WO2013068692A1 - Cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries et pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne - Google Patents

Cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries et pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne Download PDF

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WO2013068692A1
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strain
cassette
nucleotide sequence
vector
expression cassette
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PCT/FR2012/052574
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Caroline RANQUET
Hans GEISELMANN
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Universite Joseph Fourier (Grenoble 1)
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    • C12N15/87—Introduction of foreign genetic material using processes not otherwise provided for, e.g. co-transformation
    • C12N15/90—Stable introduction of foreign DNA into chromosome
    • C12N15/902—Stable introduction of foreign DNA into chromosome using homologous recombination

Definitions

  • the invention relates to an expression cassette for modifying the genome of bacteria, for example that of Escherichia coli, or for modifying a vector in a bacterial strain.
  • the present invention also relates to a method of modifying the bacterial genome by homologous recombination, as well as a method of modifying a vector by homologous recombination in a bacterial strain.
  • Bacteria are now increasingly used as host cells to produce molecules of industrial interest.
  • Strains of bacteria can for example be modified to produce amino acids or heterologous proteins of interest, biofuel, molecules for therapeutic purposes (drugs, antibiotics, anti-cancer vaccines in particular).
  • the molecules of interest produced by the bacteria can be very varied natures, and it is therefore desirable to have effective DNA modification tools to be able to optimize the production of these molecules.
  • the modification of the DNA of an organism requires the easy selection of the modified organism.
  • the exogenous DNA used to modify the genome of the body generally contains an antibiotic resistance gene that allows the selection of the recombinant clone, by means of a culture medium containing said antibiotic.
  • These resistance cassettes must be removed from the recipient genome after modification to prevent the body from maintaining its resistance to the antibiotic. Solutions have been proposed to allow the removal of these cassettes, but most of these solutions nevertheless leave "scars" within the DNA of the organism, that is to say one or more exogenous nucleotides, from of the exogenous building starting and whose integration to the endogenous genome was not desired. In the case where several modifications of the DNA have to be made, the presence of multiple scars on the genome can lead to unwanted genomic rearrangements.
  • suicide vectors in particular suicide plasmids.
  • the suicide plasmids have the particularity of not being replicative in the host organism, so that the sequences of interest carried by these plasmids are expressed only if they are integrated into the genome of the host organism. Nevertheless, the use of such suicide plasmids also presents the disadvantage of leaving scars in the DNA of the body. Alternatively, if no scar is left, heavy experiments (eg Southern Blot, sequencing of many clones) are needed to find the expected recombinant clone. It should be noted, moreover, that such suicide plasmids are long to construct because they require cloning by restriction enzymes.
  • the present invention is in a context of selection / against positive selection of recombinant clones, using an inducible promoter, specifically the promoter of the operon arabinose, called pBAD promoter.
  • the pBAD promoter is derived from the arabinose operon Escherichia coli.
  • the regulation of the operon via the pBAD promoter is described in the article by Smith et al. (1978).
  • this promoter notably requires the presence of the product of the C (araC) antibody gene.
  • the arabinose operon can be downregulated or positively regulated by the AraC protein.
  • the araC gene product is able to activate the transcription of the araB, araA and araD genes. In the presence of glucose, however, the transcription is repressed by this same arabinase protein C.
  • the article by Roux et al. (2005) describes a double-stranded linear DNA cassette introduced into the genome of E. coli using Ared technology.
  • This cassette consists of a chloramphenicol resistance gene, an araC gene and the pBAD promoter. Inserted upstream of a target gene whose functional analysis is desired (e.g. a cytotoxic gene or an essential gene), this cassette makes it possible to suppress or activate the expression of the endogenous gene.
  • This cassette provides an alternative to conventional methods of inactivating endogenous genes for the study of their function in the bacterium.
  • the article does not focus on the production of interest molecules, particularly the insertion of exogenous sequences for their production by the bacterium.
  • the construction has the disadvantage of comprising a gene coding for arabinase C. It constitutes a tool for the study of genes but it does not constitute a tool for counter-selection and selection of recombinant clones.
  • the pBAD promoter has always been described in association with and close to a gene coding for arabinase C, the presence of which is necessary for the functioning of the promoter.
  • the inventors have nevertheless realized that the presence of a coding sequence for AraC near the pBAD promoter in an expression cassette used as a selection tool and positive counter-selection of recombinant clones had the disadvantage of having a residual activity, this even in the absence of arabinose. This leads to a decrease in the efficiency of any method for producing recombinant strains based on the use of pBAD.
  • the present invention provides an expression cassette and method for modifying DNA which do not have the above-mentioned disadvantages.
  • the expression cassette and the method of the present invention makes it possible to obtain a modification of the DNA (i.e. genome of the recipient organism or vector), without leaving scars at the site of the modification.
  • This has the advantage of avoiding undesirable nucleotide insertions.
  • this has the advantage of allowing better control of the production tool of molecules of interest, in particular the genome of the bacterial strain.
  • the method of the present invention has the advantage of being able to generate a recombinant strain, alternatively a vector of interest, in a very short time.
  • the method of the present invention does not require the use of minimal medium, which has the advantage of avoiding generating false positives and obtaining the recombinant organisms or vectors in a very short time.
  • the method of the present invention uses reagents, including culture media, inexpensive and / or easy to prepare.
  • the expression cassette of the present invention has a size that makes it easy to manipulate. Description of the invention
  • the present invention relates to an expression cassette for modification by homologous recombination of the genome of a bacterial strain having an araC + genotype, for example Escherichia coli, or for modification by homologous recombination of a vector in said strain, said cassette comprising:
  • nucleotide sequence coding for a marker a nucleotide sequence coding for a marker
  • cassette does not comprise a nucleotide sequence coding for arabinase C.
  • expression cassette is meant a nucleotide sequence comprising elements which make it possible to produce a polypeptide by a host cell and elements necessary for the regulation of this expression.
  • the expression cassette is a tool of molecular biology, which allows the modification of the bacterial genome or which allows the modification of a vector, for example a plasmid.
  • the cassette comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein.
  • the expression cassettes according to the present invention may furthermore include any other sequence necessary for the expression of the polypeptides or polynucleotides, for example regulatory elements or signal sequences permitting the secretion of the polypeptides produced by the host organism. .
  • any regulatory sequence making it possible to increase the level of expression of the coding sequence inserted in the expression cassette.
  • terminator sequences can be used in the expression cassettes according to the invention, these sequences allow the termination of the transcription. Any functional terminator sequence in the selected host organism may be used.
  • the cassette which is the subject of the present invention therefore comprises a pBAD promoter.
  • a pBAD promoter is meant an inducible bacterial promoter comprising the -10, -35 and +1 regions, as well as at least one binding site for the arabinase protein C.
  • the promoter used in the The present invention is inducible and repressible, i.e., activated in the presence of arabinose and repressed in the presence of glucose.
  • the promoter present in the cassette which is the subject of the present invention has a sequence whose complementary strand hybridizes to SEQ ID NO: 1 selectively.
  • “Sequential Hybridization” or “Selectively Hybridizing Oligonucleotide” means, according to the invention, sequences which hybridize with the reference sequence to a specific molecule. level above the background noise significantly.
  • the level of the signal generated by the interaction between the sequence capable of hybridizing selectively and the reference sequences is generally 10 times, preferably 100 times more intense than that of the interaction of the other DNA sequences generating the signal. background noise.
  • Stringent hybridization conditions allowing selective hybridization are known to those skilled in the art. In general, the hybridization and washing temperature is at least 5 ° C, for example 10 ° C, lower than the Tm of the reference sequence at a given temperature and strength.
  • the hybridization temperature is at least 30 ° C for a polynucleotide of 15 to 50 nucleotides and at least 60 ° C for a polynucleotide of more than 50 nucleotides.
  • the hybridization is carried out in the following buffer: 6X SSC, 50 mM Tris-HCl (pH 7.5), 1 mM EDTA, 0.02% PVP, 0.02% Ficoll, 0.02% BSA, 500 g / ml sperm denatured salmon DNA.
  • the washes are, for example, carried out successively at low stringency in a 2 ⁇ SSC buffer, 0.1% SDS, with medium stringency in a 0.5 ⁇ SSC buffer, 01% SDS and with high stringency in a 0.1 ⁇ SSC buffer. , 1% SDS.
  • Hybridization can of course be carried out according to other usual methods known to those skilled in the art.
  • “Stringency” means the rigor of the operating conditions (in particular the temperature and the ionic strength) in which a molecular hybridization takes place.
  • the determining parameter in the specificity and reversibility of molecular hybridization is the Tm or melting temperature. This is the temperature at which half of the DNA is in single-stranded form and the other half in double-stranded form.
  • the Tm depends on numerous factors such as the length of the DNA fragment in question, its richness in cytosines and guanines and the concentration of salts, in particular the Na ion of the reaction medium. In practice, the experimenter can create or suppress molecular hybridization by choosing a lower reaction medium temperature equal to or greater than the Tm. Conditions of high stringency are those for which the hybridization and washing temperature is at least 5 ° C and up to minus 10 ° C lower than the Tm of the reference sequence at a given pH and for a given ionic strength .
  • the expression cassette comprises a promoter whose sequence has at least 80% identity with SEQ ID NO: 1.
  • nucleotides that are invariant or unchanged between two sequences. These polynucleotides may have a deletion, addition or substitution of at least one nucleotide with respect to the reference sequence.
  • the invention also relates to an expression cassette which comprises a promoter whose sequence has at least 85%, 90% and 95% identity with SEQ ID NO: 1.
  • Vector NTi Vector NTi 9.1.0 AlignX alignment program (Clustal W algorithm m) (Invitrogen INFORMAX, http://www.invitrogen.com) can be used. Preferably, the default settings are used.
  • the promoter present in the cassette which is the subject of the present invention has a sequence SEQ ID NO: 1.
  • the sequence according to SEQ ID NO: 1 comprises 390 nucleotides. These 390 nucelotides are located from nucleotide 70049 to nucleotide 70438 on the chromosome of E. coli strain K12 (accession number OP00302). This 390 nucleotide sequence comprises five Arabinase C binding sites: 70109-70126 (araC activator), 70130-70147 (araC activator and repressor), 70184-70201 (araC repressor), 70204-70221 (araC repressor) and 70342-70359 (araC repressor).
  • Arabinase C binding sites 70109-70126 (araC activator), 70130-70147 (araC activator and repressor), 70184-70201 (araC repressor), 70204-70221 (araC repressor) and 70342-70359 (araC repressor).
  • the cassette which is the subject of the present invention also comprises a nucleotide sequence coding for a marker.
  • nucleotide sequence coding for a marker is meant a nucleotide sequence coding for a marker protein under control of functional regulatory elements in the bacterial strains described in the present invention, in particular E. coli.
  • the marker genes are known to those skilled in the art.
  • the nucleotide sequence encoding a marker is selected from antibiotic resistance genes, color markers, fluorescent markers and markers. auxotrophy.
  • antibiotic resistance genes are cat (chloramphenicol resistance), bla (ampicillin resistance), aad (spectinomycin resistance, streptomycin), aphA (kanamycin resistance) and tet (tetracycline resistance). ).
  • the cassette which is the subject of the present invention also comprises a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter.
  • the cassette comprises a cytotoxic gene under the control of said pBAD promoter.
  • cytotoxic gene is meant any gene whose expression is toxic to the host organism or may interfere with its metabolism.
  • cytotoxic protein is meant a protein that is toxic to the body that expresses it or that may interfere with its metabolism. According to the present invention, said protein is cytotoxic for the modified bacterial strain, that is to say that it leads to its destruction. In particular, this means that the modified strain does not grow under usual culture conditions.
  • the nucleotide sequence encoding a cytotoxic protein encodes a protein selected from the group consisting of a member of the type family of toxins Rel / ParE (eg RelE_K12, RelE 30 7 HigB, pASB, STBE, YoeB, TXE, YafQ, ParE RK2 ParE1, ParE3), a member of the type of family of toxins Ccdb / MazF (eg Ccdb F CcdBois?, MazF, YdcE, PemK, ChpBK), a family member VapC type toxins (ie VapC, MvpT), a member of the GinA family of toxins, a member of the Doc family of toxins, a member of the GinC family of toxins, a member of the family Zeta toxins, a member of the YafO toxin family, a member of the HipA toxin family, a member of
  • the ccdB gene encodes a cytotoxic protein, in other words a poison, and its activity is naturally countered by an antidote protein (or antitoxin) called CdCa. Nevertheless, the construction of the present invention is not directed to the use of a poison-antidote system. Thus, the cytotoxic gene present in the cassette which is the subject of the present invention is not accompanied by the gene coding for the antidote.
  • the nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein is a nucleotide sequence.
  • coding for ccdB the expression cassette does not comprise a coding sequence for ccdA.
  • the expression cassette also does not contain sequences coding for the anti-toxins chosen from the HigA (HigA, HipB), Maze type (VapB, MvpA, ChpBI, Peml) anti-toxin families.
  • Phd type Phd type (Phd, YefM, Axis, PasB, StbD, YafN, RelB 30 7), of RelB type (RelB K 12 , DinJ, Paa1), PasA type (PasA, YdcD, ParD E DL933), FizA type, FizB type, FizC type, FizF type, VapX type, FizD type, Epsilon type type type, ParD type type (ParD RK 2), FizE type type, FizH type type, FizG type type, FijJ type type, type FizK, type FizL, anti-toxins countering the toxic effects of the toxins mentioned above, if these toxins are used in the expression cassette.
  • the expression cassette according to the present invention has the advantage of being a transient tool which is not intended to remain in the bacterial genome. Indeed, according to a first step, the expression cassette integrates with the bacterial genome, which allows the positive selection of the modified colonies using the marker present in the construction. In a second step, the expression cassette is removed from the bacterial genome in favor of a sequence carrying the gene of interest or the modification of interest; its absence allows the positive counter-selection of newly transformed colonies on a rich medium containing arabinose.
  • the expected strain that is to say which comprises the sequence of interest or the modification of interest, does not comprise a nucleotide sequence coding for a marker, for example a resistance gene.
  • the construction which is the subject of the present invention does not comprise a nucleotide sequence coding for arabinase C.
  • the inventors have indeed found that this absence limits the residual activity generally observed when a copy of the araC gene is present in the cassette.
  • the cassette of the present invention allows a perfect control of the activation and the repression of the pBAD promoter: the expression reaches a high level under induction conditions (in the presence of arabinose) and is totally blocked under the condition of non-induction (in the presence of glucose).
  • An exemplary coding sequence for arabinase C is given in SEQ ID NO: 23.
  • the cassette which is the subject of the present invention is intended to be used in a bacterial strain which has an araC + genotype.
  • the cassette can be used to modify any bacterial strain provided that this strain contains in its genome a copy of the gene coding for arabinase C.
  • bacterial strains exhibiting an araC + genotype mention may be made, without limitation, of Escherichia coli, Klebsiella, Shigella, Salmonella, Citrobacter, Enterobacter, Cronobacter, Pantoea, Erwinia, Pectobacterium, Yersinia, Serratia.
  • the expression cassette has a size less than 2500 base pairs, preferably less than 2000pb or 1900pb. Since the insertion of the cassette according to the invention into the bacterial genome or into a plasmid is carried out by homologous recombination, it is thus advantageous to have a small cassette which is therefore easier to manipulate.
  • the present invention is based on "homologous recombination".
  • Homologous recombination is a process that allows on the one hand to invalidate an endogenous gene, by physical loss of the gene sequence or part of the gene sequence or by insertion of a nucleotide sequence, which leads to both cases to the absence of the protein encoded by this gene.
  • homologous recombination makes it possible to introduce a DNA sequence of interest intended to allow its expression.
  • Homologous recombination allows precise targeting of the exchange process, within the genome of a host organism or in the vector to be modified. This precise targeting is made possible by selection of homologous sequences between the endogenous gene of the host organism (to be invalidated or replaced) or the vector and the exogenous nucleotide sequence, thus allowing the pairing of the sequences and then the exchange of genetic material. between the two sequences.
  • the exchange occurs in a specific place, called the locus, the host genome or the vector, the locus being chosen by the manipulator.
  • lambda red system This system consists of three proteins: lambda exonuclease, which progressively digests the free 5 'end of double-stranded DNA; the beta protein, which binds to single-stranded DNA and allows recognition of the homologous strand and exchange between the two strands; and the gamma protein, which binds the bacterial enzyme RecBCD and inhibits its activity (the RecBCD enzyme is responsible for the degradation of linear DNA entering the cell).
  • These proteins induce a state of hyper-recombination in certain bacterial strains, for example in Escherichia coli, and this leads to increase the frequency of the recombination events.
  • a vector that expresses the lambda red genes can be used.
  • a bacterial strain that intrinsically expresses the lambda red genes can be used.
  • the lambda red system allows homologous recombination between single or double-stranded linear DNA and the chromosome or circular plasmid-like DNA, thanks to short sequences of homologies (eg between 40 and 50 bp).
  • said expression cassette is in the form of double-stranded linear DNA.
  • the nucleotide sequence of interest which replaces the expression cassette according to the invention in the bacterial genome or in the vector to be modified is in the form of double-stranded linear DNA.
  • the present invention also relates to a vector comprising an expression cassette according to the present invention.
  • the present invention therefore also relates to vectors for the transformation of a host organism comprising at least one expression cassette according to the present invention.
  • This vector may especially correspond to a plasmid, a cosmid, a Bac, a bacteriophage or a virus into which is inserted an expression cassette according to the invention.
  • the techniques for constructing these vectors and for inserting a cassette according to the invention into these vectors are well known to those skilled in the art. In general, any vector capable of sustaining, self-replicating or propagating in a host cell can be used. Those skilled in the art will choose the appropriate vectors according to the host organism to be transformed, and according to the transformation technique used.
  • the vectors of the present invention are especially used to transform a host organism for vector replication in the host organism.
  • the present invention also relates to a host organism transformed with an expression cassette according to the invention or a vector according to the invention.
  • host organism in particular according to the invention any mono or multicellular organism, lower or higher, in particular selected from bacteria, yeasts, protists, higher eukaryotic cells and fungi.
  • the present invention also relates to a method of transforming a host organism by integration into said host organism of at least one expression cassette or a vector according to the invention.
  • the cassette can be integrated into the genome of the host organism or replicate stably in the host organism. Transformation methods of host organisms are well known to those skilled in the art and widely described in the literature. Method of modifying the bacterial genome
  • the present invention also relates to a method of modifying the genome of a bacterial strain having an araC + genotype, for example Escherichia coli, comprising the following steps:
  • an expression cassette is available according to the invention; b) the said cassette is integrated into the genome of the said strain by homologous recombination,
  • the bacterial strain whose modification is desired has an araC + genotype, that is to say that it comprises at least one copy of the gene coding for arabinase C in its genome.
  • the bacterioin strain which is desired to be modified comprises a single copy of the gene coding for arabinase C in its genome.
  • an expression cassette according to the invention is available, that is to say an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a coding nucleotide sequence. for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, said cassette not comprising a nucleotide sequence coding for arabinase C.
  • the expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under control of said pBAD promoter.
  • the expression cassette may contain a nucleotide sequence coding for arabinase C (for example SEQ ID NO: 23 or a sequence having an identity percentage of at least 80% with SEQ ID NO: 23).
  • the second step of the method therefore consists in carrying out the integration of the expression cassette according to the invention into the genome of said strain by homologous recombination.
  • the integration being carried out by homologous recombination, the expression cassette used has at its ends sequences, called homologous sequences, which allow the pairing of sequences of the genome of the strain at the locus of interest, then the exchange of genetic material in between.
  • a system that allows the expression of the lambda red (or Ared) genes can be used.
  • a vector that allows the expression of lambda red genes can be used.
  • vectors expressing the lambda red genes are the plasmids pSI M5, pSI M6, pSI M7, pSI M8, pSI M9, pSI M17, pSIM18 and pSIM19.
  • Most of these plasmids have heat-sensitive origins of replication, i.e., they can be removed from the bacterium when it grows at a high temperature (42 ° C). They can therefore be easily removed from the bacteria after the genetic modification has been performed.
  • a bacterial strain that intrinsically expresses the lambda red genes can be used.
  • the phages are lambda phages TetR, mini-lambda Kan, mini-lambda Tet, mini-lambda Ap, mini-lambda Cm.
  • the lambda red system can, for example, be placed under the control of an inducible promoter, for example a thermosensitive promoter.
  • a refinement of the culture temperature makes it possible to regulate the expression of the lambda red genes.
  • a lambda red system placed under the control of a thermoinducible promoter it is possible to use a strain which when cultured at a temperature of between 28 and 32 ° C., for example 30 ° C, does not express lambda red proteins.
  • this same strain cultivated at a temperature of between 40 and 44.degree.
  • the lambda red system is placed under the control of a pLAC promoter and in this case the cultivation of the strain according to this process step, that is to say in order to the integration of the expression cassette into the bacterial genome takes place in the presence of IPTG.
  • a third step the modified clones of said strain having integrated the cassette by means of said marker and a rich culture medium containing glucose and in the absence of arabinose are selected.
  • the third step of the present process consists of positive selection.
  • the method of the invention uses a rich culture medium, which has the previously mentioned advantages and in particular speed of culture and thus of obtaining the results and suppression of false positives.
  • rich culture medium is meant a nutrient medium containing all the elements necessary for bacterial growth. The presence of the marker in the culture medium makes it possible to verify the effective integration of the expression cassette into the genome.
  • the culture medium is for example supplemented with kanamycin, if the nucleotide sequence coding for a marker is aphA.
  • the culture medium is additionally supplemented with glucose which makes it possible to suppress the activity of the pBAD promoter. According to the present invention, it is possible to use glucose concentrations which vary between 0.05% and 4%. Thus there is no expression of the cytotoxic protein.
  • the culture medium does not contain arabinose, which is an activator of the pBAD promoter.
  • nucleotide sequence of interest is meant a nucleotide sequence which allows the mutagenesis of the wild-type genome or the insertion of reporter systems. Mutagenesis may for example consist of replacing a single nucleotide with another (this is due to the accuracy of the system according to the invention) or replacing several nucleotides. It may also consist of the deletion of one or more nucleotides. Finally, it may consist of the addition of one or more nucleotides.
  • reporter systems such as the gene encoding the Green Fluorescent Protein (GFP)
  • transcriptional fusions downstream of a promoter
  • Mergers Transcripts can also be used to track the transcription of a gene throughout bacterial growth.
  • Insertion of reporter systems, such as the gene coding for GFP, within a coding sequence can be used to track the translation of a protein throughout bacterial growth, in different strains. , and also to visualize the stability of a protein under different growth conditions.
  • the insertions (or fusions) must be very precise, they must be made to the nucleotide. Indeed, for translational fusions, the reading frame of the reporter gene must be integrated into the open reading frame (ORF) of the modified gene.
  • the nucleotide sequence of interest is chosen so as to invalidate an endogenous gene of said strain, for example by deletion of at least one nucleotide of said gene.
  • the sequence of this nucleotide of interest is chosen so as to introduce a nucleotide sequence of interest into said strain, for example by replacing or adding at least one nucleotide in an endogenous gene of said strain, for example a tag or gene that encodes GFP.
  • the nucleotide cassette of interest has at its ends homologous sequences. These homologous sequences may be identical to those used in the second step of the process.
  • the method for modifying the genome of a bacterial strain according to the invention makes it possible to obtain clones which do not retain any nucleotides of the expression cassette according to the invention; in other words, the clones obtained according to the present method have no scar.
  • a system is used to express the lambda red genes for integration by homologous recombination of step b) and / or step d).
  • the culture of the strain according to step b) and / or according to step d) is carried out at a temperature of between 40 and 44 ° C., for example at 42 ° C. .
  • a fifth step the newly modified clones having integrated said nucleotide sequence of interest by selecting a medium of rich culture, containing arabinose and in the absence of glucose.
  • arabinose concentrations which vary between 0.05% and 4%.
  • the use of arabinose which activates the pBAD promoter makes it possible to select the only clones which have effectively replaced the expression cassette according to the invention with the nucleotide sequence of interest.
  • This fifth step of the present process therefore consists of a positive counter-selection.
  • the strain obtained according to the present invention has the sequence of interest, for example a gene of interest, without having sequences coding for a marker.
  • a so-called “markerless” strain is thus obtained, with all the associated advantages.
  • the present invention also relates to a method of modifying a vector by in vivo recombination in a bacterial host strain having an araC + genotype, comprising the steps of:
  • an expression cassette is available according to the invention; b) said host strain is co-transformed with said expression cassette and said vector, so as to allow the integration of the expression cassette with said vector by homologous recombination,
  • the method which is the subject of the present invention thus makes it possible to modify a vector, for example a plasmid, a cosmid, a BAC, a bacteriophage, a virus, by homologous recombination.
  • the method also has the advantage of being produced in vivo, that is to say in a bacterial strain which has an araC + genotype, that is to say that it comprises at least one copy of the coding gene. for arabinase C in his genome.
  • restriction enzymes and ligases which are generally used to modify vectors in vitro, but are very expensive.
  • vector modification by homologous recombination and by means of the present invention allows for very precise modifications at different locations of the vector (anywhere), which is not possible with the restriction steps. in vitro ligation, dependent on the place of restriction sites on the vector.
  • an expression cassette according to the invention is available, that is to say an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a coding nucleotide sequence. for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, said cassette not comprising a nucleotide sequence coding for arabinase C.
  • the expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under control of said pBAD promoter.
  • the expression cassette may contain a nucleotide sequence coding for arabinase C (for example SEQ ID NO: 23 or a sequence having an identity percentage of at least 80% with SEQ ID NO: 23).
  • the second step of the process therefore consists in co-transforming said host bacterial strain with the expression cassette and the vector whose modification is expected.
  • the integration being carried out by homologous recombination, the expression cassette used has at its ends sequences, called homologous sequences, which allow pairing with sequences of the vector at the locus of interest, then the exchange of genetic material between both.
  • a system that allows the expression of the lambda red (or Ared) genes.
  • a bacterial strain that inherently expresses the lambda red genes can be used.
  • the phages are lambda phages TetR, mini-lambda Kan, mini-lambda Tet, mini-lambda Ap, mini-lambda Cm.
  • the lambda red system can, for example, be placed under the control of an inducible promoter, for example a thermosensitive promoter.
  • a refinement of the culture temperature makes it possible to regulate the expression of the lambda red genes. For example, one can use a strain that does not express lambda red proteins in a temperature range, and expresses them in another, for example, higher temperature range.
  • a lambda red system placed under the control of a thermoinducible promoter
  • a strain which when cultured at a temperature of between 28 and 32 ° C., for example 30 ° C, does not express lambda red proteins.
  • this same strain cultivated at a temperature of between 40 and 44.degree. C., for example at 42.degree. C. for 10 to 20 minutes, for example about 15 minutes (i.e., "short time” culture conditions). , high temperature "), expresses the lambda red proteins necessary for homologous recombination for the purpose of integrating the expression cassette into the bacterial genome.
  • the culture temperature is then again lowered between 28 and 32 ° C, for example 30 ° C, for the rest of the experiment (including detection of modified clones).
  • the lambda red system is placed under the control of a pLAC promoter and in this case the cultivation of the strain according to this process step, that is to say in order to the integration of the expression cassette into the bacterial genome takes place in the presence of IPTG.
  • the transformed bacteria which have the modified vector having integrated said expression cassette are recovered by means of said marker and a rich culture medium containing glucose and in the absence of arabinose.
  • the third step of the present process consists of positive selection.
  • the method of the invention uses a rich culture medium, which has the previously mentioned advantages and in particular speed of culture and thus of obtaining the results and suppression of false positives.
  • the presence of the marker in the culture medium makes it possible to verify the effective integration of the expression cassette with the vector.
  • the culture medium is additionally supplemented with glucose which makes it possible to suppress the activity of the pBAD promoter. Thus, there is no expression of the cytotoxic protein.
  • the culture medium does not contain arabinose, which is an activator of the pBAD promoter.
  • rich culture medium is meant a culture medium containing all the elements necessary for bacterial growth. This culture medium is supplemented with glucose. Glucose concentrations ranging from 0.05% to 4% are used. According to a fourth step, said modified vector is recovered.
  • the modified vector is recovered by bacterial lysis, for example by means of miniprep or miniprep.
  • miniprep or “miniprep” is meant the molecular biology kit which makes it possible to extract small amounts of plasmid DNA from bacteria, for example Escherichia coli.
  • nucleotide sequence of interest is meant a nucleotide sequence that allows for mutagenesis of the vector or insertion of reporter systems. Mutagenesis may for example consist of replacing a single nucleotide with another (this is due to the accuracy of the system according to the invention) or replacing several nucleotides. It may also consist of the deletion of one or more nucleotides in the vector. Finally, it may consist in the addition of one or more nucleotides in the vector. It may for example consist of translational fusions or transcriptional fusions, depending on the insertion locus.
  • reporter systems such as the gene encoding the Green Fluorescent Protein (GFP)
  • transcriptional fusions can make it possible to visualize whether a gene is transcribed or not, and this in different mutant strains.
  • Transcriptional fusions can also be used to track the transcription of a gene throughout bacterial growth.
  • Insertion of reporter systems, such as the gene coding for GFP, within a coding sequence can be used to track the translation of a protein throughout bacterial growth, in different strains. , and also to visualize the stability of a protein under different growth conditions.
  • the insertions (or fusions) must be very precise, they must be made to the nucleotide. Indeed, for translational fusions, the reading frame of the reporter gene must be integrated into the open reading frame (ORF) of the modified gene.
  • the nucleotide sequence of interest is chosen so as to invalidate a gene of the vector, for example by deletion of at least one nucleotide of said gene.
  • the sequence of this nucleotide of interest is chosen so as to replace or add at least one nucleotide in a gene carried by the vector, for example a label or a gene. which codes for GFP.
  • the transformed bacteria which have the newly modified variant having the desired nucleotide sequence of interest are recovered by means of a rich culture medium containing arabinose and in which absence of glucose.
  • arabinose which activates the pBAD promoter makes it possible to select the only clones carrying a vector which has effectively replaced the expression cassette according to the invention with the nucleotide sequence of interest.
  • This sixth step of the present process therefore consists of a positive counter-selection.
  • the rich culture medium used for this process step is supplemented with arabinose.
  • Arabinose concentrations varying between 0.05 and 4% are used.
  • a seventh step said newly modified vector is recovered.
  • This step can also be performed by means of a miniprep.
  • the vectors for example plasmids, thus obtained can then be used in eukaryotic or prokaryotic organisms.
  • the present invention also relates to a method for producing a molecule of interest by a bacterial strain having an araC + genotype, for example Escherichia coli, comprising the following steps:
  • an expression cassette is available according to the invention; b) the said cassette is integrated into the genome of the said strain by homologous recombination,
  • molecule of interest is produced by means of the newly modified clones.
  • molecule of interest is meant in particular alcohol, protein, peptide, drug, antibiotic, solvent and amino acid.
  • an expression cassette according to the invention is available, that is to say an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a coding nucleotide sequence. for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, said cassette not comprising a nucleotide sequence coding for arabinase C.
  • the expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under control of said pBAD promoter.
  • the expression cassette may contain a nucleotide sequence coding for arabinase C (for example SEQ ID NO: 23 or a sequence having an identity percentage of at least 80% with SEQ ID NO: 23).
  • the present invention also relates to the use of an expression cassette according to the invention or of a recombinant vector according to the invention for modifying a bacterial strain having an araC + genotype, for example Escherichia coli.
  • the modified strain can then be used for the production of a molecule of interest, for example an amino acid, a protein or a solvent.
  • the present invention relates to the use of an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, for modifying a bacterial strain.
  • an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, for modifying a bacterial strain.
  • an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, for modifying a bacterial strain.
  • presenting an araC + genotype for example Escherichia coli.
  • the present invention also relates to the use of an expression cassette according to the invention or of a recombinant vector according to the invention for modifying a vector, for example a plasmid, in a bacterial strain having an araC + genotype. for example Escherichia coli.
  • the present invention relates to the use of an expression cassette which comprises a nucleotide sequence encoding a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter, for modifying a vector in a bacterial strain having an araC + genotype, for example Escherichia coli. Kit
  • the present invention also relates to a kit, or a kit, comprising an expression cassette according to the invention.
  • the present invention relates to a kit comprising an expression cassette which comprises a nucleotide sequence coding for a marker, a pBAD promoter, and a nucleotide sequence coding for a cytotoxic protein under the control of said pBAD promoter.
  • the kit also includes a detailed record indicating the genome modification protocol of the strain or the vector modification protocol in the bacterial strain.
  • the kit comprises at least one of the following elements: glucose, arabinose, primers which hybridize at each end of the cassette and which allow its amplification by PCR, the strains or plasmids allowing the expression of lambda red genes.
  • SEQ ID NO: 1 Nucleotide sequence of the pBAD promoter of E. coli strain K12 (accession number OP00302, nucleotides 70049 to nucleotide 70438 on this chromosome)
  • SEQ ID NO: 2-22 Sequence of the primers used in the experimental part
  • SEQ ID NO: 23 nucleotide sequence of the arabinase C protein of strain £. coli K12 (accession number EG10054 EcoCyc, nucleotides 70387 to 71265) Description of the Figures
  • FIG. 1 Examples of Processes According to the Invention
  • the PCR amplified DNA fragments Kn, pBAD and ccdB were assembled by PCR fusion and inserted into the cya gene.
  • the CR200 strain (cya :: Kn-pBADccc / S) grows very well on glucose rich medium, but not at all on rich medium containing arabinose.
  • PCR fragments of different size and sequence were generated and electroporated in strain CR204 (cya :: Kn-pBADccc / S).
  • the ccdB cassette is represented by a black rectangle in the cya gene.
  • the plasmid pQE80L has a size of 4751 bp and has a unique Bam H I restriction site.
  • the Kn-pBADccc / S cassette was inserted by homologous recombination into the plasmid, replacing the Cm promoterless cassette (removing the gene from ATG to the stop codon). This led to the plasmid pQE80 :: Kn-pBADccc / S.
  • the ccdB cassette has a unique Bam HI restriction site, thus its insertion leading to a plasmid with two Bam HI restriction sites.
  • a long single-stranded DNA primer (100 nucleotides) whose sequence corresponds to 50 nucleotides upstream of the ATG of the Cm cassette fused to 50 nucleotides downstream of the stop codon (DelCm) was inserted by homologous recombination into the plasmid pQE80: : Kn-pBADccc / S, eliminating the Kn-pBADccc / S cassette which led to the plasmid pQE80DCm. Each plasmid (1, 2 and 3) was verified by digestion using BamHI.
  • the bacteria are cultured at 37 ° C. or 30 ° C., on a rich culture medium or on a minimum M9 culture medium supplemented with 2 mM MgSO 4 , 0.0005% thiamine, 0.1 mM CaCl 2 (Maniatis et al., 1982 ).
  • the following antibiotics are added if required: kanamycin (50 g / ml), chloramphenicol (30 g / ml), ampicillin (50 g / ml), tetracycline (25 mg / ml).
  • the pBAD promoter is repressed in the presence of glucose and induced in the presence of arabinose.
  • the cya phenotype is tested by culturing the strains on a minimum M9 medium containing maltose or glucose.
  • Antibiotics and other products were purchased from Sigma Aldrich. Restriction enzymes were purchased from of Fermentas.
  • Two different Taq polymerases were used for PCR: PH USION HI GH-FIDELITY (Fi n nzymes) for PC R fusion, and AMPLITAQ POLYMERASE (Applied Biosystems, USA), for simple PCR. 2. Genetic procedures, bacterial strains and plasmids
  • the primers used are listed in Table 1 below.
  • the integrations are performed by the linear DNA transformation method ( ⁇ red recombination, Yu et al., 2000). This method is based on the use of PCR fragments or oligonucleotides having at each end of small homologous regions (50bp) to target DNA sequences.
  • the linear PCR fragment is then introduced into competent cells transiently expressing the ⁇ red functions.
  • the following were used for the recombination experiments: 1 / the strain NM1 100 bearing a simplified mini- ⁇ red (N. Majdalani, NIH) or the plasmid pSIM5 expressing the ⁇ red genes.
  • the ⁇ red genes are under the control of the thermally sensitive pL promoter (phage genes repressed at low temperature and de-repressed at high temperature). After passing through 42 ° C for 15 minutes to express the red functions, the electrocompetent cells are prepared as described in Sharan et al., 2009. The amounts of electroporated DNA were as follows: 100 ng linear DNA for chromosome engineering, and 100 ng of plasmid and 700 ng of linear DNA for plasmid engineering.
  • cassette Kn-pBADccc / S was constructed as follows, as shown in FIG. the Kn cassette of the strain BW251 13 trkH :: kn (Koio collection, Baba et al., 2006) was amplified using the forward primer Cya-Kn2 and the reverse primer P6Kn-pBAD;
  • the pBAD promoter was amplified from the MG1655 wild-type strain using the forward primer pBAD1 and the reverse araB-atg primer;
  • the ccdB gene was amplified from plasmid pEST14 (Invitrogen) using the forward primer pBAD-ccdB and a cya-ccdB reverse primer.
  • PCR was conducted using a Cya4 forward primer and a Cya5 reverse primer and with 50 ng of each of the three fragments.
  • the PCR product (Kn-pBADccc / S cassette, 1873 bp) was purified and electroporated in NM1 cells 100 which are heat induced and electrocompetent. After electroporation, the bacteria are recovered in 1 ml of rich-glucose medium, and incubated with aeration at 30 ° C. After a recovery period, the bacteria are diluted in rich-medium-glucose medium and incubated overnight at 30 ° C. The cells are then plated on Rich-Kn-glucose medium and incubated overnight at 30 ° C to increase the chances of maintaining the mini- ⁇ red for the next step. Some Kn R colonies were purified and tested for their susceptibility to arabinose.
  • the Kn-pBADccc / S cassette can be amplified from strain CR201 and then inserted anywhere in the E. coli chromosome or into any plasmid using primers KN1 or CCDB1, with the 50 nucleotides needed for homologous recombination at the desired locus attached to each 5 'terminus of each primer.
  • the CR201 strain was transformed with the plasmid pSIM5 (Datta et al., 2006) for several recombination experiments, to lead to the CR204 strain.
  • Each of these DNA fragments was purified and electroporated in heat-induced and electrocompetent CR204 cells. After electroporation, the cells were diluted in rich-glucose medium for recovery, and incubated with aeration at 30 ° C. The bacteria were then plated on rich-arabinose medium and incubated overnight at 30 ° C. Ara R colonies were purified and tested for growth on maltose medium and loss of Kn R , and the cya gene was sequenced.
  • the Kn-pBADccc / S cassette was first amplified from strain CR201 with forward primer Cm (pQE80) -KN1 and reverse primer Cm (pQE80) -ccdB1.
  • the PCR fragment was co-electroporated with plasmid pQE80L in heat-induced and electrocompetent NM1100 strains. After electroporation, the bacteria were recovered in rich-glucose medium, and incubated with aeration at 30 ° C. After the recovery period, the bacteria were diluted in rich-glucose medium and incubated overnight at 30 ° C.
  • the bacteria were plated on rich-Kn-Ap-glucose medium and incubated overnight at 30 ° C. Ap R Kn R colonies were purified and tested for their susceptibility to arabinose.
  • the plasmid DNA was extracted by mini-prep from a clone Ap R Kn R Ara s .
  • Kn-pBADccc / S we transformed again the strain NM1 100 with very little amount of DNA from the mini-prep (about 1 ⁇ g) selected again a clone Ap R Kn R Ara s and again extract the plasmid DNA from this clone.
  • Kn-pBADccc / S a pure stock of pQE80 (Kn-pBADccc / S).
  • the Kn-pBADccc / S cassette replaces the resistance cassette Cm of the plasmid pQE80L (from the ATG to the STOP codon, FIG. 5).
  • a long single-stranded DNA primer (about 100 nt) said sequence corresponding to 50 nt upstream of the ATG of the Cm cassette fused at 50 nt downstream of the STOP codon (pQE80DelCm).
  • the primer was co-electroporated with plasmid pQE80 (Kn-pBADccc / S) in electrocompetent heat-induced NM1 strains. After electroporation, the cells were diluted in rich-glucose medium for recovery, and incubated with aeration at 30 ° C. The bacteria were then plated on rich Ap-arabinose medium and incubated overnight at 30 ° C.
  • the Ara R Ap R colonies were purified and tested for their loss of resistance to resistance Kn. Plasmid DNA was extracted using mini-prep clone from the Ap R Kn Ara R s and pQE80DelCm plasmids obtained were sequenced.
  • the pBAD promoter was cloned without the araC gene according to the present invention. Indeed, two copies of this gene lead to poor repression of the promoter, even in the presence of glucose. A single copy of the araC gene provides the expected activation of the pBAD promoter.
  • the cassette was therefore perfectly regulated and the strain NM1 100 cya :: Kn-pBADccdB had the expected phenotypes.
  • the next step was to test whether it could be used as a positive counter-selection marker.
  • strain CR104 (MG1655 cya :: Kn-pBADccdB / pSIM5).
  • Various PCR fragments were electroporated in the bacteria to obtain correct cya strains: after electroporation and a night of recovery on a rich medium containing glucose, the cells were plated on rich medium-arabinose to counter-select. against the ccdB cassette (see Materials and Methods).
  • the forward and reverse primers for amplifying the PLtetO-1 -cherry cassette were designed to bring homologies to the 50 nucleotide cya gene just before and after the insertion site of the Kn-pBADccdB construct (FIG. 4A).
  • the plasmid pQE80L (Qiagen) is very widely used to overproduce the proteins.
  • This plasmid has a Cm resistance cassette that is promoter-free, and is not useful in some experiments. This cassette leads to a slight resistance to Cm which can interfere with some of the constructs of our strains.
  • the cassette was amplified with two primers each carrying 50 pb homology to pQE80, which allowed its recombination integration into this plasmid, between the ATG and the STOP codon of the Cm cassette (see Figure 5A). ).
  • a Kn R Ap R clone (NM1 100 / pQE80 :: Kn-pBADccc / S) was recovered on rich-Kn-Ap-glucose medium and the plasmid was purified and verified by digestion.
  • a 100-mer single-stranded oligonucleotide (the same 50 nucleotides of the upstream and downstream homologies as in the cassette) was co-electroporated with the new plasmid pQE80 :: Kn-pBADccc / S in NM 1 100, and the recombinants were recovered on rich Ap-arabinose medium.

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Abstract

Cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries et pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne L'invention concerne une cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries, par exemple celui d'Escherichia coli, ou pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne. La présente invention concerne également un procédé de modification du génome bactérien par recombinaison homologue, ainsi qu'un procédé de modification d'un vecteur par recombinaison homologue dans une souche bactérienne.

Description

Cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries et pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne
L'invention concerne une cassette d'expression pour modifier le génome des bactéries, par exemple celui d'Escherichia coli, ou pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne. La présente invention concerne également un procédé de modification du génome bactérien par recombinaison homologue, ainsi qu'un procédé de modification d'un vecteur par recombinaison homologue dans une souche bactérienne.
Les bactéries sont actuellement de plus en plus utilisées en tant que cellules hôtes pour produire des molécules d'intérêt industriel. Les souches de bactéries peuvent par exemple être modifiées pour produire des acides aminés ou des protéines hétérologues d'intérêt, du biocarburant, des molécules à visée thérapeutique (médicaments, antibiotiques, vaccins anti-cancer notamment). Ainsi, les molécules d'intérêt produites par les bactéries peuvent être de natures très variées, et il est donc souhaitable de disposer d'outils de modification de l'ADN efficaces pour pouvoir optimiser la production de ces molécules.
La modification de l'ADN d'un organisme nécessite la sélection facile de l'organisme modifié. L'ADN exogène utilisé pour modifier le génome de l'organisme contient généralement un gène de résistance à un antibiotique qui permet la sélection du clône recombinant, au moyen d'un milieu de culture contenant ledit antibiotique. Ces cassettes de résistance doivent être enlevées du génome receveur après modification afin d'éviter que l'organisme ne conserve sa résistance audit antibiotique. Des solutions ont été proposées pour permettre le retrait de ces cassettes, mais la plupart de ces solutions laissent néanmoins des « cicatrices » au sein de l'ADN de l'organisme, c'est-à-dire un ou plusieurs nucléotides exogènes, issus de la construction exogène de départ et dont l'intégration au génome endogène n'était pas souhaitée. Dans le cas où plusieurs modifications de l'ADN doivent être réalisées, la présence de multiples cicatrices sur le génome peut entraîner des remaniements génomiques indésirables.
Un certain nombre de procédés de modification de l'ADN de l'art antérieur (e.g. Philippe et al., 2003) décrit l'utilisation de vecteurs suicides, notamment de plasmides suicides. Les plasmides suicides présentent la particularité de ne pas être réplicatifs dans l'organisme hôte, de sorte que les séquences d'intérêt portées par ces plasmides ne s'expriment que si elles sont intégrées au génome de l'organisme hôte. Néanmoins, l'utilisation de tels plasmides suicides présente également l'inconvénient de laisser des cicatrices au sein de l'ADN de l'organisme. Alternativement, si aucune cicatrice n'est laissée, des expérimentations lourdes (e.g. Southern Blot, séquençages de nombreux clones) sont nécessaires pour trouver le clone recombinant attendu. Il faut noter, en outre, que de tels plasmides suicides sont longs à construire car ils nécessitent des clonages par enzymes de restriction.
Les multiples inconvénients mentionnés ci-dessus conduisent au souhait grandissant des sociétés de biotechnologies d'utiliser des systèmes alternatifs, qui n'utilisent pas de cassettes de résistance aux antibiotiques ou de plasmides suicide, c'est-à-dire qui ne laissent pas de cicatrices sur l'ADN et qui permettent d'obtenir la souche attend ue en u n tem ps très cou rt. Plusieurs systèmes basés sur des techniques de sélection/contre sélection positive s'inscrivent dans ce contexte.
L'un de ceux-ci utilise le gène sacB. L'insertion de ce gène dans le génome bactérien rend la bactérie sensible au saccharose. Le remplacement ultérieur de sacB par la séquence d'intérêt élimine la sensibilité au saccharose. Les bactéries qui poussent sur un milieu contenant du saccharose sont donc des bactéries ayant incorporées la séquence d'intérêt (Gay P et al., 1 985), à la place du gène sacB. Cependant, ce système comporte plusieurs inconvénients. D'une part, il nécessite de préparer des milieux de culture minimum dont le temps de préparation est important et sur lesquels les bactéries poussent très lentement. En outre, cette technique génère un grand nombre de faux-positifs (mutants spontanés), nécessitant ensuite un lourd travail de sélection et de repiquages pour isoler le clone bactérien d'intérêt.
D'autres systèmes utilisent le gène galK (Warming et al., 2005), le gène rpsL (Rivero-Muller A et al., 2007), le gène t yA (Wong QN et al., 2005) ou le gène tolC (DeVito JA, 2008) comme gènes de sélection/contre-sélection. Ces systèmes présentent également des inconvénients. Ils nécessitent la mise en œuvre de milieux de culture contenant des molécules coûteuses (colicine dans le cadre du système tolC) ou de milieux de culture minimum, entraînant une croissance lente des bactéries et donc une expérimentation étalée sur plusieurs jours ou semaines. En outre, toutes les manipulations doivent se faire dans des souches mutées pour ces gènes, c'est-à- dire des souches galK", rpsL", thyA" ou tolC". Ainsi, il faut d'abord déléter une souche bactérienne puis réintroduire le gène dans la bactérie modifiée, ce qui constitue une procédure longue et coûteuse.
La présente invention s'inscrit dans un contexte de sélection/contre sélection positive de clones recombinants, utilisant un promoteur inductible, plus précisément le promoteur de l'opéron arabinose, appelé promoteur pBAD. Le promoteur pBAD est issu de l'opéron arabinose d'Escherichia coli. La régulation de l'opéron via le promoteur pBAD est décrite dans l'article de Smith et al. (1978). Pour être fonctionnel, ce promoteur nécessite notamment la présence du produit du gène a ra bi n ase C (araC). L'opéron arabinose peut être régulé négativement ou positivement par la protéine AraC. Dans un mi lieu de cultu re présentant de l'arabinose, le produit du gène araC est capable d'activer la transcription des gènes araB, araA et araD. En présence de glucose par contre, la transcription est réprimée par cette même protéine arabinase C.
L'utilisation du promoteur inductible de l'opéron arabinose est notamment décrite dans W0981 1231 et WO2008040387. Egalement, l'article de Le Roux et al. (2007) décrit l'utilisation d'un vecteur suicide comprenant un gène de résistance au chloramphénicol et un gène cytotoxique (le gène ccdB) sous contrôle d'un promoteur pBAD. Ces vecteurs suicides sont utilisés pour invalider des gènes candidats chez la bactérie Vibrio splendidus, présente dans les sédiments marins. D'une part, la méthode décrite dans cet article utilise la technologie du vecteur suicide, qui présente les inconvénients mentionnés plus haut de laisser des cicatrices dans le génome transformé. D'autre part, cette méthode n'est pas suffisamment précise pour produire des mutants ponctuels rapidement. Enfin, les inventeurs se sont rendus compte que cette construction qui comprend un gène codant pour l'arabinase C n'est pas suffisamment efficace pour constituer une technologie de choix rapide et facile à mettre en œuvre pour modifier des entérobactéries.
L'article de Roux et al. (2005) décrit une cassette d'ADN linéaire double brin introduite dans le génome de la bactérie E. coli en utilisant la technologie Ared. Cette cassette consiste en un gène de résistance au chloramphénicol, un gène araC et le promoteur pBAD. Insérée en amont d'un gène cible dont on souhaite procéder à l'analyse fonctionnelle (e.g. un gène cytotoxique ou un gène essentiel), cette cassette permet de réprimer ou d'activer l'expression du gène endogène. Cette cassette fournit une alternative aux méthodes conventionnelles d'inactivation des gènes endogènes, en vue de l'étude de leur fonction dans la bactérie. L'article ne s'intéresse pas à la production des molécules d'intérêts, notamment à l'insertion de séquences exogènes en vue de leur prod uction par la bactérie. En outre, la construction présente l'inconvénient de comprendre un gène codant pour l'arabinase C. Elle constitue un outil permettant l'étude des gènes mais elle ne constitue pas un outil de contre- sélection puis sélection de clones recombinants.
Tel q ue cela ressort notamment des articles ci-dessus décrits, le promoteur pBAD a toujours été décrit en association et à proximité d'un gène codant pour l'arabinase C dont la présence est nécessaire au fonctionnement du promoteur. Les inventeurs se sont néanmoins rendus compte que la présence d'une séquence codant pour AraC à proximité du promoteur pBAD dans une cassette d'expression utilisée comme outil de sélection et contre-sélection positive de clones recombinants avait le désavantage de présenter une activité résiduelle, ce même en l'absence d'arabinose. Cela conduit à diminuer l'efficacité de tout procédé de production de souches recombinantes basée sur l'utilisation de pBAD.
La présente invention propose une cassette d'expression et un procédé d e m odification de l 'ADN q u i ne présentent pas les i nconvén ients ci-dessus mentionnés.
Notamment, la cassette d'expression et le procédé de la présente invention permet d'obtenir une modification de l'ADN (i.e. génome de l'organisme receveur ou vecteur), sans laisser de cicatrices à l'endroit de la modification. Cela présente l'avantage d'éviter des insertions nucléotidiques indésirables. En outre, cela présente l'avantage de permettre une meilleure maîtrise de l'outil de production de molécules d'intérêt, en particulier le génome de la souche bactérienne.
De part l'utilisation de la cassette d'expression objet de la présente invention, le procédé de la présente invention présente l'avantage de pouvoir générer une souche recombinante, alternativement un vecteur d'intérêt, en un temps très court.
En outre, le procédé de la présente invention ne nécessite pas l'utilisation de milieu minimum, ce qui présente l'avantage d'éviter de générer des faux-positifs et d'obtenir les organismes ou vecteurs recombinants en un temps très court.
Il faut noter également que le procédé de la présente invention met en œuvre des réactifs, notamment milieux de culture, peu coûteux et/ou faciles à préparer.
Egalement la cassette d'expression de la présente invention présente une taille qui la rend facilement manipulable. Description de l'invention
Cassette d'expression
La présente invention concerne une cassette d'expression pour la modification par recombinaison homologue du génome d'une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, ou pour la modification par recombinaison homologue d'un vecteur dans ladite souche, ladite cassette comprenant :
une séquence nucléotidique codant pour un marqueur,
un promoteur pBAD, et
une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD,
caractérisée en ce que ladite cassette ne comprend pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C.
Par « cassette d'expression », on entend une séquence nucléotidique comprenant des éléments qui permettent de faire produire un polypeptide par une cellule hôte et des éléments nécessaires à la régulation de cette expression.
Selon la présente invention, la cassette d'expression est un outil de biologie moléculaire, qui permet la modification du génome bactérien ou qui permet la modification d'un vecteur, par exemple un plasmide.
Dans la présente invention , on utilise les techniques classiques de biologie moléculaire telles que décrites par Sambrook et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2000).
Selon la présente invention, la cassette comprend une séquence nucléotid iq ue codant pour un marq ueur, un promoteur pBAD et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique. Les cassettes d'expression, selon la présente invention, peuvent en outre inclure toute autre séquence nécessaire à l'expression des polypeptides ou des polynucléotides comme par exemple des éléments de régulation ou des séquences signal permettant la sécrétion des polypeptides produits par l'organisme hôte. On peut notamment utiliser toute séquence de régulation permettant d'augmenter le niveau d'expression de la séquence codante insérée dans la cassette d'expression. Selon l'invention, on peut notamment utiliser, en association avec la séquence de régulation promotrice, d'autres séquences de régulation, qui sont situées entre le promoteur et la séquence codante, telles que des activateurs de transcription ("enhancer").
Une grande variété de séquences terminatrices sont utilisables dans les cassettes d'expression selon l'invention, ces séquences permettent la terminaison de la transcription. Toute séquence terminatrice fonctionnelle dans l'organisme hôte sélectionné peut être utilisée.
La cassette objet de la présente invention comporte donc un promoteur pBAD. Selon la présente invention , par « un promoteur pBAD », on entend un promoteur bactérien inductible comprenant les régions -10, -35 et +1 , ainsi qu'au moins un site de fixation pour la protéine arabinase C. Le promoteur utilisé dans la présente invention est inductible et repressible, c'est-à-dire qu'il est activé en présence d'arabinose et réprimé en présence de glucose.
Selon un aspect de l'invention, le promoteur présent dans la cassette objet de la présente invention présente une séquence dont le brin complémentaire s'hybride à SEQ ID NO:1 de manière sélective.
P a r « s éq u e n ce q u i s ' h y b ri d e d e m a n i è re sé l ecti ve » ou « oligonucléotide qui s'hybride de manière sélective », on entend selon l'invention les séquences qui s'hybrident avec la séquence de référence à un niveau supérieur au bruit de fond de manière significative. Le niveau du signal généré par l'interaction entre la séquence capable de s'hybrider de manière sélective et les séquences de référence est généralement 10 fois, de préférence 100 fois plus intense que celui de l'interaction des autres séquences d'ADN générant le bruit de fond. Les conditions d'hybridation stringentes permettant une hybridation sélective sont connues de l'homme du métier. En général, la température d'hybridation et de lavage est inférieure d'au moins 5°C, par exemple 10°C, au Tm de la séquence de référence à un p H d on n é et pou r u n e force ion i q u e donnée. Typiquement, la température d'hybridation est d'au moins 30°C pour un polynucléotide de 15 à 50 nucléotides et d'au moins 60°C pour un polynucléotide de plus de 50 nucléotides. A titre d'exemple, l'hybridation est réalisée dans le tampon suivant : 6X SSC, 50 mM Tris-HCI (pH 7.5), 1 mM EDTA, 0.02% PVP, 0.02% Ficoll, 0.02% BSA, 500 g/ml sperme de saumon dénaturé DNA. Les lavages sont par exemple réalisés successivement à faible stringence dans un tampon 2X SSC, 0, 1 % SDS, à moyenne stringence dans un tampon 0,5X SSC, 01 % SDS et à forte stringence dans un tampon 0,1 X SSC, 0,1 %SDS. L'hybridation peut bien entendu être effectuée selon d'autres méthodes usuelles connues de l'homme du métier.
Pa r « stringence » , on entend la rigueur des cond itions opératoires (notamment la température et la force ionique) dans lesquelles se déroule une hybridation moléculaire.
Le paramètre déterminant dans la spécificité et la réversibilité de l'hybridation moléculaire est le Tm ou température de fusion (melting température). C'est la température à laquelle la moitié de l'ADN est sous forme monobrin et l'autre moitié sous forme double brin. Le Tm dépend de nombreux facteurs tels que la longueur du fragment d'ADN considéré, sa richesse en cytosines et guanines et la concentration en sels, notamment en ion Na du milieu réactionnel. En pratique, l'expérimentateur peut créer ou supprimer l'hybridation moléculaire en choisissant une température du milieu réactionnel inférieure, égale ou supérieure au Tm. Les conditions de forte stringence sont celles pour lesquelles la température d'hybridation et de lavage est inférieure d'au moins 5°C et jusqu'à moins 10°C au Tm de la séquence de référence à un pH donné et pour une force ionique donnée.
Selon un autre aspect encore de la présente invention, la cassette d'expression comprend un promoteur dont la séquence présente au moins 80% d'identité avec SEQ ID NO:1.
Par « identité » ou « nucléotides identiques », on entend des nucléotides invariants ou inchangés entre deux séquences. Ces polynucléotides peuvent présenter une délétion, une addition ou une substitution d'au moins un nucléotide par rapport à la séquence de référence.
L'invention concerne aussi une cassette d'expression qui comprend un promoteur dont la séquence présente au moins 85%, 90% et 95% d'identité avec SEQ ID NO:1 .
Les méthodes de mesure et d'identification du degré d'identité et du degré de similarité entre les séquences d'acides nucléiques sont bien connues de l'homme du métier. On peut employer par exemple Vector NTi Vector NTi 9.1 .0, programme d'alignement AlignX (Clustal W algorith m) (Invitrogen INFORMAX, http://www.invitrogen.com). De préférence, on utilise les paramètres par défaut.
Selon un autre aspect de l'invention, le promoteur présent dans la cassette objet de la présente invention présente une séquence SEQ ID NO:1 .
La séquence selon SEQ I D NO :1 comporte 390 nucléotides. Ces 390 nucélotides sont situés du nucléotide 70049 au nucléotide 70438 sur le chromosome de la souche E. coli K12 (numéro d'accession OP00302). Cette séquence de 390 nucléotides comporte cinq sites de fixation de la protéine arabinase C : 70109-70126 (araC activateur), 70130-70147 (araC activateur et represseur), 70184-70201 (araC represseur), 70204-70221 (araC represseur) et 70342-70359 (araC represseur).
La cassette objet de la présente invention comporte également une séquence nucléotidique codant pour un marqueur.
Par « séquence nucléotidique codant pour un marqueur », on entend une séquence nucléotidique codant pour une protéine marqueur sous contrôle des éléments de régulation fonctionnel dans les souches bactériennes décrites dans la présente invention, notamment E. coli. Les gènes marqueurs sont connus de l'homme du métier.
Selon un aspect de la présente invention, la séquence nucléotidique codant pour un marqueur est sélectionnée parmi les gènes de résistance à un antibiotique, les marqueurs colorés, les marqueurs fluorescents et les marqueurs d'auxotrophie. Des exemples de gènes de résistance à un antibiotique sont cat (résistance au chloramphenicol), bla (résistance à l'ampicilline), aad (résistance à la spectinomycine, streptomycine), aphA (résistance à la kanamycine) et tet (résistance à la tétracycline).
La cassette objet de la présente invention comporte également une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD. En d'autres mots, la cassette comporte un gène cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD. Par « gène cytotoxique », on entend tout gène dont l'expression est toxique pour l'organisme hôte ou risque d'interférer avec le métabolisme de celui-ci. Par « protéine cytotoxique », on entend une protéine toxique pour l'organisme qui l'exprime ou qui risque d'interférer avec le métabolisme de celui- ci. Selon la présente invention, ladite protéine est cytotoxique pour la souche bactérienne modifiée, c'est-à-dire qu'elle conduit à sa destruction. En particulier, cela signifie que la souche modifiée ne pousse pas dans des conditions de culture habituelle.
Selon un aspect de la présente invention, la séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique code pour une protéine choisie dans le groupe consistant en un membre de la famille de toxines de type Rel/ParE (e.g. RelE_K12, RelE307, HigB, PasB, StbE, YoeB, Txe, YafQ, ParERK2, ParE1 , ParE3), un membre de la famille de toxines de type CcdB/MazF (e.g. CcdBF, CcdBois?, MazF, YdcE, PemK, ChpBK), un membre de la famille de toxines de type VapC (i.e. VapC, MvpT), un membre de la famille des toxines de type GinA, un membre de la famille de toxines de type Doc, un membre de la famille de toxines de type GinC, un membre de la famille de toxines de type Zeta, un membre de la famille de toxines de type YafO, un membre de la famille de toxines de type HipA, un membre de la famille de toxines de type GinB, un membre de la famille de toxines de type GinD et un membre de la famille de toxines de type VapD. Selon un aspect encore de la présente invention, la séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique est une séquence nucléotidique codant pour ccdB.
Le gène ccdB code pour une protéine cytotoxique, en d'autres mots un poison, et son activité est naturellement contrée par une protéine antidote (ou antitoxine) appelée CcdA. Néanmoins, la construction de la présente invention ne vise pas l'utilisation d'un système poison - antidote. Ainsi, le gène cytotoxique présent dans la cassette objet de la présente invention n'est pas accompagné du gène codant pou r l'antidote. Ai nsi , selon l 'aspect de l 'invention selon lequel la séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique est une séquence nucléotidique codant pour ccdB, la cassette d'expression ne comporte par de séquence codant pour ccdA. La cassette d'expression ne comporte pas non plus de séquences codant pour les anti-toxines choisies dans les familles d'anti-toxines de type HigA (HigA, HipB), de type MazE (VapB, MvpA, ChpBI, Peml), de type Phd (Phd, YefM, Axe, PasB, StbD, YafN, RelB307), de type RelB (RelBK 12, DinJ, Paa1 ), de type PasA (PasA, YdcD, ParDEDL933), de type FizA, de type FizB, de type FizC, de type FizF, de type VapX, de type FizD, de type Epsilon, de type ParD (ParDRK2), de type FizE, de type FizH, de type FizG, de type FijJ, de type FizK, de type FizL, anti-toxines contrant les effets toxiques des toxines citées ci-dessus, si ces toxines sont utilisées dans la cassette d'expression.
La cassette d'expression selon la présente invention présente l'avantage d'être un outil transitoire qui n'est pas destiné à rester dans le génome bactérien. En effet, selon une première étape, la cassette d'expression s'intègre au génome bactérien, ce qui permet la sélection positive des colonies modifiées en utilisant le marqueur présent dans la construction. Selon une seconde étape, la cassette d'expression est retirée du génome bactérien au profit d'une séquence portant le gène d'intérêt ou la modification d'intérêt ; son absence permet la contre-sélection positive des colonies nouvellement transformées sur un milieu riche contenant de l'arabinose. Ainsi, de manière avantageuse, la souche attendue, c'est-à-dire qui comporte la séquence d'intérêt ou la modification d'intérêt, ne comprend pas de séquence nucléotidique codant pour un marqueur, par exemple un gène de résistance.
La construction objet de la présente invention ne comprend pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C. Les inventeurs ont constaté en effet que cette absence limite l'activité résiduelle généralement constatée lorsqu'une copie du gène araC est présente dans la cassette. Ainsi, la cassette de la présente invention permet une parfaite maîtrise de l'activation et de la répression du promoteur pBAD : l'expression atteint un niveau élevé en conditions d'induction (en présence d'arabinose) et est totalement bloquée en condition de non-induction (en présence de glucose). Un exemple de séquence codant pour l'arabinase C est donné à SEQ ID NO:23.
La cassette objet de la présente invention est destinée à être utilisée dans une souche bactérienne qui présente un génotype araC+. Ainsi, la cassette peut être utilisée pour modifier toute souche bactérienne sous réserve que cette souche contienne dans son génome une copie du gène codant pour l'arabinase C.
A titre indicatif de souches bactériennes présentant un génotype araC+, on peut citer à titre non limitatif Escherichia coli, Klebsiella, Shigella, Salmonella, Citrobacter, Enterobacter, Cronobacter, Pantoea, Erwinia, Pectobacterium, Yersinia, Serratia.
Selon un aspect de la présente invention, la cassette d'expression présente une taille inférieure à 2500 paires de base, de préférence inférieure à 2000pb ou 1900pb. L'insertion de la cassette selon l'invention dans le génome bactérien ou dans un plasmide étant réalisée par recombinaison homologue, il est ainsi avantageux de disposer d'une cassette de petite taille qui est donc plus facilement manipulable.
La présente invention est basée sur la « recombinaison homologue ». La recombinaison homologue est un processus qui permet d'une part d'invalider un gène endogène, par perte physique de la séquence du gène ou d'une partie de la séquence du gène ou par insertion d'une séquence nucléotidique, ce qui conduit dans les deux cas à l'absence de la protéine codée par ce gène. Alternativement, la recombinaison homologue permet d'introduire une séquence d'ADN d'intérêt, visant à permettre son expression.
La recombinaison homologue permet un ciblage précis du processus d'échange, au sein du génome d'un organisme hôte ou dans le vecteur à modifier. Ce ciblage précis est rendu possible par sélection de séquences homologues entre le gène endogène de l'organisme hôte (à invalider ou à remplacer) ou du vecteur et la séquence nucléotidique exogène, permettant ainsi l'appariement des séquences puis l'échange de matériel génétique entre les deux séquences. Ainsi, l'échange se produit en un lieu déterminé, appelé locus, du génome hôte ou du vecteur, le locus étant choisi par le manipulateur.
Pour réaliser l'intégration par recombinaison homologue, on peut notamment utiliser le système lambda red. Ce système consiste en trois protéines : l'exonucléase lambda, qui digère progressivement l'extrémité 5' libre de l'ADN double brin ; la protéine beta, qui se lie à l'ADN simple brin et qui permet la reconnaissance du brin homologue et l'échange entre les deux brins; et la protéine gamma, qui lie l'enzyme bactérienne RecBCD et inhibe son activité (l'enzyme RecBCD étant responsable de la dégradation d'ADN linéaire entrant dans la cellule). Ces protéines induisent un état d'hyper-recombinaison dans certaines souches bactériennes, par exemple chez Escherichia coli, et cela conduit à augmenter la fréquence des événements de recombinaison. On peut par exemple utiliser un vecteur qui exprime les gènes lambda red. On peut alternativement utiliser une souche bactérienne qui exprime intrinsèquement les gènes lambda red. Le système lambda red permet la recombinaison homologue entre un ADN linéaire simple ou double brin et le chromosome ou un ADN circulaire type plasmide, grâce à de courtes séquences d'homologies (e.g. entre 40 et 50 pb). Ainsi, selon un aspect de la présente invention, ladite cassette d'expression se trouve sous forme d'un ADN linéaire double brin. Egalement selon un autre aspect de la présente invention, la séquence nucléotidique d'intérêt qui remplace la cassette d'expression selon l'invention dans le génome bactérien ou dans le vecteur à modifier, se trouve sous forme d'un ADN linéaire double brin.
La présente invention concerne également un vecteur comprenant une cassette d'expression selon la présente invention.
La présente invention concerne donc également des vecteurs pour la transformation d'un organisme hôte comprenant au moins une cassette d'expression selon la présente invention. Ce vecteur peut notamment correspondre à un plasmide, un cosmide, un Bac, un bactériophage ou un virus dans lequel est inséré une cassette d'expression selon l'invention. Les techniques de construction de ces vecteurs et d'insertion d'une cassette selon l'invention dans ces vecteurs sont bien connues de l'homme du métier. De manière générale, tout vecteur capable de se maintenir, de s'autorépliquer ou de se propager dans une cellule hôte peut être utilisé. L'homme du métier choisira les vecteurs appropriés en fonction de l'organisme hôte à transformer, et en fonction de la technique de transformation mise en œuvre.
Les vecteurs de la présente invention sont notamment utilisés pour transformer un organisme hôte en vue de la réplication du vecteur dans l'organisme hôte.
La présente invention concerne également un organisme hôte transformé avec une cassette d'expression selon l'invention ou un vecteur selon l'invention.
Par « organisme hôte », on entend en particulier selon l'invention tout organisme mono ou pluricellulaire, inférieur ou supérieur, en particulier choisi parmi les bactéries, les levures, les protistes, les cellules eukaryotes supérieures et les champignons.
La présente invention a également pour objet, un procédé de transformation d'un organisme hôte par intégration dans ledit organisme hôte d'au moins une cassette d'expression ou d'un vecteur selon l'invention. La cassette peut être intégrée dans le génome de l'organisme hôte ou se répliquer de manière stable dans l'organisme hôte. Les méthodes de transformation des organismes hôtes sont bien connus de l'homme du métier et largement décrits dans la littérature. Procédé de modification du génome bactérien
La présente invention concerne également un procédé de modification du génome d'une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, comprenant les étapes suivantes :
a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, b) on procède à l'intégration de ladite cassette au génome de ladite souche par recombinaison homologue,
c) on sélectionne les clones modifiés de ladite souche ayant intégré la cassette au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche, contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d) on procède à l'intégration par recombinaison homologue d'u ne séquence nucléotidique d'intérêt à la place de ladite cassette d'expression au sein des clones modifiés, et
e) on sélectionne les clones nouvellement modifiés ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt au moyen d'un milieu de culture riche, contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose.
Selon ce procédé objet de la présente invention, la souche bactérienne dont on souhaite la modification présente un génotype araC+, c'est-à-dire qu'elle comporte au moins une copie du gène codant pour l'arabinase C dans son génome. Avantageusement, la souche bactéreinne dont on souhaite la modification comporte une seule et unique copie du gène codant pour l'arabinase C dans son génome.
Selon une première étape, on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, c'est-à-dire une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD, ladite cassette ne comprenant pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C.
Alternativement à cette première étape, on dispose d'une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD. Selon cette alternative, la cassette d'expression peut contenir une séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C (par exemple SEQ ID NO:23 ou une séquence présentant un pourcentage d'identité d'au moins 80% avec SEQ ID NO:23). La deuxième étape du procédé consiste donc à procéder à l'intégration de la cassette d'expression selon l'invention au génome de ladite souche par recombinaison homologue. L'intégration étant réalisée par recombinaison homologue, la cassette d'expression utilisée comporte à ses extrémités des séquences, appelées séquences homologues, qui permettent l'appariement à des séquences du génome de la souche au locus d'intérêt, puis l'échange de matériel génétique entre les deux.
Pour réaliser cette étape d'intégration par recombinaison homologue, on peut, selon un aspect de l'invention, utiliser un système qui permet l'expression des gènes lambda red (ou Ared). On peut par exemple utiliser un vecteur qui permet l'expression des gènes lambda red. Des exemples de vecteurs exprimant les gènes lambda red sont les plasmides pSI M5, pSI M6, pSI M7, pSI M8, pSI M9, pSI M 1 7, pSIM18 et pSIM19. La plupart de ces plasmides ont des origines de réplication thermosensibles, c'est-à-dire qu'ils peuvent être éliminés de la bactérie lorsque celle-ci pousse à haute température (42°C). Ils peuvent donc être éliminés facilement de la bactérie après que la modification génétique ait été réalisée.
On peut alternativement utiliser une souche bactérienne qui exprime intrinsèquement les gènes lambda red. Un certain nombre de souche répondant à ce critère existent. Ces souches présentent toutes un phage lambda (ou mini-lambda) intégré au chromosome et stable, les gènes lambda red étant portés par ces phages lambda (ou mini-lambda). Des exemples de ces souches bactériennes sont DY380, N M1 100 et N M 1200. Les phages sont les phages lambda TetR, mini-lambda Kan, mini-lambda Tet, mini-lambda Ap, mini-lambda Cm.
Le système lambda red peut, par exemple, être placé sous contrôle d'un promoteur inductible, par exemple un promoteur thermo-sensible. Dans ce cas, un affinement de la température de culture permet de réguler l'expression des gènes lambda red. Par exemple, on peut utiliser une souche qui n'exprime pas les protéines lambda red dans une gamme de températures, et les exprime dans une autre gamme de températures, par exemple supérieures. A titre d'exemple d'un système lambda red placé sous contrôle d'un promoteur thermo-inductible, il est possible d'utiliser une souche qui lorsqu'elle est cultivée à une température comprise entre 28 et 32°C, par exemple à 30°C, n'exprime pas les protéines lambda red. Par contre, cette même souche cultivée à une température comprise entre 40 et 44°C, par exemple à 42°C pendant 10 à 20 minutes, par exemple environ 15 minutes (c'est-à-dire des conditions de culture « temps court, haute température »), exprime les protéines lambda red nécessaires à la recombinaison homologue en vue de l'intégration de la cassette d'expression au génome bactérien. La température de culture est ensuite de nouveau abaissée entre 28 et 32°C, par exemple 30°C, pour le reste de l'expérimentation (notamment détection des clones modifiés). Alternativement, selon un autre aspect de la présente invention, le système lambda red est placé sous contrôle d'un promoteur pLAC et dans ce cas, la culture de la souche selon cette étape du procédé, c'est-à- dire en vue de l'intégration de la cassette d'expression au génome bactérien , s'effectue en présence d'IPTG.
Selon une troisième étape, on sélectionne les clones modifiés de ladite souche ayant intégré la cassette au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche, contenant du glucose et en l'absence d'arabinose. La troisième étape du présent procédé consiste en une sélection positive.
Le procédé de l'invention utilise un milieu de culture riche, ce qui présente les avantages précédemment mentionnés et notamment rapidité de culture et donc d'obtention des résultats et suppression des faux-positifs. Par « milieu de culture riche » , on entend u n m il ieu de cu ltu re conten ant tous les éléments nécessaires à la croissance bactérienne. La présence du marqueur dans le milieu de culture permet de vérifier l'intégration effective de la cassette d'expression au génome. Ainsi le milieu de culture est par exemple supplémenté en kanamycine, si la séquence nucléotidique codant pour un marqueur est aphA. Le milieu de culture est, en outre, supplémenté en glucose qui permet de réprimer l'activité du promoteur pBAD. On peut selon la présente invention utiliser des concentrations en glucose qui varient entre 0,05% et 4%. Ainsi il n'y a pas d'expression de la protéine cytotoxique. Le milieu de culture ne contient pas d'arabinose, qui est un activateur du promoteur pBAD.
Dans une quatrième étape de ce procédé, on procède à l'intégration par recombinaison homologue d'une séquence nucléotidique d'intérêt à la place de ladite cassette d'expression au sein des clones modifiés. Par « séquence nucléotidique d'intérêt » , on entend une séquence nucléotidique qui permet la mutagénèse du génome sauvage ou l'insertion de systèmes rapporteurs. La mutagénèse peut par exemple consister à remplacer un unique nucléotide par un autre (cela est dû à la précision du système selon l'invention) ou remplacer plusieurs nucléotides. Elle peut également consister en la délétion de un ou plusieurs nucléotides. Enfin elle peut consister en l'addition d'un ou de plusieurs nucléotides. Elle peut par exemple consister en des fusions traductionnelles ou des fusions transcriptionnelles, en fonction du locus d'insertion. Par exemple, l'insertion de systèmes rapporteurs, comme le gène codant pour la Green Fluorescent Protein (GFP), en aval d'un promoteur (fusions transcriptionnelles) peut permettre de visualiser si un gène est transcrit ou ne l'est pas, et ce dans différentes souches mutantes. Les fusions transcriptionnelles peuvent également permettre de suivre la transcription d'un gène tout au long de la croissance bactérienne. L'insertion de systèmes rapporteurs, comme le gène codant pour la GFP, à l'intérieur d'une séquence codante (fusions traductionnelles), peut permettre de suivre la traduction d'une protéine tout au long de la croissance bactérienne, dans différentes souches, et de visualiser également la stabilité d'une protéine dans différentes conditions de croissance. Les insertions (ou fusions) doivent être très précises, elles doivent être faites au nucléotide près. En effet, pour les fusions traductionnelles, le cadre de lecture du gène rapporteur doit être intégré au cadre ouvert de lecture (ORF) du gène modifié.
Selon un aspect de la présente invention, la séquence nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à invalider un gène endogène de ladite souche, par exemple par délétion d'au moins un nucléotide dudit gène.
Se l on u n a utre a spect d e l a p résente i n ve nti o n , l a séq u en ce nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à introduire une séquence nucléotidique d'intérêt dans ladite souche, par exemple par remplacement ou ajout d'au moins un nucléotide dans un gène endogène de ladite souche, par exemple une étiquette ou un gène qui code pour la GFP.
De la même façon que dans la seconde étape du présent procédé, l'intégration étant réalisée par recombinaison homologue, la cassette nucléotidique d'intérêt comporte à ses extrémités des séquences homologues. Ces séquences homologues peuvent être identiques à celles utilisées dans la seconde étape du procédé. Dans ce cas, le procédé de modification du génome d'une souche bactérienne selon l'invention permet l'obtention de clones qui ne conservent aucun nucléotide de la cassette d'expression selon l'invention ; en d'autres mots, les clones obtenus selon le présent procédé ne présentent aucune cicatrice.
Pour réaliser cette étape d'intégration par recombinaison homologue, on peut, selon un aspect de l'invention, utiliser un système qui permet l'expression des gènes lambda red (ou Ared).
Ainsi, selon un aspect de la présente invention, on utilise un système permettant l'expression des gènes lambda red pour l'intégration par recombinaison homologue de l'étape b) et/ou de l'étape d).
Egalement selon un autre aspect de la présente invention, la culture de la souche selon l'étape b) et/ou selon l'étape d) s'effectue à une température comprise entre 40 et 44°C, par exemple à 42°C.
Dans une cinquième étape, on sélectionne les clones nouvellement modifiés ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt au moyen d'un milieu de culture riche, contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose. On peut selon la présente invention utiliser des concentrations en arabinose qui varient entre 0,05% et 4%. L'utilisation d'arabinose qui active le promoteur pBAD permet de sélectionner les seuls clones qui ont effectivement remplacé la cassette d'expression selon l'invention par la séquence nucléotidique d'intérêt. Cette cinquième étape du présent procédé consiste donc en une contre-sélection positive.
Ainsi la souche obtenue selon la présente invention présente la séquence d'intérêt, par exemple un gène d'intérêt, sans comporter de séquences codant pour un marqueur. On obtient ainsi une souche dite « markerless », avec tous les avantages associés.
Procédé de modification d'un vecteur
La présente invention concerne également un procédé de modification d'un vecteur par recombinaison in vivo dans une souche hôte bactérienne présentant un génotype araC+, comprenant les étapes suivantes :
a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, b) on co-transforme ladite souche hôte avec ladite cassette d'expression et ledit vecteur, de manière à permettre l'intégration de la cassette d'expression audit vecteur par recombinaison homologue,
c) on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteur modifié ayant intégré ladite cassette d'expression, au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d) on récupère ledit vecteur modifié,
e) on co-transforme une autre colonie de ladite souche hôte avec la séquence nucléotidique d'intérêt et ledit vecteur modifié,
f) on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteur nouvellement modifié ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt, au moyen d'un milieu de culture riche contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose, et g) on récupère ledit vecteur nouvellement modifié.
Le procédé objet de la présente invention permet donc de modifier un vecteur, par exemple un plasmide, un cosmide, un BAC, un bactériophage, un virus, par recombinaison homologue. Le procédé présente en outre l'avantage d'être réalisé in vivo, c'est-à-dire dans une souche bactérienne qui présente un génotype araC+, c'est-à-dire qu'elle comporte au moins une copie du gène codant pour l'arabinase C dans son génome. Ainsi, de manière avantageuse, il n'est pas nécessaire d'utiliser des enzymes de restriction et des ligases, qui sont généralement utilisées pour modifier des vecteurs in vitro, mais sont très coûteuses. De plus, la modification de vecteurs par recombinaison homologue et au moyen de la présente invention permet de réaliser des modifications très précises à différents endroits du vecteur (n'importe où ), ce q ui n'est pas possible avec les étapes de restriction/ligation in vitro, dépendantes de la place des sites de restriction sur le vecteur.
Selon une première étape, on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, c'est-à-dire une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD, ladite cassette ne comprenant pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C.
Alternativement à cette première étape, on dispose d'une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD. Selon cette alternative, la cassette d'expression peut contenir une séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C (par exemple SEQ ID NO:23 ou une séquence présentant un pourcentage d'identité d'au moins 80% avec SEQ ID NO:23).
La deuxième étape du procédé consiste donc à co-transformer ladite souche bactérienne hôte avec la cassette d'expression et le vecteur dont la modification est attendue. L'intégration étant réalisée par recombinaison homologue, la cassette d'expression utilisée comporte à ses extrémités des séquences, appelées séquences homologues, qui permettent l'appariement à des séquences du vecteur au locus d'intérêt, puis l'échange de matériel génétique entre les deux.
Pour réaliser cette étape d'intégration par recombinaison homologue, on peut, selon un aspect de l'invention, utiliser un système qui permet l'expression des gènes lambda red (ou Ared). On peut, par exemple, utiliser une souche bactérienne qui exprime intrinsèquement les gènes lambda red. Un certain nombre de souche répondant à ce critère existent. Ces souches présentent toutes un phage lambda (ou mini-lambda) intégré au chromosome et stable, les gènes lambda red étant portés par ces phages lambda (ou mini-lambda). Des exemples de ces souches bactériennes sont DY380, NM 1 100 et NM1200. Les phages sont les phages lambda TetR, mini- lambda Kan, mini-lambda Tet, mini-lambda Ap, mini-lambda Cm. Le système lambda red peut, par exemple, être placé sous contrôle d'un promoteur inductible, par exemple un promoteur thermo-sensible. Dans ce cas, un affinement de la température de culture permet de réguler l'expression des gènes lambda red. Par exemple, on peut utiliser une souche qui n'exprime pas les protéines lambda red dans une gamme de températures, et les exprime dans une autre gamme de températures, par exemple supérieures. A titre d'exemple d'un système lambda red placé sous contrôle d'un promoteur thermo-inductible, il est possible d'utiliser une souche qui lorsqu'elle est cultivée à une température comprise entre 28 et 32°C, par exemple à 30°C, n'exprime pas les protéines lambda red. Par contre, cette même souche cultivée à une température comprise entre 40 et 44°C, par exemple à 42°C pendant 10 à 20 minutes, par exemple environ 15 minutes (c'est-à-dire des conditions de culture « temps court, haute température »), exprime les protéines lambda red nécessaires à la recombinaison homologue en vue de l'intégration de la cassette d'expression au génome bactérien. La température de culture est ensuite de nouveau abaissée entre 28 et 32°C, par exemple 30°C, pour le reste de l'expérimentation (notamment détection des clones modifiés). Alternativement, selon un autre aspect de la présente invention, le système lambda red est placé sous contrôle d'un promoteur pLAC et dans ce cas, la culture de la souche selon cette étape du procédé, c'est-à- dire en vue de l'intégration de la cassette d'expression au génome bactérien, s'effectue en présence d'IPTG.
Dans une troisième étape, on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteur modifié ayant intégré ladite cassette d'expression, au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche contenant du glucose et en l'absence d'arabinose. La troisième étape du présent procédé consiste en une sélection positive.
Le procédé de l'invention utilise un milieu de culture riche, ce qui présente les avantages précédemment mentionnés et notamment rapidité de culture et donc d'obtention des résultats et suppression des faux-positifs. La présence du marqueur dans le milieu de culture permet de vérifier l'intégration effective de la cassette d'expression au vecteur. Le milieu de culture est, en outre, supplémenté en glucose qui permet de réprimer l'activité du promoteur pBAD. Ainsi il n 'y a pas d'expression de la protéine cytotoxique. Le m ilieu de culture ne contient pas d'arabinose, qui est un activateur du promoteur pBAD.
Par « milieu de culture riche », on entend un milieu de culture contenant tous les éléments nécessaires à la croissance bactérienne. Ce milieu de culture est supplémenté en glucose. On utilise des concentrations en glucose qui varient entre 0,05% et 4%. Selon une quatrième étape, on récupère ledit vecteur modifié.
Selon un aspect de la présente invention, on récupère le vecteur modifié par lyse bactérienne, par exemple au moyen de minipréparation ou miniprep. Par « minipréparation » o u « miniprep » , on entend le kit de biologie moléculaire qui permet d'extraire de petites quantités d'ADN plasmidique provenant de bactéries, par exemple Escherichia coli.
Selon une cinquième étape, on co-transforme une autre colonie de ladite souche hôte avec la séquence nucléotidique d'intérêt et ledit vecteur modifié. Par « séquence nucléotidique d'intérêt » , on entend u ne séq uence nucléotidique qui permet la mutagénèse du vecteur ou l'insertion de systèmes rapporteurs. La mutagénèse peut par exemple consister à remplacer un unique nucléotide par un autre (cela est dû à la précision du système selon l'invention) ou remplacer plusieurs nucléotides. Elle peut également consister en la délétion de un ou plusieurs nucléotides dans le vecteur. Enfin elle peut consister en l'addition d'un ou de plusieurs nucléotides dans le vecteur. Elle peut par exemple consister en des fusions traductionnelles ou des fusions transcriptionnelles, en fonction du locus d'insertion. Par exemple, l'insertion de systèmes rapporteurs, comme le gène codant pour la Green Fluorescent Protein (GFP), en aval d'un promoteur (fusions transcriptionnelles) peut permettre de visualiser si un gène est transcrit ou ne l'est pas, et ce dans différentes souches mutantes. Les fusions transcriptionnelles peuvent également permettre de suivre la transcription d'un gène tout au long de la croissance bactérienne. L'insertion de systèmes rapporteurs, comme le gène codant pour la GFP, à l'intérieur d'une séquence codante (fusions traductionnelles), peut permettre de suivre la traduction d'une protéine tout au long de la croissance bactérienne, dans différentes souches, et de visualiser également la stabilité d'une protéine dans différentes conditions de croissance. Les insertions (ou fusions) doivent être très précises, elles doivent être faites au nucléotide près. En effet, pour les fusions traductionnelles, le cadre de lecture du gène rapporteur doit être intégré au cadre ouvert de lecture (ORF) du gène modifié.
Selon un aspect de la présente invention, la séquence nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à invalider un gène du vecteur, par exemple par délétion d'au moins un nucléotide dudit gène.
Se l on u n a utre a spect d e l a p résente i n ve nti o n , l a séq u en ce nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à remplacer ou ajouter au moins un nucléotide dans un gène porté par le vecteur, par exemple une étiquette ou un gène qui code pour la GFP. Selon une sixième étape, on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteu r n ouvel lem ent mod ifi é ayant i ntégré lad ite séq uence nucléotidique d'intérêt, au moyen d'un milieu de culture riche contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose. L'utilisation d'arabinose qui active le promoteur pBAD permet de sélectionner les seuls clones porteurs d'un vecteur qui a effectivement remplacé la cassette d'expression selon l'invention par la séquence nucléotidique d'intérêt. Cette sixième étape du présent procédé consiste donc en une contre- sélection positive.
Le milieu de cu lture riche uti lisé pou r cette étape du procédé est supplémenté en arabinose. On utilise des concentrations en arabinose qui varient entre 0,05 et 4%.
Selon une septième étape, on récupère ledit vecteur nouvellement modifié. On peut également réaliser cette étape au moyen d'une miniprep.
Les vecteurs, par exemple plasmides, ainsi obtenus peuvent être ensuite utilisés dans des organismes eucaryotes ou procaryotes.
Procédé de production
La présente invention concerne également un procédé de production d'une molécule d'intérêt par une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, comprenant les étapes suivantes :
a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, b) on procède à l'intégration de ladite cassette au génome de ladite souche par recombinaison homologue,
c) on sélectionne les clones modifiés de ladite souche ayant intégré la cassette au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche, contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d) on procède à l'intégration par recombinaison homologue d'u ne séquence nucléotidique d'intérêt à la place de ladite cassette d'expression au sein des clones modifiés,
e) on sélectionne les clones nouvellement modifiés ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt au moyen d'un milieu de culture riche, contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose, et
f) on produit la molécule d'intérêt au moyen des clones nouvellement modifiés. P a r « molécule d'intérêt », on entend notamment alcool, protéine, peptide, médicament, antibiotique, solvant et acide aminé.
Selon une première étape, on dispose d'une cassette d'expression selon l'invention, c'est-à-dire une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD, ladite cassette ne comprenant pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C.
Alternativement à cette première étape, on dispose d'une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD. Selon cette alternative, la cassette d'expression peut contenir une séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C (par exemple SEQ I D NO:23 ou une séquence présentant un pourcentage d'identité d'au moins 80% avec SEQ ID NO:23).
Utilisations
La présente invention concerne également l'utilisation d'une cassette d'expression selon l'invention ou d'un vecteur recombinant selon l'invention pour modifier une souche bactérienne présentant un génotype araC+ , par exemple Escherichia coli. La souche modifiée peut ensuite être utiliser pour la production d'une molécule d'intérêt, par exemple un acide aminé, une protéine ou un solvant.
Alternativement la présente invention concerne l'utilisation d'une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle d udit promoteur pBAD, pour modifier une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli.
La présente invention concerne également l'utilisation d'une cassette d'expression selon l'invention ou d'un vecteur recombinant selon l'invention pour mod ifier un vecteur, par exemple un plasmide, dans u ne souche bactérien ne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli.
Alternativement la présente invention concerne l'utilisation d'une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD, pour modifier un vecteur dans une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli. Kit
La présente invention concerne également un kit, ou une trousse, comprenant une cassette d'expression selon l'invention.
Alternativement la présente invention concerne un kit comprenant une cassette d'expression qui comprend une séquence nucléotidique codant pour un marqueur, un promoteur pBAD, et une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD.
Selon un aspect de la présente invention, le kit comprend également une notice détaillée indiquant le protocole de modification du génome de la souche ou le protocole de modification du vecteur dans la souche bactérienne.
Selon un autre aspect de l'invention, le kit comprend au moins l'un des éléments suivants : du glucose, de l'arabinose, des amorces qui s'hybrident à chaque extrémité de la cassette et qui permettent son amplification par PCR, les souches ou les plasmides permettant l'expression des gènes lambda red.
Description des séquences
SEQ ID NO:1 : Séquence nucléotidique du promoteur pBAD de la souche E. coli K12 (numéro d'accession OP00302, nucléotides 70049 au nucléotide 70438 sur ce chromosome)
SEQ ID NO:2-22 : séquences des amorces utilisées dans la partie expérimentale SEQ I D NO:23 : séquence nucléotidique de la protéine arabinase C de la souche £. coli K12 (numéro d'accession EG10054 EcoCyc, nucléotides 70387 à 71265) Description des figures
Figure 1 : exemples de procédés selon l'invention
Figure 2 : cassette Kn-pBADccdB
A. Les fragments d'ADN Kn, pBAD et ccdB, amplifiés par PCR, ont été assemblés par une PCR fusion, et insérées dans le gène cya.
B. La souche CR200 (cya::Kn-pBADccc/S) pousse très bien sur milieu riche contenant du glucose, mais pas du tout sur milieu riche contenant de l'arabinose. C. Le phénotype cya de différentes souches a été testé sur milieu minimum M9 contenant soit du glucose soit du maltose.
1 . Souche WT - 2. CR200 - 3. Souche WT avec fragment Cya4-5 - 4. Souche WT avec fragment Cya1 -3 - 5. Souche WT avec fragment Cya1 -2 - 6. CR202 (cyaG60D) - 7. CR203 (cyaA(241 -771 )) - 8. CR205 (cya: :PLtet01 -cherry). Figure 3 : Construction de la cassette Kn-pBADccdB
Figure 4 : différentes constructions cya
A. Des fragments PCR de différente taille et séquence ont été générés et électroporés dans la souche CR204 (cya::Kn-pBADccc/S). La cassette ccdB est représentée par une rectangle noir dans le gène cya.
B. Après électroporation, les bactéries sont étalées sur milieu riche contenant de l'arabinose. Un contrôle négatif (électroporation sans ADN) a été réalisé de façon concomitante.
C. Chaque construction a été vérifiée par PCR avec des amorces Cya1 et Cya2: 1 . souche WT ; 2. Souche WT reconstruite cya ; 3. cya::PLtetoi-c/?er/y ; 4. Delcya ; 5. cyaG60D ; 6. cya::Kn-pBADccc/e.
Figure 5 : Ingénierie d'un plasmide avec la cassette Kn-pBADccdB
Le plasmide pQE80L présente une taille de 4751 pb et présente un unique site de restriction Bam H I . La cassette Kn-pBADccc/S a été insérée par recombinaison homologue dans le plasmide, en remplacement de la cassette sans promoteur Cm (éliminant le gène à partir de l'ATG jusqu'au codon Stop). Cela a conduit au plasmide pQE80::Kn-pBADccc/S. La cassette ccdB a un unique site de restriction BamHI, son insertion conduisant donc à un plasmide avec deux sites de restriction BamHI.
Un longue amorce ADN simple brin (100 nucléotides) dont la séquence correspond au 50 nucléotides en amont de l'ATG de la cassette Cm fusionnés au 50 nucléotides en aval du codon stop (DelCm) a été insérée par recombinaison homologue dans le plasmide pQE80::Kn-pBADccc/S, éliminant la cassette Kn-pBADccc/S ce qui a conduit au plasmide pQE80DCm. Chaque plasmide (1 , 2 and 3) a été vérifié par digestion en utilisant BamHI.
Matériel et méthodes
1 . Conditions de culture, milieux et réactifs
Les bactéries sont cultivées à 37°C ou 30°C, sur milieu de culture riche ou sur milieu de culture M9 minimum supplémenté avec 2 mM de MgS04, 0.0005% de thiamine, 0.1 mM de CaCI2 (Maniatis et al., 1982). Les antibiotiques suivants sont ajoutés si requis : kanamycine (50 g/ml), chloramphénicol (30 g/ml), ampicilline (50 g/ml), tétracycline (25 Mg/ml).
Le promoteur pBAD est réprimé en présence de glucose et induit en présence d'arabinose. Le phénotype cya est testé en cultivant les souches sur milieu minimum M9 contenant du maltose ou du glucose. Les antibiotiques et autres produits ont été achetés auprès de Sigma Aldrich. Les enzymes de restriction ont été achetées auprès de Fermentas. Deux Taq polymerase différentes ont été utilisées pour la PCR : PH USION H I GH-FIDELITY (Fi n nzymes) pou r les PC R fusion , et AMPLITAQ POLYMERASE (Applied Biosystems, USA), pour les PCR simples. 2. Procédures génétiques, souches bactériennes et plasmides
Les amorces utilisées sont listées au tableau 1 ci-dessous.
Les intégrations sont réalisées par la méthode de transformation d'ADN linéaire (λ red recombineering, Yu et al., 2000). Cette méthode est basée sur l'utilisation de fragments PCR ou oligonucléotides ayant à chaque extrémité de petites régions homologues (50pb) à des séquences d'ADN cibles. Le fragment PCR linéaire est ensuite introduit dans des cellules compétentes exprimant de façon transitoire les fonctions λ red. Ont été utilisés pour les expériences de recombinaison : 1/ la souche NM1 100 portant un mini-λ red simplifié (N. Majdalani, NIH) ou 21 le plasmide pSIM5 exprimant les gènes λ red. Dans les deux systèmes, les gènes λ red sont sous contrôle du promoteur pL thermo-sensible (gènes du phage réprimés à basse température et dé-réprimés à haute température). Après un passage à 42°C pendant 1 5 minutes pour exprimer les fonctions red , les cellules électrocompétentes sont préparées tel que décrit dans Sharan et al., 2009. Les quantités d'ADN electroporées étaient les suivantes : 100 ng d'ADN linéaire pour l'ingénierie sur chromosome, et 100 ng de plasmide et 700 ng d'ADN linéaire pour l'ingénierie sur plasmide.
séquences des amorces utilisées dans la construction des plasmides et
Figure imgf000027_0001
cassette Kn-pBADccc/S a été construite comme suit, tel que montré à la figure 3 : la cassette Kn de la souche BW251 13 trkH::kn (Keïo collection, Baba et al., 2006) a été amplifiée en utilisant l'amorce forward Cya-Kn2 et l'amorce reverse P6Kn-pBAD ;
le promoteur pBAD a été amplifié à partir de la souche sauvage MG1655 en utilisant l'amorce forward pBAD1 et l'amorce reverse araB-atg ;
le gène ccdB a été amplifié à partir du plasmide pEST14 (Invitrogen) en utilisant l'amorce forward pBAD-ccdB et une amorce réverse cya-ccdB.
De manière à réunir les trois fragments, une PCR a été conduite en utilisant une amorce forward Cya4 et une amorce réverse Cya5 et avec 50 ng de chacun des trois fragments.
Le produit PCR (cassette Kn-pBADccc/S, 1873 pb) a été purifié et électroporé dans les cellules NM1 100 qui sont induites à la chaleur et électrocompétentes. Après électroporation, les bactéries sont récupérées dans 1 ml de milieu riche-glucose, et incubées avec aération à 30°C. Après une période de récupération, les bactéries sont diluées dans du milieu milieu riche-Kn-glucose, et incubées pendant la nuit à 30°C. Les cellules sont ensuite étalées sur un milieu riche-Kn-glucose et incubées toute la nuit à 30°C pour augmenter les chances de maintenir les mini- λ red pour la prochaine étape. Quelques colonies KnR ont été purifiées et testées pour leur sensibilité à l'arabinose. Pour vérifier que la cassette est insérée au site correct du chromosome (dans le gène cya), les colonies sélectionnées pour être KnRaras ont été étalées sur milieu minimum M9 contenant du maltose comme seule source de carbone. Un clone KnR aras Mal" a été sélectionné comme une souche correcte N M 1 1 00 cya: : Kn- pBADccc/S (CR200). La construction Kn-pBADccc/S a ensuite été vérifiée par PCR et séquencée.
La cassette Kn-pBADccc/S peut être amplifiée à partir de la souche CR201 et ensuite insérée n'importe où dans le chromosome E.coli ou dans n'importe quel plasmide en utilisant les amorces KN1 ou CCDB1 , avec les 50 nucléotides nécessaires pour la recombinaison homologue au locus désiré, attaché à chaque terminaison 5' de chaque amorce.
4. Test de la fonctionnalité de la cassette Kn-pBADccdB comme marqueur de contre- sélection
Obtenir différentes constructions cya
La souche CR201 a été transformée avec le plasmide pSIM5 (Datta et al., 2006) pour plusieurs expérimentations de recombinaison, pour conduire à la souche CR204. Nous avons d'abord obtenu plusieurs fragments PCR dans le but de modifier le gène cya : de manière à renverser le phénotype cya de la souche CR204, différents fragments PCR du gène cya ont été amplifiés à partir de la souche sauvage MG1655 avec :
- l'amorce forward Cya4 et l'amorce reverse Cya5 (fragment Cya4-5),
l'amorce forward Cya1 et l'amorce reverse Cya2 (fragment Cya 1 -2), l'amorce forward Cya1 et l'amorce reverse Cya3 (fragment Cya 1 -3).
Voir la figure 4A pour la position de chacune de ces amorces Cya.
De plus, pour insérer une mutation ponctuelle dans le gène cya (souche CR202), nous avons amplifié une première partie de ce gène à partir de la souche sauvage MG1655 avec une amorce forward Cya1 et une une amorce reverse CyaG60D (en introduisant un codon codant pour l'acide aspartique à la place d'un codon glycine à la position 60) (PCR1 ). L'autre partie de cya était amplifiée en utilisant une amorce CyaG60D (étant le complémentaire réverse de CyaG60D2) et une amorce réverse Cya3 (PCR2). Voir la figure 4A pour la position de chaque amorce. Les deux produits PCR obtenus à partir de PCR1 et PCR2 ont été mélanges et soumis à un second cycle de PCR avec les amorces forward Cya1 et reverse Cya3, générant ainsi un fragment PCR avec le gène mutant cya.
Pour supprimer une partie du gène cya (à partir du nucléotide 241 à 771 , souche CR203), nous avons utilisé une amorce ADN simple-brin longue, ladite séquence correspondant aux 50 nucléotides en aval de la position 241 , fusionnée aux 50 nucléotides en amont de la position 771. Au final, pour insérer la cassette rapporteur (PLtetOI -cherry) dans le gène cya (souche CR205), nous avons amplifié la cassette à partir du plasmide pZA-tet-Cherry, avec l'amorce forward Cya-pTet(pZA), et l'amorce reverse Cya-Term(pZA). Un codon stop a été introduit entre la séquence cya et la séquence plasmidique dans l'amorce Cya-pTET(pZA).
Chacun de ces fragments ADN a été purifié et électroporé dans les cellules CR204 induites à la chaleur et électrocompétentes. Après électroporation, les cellules ont été diluées dans du milieu riche-glucose pour récupération, et incubées avec aération à 30°C. Les bactéries ont ensuite été étalées sur milieu riche-arabinose, et incubées toute la nuit à 30°C. Les colonies AraR ont été purifiées et testées pour leur croissance sur milieu maltose et perte de KnR, et le gène cya a été séquencé.
5. Manipulation génétique du plasmide pQE80L
Voir Figure 5 La cassette Kn-pBADccc/S a d'abord été amplifiée à partir de la souche CR201 avec l'amorce forward Cm(pQE80)-KN1 et l'amorce reverse Cm(pQE80)-ccdB1 . Le fragment PCR a été co-électroporé avec le plasmide pQE80L, dans des souches N M 1 1 00 indu ites à la chaleur et électrocompétentes. Après électroporation, les bactéries ont été récupérées dans du milieu riche-glucose, et incubées avec aération à 30°C. Après la période de récupération, les bactéries ont été diluées dans du milieu riche-Kn-glucose, et incubées toute la nuit à 30°C. Les bactéries ont été étalées sur milieu riche-Kn-Ap-glucose et incubées toute la nuit à 30°C. Les colonies ApRKnR ont été purifiées et testées pour leur sensibilité à l'arabinose. L'ADN plasmidique a été extrait par mini-prep à partir d'un clone ApRKnRAras. Pour éviter tout mélange entre le pQE80L original et le nouveau pQE80 (Kn-pBADccc/S), nous avons transformé à nouveau la souche NM1 100 avec très peu de quantité d'ADN à partir de la mini-prep (environ 1 μg) sélectionné à nouveau un clone ApRKnRAras et extrait à nouveau l'ADN plasmidique à partir de ce clone. Nous avons ensuite obtenu un stock pur de pQE80(Kn-pBADccc/S). Dans cette construction, la cassette Kn-pBADccc/S remplace la cassette de résistance Cm du plasmide pQE80L (à partir de l'ATG jusqu'au codon STOP, figure 5).
Pour supprimer la cassette Cm, nous avons utilisé une amorce ADN simple-brin longue (environ 100 nt) ladite séquence correspondant aux 50 nt en amont de l'ATG de la cassette Cm fusionnés aux 50 nt en aval du codon STOP (pQE80DelCm). L'amorce a été co-électroporée avec le plasmide pQE80(Kn-pBADccc/S) dans des souches NM1 100 induites à la chaleur et électrocompétentes. Après électroporation, les cellules ont été diluées dans du milieu riche-glucose pour récupération, et incubées avec aération à 30°C. Les bactéries ont ensuite été étalées sur milieu riche- Ap-arabinose, et incubées toute la nuit à 30°C. Les colonies AraRApR ont été purifiées et testées pour leur perte de résistance à la résistance Kn. L'ADN plasmidique a été extrait en utilisant des mini-prep à partir d u clone ApRKnsAraR et les plasmides obtenus pQE80DelCm ont été séquencés.
Résultats et discussion
1 . Design, construction et test de la cassette Kn-pBADccc/5
Nous avons généré une cassette de répression/activation pBAD-ccdB par PCR fusion, en clonant le gène ccdB en aval du promoteur pBAD et une cassette de résistance Kn en amont de pBAD résultant en une construction qui a été appelée Kn-pBADccdB (voir Matériel et Méthodes, Figure 2A). Le promoteur pBAD a été amplifié directement à partir du chromosome de la souche E. coli MG1655.
Il convient de noter que le promoteur pBAD a été cloné sans le gène araC conformément à la présente invention. En effet, deux copies de ce gène conduisent à une mauvaise répression du promoteur, ce même en présence de glucose. Une seule copie du gène araC permet d'obtenir l'activation attendue du promoteur pBAD.
Nous avons choisi d'insérer la cassette Kn-pBADccdB, objet de la présente invention, en utilisant la méthode λ red dans le gène cya de la bactérie E.coli qui code pour l'adenylate cyclase. L'insertion élimine une portion de cya (à partir du nucléotide 241 jusqu'au nucléotide 771 , Figure 2A). Une souche délétée pour cya a un phénotype facile à tester : pas de croissance sur milieu minimum contenant du maltose comme seule source de carbone (ou d'autres sucres PTS), et de petites colonies sur milieu solide comparées à une souche WT. Nous avons décidé de toujours aditionner du glucose dans le milieu de culture, afin de bien réprimer pBAD, dans la mesure où une petite quantité de protéine CcdB dans la cellule est délétaire et conduit à des mutations chromosomiques. Nous avons ensuite sélectionné l'insertion de la cassette dans le chromosome sur milieu riche-Kn-glucose (voir Matériel et Méthodes). Nous avons obtenu des dizaines de clones KnR, que nous avons étalés à nouveau sur milieu riche-Kn-glucose et milieu riche-arabinose. 100% des clones KnR ne croissent pas sur arabinose (sont sensibles à l'arabinose, aras). Les résultats pour un tel clone sont montrés à la figure 2B. L'expression de la toxine CcdB est donc bien réprimée sur glucose et très bien activée sur milieu arabinose conduisant à la mort cellulaire. De plus, aucune croissance n'a été observée sur milieu maltose pour les bactéries porteuses de la cassette Kn-pBADccc/S comparée à la souche WT, ce qui indique que la cassette était correctement insérée dans le gène cya (Figure 2C).
La cassette était donc parfaitement régulée et la souche NM1 100 cya::Kn-pBADccdB avait les phénotypes attendus. L'étape suivante a été de tester si elle pouvait être utilisée comme marqueur de contre-sélection positive.
2. Validation expérimentale de la cassette Kn-pBADccc/5 comme contre-sélection positive en vue de l'ingénierie génétique dans le chromosome E.coli
Pour tester l'abilité de la cassette Kn-pBADccc/S à être utilisée comme cassette de contre-sélection, nous avons tenté d'obtenir plusieurs constructions dans le gène cya : (i) une réversion vers le gène cya WT, (ii) une déletion d'une portion nucléotidique comprise entre 241 et 771 du gène cya,
(iii) une mutation ponctuelle dans le gène cya,
(iv) l'insertion d'une cassette rapporteur dans le gène cya (Figure 4).
A cette fin, nous avons utilisé la souche CR104 (MG1655 cya::Kn-pBADccdB/pSIM5). Différents fragments PCR (voir plus bas) ont été électroporés dans les bactéries pour obtenir des souches cya correctes : après électroporation et une nuit de récupération sur milieu riche contenant du glucose, les cellules ont été étalées sur milieu riche- arabinose pou r contre-sélectionner contre la cassette ccdB (voir Matériel et Méthodes).
(i) Pour l'expérience reverse, nous avons utilisé différentes tailles d'amplification PCR dans le gène cya (voir Matériel et Méthodes et Figure 4) de manière à estimer celle qui donnerait le meilleur taux de réussite.
Tel que montré à la Figure 4B, ont donné une épaisse marque de colonies AraR : un petit fragment correspondant presque exactement à la région déletée cya par l'insertion de Kn-pBADccdB (Cya4-5), ou de plus grands fragments (Cya1 -3, Cya1 -2). 100% des clones araR étaient Kns, indiquant que la cassette Kn-pBADccdB a été correctement éliminée. De plus, 100% des clones araR Kns ont poussé sur milieu minimum contenant du maltose comme seule source de carbone : ils étaient sauvages pour le phénotype cya (Figure 2C, souches 3, 4 et 5). De manière à être sûrs d'avoir des révertants de la souche CR104 et non une contamination avec une autre souche E.coli sauvage, nous avons testé la résistance des clones au chloramphénicol (le pSI M5 portant une cassette Cm). Tous les clones araR Kns Mal+ ont été testés pour leur CmR (donnée non montrée). Finalement, plusieurs révertants ont été séquencés pour confirmer à nouveau la séquence cya. Tous étaient sauvages pour le gène cya.
(ii) Pour la délétion d'une partie du gène cya, nous avons électroporé la souche CR104 avec un oligonucléotide de 100 nt (DelCya). La séquence de l'amorce était composée de 50 nucléotides en aval du site d'insertion de la cassette Kn-pBADccc/S, liée aux 50 nucléotides en amont de ce site. Très peu de colonies araR ont poussé sur milieu riche-arabinose après électroporation (Figure 4B) : 60% de ces clones étaient Kns. 100% des clones AraR Kns n'ont pas poussé sur milieu minimum contenant du maltose et avaient une séquence délétée pour cya correcte (Figure 2C, souche 7). (iii) Nous avons introduit une mutation ponctuelle dans le gène cya en électroporant la souche CR104 avec un fragment d'ADN portant un codon GAC, codant pour l'acide aspartique à la position 60, à la place d'un codon GGC codant une acide aminée glycine. Nous avons choisi cette mutation car Amin et Peterkofsky (1992) ont montré qu'une enzyme mutante CyaG60D était moins active. Nous avons obtenu plusieurs colonies AraR (Figure 4B) : 50% de ces colonies AraR avaient une mutation exacte dans le gène cya après séquençage. Une de ces souches cya mutantes a été étalée sur milieu minimum maltose mais de façon non prévue, elle a bien poussé (Figure 2C, souche 6), montrant que la souche avec une Adenylate cyclase moins active ne présentait pas un phénotype cya. (iv) Le dernier test était l'insertion d'une construction rapporteur dans le gène cya. Nous avons choisi une construction que nous avions déjà dans le laboratoire sur un plasmide pZA (Lutz et Bujard, 1997) : le gène rapporteur cherry cloné en aval du promoteur PLtetO-1 . Sans le répresseur Tet, le promoteur PLtetO-1 est complètement actif et la forte expression du gène cherry donne des bactéries rouges. Les amorces forward et reverse pour amplifier la cassette PLtetO-1 -cherry ont été dessinées de manière à porter des homologies au gène cya de 50 nucléotides juste avant et après le site d'insertion de la construction Kn-pBADccdB (Figure 4A). Après électroporation de la souche CR104, nous avons obtenu des colonies AraR (Figure 4B). Seulement 20% de ces colonies étaient rouges, avec une cassette rapporteur à la bonne place dans le gène cya. Ceci a été confirmé par le séquençage et aussi l'étalement de la colonie rouge sur milieu minimum maltose (Figure 2C, souche 8) : la souche n'a pas poussé.
Au final, nous avons fait deux contrôles :
a) Nous avons réalisé une électroporation de la souche CR104 sans ADN, de manière à avoir un contrôle négatif. Comme montré sur la Figure 4B (no DNA), seules deux colonies ont poussé sur milieu riche arabinose. La contre-sélection en utilisant notre cassette ccdB est donc puissante dans la mesure où nous n'avons pas obtenu de faux positifs.
b) Nous avons électroporé le fragment Cya2 dans la souche CR201 ((cya::Kn- p ADccdB mais sans les gènes λ red) : contrairement à la souche CR204, aucun clone araR n'a été récupéré (données non montrées) montrant que l'efficacité de la cassette Kn-pBADccc/S est strictement dépendante du système de recombinaison λ red. Il est donc possible, du fait de la cassette Kn-pBADccc/S, de manipuler à loisir et de manière très efficace le chromosome d'E.coli.
3. Ingénierie d'un plasmide avec la cassette Kn-pBADccdB - Figure 5
Le plasmide pQE80L (Qiagen) est très largement utilisé pour surproduire les protéines. Ce plasmide a une cassette de résistance Cm qui est sans promoteur, et qui n'est pas utile dans certaines expériences. Cette cassette conduit à une légère résistance à Cm qui peut interférer avec certaines des constructions de nos souches. Nous avons décidé d'éliminer cette cassette Cm en utilisant du remodeling d'ADN par le biais de la cassette Kn-pBADccc/S. Dans ce but, la cassette a été amplifiée avec deux amorces portant chacune 50pb d'homologie au pQE80, ce qui a permis son intégration par recombinaison dans ce plasmide, entre l'ATG et le codon STOP de la cassette Cm (voir la Figure 5A). Un clone KnRApR (NM1 100/pQE80::Kn-pBADccc/S) a été récupéré sur milieu riche-Kn-Ap-glucose et le plasmide a été purifié et vérifié par digestion. Dans une seconde étape de recombinaison, un oligonucléotide simple-brin 100-mer (les mêmes 50 nucléotides des homologies en amont et en aval comme dans la cassette) a été coélectroporé avec le nouveau plasmide pQE80::Kn-pBADccc/S dans NM 1 100, et les recombinants ont été récupérés sur milieu riche Ap-arabinose. Dix clones ApRaras ont été ch oisis et l'AD N a été extrait : les d ix plasmides (pQE80DCm) ont exactement la taille attendue et le profil de digestion correct (Figure 5). Quatre d'entre eux ont été séquencés et les séquences étaient toutes correctes, avec le nucléotide juste avant l'ATG de la cassette Cm fusionnée à celui juste après le codon STOP . Le taux de succès de la contre-sélection positive médiée par Kn- pBADccc/S était donc de 100% dans ce cas.

Claims

REVENDICATIONS
1 . Cassette d 'expression pou r la mod ification par recom bi naison homologue du génome d'une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, ou pour la modification par recombinaison homologue d'un vecteur dans ladite souche, ladite cassette comprenant :
une séquence nucléotidique codant pour un marqueur,
un promoteur pBAD, et
une séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique sous contrôle dudit promoteur pBAD,
caractérisée en ce que ladite cassette ne comprend pas de séquence nucléotidique codant pour l'arabinase C.
2. Cassette selon la revendication 1 , selon laquelle ledit promoteur pBAD présente une séquence dont le brin complémentaire s'hybride à SEQ ID NO:1 de manière sélective.
3. Cassette selon la revendication 1 ou 2, selon laquelle la séquence dudit promoteur pBAD présente au moins 80% d'identité avec SEQ ID NO:1.
4. Cassette selon l'une quelconque des revendications précédentes, selon laquelle la séquence nucléotidique codant pour une protéine cytotoxique code pour une protéine choisie dans le groupe consistant en un membre de la famille de toxines de type Rel/ParE (e.g. RelE_K12, RelE307, HigB, PasB, StbE, YoeB, Txe, YafQ, ParERK2, ParE 1 , ParE3), u n mem bre d e l a fa m i l le de toxi nes d e type CcdB/MazF (e.g. CcdBF, CcdBois?, MazF, YdcE, PemK, ChpBK), un membre de la famille de toxines de type VapC (i.e. VapC, MvpT), un membre de la famille des toxines de type GinA, un membre de la famille de toxines de type Doc, un membre de la famille de toxines de type GinC, un membre de la famille de toxines de type Zeta, un membre de la famille de toxines de type YafO, un membre de la famille de toxines de type HipA, un membre de la famille de toxines de type GinB, un membre de la famille de toxines de type GinD et un membre de la famille de toxines de type VapD.
5. Cassette selon l'une quelconque des revendications précédentes, selon laquelle ladite cassette d'expression se trouve sous forme d'un ADN linéaire double brin.
6. Cassette selon l'une quelconque des revendications précédentes, selon laq uel le lad ite séq uence n ucléotid iq ue codant pou r u n marqueu r est sélectionnée parmi les gènes de résistance à un antibiotique, les marqueurs colorés, les marqueurs fluorescents et les marqueurs d'auxotrophie.
7. Vecteur comprenant une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 1 à 6.
8. Organisme hôte transformé avec une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 1 à 6 ou un vecteur selon la revendication 7.
9. Procédé de modification par recombinaison homologue du génome d'une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, comprenant les étapes suivantes :
a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 1 à 6,
b) on procède à l'intégration de ladite cassette au génome de ladite souche par recombinaison homologue,
c) on sélectionne les clones modifiés de ladite souche ayant intégré la cassette au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche, contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d ) on procède à l' intégration par recom bi naison homologue d'une séquence nucléotidique d'intérêt à la place de ladite cassette d'expression au sein des clones modifiés, et
e) on sélectionne les clones nouvellement modifiés ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt au moyen d'un milieu de culture riche, contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose.
10. Procédé selon la revendication 9, selon lequel on utilise un système permettant l'expression des gènes lambda red pour l'intégration par recombinaison homologue de l'étape b) et/ou de l'étape d).
1 1 . Procédé selon l'une des revendications 9-10, selon lequel la culture de la souche selon l'étape b) et/ou selon l'étape d) s'effectue à une température comprise entre 40 et 44°C, par exemple à 42°C.
12. Procédé selon l'une quelconque des revendications 9-1 1 , selon lequel la séquence nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à invalider un gène endogène de ladite souche, par exemple par délétion d'au moins un nucléotide dudit gène.
13. Procédé selon l'une quelconque des revendications 9-1 1 , selon lequel la séquence nucléotidique d'intérêt est choisie de manière à remplacer ou ajouter au moins un nucléotide dans un gène endogène de ladite souche, par exemple une étiquette ou un gène qui code pour la GFP.
14. Procédé de modification d'un vecteur par recombinaison homologue in vivo dans une souche hôte bactérienne présentant un génotype araC+, comprenant les étapes suivantes :
a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 1 -6,
b) on co-transforme ladite souche hôte avec ladite cassette d'expression et ledit vecteur, de manière à permettre l'intégration de la cassette d'expression audit vecteur par recombinaison homologue,
c) on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteur modifié ayant intégré ladite cassette d'expression, au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d) on récupère ledit vecteur modifié,
e) on co-transforme une autre colonie de ladite souche hôte avec la séquence nucléotidique d'intérêt et ledit vecteur modifié, de manière à permettre l'intégration de la séquence n ucléotidiq ue d 'intérêt aud it vecteur modifié par recombinaison homologue,
f) on récupère les bactéries transformées qui possèdent le vecteur nouvellement modifié ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt, au moyen d'un milieu de culture riche contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose, et g) on récupère ledit vecteur nouvellement modifié.
15. Procédé de production d'une molécule d'intérêt par une souche bactérienne présentant un génotype araC+, par exemple Escherichia coli, comprenant les étapes suivantes : a) on dispose d'une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 1 à 6,
b) on procède à l'intégration de ladite cassette au génome de ladite souche par recombinaison homologue,
c) on sélectionne les clones modifiés de ladite souche ayant intégré la cassette au moyen dudit marqueur et d'un milieu de culture riche, contenant du glucose et en l'absence d'arabinose,
d) on procède à l'intégration par recombinaison homologue d'u ne séquence nucléotidique d'intérêt à la place de ladite cassette d'expression au sein des clones modifiés,
e) on sélectionne les clones nouvellement modifiés ayant intégré ladite séquence nucléotidique d'intérêt au moyen d'un milieu de culture riche, contenant de l'arabinose et en l'absence de glucose, et
f) on produit la molécule d'intérêt au moyen des clones nouvellement modifiés.
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