mehrere Beleuchtungszielpunkte der Probe (104) rasternden Lichtverteilung derart zusammenzuführen, dass ein Intensitätsmaximum (M) der Anregungslichtverteilung (E) und ein Intensitätsminimum (N) der Abregungslichtverteilung (D) in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt einander räumlich überlagert sind,
einen Detektor (110), der ausgebildet ist, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten zu erfassen, und
einen Prozessor (112), der ausgebildet ist,
die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer Ankunftszeiten auszuwerten,
auf Basis dieser Auswertung einen ersten Bildpunkt und einen zweiten Bildpunkt zu erzeugen, die den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt repräsentieren,
die ersten Bildpunkte zu einem ersten Probenbild (PI) und die zweiten Bildpunkte zu einem zweiten Probenbild (P2) zusammenzusetzen, und an Hand der beiden Probenbilder (PI, P2) einen räumlichen Versatz (dx) zwischen dem Intensitätsmaximum (M) der Anregungslichtverteilung (E) und dem Intensitätsminimum (N) der Abregungslichtverteilung (D) zu bestimmen.
2. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 1, bei dem der
Detektor (110) ausgebildet ist, die aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen durch zeitkorrelierte
Einzelphotonenzählung in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten zu erfassen.
3. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 1 oder 2, umfassend ein Einstellelement (124), das durch den Prozessor (112) steuerbar ist, die Anregungslichtverteilung (E) und/oder die Abregungslichtverteilung (D) zur Kompensation des räumlichen Versatzes (dx) zu beeinflussen.
4. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 3, bei dem das Einstellelement (124) durch den Prozessor (112) steuerbar ist, die Anregungslichtverteilung (E) und/oder die Abregungslichtverteilung (D) zur Kompensation des räumlichen Versatzes (dx) für verschiedene Regionen eines Bildfeldes individuell zu beeinflussen.
5. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 3 oder 4, bei dem das Einstellelement (124) ein im Strahlengang der Abregungslichtverteilung (D) oder im Strahlengang der Anregungslichtverteilung (E) verstellbar angeordnetes Lichtablenkelement ist.
6. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem mindestens eine der beiden Lichtquellen (102, 106) eine gepulste oder modulierte Laserlichtquelle ist, und der Detektor (110) ausgebildet ist, die Ankunftszeiten der Fluoreszenzphotonen in Bezug auf eine Startzeit zu erfassen, die durch einen Lichtpuls oder eine Lichtmodulation der Laserlichtquelle festgelegt ist.
7. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 6, bei dem der
Prozessor (112) die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen auswertet, indem er die Ankunftszeiten mit einem vorbestimmten Schwellwert vergleicht und diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten kleiner oder gleich dem vorbestimmten Schwellwert sind, dem ersten Bildpunkt zuordnet und diejenigen Fluoreszenzphotonen, deren Ankunftszeiten größer als der vorbestimmte Schwellwert sind, dem zweiten Bildpunkt zuordnet.
8. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 6, bei dem der
Prozessor (112) die in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen auswertet, indem er eine Modellfunktion, die einen ersten Fitparameter und einen zweiten Fitparameter enthält, an eine durch die erfassten Ankunftszeiten gegebene zeitliche Verteilung der Fluoreszenzphotonen anpasst und dadurch den ersten Fitparameter und den zweiten Fitparameter ermittelt, und
der Prozessor (112) den ersten Bildpunkt auf Basis des ersten Fitparameters und den zweiten Bildpunkt auf Basis des zweiten Fitparameters erzeugt.
9. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach Anspruch 8, bei dem die
Modellfunktion durch folgende Funktion m(t) gegeben ist: m(t) = aO * exp(-t/t0) + al * exp(-t/tl) worin t die Ankunftszeit des jeweiligen Fluoreszenzphotons ist,
tO eine mittlere Lebenszeit der Fluorophore bei Abwesenheit der
Abregungslichtverteilung (D) ist, tl eine mittlere Lebenszeit der Fluorophore bei Anwesenheit der Abregungslichtverteilung (D) ist,
aO der erste Fitparameter ist, und
al der zweite Fitparameter ist.
10. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach einem der Ansprüche 6 bis 9, bei dem die Anregungslichtquelle (102) die gepulste oder modulierte
Laserlichtquelle ist, welche die Startzeit festlegt.
11. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100) nach einem der Ansprüche 6 bis 10, bei dem die Abregungslichtquelle (106) eine Dauerstrich-Laserlichtquelle ist.
12. Fluoreszenz-Rastermikroskop (200) nach einem der Ansprüche 6 bis 10, bei dem die Abregungslichtquelle (106) eine gepulste oder modulierte
Laserlichtquelle ist.
IS. Fluoreszenz-Rastermikroskop (200) nach Anspruch 12, umfassend eine
Verzögerungseinheit (228), die durch den Prozessor (112) steuerbar ist, die Abregungslichtquelle (106) derart mit der Anregungslichtquelle (102) zeitlich abzustimmen, dass der Lichtpuls oder die Lichtmodulation der Abregungslichtquelle (106) am Ort des jeweiligen Beleuchtungszielpunktes eine vorbestimmte Verzögerung gegenüber dem Lichtpuls oder der Lichtmodulation der Anregungslichtquelle (102) aufweist.
14. Fluoreszenz-Rastermikroskop (200) nach Anspruch 13, bei dem der
Schwellwert der Verzögerung entspricht, die der Lichtpuls oder die Lichtmodulation der Abregungslichtquelle (106) am Ort des jeweiligen Beleuchtungszielpunktes gegenüber dem Lichtpuls oder der Lichtmodulation der Anregungslichtquelle (102) aufweist.
15. Fluoreszenz-Rastermikroskop (200) nach Anspruch 12, bei dem die Pulslänge der Abregungslichtquelle (106) größer als die Pulslänge der Anregungslichtquelle (102) ist, und/oder
bei dem die Pulslänge der Abregungslichtquelle (106) im Bereich der mittleren Lebensdauer des angeregten Zustands der Fluorophore liegt, insbesondere in einem Bereich von 0,1 bis 6,0 ns.
16. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem der Prozessor (112) ausgebildet ist, an Hand der beiden Probenbilder zusätzlich zu dem räumlichen Versatz (dx) eine weitere Fehlanpassung der Abregungslichtverteilung (D) zu bestimmen.
17. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem das Intensitätsminimum (N) der Abregungslichtverteilung (D) eine Intensitätsnullstelle ist.
18. Fluoreszenz-Rastermikroskop (100, 200) nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei dem der Prozessor (112) ausgebildet ist, den räumlichen Versatz (dx) zu bestimmen, indem die beiden Probenbilder (PI, P2) über eine Kreuzkorrelation in Beziehung zueinander gebracht werden.
19. Verfahren zur Abbildung einer Probe (104) unter Verwendung eines Fluoreszenz-Rastermikroskops (100, 200), umfassend folgende Schritte:
Erzeugen einer Anregungslichtverteilung (E), welche in der Probe (104) vorhandene Fluorophore zur spontanen Emission von Fluoreszenzphotonen an regt,
Erzeugen einer Abregungslichtverteilung (D), welche die durch die Anregungslichtverteilung (E) in der Probe (104) angeregten Fluorophore im Wege einer stimulierten Emission von Fluoreszenzphotonen abregt, Zusammenführen der Anregungslichtverteilung (E) und der Abregungslichtverteilung (D) zu einer über mehrere Beleuchtungszielpunkte der Probe (104) rasternden Lichtverteilung derart, dass ein Intensitätsmaximum (M) der Anregungslichtverteilung (E) und ein Intensitätsminimum (N) der Abregungslichtverteilung (D) in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt einander räumlich überlagert sind,
Erfassen der aus dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt emittierten Fluoreszenzphotonen in Abhängigkeit ihrer Ankunftszeiten,
Auswerten der in dem jeweiligen Beleuchtungszielpunkt erfassten Fluoreszenzphotonen hinsichtlich ihrer Ankunftszeiten,
Erzeugen eines ersten Bildpunktes und eines zweiten Bildpunktes, die den jeweiligen Beleuchtungszielpunkt repräsentieren, auf Basis dieser Auswertung, Zusammensetzen der ersten Bildpunkte zu einem ersten Probenbild (PI) und der zweiten Bildpunkte zu einem zweiten Probenbild (P2), und
Bestimmen eines räumlichen Versatzes (dx) zwischen dem Intensitätsmaximum (M) der Anregungslichtverteilung (E) und dem Intensitätsminimum (N) der Abregungslichtverteilung (D) an Hand der beiden Probenbilder (PI, P2).
20. Verfahren nach Anspruch 19, bei dem der räumliche Versatz (dx) bestimmt wird, indem die beiden Probenbilder (PI, P2) über eine Kreuzkorrelation in Beziehung zueinander gebracht werden.
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