WO2013107436A1 - Vakzinierung mittels rekombinanter hefe durch erzeugung einer protektiven humoralen immunantwort gegen definierte antigene - Google Patents

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Definitions

  • the invention relates to recombinant yeasts for generating a humoral immune response against defined antigens, the production of these yeasts and their use for protective vaccination against pathogens and malignant cells containing these antigens.
  • Vaccines are used to prevent diseases (preventive vaccines) or to treat established diseases (immunotherapeutic vaccines). Preventive vaccination programs have contributed significantly to the reduction of infectious diseases over the last 100 or so years. Immunotherapeutic vaccines have only been developed and used for about 20 years, for example against persistent infections with viruses, bacteria or parasites or against carcinogenic diseases. The aim of the vaccine is to induce a cellular (ie, essentially T and NK cell mediated) and / or humoral (ie, essentially B cell / antibody mediated) immune response as well as an immunological memory (“memoty”) against antigenic components of pathogens or malignant (tumorigenic) cells.
  • a cellular ie, essentially T and NK cell mediated
  • humoral ie, essentially B cell / antibody mediated
  • Classic vaccines contain the entire pathogen in attenuated (inactivated) or killed form, including its genetic material, nucleic acids in the form of DNA or RNA. These classic vaccines usually require special safety precautions and / or the use of experimental animals and / or the use of cell cultures for the production; In addition, they often have to be laboriously stored and transported using cold chains. In addition, they entail the danger that substances from the production (eg from the test animal or from the cell culture) in the vaccinated individual produce side effects or that undesired reactivations of the pathogen occur.
  • subunit vaccination thus lacks typical constituents of the pathogen, it is possible to differentiate between vaccinates and naturally infected individuals by means of a differential diagnosis, which is why one also speaks of a "subunit marker vaccine”.
  • Disadvantages of many subunit vaccines are often time-consuming production and often insufficient immunogenicity: While the pathogens themselves can be grown efficiently (with the limitations outlined above), their main antigens must be genetically engineered and extensively purified by costly and usually inefficient processes. Subunit vaccines obtained in this way are correspondingly sensitive, must also often be stored and transported refrigerated and have a low durability. For these reasons, a majority of bulk vaccines are still based on the classical principle of complete pathogens.
  • IBD Infectious Bursitis
  • IBDV Infectious Bursal Disease Virus
  • adjuvants are substances that have proven to be empirically immunostimulating. They amplify nonspecifically and often in a poorly understood way the immune reaction. So far, only a few adjuvants have been approved for human use. The only adjuncts approved for human use in the United States, for example, are aluminum salts, aluminum hydroxide and aluminum phosphate. However, aluminum salt formulations cause additional difficulties in storing the vaccine in question. In addition, these adjuvants do not exhibit sufficient efficacy with all antigens.
  • the genetic engineering of foreign proteins can take place in different host cells.
  • Escherichia coli are mammalian cells that can be propagated in cell cultures, established plant cells and various fungi as host systems. Microbial systems such as bacteria and fungi can be cultivated on a large scale in a particularly cost-effective manner.
  • Yeast cells of the yeast genera Saccharomyces, Pichia and Kluyveromyces have been routinely used for decades for the expression of foreign proteins.
  • Yeast cells have the advantage over bacteria of being eukaryotes, ie they are similar in many aspects to animal cells, and eukaryotic proteins, ie proteins that are formed in animal cells and / or must be functional, can be expressed in native or nearly native yeast Be produced inexpensively (Bathurst, 1994; Gellissen & Hollenberg, 1997). Yeasts were initially used only to produce foreign proteins, and the proteins were purified from the yeast cells and used as subunit vaccines. Only recently has it been attempted to administer yeast itself or cell fractions of the yeasts as a vaccine.
  • Saccharomyces cerevisiae (“baker's yeast”, S. cervisiae) has been used for vaccination for about 5 years: It has been shown that subcutaneously administered, antigen-expressing S. cerevisiae cells activate dendritic cells and antigen-specific T cells Immune responses, specifically cytotoxic T-cell responses to specific antigens can be generated. This cellular immune response proved to be protective against the administration of certain tumor cells, i. in vaccinated animals fewer tumors were produced after vaccination than in control animals. This method is currently also being tested in immunotherapeutic applications in tumor diseases (Stubbs et al., 2001; Lu et al., 2004).
  • WO / 2006/044923 discloses yeast (S. cerevisiae) which recombinantly expresses various hepatitis C virus (HCV) proteins and which immunoreacts In particular, a T-cell response that can trigger against these HCV proteins and as a vaccine against chronic hepatitis C should be used.
  • yeast Sacchariae
  • HCV hepatitis C virus
  • WO / 2007/092792 describes the possible use of recombinant S. cerevisiae against influenza virus infections using a combination of different yeast strains, the application of which leads to a T cell induction, ie to a cellular immune response.
  • WO / 201 1/032119 relates to a method for improving the efficacy of yeast-based immunotherapy in patients.
  • the method comprises a yeast-based agent that modulates the production or survival of CD4 + TH17 cells.
  • yeast proven to induce a protective humoral immune response against infectious diseases or tumors used (subject of this application).
  • yeasts Saccharomyces cerevisae or Pichia pastoris were used, but not Kluyveromyces lactis (subject of this application).
  • K. lactis Like S. cerevisiae, the "milk yeast” Kluyveromyces lactis (K. lactis) also has the GRAS status (GRAS: generally regarded as safe), ie it is suitable for use in animals or humans (van Ooyen et al., 2006).
  • GRAS GRAS status
  • GRAS generally regarded as safe
  • Such yeasts generally do not form ethanol under strictly aerobic conditions but completely degrade glucose to CO2 via mitochondrial activity to produce ATP. This physiological property is of fundamental importance, as it leads to a significant increase in biomass yield in large scale fermentations, resulting in a significant cost reduction in the use of these yeasts as producers of recombinant proteins.
  • studies in K. lactis have shown that mutations in the hexokinase-mediated glucose signaling pathway can enhance the expression of heterologous genes (Donnini et al., 2004). Reduced glucose repression, particularly of respiratory genes, is a feature of the "crabtree negative" yeasts and could be related to the empirically observed better foreign gene expression in such yeasts.
  • K. lactis and S. cerevisiae also show significant differences in the composition of cell wall glucans (Backhaus et al., 2011); These differences are presumably based on different glycosyltransferases in the Golgi apparatus, which are involved in the maturation of glycoproteins: Thus, glycoproteins in S. cerevisiae often contain mannose phosphates, the glycoproteins in K. lactis especially terminal N-acetylglucosamine (Raschke and Ballou, 1972) , It can be assumed that these differences between S. cerevisiae and K.
  • lactis have a considerable influence on the intracellular localization, the folding as well as stability and thus also on the immunogenicity of heterologously expressed foreign proteins in the glycosylation and secretion of proteins and in cell wall biosynthesis ( Uccelletti et al., 2004).
  • WO / 2010/054649 describes the production of a recombinant system of K. lactis.
  • recombinant strains derived from the strain VAK367-D4 were used for mucosal or oral vaccination against various antigens. Disadvantage of oral / muksoal vaccination, however, is that the vaccines must be used in large quantities in order to achieve a protective immunization. Description of the pictures
  • Fig. 1 shows schematically the production of the vaccine strain VAK887, which carries the IBDV VP2 foreign gene, via homologous recombination into the VAK367-D4 parent strain.
  • the plasmid Klp3-MCS SEQ ID NO: 10
  • the VP2 foreign gene was inserted via homologous recombination into the chromosomal LAC4 locus, which was destroyed by insertion of the URA3 gene.
  • the URA3 gene was replaced by the VP2 gene and the LAC4 gene restored; Recombinant yeast strains could be obtained by selection on lactose medium without uracil.
  • the expression of LAC4 (ß-galactosidase) via the KIGAL80 promoter
  • the expression of the VP2 gene via the LAC4 promoter is controlled.
  • FIG. 2A shows the expression of IBDV VP2 by the strain VAK887 in comparison to the parent strain (VAK367) and in comparison to IBDV infected chicken cells by Western analysis with a VP2-specific antibody.
  • FIG. 2B shows the expression analysis of recombinant IBDV VP2 or mutant IBDV VP2-T2S in different VP2-expressing K. lactis variants.
  • the original K. lactis variant VP2 (VAK887) expressed only moderate levels of viral protein.
  • VP2 protein expression could be increased in strain K. lactis VP2-T2S (VAK888) by replacing threonine at amino acid position 2 of the VP2 protein with serine.
  • FIG. 3 shows that the heat inactivation of the yeasts according to the invention at 90 ° C. for 2 hours does not lead to a loss of the recombinant VP2-T2S protein (FIG. 3A).
  • Equal amounts of protein from non-inactivated yeast, inactivated yeast and yeast from a feed pellet were separated on SDS PAGE and compared to cell lysates from poultry cells infected or uninfected with IBDV in a Western blot with an anti-VP2 protein. Antibodies tested.
  • Fig. 3 further shows that the amount of VP2-T2S in variant VAK890 is approximately 0.7 fg heterologous protein per yeast cell (Figure 3B).
  • Figure 3B Here were defined quantities of purified VP2-T2S compared to VP2 from a defined cell count in the fermenter drawn K. lactis stained (strain VAK890) in the Western blot and evaluated the result densitometrically.
  • FIG. 4 illustrates the vaccination in mice with subcutaneously applied, heat-inactivated, complete yeast cells of K. lactis variant VAK890 in comparison to oral vaccination with complete yeast cells of K. lactis variant VAK890.
  • Fig. 4A shows the immunization scheme: it was immunized three times subcutaneously, with two weeks break; for comparison, feeding was done twice for two weeks. Two weeks (arrow) after the last yeast application, serum samples from the treated mice were tested for the presence of anti-VP2 antibody in an IBDV-specific ELISA ( Figure 4B) and in an IBDV neutralization assay (Figure 4C).
  • Figure 4D summarizes that mice treated with VP2-expressing K.
  • lactis (strain Kl VP2-T2S_GAL4 (VAK890)) have higher titers of antibody / neutralizing antibodies than mice immunized with wild-type K. lactis (strain VAK367 ) were treated.
  • K. lactis subcutaneously applied K. lactis (strain VAK890) have significantly higher titers of antibodies / neutralizing antibodies than mice fed K. lactis (strain VAK890).
  • mice immunized orally with K. lactis (strain 890) also showed an increased antibody / neutralizing antibody titer compared to mice treated with wild-type K. lactis (strain VAK367).
  • FIG. 5 shows the oral and subcutaneous vaccination in chickens with heat-inactivated, complete yeast cells of the K. lactis variant VP2-T2S_GAL4 (VAK890).
  • VAK890 heat-inactivated, complete yeast cells of the K. lactis variant VP2-T2S_GAL4
  • Figure 5A For oral vaccination either a short 1/1/1/1/1 schedule (1 week feeding, 1 week break, 1 week feeding, etc.) or a longer 2/2/2 scheme was used (Figure 5A). After 1 week and 2 weeks after vaccination, all treated animals were infected with IBDV (strain Edgar) at a concentration of 100 EID50 per animal (virus challenge, black bars). After oral vaccination, especially after the prolonged treatment regimen, increased titers of virus-neutralizing antibodies were detected in several animals. By contrast, subcutaneous vaccination with recombinant K.
  • Fig. 6 shows schematically the structure of the vector Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10).
  • Yeast is a collective term for unicellular eukaryotic microorganisms with very different properties due to divergent evolution over hundreds of millions of years (about 100 million years for S. cerevisiae and K. lactis) .
  • S. cerevisiae and K. lactis for vaccination purposes in higher eukaryotes such as animals or humans, it can therefore be assumed that an immune response triggered by S. cerevisiae differs greatly from an immune response elicited by K. lactis, both for the immune response against foreign antigens expressed in the yeast and For subcutaneous immunizations with complete S.
  • cerevisiae cells a T cell induction, ie a cellular immune response, was generated, a protective, humoral immune response against an antigen with recombinant S. cerevisiae in a simple way (ie by direct application a single antigen-expressing strain) has not been demonstrated in the prior art.
  • the object was to provide a method by which a protective, humoral immune response against certain antigens can be generated. Another object was to produce a subunit marker vaccine with which it is possible to distinguish vaccinates from naturally infected individuals. Another object was to produce a subunit marker vaccine, which also has strong adjuvierende properties and thus is highly immunogenic.
  • yeast-based expression system that allows the targeted integration of foreign genes into the yeast genome.
  • Recombinant yeasts expressing foreign genes can be made rapidly (ie within a few weeks) with this system.
  • the yeasts can be increased in the fermenter in large quantities (eg kilogram (kg) range) at low cost.
  • cytotoxic antigens can also be expressed in this yeast system.
  • the yeast is heat inactivated and can then be stored and transported uncooled as a powder.
  • the yeast powder can be used directly, ie without further fractionation, either as an emulsion or as a pellet (see working examples) as subunit marker vaccine.
  • the antigenic formulation and the adjuvant effect necessary for effective, ie protective, immunization are provided by two factors: (i) the possibility of targeted genetic engineering of the expressed foreign protein, (ii) expression of the foreign protein in the yeast, and direct application the yeast in oral or subcutaneous form; the yeast itself has a strong adjuvant effect.
  • Preference is given to subcutaneous administration.
  • a recombinant yeast strain was produced; it expresses a specific viral antigen and can be used in the method according to the invention for subcutaneous vaccination. Complete preventive protection against infection by the virus was achieved. Only very small amounts of yeast (eg in the milligram (mg) range for subcutaneous application in poultry) were used. It was only a 2-3 times application necessary to achieve this protection.
  • the method according to the invention is suitable both for use in the human and veterinary fields. Preferred is the application of the method according to the invention in the veterinary field.
  • yeasts are for. B. yeasts of the genera Saccharomyces spec ,, Pichia spec. and Kluyveroymces spec.
  • inventive method with yeasts of the genus Saccharomyces spec. and Kluyveroymces spec. carried out.
  • the method of the invention is carried out with the yeast Kluyveromyces lactis.
  • the yeast K lactis belongs to the so-called "food grade” yeasts, which have GRAS status (generally regarded as safe). Like baker's yeast, which has been tried and tested over millennia as a food supplement, the yeast frequently used in dairy products also applies K lactis for the food industry as harmless.
  • K lactis belongs to the so-called “petite negative” yeasts, that is, the loss mitochondrial DNA is lethal (due to collapse of mitochondrial membrane potential (Chen et al., 1995; Clark-Walker, 2007)).
  • Mitochondrial function is closely linked to Ca 2+ -dependent signaling, the production of reactive oxygen compounds, the stress response of the cell, protein glycosylation, and cell wall integrity. As a result, mitochondrial function decisively influences the production of recombinant glycoproteins and the composition of the cell wall.
  • the first steps of N-glycosylation of proteins taking place in the endoplasmic reticulum are the same.
  • the steps taking place in the Golgi apparatus differ.
  • the glycosyltransferases present in the Golgi apparatus are different in the different yeast species. This causes differences in the composition of the glycoproteins in the cell wall.
  • the glycoproteins In K. lactis, the glycoproteins have terminal N-acetylglucosamines, in contrast to mannose phosphate in S. cerevisiae. (Raschke and Ballou, 1972). This could have a significant impact on the stimulation of the immune system by the respective yeast species in vaccines.
  • KIOCH1 6-mannosyltransferase
  • K. lactis is one of the few yeasts that can utilize lactose as a source of carbon and energy. Lactose is a cheap sugar obtained as a constituent of whey in high quantities (for example as a by-product in the dairy industry). K. lactis can achieve growth rates similar to lactose with glucose.
  • the regulation of the genes involved in lactose metabolism has been extensively studied.
  • the strong ⁇ -galactosidase promoter ⁇ LAC4 can be used to regulate the expression of heterologous genes and production of recombinant proteins (van Ooyen et al., 2006, Breunig et al., 2000). Due to the decreased glucose repression, the heterologous expression of genes in K. lactis cultures cultured in glucose-containing medium can be induced rapidly and efficiently by the addition of lactose.
  • a K. lactis strain preferably VAK367-D4 and variants of this strain, was generated by genetic engineering, which allows the targeted integration of foreign genes at the LAC4 locus of the yeast genome (FIG. 1).
  • This integration requires only one step via a suitably constructed plasmid; Selection of recombinant strains is possible without the use of antibiotic resistance genes, and foreign gene expression in the recombinant strains can be induced via the LAC4 promoter by the addition of lactose into the medium.
  • K. lactis cells with integrated foreign genes can be generated and characterized in a few weeks using this method. Both aspects of this system are of great importance.
  • yeast cells each containing defined amounts of a foreign protein (Fig. 2, 3).
  • plastic (easily modifiable) antigens such as the influenza antigen hemagglutinin
  • new yeast strains can be generated in a short time such as the emergence of new, potentially pandemic influenza virus strains.
  • the likelihood is high that the newly generated recombinant K. lactis strains have similar properties to the proven strains (eg with regard to their growth behavior in the fermenter).
  • the additional integration of genes of the KIGaW transactivator into the yeast genome can significantly increase the expression rate of the foreign gene (Kuger et al., 1990).
  • the method according to the invention is carried out with a special K. lactis strain, VAK367-D4 and derivatives thereof.
  • a series (VAK) was generated on the K. lactis strain VAK367-D4 producing recombinant variants.
  • these variants inducibly express significant amounts of a foreign protein, or domains of this foreign protein, or domains of this foreign protein fused to foreign protein domains.
  • the related alien protein domains serve the targeted stimulation of the immune response (adjuvant) or the targeted compartmentalization of the expressed foreign protein in the yeast cell.
  • the compartmentalization of the expressed foreign protein is important for the optimization of the expression or the formulation of the expression product.
  • the method according to the invention is carried out with VAK367-D4 and derivatives thereof in use as subunit marker vaccine.
  • K. lactis which express only defined protein antigens (foreign proteins) as a vaccine, allows in a differential diagnosis the discrimination of vaccinated against naturally infected individuals.
  • One of these recombinant K. lactis strains has been used successfully for oral and subcutaneous vaccination. Upon subcutaneous administration, complete protection of the vaccinee was obtained.
  • "foreign proteins” are all peptides, polypeptides and proteins which are suitable for generating a protective immune response, preferably a protective humoral immune response, in humans or in an animal against a pathogen or carcinogenically degenerated cells Pathogens or tumors of any species for which antigens have been characterized which alone are capable of inducing a protective immune response, preferably a protective humoral immune response.
  • the foreign proteins are derived from pathogens (viruses, bacteria, parasites) for which antigens have been characterized which alone are capable of inducing a protective immune response, preferably a protective humoral immune response.
  • Leishmania gp63, 46 kD Promastigote Antigen, LACK
  • Plasmodium CSP protein, CSA-1, CSA-3, EXP1, SSP2, STARP, SALSA, MSP1, MSP2, MSP3, AMA-1, GLURP, Pfs25, Pfs28, Pvs25, Pvs28, Pfs48 / 45, Pfs230 Schistosoma: TP1, Sm23, ShGSTs 26 and 28, paramyosin, parasite myosin, Sm14
  • Mycobacterium tuberculosis Ag85A, Hsp65, R8307, 19 kD, 45 kD, 10.4
  • Heliobacter ylori VacA, LagA, NAP, hsp, urease, catalase
  • Group A Streptococcus M, SCPA peptidase, exotoxins SPEA and SPEC, fibronectin binding protein
  • Strepptococcus pneumonia PspA, Psa A, BHV 3, BHV 4
  • Salmonella typhimurium Vi antigen
  • Escherichia coli ETEC LT, LT-ST, CTB
  • HER-2 Particularly preferred are foreign proteins derived from viruses.
  • Reoviridae (Rota): VP7, VP4
  • Retroviridae Gag, Pol, Nef, Env, gp160, gp120, gp140, gp41
  • Flaviviridae (genus flavivirus: WNV, dengue, YF, TBE, JEV): preM-Env, NS3, NS4,
  • Flaviviridae (genus Pestivirus BVDV, CSFV, BDV, Genus Hepacivirus HCV): E1, E2, E RNA (Pesti), C, NS3, NS4, NS5
  • Paramyxoviridae (Paramyxovirinae PN-1, PIV-2, Mumps.Sendai, PIV-2, PIV-4, Morbilli): M, HN, N, F
  • Paramyxoviridae ⁇ Pneumovirinae RSV
  • Herpesviridae (EBV, HSV2): gp350 / 220 (EBV), gB2, gD2 (HSV)
  • Coronaviridae CoV, N, M, S
  • Orthomyxoviridae influenza A, B: HA, NA, M1, M2, NP
  • the foreign proteins are derived from representatives of the family Birnaviridae, such.
  • the IBD virus As the IBD virus, and are able to induce a protective immune response, preferably a protective humoral immune response.
  • a K. lactis VAK367-D4 variant VP2 (VAK887) was produced which expresses as foreign protein the capsid-forming VP2 antigen of the virus of infectious bursitis (IBDV strain D78) (SEQ ID NO: 1 and 2).
  • a K. lactis VAK367-D4 variant VP2-T2S (VAK888), in which the VP2 protein was mutated at amino acid position 2 (exchange threonine for serine, Jagadish et al. (1991)) and the nucleotide or Aminsoklarsequenz according to SEQ ID NO: 3 and 4.
  • an optimized K. lactis VAK367-D4 variant VP2T2S_GAL4, was produced in which the VP2 protein was mutated at amino acid position 2 (SEQ ID NO: 3 and 4) and additionally contained at least two KIGAL4 genes (VAK890).
  • a K. lactis VAK367-D4 variant, OVP2-T2S in which the mutant VP2 antigen is encoded by the yeast codon-optimized nucleotide acid sequence of SEQ ID NO: 5 or in which the recombinantly expressed mutant VP2 antigen is the amino acid sequence according to SEQ ID NO: 6.
  • the optimized K. lactis oVP2-T2S_ GAL4 variant (VAK91 1) has the following advantages:
  • the foreign protein was additionally stabilized.
  • the K. lactis VP2-T2S_GAL4 variant produced according to the invention which recombinantly expresses the mutated VP2 antigen of the IBDV as a foreign protein and contains further copies of the KIGAL4 transactivator gene (VAK890), was added to the German Collection of Microorganisms and Cell Cultures GmbH on November 29, 2011, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Germany, according to the Budapest Treaty under the number DSM 25405 deposited.
  • the K. lactis OVP2-T2S variant produced according to the invention which recombinantly expresses the mutated and codon-optimized VP2 antigen of IBDV (VAK910) as a foreign protein, was on November 29, 2011 at the German Collection of Microorganisms and Cell Cultures GmbH, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Germany, according to the Budapest Treaty under the number DSM 25406 deposited.
  • the K. lactis OVP2-T2S variant produced according to the invention which as a foreign protein recombinantly expresses the mutant and codon-optimized VP2 antigen of the IBDV and also contains further copies of the KIGAL4 trans-active gene (VAK911), was added to the German Collection of Microorganisms on November 29, 2011 and Zellkulturen GmbH, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Germany, according to the Budapest Treaty under the number DSM 25407 deposited
  • a further embodiment relates to the use of the recombinant yeasts according to the invention in a method for producing a protective immunization, in particular a protective humoral immunization.
  • Such a method comprises the following steps:
  • the cultivation and propagation of the recombinant yeasts according to the invention can be carried out by any conventionally available method. Particularly preferred are methods which lead to low cell yields at low cost. These include fermentation methods, in particular methods of high cell density fermentation. Be particularly advantageous to carry out the fermentation using a fed-batch fermentation protocol has proven.
  • the protective humoral immunization is achieved by administering the recombinant yeasts orally / mucosally or subcutaneously.
  • the recombinant yeasts are administered subcutaneously.
  • Particularly preferred in the method according to the invention is the use of K. lactis, especially of the genetically modified variants VAK367-D4 and the variant VAK890 derived therefrom, and variants thereof for subcutaneous administration.
  • the recombinant yeast cells should be used inactivated / killed in the method according to the invention.
  • the yeast are dried after the cultivation and expression of the foreign genes and then inactivated.
  • the inactivation can be carried out by any conventionally available method.
  • Particularly suitable for use in the process of the present invention is heat inactivation (e.g., heat inactivation for 2 hours at 90 ° C).
  • a short 1/1/1/1 immunization regimen (1 week feeding, 1 week rest, 1 week feeding, etc.) or a longer 2/2/2 regimen (2 weeks feeding, 2 weeks Break, 2 weeks feeding, etc.).
  • a double or triple application may be used every two weeks ( Figures 4 and 5).
  • the titer of virus-neutralizing antibodies is tested to demonstrate immunization.
  • specific ELISA tests or neutralization assays can be performed.
  • neutralization assay a defined number of IBD viruses are spiked with a defined amount of serum from an immunized animal or a control animal. Subsequently, an inhibition of the infection (neutralization) by the thus treated viruses in cell culture is tested. Whether an immunization was successful can also be tested in a "challenge" experiment, for example in a "virus challenge” experiment.
  • the treated animals are administered a dose of a pathogenic microorganism or virus that would normally cause disease in unimmunized animals. If there is no disease of the animals after such a challenge, evidence of successful immunization is provided ( Figure 5). Finally, the detection of immunization can also be provided by immunohistochemistry. After the challenge, the target organs of the pathogen are examined for infection or lesion (Fig. 5).
  • K. lactis variants which were each derived from VAK367-D4 could be used successfully for vaccination by subcutaneous administration.
  • the strain variant VAK890 which is carried out in the exemplary embodiments, expresses the VP2 antigen of the virus of infectious bursitis (IBDV, strain D78).
  • the VP2 of IBDV is a viral capsid-forming protein. It is known for VP2 that the induction of a humoral immune response against this antigen is sufficient to protect an infected organism from a subsequent infection by the relevant virus (IBDV). The triggering of an effective humoral immune response could be indexed on the one hand via the quantification of virus-neutralizing antibodies.
  • lactis starting from the Strain VAK367-D4, was thus established as a "subun / T" marker vaccine against infectious agents such as viruses, that is, a single, immunogenic protein subunit of a virus was used as antigen, the use of which as a subunif marker vaccine implies its use
  • infectious agents such as viruses
  • a differential diagnostic method that detects both antibodies to the antigen used for vaccination and antibodies to another antigen of the infectious agent by immunization with the recombinant lactis Strain VAK890 (DSM 25405), starting from the strain VAK367-D4, high antibody titers could be generated against the corresponding viral antigen w
  • DSM 25405 recombinant lactis Strain VAK890
  • K. lactis especially a genetically engineered variant, VAK367-D4 and derivatives thereof, such as K. lactis VP2-T2S_GAL4 (VAK890), has the following major advantages over conventional methods:
  • K. lactis has substantial fundamental advantages over S. cerevisiae, which are due to the physiology of K. lactis diverging over millions of years of S. cerevisae.
  • strain VAK367-D4 The principle of the strain VAK367-D4 and derivatives thereof has already been described for an oral vaccination (WO 20101054649 A2).
  • strain VAK367-D4 and its progeny in particular K. lactis VP2-T2S_GAL4 (VAK890) and oVP2-T2S_GAL4 (VAK911) result in effective protection against viral infections when administered subcutaneously using much lower levels of yeast.
  • the gene expression is inducible and can be further increased by increasing the concentration of the transcriptional activator Gal4 and / or by codon optimization of the nucleotide sequence of the foreign gene in adaptation to the yeast host.
  • the establishment of a fed-batch fermentation protocol allows the efficient production of cytotoxic antigens.
  • a protective immune response could be generated both in the mouse and in the chicken.
  • the procedure is very simple: A defined quantity of inactivated (heat-killed) yeast cells are injected into the seedling in a 2-3-fold procedure under the skin. Two weeks after the last application, the vaccine serum is assayed for the presence and functionality of antigen-specific antibodies. Virus neutralization tests have shown that this immune response was predominantly, if not exclusively, based on the production of neutralizing antibodies (protective humoral immune response).
  • the inducible by K. lactis subcutaneous application immune response differs fundamentally from the inducible by S.
  • K. lactis can be used as a subunit vaccine in antigens capable of producing a protective humoral immune response (eg viral antigens such as the VP2 antigen of the infectious bursitis virus, IBDV or hemagglutinin HA antigen of the influenza virus), S. cerevisiae may be used as a subunit vaccine in antigens capable of producing a protective cellular immune response (such as the NS3 protein of the hepatitis C virus or tumor antigens such as the Her-2).
  • a protective humoral immune response eg viral antigens such as the VP2 antigen of the infectious bursitis virus, IBDV or hemagglutinin HA antigen of the influenza virus
  • S. cerevisiae may be used as a subunit vaccine in antigens capable of producing a protective cellular immune response (such as the NS3 protein of the hepatitis C virus or tumor antigens such as the Her-2).
  • the inventors have been able to produce subunit marker vaccines with which it is possible to distinguish vaccinates against naturally infected individuals.
  • subunit marker vaccines can be produced which also have strong adjuvating properties and are thus highly immunogenic.
  • the subunit marker vaccines according to the invention can be used several times.
  • the novel subunit marker vaccines produce a systemic protective immune response and immunological memory 'vm vaccinee.
  • the method according to the invention allows the fastest possible generation of new vaccine variants.
  • the vaccination methods are particularly cost-effective.
  • the vaccines according to the invention are not temperature-sensitive, they can be transported and stored without cooling.
  • the starting strain VAK367 for the heterologous expression of foreign proteins has the following properties: It allows the cultivation to a high cell density, without that intracellular proteins are detectably released. In this regard, this strain differs from many closely related K. lactis strains. Strain VAK367 was derived from strain CBS 2359 (Centraalbureau voor Schimmelcultures http://www.fungalbiodiversitycentre.com) by two rounds of mutagenesis and is auxotrophic for the amino acid methionine and the nucleobase uracil.
  • the strain VAK367-D4 (deposited on 18.11.2009 at the German Collection of Microorganisms and Cell Cultures GmbH (DSMZ) in Braunschweig under the accession number DSM 23097) was derived by genetic engineering, in which with the help of the plasmid pD4-2 the Sequence from +358 to +1181 of the LAC4 gene was replaced by the ScURA3 gene.
  • the strain VAK367-D4 now allows the integration of foreign genes at the LAC4 locus without additional markers by selecting for lactose growth. In doing so, using a suitable integration vector, e.g. Klp3-MCS ( Figure 6), by homologous recombination, replaces the disruption cassette so that an intact LAC4 gene is reconstituted with loss of the ScilRA3 marker. (Fig. 1)
  • Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10) ( Figure 6) is an E. coli vector based on YRp7 that can not replicate autonomously in yeasts because the ARS1 sequence has been deleted.
  • Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10) contains the lactis LAC4 promoter and sequences enabling integration at the LAC4 locus by homologous recombination.
  • the KIGAL80 promoter is co-regulated by the transcription factor KIGal4 with the LAC4 promoter (Zenke et al., 1993). This construction makes it possible to follow the induction of foreign gene expression by measuring the LAC4-encoded ⁇ -galactosidase.
  • Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10) allows insertion of the foreign gene between LAC4 promoter and TEF1 terminator via one of the unique sites in the multiple cloning site (MCS) ( Figure 6).
  • MCS multiple cloning site
  • the resulting plasmid is digested with appropriate restriction enzymes such that the expression cassette is separated from the E. coli vector sequences.
  • the expression cassette is chromosomally integrated; the resulting strains contain no bacterial sequences.
  • the cDNA encoding IBDV D78 VP2 was amplified from the plasmid pD78A (Icard et al., 2008) using the following oligonucleotides:
  • IBDV_Ascl_fwd (S'-GGCGCGCCGATGACAAACCTGCAAGATC-S ' ) (SEQ ID NO: 7) containing an Asel restriction site, and
  • VP2_Notl_rev (5'-ATAAGAATGCGGCCGCTCACACAGCTATCCTCCTTATG-3 ' ) (SEQ ID NO: 8) containing a NotI restriction site.
  • VP2-T2S IBDV_S: T_Ascl_fwd ( ⁇ '- ⁇ ⁇ ) (SEQ ID NO: 9), and VP2_Notl_rev (s.o.).
  • the thus amplified DNA fragments were cloned after checking and confirming the nucleotide sequences via the Asel and Notl cleavage sites in the vector Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10) ( Figure 6). This was followed by integration into the genome (Fig. 1). Specifically, the integration plasmid was digested with the restriction enzyme EcoRI and the digested fragments transformed into competent VAK367-D4 cells. The transformed cells were plated on YEPD medium and incubated overnight at 30 ° C. For finding positive colonies, the transformation plate on SM medium containing lactose as a carbon source, duplicated and incubated for 2 days at 30 ° C. The positive clones identified in this procedure were further investigated.
  • Genomic integration of additional KIGAL4 gene copies was performed by a conventional method (Kuger et al., 1990) Codon optimization followed a Saccharomyces cerevisiae algorithm (mgenge.com, Raab et al., 2010) DNA fragments were directly synthesized and the 5 'Asel and 3' Notl restriction sites were already incorporated in the synthesis (mr.gene.com, Regensburg, Germany), followed by cloning into the vector Klp3-MCS (SEQ ID NO: 10 ).
  • B60 buffer 50mM HEPES-KOH pH 7.3; 60mM potassium acetate; 5mM magnesium acetate; 0.1% Triton X100; 10% glycerol; 1mM sodium fluoride; 20mM glycerol phosphate; 10mM MgCl 2 ; 1mM DTT; Protease Complete Inhibitor (Roche)) resuspended and disrupted by vigorous mixing with glass beads.
  • the extract was centrifuged (14,000 rpm, 20 min at 4 ° C) and the protein concentration determined. 40 ⁇ g of the protein extract were separated by SDS-PAGE in a 12% gel. Thereafter, the proteins were transferred to a membrane.
  • Western blot analyzes were performed with rabbit ⁇ -IBDV antiserum (1: 15,000; Granzow et al., 1997) and goat-alpha rabbit HRP-coupled antibody (1: 3000, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) conventional methods.
  • RNA For complete extraction of the RNA, 5 ml of a yeast culture was cooled on ice. Cell lysis was performed in Prot K buffer (100 mM Tris / HCl pH 7.9, 150 mM NaCl, 25 mM EDTA, 1% SDS) and 50 mg proteinase K (Fermentas) with vigorous shaking with glass beads. The samples were incubated for 1 h at 35 ° C and the RNA extracted, precipitated with ethanol and resuspended in DEPC water. Northern analysis was performed as described in Engler-Blum et al., 1993, but with some variation.
  • RNA was separated on a 1% formaldehyde agarose gel and transferred to a nylon membrane (Amersham Hybond TM N +, GE Healthcare). The membrane was incubated at 68 ° C with a DIG-labeled RNA probe generated by in vitro transcription of PCR Fragments in the presence of DIG-NTPs (Roche). The blot was blocked with a blocking solution and incubated with an anti-DIG alkaline phosphatase-conjugated antibody (Roche). The determination of the alkaline phosphatase activity was carried out by conventional methods.
  • the cells were digested with glass beads in lysis buffer (10 mM Tris (pH 8.0), 150 mM NaCl, 20 mM CaCl 2) 1 mM EDTA, protease complete inhibitor (Roche), pH 8.0).
  • lysis buffer 10 mM Tris (pH 8.0), 150 mM NaCl, 20 mM CaCl 2) 1 mM EDTA, protease complete inhibitor (Roche), pH 8.0.
  • the resulting protein extract was centrifuged (10,000 g for 1 h at 4 ° C) and the soluble fraction layered on a 20% (w / v) sucrose cushion in sucrose buffer (10 mM Tris pH 8.0, 50 mM NaCl, 20 mM CaCl 2 , containing protease Complete inhibitor (Roche)).
  • the pellet was dissolved in 200 ⁇ sucrose buffer and centrifuged for a further 17 h at 1 14,000 g in a 20 to 53% sucrose gradient in sucrose buffer. The gradient was collected in 700 ⁇ fractions and analyzed by SDS-PAGE and Western blot. Oligomeric protein complexes of the heterologously expressed VP2 could be concentrated and purified in this way. The protein could be detected and the amount of protein determined by SDS PAGE and Coomassie staining as compared to a standard protein (not shown). The purified VP2 was then used as a standard in a comparative Western blot with anti-VP2 antibody. The VP2 amount of a defined number of yeast cells from different fermentations was compared (Fig. 3).
  • the yeasts were freeze-dried and then heat-inactivated for 2 h at 90 ° C. Using this method, less than 10 cells per gram of cell dry weight were viable.
  • a K. lactis variant expressing the VP2 antigen of infectious bursal disease virus (IBDV variant D78) (VAK890) in mice the dried and powdered yeast was administered for the first application with complete Freund's adjuvant (CFA). mixed; in further applications, the yeast was mixed with incomplete Freund's adjuvant (IFA) (100 ⁇ g of yeast material per 200 ⁇ M CFA or IFA). 200 ⁇ of the emulsions (containing 100 g of yeast) were injected per immunization / boost per individual.
  • CFA complete Freund's adjuvant
  • IFA incomplete Freund's adjuvant
  • the amount of VP2 administered per subcutaneous immunization to a mouse individual was about 18 ng (Figure 3) After the initial injection (day 0), it was boosted twice at two week intervals (on days 14 and 28; After another two weeks, the animals were sacrificed to obtain the blood serum by anesthesia.
  • the IBDV-specific antibody titers in the sera of the vaccinates were a commercial EL ISA test determines IDEXX ELISA kit FlockChek ® IBD (IDEXX Laboratories, Inc.). In the case of mouse inoculum sera, a non-proprietary secondary antibody was used (Sigma Aldrich).
  • the neutralization assay for determining the concentration of virus-neutralizing antibodies was carried out according to the protocol of Schröder et al., 2000.
  • K. lactis strain expressing IBDV VP2 Different K. lactis variants with integrated IBDV VP2 gene were produced.
  • an optimized variant was used in which the VP2 protein was mutated at amino acid position 2 (exchange threonine for serine, Jagadish et al. (1991)), and which contained an additional tandem integration of at least two KIGAL4 genes (variant VP2 -T2S_GAL4; strain VAK890).
  • the mutation further stabilized the foreign protein; Overexpression of the trans activator resulted in a marked increase in VP2 expression ( Figure 2).
  • the integration of additional KIGAL4 genes also correlated with a higher growth rate of this K. lactis variant.
  • the growth conditions for the respective VP2-expressing K. lactis strain VAK890 were optimized so that the yeast could be fermented in high densities and with reproducible quantity of expressed VP2. After preparation, the yeast was freeze-dried and inactivated at 90 ° C for 2 hours. Evidence of inactivation was reported: less than 10 live yeast cells remained per g of inactivated yeast material. The quantity of VP2 per yeast cell was determined: it was about 0.7 fg heterologous VP2 protein per yeast cell with the strain VAK890 (FIG. 3)
  • the immunizations were carried out as described above; two weeks after the last application, the sera of the treated vaccinee were examined for the presence of neutralizing antibodies.
  • an IBDV-specific ELISA was used and an IBDV neutralization assay was carried out (FIGS. 4 and 5).
  • the vaccinated chickens were also subjected to a "virus-chafing" experiment, in which the animals were fed a virus dose of 100 EID50 per animal of the highly virulent IBDV strain "Edgar", a concentration that was significant in non-vaccinated poultry with a mortality rate of approx. 10-35% (Fig. 5D).
  • the vaccinee's bursae were examined for signs of infection and lesions in the bursae by immunohistochemistry and characterized by the so-called "lesions score" (Fig. 5).
  • DIG-NTP digoxigenin nucleotide triphosphate
  • EID50 Egg or Embryo Infectious dose - the number of infectious viruses needed to cause infection in 50% of infected eggs
  • LAC4 K lactis gene encoding a ⁇ -galactosidase enzyme
  • Sal I restriction endonuclease Sal I SDS sodium dodecyl sulfate
  • Kluyveromyces lactis and Saccharomyces cerevisiae are highly conservative but contribute to glucose repression of the galactose regulon. Molecular and Cellular Biology 13, 7566-7576 (1993)

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Abstract

Die Erfindung betrifft rekombinante Hefen der Spezies Kluyveromyces lactis zur Erzeugung einer humoralen Immunantwort gegen definierte Antigene, die Herstellung dieser Hefen und deren Verwendung zur protektiven Vakzinerung gegen Pathogene und maligne Zellen, die diese Antigene enthalten.

Description

Vakzinierung mittels rekombinanter Hefe durch Erzeugung einer protektiven humoralen Immunantwort gegen definierte Antigene
Gebiet der Erfindung
Die Erfindung betrifft rekombinante Hefen zur Erzeugung einer humoralen Immunantwort gegen definierte Antigene, die Herstellung dieser Hefen und deren Verwendung zur protektiven Vakzinierung gegen Pathogene und maligne Zellen, die diese Antigene enthalten.
Stand der Technik
Vakzine werden eingesetzt, um Krankheiten vorzubeugen (präventive Impfstoffe) oder um etablierte Krankheiten zu behandeln (immuntherapeutische Impfstoffe). Präventive Impfprogramme haben in den letzten ca. 100 Jahren wesentlich zur Reduktion von Infektionskrankheiten beigetragen. Immuntherapeutische Impfstoffe werden erst seit etwa 20 Jahren entwickelt und eingesetzt, etwa gegen persistente Infektionen mit Viren, Bakterien oder Parasiten oder gegen kanzerogene Erkrankungen. Ziel der Impfung ist die Induktion einer zellulären (d.h. im Wesentlichen T- und NK-zellvermittelten) und/oder humoralen (d.h. im Wesentlichen B-zell/antikörper-vermittelten) Immunantwort sowie eines immunologischen Gedächtnisses („memoty") gegen antigene Komponenten von Pathogenen oder malignen (tumorgenen) Zellen.
Klassische Vakzine enthalten den gesamten Krankheitserreger in attenuierter (inaktivierter) oder abgetöteter Form, einschließlich dessen genetischen Materials, Nukleinsäuren in Form von DNA oder RNA. Diese klassischen Impfstoffe benötigen für die Herstellung meist besondere Sicherheitsvorkehrungen und/oder die Verwendung von Versuchstieren und/oder die Verwendung von Zellkulturen; zudem müssen sie oft aufwendig und unter der Verwendung von Kühlketten gelagert und transportiert werden. Außerdem bergen sie die Gefahr, dass Stoffe aus der Herstellung (z.B. aus dem Versuchstier oder aus der Zellkultur) im geimpften Individuum Nebenwirkungen erzeugen oder dass es zu unerwünschten Reaktivierungen des Erregers kommt. Probleme existieren auch bei der Diagnostik: So können beispielsweise im Fall der Impfung von Nutztieren geimpfte Tiere nicht von natürlich infizierten Tieren unterschieden werden, so dass das Frühwarnsystem, was auf dem Nachweis von Neuinfektionen basiert, versagen kann. Daher wurden sog. „subunit" Vakzine entwickelt, die nur Teile des Erregers enthalten. Voraussetzung dafür ist, dass„Hauptantigene" des jeweiligen Krankheitserregers, bekannt sind. Hauptantigene sind meist Oberflächenbestandteile des Erregers, die vom Immunsystem erkannt werden können, z.B. Proteine einer Virushülle oder des Virus-Kapsids. Diese können auch in Abwesenheit eines kompletten Viruspartikels eine humorale und/oder zelluläre Immunantwort und ein immunologisches Gedächtnis im Wirt gegen das Virus induzieren. Da bei„subunit Vakzinierung" also typische Bestandteile des Erregers fehlen, können durch eine Differenzialdiagnose vakzinierte- von natürlich infizierten Individuen unterschieden werden; es wird daher auch von einem„subunit Markervakzin" gesprochen. Nachteile vieler subunit Vakzine sind eine oft aufwändige Herstellung und eine oft unzureichende Immunogenität: Während die Krankheitserreger selbst effizient (mit den oben ausgeführten Einschränkungen) gezüchtet werden können, müssen deren Hauptantigene durch kostenintensive und meist ineffiziente Verfahren gentechnisch hergestellt und aufwändig gereinigt werden. So gewonnene subunit Vakzine sind entsprechend empfindlich, müssen ebenfalls oft gekühlt gelagert und transportiert werden und haben eine geringe Haltbarkeit. Aus diesen Gründen beruht ein Großteil der Massenimpfstoffe immer noch auf dem klassischen Prinzip mit kompletten Krankheitserregern. Beispielsweise basieren die meisten Impfstoffe gegen die weit verbreitete Geflügelkrankheit Infektiöse Bursitis (IBD) derzeit in der Mehrzahl auf attenuierten (abgeschwächten) oder inaktivierten Viren des IBD auslösenden Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV).
Das Problem der schwächeren Immunogenität bei subunit Vakzinen versucht man durch die zusätzliche Verwendung von Adjuvanzien zu kompensieren. Adjuvanzien sind Stoffe, die sich empirisch als immunstimulierend erwiesen haben. Sie verstärken unspezifisch und oft in wenig verstandener Weise die Immunreaktion. Bislang sind nur wenige Adjuvanzien für den menschlichen Gebrauch zugelassen. Die einzigen Hilfsmittel, die beispielsweise in den USA für den Einsatz am Menschen zugelassen sind, sind Aluminiumsalze, Aluminiumhydroxid und Aluminiumphosphat. Aluminiumsalz-Formulierungen verursachen allerdings zusätzliche Schwierigkeiten bei der Lagerung des betreffenden Vakzins. Außerdem entfalten diese Adjuvanzien nicht mit allen Antigenen eine ausreichend Wirksamkeit.
Die gentechnische Herstellung von Fremdproteinen, zu denen die meisten subunit Vakzine zählen, kann in verschiedenen Wirtszellen erfolgen. Neben dem Darmbakterium Escherichia coli sind Säugerzellen, die in Zellkulturen vermehrt werden können, Pflanzenzellen und verschiedene Pilze als Wirtssysteme etabliert. Mikrobielle Systeme wie Bakterien und Pilze lassen sich besonders kostengünstig im großen Maßstab züchten. Hefezellen der Hefegattungen Saccharomyces, Pichia und Kluyveromyces werden bereits seit Dekaden routinemäßig zur Expression von Fremd proteinen eingesetzt. Hefezellen haben gegenüber Bakterien den Vorteil, dass es Eukaryoten sind, d.h. sie gleichen in vielen Aspekten den tierischen Zellen, und eukaryotische Proteine, d.h. Proteine, die in tierischen Zellen gebildet werden und/oder funktionsfähig sein müssen, können in Hefe in nativer oder nahezu nativer Form kostengünstig hergestellt werden (Bathurst, 1994; Gellissen & Hollenberg, 1997). Hefen wurden zunächst nur dafür verwendet die Fremdproteine zu produzieren, und die Proteine wurden aus den Hefezellen gereinigt und als subunit Vakzine eingesetzt. Erst seit kurzer Zeit wird versucht, Hefen selbst oder Zellfraktionen der Hefen als Vakzine zu verabreichen.
Seit etwa 5 Jahren wird versucht Saccharomyces cerevisiae ("Bäckerhefe", S. cervisiae) selbst zur Vakzinierung einzusetzen: So konnte gezeigt werden, dass durch subkutan applizierte, Antigen-exprimierende Zellen von S. cerevisiae dendritische Zellen aktiviert und Antigen-spezifische T-Zell Immunantworten, speziell zytotoxische T-Zell Antworten gegen bestimmte Antigene erzeugt werden können. Diese zelluläre Immunantwort erwies sich als protektiv gegenüber der Gabe bestimmter Tumorzellen, d.h. in vakzinierten Tieren entstanden im Anschluss an die Vakzinierung weniger Tumoren als in Kontrolltieren. Dieses Verfahren wird derzeit auch in immuntherapeutischen Anwendungen bei Tumorerkrankungen getestet (Stubbs et al., 2001 ; Lu et al., 2004).
Dem Fachmann sind folgende Quellen aus dem Stand der Technik bekannt, in denen eine Hefe-basierte Vakzinierung beschrieben wird:
Eine Reihe von US Patenten, so z.B. 20090304741 , 5830463 und 10738646 und 20070166323 beschreiben die Verwendung von S. cerevisiae die mindestens ein rekombinantes Antigen enthalten, in der Immuntherapie. Es wurde gezeigt, dass diese Hefen wirksam sind, um eine Immunreaktion, insbesondere eine Zellvermittelte Immunreaktion, zu stimulieren.
WO/2006/044923 offenbart Hefe (S. cerevisiae), die verschiedene Proteine des Hepatitis C Virus (HCV) rekombinant exprimiert und die eine Immunreaktion, vor allem eine T-Zell Antwort, gegen diese HCV Proteine auslösen kann und als Vakzin gegen chronische Hepatitis C eingesetzt werden soll.
WO/2007/092792 beschreibt den möglichen Einsatz rekombinanter S. cerevisiae gegen Influenzavirus-Infektionen, wobei eine Kombinationen verschiedener Hefestämme benutzt wird, deren Applikation zu einer T-Zell Induktion, also zu einer zellulären Immunantwort führt.
WO/201 1/032119 betrifft ein Verfahren zur Verbesserung der Wirksamkeit einer Hefe-basierten Immuntherapie in Patienten. Das Verfahren umfasst ein Hefebasiertes Mittel, dass die Produktion oder das Überleben von CD4+ TH17 Zellen moduliert.
In keinem der zugänglichen Patente wird Hefe nachweislich zur Induktion einer protektiven humoralen Immunantwort gegen Infektionskrankeiten oder Tumoren eingesetzt (Thema dieser Anmeldung). Zudem wurden entweder die Hefen Saccharomyces cerevisae oder Pichia pastoris verwendet, nicht aber Kluyveromyces lactis (Thema dieser Anmeldung).
Wie S. cerevisiae, so besitzt auch die "Milchhefe" Kluyveromyces lactis (K. lactis) den GRAS Status (GRAS: generally regarded as safe), d.h. sie ist für die Anwendung in Tier oder Mensch geeignet (van Ooyen et al. 2006). Obwohl morphologisch sehr ähnlich der Bäckerhefe S. cerevisiae haben sich die Entwicklungslinien der beiden Gattungen vor über 100 Millionen Jahren von einem gemeinsamen Vorläufer in unterschiedliche Richtungen entwickelt. K. lactis unterscheidet sich daher in vielen Eigenschaften grundlegend von S. cerevisiae. Einige dieser Unterschiede sind von großer Bedeutung für die Verwendbarkeit in biotechnologischen Anwendungen. Die Evolution von S. cerevisiae brachte die Spezialisierung des Stoffwechsels auf alkoholische Gärung mit sich und damit den Verlust vieler Gene der Vorläufer. Die alkoholische Gärung ist für die meisten Hefen allerdings untypisch. Sie erfolgt in S. cerevisiae bei hohen Glucose-Konzentrationen auch dann, wenn Sauerstoff vorhanden ist und die mitochondriale Atmung eigentlich eine sehr viel effizientere Energieausbeute aus der Zuckerumsetzung zuließe: Die Funktion der Mitochondrien, die "Kraftwerke" der Zelle, wird weitgehend durch "Glucose-Repression" unterdrückt. K. lactis unterscheidet sich in der Regulation der Funktion der Mitochondrien erheblich von S. cerevisiae (Chen and Clark-Walker, 1995, Clark-Walker, 2007). K. lactis gehört im Gegensatz zu S. cerevisiae zu den sogenannten "Crabtree negativen" Hefen. Solche Hefen bilden unter strikt aeroben Bedingungen in der Regel kein Ethanol sondern bauen die Glucose über die mitochondriale Aktivität unter Bildung von ATP vollständig zu CO2 ab. Diese physiologische Eigenschaft ist von fundamentaler Wichtigkeit, da sie zu einer deutlichen Erhöhung der Biomasseausbeute bei Fermentationen im Großmaßstab führt, was eine deutliche Kostensenkung bei der Nutzung dieser Hefen als Produzenten rekombinanter Proteine zur Folge hat. Außerdem haben Studien in K. lactis gezeigt, dass Mutationen im Hexokinase-vermittelten Glukose-Signalweg die Expression heterologer Gene verbessern können (Donnini et al., 2004). Eine reduzierte Glukoserepression, insbesondere von respiratorischen Genen, ist ein Merkmal der "Crabtree negativen" Hefen und könnte mit der empirisch beobachteten besseren Fremdgenexpression in solchen Hefen in Zusammenhang stehen.
K. lactis und S. cerevisiae weisen zudem erhebliche Differenzen in der Komposition der Zellwand-Glukane auf (Backhaus et al., 2011); diese Unterschiede beruhen vermutlich auf unterschiedlichen Glycosyltransferasen im Golgi-Apparat, die an der Maturierung von Glykoproteinen beteiligt sind: So enthalten Glykoproteine in S. cerevisiae vielfach Mannosephosphate, die Glykoproteine in K. lactis vor allem terminale N-Acetylglucosamine (Raschke and Ballou, 1972). Es ist anzunehmen, dass diese Unterschiede zwischen S. cerevisiae und K. lactis bei der Glykosylierung und Sekretion von Proteinen sowie in der Zellwandbiosynthese einen erheblichen Einfluss auf die intrazelluläre Lokalisation, die Faltung sowie Stabilität und somit auch auf die Immunogenität von heterolog exprimierten Fremdproteinen haben (Uccelletti et al., 2004).
WO/2010/054649 beschreibt die Herstellung eines rekombinanten Systems von K. lactis. In den dort angegebenen Anwendungsbeispielen wurden rekombinante Stämme, die vom Stamm VAK367-D4 abgeleitet waren, zur mukosalen oder oralen Vakzinierung gegen verschiedene Antigene eingesetzt. Nachteil der oralen/muksoalen Vakzinierung ist allerdings, dass die Vakzine in großen Mengen eingesetzt werden müssen, um eine protektive Immunisierung zu erreichen. Beschreibung der Abbildungen
Abb. 1 zeigt schematisch die Herstellung des Impfstammes VAK887, der das IBDV VP2 Fremdgen trägt, über homologe Rekombination in den VAK367-D4 Ausgangsstamm. Über Transformation des Plasmids Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10), das das VP2 Gen des IBDV Stammes D78 enthielt, wurde das VP2 Fremdgen über homologe Rekombination in den chromosomalen LAC4 Genort eingesetzt, der durch Insertion des URA3 Gens zerstört war. Bei der Rekombination in das Wirtsgenom wurde das URA3 Gen durch das VP2 Gen ersetzt und das LAC4 Gen wieder hergestellt; rekombinante Hefestämme konnten durch Selektion auf Lactose-Medium ohne Uracil erhalten werden. Nachfolgend wird die Expression von LAC4 (ß- Galaktosidase) über den KIGAL80 Promotor, die Expression des VP2 Gens über den LAC4 Promotor gesteuert.
Abb. 2A zeigt die Expression von IBDV VP2 durch den Stamm VAK887 im Vergleich zum Ursprungsstamm (VAK367) und im Vergleich zu IBDV infizierten Hühnerzellen mittels Western Analyse mit einem VP2-spezifischen Antikörper. Abb. 2B zeigt die Expressionsanalyse von rekombinantem IBDV VP2 bzw. mutiertem IBDV VP2-T2S in verschiedenen VP2 exprimierenden K. lactis Varianten. Die ursprüngliche K. lactis Variante VP2 (VAK887) exprimierte nur moderate Mengen an viralem Protein. Die VP2 Proteinexpression konnte im Stamm K. lactis VP2-T2S (VAK888) gesteigert werden, indem Threonin an Aminosäureposition 2 des VP2 Proteins gegen Serin ausgetauscht wurde. Eine weitere Steigerung konnte erzielt werden durch Erhöhung der KIGAL4 Gendosis (VP2-T2S_GAL4 = VAK890) bzw. durch Verwendung eines Hefe-Codon optimierten synthetischen VP2 Gens (oVP2-T2S = VAK910).
Abb. 3 zeigt, dass die Hitzeinaktivierung der erfindungsgemäßen Hefen bei 90° C für 2 Stunden nicht zu einem Verlust des rekombinanten VP2-T2S Proteins führt (Abb. 3A). Es wurden jeweils gleiche Proteinmengen aus nicht inaktivierter Hefe, inaktivierter Hefe und Hefe aus einem Futterpellet auf einem SDS PAGE aufgetrennt und im Vergleich zu Zelllysaten aus Geflügelzellen, die mit IBDV infiziert oder nicht infiziert waren, in einem Western-Blot mit einem Anti-VP2-Antikörper getestet. Abb3 zeigt weiterhin, dass die Menge an VP2-T2S in der Variante VAK890 ca. 0,7 fg heterologes Protein pro Hefezelle beträgt (Abb. 3B). Hier wurden definierte Mengen von gereinigtem VP2-T2S im Vergleich zu VP2 aus einer definierten Zellzahl im Fermenter gezogener K. lactis (Stamm VAK890) im Western Blot angefärbt und das Ergebnis densitometrisch ausgewertet.
Abb. 4 erläutert die Vakzinierung in Mäusen mit subkutan applizierten, hitzeinaktivierten, kompletten Hefezellen der K. lactis Variante VAK890 im Vergleich zur oralen Vakzinierung mit kompletten Hefezellen der K. lactis Variante VAK890. Abb. 4A zeigt das Immunisierungsschema: Es wurde dreimal subkutan immunisiert, mit je zwei Wochen Pause; zum Vergleich wurde zweimal zwei Wochen lang gefüttert. Zwei Wochen (Pfeil) nach der letzten Hefeapplikation wurden Serumproben aus den behandelten Mäusen in einem IBDV-spezifischen ELISA (Abb. 4B) und in einem IBDV-Neutralisationsassay auf Anwesenheit von Anti-VP2 Antikörper geprüft (Abb. 4C). Abb. 4D fasst zusammen, dass Mäuse, die mit VP2-exprimierender K. lactis (Stamm Kl VP2-T2S_GAL4 (VAK890)) behandelt wurden, höhere Titer an Antikörpern/neutralisierenden Antikörpern aufweisen als Mäuse, die mit K. lactis Wildtyp (Stamm VAK367) behandelt wurden. Zudem wurde gezeigt, dass subkutan applizierte K. lactis (Stamm VAK890) deutlich höhere Titer an Antikörpern/ neutralisierenden Antikörpern aufweisen, als Mäuse, die mit K. lactis (Stamm VAK890) gefüttert wurden. Mäuse, die oral mit K. lactis (Stamm 890) immunisiert wurden, zeigten allerdings auch einen erhöhten Titer an Antikörpern/neutralisierenden Antikörpern im Vergleich zu Mäusen, die mit K. lactis Wildtyp (Stamm VAK367) behandelt wurden.
Abb. 5 zeigt die orale und subkutane Vakzinierung in Hühnern mit hitzeinaktivierten, kompletten Hefezellen der K. lactis Variante VP2-T2S_GAL4 (VAK890). Für die orale Vakzinierung wurde entweder ein kurzes 1/1/1/1/1 Schema (1 Woche füttern, 1 Woche Pause, 1 Woche füttern, usw.) oder ein längeres 2/2/2 Schema angewandt (Abb. 5A). Nach 1 Woche bzw. 2 Wochen Pause nach der Vakzinierung, wurden alle behandelten Tiere mit IBDV (Stamm Edgar) in einer Konzentration von 100 EID50 pro Tier infiziert (Virus challenge; schwarze Balken). Nach oraler Vakzinierung, insbesondere nach Anwendung des verlängerten Behandlungsschemas, konnten in mehreren Tieren erhöhte Titer an Virus-neutralisierenden Antikörpern nachgewiesen werden. Die subkutane Vakzinierung mit rekombinantem K. lactis hingegen erzeugte hohe Titer an Virus-neutralisierenden Antikörpern in allen behandelten Tieren (Abb. 5B, C; IBDV-spezifischer ELISA, IBDV-Neutralisationsassay). Keines der mit rekombinanter K. /acf/'s-Hefe behandelten Tiere starb nach Infektion mit IBDV, unabhängig davon, welches Behandlungsschema angewendet wurde. Im Gegensatz dazu betrug die Sterblichkeitsrate in der Kontrollgruppe 10-35% (Abb. 5C). Die Analyse der Läsionen in den Bursae der behandelten Tiere zeigte, dass etwa 10% der oral behandelten Tiere nach Anwendung des verlängerten Behandlungsschemas keine Anzeichen einer Virusinfektion nach Inokulation mit IBDV aufwiesen: Dabei wurde ein sog.„Läsionen score" verwendet - score 1 , 2 indizieren nicht oder kaum beschädigte Bursae; score 3, 4 indizieren beschädigte und stark beschädigte Bursae. Im Gegensatz dazu zeigten alle Tiere, in denen die rekombinante K. lactis Stamm VAK890 subkutan appliziert wurde, einen vollständigen Impfschutz gegen IBDV (Abb. 5C).
Abb. 6 zeigt schematisch den Aufbau des Vektors Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10).
Beschreibung der Erfindung:
Die Möglichkeit der Anwendung rekombinanter Hefen zur subkutanen Vakzinierung ist dem Fachmann aus dem Stand der Technik bekannt: Stubbs et al., (2001) Nat. Med. 7: 625-629; Stubbs and Wilson (2002) Curr. Opin. Mol. Ther. 4: 35-40; Wansley et al., (2008) Clin. Cancer Res. 14: 4316-4325; US 5,830,463, WO/2006/044923; WO/2007/092792 und WO/201 1/032119. In den Ausführungsbeispielen dieser Publikationen wurde allerdings ausschließlich mit der Hefe Saccharomyces cerevisiae gearbeitet. „Hefe" ist ein Sammelbegriff für einzellig wachsende eukaryotische Mikroorganismen mit z.T. sehr unterschiedlichen Eigenschaften aufgrund divergenter Evolution über hunderte Millionen von Jahren (ca. 100 Mio Jahre für S. cerevisiae und K. lactis). Beim Einsatz von S. cerevisiae und K. lactis zum Zwecke der Vakzinierung in höheren Eukaryoten wie Tier oder Mensch ist daher davon auszugehen, dass sich eine von S. cerevisiae ausgelöste Immunantwort stark von einer von K. lactis ausgelösten Immunantwort unterscheidet. Dies gilt sowohl für die Immunantwort gegen in der Hefe exprimierten Fremdantigene als auch für die Immunantwort gegen hefeeigene Antigene. Bei subkutanen Immunisierungen mit kompletten S. cerevisiae Zellen wurde eine T-Zell Induktion, also eine zelluläre Immunantwort erzeugt. Eine protektive, humorale Immunantwort gegen ein Antigen mit rekombinanter S. cerevisiae auf einfachem Wege (d.h. durch direkte Applikation eines einzelnen Antigen-exprimierenden Stammes) wurde bisher im Stand der Technik nicht belegt.
Ausgehend von dem oben dargestellten Hintergrund stellte sich die Aufgabe, ein Verfahren bereitzustellen, mit dem eine protektive, humorale Immunantwort gegen bestimmte Antigene erzeugt werden kann. Eine weitere Aufgabe bestand darin, ein subunit Markervakzin herzustellen, mit dem es möglich ist, vakzinierte gegenüber natürlich infizierten Individuen zu unterscheiden. Eine weitere Aufgabe bestand darin, ein subunit Markervakzin herzustellen, das zugleich stark adjuvierende Eigenschaften aufweist und damit stark immunogen ist.
Diese Aufgaben wurden gelöst durch Bereitstellung eines Hefe-basierten Expressionssystems, das die gezielte Integration von Fremdgenen in das Hefegenom erlaubt. Rekombinante Hefen, die Fremdgene exprimieren, können mit diesem System schnell (d.h. innerhalb weniger Wochen) hergestellt werden. Die Hefen können im Fermenter in großen Quantitäten (z.B. Kilogramm (kg) Bereich) kostengünstig vermehrt werden. Durch regulierte Expression und Fermentation im Fed-Batch Verfahren können auch zytotoxische Antigene in diesem Hefesystem exprimiert werden. Nach Expression des Fremdgens wird die Hefe hitzeinaktiviert und kann dann als Pulver ungekühlt gelagert und transportiert werden. Das Hefepulver kann direkt, d.h. ohne weitere Fraktionierung, entweder als Emulsion oder als Pellet (siehe Ausführungsbeispiele) als subunit Markervakzin eingesetzt werden. Die Antigen-Formulierung und der für die effektive, d.h. protektive Immunisierung notwendige Adjuvanzeffekt werden durch zwei Faktoren gewährleistet: (i) durch die Möglichkeit der gezielten gentechnischen Modifikation des exprimierten Fremdproteins, (ii) durch die Expression des Fremdproteins in der Hefe und die direkte Anwendung der Hefe in oraler oder subkutaner Form; die Hefe selbst hat einen starken Adjuvanzeffekt. Bevorzugt ist die subkutane Applikation. Es wurde ein rekombinanter Hefestamm hergestellt; dieser exprimiert ein spezifisches Virusantigen und kann in dem erfindungsgemäßen Verfahren zur subkutanten Vakzinierung verwendet werden. Es wurde eine vollständige präventive Protektion gegen eine Infektion durch das betreffende Virus erreicht. Dabei wurden nur sehr geringe Mengen an Hefe (z.B. im Milligramm (mg) Bereich bei subkutaner Anwendung in Geflügel) eingesetzt werden. Es war nur eine 2-3 malige Anwendung notwendig, um diese Protektion zu erreichen. Das erfindungsgemäße Verfahren ist sowohl für die Anwendung im humanmedizinischen als auch veterinärmedizinischen Bereich geeignet. Bevorzugt ist die Anwendung des erfindungsgemäßen Verfahrens im veterinärmedizinischen Bereich.
Das erfindungsgemäße Verfahren wird mit Hefen durchgeführt. Geeignete Hefen sind z. B. Hefen der Gattungen Saccharomyces spec,, Pichia spec. und Kluyveroymces spec. In einer bevorzugten Ausführungsform wird das erfindungsgemäße Verfahren mit Hefen der Gattung Saccharomyces spec. und Kluyveroymces spec. durchgeführt. Besonders bevorzugt ist dabei die Verwendung von Saccharomyces cerevisiae und Kluyveromyces lactis (K. lactis).
In der am meisten bevorzugten Ausführungsform wird das erfindungsgemäße Verfahren mit der Hefe Kluyveromyces lactis durchgeführt.
Die Hefe K lactis gehört zu den sogenannten„food grade" Hefen, die den GRAS Status (GRAS: generally regarded as safe) haben. Wie die Bäckerhefe, die als Nahrungsmittelzusatz über Jahrtausende erprobt und bewährt ist, gilt auch die in Molkereiprodukten häufig vertretene Hefe K lactis für die Lebensmittelindustrie als unbedenklich.
Neben der unter„Stand der Technik" erläuterten Möglichkeit zur Fermentation weist die Hefe K. lactis gegenüber S. cerevisae zahlreiche Vorteile im Hinblick auf die Expression heterologer Gene auf. K lactis gehört zu den sogenannten „petite negative" Hefen, das heißt, der Verlust der mitochondrialen DNA ist letal (aufgrund des Zusammenbruchs des mitochondrialen Membranpotentials (Chen et al., 1995; Clark-Walker, 2007)). Die Mitochondrienfunktion ist eng gekoppelt an Ca2+- abhängige Signalvermittlung, die Produktion von reaktiven Sauerstoffverbindungen, die Stressantwort der Zelle, die Proteinglykosylierung und die Zellwandintegrität. Dadurch beeinflusst die Mitochondrienfunktion entscheidend die Produktion von rekombinanten Glycoproteinen und die Zusammensetzung der Zellwand.
Bei Hefen und Säugern sind die ersten Schritte der N-Glycosylierung von Proteinen, die im Endoplasmatischen Retikulum stattfindet, gleich. Allerdings weichen die im Golgi Apparat stattfindenden Schritte voneinander ab. Die im Golgi Apparat vorhandenen Glycoslytransferasen sind in den unterschiedlichen Hefespezies verschieden. Dadurch kommt es zu Unterschieden in der Zusammensetzung der Glycoproteine in der Zellwand. In K. lactis weisen die Glycoproteine terminale N- Acetylglucosamine auf, im Gegensatz zu Mannosephosphat bei S. cerevisiae. (Raschke und Ballou, 1972). Dies könnte bei Vakzinierungen erhebliche Auswirkungen auf die Stimulierung des Immunsystems durch die jeweilige Hefespezies haben.
Die verbesserte Sekretion rekombinanter Proteine in K. lactis Mutanten mit veränderter a1 ,6-Mannosyltransferase (KIOCH1) verdeutlicht die Verbindung zwischen Proteinglycosylierung/Sekretion und Zellwandbiosynthese (Uccelletti et al., 2004). Veränderungen in der Proteinglycosylierung beeinflussen außerdem die intrazelluläre Lokalisation rekombinanter Proteine, die auf dem Weg zur Sekretion aufgrund fehlerhafter Faltung zurückgehalten werden.
K. lactis ist eine der wenigen Hefearten, die Laktose als Kohlenstoff- und Energiequelle verwerten können. Laktose ist ein billiger Zucker, der als Bestandteil der Molke in hohen Mengen (z.B. als Beiprodukt im der Molkereiwirtschaft) anfällt. K. lactis kann mit Laktose ähnliche Wachstumsraten wie mit Glukose erreichen. Die Regulation der am Laktose-Stoffwechsel beteiligten Gene wurde intensiv untersucht. Der starke ß-Galaktosidasepromoter {LAC4) kann zur Regulierung der Expression heterologer Gene und Produktion rekombinanter Proteine benutzt werden, (van Ooyen et al., 2006, Breunig et al., 2000). Aufgrund der verminderten Glukoserepression kann die heterologe Expression von Genen in K. lactis Kulturen, die in Glukose-haltigem Medium kultiviert wurden, schnell und effizient durch die Zugabe von Laktose induziert werden.
Erfindungsgemäß wurde über gentechnische Verfahren ein K. lactis Stamm, vorzugsweise VAK367-D4 und Varianten dieses Stammes, generiert, der die gezielte Integration von Fremdgenen am LAC4 Locus des Hefegenoms erlaubt (Abb. 1). Diese Integration erfordert nur einen Schritt über ein entsprechend konstruiertes Plasmid; eine Selektion von rekombinanten Stämmen ist ohne die Verwendung von Antibiotika-Resistenzgenen möglich, und die Fremdgenexpression in den rekombinanten Stämmen kann über den LAC4 Promoter durch die Zugabe von Laktose in das Medium induziert werden. K. lactis Zellen mit integrierten Fremdgenen können über diese Methode in wenigen Wochen generiert und charakterisiert werden. Beide Aspekte dieses Systems sind von großer Wichtigkeit: Zum einen ist so die reproduzierbare Anzucht von Hefezellen möglich, die jeweils definierte Mengen eines Fremdproteins enthalten (Abb. 2, 3). Zum anderen können bei der Anwendung zur Vakzinierung gegen plastische (leicht veränderbare) Antigene (wie beispielsweise das Influenzaantigen Hämagglutinin) in kurzer Zeit neue Hefestämme generiert werden, beispielsweise bei Auftreten neuer, potenziell pandemischer Influenzavirusstämme. Dabei ist die Wahrscheinlichkeit hoch, dass die neu generierten rekombinanten K. lactis Stämme ähnliche Eigenschaften wie die erprobten Stämme (z.B. in Bezug auf ihr Wachstumsverhalten im Fermenter) aufweisen. Durch die zusätzliche Integration von Genen des KIGaW Transaktivators in das Hefegenom kann zudem die Expressionsrate des Fremdgens signifikant gesteigert werden (Kuger et al., 1990).
In einer weiteren Ausführungsform wird das erfindungsgemäße Verfahren mit einem speziellen K. lactis Stamm, VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon, durchgeführt. Es wurde eine Serie (VAK) auf dem K. lactis Stamm VAK367-D4 aufbauender rekombinanter Varianten generiert. Generell exprimieren diese Varianten induzierbar signifikante Mengen eines Fremdproteins, oder Domänen dieses Fremdproteins, oder Domänen dieses Fremdproteins fusioniert mit artfremden Proteindomänen. Die dabei verwandten artfremden Proteindomänen dienen der gezielten Stimulation der Immunantwort (Adjuvanz) bzw. der gezielten Kompartimentierung des exprimierten Fremdproteins in der Hefezelle. Neben Adjuvanzeffekten ist die Kompartimentierung des exprimierten Fremdproteins wichtig für die Optimierung der Expression bzw. die Formulierung des Expressionsproduktes.
In einer weiteren Ausführungsform wird das erfindungsgemäße Verfahren durchgeführt mit VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon in der Verwendung als subunit Markervakzin. Die Verwendung rekombinanter K. lactis, die nur definierte Proteinantigene (Fremdproteine) exprimieren, als Vakzin erlaubt in einer Differenzialdiagnose die Diskriminierung vakzinierter gegenüber natürlich infizierten Individuen. Einer dieser rekombinanten K. lactis Stämme (siehe Ausführungsbeispiele) wurde erfolgreich zur oralen und subkutanten Impfung eingesetzt. Bei der subkutanen Anwendung wurde eine vollständige Protektion der Impflinge erhalten. Als„Fremdproteine" im Sinne dieser Erfindung sind alle Peptide, Polypeptide und Proteine gemeint, die geeignet sind, eine protektive Immunantwort, bevorzugt eine protektive humorale Immunantwort, im Menschen oder in einem Tier gegen ein Pathogen oder kanzerogen entartete Zellen zu erzeugen. Fremdproteine können von Krankheitserregern oder Tumoren jeglicher Art stammen, für die Antigene charakterisiert wurden, die allein in der Lage sind, eine protektive Immunantwort, vorzugsweise eine protektive humorale Immunantwort, zu induzieren. In einer bevorzugten Ausführungsform stammen die Fremdproteine von Krankheitserregern (Viren, Bakterien, Parasiten), für die Antigene charakterisiert wurden, die allein in der Lage sind, eine protektive Immunantwort, vorzugsweise eine protektive humorale Immunantwort zu induzieren.
Dies sind zum Beispiel:
Fremdproteine, die von Parasiten stammen
Necator americanus; Ancylostoma duodenale: ASP Protein, Haemoglobin- abbauende Proteasen
Leishmania: gp63, 46 kD Promastigot- Antigen, LACK
Plasmodium: CSP protein, CSA-1 , CSA-3, EXP1 , SSP2, STARP, SALSA, MSP1 , MSP2, MSP3, AMA-1 , GLURP, Pfs25, Pfs 28, Pvs25, Pvs 28, Pfs 48/45, Pfs 230 Schistosoma: TP1 , Sm23, ShGSTs 26 und 28, Paramyosin, Parasiten-Myosin, Sm14
Fremdproteine, die von Bakterien stammen
Mycobakterium tuberculosis: Ag85A, Hsp65, R8307, 19 kD, 45 kD, 10.4
Heliobacter ylori: VacA, LagA, NAP, hsp, Urease, Katalase
Group A Strepptococcus: M, SCPA Peptidase, Exotoxine SPEA und SPEC, Fibronectin binding protein
Strepptococcus pneumonia: PspA, Psa A, BHV 3, BHV 4
Salmonella typhimurium: Vi Antigen
Shigella: LPS
Vibrio Cholera: CTB
Escherichia coli ETEC: LT, LT-ST, CTB
Yersinia pestis: F1 , V
Fremdproteine, die von Tumorzellen/Tumoren stammen (Tumor-assoziierte
Antigene. TAA)
CEA
5T4
MUC1
MART1
HER-2 Insbesondere bevorzugt sind Fremdproteine, die von Viren stammen.
Caliciviridae (Norwalk, HEV): NV 60 kD; HEV ORF2
Reoviridae (Rota): VP7, VP4
Retroviridae (HIV): Gag, Pol, Nef, Env, gp160, gp120, gp140, gp41
Flaviviridae (genus Flavivirus: WNV, Dengue, YF, TBE, JEV): preM-Env, NS3, NS4,
NS5
Flaviviridae (genus Pestivirus BVDV, CSFV, BDV. Genus Hepacivirus HCV): E1 , E2, ERNS (Pesti), C, NS3, NS4, NS5
Hepadnaviridae (HBV): HBS Antigen
Paramyxoviridae (ParamyxovirinaePN-l , PIV-2, Mumps.Sendai, PIV-2, PIV-4, Morbilli ): M, HN, N, F
Paramyxoviridae {Pneumovirinae: RSV): F, G, SH, M
Rhabdoviridae (Rabies): G
Herpesviridae (EBV, HSV2): gp350/220 (EBV), gB2, gD2 (HSV)
Coronaviridae (SARS): CoV, N, M, S
Orthomyxoviridae (Influenza A, B): HA, NA, M1 , M2, NP
Papillomaviridae: L2, E6, E7
In der am meisten bevorzugten Ausführungsform der Erfindung stammen die Fremdproteine von Vertretern der Familie Birnaviridae, wie z. B. dem IBD-Virus, und sind in der Lage, eine protektive Immunantwort, vorzugsweise eine protektive humorale Immunantwort zu induzieren.
In einer bevorzugten Ausführungsform der Erfindung wurde eine K. lactis VAK367-D4 Variante VP2 (VAK887) erzeugt, die als Fremdprotein das Capsid-formierende VP2- Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV Stamm D78) exprimiert (SEQ ID NR.: 1 und 2). Besonders bevorzugt ist eine K. lactis VAK367-D4 Variante VP2-T2S (VAK888), bei der das VP2 Protein an Aminosäureposition 2 mutiert war (Austausch Threonin gegen Serin; Jagadish et al. (1991)) und die die Nukleotid- bzw. Aminsosäursequenz gemäß SEQ ID NR.: 3 und 4 aufweist.
In einer besonders bevorzugten Ausführungsform der Erfindung wurde eine optimierte K. lactis VAK367-D4 Variante, VP2T2S_GAL4, erzeugt, bei der das VP2 Protein an Aminosäureposition 2 mutiert war (SEQ ID NR.: 3 und 4) und die zusätzlich mindestens zwei KIGAL4 Gene enthielt (VAK890). Besonders bevorzugt ist eine K. lactis VAK367-D4 Variante, OVP2-T2S, in der das mutierte VP2-Antigen durch die Hefe Codon-optimierte Nucleotidsäuresequenz mit der SEQ ID NR.: 5 codiert wird bzw. in der das rekombinant exprimierte mutierte VP2 Antigen die Aminosäursequenz gemäß SEQ ID NR.: 6 aufweist. Die optimierte K. lactis oVP2- T2S_ GAL4 Variante (VAK91 1) weist folgende Vorteile auf:
- Durch die Mutation wurde das Fremdprotein zusätzlich stabilisiert.
- Durch die Überexpression des Trans-Aktivators und/oder durch Codon- Optimierung der Sequenz konnte eine deutliche Steigerung der VP2 Expression erreicht werden (Abb. 2).
- Die Integration zusätzlicher KIGAL4 Gene korrelierte auch mit einer höheren Wachstumsrate dieser K. lactis Variante.
- Diese K. lactis Variante weist eine besonders hohe Reproduzierbarkeit in der Hochzelldichtefermentation und der Menge an exprimiertem VP2 Protein auf (Abb. 3).
Die erfindungsgemäß erzeugte K. lactis VP2-T2S_GAL4 Variante, die als Fremdprotein das mutierte VP2-Antigen des IBDV rekombinant exprimiert sowie weitere Kopien des KIGAL4 Transaktivatorgens enthält (VAK890), wurde am 29. November 2011 bei der Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Deutschland, entsprechend dem Budapester Vertrag unter der Nummer DSM 25405 hinterlegt.
Die erfindungsgemäß erzeugte K. lactis OVP2-T2S Variante, die als Fremdprotein das mutierte und Codon-optimierte VP2-Antigen des IBDV rekombinant exprimiert (VAK910), wurde am 29. November 2011 bei der Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Deutschland, entsprechend dem Budapester Vertrag unter der Nummer DSM 25406 hinterlegt.
Die erfindungsgemäß erzeugte K. lactis OVP2-T2S Variante, die als Fremdprotein das mutierte und Codon-optimierte VP2-Antigen des IBDV rekombinant exprimiert sowie weitere Kopien des KIGAL4 Transaktivorgens enthält (VAK911), wurde am 29. November 2011 bei der Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, DSMZ, Inhoffenstrasse 7B, 38124 Braunschweig, Deutschland, entsprechend dem Budapester Vertrag unter der Nummer DSM 25407 hinterlegt Eine weitere Ausführungsform betrifft die Verwendung der erfindungsgemäßen rekombinanten Hefen in einem Verfahren zur Erzeugung einer protektiven Immunisierung, insbesondere einer protektiven humoralen Immunisierung.
Ein solches Verfahren umfasst folgende Schritte:
a) Anzucht und Vermehrung der erfindungsgemäßen rekombinanten Hefen, b) Ernte und Inaktivierung der Hefen,
c) Applikation der rekombinanten Hefen gemäß einem festzulegenden Immunisierungsschema,
d) Titerbestimmung der gebildeten Antikörper und/oder
e) Nachweis der Immunisierung.
Die Anzucht und Vermehrung der erfindungsgemäßen rekombinanten Hefen kann mit jedem konventionell verfügbaren Verfahren erfolgen. Besonders bevorzugt sind dabei Verfahren, die kostengünstig zu hohen Zellausbeuten führen. Dazu gehören Fermentationsverfahren, insbesondere Verfahren der Hochzelldichtefermentation. Als besonders vorteilhaft hat sich die Durchführung der Fermentation unter Anwendung eines fed-batch Fermentationsprotokolls erwiesen.
In einer bevorzugten Ausführungsform wird die protektive, humorale Immunisierung dadurch erreicht, dass die rekombinanten Hefen oral/mukosal oder subkutan appliziert werden. In einer besonders bevorzugten Ausführungsform der Erfindung werden die rekombinanten Hefen subkutan appliziert. Insbesondere bevorzugt in dem erfindungsgemäßen Verfahren ist die Verwendung von K. lactis, speziell der gentechnisch veränderten Varianten VAK367-D4 und der hiervon abgeleiteten Variante VAK890 und Varianten hiervon für die subkutane Applikation.
Die rekombinanten Hefezellen sollten in dem erfindungsgemäßen Verfahren inaktiviert/abgetötet eingesetzt werden. Dazu werden die Hefe nach der Anzucht und Expression der Fremdgene getrocknet und anschließend inaktiviert. Die Inaktivierung kann mit jedem konventionell verfügbaren Verfahren durchgeführt werden. Besonders geeignet zur Anwendung in dem erfindungsgemäßen Verfahren ist die Hitzeinaktivierung (z.B. Hitzeinaktivierung für 2 Stunden bei 90°C).
Für die orale/mukosale Vakzinierung kann beispielsweise ein kurzes 1/1/1/1 Immunisierungsschema (1 Woche füttern, 1 Woche Pause, 1 Woche füttern, usw.) oder ein längeres 2/2/2 Schema (2 Wochen füttern, 2 Wochen Pause, 2 Wochen füttern, usw.) angewandt werden. Für die subkutane Vakzinierung kann beispielsweise eine zweifache oder dreifache Anwendung im Abstand von je zwei Wochen verwendet werden (Abb. 4 und 5)
Zum Nachweis der erfolgten Immunisierung stehen alle konventionellen Methoden zur Verfügung. In einer Ausführungsform der Erfindung wird zum Nachweis der Immunisierung der Titer an Virus-neutralisierenden Antikörpern getestet. Dazu können zum Beispiel spezifische ELISA-Tests oder Neutralisationsassays durchgeführt werden. Im Neutralisationsassay wird eine definierte Anzahl an IBD- Viren mit einer definierten Menge Serum eines immunisierten Tieres oder eines Kontrolltieres versetzt. Nachfolgend wird auf eine Inhibition der Infektion (Neutralisation) durch die derart behandelten Viren in Zellkultur getestet. Ob eine Immunisierung erfolgreich war, kann auch in einem„challenge" Experiment, z.B. in einem „Viruschallenge" Experiment geprüft werden. Dazu wird den behandelten Tieren eine Dosis eines pathogenen Mikroorganismus oder Virus verabreicht, die normalerweise bei nicht immunisierten Tieren zur Erkrankung führen würde. Erfolgt nach einem solchen challenge keine Erkrankung der Tiere, ist der Nachweis für die erfolgreiche Immunisierung erbracht (Abb. 5). Schließlich kann der Nachweis der Immunisierung auch durch Immunhistochemie erbracht werden. Dabei werden nach dem challenge die Zielorgane des Pathogens auf Infektion oder Läsion hin untersucht (Abb. 5).
Erfindungsgemäß wurde gezeigt, dass rekombinante K. lactis Varianten, die jeweils von VAK367-D4 abgeleitet wurden, erfolgreich zur Vakzinierung durch subkutane Applikation eingesetzt werden konnten. Die in den Ausführungsbeispielen ausgeführte Stamm-Variante VAK890 exprimiert das VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV; Stamm D78). Beim VP2 des IBDV handelt es sich um ein virales Capsid-formierendes Protein. Für VP2 ist bekannt, dass das Auslösen einer humoralen Immunantwort gegen dieses Antigen hinreichend ist, um einen infizierten Organismus präventiv vor einer nachfolgenden Infektion durch das betreffende Virus (IBDV) zu schützen. Das Auslösen einer wirksamen humoralen Immunantwort konnte einerseits über die Quantifizierung Virus-neutralisierender Antikörper indiziert werden. Andererseits wurde der Nachweis einer protektiven Immunantwort über ein „Virus-cfra/tenge-Experiment" und eine Immunhistochemie nach dem Vuus-challenge geführt. Erfindungsgemäß konnte so rekombinante K. lactis, bzw. rekombinante K. lactis, ausgehend vom Stamm VAK367-D4, in subkutanen Anwendungen als effektiv wirksames, d.h. zu 90-100% protektives Vakzin (90-100% entspricht„Gold-Standard" bei der Vakzinierung) etabliert werden (Abb. 4 und 5). Die rekombinante K. lactis, bzw. rekombinante K. lactis, ausgehend vom Stamm VAK367-D4, wurde somit als „subun/T'-Markervakzin gegen Infektionserreger wie z.B. Viren etabliert. Das heißt, als Antigen wurde eine einzelne, immunogene Proteinuntereinheit eines Virus verwendet. Der Einsatz als „subunif Markervakzin impliziert, dass dessen Verwendung die Unterscheidung vakzinierter von nicht-vakzinierten, infizierten Organismen ermöglicht. Dies ist z.B. möglich über die Verwendung einer differenziellen Diagnosemethode, die sowohl Antikörper gegen das zur Vakzinierung verwendete Antigen, als auch Antikörper gegen ein weiteres Antigen des Infektionserregers nachweist. Durch die Immunisierung mit dem rekombinanten . lactis Stamm VAK890 (DSM 25405), ausgehend vom Stamm VAK367-D4, konnten hohe Antikörpertiter gegen das entsprechende Virusantigen erzeugt werden. Für diese Antikörper konnte gezeigt werden, dass sie virusneutraliserend sind. Bereits über diese Eigenschaft und den gemessenen hohen Titer kann empirisch ableitet werden, dass diese humorale Immunantwort ausreicht, um einen Organismus vor einer nachfolgenden Infektion mit dem betreffenden Virus zu schützen. Der finale Beweis konnte für das IBDV erbracht werden. Der hohe Titer erzeugter virusneutralsierender Antikörper korrelierte im Huhnmodell mit einer vollständigen Protektion der vakzinierten Tiere gegen eine nachfolgende Virusinfektion (Abb. 5). Die Verwendung von K. lactis, speziell einer gentechnisch veränderten Variante, VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon, wie zum Beispiel K. lactis VP2-T2S_GAL4 (VAK890), hat folgende, wesentliche Vorteile gegenüber herkömmlichen Verfahren:
1. Für die Verwendung zur Fremdgenexpression hat K. lactis gegenüber S. cerevisiae wesentliche, grundsätzliche Vorteile, die in der über Jahrmillionen von S. cerevisae divergierenden Physiologie von K. lactis begründet sind.
2. Die Expression des Fremdgens erfolgt nicht über Plasmidvektoren, sondern nach gezielter und stabiler Integration des Fremdgens in einen definierten Genort des K. lactis Genoms. Dies erlaubt eine hohe Reproduzierbarkeit der Proteinexpression unter nicht-selektiven Bedingungen. Dieser Aspekt ist wesentl/ch für die reproduzierbare Erzeugung des Impfstoffs durch Kultivierung des Hefestammes im Fermenter. Das Prinzip des Stammes VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon ist bereits für eine orale Vakzinierung beschrieben worden (WO 20101054649 A2). In der vorliegenden Erfindung wird nun gezeigt, dass der Stamm VAK367-D4 und seine Abkömmlinge, insbesondere K. lactis VP2-T2S_GAL4 (VAK890) und oVP2-T2S_GAL4 (VAK911 ) bei subkutaner Vakzinierung unter Einsatz wesentlich geringerer Hefemengen zur effektiven Protektion bei Virusinfektionen führt.
Die Genexpression ist induzierbar und kann über Erhöhung der Konzentration des Transkriptionsaktivators Gal4 und/oder durch Codon-Optimierung der Nukleotidsequenz des Fremdgens in Anpassung an den Hefewirt weiter gesteigert werden. Die Etablierung eines Fed-Batch Fermentationsprotokolls erlaubt die effiziente Produktion auch cytotoxischer Antigene.
Die Integration des Fremdgens in VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon ist eine„Ein-Schritt-Prozedur". D.h. in ca. 3 Wochen können neue rekombinante Stämme erzeugt und charakterisiert werden; dies ist für die schnelle Entwicklung effizienter Impfstoffe gegen veränderte Virusvarianten besonders wichtig.
Durch subkutane Verabreichung rekombinanter Hefe des Typs K. lactis, speziell rekombinanter Hefe des Stammes VAK367-D4 und Abkömmlingen hiervon, konnte sowohl in der Maus, als auch im Huhn eine protektive Immunantwort erzeugt werden. Die Prozedur ist denkbar einfach: Eine definierte Quantität inaktivierter (Hitze-abgetöteter) Hefezellen werden dem Impfling in einem 2-3 maligen Verfahren unter die Haut gespritzt. Zwei Wochen nach der letzten Anwendung wird das Serum des Impflings auf die Präsenz und Funktionalität antigen-spezifischer Antikörper hin untersucht. Durch Virusneutralisationstests konnte nachgewiesen werden, dass diese Immunantwort vorwiegend, wenn nicht ausschließlich auf der Erzeugung neutralisierender Antikörper beruhte (protektive humorale Immunantwort). Damit unterscheidet sich die durch K. lactis in der subkutanen Anwendung induzierbare Immunantwort grundlegend von der durch S. cerevisiae induzierbaren Immunantwort, die vor allem eine T-Zell Antwort induziert. Die Möglichkeiten einer subkutanen Anwendung von K. lactis sind daher grundsätzlich andere als die Möglichkeiten einer subkutanen Anwendung von S. cerevisiae: während K. lactis als subunit Vakzin bei Antigenen zur Anwendung kommen kann, die eine protektive humorale Immunantwort erzeugen können (z.B. virale Antigene wie das VP2 Antigen des Virus der infektiösen Bursitis, IBDV oder Hämagglutinin HA Antigen des Influenzavirus), so kann S. cerevisiae als subunit Vakzin bei Antigenen zur Anwendung kommen, die eine protektive zelluläre Immunantwort erzeugen können (wie z.B. beim NS3 Protein des Hepatitis C Virus oder Tumorantigenen wie dem Her-2). Zurückzuführen sind diese Unterschiede in der Form der induzierten Immunantwort vermutlich auf die stark unterschiedlichen Eigenschaften der S. cervisiae und K. lactis Zellen, die oben ausgeführt wurden
Zusammengefasst leistet die vorliegende Erfindung einen umfangreichen Beitrag zum Stand der Technik und stellt zahlreiche vorteilhafte Ausführungsformen gegenüber dem Stand der Technik bereit:
• Den Erfindern ist es gelungen, subunit Markervakzine herzustellen, mit denen es möglich ist, vakzinierte gegenüber natürlich infizierten Individuen zu unterscheiden.
• Weiterhin können subunit Markervakzine hergestellt werden, die zugleich stark adjuvierende Eigenschaften aufweisen und damit stark immunogen sind.
• Die erfindungsgemäßen subunit Markervakzine können mehrfach angewandt werden.
• Die erfindungsgemäßen subunit Markervakzine erzeugen eine systemische protektive Immunantwort und immunologisches memory 'vm Impfling.
• Mit der vorliegenden Erfindung ist es auch möglich, Vakzine gegen cytotoxische Antigene herzustellen.
• Das erfindungsgemäße Verfahren erlaubt die möglichst schnelle Erzeugung neuer Vakzinvarianten.
• Die Vakzinierungsverfahren sind insbesondere sehr kostengünstig.
• Für die Herstellung der erfindungsgemäßen Vakzine sind keine Versuchstiere oder die Verwendung animaler oder humaner Zellen in Kultur notwendig.
• Die erfindungsgemäßen Vakzine sind nicht temperaturempfindlich, sie können ohne Kühlung transportiert und gelagert werden.
• In dem erfindungsgemäßen Verfahren werden keine lebenden rekombinanten Zellen oder Organismen verwendet.
• Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren ist es möglich, sowohl die Quantitäten an verwendetem Vakzin, als auch die Anzahl an Anwendungen, die für das Erzielen einer protektiven Immunisierung notwendig sind, auf ein minimales Niveau zu beschränken. Ausführungsbeispiele
1. Erzeugung des K. lactis Stammes VAK367-D4 (metA ura3-5 lac4::ScURA3).
Der Ausgangsstamm VAK367 zur heterologen Expression von Fremdproteinen hat folgende Eigenschaften: Er erlaubt die Kultivierung zu hoher Zelldichte, ohne dass dabei intrazelluläre Proteine nachweisbar freigesetzt werden. Diesbezüglich unterscheidet sich dieser Stamm von vielen nahe verwandten K. lactis Stämmen. Der Stamm VAK367 wurde durch zwei Mutagenese-Runden von dem Stamm CBS 2359 (Centraalbureau voor Schimmelcultures http://www.fungalbiodiversitycentre.com) abgeleitet und ist auxotroph für die Aminosäure Methionin und die Nucleobase Uracil. Vom Stamm VAK367 wurde mit gentechnischen Methoden der Stamm VAK367-D4 (hinterlegt am 18.11.2009 bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (DSMZ) in Braunschweig unter der Hinterlegungsnummer DSM 23097) abgeleitet, in dem mit Hilfe des Plasmids pD4-2 die Sequenz von +358 bis +1181 des LAC4 Gens durch das ScURA3 Gen ersetzt wurde. Der Stamm VAK367-D4 erlaubt nun die Integration von Fremdgenen am LAC4 Locus ohne zusätzliche Marker, indem auf Lactose-Wachstum selektiert wird. Dabei wird bei Benutzung eines geeigneten Integrationsvektors, wie z.B. Klp3-MCS (Abb. 6) durch homologe Rekombination die Disruptionskassette so ersetzt, dass unter Verlust des ScilRA3 Markers ein intaktes LAC4 Gen rekonstituiert wird. (Abb. 1 )
2. Erzeugung eines Integrationsvektors, der die induzierbare Expression von Fremdgenen erlaubt.
Vektor: Klp3-MCS
Vektor: Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10)
Bei dem Vektor Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10) (Abb. 6) handelt es sich um einen E. coli Vektor, basierend auf YRp7, der in Hefen nicht autonom replizieren kann, da die ARS1 Sequenz deletiert wurde. Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10) enthält den lactis LAC4 Promotor und Sequenzen, die die Integration am LAC4 Locus durch homologe Rekombination ermöglichen.
Zwischen LAC4 Promotor und Transkriptionsstart wurde ein DNA Abschnitt inseriert, der den TEF1 Terminator und den KIGAL80 Promotor enthält. Dadurch kann der LAC4 Leserahmen nach Rekonstitution über homologe Rekombination unter der Kontrolle des KIGAL80 Promotors exprimiert werden. Der KIGAL80 Promotor wird über den Transkriptionsfaktor KIGal4 mit dem LAC4 Promotor ko-reguliert (Zenke et al. 1993). Diese Konstruktion ermöglicht es, über Messung der LAC4 codierten ß- Galactosidase, die Induktion der Fremdgenexpression zu verfolgen. Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10) erlaubt die Insertion des Fremdgens zwischen LAC4 Promotor und TEF1 Terminator über eine der unikalen Schnittstellen in der multiple cloning site (MCS) (Abb. 6). Zur Integration wird das resultierende Plasmid mit geeigneten Restriktionsenzymen verdaut, sodass die Expressionskassette von den E. coli Vektorsequenzen getrennt wird. Nach Transformation in K. lactis VAK367-D4 wird die Expressionskassette chromosomal integriert; die resultierenden Stämme enthalten keine bakteriellen Sequenzen.
3: K. lactis Variante, die das VP2-Antigen des Virus der infektiösen Bursitis (IBDV Variante D78) exprimiert.
Herstellung des rekombinanten Hefestammes
Die cDNA, die für IBDV D78 VP2 kodiert, wurde aus dem Plasmid pD78A (Icard et al., 2008) mit Hilfe der folgenden Oligonukleotide amplifiziert:
IBDV_Ascl_fwd (S'-GGCGCGCCGATGACAAACCTGCAAGATC-S') (SEQ ID NR.: 7), enthaltend eine Asel Restriktionschnittstelle, und
VP2_Notl_rev (5'-ATAAGAATGCGGCCGCTCACACAGCTATCCTCCTTATG-3') (SEQ ID NR.: 8) enthaltend eine Notl Restriktionsschnittstelle.
Für die Generierung von VP2-T2S wurde folgendes Oligonukleotidpaar verwendet: IBDV_S:T_Ascl_fwd (δ'-ΟΟΟΟΟΟΟΟΟΑΤΟΤΟΤΑΑΟΟΤΟΟΑΑΟΑΤΟΑΑΑΟΟΟΑ^) (SEQ ID NR.: 9) , und VP2_Notl_rev (s.o.).
Die so amplifizierten DNA Fragmente wurden nach Überprüfung und Bestätigung der Nukleotidsequenzen über die Asel und Notl Schnittstellen in den Vektor Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10) (Abb. 6) kloniert. Danach erfolgte die Integration in das Genom (Abb. 1). Im Einzelnen wurde das Integrationsplasmid mit dem Restriktionsenzym EcoRI verdaut und die verdauten Fragmente in kompetente VAK367-D4 Zellen transformiert. Die transformierten Zellen wurden auf YEPD Medium plattiert und über Nacht bei 30°C inkubiert. Für das Auffinden von positiven Kolonien wurde die Transformationsplatte auf SM Medium, das Laktose als Kohlenstoffquelle enthielt, dupliziert und für 2 Tage bei 30°C inkubiert. Die bei diesem Verfahren identifizierten positiven Klone wurden weiter untersucht.
Die genomische Integration von zusätzlichen KIGAL4 Genkopien wurde nach einer konventionellen Methode durchgeführt (Kuger et al. (1990). Die Codon-Optimierung folgte einem Saccharomyces cerevisiae Algorithmus (mr.gene.com, Raab et al., 2010). Die Codon-optimierten DNA Fragmente wurden direkt synthetisiert. Bei der Synthese wurden die 5' Asel und 3' Notl Restriktionsschnittstellen bereits eingebaut (mr.gene.com, Regensburg, Deutschland). Anschließend erfolgte die Klonierung in den Vektor Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10).
Western Blot Analyse.
Zellpellets wurden in B60 Puffer (50 mM HEPES-KOH pH 7.3; 60 mM Kaliumacetat; 5 mM Magnesiumacetat; 0,1 % Triton X100; 10 % Glycerol; 1 mM Natriumfluorid; 20 mM Glycerolphosphat; 10 mM MgCI2; 1 mM DTT; Protease Komplettinhibitor (Roche)) resuspendiert und durch kräftiges Mixen mit Glasperlen aufgeschlossen. Der Extrakt wurde zentrifugiert (14000 U/min, 20 min bei 4°C) und die Proteinkonzentration bestimmt. 40 Mg des Proteinextraktes wurden mittels SDS- PAGE in einem 12% Gel getrennt. Danach wurden die Proteine auf eine Membran übertragen. Die Western Blot Analysen wurden mit einem α-IBDV Antiserum aus Kaninchen (1 :15,000; Granzow et al., 1997) und einem Ziegen-a-Kaninchen HRP- gekoppelten Antikörper (1 :3000, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) unter Nutzung konventioneller Methoden durchgeführt.
Northern Blot Analyse.
Für die vollständige Extraktion der RNA wurden 5 ml einer Hefekultur auf Eis gekühlt. Die Zelllyse wurde in Prot K Puffer (100 mM Tris/ HCl pH 7.9, 150 mM NaCI, 25 mM EDTA, 1 % SDS) und 50 mg Proteinase K (Fermentas) unter starkem Schütteln mit Glasperlen durchgeführt. Die Proben wurden 1 h bei 35 °C inkubiert und die RNA extrahiert, mit Ethanol gefällt und in DEPC Wasser resuspendiert. Die Northern- Analyse wurde wie in Engler-Blum et al., 1993 beschrieben, allerdings mit einigen Abweichungen, durchgeführt. 5 pg der totalen RNA wurden auf einem 1 % Formaldehyd-Agarosegel getrennt und auf eine Nylon Membran (Amersham HybondTM-N+, GE Healthcare) übertragen. Die Membran wurde bei 68°C mit einer DIG-markierten RNA Sonde inkubiert, die durch in vitro Transkription von PCR Fragmenten in Anwesenheit von DIG-NTPs (Roche) hergestellt wurde. Der Blot wurde mit einer Blockierungslöung behandelt und mit einem anti-DIG alkalische- Phosphatase-konjugiertem Antikörper (Roche) inkubiert. Die Bestimmung der Aktivität der alkalischen Phosphatase wurde mittels konventioneller Methoden durchgeführt.
Quantifizierung von heterolog exprimiertem VP2.
Verwendet wurde ein modifiziertes Protokoll nach Saugar et al., 2005. 2000 ODE einer Hefekultur, die mit einem episomalen VP2 Plasmid (pADH1-P_VP2-T2S) transformiert war, wurden auf selektivem Medium (0,67% YNB, 2% Glukose und folgende Zusätze: 11 mg/l Ade; 14 mg/l Tyr; je 38 mg/l His, Trp, Arg, Met; 48 mg/l Phe; je 58 mg/l Leu, lle, Lys, Val, Thr) über Nacht kultiviert. Nach Ernte und Waschen mit destilliertem Wasser wurden die Zellen mit Glasperlen in Lysispuffer (10 mM Tris (pH 8.0), 150 mM NaCI, 20 mM CaCI2) 1 mM EDTA, Protease Komplettinhibitor (Roche), pH 8.0) aufgeschlossen. Der resultierende Proteinextrakt wurde zentrifugiert (10,000g für 1 h bei 4°C) und die lösliche Fraktion auf ein 20% (w/v) Sucrosekissen in Sucrosepuffer geschichtet (10mM Tris pH 8.0, 50 mM NaCI, 20 mM CaCI2; enthielt Protease Komplettinhibitor (Roche)). Nach Zentrifugation bei 170.000 g für 3 h bei 4°C wurde das Pellet in 200 μΙ Sucrosepuffer gelöst und weitere 17 h bei 1 14.000 g in einem 20 bis 53 % Sucrosegradienten in Sucrosepuffer zentrifugiert. Der Gradient wurde in 700 μΙ Fraktionen aufgefangen und mittels SDS-PAGE und Western Blot analysiert. Oligomere Proteinkomplexe des heterolog exprimierten VP2 konnten auf diese Weise konzentriert und aufgereinigt werden. Das Protein konnte nachgewiesen und die Proteinmenge mittels SDS PAGE und Coomassie Färbung im Vergleich zu einem Standardprotein bestimmt werden (nicht gezeigt). Das so gereinigte VP2 wurde dann als Standard in einem vergleichenden Western Blot mit anti-VP2 Antikörper eingesetzt. Verglichen wurde die VP2 Menge einer definierten Zahl von Hefezellen aus verschiedenen Fermentationen (Abb. 3).
Hefefermentation und Hitzeinaktivierung.
Alle experimentellen Fermentationen wurden in einem DasGip Parallelbioreaktorsystem (DasGip AG, Jülich, Deutschland) mit vier voll ausgerüsteten 21 Fermentoren durchgeführt. Fermentationen im Produktionsmaßstab wurden durch die Firma Organobalance GmbH (Berlin, Deutschland) oder im eigenen Labor in einem Biostat ED Bioreactor (B. Braun Biotech, Melsungen, Deutschland) mit 101 Arbeitsvolumen durchgeführt. Alle Produktionsprozesse wurden im Fed-Batch Verfahren durchgeführt. Es wurde ein komplexes Kulturmedium mit 2% Hefe-Extrakt und 1 % Pepton und eine 20%ige Lactose-Feed-Lösung benutzt. Die Temperatur der Hefekultur wurde bei 30°C gehalten und der pC>2 wurde auf 30% Sättigung gesteuert. Der pH-Wert wurde während der Fermentation auf 5.0 durch Zugabe von 2M NaOH oder 2M H3P04 gehalten.
Für die in vivo Experimente in Mäusen und Hühnern wurden die Hefen gefriergetrocknet und danach für 2 h bei 90°C hitzeinaktiviert. Nach Nutzung dieses Verfahrens waren weniger als 10 Zellen pro Gramm Zelltrockengewicht lebensfähig.
4. Subkutane Applikation in Mäusen
Für die subkutane Applikation einer K. lactis Variante, die das VP2-Antigen des Virus der infektiösen Bursitis (IBDV Variante D78) exprimiert (VAK890), in Mäusen wurde die getrocknete und pulverisierte Hefe für die erste Anwendung mit komplettem Freund-Adjuvanz (CFA) gemischt; in den weiteren Anwendungen wurde die Hefe mit inkompletten Freund-Adjuvanz (IFA) gemischt (100 μg Hefematerial pro 200 μΙ CFA oder IFA). 200 μΙ der Emulsionen (mit enthaltenen 100 g Hefe) wurde pro Immunisierung/boost pro Individuum injiziert. Damit entsprach die pro subkutane Immunisierung an ein Mausindividuum verabreichte Menge an VP2 ca. 18 ng (Abb. 3) Nach der initialen Injektion (Tag 0) wurde zweimal in zwei Wochen-Intervallen „geboosted" (an Tag 14 und 28; Abb. 4). Nach weiteren zwei Wochen wurden die Tiere zur Gewinnung des Blutserums durch Narkose getötet.
5. Subkutane Applikation in Hühnern
Für die subkutane Applikation in Hühnern wurden 5 mg der getrockneten und pulverisierten K. lactis Variante, die das VP2-Antigen des Virus der infektiösen Bursitis (IBDV Variante D78) exprimiert (VAK890), in 750 μΙ Phosphatpuffer/Saline (PBS) sowie 500 μΙ sterile destilliertem Wasser gelöst und eine Emulsion mit 1.25 ml IFA hergestellt. 500 μΙ dieser Emulsion (mit enthaltenen 1 mg Hefe) wurden an Tag 0, 14 sowie Tag 28 injiziert (Abb. 5). Damit entsprach die pro subkutane Immunisierung eines Huhnindividuums verabreichte Menge an VP2 ca. 180 ng (Abb. 3, 4). 6. Virus "challenge"
Nach der Vakzinierung (Abb. 5) wurden Huhnimpflinge an Tag 42 über den oralen Weg mit 100 EID50 des IBDV Stammes„Edgar" infiziert und nach sechs Tagen die Mortalitätsrate bestimmt. Nach anschließender Tötung der Tiere unter Narkose wurden die Seren gewonnen und die Bursae der Tiere entnommen. Diese wurden zunächst für 24 Stunden in 10% neutral gepuffertem Formalin fixiert und anschließend in Paraffin eingebettet.
7. Enzyme-Iinked immunosorbent assay (ELISA).
Die IBDV spezifischen Antikörpertiter in den Seren der Impflinge wurden über einen käuflichen EL ISA-Test bestimmt IDEXX FlockChek® IBD ELISA kit (IDEXX Laboratories, Inc.). Im Falle der Seren aus Mausimpflingen wurde ein vom Hersteller abweichender sekundärer Antikörper verwendet (Sigma Aldrich).
8. Neutralisations-Assay.
Der Neutralisationsassay zur Bestimmung der Konzentration Virus-neutralisierender Antikörper wurde nach dem Protokoll von Schröder et al., 2000 durchgeführt.
9. Immunhistochemie.
Aus den in Paraffin eingebetteten Bursae wurden 4 Mikrometer dicke Organschnitte hergestellt. Nach Entfernung des Paraffins wurden diese nach Standardprozeduren mit Haematoxylin und Eosin angefärbt. Die Proben wurden mikroskopisch untersucht und der sog. "Läsions score" in einer Skala von 1 -4 bestimmt (1 = normal bis 10% follikuläre Atrophie; 2 = 10-30% follikuläre Atrophie; 3 = 30-70% follikuläre Atrophie; 4 = > 70% Atrophie).
Ergebnisse
Herstellung und Optimierung des IBDV VP2 exprimierenden K. lactis Stammes Es wurden verschiedene K. lactis Varianten mit integriertem IBDV VP2 Gen hergestellt. Für die Vakzinierungsexperimente wurde eine optimierte Variante verwendet, bei der das VP2 Protein an Aminosäureposition 2 mutiert war (Austausch Threonin gegen Serin; Jagadish et al. (1991 )), und die eine zusätzliche tandem- Integration von mindestens zwei KIGAL4 Genen enthielt (Variante VP2-T2S_GAL4; Stamm VAK890). Durch die Mutation wurde das Fremdprotein zusätzlich stabilisiert; durch die Überexpression des Trans-Aktivators konnte eine deutliche Steigerung der VP2 Expression erreicht werden (Abb. 2). Die Integration zusätzlicher KIGAL4 Gene korrelierte auch mit einer höheren Wachstumsrate dieser K. lactis Variante. Die Wachtumsbedingungen für den betreffenden VP2-exprimierenden K. lactis Stamm VAK890 wurden optimiert, so dass sich die Hefe in hohen Dichten und mit reproduzierbarer Quantität an exprimiertem VP2 fermentieren ließ. Nach der Herstellung wurde die Hefe gefriergetrocknet und bei 90° C für 2 Stunden inaktiviert. Der Nachweis der Inaktivierung wurde geführt: Pro g inaktiviertem Hefematerial verblieben weniger als 10 lebende Hefezellen. Die Quantität an VP2 pro Hefezelle wurde bestimmt: Sie betrug mit dem Stamm VAK890 ca. 0.7 fg heterologes VP2 Protein pro Hefezelle (Abb. 3)
Subkutane Applikation in Mäusen und Hühnern
Die Immunisierungen wurden wie oben beschrieben durchgeführt; zwei Wochen nach der letzten Applikation wurden die Sera der behandelten Impflinge auf die Präsenz neutralisierender Antikörper hin untersucht. Dazu wurde ein IBDV- spezifischer ELISA verwendet und ein IBDV Neutralisationsassay durchgeführt (Abb. 4 und 5). Mit den vakzinierten Hühnern wurde zudem ein „Virus-cha/fenge" Experiment durchgeführt. Dazu wurde den Tieren eine Virusdosis von 100 EID50 pro Tier des stark virulenten IBDV Stamms„Edgar" zugeführt, eine Konzentration, die bei nicht vakziniertem Geflügel zu einer signifikanten Bursitis mit einer Mortalitätsrate von ca. 10-35% (Abb. 5D) führt. Im Anschluss an das„Virus-c/ allenge" Experiment wurden die Bursae der Impflinge über Immunhistochemie auf Infektionsanzeichen und Läsionen in den Bursae hin untersucht und durch den sog.„Läsionen score" (Abb. 5) charakterisiert.
Sowohl die Experimente mit Mäusen, als auch die Experimente mit Hühnern zeigten, dass durch die subkutane Applikation der K. lactis Stamm VAK890 hohe Titer Virusneutralisierender Antikörper in praktisch allen behandelten Tieren erzeugt werden konnten (Abb. 4B, 4C; Abb. 5B, 5C). Ebenso konnte gezeigt werden, dass praktisch alle vakzinierten Huhnprobanden gegen Viruschallenge geschützt waren und praktisch keinerlei Zeichen einer Virusinfektion in ihren Bursae aufwiesen (Abb. 5). Alle subkutan mit dem K. lactis Stamm VAK890 inokulierten Tiere zeigten somit eine signifikante humorale Immunantwort gegen VP2. Diese Immunantwort war bereits nach einem einmaligen boost zu beobachten, woraus zu schließen ist, dass zwei Injektionen, die zudem mit inkomplettem Freund Adjuvanz durchgeführt werden können (Immunisierung und ein boost), bereits ausreichend sind, um einen Schutz herzustellen Zudem waren alle Huhnprobanden, die mit dem K. lactis Stamm VAK890 inokuliert waren, gegen eine nachfolgende Virusinfektion geschützt (Abb. 5)·
Abkürzungen
ARS1 autonom replizierende Sequenz; Nukleotidsequenz auf der DNA, an dem die Replikation eingeleitet wird
Asc I Restriktionsendonuklease Asc I
CFA komplettes Freund-Adjuvanz
DNA Deoxribonucleic acid
DEPC Diethylpyrocarbonat
DIG-NTP Digoxigenin-Nukleotidtriphosphat
DSMZ Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH
DTT Dithiothreithol
E. coli Escherichia coli
EcoR\ Restriktionsendonuklease EcoR I
EDTA Ethylendiamintetraessigsäure
EID50 Egg oder Embryo Infectious dose - Anzahl an infektiösen Viren, die notwendig ist, um bei 50% infizierter Eier eine Infektion auszulösen
ELISA Enzyme-Iinked immunosorbent assay
GAL4 hefespezifischer Transkriptionsaktivator
GRAS generally regarded as safe
HEPES 2-(4-(2-Hydroxyethyl)- 1-piperazinyl)-ethansulfonsäure
Hpa I Restriktionsendonuklease Hpa I
HRP horseradish peroxidase
IBDV Virus der Infektiösen Bursitis
IFA inkomplettes Freund-Adjuvanz
K. lactis Kluyveromyces lactis
KIGAL4 K. lactis Gen codierend für das KIGal4/Lac9 Protein
KIGAL80 K. lactis Gen codierend für das KIGal80 Protein
LAC4 K. lactis Gen codierend für ein ß-Galactosidase-Enzym
Not I Restriktionsendonuklease Not I
ODE Optische Dichte Einheit
PBS Phosphatpuffer/Saline
PCR Polymerase chain reaction
RNA Ribonucleic acid
S. cerevisiae Saccharomyces cerevisiae
Sal I Restriktionsendonuklease Sal I SDS Sodiumdodekylsulfat
SDS-PAGE Polyacrylamidgelelekrophorese unter Verwendung von SDS
TEF1 Arxula adeninivorans Gen
codierend für den Translationsfaktor EF-1 alpha
VP2 Capsidbildendes Virusprotein des IBDV
VP2-T2S VP2 mit einem Aminosäureaustausch Threonin gegen Serin an Position
2
VAK Vakzinstamm
YEPD Yeast Extract Peptone Dextrose
YRp7 S. cerev/s/ae-E.coli Shuttle Vektor, Genbank Accession U03501
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Claims

Patentansprüche
1. Rekombinante Hefe der Spezies Kluyveromyces lactis, die ein Fremdgen trägt und die die Expression von Fremdproteinen ermöglicht, dadurch gekennzeichnet, dass die rekombinante Hefe der Spezies Kluyveromyces lactis zur Erzeugung einer protektiven humoralen Immunantwort verwendet wird.
2. Rekombinante Hefe nach Anspruch 1 , dadurch gekennzeichnet, dass die rekombinanten Hefen als subunit Markervakzine verwendet wird.
3. Rekombinante Hefe nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass die subunit Markervakzine dafür verwendet werden, vakzinierte gegenüber natürlich infizierten Individuen zu unterscheiden.
4. Rekombinante Hefe nach Anspruch 2 oder 3, dadurch gekennzeichnet, dass die subunit Markervakzine zugleich stark adjuvierende Eigenschaften aufweisen.
5. Rekombinante Hefe nach einem der Ansprüche 2 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass die subunit Markervakzine stark immunogen sind.
6. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Integration des Fremdgens ohne zusätzliche Vektorsequenzen oder Selektionsmarker erfolgt ist.
7. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Fremdgenexpression konstitutiv erfolgt.
8. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Fremdgenexpression induzierbar ist.
9. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Fremdgenexpression indirekt über die Expression eines endogenen Reportergens quantifiziert werden kann.
10. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdgen die Expression von Fremdproteinen mit antigenen Eigenschaften ermöglicht.
1 1. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die rekombinante Hefe induzierbar oder konstitutiv signifikante Quantitäten eines Fremdproteins oder Domänen dieses Fremdproteins oder Domänen dieses Fremdproteins fusioniert mit artfremden Proteindomänen exprimiert.
12. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der Kluyveromyces lactis Stamm Kluyveromyces lactis VAK367-D4 (DSM 23097) oder eine Variante davon ist.
13. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Krankheitserreger oder einem Tumor stammt.
14. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein ein Tumor-assoziierte Antigen ist, ausgewählt aus CEA, 5T4, MUC1 , MART1 und HER-2.
15. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 13, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Virus, einem Bakterium oder einem Parasiten stammt.
16. Rekombinante Hefe nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Parasiten stammt.
17. Rekombinante Hefe nach Anspruch 16, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von Necator americanus, Ancylostoma duodenale, Leishmania spec, Plasmodium spec. oder Schistosoma spec. stammt.
18. Rekombinante Hefe nach Anspruch 16 oder 17, dadurch gekennzeichnet dass das Fremdprotein ausgewählt ist aus der Gruppe, umfassend
Necator americanus oder Ancylostoma duodenale: ASP Protein und
Hämoglobin-abbauende Proteasen;
Leishmania spec: gp63, 46 kD Promastigot-Antigen, LACK;
Plasmodium spec: CSP protein, CSA-1 , CSA-3, EXP1 , SSP2, STARP,
SALSA, MSP1 , MSP2, MSP3, AMA-1 , GLURP, Pfs25, Pfs 28, Pvs25, Pvs 28,
Pfs 48/45, Pfs 230;
Schistosoma spec: TP1 , Sm23, ShGSTs 26 und 28, Paramyosin, Parasiten- Myosin, Sm14.
19. Rekombinante Hefe nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Bakterium stammt.
20. Rekombinante Hefe nach Anspruch 19, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremd protein von Mycobakterium tuberculosis, Heliobacter pylori, Strepptococcus spec der Gruppe A, Streptococcus pneumonia, Salmonella typhimurium, Shigella spec, Vibrio cholera, Escherichia coli oder Yersinia pestis stammt.
21. Rekombinante Hefe nach Anspruch 19 oder 20, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein ausgewählt ist aus der Gruppe, umfassend:
Mycobakterium tuberculosis: Ag85A, Hsp65, R8307, 19 kD, 45 kD, 10.4; Heliobacter pylori: VacA, LagA, NAP, hsp, Urease, Katalase;
Strepptococcus spec. der Gruppe A: M, SCPA Peptidase, Exotoxine SPEA und SPEC, Fibronectinbindungsprotein;
Strepptococcus pneumonia: PspA, Psa A, BHV 3, BHV 4;
Salmonella typhimurium: Vi Antigen;
Shigella spec: LPS ;
Vibrio cholera CTB;
Escherichia coli: ETEC: LT, LT-ST, CTB; und
Yersinia pestis: F1 und V.
22. Rekombinante Hefe nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Virus stammt.
23. Rekombinante Hefe nach Anspruch 22, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdgen die Expression viraler Proteine mit antigenen Eigenschaften ermöglicht.
24. Rekombinante Hefe nach Anspruch 22 oder 23, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdgen die Expression von viralen Strukturproteinen ermöglicht.
25. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 24, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von den Birnaviridae, Caliciviridae, Reoviridae, Retroviridae, Flaviviridae, Flaviviridae, Hepadnaviridae, Paramyxoviridae, Rhabdoviridae, Herpesviridae, Coronaviridae, Orthomyxoviridae oder Papillomaviridae stammt.
26. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 25, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein ausgewählt ist aus der Gruppe, umfassend:
Birnaviridae: VP2
Caliciviridae (Norwalk, HEV): NV 60 kD; HEV ORF2;
Reoviridae (Rota): VP7, VP4;
Retroviridae (HIV): Gag, Pol, Nef, Env, gp160, gp120, gp140, gp41 ;
Flaviviridae (genus Flavivirus: WNV, Dengue, YF, TBE, JEV): preM-Env, NS3, NS4, NS5;
Flaviviridae (genus Pestivirus BVDV, CSFV, BDV. Genus Hepacivirus HCV): E1 , E2, ERNS (Pesti), C, NS3, NS4, NS5;
Hepadnaviridae (HBV): HBS Antigen;
Paramyxoviridae {Paramyxovirinae PWIA , PIV-2, Mumps, Sendai, PIV-2, PIV- 4, Morbilli ): M, HN, N, F;
Paramyxoviridae (Pneumovirinae: RSV): F, G, SH, M;
Rhabdoviridae (Rabies): G;
Herpesviridae (EBV, HSV2): gp350/220 (EBV), gB2, gD2 (HSV);
Coronaviridae (SARS): CoV, N, M, S;
Orthomyxoviridae (Influenza A, B): HA, NA, M1 , M2, NP; und
Papillomaviridae: L2, E6, E7.
27. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 26, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Vertreter der Familie Birnaviridae stammt.
28. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 27, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein das VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) ist.
29. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 28, dadurch gekennzeichnet, dass das VP2-Antigen vom Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) Stamm D78 stammt.
30. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 29, dadurch gekennzeichnet, dass das VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) durch eine Nukleotidsequenz, ausgewählt aus SEQ ID NR.: 1 , SEQ ID NR.: 3 und SEQ ID NR.: 5, kodiert wird.
31 . Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 30, dadurch gekennzeichnet, dass das VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) eine Aminosäuresequenz, ausgewählt aus SEQ ID NR.: 2, SEQ ID NR.: 4 und SEQ ID NR.: 6, aufweist.
32. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der Kluyveromyces lactis Stamm ausgewählt ist aus:
Kluyveromyces lactis VAK367-D4 890 DSM 25405,
Kluyveromyces lactis VAK367-D4 910 DSM 25406, und
Kluyveromyces lactis VAK367-D4 911 DSM 25407.
33. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 31 , dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein ein mutiertes VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) ist.
34. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 22 bis 32, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein ein Codon-optimiertes VP2-Antigen des Virus der Infektiösen Bursitis (IBDV) ist.
35. Rekombinante Hefe nach einem oder mehreren der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der Kluyveromyces lactis Stamm ausgewählt ist aus Kluyveromyces lactis VAK890, VAK910 und VAK91 1.
36. Verwendung eine rekombinante Hefe gemäß einem oder mehrerer der Ansprüche 1-35 in einem Verfahren zur subkutanen Vakzinierung.
37. Verfahren zur subkutanen Vakzinierung mittels rekombinanter Hefen, dadurch charakterisiert dass das Verfahren die folgenden Schritte umfasst:
a) Anzucht und Vermehrung der rekombinanten Hefen,
b) Ernte und Inaktivierung der Hefen,
c) Applikation der rekombinanten Hefen gemäß einem festzulegenden Immunisierungsschema,
d) Titerbestimmung der gebildeten Antikörper und/oder
e) Nachweis der Immunisierung.
38. Verfahren zur subkutanen Vakzinierung mittels rekombinanter Hefen, dadurch gekennzeichnet, dass in dem Verfahren eine rekombinante Hefe gemäß einem oder mehrerer der Ansprüche 1-35 verwendet wird.
39. Verfahren nach Anspruch 37 oder 38, dadurch gekennzeichnet, dass mittels subkutaner Applikation kompletter Hefezellen einer rekombinanten Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 35 eine spezifische Immunisierung gegen exprimiertes Fremdprotein erzeugt wird.
40. Verfahren nach Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet, dass eine spezifische Immunisierung gegen ein Fremdprotein von einem Krankheitserreger oder einem Tumor erzeugt wird.
41. Verfahren nach Anspruch 40, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdprotein von einem Parasiten, einem Bakterium oder Virus nach einem der Ansprüche 13 bis 31 stammt.
42. Verfahren nach Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet, dass eine spezifische Immunisierung gegen ein cytotoxisches Antigen erzeugt wird.
43. Verfahren nach einem der Ansprüche 37 bis 42, dadurch gekennzeichnet, dass mittels subkutaner Applikation kompletter Hefezellen einer rekombinanten Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 35 eine humorale Immunisierung gegen exprimiertes Fremdprotein erzeugt wird.
44. Verfahren nach einem oder mehreren der Ansprüche 37 bis 43, dadurch gekennzeichnet, dass mittels subkutaner Applikation kompletter Hefezellen einer rekombinanten Hefe nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 35 eine protektive humorale Immunisierung gegen exprimiertes Fremdprotein erzeugt wird.
45. Spezifisches ELI SA- Verfahren zur Detektion und Quantifizierung einer Immunantwort gegen Fremdproteine gemäß einem oder mehrerer der vorherigen Ansprüche .
46. ELISA-Verfahren nach Anspruch 45 zur Detektion und Quantifizierung einer Immunantwort gegen das IBDV VP2 Protein und/oder das mutierte IBDV VP2T2S Protein.
47. Verfahren zum Nachweis neutralisierender Antikörper aus Seren von Individuen, die nach einem der Ansprüche 37-44 immunisiert wurden.
48. Verfahren zum Nachweis neutralisierender Antikörper gegen das IBDV VP2 Protein und/oder das mutierte IBDV VP2-T2S Protein und/oder das Codon-optimierte OVP2-T2S Protein aus Seren von Individuen, die nach einem der Ansprüche 37-44 immunisiert wurden.
49. Verfahren zum Nachweis der Immunisierung nach einem der Ansprüche 37-44 über Challenge mit Antigen.
50. Verfahren zum Nachweis der Immunisierung nach einem der Ansprüche 37-44 über Challenge mit viralem Antigen oder Challenge mit Virus.
51. Verfahren zum Nachweis der Immunisierung nach einem der Ansprüche 37-44 über Challenge mit IBDV VP2 und/oder mutiertem IBDV VP2-T2S und/oder Codon- optimiertem OVP2-T2S Protein.
52. Oligonukleotid, das eine Nukleinsäuresequenz gemäß SEQ ID NR.: 7, SEQ ID NR.: 8 oder SEQ ID NR.: 9 aufweist.
53. Expressionsvektor, der ein Fremdgen trägt, dadurch gekennzeichnet, dass das Fremdgen die Nukleinsäuresequenz gemäß SEQ ID NR.: 1 , SEQ ID NR.: 3 oder SEQ ID NR.: 5 aufweist.
54. Expressionsvektor nach Anspruch 53, dadurch gekennzeichnet, dass das
Fremdgen die natürliche oder die codon-optimierten Nucleotidsequenz enthält, die für das IBDV VP2 Protein oder das IBDV VP2-T2S Protein codiert.
55. Expressionsvektor nach einem der Ansprüche 53 oder 54, dadurch
gekennzeichnet, dass das Fremdgen für das IBDV VP2 Protein mit der
Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NR.: 2 oder das IBDV VP2-T2S Protein mit der Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NR.: 4 kodiert.
56. Expressionsvektor nach einem der Ansprüche 53 bis 55, dadurch
gekennzeichnet, dass der Expressionsvektor der Vektor Klp3 oder Klp3-MCS (SEQ ID Nr.: 10) ist.
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